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. BIOLOGÍA CELULAR Y MOLECULAR Capítulo 12. Control de la expresión génica BIOLOGÍA CELULAR Y MOLECULAR Capítulo 1. Introducción al estudio de la biología celular y molecular

Control de la expresión génica

Capítulo 12

12.1 Control de la expresión génica en bacterias 12.2 Control de la expresión génica en organismos

eucariotas: estructura y función del núcleo celular 12.3 Aspectos generales de la regulación génica en

organismos eucariotas 12.4 Control de la transcripción

12.5 Control del procesamiento del RNA 12.6 Control de la traducción 12.7 Control postraduccional: determinación de la

estabilidad de las proteínas PERSPECTIVA HUMANA: Aberraciones cromosómicas y enfermedades humanas

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. BIOLOGÍA CELULAR Y MOLECULAR Capítulo 12. Control de la expresión génica

Figura 12.1 Cinética de la inducción de galactosidasa β en E. coli. Cuando se agrega un galactósido β como la lactosa a un cultivo de estas bacterias, la producción de mRNA para generar la enzima galactosidasa β comienza de manera muy rápida, cerca de un minuto después de la aparición de la proteína, cuya concentración se incrementa con rapidez. La remoción del inductor conduce a una caída súbita del nivel del mRNA, lo que refleja su pronta degradación. Luego, los niveles de la enzima se estabilizan porque ya no se sintetizan nuevas moléculas.

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Figura 12.2 Organización de un operón bacteriano. Las enzimas que conforman una vía metabólica son codificadas por una serie de genes estructurales que residen en un ordenamiento continuo dentro del cromosoma bacteriano. Todos los genes estructurales de un operón se transcriben en un mRNA continuo, que se traduce en polipéptidos separados. La transcripción de los genes estructurales es controlada por una proteína represora que se sintetiza a partir de un gen regulador. Cuando se une al sitio operador del DNA, la proteína represora bloquea el movimiento de la RNA polimerasa de los genes promotores a los estructurales.

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Figura 12.3 Regulación génica por medio de operones. Los operones inducibles y los reprimibles trabajan con un principio semejante: si el represor es capaz de unirse al operador, los genes se apagan; si el represor se inactiva o no puede unirse al operador, los genes se expresan. (a) En un operón reprimible, como el trp, el represor, por sí mismo, es incapaz de unirse al operador y los genes estructurales que codifican las enzimas se transcriben de manera activa. Las enzimas del operón trp catalizan una serie de reacciones que resultan en la síntesis de triptófano. (1) Cuando este aminoácido es abundante, actúa como correpresor al unirse al represor inactivo y (2) cambia su forma, lo cual le permite unirse al operador, impidiendo la transcripción de genes estructurales. Por lo tanto, cuando la concentración de triptófano es elevada, el operón es reprimido, lo cual restringe la producción excesiva de dicho aminoácido. (4) Cuando la cantidad de triptófano es baja, las moléculas represoras carecen de un correpresor y, en consecuencia, no logran unirse al operador permitiendo así la transcripción (5) y la traducción (6) de las enzimas (7) necesarias para sintetizar triptófano (8).

(a)

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Figura 12.3 Regulación génica por medio de operones. (Continuación) (b) En un operón inducible, (1) el inductor (en este caso el disacárido lactosa) se une a la proteína represora y (2) impide su unión con el operador (O). (3) Sin el represor en su camino, la RNA polimerasa se une al promotor (P) y transcribe los genes estructurales. Por lo tanto, cuando la concentración de lactosa es alta, el operador se induce y las enzimas necesarias para la digestión del azúcar codificadas por el operón lac se transcriben y se traducen (4). Conforme se metaboliza el azúcar (5), su concentración disminuye, lo que ocasiona que las moléculas inductoras unidas se disocien del represor, el cual entonces readquiere su habilidad para unirse al operador e impedir la transcripción (6). De esta forma, cuando la concentración del inductor es baja, el operón se reprime e impide la síntesis de enzimas innecesarias.

(b)

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Figura 12.4 Secuencia nucleotídica de las regiones de control del operón lac. El sitio de unión para la subunidad σ de la RNA polimerasa (pág. 432) es una región de baja afinidad en el operón lac. La transcripción del operón es muy ineficiente excepto en presencia de un complejo entre el cAMP y la proteína CRP. Puesto que la concentración de cAMP es inversamente proporcional a los niveles de glucosa, el operón lac no se activará a menos que los niveles de glucosa sean bajos. El sitio de inicio de la transcripción se define como +1, que se encuentra alrededor de 40 nucleótidos corriente arriba del sitio en que la traducción se inicia. Las regiones donde hay simetría de secuencia en el sitio CRP y el operador se indican mediante la línea roja horizontal. (Imagen tomada de R. C. Dickson et al., Science 187:32, 1975; © derechos reservados 1975, Reimpresa con autorización de la American Association for the Advancement of Science.)

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Figura 12.5 El núcleo celular. (a) Micrografía electrónica de un núcleo de célula HeLa en interfase. La heterocromatina (pág. 498) es evidente alrededor de la superficie interna de la envoltura nuclear. Pueden verse dos nucléolos prominentes y algunos grumos de cromatina diseminados en el nucleoplasma. (b) Esquema que muestra algunos de los principales componentes del núcleo. (a: imagen tomada de Werner W. Franke, Int. Rev. Cytol. (Supl.) 4:130, 1974., con autorización de Elsevier.)

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Figura 12.6 La envoltura nuclear. (a) Dibujo esquemático que muestra la membrana doble, el complejo del poro y la lámina nucleares y la continuidad de la membrana externa con el retículo endoplásmico (ER) rugoso. Ambas membranas de la envoltura nuclear contienen su propio complemento distintivo de proteínas. Los filamentos de actina y los filamentos intermedios del citoesqueleto están conectados a la membrana nuclear externa por proteínas fibrosas (nesprinas). (b) Micrografía electrónica de un corte de una porción de la envoltura nuclear de una célula de raíz de cebolla. Nótense la doble membrana (NM) con un espacio interpuesto, el complejo del poro nuclear (NPC) y la heterocromatina relacionada (HC) que no se extiende en la región de los poros nucleares. (b: imagen tomada de Werner W. Franke et al., J. Cell Biol, 91:47S, 1981, fig. 8 reproducida con autorización de the Rockefeller University Press.)

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Figura 12.7 La lámina nuclear. (a) Núcleo de una célula humana cultivada que se tiñó con anticuerpos fluorescentes par revelar la lámina nuclear (rojo), que se encuentra en la superficie interna de la envoltura nuclear. Una proteína que al parecer es parte de una matriz nuclear (o andamio nuclear) está teñida de verde. (b) Micrografía electrónica de una envoltura nuclear desecada y congelada, sombreada con metales, de un ovocito de Xenopus que se extrajo con Tritón X-100, un detergente no iónico. La lámina se ve como una malla más bien continua con filamentos con orientación casi perpendicular entre ellos. El recuadro muestra un área bien conservada de la cual se eliminaron los poros nucleares en forma mecánica. (c) Estas micrografías muestran los núcleos de fibroblastos que se cultivaron a partir de un paciente con HGPS (hilera inferior) y de un sujeto sano (hilera superior). Las células se tiñeron para mostrar la proteína lámina A (columna izquierda) y el DNA (columna media), o se muestran en estado vivo con un microscopio óptico con contraste de fases (columna derecha). El núcleo celular del paciente con HGPS es anormal por la presencia de una proteína lámina A truncada en la lámina nuclear. (a, imagen tomada de H. Ma, A. J. Siegel y R. Berezney, J. Cell Biol. 146:535, 1999, fig. 2. Reproducida con autorización de the Rockefeller University Press; b: imagen tomada de U. Aebi, J. Cohn, L. Buhle y L. Gerace, Nature 323:561, 1986. Reimpresa con autorización de Macmillan Publishers Limited; c: Imagen tomada de Anna Mattout et al., por cortesía de Joseph Gruenbaum, Curr. Opin. Cell Biol. 18:338, 2006, con autorización de Elsevier.)

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Figura 12.8 Movimiento de materiales a través del poro nuclear. (a) Micrografía electrónica de la frontera entre el citoplasma y el núcleo de un ovocito de rana tomado minutos después de la inyección de partículas de oro cubiertas con una proteína que en condiciones normales se encuentra en el núcleo. Se observa que estas partículas pasan a través del centro del poro nuclear (flechas) en su ruta desde el citoplasma hacia el núcleo. (b) A mayor magnificación puede verse que las partículas de oro se organizan en un arreglo lineal dentro de cada poro. (c) Micrografía electrónica de un corte de la envoltura nuclear de una célula de insecto que muestra el movimiento de material granular (al parecer se trata de una subunidad ribosómica) a través del poro nuclear. (a y b: cortesía de C. M. Feldherr; c: tomada de Barbara J. Stevens y Hewson Swift, J Cell Biol, 31:72, 1966. Reproducida con autorización de the Rockefeller University Press.)

