efectos de la hipoxia en la regeneración tisular
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Efectos de la hipoxia en la regeneración tisular
Carlos Mario Charris Dominguez
Programa de Biología
Monografía
Directora:
Zayra Viviana Garavito Aguilar, Ph.D.
Codirectora:
Isabel Cristina Vásquez Vélez, M.Sc, cPh.D
UNIVERSIDAD DE LOS ANDES
Facultad de Ciencias
Departamento de Ciencias Biológicas
Bogotá D.C.
Agosto, 2021
Índice
Resumen ...................................................................................................................... 3
Introducción ................................................................................................................. 4
Regeneración ............................................................................................................... 6
Tipos de regeneración .............................................................................................. 7
Hipoxia ...................................................................................................................... 13
Efectos de la hipoxia en poblaciones humanas en gran altitud .............................. 16
Efecto de la hipoxia en regeneración ......................................................................... 20
En peces cebra (Danio rerio) ................................................................................. 20
En ratones (Mus musculus) .................................................................................... 22
En humanos (Homo sapiens) ................................................................................. 28
Conclusión ................................................................................................................. 30
Bibliografía ................................................................................................................ 32
Resumen
La regeneración es la capacidad de un organismo de restaurar la función y forma del
tejido perdido. Actualmente se reconocen cuatro tipos de regeneración: Mediada por
células madre, epimorfosis, morfalaxis y regeneración compensatoria. Hay varios
factores que afectan el proceso de regeneración como la hipoxia, que se define como
la falta de oxígeno y cuyos efectos serán los que se van a revisar en este trabajo de
monografía.
La hipoxia está regulada por los factores inducibles por hipoxia (HIF) y se puede dar
por varios factores, entre estos, estar expuesto a condiciones de gran altitud. Se han
realizado varios estudios sobre los efectos a corto y largo plazo que tiene la hipoxia
en comunidades humanas. En cortos periodos, se ha observado un aumento en la
actividad del sistema cardiovascular, pero a largo plazo se ha reportado que
comunidades nativas residentes por miles de años en ambientes hipóxicos tienden a
tener menores índices de enfermedades cardiovasculares.
Al entender los efectos de la hipoxia y la regeneración es posible estudiar la
interacción entre estos y su potencial uso en investigaciones futuras del área
biomédica. Varios experimentos a corto plazo en distintos organismos como ratones
(Mus musculus), peces cebra (Danio rerio), así como en células humanas (Homo
sapiens) en cultivo, han demostrado que la hipoxia mejora las capacidades
regenerativas de los tejidos debido al aumento en la proliferación, entre otras causas,
por la disminución del estrés oxidativo y el mantenimiento de la integridad del ADN
y el aumento en la expresión de proteínas como VEGF.
Abstract
Regeneration is the capacity of an organism to restore the form and function of lost
tissue. Currently, four types of regeneration are recognized: Stem cell-mediated,
epimorphosis, morphallaxis and compensatory regeneration. There are variety of
factors that affect regeneration such as hypoxia, which is the lack of oxygen and
whose effects will be reviewed in this monograph.
Hypoxia is regulated by Hypoxia-Inducible Factor and can be induced by a variety of
factors such as high-altitude environments. There has been an assortment of
experiments to study the short and long-time effects of hypoxia in human
communities. In the short term it causes an increase in cardiovascular activity but in
the long term the native communities that have lived in a hypoxic environment for
thousands of years tend to have fewer rates of cardiovascular diseases.
Understanding the effects of hypoxia and regeneration it’s possible to study the
interaction between them. A lot of short-term experiments with different organisms
like mice, zebrafish and human cells have shown that hypoxia improves the tissue
regenerative abilities due to the increase of proliferation, caused by the decrease in
oxidative stress and the increase in the expression of proteins like VEGF.
Introducción
El campo de la biología de la regeneración busca entender los mecanismos celulares
que le permiten a diferentes animales, desde cnidarios hasta vertebrados restaurar el
tejido perdido y reparar el dañado, restaurando la función tisular y orgánica (Gilbert
& Barresi, 2016). El proceso regenerativo puede ocurrir a diferentes niveles de
organización, tanto celular, como tisular o en algunos casos con el organismo
completo. El proceso regenerativo ocurre en todos los metazoos con diferentes niveles
de eficiencia (Bely & Nyberg, 2010).
Estudiar este proceso tiene valor para el área biomédica debido a su potencial aporte
en el desarrollo de tratamientos para el ser humano, ya que estos tienen capacidades
regenerativas limitadas comparados con otros vertebrados como el pez cebra (Danio
Rerio). Por ejemplo, el estudio de células madre ha permitido el desarrollo de posibles
tratamientos para enfermedades como insuficiencia cardiaca, aunque todavía solos se
evidencian beneficios modestos y todavía falta trabajo en esta área para producir
tratamientos efectivos, seguros y accesibles al público en general (Nguyen et al.,
2016).
Esto se debe a que todavía hay muchos aspectos que se desconocen de la regeneración.
En consecuencia, es necesario usar varias especies modelo como el ajolote
(Ambystoma mexicanum) y la rana de uñas africana (Xenopus laevis) para estudiar y
entender claramente las diferentes características del proceso regenerativo antes de
poder desarrollar tratamientos efectivos para humanos (Kragl et al., 2009; Tseng &
Levin, 2008).
Este proceso incluye cambios en la tasa de proliferación celular, rutas de señalización
celular o factores intrínsecos y extrínsecos que pueden inhibir o fomentar la
regeneración, entre otras (Bely & Nyberg, 2010; Boominathan & Ferreira, 2012).
Entre estos se encuentra la hipoxia, que implica una menor disponibilidad de oxígeno
en los tejidos y será el foco de interés en esta monografía.
El interés en este foco se debe a que la respuesta de las células y del cuerpo a la hipoxia
tiene consecuencias significativas en el desarrollo de los organismos, como en la
embriogénesis de ratón, la cual en su mayoría ocurre en concentraciones de oxígeno
de entre 1%-5% de O2 y se ha determinado que inhibir la respuesta a la hipoxia resulta
en deformaciones letales en el corazón y en el esqueleto (Dunwoodie, 2009; Gregg L.
Semenza, 2012). Por ende, si la hipoxia es importante para el desarrollo embrionario
por su influencia en proliferación y destino celular, también puede tener un efecto en
procesos de desarrollo post embrionarios como la regeneración.
Por lo tanto, el objetivo de este trabajo monográfico es realizar una recopilación
bibliográfica para responder la pregunta ¿Cuáles son los efectos de la hipoxia en la
regeneración tisular? Para esto, se explicarán inicialmente los aspectos básicos de la
regeneración, así como las respuestas celulares y corporales a la hipoxia y finalmente
se discutirán algunos estudios muy relevantes que muestran los efectos de la hipoxia
en la regeneración en diferentes organismos y tejidos.
Para esto, se recopilaron artículos relevantes entre el 2000 y 2020, siendo esta franja
de tiempo en donde se presenta la mayor cantidad de publicaciones, como se observa
en la Ilustración 1. La búsqueda de artículos se realizó con motores de búsqueda
académicos como Google scholar, ScienceDirect y PubMed usando palabras clave
como “Hipoxia y regeneración”, “Hipoxia y proliferación”, “Hipoxia y regeneración
en vertebrados”, “Hipoxia en células madre”. Las búsquedas se realizaron en inglés.
Ilustración 1. Artículos publicados de hipoxia y regeneración por año.
Regeneración
Es importante entender los diferentes mecanismos por los cuales ocurren los procesos
regenerativos, cuales organismos los usan y que tan conservados se mantienen estos
procesos a nivel filogenético (Gilbert & Barresi, 2016).
