propagaciÓn y conservaciÓn in vitro de psychotria ... · fitomejoramiento ventajas adicionales:...

PROPAGACIÓN Y CONSERVACIÓN in vitro DE Psychotria ipecacuanha (Brot.) Stokes, ESPECIE

MEDICINAL EN PELIGRO DE EXTINCIÓN

AURA INES URREA TRUJILLO

Msc. Biotecnología Vegetal

Ph.D. Ciencias Agrícolas

Profesora Asistente

Universidad de Antioquia

Köhler (2007) 1

Biodiversidad y sus limitaciones

2 Mexicanbusiness (2015)

Genes, especies y ecosistemas, resultado de mas de 3000 años de evolución

Distribución de la biodiversidad

3 Trends in Ecology & Evolution 2014 29, 42-50DOI: 10.1016/j.tree.2013.09.012

Plantas terrestres: 340.000 Animales: 163.2 millinoes Hongos: 165. 6000 millones Protozoos: 163.2 millones Bacterias: 1.746 billones

Total: 2.238 billones de especies vivas

Brendan B. et al., 2017. DOI: 10.1086/693564

Biodiversidad vegetal

4

Todas las especies de plantas con flor Plantas con flor Endémicas

Pimm S. L. et al., 2014, vol:344, dx.doi .org/10.1126/ science.1246752

Perdida inminente de biodiversidad

5 Michela Pacifici et al. 2015 | DOI: 10.1038/NCLIMATE2448

Concentraciones globales ecorregionales de especies vulnerables al cambio climático en ambientes terrestres y marinos

SIB (2017)

Nº de especies amenazadas

Plantas :10.987 Mamiferos:3.105 Peces: 6.213 Aves: 3.401

Sinergia entre el Cambio Climático y la

fragmentación de hábitats: Principal Amenaza

Causas principales de la perdida de la biodiversidad

6 Bioagro 2018, La voz de Asturias 2018, SIPSEP 2018, Chanh kieu 2017, El plural 2016

Destrucción de los hábitat

Contaminación

Cambio climático

Introducción de especies no nativas

Sobrexplotación

Agricultura extensiva

Ecoturismo

DIVERSIDAD VEGETAL: Plantas medicinales

7

8

-PLoS One. 2015; 10(5): doi: 10.1371/journal.pone.0127866. -WHO, 2011 ,The World Traditional Medicines Situation, in Traditional medicines. -Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza

El mercado global de productos derivados de plantas medicinales esta estimado en $ 83 mil millones de

dólares.

-25 % medicamentos modernos -60 % medicamentos antitumorales

Se derivan de productos naturales

65-80% de las poblaciones en países en desarrollo utilizan actualmente las plantas medicinales como

“remedios”

Es necesario el desarrollo de nuevos productos: 300,000 especies de plantas que existen en el

mundo, solo el 15% ha sido evaluado para determinar su potencial farmacológico.

De las especies de plantas medicinales y aromáticas Cerca de 15.000 se encuentran en amenaza de

extinción .

Especies medicinales de uso en Colombia clasificadas segun su origen

9

E:Exclusivas de Colombia NC: nativas del neotrópico (incluyendo Colombia) N:nativas del neotrópico (excluyendo Colombia)

F: Foraneas FN: Foraneas naturalizadas C:cultivadas a nivel mundial X: origen sin identificar

Total de especies:

2404

Bernal et al. 2011. Pautas para el conocimiento, conservacion y uso sostenible de las plantas medicinales nativas en Colombia

Principales familias botánicas de las especies medicinales en Colombia

10

90 especies de uso medicinal en Colombia

Familia Rubiaceae Género mas reconocido: Psychotria: 17 especies nativas del neotropico P. boqueronensis (exclusiva de Colombia). P. Poeppigiana P. emetica P. ipecacuana

Bernal et al. 2011. Pautas para el conocimiento, conservacion y uso sostenible de las plantas medicinales nativas en Colombia

Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza (UICN), cerca de 15.000 (21%) de las especies de plantas medicinales y aromáticas se encuentran en amenaza de extinción.