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Figura 12.9 Micrografías electrónicas de barrido del complejo de poro nuclear de envolturas nucleares aisladas de un ovocito de anfibio. (a) Cara citoplásmica de la envoltura nuclear que muestra el anillo citoplásmico periférico de un complejo de poro nuclear. (b) Cara nuclear de la envoltura que muestra una apariencia semejante a una canasta en la parte interna de la porción del complejo.

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Figura 12.9 Micrografías electrónicas de barrido del complejo de poro nuclear de envolturas nucleares aisladas de un ovocito de anfibio. (Continuiación ) (c) Cara nuclear de la envoltura que muestra la distribución de los NPC y los sitios donde las porciones intactas de la lámina nuclear (NEL) se retienen. En todas estas micrografías las envolturas nucleares aisladas se fijaron, deshidrataron y cubrieron con metales. (Imagen tomada de M. W. Goldberg y T. D. Allen, J. Cell Biol. 119:1431, 1992, figuras 1-3; reproducidas con autorización de the Rockefeller University Press.)

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Figura 12.10 Modelo de un complejo de poro nuclear (NPC) de vertebrado. (a) Representación tridimensional de un NPC de vertebrado tal como se sitúa en la envoltura nuclear. Esta elaborada estructura consiste en varias partes, que incluyen un andamiaje que fija al complejo a la envoltura nuclear, un anillo citoplásmico y uno nuclear, una canasta nuclear y ocho filamentos citoplásmicos. Las nucleoporinas recubren el conducto, con sus dominios con FG desordenados extendidos hacia la abertura formando una malla hidrófoba. (b) Reconstrucción tridimensional de parte de un complejo de un poro nuclear en que se advierte el sitio que ocupan moléculas individuales de nucleoporinas dentro de la estructura. Las nucleoporinas FG se señalan en verde. Muchas nucleoporinas transmembrana atraviesan la membrana del poro y forman un anillo exterior que ancla al NPC a la cubierta nuclear. (b: imagen tomada de Javier Fernandez-Martinez y Michael P. Rout, Curr. Opin. Cell Biol. 21:604,2009, con autorización de Elsevier.)

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Figura 12.11 Importación de proteínas del citoplasma al núcleo. (a) Pasos propuestos de la importación de proteínas al núcleo. Las proteínas que portan una señal de localización nuclear (NLS) se unen a un receptor heterodimérico (importina α/β) (paso 1) para formar un complejo que se relaciona con los filamentos citoplásmicos (paso 2). El complejo integrado por el receptor y su carga se mueve a través del poro nuclear (paso 3) y al interior del nucleoplasma donde interactúa con la molécula Ran-GTP y se disocia (paso 4). La subunidad de importina β, en relación con la molécula Ran-GTP, se transporta de nuevo al citoplasma, donde esta última se hidroliza (paso 5). Después Ran-GDP se transporta de nuevo al núcleo, donde se convierte en Ran-GTP. En cambio, la importina α se lleva de regreso al citoplasma. (a: imagen basada en un Modelo de M. Ohno et al., Cell 92:327, 1998; Cell by Cell Press. Reproducida con autorización de Cell Press en formato de libro de texto vía copyright Clearance Center.)

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Figura 12.11 Importación de proteínas del citoplasma al núcleo. (Continuación) (b) La nucleoplasmina es una proteína presente en grandes concentraciones en el nucleoplasma de los ovocitos de Xenopus. Cuando las partículas de oro se cubren con nucleoplasmina y se inyectan dentro del citoplasma de los ovocitos de dicho organismo, puede verse que se unen a los filamentos citoplásmicos (CF) que se proyectan desde el anillo externo del complejo del poro nuclear. También se observa que varias partículas transitan a través del poro nuclear (NP) hacia el núcleo. (b: imagen tomada de W. D. Richardson et al., Cell 52:662, 1988; con autorización de Cell Press, cortesía de A. D. Mills.)

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Figura 12.12 Organización de la cromatina en nucleosomas. (a) Esquema que muestra la estructura de una partícula de nucleosoma central y una molécula de histona H1 relacionada. La partícula central misma consiste en alrededor de 1.8 vueltas (146 pares de bases) de DNA superenrollado en forma negativa alrededor de las ocho moléculas de histona nuclear (dos de cada una de las moléculas H2A, H2B, H3 y H4). La histona de unión H1 se adhiere cerca de los sitios donde el DNA entra y sale del nucleosoma. Se muestran dos posiciones alternas de la molécula de H1. (b) Micrografía electrónica de fibras de cromatina liberadas del núcleo de una célula de Drosophila. Las partículas centrales de nucleosoma miden cerca de 10 nm de diámetro y se conectan mediante cadenas cortas de DNA de unión, que miden alrededor de 2 nm de diámetro. (b: cortesía de Oscar L. Miller, University of Virginia.)

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Figura 12.13 Estructura de un nucleosoma. (a) Representación esquemática de una partícula central de nucleosoma con su octámero de histonas compuesto de cuatro heterodímeros (dos H3/H4 y dos H2A/H2B). (b) Estructura cristalográfica de una partícula central de nucleosoma, vista a través del eje central de la superhélice de DNA, en que se observa la posición de cada una de las ocho histonas en el octámero central. Las histonas están organizadas en cuatro complejos diméricos. Cada dímero de histonas se une a 27 a 28 pares de bases de DNA, con contactos que se producen en el sitio en que el surco menor de DNA queda enfrente de las histonas. (c) Modelo esquemático simplificado de la mitad de una partícula nuclear de nucleosoma que muestra una vuelta de la súper hélice de DNA (73 pares de bases) y cuatro moléculas de histona centrales, que se presentan en colores diferentes, como lo indica la clave. Cada histona central consta de: (1) una región globular, conocida como “pliegue de histonas”, que consiste en tres hélices α (representadas por los cilindros) y (2) una cola amino terminal extendida y flexible (indicada por la letra N) que se proyecta fuera del disco de histonas más allá de la doble hélice de DNA. Los puntos intermitentes de interacción entre las moléculas de histona y el DNA se indican con ganchos de color blanco. Las líneas punteadas señalan la porción más externa de las colas de las histonas. Éstas carecen de una estructura terciaria definida y por lo tanto, no aparecen en las estructuras obtenidas por rayos X que se muestran en el apartado b. (a: imagen tomada de C. David Allis, et al., Epigenetics, figura 3.5, pág. 30, derechos de autor 2007. Reimpresa con autorización de Cold Spring Harbor Laboratory Press; b: imagen tomada de Karolin Luger y Timothy J. Richmond, et al., Nature 389:251, 1997, figura 1. Reimpresa con autorización de Macmillan Publishers Limited; c: redibujada de D. Rhodes; © 1997 por Macmillan Publishers Limited.)

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Figura 12.14 Fibra de 30 nm. (a) Micrografía electrónica de una fibra de cromatina de 30 nm liberada del núcleo después de lisar una célula en una solución de sales hipotónicas. (b) En el modelo de “zigzag”, el DNA de unión se encuentra en un estado extendido recto que salta de forma alternante entre partículas centrales consecutivas, que se organizan en pilas adyacentes de nucleosomas. La porción inferior de la figura muestra cómo las dos pilas de nucleosomas se pliegan en una estructura helicoidal de orden superior. (c) En el modelo de “solenoide”, el DNA de unión se curva suavemente al conectar partículas centrales consecutivas, que se organizan en una sola estructura helicoidal continua que contiene unos seis a ocho nucleosomas por vuelta. En estos modelos, el octámero de histonas se muestra en naranja, el DNA en azul y la histona H1 de unión en amarillo. (a: cortesía de Barbara Hamkalo y Jerome B. Rattner; b y c: imágenes tomadas de Sepideh Khorasanizadeh, Cell 116:262, figura 3a, 3b, 2004, con autorización de Elsevier.)

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Figura 12.15 Asas de cromatina: un nivel superior de la estructura de la cromatina. Micrografía electrónica de un cromosoma mitótico que se trató para remover histonas. El cromosoma desprovisto de histonas muestra asas de DNA unidas por sus bases a una proteína residual de andamiaje. (Imagen tomada de James R. Paulson y U. K. Laemmli, Cell 12:823, 1977; con autorización de Elsevier.)

