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WANDERLEY RODRIGUES BASTOS
MÉTODOS DE DIGESTÃO UTILIZANDO MICROONDAS
PARA DETERMINAÇÃO AUTOMATIZADA DE Hg EM
AMOSTRAS AMBIENTAIS E HUMANAS:
IMPLANTAÇÃO DE LABORATÓRIOS E AVALIAÇÃO
DA QUALIDADE ANALÍTICA.
TESE SUBMETIDA À UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO DE JANEIRO
VISANDO OBTENÇÃO DO GRAU DE MESTRE EM CIÊNCIAS
BIOLÓGICAS (BIOFÍSICA)
UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO DE JANEIRO
CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE
INSTITUTO DE BIOFÍSICA CARLOS CHAGAS FILHO
1997
ii
Ficha Catalográfica
Bastos, Wanderley R.
Métodos de digestão utilizando microondas para determinação
automatizada de Hg em amostras ambientais e humanas: Implantação
de laboratórios e avaliação da qualidade analítica.
Instituto de Biofísica Carlos Chagas Filho
Universidade Federal do Rio de Janeiro, 1997, xvii, 100 p.
Tese: Mestrado em Ciências Biológicas (Biofísica)
Orientador: Dr. Olaf Malm
1. Mercúrio 2. Microondas
3. Digestão 4. Metodologia
iii
Com quem tomou conselho, para que lhe desse
entendimento, e lhe mostrasse as veredas do juízo, e lhe
ensinasse sabedoria, e lhe fizesse notório o caminho da
ciência?
Levantai ao alto os vossos olhos e vede quem criou estas
coisas?
Aquele que faz sair o seu exército de estrelas, todas bem
contadas, as quais ele chama pelos seus nomes; por ser ele
grande em força e forte em poder, nem uma só venha faltar.
Isaías 40
iv
ÍNDICE
Página
Agradecimentos vii
Apresentação ix
Lista de tabelas x
Lista de figuras xi
Lista de símbolos xiii
Resumo xv
Abstract xvi
Objetivos do trabalho xvii
I. INTRODUÇÃO 01
I.1. O mercúrio 01
I.2. O mercúrio no meio ambiente 02
I.3. O mercúrio na Amazônia 03
I.4. Laboratórios da Amazônia 04
I.5. Métodos analíticos 06
I.5.1. Métodos tradicionais de digestão 06
I.5.2. Digestão por microondas 07
I.5.3. Determinação de mercúrio 08
I.6. Amostras ambientais e humanas de importância para moni-
toração 09
I.6.1. Solo 09
I.6.2. Sedimento 09
I.6.3. Peixe 09
I.6.4. Urina 10
I.6.5. Cabelo 10
I.6.6. Sangue 11
I.7. Controle de qualidade 11
II. MATERIAIS E MÉTODOS 12
v
II.1. Limpeza de materiais 12
II.2. Produção de água ultra-pura 12
II.3. Reagentes e soluções 12
II.3.1. Reagentes 12
II.3.2. Solução de KMnO4 5% 13
II.3.3. Solução de NH2OH.HCl 12% 13
II.3.4. Solução de H2SO4:HNO3 (1:1) 14
II.3.5. Solução analítica para determinação de Hg 14
II.3.6. Solução de HCl 3% 14
II.3.7. Solução de NaBH4 0,2% 14
II.3.8. Solução de EDTA 0,01% 15
II.4. Principais equipamentos 15
II.4.1. Descrição do forno de microondas e sua opera-
ção 15
II.4.2. Descrição do Flow Injection Mercury System (FIMS) 16
II.4.3. Condições de otimização da técnica FIMS 17
II.5. Riscos de contaminação de amostras e reagentes 18
II.6. Amostragens e metodologias de digestão 18
II.6.1. Solo e sedimento 18
II.6.1.1. Descrição da técnica desenvolvida 19
II.6.2. Peixe 20
II.6.3. Urina 22
II.6.3.1. Descrição da técnica desenvolvida 25
II.6.4. Cabelo 26
II.6.4.1. Descrição da técnica desenvolvida 26
II.6.5. Sangue 28
II.7. Controle de qualidade analítico 29
II.7.1. Programa de exercício de intercalibração 29
II.7.2. Amostras de referência certificada e “interna” 30
II.7.3. Amostra de “referência interna” de peixe 31
II.7.4. Amostra de “referência interna” de cabelo 32
II.7.5. Amostra de “referência interna” de sedimento e
solo 32
vi
II. 8. Limite de Detecção das Técnicas (LDT) 32
II. 9. Implantação dos laboratórios na Amazônia 33
III. RESULTADOS E DISCUSSÃO 34
III.1. Técnica de padronização interna 34
III.2. Resultados de solo e sedimento 35
III.3. Resultados de peixe 39
III.4. Resultados de urina 45
III.5. Resultados de cabelo 52
III.6. Resultados de sangue 60
III.7. Limite de detecção das técnicas 62
III.8 Dificuldades e desempenho dos laboratórios implantados 63
IV. CONCLUSÕES 65
V. REFERÊNCIAS BIBLIOGRAFICAS 67
APÊNDICE 1 - Manual de procedimentos dos laboratórios de Hg 73
APÊNDICE 2 - Tabelas com resultados dos laboratórios 83
vii
AGRADECIMENTOS
Agradeço a Deus por mais esta conquista.