¿Como conservar la biodiversidad vegetal?

11

Conservación y uso sostenible de los

recursos genéticos

Satisfacer la demanda

Seguridad alimentaria futura

Preservar biodiversidad

Estrategias …

Conservación de recursos

genéticos vegetales

Conservación in situ

Conservación ex situ.

FAO (2015)

12

Plantaciones en campo

Colecciones en invernaderos

Colecciones de semillas a baja temperaturas

Colecciones de polen a baja

temperaturas Colecciones in vitro de órganos, tejidos

vegetativos y reproductivos

Crioconservación

Mantenimiento de DNA crudo y

genotecas

Conservación ex situ.

IDIAP – FAO (2010), Delgado (2018), Escudero, et al., (2017)

Colecciones in vitro de órganos, tejidos vegetativos y reproductivos

13

Las accesiones son mantenidas como tejidos o plantas sobre medios nutritivos y condiciones que logran minimizar el crecimiento y desarrollo in vitro.

El material vegetal es almacenado en nitrógeno líquido, lo que permite preservar el material por largos periodos

Crecimiento lento

Crioconservación

Permite: Conservación de los recursos genéticos Colección Caracterización Introducción Multiplicación Distribución del germoplasma Disponibilidad de material para

fitomejoramiento Ventajas adicionales: Largos periodos de almacenamiento Material libre de patógenos Libre de cambios ambientales

Técnicas de conservación in vitro

Psychotria ipecacuanha una planta medicinal con gran potencial

14

Taxonomía Descripción Distribución

Reino Plantae

Division Magnoliophyta

Clase Magnoliopsida

Orden Rubiales

Familia Rubiaceae

Género Psychotria*

Especie P. ipecacuanha

(Brot.) L.Andersson

- Planta herbácea - Tallo semi-leñoso - Inflorescencia terminal - Fruto: baya-carnosa. - Rizoma tuberoso - Hojas simples, opuestas, estipuladas, pecioladas

- América central ( Costa Rica y Nicaragua) - Colombia - Sureste amazónico (Brazil)

* 1.834 especies

Principales propiedades medicinales de P. ipecacuanha

15

Ipeca Costa Rica (2014)

Emetina

v

v

Cefalina

Psicotrina

Tratamiento contra la amebiasis Disentería amebiana Actividad antiviral (virus del dengue) Expectorantes Sistema nervioso (antídoto para opio) Inducción de apoptosis en células

leucémicas

Healtchemist (2013) H.N. Matsuura et al. 2013. DOI: 10.1007/978-3-642-22144-6_101

Métodos de propagación de P. Ipecacuanha

16

Propagación sexual

(Semilla)

Propagación Vegetativa

Propagación clonal

in vitro

Limitaciones

- Lento crecimiento - Perdida de la viabilidad - Baja tasa de germinación - Muerte prematura de las plántulas en condiciones naturales

- Lento crecimiento - Enfermedades: “Pelona”

(Satoko et al, 2007; Rout, et al, 2000; Jha y Jha, 1989) Agriculturers (2012)

Estudios de propagación clonal in vitro Psychotria

17

Explante Resultado Referencia

Ápices y segmentos nodales Desarrollo de brotes

Ideda et al. (1988), Jha y Jha (1989).