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Figura 12.16 Niveles de organización de la cromatina. Moléculas de DNA desnudas embobinadas alrededor de las histonas para formar nucleosomas, que representan el nivel más bajo de organización de la cromatina. Los nucleosomas se organizan en fibras de 30 nm, que a su vez se ensamblan en dominios de asas. Cuando las células se preparan para la mitosis, las asas se compactan aún más y forman los cromosomas mitóticos (fig. 14.13).

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Figura 12.17 Heterocromatina facultativa: el cromosoma X inactivo. (a) La inactivación del cromosoma X en el núcleo de las células de una mujer aparece como una estructura heterocromática teñida con tono oscuro, llamada corpúsculo de Barr (flechas). (b) La inactivación aleatoria de cualquiera de los cromosomas X en diferentes células durante el desarrollo temprano del embrión crea un mosaico de manchas de tejido y es responsable por los patrones de color de los gatos calicó. Cada mancha comprende los descendientes de una sola célula que estuvo presente en el embrión al momento de la inactivación. Los parches son evidentes en los gatos calicó, que son heterocigotos y tienen un alelo para el color negro que reside en uno de los cromosomas X y un alelo para el color naranja en el cromosoma homólogo. Esto explica por qué casi no existen gatos calicó machos: todas las células en el macho tienen un alelo negro o naranja. (Las manchas blancas de este gato se deben a un diferente gen autosómico que determina el color del pelaje.) (c) Este gato fue clonado del que se muestra en el apartado b. Ambos son genéticamente idénticos pero tienen distintos patrones de pelaje, un hecho que refleja la naturaleza aleatoria del proceso de desactivación de los cromosomas X. (a: cortesía de E. G. (Mike) Bertram; b y c: cortesía del College of Veterinary Medicine and Biomedical Sciences, Texas A&M University.)

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Figura 12.18 Modificaciones de las histonas y su código. Las colas amino terminales de las histonas que van más allá del DNA en los nucleosomas pueden ser modificadas por enzimas para lograr la adición covalente de grupos metilo, acetilo y fosfato. Los primeros se agregan a los residuos de lisina (K) o arginina (R); los acetatos, a los residuos de lisina, y los fosfatos a las serinas (S). La ubicuitina, una proteína pequeña, se puede agregar a alguno de los residuos de lisina en el centro (en vez de en la cola) de H2A y H2B. Cada residuo de lisina tiene agregados de uno a tres grupos metilo y cada arginina puede tener uno o dos. Las modificaciones anteriores alteran la afinidad de las histonas por proteínas interactuantes que controlan la actividad transcriptiva de la cromatina, lo cual fue el punto de partida del concepto de un “código de histonas”. Se ha observado ampliamente que la acetilación de las lisinas culmina en la activación de la transcripción. Los efectos de la metilación dependen en gran medida de cuál de estos residuos se modifique. Por ejemplo, la metilación de la lisina 9 de la histona H3 (i. e., H3K9) suele estar presente en la heterocromatina y se vincula con la represión transcripcional, como se expone en el texto. La metilación de H3K27 y H4K20 también se relaciona fuertemente con represión transcripcional, mientras que la metilación de H3K4 y H3K36 se vincula con la activación. Tal como hay enzimas que agregan cada uno de estos grupos, también hay moléculas (desacetilasas, desmetilasas y fosfatasas) que los retiran en forma específica. (Imagen tomada de C. David Allis et al., Epigenetics, figura 3.6, página 31, derechos de autor 2007. Reimpresa con autorización de Cold Spring Harbor Press.)

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Figura 12.19 Ejemplos de proteínas que se unen en forma selectiva con residuos H3 o H4 modificados. Cada una de las proteínas unidas tiene una actividad que altera la estructura o la función de la cromatina, o ambas. Existe una complejidad agregada que no se muestra en este dibujo, puesto que las modificaciones en un residuo de histona pueden influenciar eventos en otros residuos, fenómeno conocido como comunicación cruzada. Por ejemplo, la unión de la proteína de heterocromatina HP1 o H3K9 se bloquea por la fosforilación del residuo de serina adyacente (H3S10), lo que casi siempre ocurre durante la mitosis. (Imagen tomada de T. Kouzarides, Cell 128:696, 2007; Cell by Cell Press. Reproducida con autorización de Cell Press con formato de reutilización en un libro/libro de texto a través del copyright Clearance Center.)

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Figura 12.20 Demostración experimental de una correlación entre la actividad transcripcional y la acetilación de las histonas. Este frotis de cromosomas en metafase se marcó con anticuerpos fluorescentes contra la histona H4 acetilada, que emite fluorescencia verde. Es evidente que todos los cromosomas, excepto el X desactivado, se tiñen de forma intensa con el anticuerpo contra la histona acetilada. (Imagen tomada de P. Jeppesen y B. M. Turner, portada de la revista Cell vol. 74, no. 2, 1993; con autorización de Elsevier, cortesía de Peter Jeppesen.)

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Figura 12.21 Modelo que muestra cómo los RNA pequeños controlan la formación de heterocromatina. Estudios recientes sugieren que los RNA no codificadores participan en la formación de la heterocromatina. En este modelo, los RNA se transcriben de ambas cadenas de secuencias de DNA repetidas (paso 1). Los RNA forman moléculas de cadena doble (paso 2) que se procesan mediante la endonucleasa Dicer y otros componentes de la maquinaria de la RNAi (pág. 457) para formar un siRNA guía de cadena sencilla y un complejo proteínico relacionado (paso 3). En el paso 4, el complejo siRNA-proteína atrajo a la enzima SUV39H1 y el siRNA se unió con un segmento complementario de un RNA naciente. Una vez ahí, la enzima es capaz de agregar grupos metilo al residuo K9 de las histonas centrales H3, lo que sustituye a los grupos acetilo que se habían unido con los residuos H3K9. (Los grupos acetilo, característicos de las regiones transcritas de eucromatina, se retiran por mecanismos enzimáticos de los residuos de lisina por acción de una desacetilasa, que no se muestra.) En el paso 5, los grupos acetilo ya se sustituyeron por grupos metilo, que sirven como sitios de unión para la proteína HP1 (paso 6). El elemento límite en el DNA previene la diseminación de la formación de heterocromatina a las regiones adyacentes de la cromatina. Una vez que HP1 se une con las olas de histona, la cromatina puede empacarse en estructuras más compactas de mayor orden mediante la interacción entre las moléculas de proteína HP1 (paso 7). La enzima SUV39H1 también puede unirse con colas de histona metiladas (que no se muestran) para que nucleosomas adicionales se metilen. En el paso 8 ya se formó una región de heterocromatina muy compacta.

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Figura 12.22 Cromosomas mitóticos y cariotipos humanos. (a) Procedimiento utilizado a fin de obtener preparaciones de cromosomas mitóticos para observaciones microscópicas de leucocitos de sangre periférica.

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Figura 12.22 Cromosomas mitóticos y cariotipos humanos. (Continuación) (b) Fotografía de un grupo de cromosomas mitóticos obtenidos de una célula humana en proceso de división. El DNA de cada cromosoma se hibridó con una variedad de sondas unidas de manera covalente a dos o más colorantes fluorescentes. Diferentes cromosomas se unen en distintas combinaciones con estos colorantes y en consecuencia emiten luz de diferentes longitudes de onda. El espectro de emisión de los diversos cromosomas se convierte en combinaciones distintas de colores con un programa de computadora. Los cromosomas homólogos pueden identificarse mediante su color y tamaño. (c) Cromosomas teñidos de un varón humano ordenados en un cariotipo. Los cariotipos se preparan para obtener una fotografía de cromosomas liberados de un solo núcleo. Cada cromosoma se corta de la fotografía y los homólogos se acomodan en pares de acuerdo con su tamaño, como se muestra. (b: imagen tomada de E. Schröck et al. cortesía de Evelyn Schrock y Thomas Ried, Science 273:495, 1996; © derechos reservados 1996, reimpresa con autorización de la American Association for the Advancement of Science; c: tomada de CNRI/Science Photo Library/Photo Researchers.)

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Perspectiva Humana Figura 1 Efecto de la inversión. El entrecruzamiento entre un cromosoma normal (púrpura) y uno que contiene una inversión (naranja) suele acompañarse de la formación de un asa. Los cromosomas que resultan del entrecruzamiento contienen duplicaciones y deficiencias, que se muestran en los cromosomas en la primera división meiótica en la parte inferior de la figura.