Ao Prof. Wolf pela oportunidade, apoio, orientação e amizade, não só
durante a realização deste trabalho, mas sim pelos 18 anos de convívio sob
sua coordenação no Laboratório de Radioisótopos EPF.
Ao Prof. Olaf Malm pela orientação e companheirismo nas inúmeras
viagens a região Amazônica.
Ao Prof. Penna Franca pelo interesse e questionamentos durante o
desenrolar deste trabalho.
A Profra. Mirian Brugnara pelos incentivos desde a época da
graduação e pelas dicas, sugestões e correções durante a realização deste
trabalho.
Ao Prof. Jean Remy pela cuidadosa correção e pelas sempre
construtivas sugestões.
Ao Prof. Rodolfo Paranhos pelas importantes sugestões oferecidas.
A Cláudia Karez pelas correções da primeira etapa do manuscrito,
com pertinentes sugestões.
Aos Profes. Marlene Fizman, Helena Trindade e Nazyo Lobão, hoje já
aposentados, que influenciaram positivamente na minha formação.
Aos alunos do Laboratório de Radioisótopos: Alexandra, Elcia, Elisa,
Gilberto Amado, Helena, Jane, João Paulo, Leonardo, Luciana Andrade,
Luciana Pará, Mauro, Paulinha, Ricardo Bezerra, Romilda, Rosane Moraes,
que de alguma forma contribuíram para realização deste trabalho.
Ao amigão Ciro Alberto pela amizade e horas de estudos na sala 059.
Aos técnicos do LREPF Álvaro, Fábio, João Carlos, Júnior, Madalena
e Ricardo Tomás pela colaboração.
Aos amigos de sempre Márlon e Fefe pelo companheirismo e
amizade, valeu pela força.
Aos grandes amigos Carlão e Cristal pela força que sempre me
deram.
viii
Ao Dr. David Cleary, coordenador do Projeto Mercúrio na Amazônia,
por ter proporcionado toda a infra-estrutura para a instalação dos laboratórios
na Amazônia.
A Francisco, Guilherme, Ruth, Sandra, Socorro da Fundação
Esperança (FE) em Santarém-PA, pela dedicação aos treinamentos das
metodologias desenvolvidas neste trabalho e a todos os funcionários da
Fundação que de alguma forma contribuíram para o bom funcionamento
deste laboratório.
Um agradecimento especial a competente profissional Doralice Leão
responsável pelo laboratório da Fundação Esperança.
Aos grandes e eternos amigos Ene Glória e Priscila responsáveis pelo
laboratório da UNIR e por toda a infra-estrutura oferecida para as nossas
estadas na cidade de Porto Velho.
Aos professores, técnicos e alunos da UNIR, Prof. Dorisválder, Prof.
Jorge, Fabrício, Bia, Romilsom, Aprígio, Jucicleide e Marcelo.
Não poderia esquecer dos amigos Adauto e Samísia hoje na UFSE,
mas que no início do Projeto foram de suma importância para a implantação
do laboratório da UNIR.
As secretárias da pós-graduação Sandrinha e do departamento Edna
agradeço pela atenção e ajuda.
A Sandra, Marly e Jurema por terem sido de grande importância na
minha vida espiritual.
Ao mais recente amigo e irmão, grande Daniel.
Aos meus filhos Maria Thereza e Davi pelos momentos de
descontração.
Aos meus pais pelo apoio e incentivo em todos os momentos.
Aos amigos Ricardo (vovô), Aílton, André, Camacho, Carlos, Celso,
Serginhos (bundinha e da oficina) e Nilsinho Tagarela, pelos momentos de
descontração nas peladas e pescarias.
Ao CNPq, União Européia, Fundação Esperança, UNIR e UFRJ pelos
apoios logísticos e financeiros.
ix
APRESENTAÇÃO
Este trabalho teve como principal objetivo implantar laboratórios de
ponta na determinação de Hg na Amazônia. Para isso, desenvolveu-se
métodos de preparação de amostras ambientais e humanas utilizando-se de
técnicas mais recentes, propondo também, procedimentos de controle de
qualidade analítico de rotina.