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NÚMERO DE PUBLICAIONES POR AÑO
La capacidad de regenerar el cuerpo completamente es común en los linajes de
metazoos más basales, pero en varias filogenias hay una tendencia hacia la pérdida o
disminución de la capacidad regenerativa a medida que aumenta el tamaño o la
complejidad (Gilbert & Barresi, 2016). Por ejemplo, en el clado de los cordados hay
urocordados capaces de regenerarse completamente a partir de fragmentos corporales,
mientras que en los vertebrados hay grupos como los anfibios, capaces de regenerar
extremidades completas, pero ya no son capaces de regenerar completamente el
cuerpo. Además, dentro de los vertebrados la capacidad regenerativa de los mamíferos
se encuentra aún más restringida, en su mayoría a nivel de tejido como la piel y en
algunos órganos como el hígado, como se evidencia en la Ilustración 2 (Bely &
Nyberg, 2010).
Ilustración 2. Niveles biológicos de regeneración (Imagen tomada y modificada a partir de: Bely &
Nyberg, 2010)
Tipos de regeneración
Se reconocen cuatro tipos de regeneración: Mediada por células madre, epimorfosis,
morfalaxis y regeneración compensatoria como se muestra en la Ilustración 3 (Gilbert
& Barresi, 2016).
Ilustración 3. Los cuatro tipos de regeneración (Imagen tomada y modificada a partir de: Gilbert
& Barresi, 2016)
En la regeneración mediada por células madre, el nuevo tejido viene de la
proliferación y diferenciación de estas. En humanos un ejemplo de esto es el
desarrollo de nuevos eritrocitos en la medula ósea (Orlic et al., 2003).
También se observa en los platelmintos, quienes tienen altas capacidades
regenerativas, siendo incluso capaces de regenerar individuos completos a partir de
solo partes del cuerpo original. Lo anterior incluyendo tejido complejo como el
sistema nervioso. Esto se debe a que mantienen una población de células llamadas
neoblastos, que reemplazan células senescentes y regeneran tejidos perdidos (Gilbert
& Barresi, 2016).
Para determinar la importancia de estas células en la regeneración, Wagner y
colaboradores en el 2014 realizaron un experimento en el que se eliminaron los
neoblastos de un platelminto a través de la exposición a radiación. En este organismo
observaron la pérdida de la habilidad regenerativa. No obstante, si los individuos
recibían un único neoblasto de otro organismo donante, eran capaces de regenerarse
completamente dentro de 30 días, como se observa en la Ilustración 4 (Wagner et al.,
2011). Entre los factores que influencian estos procesos regenerativos, se ha
determinado que los genes smedwi-1 y zfp-1 tienen roles importantes en la actividad
de estas células (van Wolfswinkel et al., 2014).
Ilustración 4. Después de perder sus neoblastos por radiación, un gusano plano puede
recuperarlos después de ser inyectado una célula de neoblasto de un gusano plano donante
(Imagen tomada y modificada a partir de: Wagner, Wang, Reddien, 2011).
Otra capacidad de los neoblastos que ha llamado la atención es la de mantener su
polaridad anterior-posterior y dorsal-ventral al momento de regenerar tejidos (Oviedo
et al., 2010; Reddien et al., 2007). Lo anterior indica que los neoblastos tienen un
sentido de dirección que les permite determinar cuándo regenerar la cabeza o la cola
y cuando regenerar la zona dorsal o ventral. Para la polaridad anterior-posterior, se ha
detectado que el gen -catenin-1 tiene un rol importante, pues cuando se silencia su
expresión, se induce el crecimiento anterior donde debería ocurrir crecimiento
posterior. Esto tiene como resultado el desarrollo de un gusano con dos cabezas,
mientras que si se sobre expresa ocurre lo contrario y se obtiene un gusano con una
cola en cada extremo. También se ha determinado que las proteínas morfogénicas
óseas (BMPs) son importante, pues la inhibición de estas resulta en la duplicación del
sistema nervioso central (Gentile et al., 2011).
Otra vía para regenerar es la epimorfosis, donde células adultas se desdiferencian y
migran a la zona del blastema para luego diferenciarse en el tejido perdido. Este tipo
de mecanismo se observa en la regeneración cardíaca en Danio rerio y frecuentemente
en la regeneración de extremidades amputadas en algunos caudados como el ajolote
(Ambystoma mexicanum), este proceso se puede observar en la Ilustración 5 (Gilbert
& Barresi, 2016).
Ilustración 5. Proceso de regeneración por formación de blastema (Imagen tomada y modificada a
partir de: Kragl, Knapp, Nacu, Khattak, Maden, Epperlein & Tanaka, 2009).
Por ejemplo, en los urodelos, tras la amputación de una extremidad, se forma un
blastema. Éste está formado por una masa de células desdiferenciadas, que se forma
alrededor del borde amputada o la herida, todo esto cubierto por una capa de células
del epitelio apical. El blastema se divide en tres partes: Blastema distal (BD),
Blastema proximal (BP) y la Zona de diferenciación (PZ), estas zonas no se dividen
por bordes definidos sino por un demarcado gradiente en la taza de proliferación de
aproximadamente 10 células. En la BD ocurre poca proliferación celular mientras que
en la BP se observa lo contrario. La PZ se encuentra adyacente a la BP y presenta
proliferación moderada (Poss et al., 2003).
Antes se pensaba que las células del blastema eran completamente pluripotentes, es
decir, que cada célula desdiferenciada podía diferenciarse en cualquier tipo de tejido,
como músculo o hueso. No obstante, experimentos más recientes han demostrado lo
contrario, pues se ha determinado que células del blastema de Ambystoma mexicanum
tienen restricciones con respecto al tipo de tejido que pueden regenerar. Por ejemplo,
células que antes eran de la dermis pueden diferenciarse en cartílago y tejido conectivo,
pero células que antes eran musculares solo regeneran nuevo músculo, lo que
mostraría la conservación de un cierto grado de identidad celular o compromiso
(Kragl et al., 2009).
Además, no se tiene completamente claro que relación existe entre el blastema y los
nervios, pero se han descubierto proteínas que median la dependencia entre estos,
como la proteína de tritón nAG, la cual es producida por los nervios y tiene un rol
importante en la generación del blastema. Por ejemplo, extremidades que han sido
denervadas no son capaces de regenerar correctamente a menos que le administren
nAG. (Kumar et al., 2011).
En el corazón del Danio rerio, el blastema se forma a partir de la desdiferenciación
parcial de los cardiomiocitos por medio de la disolución de la estructura del sarcómero.
Se ha determinado que la sobreexpresión del gen para la enzima plk1, que es vital para
la transición de la fase G2 a M en el ciclo mitótico, es necesaria para que ocurra la
regeneración; pues cuando se inhibió su expresión en una población de embriones de
Danio rerio, solo el 17% de estos pudieron regenerar el corazón, mientras que en el
grupo control el 67% pudo regenerarlo (Jopling et al., 2010)
Por otra parte, la regeneración a través de la morfalaxis consiste en la remodelación
del tejido existente o remanente, por lo que al principio del proceso regenerativo no
ocurre mucha proliferación (Gilbert & Barresi, 2016). Por ejemplo, en la bisección de
la anemona Nematostella vectensis, no hay cambios significativos en el nivel de
proliferación hasta las 18 horas después del procedimiento (Passamaneck &
Martindale, 2012).
Este proceso se observa en cnidarios como la hidra. Estos animales no tienen
mesodermo, por lo que su ectodermo y endodermo están separados por la mesoglea,
una cavidad llena de agua importante en el movimiento del animal y que sirve como
soporte. En caso de lesión, las células endodérmicas epiteliales migran a la zona de la
herida donde se diferencian para reemplazar el tejido perdido, en un proceso llamado
transdiferenciación, en el cual estas células maduras cambian su identidad o linaje
según las células o tejidos perdidos que se requieran (Bosch, 2007).