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Perspectiva Humana Figura 2 Translocación. Esta micrografía muestra un grupo de cromosomas humanos en los que el cromosoma 12 (azul brillante) intercambió piezas con el cromosoma 7 (rojo). El cromosoma afectado se tiñó con fluorescencia por hibridación in situ con fragmentos largos de DNA que son específicos para uno de los dos cromosomas. El uso de estos “medios de tinción” hace muy evidente cuando un cromosoma cambió piezas con otro cromosoma. (Cortesía de Lawrence Livermore Laboratory, de una técnica desarrollada por Joe Gray y Dan Pinkel.)

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Perspectiva Humana Figura 3 Translocación y evolución. Si los dos únicos cromosomas de simio que no tienen una contraparte en los humanos se fusionaran hipotéticamente, formarían el cromosoma humano número 2, banda por banda.

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Figura 12.23 Telómeros. (a) Hibridación in situ con una sonda de DNA que contiene la secuencia TTAGGG, que se localiza en los telómeros de los cromosomas humanos. (b) Demostración de que ciertas proteínas se unen de manera específica al DNA telomérico. Estos cromosomas se prepararon a partir de un núcleo meiótico de una célula de levadura y se incubaron con la proteína RAP1, que después se localizó en los telómeros mediante un anticuerpo fluorescente anti-RAP1. Las áreas azules indican la tinción de DNA, las áreas amarillas representan el anticuerpo marcado dirigido contra RAP-1 y las rojas muestran el RNA teñido con yoduro de propidio. Los humanos poseen una proteína telomérica homóloga llamada hRAP1. (a: imagen tomada de J. Meyne, en R. P. Wagner, Chromosomes: A Synthesis, Wiley, 1993. © 1993. Reimpresa con autorización de Wiley-Liss, Inc., una subsidiaria de John Wiley & Sons, Inc.; b: imagen tomada de Franz Klein et al., J Cell Biol 117:940, 1992, cortesía de Susan M. Gasser. Mediante autorización de derechos reservados de la Rockefeller University Press.)

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Figura 12.24 El problema de la replicación final y la función de la telomerasa. (a) Cuando se replica el DNA de un cromosoma (paso 1), los extremos 5’ de las cadenas recién sintetizadas (rojo) contienen un segmento corto de RNA (verde), que había funcionado como cebador para la síntesis del DNA agregado. Una vez que se retira este RNA (paso 2), el extremo 5’ del DNA se vuelve más corto en relación con la generación previa. Los extremos 5’ de cada punta del cromosoma se procesan además por actividad de nucleasas (paso 3), lo que aumenta la longitud de los extremos colgantes de cadena sencilla. (b) El extremo colgante de cadena sencilla no permanece como extensión libre, sino que invade la cadena doble, como se muestra aquí, desplazando una de las cadenas y formando un asa. Ésta es un sitio de unión para un complejo de proteínas específicas que tapan el telómero, regulan su longitud y protegen los extremos de los cromosomas.

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Figura 12.24 El problema de la replicación final y la función de la telomerasa. (Continuación) (c) Mecanismo de acción de la telomerasa. La enzima contiene una molécula de RNA que es complementaria al extremo de la cadena rica en G, que se extiende más allá de la cadena con abundantes residuos C. El RNA de telomerasas se une con el extremo sobresaliente de la cadena rica en G (paso 1). Y luego sirve como plantilla para la adición de nucleótidos al extremo 3’ de la cadena (paso 2). Después de sintetizar un segmento de DNA, el RNA de telomerasa se desliza al extremo nuevo de la cadena en elongación (paso 3) y sirve como plantilla para la incorporación de nucleótidos adicionales (paso 4). La brecha en la cadena complementaria se llena con las enzimas de replicación polimerasa α-primasa (fig. 13.21). (La secuencia TTGGGG mostrada en este dibujo es la del protista ciliado Tetrahymena, en el que se descubrió la telomerasa.) (c: tomada de C. W. Greider y E. H. Blackburn, reimpresa con autorización de Nature 337:336, 1989; copyright 1989, Nature by Nature Publishing Group. Reproducida con autorización de Nature Publishing Group en formato de libro de texto vía copyright Clearance Center.)

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Figura 12.25 Importancia de la telomerasa en el mantenimiento de la integridad cromosómica. Los cromosomas de esta micrografía provienen de una célula de un ratón que carece de un gen funcional para la enzima telomerasa. Los telómeros aparecen como manchas amarillas después de la hibridación in situ con una sonda telomérica fluorescente. Puede verse que algunos cromosomas pierden sus telómeros por completo y que diferentes cromosomas se fusionan uno con otro en sus extremos. Este evento produce cromosomas con más de un centrómero, lo que conduce a rotura cromosómica durante la división celular. La inestabilidad genética resultante de la pérdida de un telómero puede ser la causa principal de que las células se conviertan en cancerosas. (Imagen tomada de Maria A. Blasco, et al., cortesía de Carol W. Greider, Cell, Vol. 91, cubierta #1, 1997; con autorización de Elsevier.)

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Figura 12.26 Dinámica del telómero durante el crecimiento normal y el anormal. Las células germinativas expresan telomerasa y conservan largos los telómeros. A diferencia de ello, muchas de las demás no expresan dicha enzima. Conforme se acortan los telómeros cesa la proliferación celular e inicia un estado de senectud replicativa, que según se piensa, contribuye al envejecimiento normal. Las células en tal situación pueden permanecer vivas durante largo tiempo en cultivo y si se les estimula por diversos mecanismos (tratamiento con algunas proteínas virales o eliminando el inhibidor p21 de crecimiento) recuperan su capacidad de proliferar y dividirse durante un periodo extendido. Sin embargo, finalmente los telómeros en tales células se acortan en gran medida, lo cual hace que surja inestabilidad del genoma y muerte de la célula. Dicho segundo periodo de detención del crecimiento se conoce como crisis. Las células capaces de reactivar las telomerasas pueden superar las crisis y tornarse inmortales (en general son capaces de causar cáncer, página 751). (Adaptada con autorización de Osterhage y Friedman, JBC 284:16061. copyright 2009. Journal of Biological Chemistry by American Society for Biochemistry & Molecular Biol. Reproducida con autorización de American Society for Biochemistry y Molecular B1 en el formato de reproducción como texto por medio de Copyright Clearance Center.)

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Figura 12.27 Cada cromosoma mitótico tiene un centrómero cuyo sitio está marcado por una hendidura distinta. Micrografía electrónica de barrido de un cromosoma mitótico. El centrómero (C) contiene secuencias de DNA muy repetidas (DNA satélite) y una proteína que contiene una estructura denominada cinetocoro que sirve como sitio para la unión de los microtúbulos del huso acromático durante la mitosis y la meiosis (que se estudian en el cap. 14). (Imagen tomada de Jerome B. Rattner, Bioess 13:51, 1991. Este material se utiliza con autorización de John Wiley & Sons.)

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Figura 12.28 Territorios cromosómicos. (a) Tres y (b) todos los 23 pares de cromosomas humanos se detectaron por medio de fluorescencia en los análisis de hibridación in situ similar a la descrita en la figura 12.22b que permite la diferenciación de cada cromosoma humano, que se representa por un color identificable. Se observó que cada cromosoma ocupaba un territorio peculiar y preciso dentro del núcleo. (Imagen tomada de Michael R. Hubner y David L. Spector, (a) cortesía de Irina Solovei: (b) cortesía de Irina Solovei y Andreas Bolzer, Annual Review of Biophysics, volumen 39;471, fig. 1, 2010. Reimpresa con autorización de Annual Reviews, Inc.)

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Figura 12.29 Sitio que ocupan cromosomas específicos dentro de un núcleo en interfase. Micrografía del núcleo de un linfocito de humano (color azul) sometido a hibridación in situ con fluorescencia de doble marcado para visualizar los cromosomas 18 y 19, de color verde y rojo, respectivamente. El último, que contiene una cantidad de genes codificadores de proteínas mayor que el primero, tiende a tener una posición más central dentro del núcleo de la célula. (Con autorización de Jenny A. Croft et al., Wendy A. Bickmore, J. Cell. Biol. 145:1119, 1999, fig. 1. Reproducida con autorización de the Rockefeller University Press.)

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Figura 12.30 Puede haber interacciones entre genes situados a distancia como respuesta a estímulos fisiológicos. (a) Dos células derivadas de una línea de cáncer mamario no tratadas con hormonas. Los territorios de los cromosomas 2 y 12, a los que se puso una marca fluorescente en todas las células, se sitúan en forma independiente uno del otro en el núcleo. (b) Dos de los mismos tipos de células cancerosas mamarias visualizadas 60 min después del tratamiento con estrógenos. Las interacciones entre los territorios de los cromosomas 2 y 21 ya son evidentes. El examen cuidadoso muestra la localización del locus TFF1 (en verde) en el cromosoma 21 y del locus GREB1 en el cromosoma 2 (en rojo). En este estudio, casi la mitad de las células tratadas con hormonas presentaron interacciones entre dos alelos (o sea, ambos alelos TFF1 en interacción con los alelos GREB1) como se muestra aquí.