Algumas dificuldades foram encontradas na implantação desses
laboratórios “amazônicos” que estão descritas mais adiante. Porém, o pleno
funcionamento destes valorizou os nossos esforços nestes últimos 3 anos.
x
LISTA DE TABELAS
Página
Tabela 1: Progr. do microondas para digestão de solo e sedimento 19
Tabela 2: Programação do microondas para digestão de peixe 21
Tabela 3: Progr. do microondas para digestão de urina 25
Tabela 4: Progr. do microondas para digestão de cabelo 27
Tabela 5: Progr. do microondas para digestão de sangue 28
Tabela 6: Resultados da padronização interna 34
Tabela 7: Resultados de sedimento de referência certificado 35
Tabela 8: Resultados de solo de “referência interna” 36
Tabela 9: Resultados de peixe de referência certificada 39
Tabela 10: Resultados de peixe de “referência interna” 40
Tabela 11: Resultado da eficiência da técnica de urina 45
Tabela 12: Resultados de urina do CTQ e FE no ano de 1994 46
Tabela 13: Resultados de urina do CTQ e FE no ano de 1995 47
Tabela 14: Resultados de urina do CTQ e FE no ano de 1996 48
Tabela 15: Resultados de urina entre o PICC da Espanha e o LREPF 50
Tabela 16: Resultados da eficiência da técnica de cabelo 53
Tabela 17: Resultados de cabelo entre o OHS-Canadá e o LREPF 53
Tabela 18: Resultados da eficiência da técnica de sangue 60
Tabela 19: Valores dos limites de detecção das técnicas 62
Tabela 20: Produção analítica dos laboratórios da Amazônia 64
xi
LISTA DE FIGURAS
Página
Figura 1: Mapa da região Amazônica 06
Figura 2: Esquema da técnica de solo e sedimento desenvolvida 20
Figura 3: Esquema da técnica de peixe desenvolvida 21
Figura 4: Esquema da técnica dinamarquesa de urina 23
Figura 5: Esquema da técnica de urina tradicional do LREPF 24
Figura 6: Esquema da técnica de urina desenvolvida 26
Figura 7: Esquema da técnica de cabelo desenvolvida 27
Figura 8: Esquema da técnica de sangue desenvolvida 29
Figura 9: Correlação entre as técnicas FIMS e VGA (solo e sedimento) 37
Figura 10: Desempenho do LREPF na amostra de solo APSL-4289 38
Figura 11: Desempenho do LREPF em sedimento APSD-4288 38
Figura 12: Desempenho do LREPF na amostra de solo APSL-4290 39
Figura 13: Desempenho da FE na amostra de peixe APPX-2960 40
Figura 14: Desempenho da UNIR na amostra de peixe APPX-2960 41
Figura 15: Desempenho da UNIR na amostra de peixe APPX-2958 42
Figura 16: Desempenho do LREPF na amostra de peixe APPX-2960 42
Figura 17: Desempenho do LREPF na amostra de peixe APPX-2958 43
Figura 18: Correlação entre FE e UNIR em amostras de peixe 44
Figura 19: Correlação entre LREPF e UNIR em amostras de peixe 44
Figura 20: Correlação entre o CTQ e a FE em amostras de urina 49
Figura 21: Correlação entre o PICC e LREPF em amostras de urina 51
Figura 22: Correlação entre Odense, FE e LREPF em análise de urina 52
Figura 23: Correlação entre OHS-Canadá e LREPF em cabelo 54
Figura 24: Desempenho da FE em cabelo certificado (IAEA-085) 54
Figura 25: Desempenho da FE em cabelo certificado (IEAE086) 55
Figura 26: Desempenho da FE em análise de cabelo (RFCB-5486) 55
Figura 27: Desempenho da FE em análise de cabelo (RFCB-5487) 56
Figura 28: Correlação entre a FE e LREPF em amostras de cabelo 57
Figura 29: Correlação entre Odense e a FE em amostras de cabelo 58
xii
Figura 30: Desempenho do LREPF em cabelo certificado (IAEA-085) 59
Figura 31: Desempenho do LREPF em cabelo certificado (IAEA-086) 59
Figura 32: Desempenho do LREPF em cabelo (RFCB-5487) 60
Figura 33: Correlação entre o CTQ e a FE em amostras de sangue (95) 61
Figura 34: Correlação entre o CTQ e a FE em amostras de sangue (96) 62
xiii
LISTA DE SÍMBOLOS
Ag - Prata
APPX - Amapá Peixe
APSD - Amapá Sedimento
APSL - Amapá Solo
AS - Auto Sampler
Au - Ouro
CENA - Centro de Energia Nuclear para Agricultura
CTQ - Centre de Toxicologie de Québèc
Cu - Cobre
CV-AAS - Cold Vapor - Atomic Absorption Spectrofotometer
D.P. - Desvio Padrão
ECET - European Commission Environmental Institute
FE - Fundação Esperança
FIAS - Flow Injection Automatic System
FIMS - Flow Injection Mercury System
GKSS - GKSS Research
Hg - Mercúrio
HgS - Sulfeto de Mercúrio
IAEA - International Atomic Energy Agency
IBCCF°°°° - Instituto de Biofísica Carlos Chagas Filho
ICP - Inductively Coupled Plasma