Lo anterior se puede observar mejor en la Ilustración 6, en la que células epiteliales
del torso de la hidra migran y se transdiferencian en los tres linajes celulares;
intersticiales y epiteliales endodermales y ectodermales, para regenerar la cabeza
(Wittlieb et al., 2006). Esto también se observa cuando se hace un corte medial en
estos organismos, lo que resulta en dos mini hidras del tamaño de los segmentos
iniciales que luego crecen por mitosis celular (Bosch, 2007).
Ilustración 6. Movimiento de células que expresan EGFP. Se observa como células epiteliales
migran a la herida y por morfalaxis regeneran la perdida (Imagen tomada y modificada a partir
de: Bosch, 2007).
Finalmente, en la regeneración compensatoria células maduras se dividen sin
desdiferenciarse para restablecer el tejido perdido. Este mecanismo es frecuente en
vertebrados. Un ejemplo de esto ocurre en humanos y otros mamíferos, donde los
hepatocitos, tras lesión, vuelven a entrar al ciclo celular, lo cual les permite hacer
mitosis y recuperar hasta cierto punto el tejido perdido (Gilbert & Barresi, 2016).
Por ejemplo, tras una hepatectomía parcial del hígado de un ratón se remueven los
lóbulos medio izquierdo y derecho y lateral izquierdo, lo que equivale a
aproximadamente al 66% del hígado. Después de una semana el hígado ya se habrá
recuperado completamente como se observa en la Ilustración 7 (Abu Rmilah et al.,
2019).
Ilustración 7. Regeneración del hígado de ratón después de la extirpación del 66% (Imagen tomada
y modificada a partir de: Rmilah, Zhou, Nelson, Lin, Amiot & Nyberg, 2019).
En modelos en roedores las células pasan por tres estadios durante este proceso: la
fase de iniciación que dura hasta las 5 horas, fase de proliferación y fase de
terminación donde para la proliferación. La fase de proliferación a su vez está dividida
en la fase inductiva que dura desde las 5 hasta las 72 horas y la fase angiogénica que
dura desde las 72 hasta aproximadamente las 144 horas (Abu Rmilah et al., 2019).
Durante la primera fase ocurre la activación de las rutas de señalización como Hippo,
Notch y Wnt-β/catenina, que están involucradas en regular la proliferación, la
apoptosis y el destino celular (Gilbert & Barresi, 2016; Zhao et al., 2011).
La fase inductiva consiste en la proliferación de hepatocitos y colangiocitos.
Finalmente, en la fase de angiogénesis ocurre la proliferación de células no
parenquimatosas y la generación de nuevos vasos sanguíneos (Abu Rmilah et al.,
2019).
Hay varios factores intrínsecos y extrínsecos que afectan los tipos de regeneración
previamente explicados. En los intrínsecos se encuentran la respuesta neurológica e
inmune del cuerpo y extrínsecos como edad, pH, temperatura, disponibilidad de
nutrientes e hipoxia. Esta monografía se enfoca en los efectos de este último factor
debido a que a pesar de ser un tema poco explorado se ha observado su importancia
en la proliferación y diferenciación celular durante el desarrollo y la regeneración de
varios organismos (Semenza, 2012).
Hipoxia
La hipoxia ocurre cuando los tejidos no están lo suficientemente oxigenados. Esto
puede ocurrir por varios motivos; por baja perfusión sanguínea en los tejidos, bajo
gasto cardiaco, disminución de la hemoglobina o entornos artificiales o naturales con
poco oxígeno, como las grandes altitudes (Samuel & Franklin, 2008).
En animales, la respuesta a la hipoxia está regulada por los factores inducibles por
hipoxia (HIF), que solo migran al núcleo de la célula y se activan al dimerizarse las
dos subunidades alfa (HIF-α) y beta (HIF-β, también conocida como ARNT). En
vertebrados, hay tres parálogos para la subunidad alfa (HIF-1α, HIF-2α/EPAS, HIF-
3α) (Bigham & Lee, 2014).
HIF1A, el gen que codifica para la subunidad HIF-1α, es un gen muy conservado que
surgió en los primeros metazoos y se ha mantenido con pocos cambios a lo largo del
proceso evolutivo, pues todavía se puede encontrar en todos los invertebrados y
vertebrados (G. L. Semenza et al., 1996). Por otra parte los parálogos HIF-2α y HIF-
3α solo se encuentran en vertebrados, como se observa en la Ilustración 8 (Rytkönen
et al., 2011).
Ilustración 8. Filogenia de HIF-1 y sus parálogos (Imagen tomada y modificada a partir de:
Rytkönen et al., 2001).
La actividad de estas proteínas es regulada por medio de la familia de enzimas de
prolil-hidroxilasas (PHDs), que en normoxia hidroxilan a HIF-α y sus parálogos lo
que permite que se unan a la proteína supresor tumoral Von Hippel-Lindau (pVHL).
Esta última marca a HIF-alfa para degradación por la proteasoma. En situaciones de
hipoxia, se inhibe la síntesis de PHDs, lo que le permite a HIF-α unirse a HIF-β. Estas
forman un dimero que activa numerosos genes relevantes para la respuesta a la hipoxia,
como se observa en la Ilustración 9 (Vito et al., 2020). Los HIF siguen activos
mientras que haya hipoxia, ya sea aguda (corto plazo de 5-30 min) o crónica (largo
plazo de horas a años) (Bigham & Lee, 2014; Pamenter & Powell, 2016).
Ilustración 9. Ruta de señalización de HIF (Imagen tomada y modificada a partir de: Vito et al.,
2020).
Una de estas respuestas es la respuesta ventilatoria hipóxica (HVR), la cual varía
según el tiempo de exposición a la hipoxia. En mamíferos, si este solo dura unos
minutos, baja la saturación arterial del oxígeno y comienza la HVR aguda lo que
resulta en el aumento de la actividad ventilatoria, definida por el aumento en la
frecuencia respiratoria y en el volumen corriente (volumen de aire que circula entre
una inspiración y espiración) (Powell et al., 1998). La magnitud del cambio de estas
variables varía entre especies. Se ha determinado que el cuerpo carotídeo, un
quimiorreceptor importante, tiene un rol protagonista en esta respuesta
comunicándose con el sistema nervioso central por medio de neurotransmisores como
L-glutamato, dopamina y sustancia P. Si el estímulo hipóxico se detiene, la actividad
ventilatoria vuelve a la normalidad en minutos (Pamenter & Powell, 2016).
Cuando la hipoxia continua por horas comienza la aclimatación ventilatoria a la
hipoxia (VAH). El tiempo que se demora en ocurrir la aclimatación varia bastante
dependiendo de la especie. Por ejemplo, en cabras se demora de 4 a 6 horas, alrededor
de 2 días en ratas y de días a semanas en humanos. Se asocia con el aumento del
tamaño y actividad del cuerpo carotídeo por medio de hiperplasia e hipertrofia lo que
resulta en el aumento de la sensibilidad a los cambios de oxígeno. También ocurre el
aumento del volumen corriente y la frecuencia respiratoria (Aaron & Powell, 1993).
Cuando la hipoxia se detiene en esta etapa la hipersensibilidad al oxigeno puede
persistir durante semanas lo que puede resultar en hiperventilación cuando se vuelve
a la normoxia (Pamenter & Powell, 2016).
Efectos de la hipoxia en poblaciones humanas en gran altitud
Existen varias poblaciones humanas que han vivido cientos de años en alturas
mayores de 2500 m en hipoxia crónica, como los quechuas en la región andina, los
tibetanos en Tíbet y Nepal y el pueblo Amhara en el macizo etíope (Huerta-Sánchez
et al., 2013). Estas diferentes comunidades han desarrollado distintas adaptaciones
que les permite ser más exitosos en estos ambientes.