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Figura 12.30 Puede haber interacciones entre genes situados a distancia como respuesta a estímulos fisiológicos. (Continuación) (c) Un dibujo que ilustra cómo los genes en diferentes regiones del mismo (A y B) o en distintos cromosomas (C y D), pueden reunirse en el núcleo. En algunos casos, secuencias de DNA de loci distantes pueden influir en la actividad de transcripción de otras regiones, y en otros casos estos genes distantes sólo comparten una conjunto común de proteínas participantes en el proceso de transcripción. (a y b: imágenes tomadas de Qidong Hu et al., cortesía de Michael G. Rosenfeld, Proc. Nat’l Acad Sci. U.S.A. 105; 19200, 2008, figs. 2b y 2c. Copyright National Academy of Sciences, U.S.A.)

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Figura 12.31 Compartimentalización nuclear de la maquinaria de procesamiento de los mRNA celulares. (a) Núcleo de una célula teñido con anticuerpos fluorescentes dirigidos contra uno de los factores que participan en el procesamiento del mRNA. La maquinaria de procesamiento del mRNA se localiza en alrededor de 30 a 50 sitios discretos, o “motas”. La célula que se muestra en esta micrografía se infectó con un citomegalovirus, cuyos genes (que se muestran como puntos verdes) se transcriben cerca de uno de estos dominios. (b) Las células cultivadas se transfectaron con un virus y la transcripción se activó mediante la adición de AMP cíclico. Las imágenes se ven en varios periodos después de la activación transcripcional. El sitio de transcripción del genoma viral en esta célula se indica mediante flechas. Este sitio se reveló al final del experimento por hibridación del RNA viral a una sonda marcada con fluorescencia (indicado por la flecha blanca en la cuarta imagen). Factores de corte y empalme de pre-mRNA (naranja) forman un rastro de motas en la dirección de los genes que se transcriben. (a: imagen tomada de Tom Misteli y David L. Spector, Curr. Opin. Cell Biol. 10:324, 1998, con autorización de Elsevier; b: imagen reimpresa con autorización de Tom Misteli, Javier F. Caceres y David L. Spector, Nature 387:525, 1997; reimpresa con autorización de Macmillan Publishers Limited.)

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Figura 12.32 La clonación de animales demuestra que el núcleo retiene un complemento íntegro de información genética. En este experimento, un huevo enucleado de oveja de una cepa se fusionó con una célula de glándula mamaria de una hembra de otra cepa. El ovocito activado se desarrolló en una oveja sana. Como todos los genes del producto recién nacido se derivaron de núcleo trasplantado (lo que se demostró mediante marcadores genéticos), este experimento confirma el concepto generalizado de que las células diferenciadas retienen toda la información genética originalmente presente en el cigoto. [La dificultad primaria en los experimentos de trasplante nuclear suele presentarse cuando el núcleo de una célula somática (no germinativa) se coloca de manera repentina en el citoplasma de un huevo hasta cierto punto inactivo. Para evitar dañar el núcleo donador, las células cultivadas se llevaron a un estado de reposo (llamado G0) mediante la reducción drástica del contenido de suero en el medio de cultivo.]

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Figura 12.33 Regulación de genes eucariotas. Los controles del nivel transcriptivo operan al “escoger” los genes por transcribir y la frecuencia de tal fenómeno; los controles de nivel de procesamiento operan al seleccionar las zonas de los transcritos primarios que se volverán parte del conjunto de mRNA celulares. Los controles de nivel de traducción regulan el hecho de que sea traducido un mRNA particular o no, y en caso de que se le traduzca, la frecuencia del fenómeno y el tiempo que durará. Los controles del nivel postraduccional son los que rigen la longevidad de las proteínas específicas

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Figura 12.34 Demostración experimental de la expresión específica de tejido de un gen que participa en la diferenciación celular del músculo. La transcripción del gen de miogenina se activa de modo específico en aquellas partes de este embrión de ratón de 11.5 días de edad (el miótomo de los somitas) que darán lugar al tejido muscular. La fotografía muestra un embrión de ratón transgénico que contiene la región reguladora del gen de miogenina localizada corriente arriba de un gen de galactosidasa β bacteriana, que actúa como un reportero. Por lo general, el gen de galactosidasa β se emplea para vigilar la expresión de tejidos específicos de un gen, porque la presencia de la enzima generada se revela con facilidad mediante la producción de la coloración azul en una prueba histoquímica sencilla. La activación de la transcripción, que resulta de factores transcripcionales que se unen a la región reguladora del gen de la miogenina, se indica con las células teñidas de azul. (Imagen tomada de T. C. Cheng et al., cortesía de Eric N. Olson, J. Cell Biol. 119:1652, 1992. Reproducida con autorización de the Rockefeller University Press.)

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Figura 12.35 Micromatriz de DNA y análisis de la expresión génica. (a) Pasos en la construcción de una micromatriz de DNA. Preparación de los cDNA (p. ej., los DNA que representan los mRNA que se encuentran en una célula) usados en el experimento que se muestra en los pasos 1 a 3. La preparación de las micromatrices de DNA se ilustra en los pasos a,b y c. La mezcla de cDNA se incuba con el chip en el paso 4 y en el paso 5 se muestra un resultado hipotético. La intensidad del color de cada mancha es proporcional al número de cDNA unidos. (b) Resultados de un experimento realizado con una mezcla de cDNA que representan los transcritos de mRNA de células de levadura en presencia de glucosa (cDNA marcados con verde) y tras la depleción de glucosa (cDNA marcados con rojo). Las áreas que exhiben fluorescencia amarilla corresponden a genes que se expresan bajo ambas condiciones de cultivo. El recuadro inferior derecho muestra un acercamiento de una pequeña porción de la micromatriz. Los detalles de este experimento se revisan en el texto. (c) Esquema que muestra los cambios de las concentraciones de glucosa y etanol en el medio y de la densidad celular durante el experimento. Al principio las células de levadura consumen glucosa, y entonces generan el etanol por fermentación y por último dejan de crecer después que ambas fuentes de energía química se agotan. (d) Cambios en la expresión de genes que codifican las enzimas del ciclo del TCA durante el curso del experimento. Cada línea horizontal describe el nivel de expresión de un gen particular en diferentes periodos. Los nombres de los genes se presentan a la derecha (véase la fig. 5.7 para las enzimas). Los cuadros rojos indican el más alto nivel de expresión génica y los verdes el nivel más bajo. Se observa que la expresión de genes que codifican las enzimas del ciclo del TCA se induce conforme las células comienzan a metabolizar etanol y se reprime cuando éste se agota.

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Figura 12.35 Micromatriz de DNA y análisis de la expresión génica. (Continuación) (c: cortesía de Patrick O. Brown. Véase Joseph Derisi et al., Science 278:680, 1997, y Tracy L. Ferea y Patrick O. Brown, Curr. Opin. Gen. Develop. 9:715, 1999. Current Opinion in Genetics & Development by Elsevier Ltd. Reproducida con autorización de Elsevier Ltd. Con formato de reutilización en un libro/libro de texto a través del copyright Clearance Center.)

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Figura 12.36 Perfiles de transcripción para personalizar el tratamiento contra el cáncer mamario. Se utilizaron micromatrices y secuenciación de RNA para explorar los perfiles de expresión génica en 76 tumores con receptores de estrógenos y 53 que no los tenían. Cada columna de los pequeños pozos dentro de la micromatriz señala los resultados de una mujer con cáncer. Los datos de mujeres con receptores se presentan en la izquierda, y sin ellos en la derecha. Se identificaron 179 genes en total (señalados en la columna a la derecha de la micromatriz) que se expresan de manera diferencial entre los dos grupos. La capacidad de decidir un retrato molecular de tumores que mejorarán con la hormonoterapia permitirá personalizar el tratamiento contra el cáncer de mama. (Imagen tomada de Zhifu Sun et al., por cortesía de E. Aubrey Thompson, PLoS ONE 6: e17490, 2011.)