Ápices y segmentos nodales

> # de brotes Yoshimatsu y Shimomura (1991)

Secciones de hoja, rizomas y microestacas

Regeneración de brotes, pero sin formación de raíces

Hidalgo y Palma (1993)

Segmentos de raíz cultivados in vitro

Brotes Yoshimatsu y Shimomura (1994)

Embriones somáticos Rout et al. (2000)

Segmentos nodales Brotes Batistini et al. (2002)

Microestacas Desarrollo de brotes Lara et al. (2003a)

Hojas Obtención de embriones somáticos y brotes adventicios

Lara et al. (2003b)

Segmentos de hojas Embriones somáticos y plántulas Naranjo et al. (2014)

P. ipecacuanha una especie medicinal en amenaza de extinción

18

Alta dependencia de su hábitat natural Lento crecimiento Uso de material silvestre para la extracción Severidad e incidencia de enfermedades Falta de asistencia técnica y seguimiento del

cultivo. En muy pocos casos hay programas de

conservación

Costa Rica

En Colombia no se han realizado estudios

sobre P. ipecacuanha relacionados:

Ecología

Propagación

Manejo del cultivo

Contenido de metabolitos secundarios

Variabilidad genética.

Conservación de los recursos genéticos

Nicaragua

Tramil 2017 Reyes Rubina y Reyes Espinoza.2017 Caracterizacion del manejo agronomico y socioeconomico del cultivo de raicilla

Ipeca Costa Rica (2014)

Objetivo general

Evaluar el potencial de propagación y conservación in vitro de Psychotria ipecacuanha (Brot.) Stokes, especie de importancia medicinal.

19

Establecer un jardín clonal con las poblaciones de P. ipecacuanha muestreadas en el Urabá Antioqueño.

Establecer el protocolo de desinfección y el medio de cultivo basal para el establecimiento de diferentes explantes (ápices, nudos y segmentos de hoja).

Propagar in vitro vía organogénesis y/o embriogénesis plantas de P. ipecacuanha

Evaluar diferentes parámetros para la conservación in vitro por crecimiento limitado

Objetivos específicos

20

Antes de iniciar esta investigación..

Contrato No.50 de Acceso a Recursos Genéticos con fines de investigación y sin interés Comercial, obtenido el 12 de diciembre del 2012.

21

Establecimiento de un jardín clonal con las poblaciones de P. ipecacuanha

22

Localización: material vegetal Desarrollo de la investigación

Laboratorios de Ecofisiología y Cultivo de Tejidos Vegetales

Laboratorio de Biotecnología Vegetal.

Universidad de Antioquia.

Municipio de Turbo: Carretera tapón del Darien, sector Lomas Aisladas, Coordenadas: 7°39’ a 7°40’ N y 76°57’ W a 76°55’ W.

Municipio de Carepa: Bosque de Tulenapa. Coordenadas: 7°46’46” a 7°45’52” N y 76°40’20” W a 76°45’52” W.


23

Material vegetal en campo

Crecimiento en casa malla UdeA

Transporte del material En sustrato de la localidad

Temperatura: 25 ± 1 0C Humedad R: 60-70% Nivel de sombrío: 50 %

Callos de raicilla

RESULTADOS


24

Material vegetal colectado Jardín clonal en casa malla

Estado inicial del material. 4 meses 6 meses

Estado actual

8 meses 20 días

Total de plantas Turbo: 52 Carepa: 30

Establecimiento y propagación in vitro de P. ipecacuanha

25

Ápices

Nudos

Plantas crecidas en casa malla

1- Protocolo de desinfección AN

Lavado superficial con jabon desinfectante

Inmersion en Benlante a

250 mg/L x 12h

Hipoclorito de sodio a 1.5% x 30 min

En cada paso se realizaron enjuagues con

agua destilada estéril.

2 -Protocolo de desinfección AN

Lavado superficial con jabon desinfectante

Inmersion en Benomyl® a

1 g/L x 12h

Hipoclorito de sodio a 1.5% + Ácido

Acético comercial a 1 % x 10 min



Inmersion Benomyl® a

1 g/L x 12h -16h.

Plantas madre + Benomyl® x 10 d, antes

de la introducción in vitro de los explantes.