Por ejemplo, Azad y colaboradores (2017) compararon poblaciones etíopes, tibetanas
y andinas de gran altitud a nivel genético y fisiológico que se establecieron en
ambientes con hipoxia crónica hace 75.000, 25.000 y 11.000 años respectivamente
(Alkorta-Aranburu et al., 2012; Beall, 2007). Se observo que cada comunidad se ha
adaptado de forma distinta, con distinciones genéticas y fenotípicas (Azad et al., 2017).
A nivel genético, se han reportado múltiples genes asociados con adaptaciones a gran
altitud. Se encontraron 64 genes en común entre por lo menos dos de las poblaciones
y 4 comunes entre las tres, como se observa en la Ilustración 10. La mayoría de estos
genes están relacionados con angiogénesis y respuestas del sistema circulatorio e
inmune (Azad et al., 2017).
Ilustración 10. Convergencia genética de las tres poblaciones. Se presentan 64 genes que por lo
menos dos poblaciones tienen en común. De estos 64 solo se comparten 4 entre las tres (Imagen
tomada y modificada a partir de: Azad et al., 2017).
A nivel fisiológico, se compararon en las tres poblaciones la concentración de
hemoglobina y la saturación de oxígeno. En ambientes a 4000 metros de altura se
observó que la concentración de hemoglobina, medida en gramo (gm) por decilitro
(dL), de la población andina es parecida a la de un nativo de tierras bajas que esta
expuestos a hipoxia crónica, pues su concentración es más alta que la de la población
tibetana y la etíope (Azad et al., 2017). Para que la población tibetana presente
concentraciones de hemoglobina elevadas tiene que estar a aproximadamente 5000
metros de altura y aun así no llega a los niveles de la población andina, mientras que
la población etíope es capaz de mantener concentraciones de hemoglobina cercanas a
las de poblaciones a nivel del mar a pesar de normalmente vivir a 3.022 metros de
altura, como se observa en la Ilustración 11 (Beall, 2006; Scheinfeldt et al.,
2012)(Beall, 2006).
Ilustración 11. Concentración promedio de hemoglobina de las tres poblaciones y un control en
tierras bajas (Imagen tomada y modificada a partir de: Beall, 2006).
A 4.000 metros de altura las poblaciones tibetanas y andinas tienen porcentajes de
saturación de oxígeno en promedio de 89% y 92% respectivamente, lo que implica
hipoxemia arterial (Azad et al., 2017). En promedio, la población andina mantiene un
mayor porcentaje de saturación arterial de oxígeno que la tibetana, mientras que la
tibetana disminuye dramáticamente a medida que aumenta la altura bajando hasta el
84% a 5.000 metros. Por otro lado, la población control a nivel del mar y la población
etíope mantiene porcentajes de 97% y 95% respectivamente, lo que implica que la
población etíope es capaz de mantener sus tejidos lo suficientemente oxigenados para
evitar hipoxemia a pesar de la hipoxia ambiental, como se observa en la Ilustración
12 (Beall, 2006).
Ilustración 12. Porcentaje de saturación de oxígeno de las tres poblaciones y un control en tierras
bajas (Imagen tomada y modificada a partir de: Beall, 2006).
En conclusión, las tres poblaciones presentan distintos fenotipos para lidiar con la
hipoxia. La población andina muestra un exceso de eritrocitos e hipoxemia arterial lo
que resulta en presión arterial baja comparada con poblaciones a nivel del mar. La
tibetana presenta concentración de hemoglobina ligeramente elevada e hipoxemia
arterial, lo que resulta en presión arterial de aproximadamente 10% menos que la
población a nivel del mar. Finalmente, la etíope tiene concentración de hemoglobina,
saturación de oxígeno y presión arterial parecida a la de la población a nivel del mar.
Esto sugiere que la población etíope es la mejor adaptada a vivir en gran altitud, lo
que concuerda con su periodo de residencia bajo estas condiciones y un mayor tiempo
adaptándose a hipoxia crónica (Azad et al., 2017).
Es posible que los cambios fisiológicos resultantes del proceso evolutivo resulten en
menores índices de enfermedades cardiovasculares en estas poblaciones. Por ejemplo,
comparando los índices de hipertensión entre los quechuas que viven a más de
3.000msnm y los mapuches, que viven a nivel del mar, se observa que los quechuas
tienen índices muy bajos de esta situación patológica incluso en los que migraron a
tierras bajas, mientras que en los Mapuche se observa que un 14% de su población
presenta hipertensión (J L Rupert et al., 2003).
Adicionalmente, alelos en el gen ß-fibrinógeno asociados con riesgo de enfermedad
coronaria se encuentran con mucha menor frecuencia en quechuas que en poblaciones
nativo-americanas en tierras bajas (Jim L. Rupert et al., 1999). Además, el promedio
del tamaño del corazón de poblaciones nativas andinas que viven en gran altitud es
mayor que el de poblaciones nativas que viven a nivel del mar (Kerwin, 1944).
También se ha observado que los quechuas tienen una circunferencia torácica 12-15%
mayor que poblaciones a nivel del mar. Este confiere la ventaja del aumento de la
capacidad ventilatoria y la capacidad vital forzada (Monge & Leon-Velarde, 2003)
Efecto de la hipoxia en regeneración
Para entender la relación entre la hipoxia y la regeneración tisular se han realizado
varios estudios en diferentes modelos animales, como Danio rerio, ratones (Mus
musculus) y también estudios con cultivos de células humanas. En estos estudios la
hipoxia se induce con una variedad de metodologías, como el uso de cámaras de
hipoxia, la administración de fármacos, la modificación genética, entre otros.
En peces cebra (Danio rerio)
En Danio rerio solo se han realizado dos estudios. En uno de estos realizado por
Jopling y colaboradores (2012) se amputo aproximadamente el 20% del ventrículo
del corazón a peces adultos y se emplearon grupos de animales bajo hiperoxia,
normoxia e hipoxia, la cual se indujo usando el fármaco Fenilhidrazina, que induce
anemia. Además, se mantuvo un cuarto grupo de peces en normoxia con una
modificación genética, llamada dnHIF1α que evita la acción de HIF1α (Chaudhary et
al., 2021).
Se comparo la regeneración entre estos tratamientos a los 14 días después de la
amputación del ventrículo. La medición de la respuesta regenerativa en el corazón de
los peces se realizó por medio de la detección de células que incorporaron BrdU, un
compuesto que las células incorporan en vez de la timina durante la fase S del ciclo
celular. Al detectar cuantas células están incorporando BrdU es posible determinar si
las células están preparándose para entrar en mitosis y posiblemente proliferar. Esto
sirvió en este estudio para comparar la potencial tasa de proliferación de celular en los
cuatro tratamientos (Cavanagh et al., 2011).
Se observó que el grupo con mayor taza de regeneración fue el que estaba bajo hipoxia,
seguido por el grupo bajo normoxia, dnHIF1α y finalmente los expuestos a hiperoxia,
como se observa en la Ilustración 13. Después de 14 días los grupos de hiperoxia y
dnHIF1α no completaron la regeneración del ventrículo.
Ilustración 13. Cardiomiocitos positivos para BrdU para los cuatro grupos. Mayor BrdU implica
mayor proliferación y por ende regeneración (Imagen tomada y modificada a partir de: Jopling et
al., 2012).
Jopling y colaboradores (2012) también realizaron otro set de experimentos con
miocardios in vitro expuesto a las mismas tres condiciones de normoxia, hipoxia e
hiperoxia en la que se comparó la tasa de proliferación y desdiferenciación de
cardiomiocitos, lo que se asocia directamente con proliferación y restablecimiento de
la estructura. La tasa de proliferación se determinó usando el marcador PHH3
mientras que la desdiferenciación se determinó con el des ensamblaje del sarcómero
y la expresión de genes asociados con el desarrollo temprano (Jopling et al., 2010,
2012).