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Figura 12.37 Control combinatorio de la transcripción. La transcripción del gen Oct4 exige la participación de múltiples factores de transcripción que se unen corriente arriba del sitio de inicio de la transcripción. Oct4 es el gen más importante (es decir, casi indispensable) para conservar el estado pluripotencial de células madre embrionarias. Obsérvese que el factor de transcripción Oct4 interviene para regular la transcripción del gen Oct4. (Imagen tomada de Ng, Huck-Hui; Surani, M. Azim, Nature Cell Biology 13:490, 2011. Nature Cell Biology by Nature Publisihng Group. Reproducida con autorización de Nature Publishing Group en formato de texto por copyright Clearance Center).

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Figura 12.38 Interacciones entre factores de transcripción unidos a diferentes sitios en la región reguladora de un gen. Esta imagen describe la estructura terciaria de dos factores de transcripción, NFAT-1 (verde) y AP-1 (cuyas dos subunidades se muestran en rojo y azul) unidos al DNA corriente arriba de un gen de citocina que participa en la respuesta inmunitaria. La interacción cooperativa entre estas proteínas altera la expresión del gen de citocina. Las barras grises trazan la dirección de la hélice de DNA, que se dobla como resultado de la interacción proteína-proteína. (Imagen tomada de Tom K. Kerppola, Structure 6:550, 1998, con autorización de Elsevier.)

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Figura 12.39 Conversión fenotípica inducida por la expresión anormal de un solo factor de transcripción. La pata de la mosca de la fruta tiene un ojo totalmente formado que se desarrolló como consecuencia de la expresión forzada del gen eyeless dentro de las células del primordio de la pata durante el desarrollo del insecto. (Cortesía de Walter Gehring, Universitat Basel.)

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Figura 12.40 Interacción entre un factor de transcripción y su secuencia de DNA blanco. Un modelo de la interacción entre dos dominios de unión al DNA del receptor dimérico de glucocorticoide (GR) y el DNA blanco. Las dos hélices α, una de cada subunidad del dímero, se extienden de manera simétrica en los dos surcos mayores adyacentes del DNA blanco. Los residuos en el dímero GR que son importantes para las interacciones entre los dos monómeros están coloreados de verde. Los cuatro iones de cinc (dos por monómero) se muestran como esferas púrpuras. (Imagen reimpresa con autorización de T. Härd et al., cortesía de Robert Kaptein, Science 249:159, 1990; © derechos reservados, 1990, reimpresa con autorización de la American Association for the Advancement of Science.)

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Figura 12.41 Factores de transcripción con dedos de cinc. (a) Modelo del complejo formado por una proteína con cinco dedos de cinc (llamados GLI) y DNA. Cada uno de estos dedos de cinc es de color diferente; el DNA se muestra en azul oscuro; los cilindros y los listones destacan las hélices α y las láminas β, respectivamente. El recuadro muestra la estructura de un solo dedo de cinc. (b) Modelo del TFIIIA unido al DNA del gen RNA 5S. Este factor se requiere para la transcripción de dicho gen mediante la RNA polimerasa III. (a: imagen tomada de Nikola Pavletich y Carl O. Pabo, Science 261:1702, 1993; © derechos reservados, 1993, reimpresa con autorización de la American Association for the Advancement of Science; b: imagen tomada de K. R. Clemens et al., Proc Nat’l Acad Sci USA 89:10825, 1992.)

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Figura 12.42 Factores de transcripción con la estructura básica hélice-asa-hélice (bHLH). (a) MyoD, un factor transcripcional dimérico que participa en la activación de la diferenciación muscular, es una proteína bHLH que se une al DNA por una asociación de su región básica. El sitio de unión a 14 pares de bases en el DNA se muestra en azul. La región básica de cada monómero de MyoD se representa en rojo, mientras que la región hélice-asa-hélice se muestra en café. Las bases de DNA unidas mediante el factor de transcripción se indican en amarillo. (b) Esquema del complejo dimérico MyoD en la misma orientación que en el apartado a. Las hélices α se representan como cilindros. (Imagen tomada de P. C. M. Ma et al., cortesía de Carl O. Pabo, Cell 77:453, 1994; con autorización de Cell Press. Reproducido en el formato como libro de texto, de copyright Clearance Center.)

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Figura 12.43 Modificación de las especificidades de unión al DNA de factores de transcripción específicos por medio de la dimerización. En este modelo de una proteína HLH, tres diferentes factores de transcripción diméricos que reconocen distintos sitios de unión al DNA pueden formarse cuando dos subunidades se vinculan en combinaciones diferentes. El genoma humano codifica alrededor de 118 monómeros bHLH distintos, que podrían generar miles de factores de transcripción diméricos desiguales.

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Figura 12.44 Regulación de la transcripción del gen PEPCK de la rata. La transcripción del gen mencionado, a semejanza de otros, es controlada por una combinación de factores de transcripción que interactúan con secuencias de DNA específicas situadas en una región reguladora corriente arriba de la región codificadora del gen. En el área mencionada está un elemento de respuesta a glucocorticoides (GRE), que al unirse con su receptor, estimula la transcripción a partir del promotor. Dentro de la región reguladora están incluidos sitios de unión para el receptor de hormona tiroidea (señalada con las siglas TRE), proteína que se une a AMP cíclico producido en respuesta a la hormona glucagon (señalada por las siglas CRE-1) y a la insulina, otra hormona (señalada por IRE). Se observa que también otros factores de transcripción se unen a sitios reguladores de la región corriente arriba del gen PEPCK. (Imagen tomada de S. E. Nizielski et al., J. Nutrition 126:2699, 1996; © American Society for Nutritional Sciences.)

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Figura 12.45 Identificación de secuencias promotoras necesarias para la transcripción. La línea 1 muestra la secuencia nucleotídica de una cadena del promotor del gen PEPCK. Se ilustran las cajas TATA, CAAT y GC. Las otras cinco líneas muestran los resultados de experimentos en los que las regiones de los promotores se eliminaron (lo que se indica mediante recuadros negros). El nivel de transcripción del gen PEPCK que se observa en cada uno de estos casos se indica a la derecha. Las deleciones que remueven las tres cajas o parte de ellas causan una marcada disminución en el nivel de transcripción, en tanto que las deleciones que afectan otras regiones tienen poco o ningún efecto. (Como se revisó en el capítulo 11, muchos promotores de mamíferos carecen de uno o más de estos elementos, inclusive la caja TATA. Los promotores que carecen de la caja TATA a menudo tienen un elemento conservado en una posición corriente abajo del sitio de inicio, llamado elemento promotor corriente abajo o DPE.) (Datos tomados de los estudios de Richard W. Hanson y Daryl K. Granner y colaboradores.)

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Figura 12.46 Uso de la inmunoprecipitación de cromatina (ChIP) para identificar el sitio de unión de factores de transcripción a escala global. Los pasos se describen en el texto.

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Figura 12.47 Activación de un gen por una hormona esteroidea. La hormona cortisol, un glucocorticoide, entra a la célula desde el líquido extracelular (paso 1), se difunde a través de la bicapa lipídica (paso 2) y entra al citoplasma, donde se une al receptor de glucocorticoides (paso 3), lo que ocasiona su translocación hacia el núcleo, donde actúa como factor transcripcional y se une al elemento de respuesta a glucocorticoides (ERG) del DNA (paso 4). El repceptor de glucocorticoides se une a la GRE como un dímero, que activa la transcripción del DNA (paso 5) y a la síntesis de proteínas específicas en el citoplasma (paso 6).

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Figura 12.48 Estrategia por la que activadores de la transcripción unidos a sitios distantes pueden influir en la expresión génica. Los activadores transcripcionales que se unen a los potenciadores corriente arriba influyen en la expresión génica al interactuar con coactivadores. Aquí se muestran cuatro tipos distintos de dichas moléculas; dos de ellos, marcados como “complejo modificador de histonas” y “complejo de remodelación de la cromatina”, actúan mediante la alteración de la estructura de la cromatina. Los otros dos, marcados como “TAF” y “mediador”, actúan en componentes de la maquinaria de transcripción basal que se ensambla en el promotor nuclear. Estos diferentes tipos de coactivadores se revisan en las secciones siguientes.

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Figura 12.49 Las modificaciones de las histonas pueden actuar como señales de regiones de cromatina transcritas. La figura muestra la localización selectiva de modificaciones de histonas dentro de la cromatina de genes transcritos con base en el análisis del genoma completo de levaduras. La acetilación de la histona y la metilación de H3K4 se localiza sobre todo en la región promotora de los genes activos y disminuye mucho en la porción transcrita del gen, mientras que la metilación de H3K36 presenta un patrón de localización inverso. TSS, sitio de inicio de transcripción.