Porcentaje de desinfección: 50 y 70 %

Ápices

Nudos

Establecimiento y propagación in vitro de P. ipecacuanha

26

Protocolo de desinfección EF

Varios lavados con H2O x 15 min

Un lavado con Tween 20 al 5% x 5 min

Inmersión en Benomyl® + estreptomicina,

ambos a 2 g/L x 2 h



Hipoclorito de sodio a 3 % x 30 min

Hipoclorito de sodio a 1,6 % x 30 min

Explantes foliares

Porcentaje de desinfección:

85 y 90%

Platas crecidas en casa malla

Establecimiento y propagación in vitro a partir de ápices y nudos

27

Medios de cultivo

MB1 Murashige y Skoog

(MS) 1/2 20 g/L Sacarosa 200 mg/L Adenina 50 mg/L Glutamina

Reguladores de crecimiento

MB2 Heller (1953)

Nudos Ápices

Explante

MB1-(1) -2.0 mg/L BAP

-0.01 mg/L ANA

MB1-(2) -0.05 mg/L ANA -5.0 mg/L KIN

MB1-(3) -3.0 mg/L BAP -0.01 mg/L ANA

MB1-(4) -0.01 mg/L BAP -0.1 mg/L KIN

MB2-(5) -2.0 mg/L BAP -0.01 mg/L ANA

MB1-(9) Sin reguladores

MB2-(6) -0.05 mg/L ANA -5.0 mg/L KIN

MB1-(7) -3.0 mg/L BAP -0.01 mg/L ANA

MB2-(8) -0.01 mg/L BAP -0.1 mg/L KIN

MB2-(10) -Sin reguladores

De acuerdo a la literatura consultada


28

Unidad experimental

Variables de respuesta

Condiciones de crecimiento

% Supervivencia % Nuevos brotes

10 explantes por tratamiento

-Fotoperiodo: 16/8 h luz/oscuridad -Temperatura: 23 ± 1 0C

Subcultivo: cada 20 días en el mismo medio de cultivo


29

Explante % supervivencia

Desarrollo de nuevos brotes

Nudos 90% 30-50%

Ápices 0% 0%

MB1-(1) -2.0 mg/L BAP

-0.01 mg/L ANA

MB1-(3) -3.0 mg/L BAP -0.01 mg/L ANA

MB1-(7) -3.0 mg/L BAP -0.01 mg/L ANA

MB2-(5) -2.0 mg/L -0.01 mg/L ANA

7 meses 8 semanas 5 meses 2 meses

Se transfirieron todos al medio

MB1-(3)

RESULTADOS

Propagación in vitro vía organogénesis directa o indirecta de las plantas de P. ipecacuanha

30

Explante

Explantes foliares Entrenudos (0.5 cm)

Tomados a partir de vitroplantas

MB1a

-MS 1/2 -20 g/L Sacarosa -3 mg/L BAP -0.01 mg/L ANA

Medios de cultivo: Matriz 1

MB2b

-MS 1/2 -20 g/L Sacarosa -0.05 mg/L ANA -8.0 mg/L KIN

MB4

-MS 1/2 -20 g/L Sacarosa -Sin reguladores

a Yoshimatsu and Shimomura; (1.994). b Jha y Jha, (1.989). c Yoshimatsu y Shimomura, (1.991)

MB3c

-MS 1/2 -20 g/L Sacarosa -0.01 mg/L BAP -0.1 mg/L KIN

31

Explante

Explantes foliares Entrenudos (0.5 cm)


MBAa

-MS 1/2 -20 g/L Sacarosa -0.25 mg/L BAP -0.5 mg/L IAA -2 mg/L TRIA

Medios de cultivo: Matriz 2

MBB b

-MS 1/2 -20 g/L Sacarosa -0.25 mg/L BAP -2 mg/L TRIA

MBC (Control)

-MS 1/2 -20 g/L Sacarosa -Sin reguladores

a Gatica et al, (2008). b modificado a partir de Gatica et al, (2008).