Se observo que las tazas de proliferación y desdiferenciación fueron mayores en
hipoxia, seguidas por normoxia y por último hiperoxia. La taza de desdiferenciación
en hipoxia fue de 75%, la normoxia 46% y la de hiperoxia fue del 28%, como se
evidencia en la Ilustración 14.
Ilustración 14. Promedio de células positivas para PHH3 (Izquierda). Porcentaje de
cardiomiocitos desdiferenciados (Derecha) (Imagen tomada y modificada a partir de: Jopling et
al., 2012).
Basándose en los resultados, se concluyó que la hipoxia incrementa la
desdiferenciación y proliferación de cardiomiocitos, lo que resulta en una mejor
capacidad regenerativa. Por otra parte, aumentar la cantidad de oxígeno o bloquear la
respuesta celular a la hipoxia resulta en la inhibición de la capacidad regenerativa bajo
las condiciones experimentales de este reporte. (Jopling et al., 2012).
En ratones (Mus musculus)
En ratones se han realizado una gran variedad de experimentos en diferentes tejidos
con diferentes metodologías para evaluar regeneración bajo hipoxia (Nakada et al.,
2017; Wan et al., 2008). Por ejemplo, Wan y colaboradores (2008) realizaron una
serie de experimentos para determinar la relación entre la hipoxia y la regeneración
de hueso y vasos sanguíneos después de una elongación ósea usando métodos
genéticos y farmacológicos para manipular la activación de HIF.
La elongación ósea es un proceso por el cual se fractura el hueso y se separan
ligeramente las partes para permitir que se regenere nuevo hueso en el espacio entre
estas (Aronson, 1994).
Usando pimonidazole, un marcador de hipoxia tisular, un día después de la operación
se observó que las células más teñidas son osteoblastos, identificados por tinción con
fosfatasa alcalina (ALP), en las regiones que rodean el espacio de la fractura. Usando
inmunohistoquímica se determinó que estas células también expresan HIF-1α y el
factor de crecimiento endotelial vascular (VEGF), una proteína señalizadora de la
angiogénesis (Ferrara et al., 2003).
Luego obtuvieron dos cepas mutantes de ratones. En la primera, llamada ΔVHL, se
inhibió la actividad de la pVHL lo que llevo al aumento de HIF-1α, VEGF y el
marcador de neovascularización CD31. Esto resulto en el aumento significativo del
número y volumen de vasos sanguíneos por volumen total; seguido por mayor
volumen y densidad ósea después de 17 días de la operación comparada con el grupo
de control como se observa en la Ilustración 15. Además, al realizar pruebas
biomecánicas se determinó que el hueso formado en hipoxia tiene mayor integridad
estructural (Wan et al., 2008).
Ilustración 15. Volumen de hueso por volumen total (BV/TV), Volumen de hueso (BV), Volumen de
vasos sanguíneos por volumen total (VV/TV) y el número de vasos sanguíneos de la cepa ΔVHL
comparado con el control (Imagen tomada y modificada a partir de: Wan et al, 2008)
En la segunda cepa, llamada Δ HIF-1α, se inhibió la actividad de la proteína HIF-1α
en osteoblastos. Después de 17 días de la operación se observó un efecto contrario al
descrito antes, es decir, disminución en la vascularización y volumen del hueso
regenerado como se evidencia en la Ilustración 16.
Ilustración 16. Volumen de hueso por volumen total (BV/TV), Volumen de hueso (BV), Volumen de
vasos sanguíneos por volumen total (VV/TV) y el número de vasos sanguíneos de la cepa ΔHIF-1α
comparado con el control (Imagen tomada y modificada a partir de: Wan et al, 2008).
Finalmente, se promovió la expresión de HIF-1α por medio del fármaco deferoxamina,
que es un quelante de hierro que induce hipoxia. Este se aplicó directamente en el
espacio entre los fragmentos desde el día 7 hasta el 17 diariamente después de la
cirugía. Al igual que la cepa ΔVHL, se observó un aumento de vascularización y
regeneración ósea comparado con el control.
En conclusión, la activación de la expresión de HIF-1α, ya sea por métodos genéticos
o farmacéuticos, lleva a la expresión de genes importantes parar la neovascularización,
como VEGF, lo cual a su vez promueve la regeneración ósea. El hueso regenerado en
estado de hipoxia es más denso, lo que resulta en mayor integridad estructural. Al
inhibir la expresión de HIF-1α, la regeneración disminuye y el hueso tiende a perder
densidad (Wan et al., 2008).
Por otra parte, en el corazón, Nakada y colaboradores (2017) realizaron dos
experimentos en los que se les disminuyo la fracción de oxígeno inspirado (FiO2) a
un grupo de ratones, buscando inducir hipoxia y posteriormente midió la actividad
metabólica, la cantidad de radicales de oxígeno y la proliferación celular.
Para esto, en el primer experimento se utilizaron cámaras de hipoxia, las cuales usan
N2 para desplazar el O2. Con estas se bajó gradualmente el nivel de FiO2 a lo largo de
2 semanas desde el valor normal de 20.9% hasta el 7% y en esta condición se mantuvo
la FiO2 durante 2 semanas como se ve en la Ilustración 17.
Ilustración 17. Metodología de primer experimento para inducir hipoxia en la cámara de hipoxia
(Imagen tomada y modificada a partir de: Nakada et al., 2017)
Para evaluar la actividad metabólica se comparó en normoxia e hipoxia la expresión
de genes mitocondriales normalizados a la expresión de genes nucleicos. También se
midió la síntesis de proteínas involucradas en el ciclo de Krebs y la Beta oxidación.
En ambos casos se observó una disminución de los valores medidos en los ratones
con hipoxia comparada con el control. Esto implica que la hipoxia está causando la
disminución de actividad metabólica del miocardio pues se está disminuyendo la
síntesis de ADN mitocondrial por ADN nucleico y la síntesis de proteínas necesarias
para procesos metabólicos como el ciclo de Krebs y la beta oxidación (Mathews et al.,
2002; Nakada et al., 2017).
La disminución de la actividad metabólica debería resultar en la disminución de la
generación de radicales de oxígeno (ROS). Para determinar esto se midieron los ROS
encontrando una disminución que corrobora los resultados descritos arriba como se
observa en la Ilustración 18.
Ilustración 18. Razón de ADN mitocondrial de acuerdo con ADN celular en ratones en normoxia e
hipoxia, se observa como en situación de hipoxia hay menos ADN mitocondrial por ADN celular en
situación de hipoxia (Izquierda). Mol por mg de ROS en ratones con normoxia e hipoxia, se
observa una disminución de ROS en hipoxia (Derecha) (Imagen tomada y modificada a partir de:
Nakada et al., 2017).
Debido a la disminución de los ROS se debería observar una disminución del estrés
oxidativo y su potencial daño al ADN. Esto causaría un aumento en la actividad
mitótica de los cardiomiocitos, con mayor proliferación y capacidad regenerativa
(Puente et al., 2014).
Para corroborar esto, Nakada y colaboradores (2017) midieron el estrés oxidativo
usando anticuerpos para dos marcadores moleculares. El primero; 8-hidroxiguanosina
(8OHG), que es la base nitrogenada guanosina modificada por el estrés oxidativo. El
segundo es la presencia de la proteína ATM fosforilada, la cual se activa en respuesta
a daños en el ADN. Se observo que en hipoxia disminuye la presencia de estos
marcadores, lo que implica que hay una disminución en el estrés oxidativo y por tanto
un menor daño del ADN de ratones en hipoxia (Banin, 1998; Cattley & Glover, 1993;
Nakada et al., 2017).