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Figura 12.50 Modelo que describe la activación de la transcripción. Los factores de transcripción, como el receptor de glucocorticoides (GR), se unen al DNA y reclutan coactivadores, lo que facilita el ensamble del complejo de preiniciación de la transcripción. El paso 1 de este esquema muestra una región de un cromosoma que se encuentra en un estado reprimido a causa de la vinculación de este DNA con desacetilasas de histonas. En el paso 2 el GR se une al GRE y se recluta al coactivador CBP. Éste contiene una subunidad con actividad de acetiltransferasa de histonas (HAT). Estas enzimas transfieren grupos acetilo de un donador acetilCoA a los grupos amino de residuos específicos de lisina. Como resultado, las histonas de las partículas nucleares del nucleosoma en las regiones a ambos lados de la caja TATA se acetilan. En el paso 3 las histonas acetiladas reclutan el complejo de remodelación de la cromatina SWI/SNF. Los dos coactivadores CBP y SWI/SNF juntos convierten la estructura de la cromatina en un estado más abierto y accesible. En el paso 4 el factor TFIID se une a la región abierta del DNA. Aunque no se menciona en el texto, una de las subunidades de TFIID (llamada TAFII250 o TAF1) también posee actividad de acetiltransferasa de histonas, como lo indica la flecha roja. Juntos, CBP y TFII250 modifican nucleosomas adicionales para permitir el inicio de la transcripción. En el paso 5 los nucleosomas remanentes del promotor se acetilan, la RNA polimerasa II se une al promotor y la transcripción está lista para iniciar.

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Figura 12.51 Remodelación de la cromatina. En la vía 1, un nucleosoma clave se desliza a lo largo del DNA, lo cual expone el sitio de unión de la caja TATA y permite que el complejo de preiniciación se ensamble. En la vía 2, el octámero de histonas de un nucleoso ma se ha reorganizado. Aunque la caja TATA no se encuentra por completo libre de su vinculación con las histonas, ahora es capaz de unirse a las proteínas del complejo de preiniciación. En la vía 3, los dímeros H2A/H2B ordinarios de un nucleosoma se han intercambiado por dímeros H2AZ/H2B. En la vía 4, el octámero de histonas se ha desensamblado y se ha perdido por completo del DNA.

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Figura 12.52 Paisaje de nucleosomas en los genes de levaduras. La parte superior de la ilustración muestra una región típica de DNA en la vecindad de un gen que se transcribe de manera activa mediante un complejo de RNA polimerasa II. Las posiciones de consenso de los nucleosomas se ilustran con los óvalos grises. La porción inferior de la ilustración muestra la distribución de los nucleosomas a lo largo del DNA, la altura de la línea refleja la probabilidad de que un nucleosoma se encuentre en ese sitio. La región 5’ del gen tiene la arquitectura de cromatina más definida. Existe una probabilidad muy alta de que la región promotora carezca de nucleosomas (una región libre de nucleosomas o NFR) limitada por dos nucleosomas muy bien posicionados a ambos lados del sitio de inicio de la transcripción (luz verde); estos dos nucleosomas se identifican como +1 y -1 en la parte superior de la figura. Los nucleosomas subsiguientes cercanos al extremo 5’ de la región transcrita también tienden a estar bien posicionados, como indican las localizaciones distintivas de estos nucleosomas en la parte superior del dibujo. También se ve un nucleosoma presentado por la polimerasa conforme transcribe el gen. El sombreado verde corresponde a la región de cromatina con niveles altos de la variante H2A.Z de histona, la acetilación intensa de las histonas, la metilación de H3K4 y una alta probabilidad de posición de un nucleosoma. (Imagen tomada de Cizhong Jiang y B. Franklin Pugh, Nature Revs. Gen. 10:164, 2009; © copyright 2009, Macmillan Magazines Limited, adaptada a partir de T. N. Mavrich et al., Genome Res. 18:1074, 2008.)

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Figura 12.53 Modelo de la represión transcripcional. Las colas de las histonas de la cromatina activa se acetilan. Cuando un represor transcripcional se une a su sitio de unión de DNA recluta un complejo correpresor (p. ej., SMRT/N-CoR o CoREST) y una actividad relacionada con HDAC. La HDAC elimina los grupos acetilo de las colas de histona. Una proteína distinta (SUV39H1) que contiene actividad de metiltransferasa de histonas agrega grupos metilo al residuo K9 de las colas de las histonas H3. La pérdida de grupos acetilo y la adición de grupos metilo en conjunto conducen a la inactivación de la cromatina y al silenciamiento de genes.

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Figura 12.54 Cambios en los niveles de metilación del DNA durante el desarrollo de mamíferos. El DNA de un cigoto se encuentra muy metilado. El genoma sufre una desmetilación global durante la división. De manera interesante, el DNA heredado del padre se somete a desmetilación en un estadio temprano y por un mecanismo diferente al del heredado de la madre. Después de la implantación, el DNA se somete a metilación nueva (de novo), que se mantiene en las células somáticas (no germinales) en un nivel alto durante el resto del desarrollo y la vida adulta. En cambio, el DNA de las células germinales primordiales, que da origen a los gametos en el adulto, se desmetila después. El DNA de las células germinales se metila en los estadios tardíos de la formación de los gametos. (Basada en una figura de R. Jaenisch, Trends Genetics 13:325, 1997; derechos reservados 1997, Trends in Genetics by Elsevier Ltd., en formato de libro de texto vía copyright Clearance Center.)

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Figura 12.55 Actuación de un lncRNA como mediador de la represión de la transcripción. En el paso 1 se efectúa la transcripción del lncRNA HOTAIR a partir de un segmento del locus HOKC, situado en el cromosoma humano 12. En el paso 2, el RNA de HOTAIR ha adoptado una estructura secundaria que le permite interactuar con complejos proteínicos específicos que actuarán en el locus HOXP situado en el cromosoma humano 2. El extremo 3’ del lncRNA se une de manera específica al complejo correpresor CoREST, que está unido a la enzima LSD1 que separa los grupos metilo de los residuos H3K4 de los nucleosomas y como resultado se remueve una marca epigenética activa en términos de la transcripción. Mientras tanto, el extremo 5’ de HOTAIR se liga específicamente al complejo PRC2 (un complejo de proteínas del grupo Polycomb) que posee una subunidad enzimática que agrega grupos metilo a los residuos H3K27, que constituye una marca epigenética represora en la transcripción. A causa de la desmetilación de H3K4 y la metilación de H3K27, en la transcripción el locus HOXD queda reprimido y adopta una conformación compacta (paso 3).

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Figura 12.56 Corte y empalme alternativo del gen de la fibronectina. El gen de la fibronectina consiste en diferentes exones que se muestran en la parte superior del dibujo (los intrones se presentan en negro y no están dibujados a escala). Dos de estos exones codifican porciones del polipéptido llamadas EIIIA y EIIIB, que se incluyen en las proteínas producidas por los fibroblastos pero se excluyen en las proteínas que se sintetizan en el hígado. La diferencia se debe al corte y empalme alternativos; estas porciones de pre-mRNA que codifican esos dos exones se eliminan de los transcritos en las células hepáticas. Los sitios donde los exones se pierden se indican con una flecha en el mRNA hepático.

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Figura 12.57 Un ejemplo más complejo de empalme alternativo. Muchos de los genes eucariotas son susceptibles de corte y empalme alternativos. El gen Dscam de Drosophila ilustra la diversidad de proteínas que pueden ser generadas por el empalme alternativo de transcritos provenientes de un solo gen. La línea superior indica la organización del pre-mRNA y del DNA genómico. Dicho gen tiene 24 exones, pero un transcrito primario particular contiene sólo una de las múltiples posibilidades correspondientes a cada uno de los cúmulos de exones 4, 6, 9 y 17. La línea media indica la maduración en mRNA con el exón escogido de cada uno de los cuatro cúmulos que se muestran con un color diferente. La línea inferior muestra la estructura de dominios de la proteína codificada. Los exones 4 y 6 codifican segmentos de dos de los dominios Ig de la proteína; el exón 9 codifica una región diferente de Ig y el exón 17 codifica el dominio transmembrana de las proteínas. El gen Dscam, al combinar todas las posibilidades codifica 38 111 posibles mRNA. En comparación, todo el genoma de la mosca de la fruta tiene 14 000 genes. (Con autorización de D. L. Black, Cell 103:368;2000. fig. 1: Cell by Cell Press. Reproducida con autorización de Cell Press en formato de libro de texto vía copyright Clearance Center.)