MBA+IBA

-MS 1/2 -20 g/L Sacarosa -2mg /L IBA

MBA-IBA

-MS 1/2 -20 g/L Sacarosa -0 mg /L IBA

Formación de raíces

adventicias

32


Unidad experimental


-% Supervivencia -% Brotes organogénicos -Formación de callo -Formación de raíces adventicias

Inducción de brotes -Fotoperiodo: 16/8 h luz/oscuridad

Inducción de raíces adventicias

-Oscuridad Temperatura: 23 ± 2 0C


Frasco de cultivo : 4 explantes.

Un total de 10 frascos

por tratamiento

Análisis estadístico

ANOVA con un valor p<0.05 utilizando el test de Tuckey’s.

sofware Prism 6.0 version 6.03


33

Explante

% supervivencia

Formación de callo

MBA MBB MBC MBA MBB MBC

Explantes foliares

90% 60% 0% Variable

Entrenudos 0% 0%

≈ 14.3 %

≈4.6 %

MBA Medio basal+ BAP (0.25 mg/L)+ IAA (0.5 mg/L)+ Triacontanol, (TRIA) (2 mg/L)

MBB Medio basal+ BAP (0.25 mg/L)+ TRIA (2 mg/L).

MBC Medio basal sin

reguladores.

% B

ro

tes

o

rg

an

og

én

ico

s

a y b p<0.05 utilizando el test de Tuckey’s.

RESULTADOS

Propagación in vitro vía organogénesis de las plantas de P. ipecacuanha

34

Organogénesis Indirecta

Después de 12 semanas de cultivo

Propagación in vitro vía organogénesis de las plantas de P. ipecacuanha

35

Organogénesis Directa

Inducción de raíces adventicias a través de organogénesis

36

MBA-IBA

-MS 1/2 -20 g/L Sacarosa -2 mg/L IBA

Explantes foliares

Cultivo de raíces adventicias

37

Raíces adventicias obtenidas vía organogénesis

MB-IBA

-MS 1/2 -20 g/L Sacarosa -2mg /L IBA

Medios de cultivo*

En un ensayo posterior, las raices adventicias obtenidas en los

segmentos de hoja fueron sometidas a diferentes longitudes de

onda luminicas con Diodes emisores de luz (LEDs, rojo, azul,

verde y blanco) con el objetivo de estudiar su efecto sobre el

incremento de la biomasa de las raices. En este caso la unidad

experimental fue un frasco de cultivo (5 cm de diametro) con un

cluster de raices cubriendo el fondo de este. Dado que la respuesta

fue la formacion de brotes en dos de los LEDs y necosis en los

otros, el analisis estadistico realizado se direcciono en este sentido.

Diodes emisores de luz (LEDs)

Longitudes de onda lumínicas


Biomasa de las raíces

Unidad experimental: 1 frasco de cultivo + un cluster de raíces cubriendo el fondo de este.

* Todos conteniendo Gelrite 2.8 g/L

Desarrollo de ápices caulinares a partir de raíces adventicias

38

Necrosis del tejido

LED

Rojo

LED Azul

Raíces adventicias obtenidas vía organogénesis

Verde

LED

LED

Blanco

Formación y desarrollo de brotes

25 días después

39

Desarrollo de brotes organogénicos a partir de raíces adventicias

% Brotes organogénicos

Biomasa de las raíces

% B

ro

tes

o

rg

an

og

én

ico

s

≈13.18%

≈3.81

Verde Blanco

90 días

45 días

Regeneración in vitro vía embriogénesis somática de las plantas de P. ipecacuanha

40

Medios de cultivo * a

Medio basal: Murashige y Skoog (MS) 20 g/L Sacarosa

M1

-1.5 mg/L BAP -3.0 mg/L IBA

Explantes foliares

Explante

M2


M3


M4


M5

-2.0mg/L BAP -1.0 mg/L IBA

M6


P2 P1

P3 P4

Diferentes procedencias * Todos conteniendo Gelrite 2.8 g/L a Matriz propuesta basada en Rout et al., 2000 y Lara et al., 2003 a y b.