Luego para la proliferación, se midió la incorporación de BrdU y la expresión del
marcador de mitosis pH3S10 y se comparó el tamaño del corazón de los ratones en
hipoxia con el grupo control. Se observo que los corazones en hipoxia tienen mayor
tamaño, sus cardiomiocitos incorporaron ocho veces más BrdU y expresaron más
pH3S1 que los corazones en normoxia, como muestra la Ilustración 19. La evidencia
mostró que el incremento en el tamaño de los corazones se debía a hiperplasia más
que ha hipertrofia de los cardiomiocitos (Nakada et al., 2017).
Ilustración 19. Aumento del corazón en hipoxia (Izquierdo), aumento de incorporación de BrdU en
cardiomiocitos en hipoxia (Mitad), aumento de expresión de pH3 en cardiomiocitos en hipoxia
(Derecha) (Imagen tomada y modificada a partir de: Nakada et al., 2017).
Para determinar el efecto sobre la capacidad regenerativa, los autores realizaron un
segundo experimento en el que se indujo un infarto agudo de miocardio (MI) por
medio de la ligación de la arteria coronaria descendente anterior izquierda proximal
(LAD). Luego del procedimiento se expusieron los ratones a los mismos tratamientos
ya descritos con la diferencia de que luego de las dos semanas en hipoxia a un grupo
de ratones se les elevo gradualmente el nivel de FiO2 hasta alcanzar un estado de
normoxia, como muestra la Ilustración 20.
Ilustración 20. Metodología de segundo experimento en la cámara de hipoxia luego de MI inducida
por LAD (Imagen tomada y modificada a partir de: Nakada et al., 2017).
Se midió el área del tejido fibroso, incorporación de BrdU y expresión de pH3S1. En
los corazones de animales bajo hipoxia se observó menos tejido fibroso, lo que
concuerda con una mayor incorporación de BrdU y expresión de pH3S1 con respecto
a animales bajo normoxia, como se observa en la Ilustración 21. Adicionalmente, se
observó una mejora de la actividad sistólica en los corazones en hipoxia (Nakada et
al., 2017).
Ilustración 21. Comparación de histología de tejido fibroso (azul) entre corazón en normoxia e
hipoxia (Izquierda). Promedio de área de tejido fibroso entre corazones en normoxia e hipoxia
(Derecha) (Imagen tomada y modificada a partir de: Nakada et al., 2017)
En conclusión, la hipoxia causa una disminución de la actividad metabólica, lo que
resulta en la diminución de ROS en el organismo. Esto conduce a la reducción del
estrés oxidativo, lo que mantiene la integridad del ADN permitiendo a los
cardiomiocitos reentrar en el ciclo celular y proliferar. Esto aumenta el tamaño del
corazón y su capacidad regenerativa, esta última evidenciada por la diminución de
tejido cicatrizado en las zonas afectadas (Nakada et al., 2017).
En humanos (Homo sapiens)
Se han estudiado los efectos de la hipoxia en células madre, con el fin de valorar
potenciales cambios de comportamiento que puedan ser útiles en tratamientos
médicos, como inducir aumento de proliferación y especialización. Un ejemplo de
esto son las células madre derivadas del tejido adiposo (ASC), que son fáciles de
obtener, abundantes y se originan de tejido con menor disponibilidad de oxígeno.
Las ASCs se pueden diferenciar en varios tipos de tejidos, como en adipocitos,
osteocitos, cardiomiocitos y neuronas. Además de asistir en la regeneración por
diferenciación y proliferación, las ASCs también liberan factores de crecimiento que
fomentan la proliferación de las células alrededor in vitro.
La hipoxia promueve varios aspectos de las ASCs cultivadas in vitro como la
proliferación, adhesión, migración y secreción de factores de crecimiento, como se
observa en la Ilustración 22. Este último factor es vital para la regeneración, pues se
ha identificado que son estos factores y no la proliferación de las ASCs lo que fomenta
más la regeneración de tejido (Kim et al., 2009).
Ilustración 22. Efectos de la hipoxia en diferentes aspectos de las ASC (Imagen tomada y
modificada a partir de: Chung et al, 2009).
Usando la técnica ELISA, Chung y colaboradores (2009) compararon la expresión de
41 factores de crecimiento en dos medios condicionados por ASC cultivadas in vitro,
un medio en estado de normoxia y el otro en estado de hipoxia. Se observó un aumento
significativo en la expresión de 12 de los factores como VEGF. Adicionalmente, se
evidencio la disminución de aproximadamente del 70% en la expresión de la proteína
que promueve el crecimiento y diferenciación llamada factor de crecimiento
epidérmico (EGF), como se muestra en la Ilustración 23.
Ilustración 23. Expresión de factores de crecimiento en medio de crecimiento condicionado por
ASC en estado de normoxia (norCM) e hipoxia (hypoCM). Los círculos rojos indican un aumento
en la expresión mientras que el azul disminución (Imagen tomada y modificada a partir de: Chung
et al, 2009)
En conclusión, exponer las ASC a hipoxia in vitro resulta en el aumento de la
actividad de HIF-1α. Lo anterior lleva a la proliferación y la expresión de varios
factores de crecimiento, muchos de ellos fundamentales en la angiogénesis y la
reparación. Esto resulta en el aumento de regeneración de tejido cutáneo, con mayor
angiogénesis y la disminución de apoptosis (Chung et al., 2009).
Conclusión
La hipoxia promueve la proliferación de las células del tejido lesionado, así como en
células en cultivo. En todos los casos en los que se inhibió la actividad de la HIF-α,
un factor transcripcional vital para la regulación de la respuesta a la hipoxia, se
observó una drástica disminución en la capacidad regenerativa, como en el caso
descrito de la perdida de densidad ósea en el experimento de Wang y colaboradores
(2008).
Esto se debe a que la expresión de HIF-α también promueve un cambio en la expresión
de genes importantes para la formación de tejidos perdidos o lesionados como VEGF,
una proteína involucrada en la angiogénesis, por lo que la inhibición de HIF- α
también inhibe la expresión de estas proteínas, como se observa al inhibir su expresión
en embriones de ratón, lo que resulta en corazones malformados.
Por el contrario, si se estimula la respuesta a la hipoxia, ya sea por cámaras de hipoxia
o por uso de fármacos, aumenta la expresión de genes que promueven la proliferación
celular, como se observa en el experimento de Nakada y colaboradores (2017). Sin
embargo, es importante aclarar que en ninguno de los experimentos anteriores
evaluaron condiciones naturales de hipoxia, como gran altitud.
En células madre como ASCs también promueve la secreción de factores de
crecimiento, con la excepción de EGF. Por medio de comunicación paracrina estos
factores promueven el crecimiento del tejido alrededor de las ASCs.
Otra posible explicación del aumento de la proliferación bajo hipoxia puede ser la
disminución de ROS causada por la ralentización del metabolismo, lo que reduce el
estrés oxidativo y preserva en mejores condiciones el ADN permitiendo que las
células vuelvan al ciclo celular. Sin embargo, todavía no se entiende completamente
la relación entre los ROS y la regeneración.
Como se evidencia, el estudio de esta rama de la ciencia presenta muchas incógnitas
por resolver, como la diferencia en la expresión de EGF en el experimento realizado
por Chung y colaboradores (2009) o la baja efectividad de los tratamientos con células
madre descritos por Nguyen y colaboradores (2016).
Evidentemente la respuesta a la hipoxia HIF es un mecanismo extremadamente
complejo que interactúa con una variedad de rutas de señalización y su interacción
con la regeneración es un área de estudio que, basándose en el número de
publicaciones, ha estado aumentando progresivamente desde el comienzo del siglo
XXI, por lo que es un área con mucho potencial y numerosas oportunidades para
investigadores interesados.