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Figura 12.58 Mecanismos del corte y empalme alternativos. (a) Los cambios en la secuencia del sitio de empalme 5’ afectan la formación de pares con el snRNA U1, situación que también afecta la cinética de empalme, al permitir que los sitios con mejores “compatibilidades” con U1 recluten el empalmosoma en un sitio de empalme 5’, sobre otros. En la figura se señalan posibles sitios de empalme 5’ como lo indican los dos dinucleótidos de GU. La línea negra ancha señala los segmentos del transcrito que serán ligados después de la separación de la sección intermedia. En el esquema superior el aparato de corte y empalme ha reconocido al segundo de los dos posibles sitios de empalme 5’. En el esquema central se produjo un cambio en la secuencia en la región del segundo sitio posible 5’ (señalado por el rectángulo negro) y el aparato de empalme reconoce ahora el primer sitio. En el esquema inferior, se introdujo un segundo cambio de la secuencia en la región del primer sitio posible de empalme 5’, de modo que el aparato de empalme termina por ignorar este sitio y utilizar el otro como región de empalme 5’. (b) También se pueden reprimir o activar sitios de empalme de potencias diferentes, según la unión cercana de proteínas que tienden a inactivar (proteínas SR) o reprimir (proteínas hnRNP) los sitios de empalme. Las proteínas SR se unen a sitios específicos dentro de exones o intrones llamados potenciadores de corte y empalme de exones o intrones (ESE e ISE) señalados en color azul pálido. Las proteínas hnRNP se unen a otros sitios en los exones o intrones llamados silenciadores del corte y empalme de exones e intrones (ESS e ISS), señalados con color rojo pálido. La unión de tales proteínas regula la selección del sitio de empalme al identificar si componentes de empalme (como U2AF, snRNP U1, y snRNP U2) se unen o no a un sitio particular en el pre-mRNA. (b: con autorización de Hartmann y J. Valcarcel, Curr. Opin. Cell Biol. 21:377-386, 2009, fig 2. Reproducida con autorización de Elsevier Ltd, en el formato de libro de texto vía copyright Clearance Center.)

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Figura 12.59 Modelo del mecanismo de la activación de la traducción de los mRNA después de la fecundación de un ovocito de Xenopus. De acuerdo con este modelo, los RNA mensajeros se mantienen en el citoplasma en estado inactivo mediante una combinación de sus colas de poli(A) cortas y una proteína inhibidora unida llamada Maskin. Ésta se adhiere por un lado a CPEB (una proteína que se fija a secuencias en la UTR 3’ de mRNA específicos) y por el otro a la proteína de unión al capuchón eIF4E. Tras la fecundación, la CPEB se fosforila, lo que desplaza a Maskin y genera dos cambios en el mRNA. La versión fosforilada de CPEB recluta otra proteína CPSF, que a su vez recluta a la polimerasa de poli(A) (PAP), una enzima que agrega residuos adenosina a la cola de poli(A). Ésta sirve como sitio de unión para moléculas PABP, lo que ayuda a atraer eIF4G, un factor de iniciación necesario para la traducción. Como resultado de estos cambios, el mRNA puede traducirse. (Reimpresa con autorización de R. D. Mendez & J. D. Richter, Nature Reviews Mol. Cell Biol. 2:524, 2001, © copyright 2001, Nature Reviews Molecular Cell Biology by Nature Publishing Group. Reproducida con autorización de Nature Publishing Group en formato de libro de texto vía copyright Clearance Center.)

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Figura 12.60 Control de la UTR 5’ del mRNA de ferritina. Cuando las concentraciones de hierro son bajas, una proteína represora que se une a dicho elemento, llamada proteína reguladora de hierro (IRP), se une a una secuencia específica de la UTR 5’ del mRNA de ferritina, denominada elemento de respuesta al hierro (IRE), que se pliega en un asa. Cuando hay hierro disponible, se une a la IRP, cambia su conformación y ocasiona que se disocie del IRE, lo que permite la traducción del mRNA para formar ferritina.

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Figura 12.61 Localización citoplásmica de los mRNA. (a) Esquema que ilustra los tres estadios de la vida de la mosca de la fruta: el huevo, la larva y el adulto. Se muestran los segmentos del tórax y el abdomen. (b) Localización del mRNA de bicoid en el polo anterior de un estadio temprano de segmentación mediante hibridación in situ. (c) Localización del mRNA de oskar en el polo posterior en un estadio comparable al que se muestra en el apartado (b). En ambos la localización de los RNA desempeña una función importante en el desarrollo del eje anteroposterior de la mosca de la fruta. (b: cortesía de Daniel St Johnston; c: cortesía de Antoine Guichet y Anne Ephrussi, Embl, Heidelberg Germany)

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Figura 12.61 Localización citoplásmica de los mRNA. (Continuación) (d) Localización del mRNA de actina β (rojo) cercano a los extremos de migración de los fibroblastos. Esta es la región celular donde se utiliza la actina durante la locomoción (véase la fig. 9.71). (d: Imagen tomada de V. M. Latham, et al., cortesía de Robert H. Singer, Curr. Biol. 11:1010, 2001, fig. 4D, con autorización de Elsevier.)

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Figura 12.62 Degradación de mRNA en células de mamíferos. (a y b) Las fases señaladas en estos esquemas se describen en el texto.

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Figura 12.62 Degradación de mRNA en células de mamíferos. (Continuación) (c) Micrografía por fluorescencia en que se advierten los cuerpos P (amarillo) en el citoplasma de las células HeLa. Los cuerpos P son revelados como el sitio de localización de GFP-DCP1, una proteína que interviene en la eliminación del capuchón de los mRNA. Los núcleos están señalados en rojo. (Con autorización de F. Tritschler et. al., Nature Revs. Mol. Cell Biol. 11:380, 2010; cuadro 1. Reimpresa con autorización de Macmillan Publishers Ltd. Por cortesía de D. Lazaretti, Max Planck Institute, Tuebingen.)

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Figura 12.63 Silenciamiento de genes mediado por miRNA. Los miRNA, como parte del complejo proteínico miRNP que se ilustra en la figura 11.37, se unen a elementos secuenciales de la UTR 3’ de mRNA específicos. Suprimen la expresión génica después de la transcripción al inducir la desadenilación y la degradación de mRNA (esquema de la esquina superior izquierda) que inhibe el comienzo de la traducción (esquema de la esquina izquierda inferior) al inhibir la elongación de la traducción (esquina derecha inferior) o tal vez al activar la degradación de los péptidos recién formados (esquina derecha superior). Algunos pares formados por mRNA y miRNA pueden ser almacenados en los cuerpos P citoplásmicos y, con la depresión al separar los miRNA, salen de ellos y reanudan la traducción. ORF (marco de lectura abierto) corresponde, al segmento codificador de aminoácidos de mRNA. (Con autorización de W. Filipowicz, et al., Nat. Revs Gen 9, 109, 2008, fig. 3. Nature Reviews Genetics by Nature Publishing Group reproducida con autorización de Nature Publishing Group en formato de libro de texto vía copyright Clearance Center.)

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Figura 12.64 Estructura y función del proteasoma. (a) Micrografía electrónica de alta resolución de un proteasoma aislado de Drosophila. (b) Modelo de un proteasoma basado en microscopia electrónica de alta resolución y cristalografía de rayos X. Cada uno de estos componentes consiste en dos grandes capuchones en el extremo de un núcleo en forma de túnel que está formado por cuatro anillos apilados. Cada uno de éstos consta de siete subunidades que se dividen en dos clases: tipo α y tipo β. Los dos anillos internos se componen de subunidades β, que rodean una cámara central. Las subunidades se dibujaron en colores diferentes porque son polipéptidos similares pero no idénticos. Tres de las siete subunidades β de cada anillo tienen actividad proteolítica, las otras cuatro son inactivas en células eucariotas. (Las células procariotas también poseen proteasomas, pero tienen una estructura más simple, y todas las subunidades β son activas.) Los dos anillos externos se componen de subunidades α sin actividad enzimática que forman una abertura estrecha (de alrededor de 13 Å) a través de la cual los polipéptidos no plegados se introducen para llegar a la cámara central, donde se degradan. (c) Pasos de la degradación de las proteínas por medio del proteasoma. En el paso 1 la proteína que se degrada se une de manera covalente a un grupo de moléculas de ubicuitina. La unión de éstas requiere la participación de tres enzimas distintas (E1, E2 y E3) en un proceso que no se explica en el texto. En el paso 2 la proteína poliubicuitinada se une al capuchón del proteasoma. La cadena de ubicuitina se elimina y el polipéptido no plegado penetra en la cámara central (paso 3), donde se degrada por efecto de la actividad catalítica de las subunidades β (pasos 4 y 5). (a: cortesía de H. Hölzl y Wolfgang Baumeister, J. Cell Biol. 150:126, 2000; reproducida con autorización de the Rockefeller University Press.)

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