41

Propagación in vitro vía embriogénesis somática de las plantas de P. ipecacuanha

Unidad experimental

10 - 15 segmentos de hoja por tratamiento.



Luz -Oscuridad -Fotoperiodo: 16/8 h luz/oscuridad Temperatura 23 ± 2 0C

Después de 30 días de cultivo % Formación de callo % Callo embriogénico % Embriones formados


42

P4

Procedencia

Formación de callo

P1

P3

-Oscuridad -Fotoperiodo: 16/8 h luz/oscuridad

Todos los medios de cultivo

Todos los medios de cultivo > % M2 y M5

Formación de callo embriogénico

P4

Fotoperiodo: 16/8 h luz/oscuridad

M2


M5

-2.0mg/L BAP -1.0 mg/L IBA

RESULTADOS

Lara et al. 2003


43

Formación de embriones somáticos P4


M1


M2


M3


M4


Medios de cultivo

Respuesta de segmentos de hojas a formación de callo y embriones somáticos

44

Evaluación del potencial de regeneración

45

Explante

Callo embriogénico

Embriones

MBA-BAP1 -MS 1/2 -20 g/L Sacarosa -0.5 mg/L BAP

Medios de cultivo*


-Desarrollo de ejes

caulinares

-Formación de raíces.

MBA-BAP2 -MS 1/2 -20 g/L Sacarosa -2.0 mg /L BAP


Luz -Fotoperiodo: 16/8 h luz/oscuridad Temperatura 23 ± 2 0C

Unidad experimental

10 clúster embriogénicos (1 cm2 )

x tratamiento


Evaluación del potencial de regeneración

46

MBA-BAP1 -MS 1/2 -20 g/L Sacarosa -0.5 mg/L BAP

MBA-BAP2 -MS 1/2 -20 g/L Sacarosa -2.0 mg /L BAP

2-10 regenerantes

1-2 regenerantes

RESULTADOS

20 días

60 días de cultivo

Etapa inicial del proceso de conversión hasta planta completa en poblaciones colombianas de P. ipecacuanha.

Efecto de la temperatura y el manitol en la conservación in vitro.

47

Nudos (2 cm)

Explante


Ma15 -MS 1/2 -20 g/L Sacarosa -15 gL-1 Manitol

Medios de cultivo *

Temperaturas de cultivo



18 ± 1 0C 23 ± 1 0C 25 ± 1 0C


Intensidad lumínica: 20-30 µmolm-2s-1 Fotoperiodo: 16/8 luz/oscuridad

Efecto de la temperatura y el manitol en la conservación in vitro.

48



Unidad experimental Variables de respuesta

-% Supervivencia -Altura (cm) -Número de hojas -Número de nudos

14 frascos x tratamiento/ cada uno con 5 nudos

Registro de datos

Meses 3 5 7 9 12

Análisis estadístico

Prueba de Kruscal Wallis Prueba correlación de Pearson R.Versión 3.0.3 (2014)

Efecto de la temperatura

49

Temperatura (ºC) Temperatura (ºC) Temperatura (ºC)

Alt

ur

a (

cm

)

nú

me

ro

de

ho

jas

nú

me

ro

de

nu

do

s

En cada punto de las diferentes grafica se representa el promedio de 3 replicas

% Supervivencia: 45.4 -100 % en todos los tratamientos

RESULTADOS

Efecto del tiempo

50

Alt

ur

a (

cm

)

Nú

me

ro

de

ho

jas

Nú

me

ro

de

nu

do

s

Tiempo (meses) Tiempo (meses) Tiempo (meses)


Efecto del regulador osmótico

51

Alt

ur

a (

cm

)

Nú

me

ro

de

ho

jas

Nú

me

ro

de

nu

do

s

Manitol (g/L) Manitol (g/L) Manitol (g/L)


52

Características morfológicas de las plantas sometidas a diferentes tratamientos de conservación durante 7 meses.