Bibliografía
Aaron, E. A., & Powell, F. L. (1993). Effect of chronic hypoxia on hypoxic
ventilatory response in awake rats. Journal of Applied Physiology, 74(4), 1635–
1640. https://doi.org/10.1152/jappl.1993.74.4.1635
Abu Rmilah, A., Zhou, W., Nelson, E., Lin, L., Amiot, B., & Nyberg, S. L. (2019).
Understanding the marvels behind liver regeneration. Wiley Interdisciplinary
Reviews: Developmental Biology, 8(3), 1–46. https://doi.org/10.1002/wdev.340
Alkorta-Aranburu, G., Beall, C. M., Witonsky, D. B., Gebremedhin, A., Pritchard, J.
K., & Di Rienzo, A. (2012). The Genetic Architecture of Adaptations to High
Altitude in Ethiopia. PLoS Genetics, 8(12).
https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1003110
Aronson, J. (1994). Experimental and Clinical Experience with Distraction
Osteogenesis. The Cleft Palate-Craniofacial Journal, 31(6), 473–482.
https://doi.org/10.1597/1545-1569_1994_031_0473_eacewd_2.3.co_2
Azad, P., Stobdan, T., Zhou, D., Hartley, I., Akbari, A., Bafna, V., & Haddad, G. G.
(2017). High-altitude adaptation in humans: from genomics to integrative
physiology. Journal of Molecular Medicine, 95(12), 1269–1282.
https://doi.org/10.1007/s00109-017-1584-7
Banin, S. (1998). Enhanced Phosphorylation of p53 by ATM in Response to DNA
Damage. Science, 281(5383), 1674–1677.
https://doi.org/10.1126/science.281.5383.1674
Beall, C. M. (2006). Andean, Tibetan, and Ethiopian patterns of adaptation to high-
altitude hypoxia. Integrative and Comparative Biology, 46(1), 18–24.
https://doi.org/10.1093/icb/icj004
Beall, C. M. (2007). Two routes to functional adaptation: Tibetan and andean high-
altitude natives. In the Light of Evolution, 1, 239–255.
https://doi.org/10.17226/11790
Bely, A. E., & Nyberg, K. G. (2010). Evolution of animal regeneration: re-
emergence of a field. Trends in Ecology and Evolution, 25(3), 161–170.
https://doi.org/10.1016/j.tree.2009.08.005
Bigham, A. W., & Lee, F. S. (2014). Human high-altitude adaptation: Forward
genetics meets the HIF pathway. Genes and Development, 28(20), 2189–2204.
https://doi.org/10.1101/gad.250167.114
Boominathan, V. P., & Ferreira, T. L. (2012). Factors promoting increased rate of
tissue regeneration: The zebrafish fin as a tool for examining tissue engineering
design concepts. Zebrafish, 9(4), 207–219.
https://doi.org/10.1089/zeb.2012.0741
Bosch, T. C. G. (2007). Why polyps regenerate and we don’t: Towards a cellular
and molecular framework for Hydra regeneration. Developmental Biology,
303(2), 421–433. https://doi.org/10.1016/j.ydbio.2006.12.012
Cattley, R. C., & Glover, S. E. (1993). Elevated 8-hydroxydeoxyguanosine in
hepatic DNA of rats following exposure to peroxisome proliferators:
relationship to carcinogenesis and nuclear localization. Carcinogenesis, 14(12),
2495–2499. https://doi.org/10.1093/carcin/14.12.2495
Cavanagh, B. L., Walker, T., Norazit, A., & Meedeniya, A. C. B. (2011). Thymidine
analogues for tracking DNA synthesis. Molecules, 16(9), 7980–7993.
https://doi.org/10.3390/molecules16097980
Chaudhary, M., Dan, S., Sharma, V., & Sharma, A. K. (2021). Current perspective
on dominant negative mutations: Trends, scope and relevance. Biointerface
Research in Applied Chemistry, 11(4), 12020–12036.
https://doi.org/10.33263/BRIAC114.1202012036
Chung, H. M., Won, C. H., & Sung, J. H. (2009). Responses of adipose-derived
stem cells during hypoxia: Enhanced skin-regenerative potential. Expert
Opinion on Biological Therapy, 9(12), 1499–1508.
https://doi.org/10.1517/14712590903307362
Dunwoodie, S. L. (2009). The Role of Hypoxia in Development of the Mammalian
Embryo. Developmental Cell, 17(6), 755–773.
https://doi.org/10.1016/j.devcel.2009.11.008
Ferrara, N., Gerber, H.-P., & LeCouter, J. (2003). The biology of VEGF and its
receptors. Nature Medicine, 9(6), 669–676. https://doi.org/10.1038/nm0603-669
Gentile, L., Cebrià, F., & Bartscherer, K. (2011). The planarian flatworm: An in
vivo model for stem cell biology and nervous system regeneration. DMM
Disease Models and Mechanisms, 4(1), 12–19.
https://doi.org/10.1242/dmm.006692
Gilbert, S., & Barresi, M. (2016). Developmental Biology (M. Tyler (ed.); 11th ed.).
Sinauer Associates.
Huerta-Sánchez, E., DeGiorgio, M., Pagani, L., Tarekegn, A., Ekong, R., Antao, T.,
Cardona, A., Montgomery, H. E., Cavalleri, G. L., Robbins, P. A., Weale, M.
E., Bradman, N., Bekele, E., Kivisild, T., Tyler-Smith, C., & Nielsen, R.
(2013). Genetic Signatures Reveal High-Altitude Adaptation in a Set of
Ethiopian Populations. Molecular Biology and Evolution, 30(8), 1877–1888.
https://doi.org/10.1093/molbev/mst089
Jopling, C., Sleep, E., Raya, M., Martí, M., Raya, A., & Belmonte, J. C. I. (2010).
Zebrafish heart regeneration occurs by cardiomyocyte dedifferentiation and
proliferation. Nature, 464(7288), 606–609. https://doi.org/10.1038/nature08899
Jopling, C., Suñé, G., Faucherre, A., Fabregat, C., & Izpisua Belmonte, J. C. (2012).
Hypoxia induces myocardial regeneration in zebrafish. Circulation, 126(25),
3017–3027. https://doi.org/10.1161/CIRCULATIONAHA.112.107888
Kerwin, A. J. (1944). Observations on the heart size of natives living at high
altitudes. American Heart Journal, 28(1), 69–80.
https://doi.org/10.1016/S0002-8703(44)90508-9
Kim, W. S., Park, B. S., & Sung, J. H. (2009). The wound-healing and antioxidant
effects of adipose-derived stem cells. Expert Opinion on Biological Therapy,
9(7), 879–887. https://doi.org/10.1517/14712590903039684
Kragl, M., Knapp, D., Nacu, E., Khattak, S., Maden, M., Epperlein, H. H., &
Tanaka, E. M. (2009). Cells keep a memory of their tissue origin during axolotl
limb regeneration. Nature, 460(7251), 60–65.
https://doi.org/10.1038/nature08152
Kumar, A., Delgado, J. P., Gates, P. B., Neville, G., Forge, A., & Brockes, J. P.
(2011). The aneurogenic limb identifies developmental cell interactions
underlying vertebrate limb regeneration. Proceedings of the National Academy
of Sciences of the United States of America, 108(33), 13588–13593.
https://doi.org/10.1073/pnas.1108472108
Mathews, C. K., Ahern, K. G., & Van Holde, K. . (2002). BIOQUÍMICA 3era
Edición.
Monge, C., & Leon-Velarde, F. (2003). El reto fisiologico de vivir en los Andes (1st
ed.). Universidad Peruana Cayetano Heredia.