Etapa de recuperación

53

Medio de cultivo

de recuperación. Medios de cultivo

de conservación.

Medio basal: Murashige y Skoog

(MS) 20 g/L Sacarosa

23±1°C y luz blanca

Tiempos de evaluación -2 meses -4 meses

Características morfológicas de las plantas en la etapa de recuperación después de 2 meses.

54

Antes de 9 meses en conservación el 91.8% de las plantas transferidas a medio de recuperación lograron sobrevivir y se marcaron diferencias en la altura, el numero de nudos y de hojas.

Altura, tamaño de las hojas y coloración

RESULTADOS

Aclimatación ex vitro de plántulas conservadas

55

Vitroplantas recuperadas de los tratamientos de

conservación

Altura: 3 cm ó > Numero de hojas:4 ó > Presencia de raíces: SI

Tierra de vivero previamente esterilizada.

Temperatura 25 ± 1 0C Humedad R:60-70% Nivel de sombrío: 50 %

Ex vitro In vitro

Casa Malla

Ensayo de aclimatización

56

Plantas necróticas Presencia de hongos y bacterias

Reducción del 50 % de la población

Altura > 5 cm

Altura < 5 cm

Promedio:

% Supervivencia: 30 % Altura de las plantas: 1.1 cm Nuevas hojas : 1-2 hojas

Mes 1

Mes 2

Mes 3

RESULTADOS

Conclusiones

• Los segmentos nodales y de hoja de P. ipecacuana tienen un alto potencial de respuesta al cultivo in vitro.

• Además de la concentración de los reguladores de crecimiento, la procedencia del material vegetal y la condición lumínica, tienen un efecto importante en la respuesta de esta especie al cultivo in vitro.

• La formación de raíces adventicias a partir de segmentos foliares fue efectiva en el medio MS suplementado con IBA (2 mg/L).

• Los LEDs verde y blanco, promueven la formación de brotes en raíces adventicias principalmente. Los segmentos nodales bajo la luz blanca continua y con fotoperiodo, presentan mayor supervivencia y características morfológicas deseables.

• Una temperatura de 18°C, sin la adición del regulador osmótico manitol al medio cultivo basal MS, permite mantener vitroplantas de P. ipecacuanha hasta por nueve meses, sin verse afectado el crecimiento y vigor posteriormente en la etapa de recuperación.

57

Agradecimientos

58

CODI-Universidad de Antioquia

Grupo de Biotecnología

Equipo de trabajo

Ester Julia Naranjo

Grupo de Fisiología

Adriana Vargas Echeverry

Catalina Botero Giraldo

59 59

Agradecimientos

CYTED

GRACIAS!!

60

Conservación y recuperación

61

Temperat

ura

Tiempo en

conservaci

ón (meses)

Tiempo en

recuperaci

ón (meses)

Medio de cultivo

Ma0 Supervivencia

(%) Ma15

Superviv

encia (%) Ma30

Supervivencia

(%)

18°C

3 2 3.36 100 1.80 100 1.35 80

4 3.74 100 2.77 100 2.13 100

5 2 2.34 100 1.98 100 0.91 100

4 2.73 100 1.87 100 1.01 100

7 2 2.34 100 0.01 0 0.56 35.7

23°C

3 2 3.09 100 2.29 100 0.50 100

4 3.36 100 2.62 100 0.60 100

5 2 3.57 92.9 1.22 88.9 1.65 100

4 4.40 100 2.00 100 2.68 100

7 2 4.97 100 1.26 100 1.39 100

25°C

3 2 1.46 100 1.64 100 1.85 100

4 2.52 100 1.91 100 2.66 100

5 2 4.84 100 2.24 100 1.35 100

4 4.23 100 2.79 63.6 1.27 100

7 2 5.16 100 3.13 100 1.69 72.7

propagaciÓn y conservaciÓn in vitro de psychotria ... · fitomejoramiento ventajas adicionales:...

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