Nakada, Y., Canseco, D. C., Thet, S., Abdisalaam, S., Asaithamby, A., Santos, C.
X., Shah, A. M., Zhang, H., Faber, J. E., Kinter, M. T., Szweda, L. I., Xing, C.,
Hu, Z., Deberardinis, R. J., Schiattarella, G., Hill, J. A., Oz, O., Lu, Z., Zhang,
C. C., … Sadek, H. A. (2017). Hypoxia induces heart regeneration in adult
mice. Nature, 541(7636), 222–227. https://doi.org/10.1038/nature20173
Nguyen, P. K., Rhee, J. W., & Wu, J. C. (2016). Adult stem cell therapy and heart
failure, 2000 to 2016: A systematic review. JAMA Cardiology, 1(7), 831–841.
https://doi.org/10.1001/jamacardio.2016.2225
Orlic, D., Kajstura, J., Chimenti, S., Bodine, D. M., Leri, A., & Anversa, P. (2003).
Bone marrow stem cells regenerate infarcted myocardium. Pediatric
Transplantation, 7(SUPPL. 3), 86–88. https://doi.org/10.1034/j.1399-
3046.7.s3.13.x
Oviedo, N. J., Morokuma, J., Walentek, P., Kema, I. P., Gu, M. B., Ahn, J. M.,
Hwang, J. S., Gojobori, T., & Levin, M. (2010). Long-range neural and gap
junction protein-mediated cues control polarity during planarian regeneration.
Developmental Biology, 339(1), 188–199.
https://doi.org/10.1016/j.ydbio.2009.12.012
Pamenter, M. E., & Powell, F. L. (2016). Time Domains of the Hypoxic Ventilatory
Response and Their Molecular Basis. Comprehensive Physiology, 6(3), 1345–
1385. https://doi.org/10.1002/cphy.c150026
Passamaneck, Y. J., & Martindale, M. Q. (2012). Cell proliferation is necessary for
the regeneration of oral structures in the anthozoan cnidarian Nematostella
vectensis. BMC Developmental Biology, 12. https://doi.org/10.1186/1471-
213X-12-34
Poss, K. D., Keating, M. T., & Nechiporuk, A. (2003). Tales of regeneration in
zebrafish. Developmental Dynamics, 226(2), 202–210.
https://doi.org/10.1002/dvdy.10220
Powell, F. L., Milsom, W. K., & Mitchell, G. S. (1998). Time domains of the
hypoxic ventilatory response. Respiration Physiology, 112(2), 123–134.
https://doi.org/10.1016/S0034-5687(98)00026-7
Puente, B. N., Kimura, W., Muralidhar, S. A., Moon, J., Amatruda, J. F., Phelps, K.
L., Grinsfelder, D., Rothermel, B. A., Chen, R., Garcia, J. A., Santos, C. X.,
Thet, S., Mori, E., Kinter, M. T., Rindler, P. M., Zacchigna, S., Mukherjee, S.,
Chen, D. J., Mahmoud, A. I., … Sadek, H. A. (2014). The oxygen-rich
postnatal environment induces cardiomyocyte cell-cycle arrest through DNA
damage response. Cell, 157(3), 565–579.
https://doi.org/10.1016/j.cell.2014.03.032
Reddien, P. W., Bermange, A. L., Kicza, A. M., & Sánchez Alvarado, A. (2007).
BMP signaling regulates the dorsal planarian midline and is needed for
asymmetric regeneration. Development, 134(22), 4043–4051.
https://doi.org/10.1242/dev.007138
Rupert, J L, Kidd, K. K., Norman, L. E., Monsalve, M. V, Hochachka, P. W., &
Devine, D. V. (2003). Genetic Polymorphisms in the Renin-Angiotensin System
in High-Altitude and Low-Altitude Native. 17–25.
Rupert, Jim L., Devine, D. V., Monsalve, M. V., & Hochachka, P. W. (1999). β-
Fibrinogen allele frequencies in Peruvian Quechua, a high-altitude native
population. American Journal of Physical Anthropology, 109(2), 181–186.
https://doi.org/10.1002/(SICI)1096-8644(199906)109:2<181::AID-
AJPA4>3.0.CO;2-Y
Rytkönen, K. T., Williams, T. A., Renshaw, G. M., Primmer, C. R., & Nikinmaa, M.
(2011). Molecular evolution of the metazoan PHD-HIF oxygen-sensing system.
Molecular Biology and Evolution, 28(6), 1913–1926.
https://doi.org/10.1093/molbev/msr012
Samuel, J., & Franklin, C. (2008). Hypoxemia and Hypoxia. Common Surgical
Diseases, 391–394. https://doi.org/10.1007/978-0-387-75246-4_97
Scheinfeldt, L. B., Soi, S., Thompson, S., Ranciaro, A., Woldemeskel, D., Beggs,
W., Lambert, C., Jarvis, J. P., Abate, D., Belay, G., & Tishkoff, S. A. (2012).
Genetic adaptation to high altitude in the Ethiopian highlands. Genome Biology,
13(1), R1. https://doi.org/10.1186/gb-2012-13-1-r1
Semenza, G. L., Rue, E. A., Iyer, N. V., Pang, M. G., & Kearns, W. G. (1996).
Assignment of the hypoxia-inducible factor 1α gene to a region of conserved
synteny on mouse chromosome 12 and human chromosome 14q. Genomics,
34(3), 437–439. https://doi.org/10.1006/geno.1996.0311
Semenza, Gregg L. (2012). Hypoxia-inducible factors in physiology and medicine.
Cell, 148(3), 399–408. https://doi.org/10.1016/j.cell.2012.01.021
Tseng, A. S., & Levin, M. (2008). Tail regeneration in Xenopus laevis as a model
for understanding tissue repair. Journal of Dental Research, 87(9), 806–816.
https://doi.org/10.1177/154405910808700909
van Wolfswinkel, J. C., Wagner, D. E., & Reddien, P. W. (2014). Single-Cell
Analysis Reveals Functionally Distinct Classes within the Planarian Stem Cell
Compartment. Cell Stem Cell, 15(3), 326–339.
https://doi.org/10.1016/j.stem.2014.06.007
Vito, A., El-Sayes, N., & Mossman, K. (2020). Hypoxia-Driven Immune Escape in
the Tumor Microenvironment. Cells, 9(4), 1–20.
https://doi.org/10.3390/cells9040992
Wagner, D. E., Wang, I. E., & Reddien, P. W. (2011). Clonogenic Neoblasts Are
Pluripotent Adult Stem Cells That Underlie Planarian Regeneration. Science,
332(6031), 811–816. https://doi.org/10.1126/science.1203983
Wan, C., Gilbert, S. R., Wang, Y., Cao, X., Shen, X., Ramaswamy, G., Jacobsen, K.
A., Alaql, Z. S., Eberhardt, A. W., Gerstenfeld, L. C., Einhorn, T. A., Deng, L.,
& Clemens, T. L. (2008). Activation of the hypoxia-inducible factor-1α
pathway accelerates bone regeneration. Proceedings of the National Academy
of Sciences of the United States of America, 105(2), 686–691.
https://doi.org/10.1073/pnas.0708474105
Wittlieb, J., Khalturin, K., Lohmann, J. U., Anton-Erxleben, F., & Bosch, T. C. G.
(2006). Transgenic Hydra allow in vivo tracking of individual stem cells during
morphogenesis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United
States of America, 103(16), 6208–6211.
https://doi.org/10.1073/pnas.0510163103
Zhao, B., Tumaneng, K., & Guan, K. L. (2011). The Hippo pathway in organ size
control, tissue regeneration and stem cell self-renewal. Nature Cell Biology,
13(8), 877–883. https://doi.org/10.1038/ncb2303