IPEN - Instituto de Pesquisas Energéticas
LDT - Limite de Detecção da Técnica
LDV - Lined Digestion Vessel
LREPF - Laboratório de Radioisótopos Eduardo Penna Franca
M - Molar
m - Média
MeHg - Metil Mercúrio
MHz - Megahertz
mm - milímetro
xiv
NIES - National Institute for Environmental Studies
NIST - National Institute of Standards and Technology
nm - nanômetro
OHS - Occupational Health Services
PA - Pará
PICC - Programa Interlaboratórios de Control de Calidad
PVC - Cloreto de Polivinila
RFCB - Referência Cabelo
RO - Rondônia
Sn - Estanho
UFRJ - Universidade Federal do Rio de Janeiro
UNESP - Universidade Estadual Paulista
UNIR - Universidade Federal de Rondônia
VGA - Vapor Generation Acessory
xv
RESUMO
No presente trabalho são apresentados métodos de preparação de
matrizes biológicas e não biológicas para a determinação da concentração
total de Hg, utilizando a digestão de amostras em forno de microondas e a
determinação automatizada de Hg por geração de vapor frio, acoplado a um
espectrofotômetro de absorção atômica.
Foram desenvolvidos métodos de solubilização para a determinação
de Hg total em amostras ambientais (peixe, sedimento e solo) e humanas
(urina, sangue e cabelo). Os métodos consistem basicamente na utilização
de frascos de Teflon hermeticamente fechados, com adição de reagentes
oxidantes agressivos e ação de microondas como fonte de energia.
A mineralização das amostras em sistemas fechados oferece menor
risco de contaminação, com maior rapidez e eficiência. Parte das amostras
foram concomitantemente digeridas e analisadas pelo método tradicional de
digestão em placa quente, já devidamente intercalibrado e estabelecido no
Laboratório de Radioisótopos Eduardo Penna Franca da Universidade
Federal do Rio de Janeiro (LREPF-UFRJ), onde foi realizado este trabalho.
Após esta etapa de comparação dos métodos, amostras de referência
certificadas foram analisadas, e a participação em exercícios de
intercalibração garantiu a confiabilidade analítica.
Durante esta tese, os métodos desenvolvidos e os procedimentos de
avaliação da qualidade analítica, foram também implantados em dois
laboratórios na Amazônia (UNIR, em Porto Velho-RO e FE, em Santarém-
PA).
xvi
ABSTRACT
Methods for microwave digestion of biological and non biological
samples were established for the automated determination of total mercury
(Hg) by cold-vapor atomic absorption spectrophotometer.
Techniques for solubilization of Hg in environmental (fish, sediments
and soils) and human (urine, blood and hair) samples were developed, using
hermetically closed Teflon (PTFE) flasks, under microwave energy and strong
oxidant reagents.
Mineralization in closed systems offers less risk of contamination,
associated with high efficiency and speed. Some samples were also analyzed
by traditional methods already established at Laboratório de Radioisótopos
Eduardo Penna Franca, Universidade Federal do Rio de Janeiro (LREPF-
UFRJ), where this work was performed. After comparison of methods,
reference and certified samples were extensively used, and analytical
interlaboratory exercises were regularly performed to ensure analytical
quality.
The analytical methods and the quality control procedures developed
during this thesis were also implemented in two laboratories in the Amazon
Region (UNIR in Porto Velho city, RO and FE in Santarém city, PA).
xvii
OBJETIVOS
• Estabelecer métodos rápidos e seguros para digestão de amostras
ambientais e humanas utilizando sistemas fechados assistidos por
microondas.
• Otimizar a determinação de Hg em um sistema automatizado por geração
de vapor frio com injeção de fluxo acoplado a um espectrofotômetro de
absorção atômica dedicado.
• Desenvolver procedimento de rotina para avaliação da qualidade analítica
na determinação de Hg em matrizes biológicas e geológicas.
• Implantar laboratórios na Amazônia e promover treinamentos para
capacitação técnica de pesquisadores e técnicos da região.
I. INTRODUÇÃO
I.1.O Mercúrio
O mercúrio (Hg), tem atraído a atenção de filósofos e cientistas por
mais de 3 milênios (Schuller & Egan, 1976). por suas propriedades únicas: é
um metal líquido à temperatura ambiente (ponto de fusão -38,89 °C; ponto de
ebulição 357,25 °C), tem alta densidade (13,5 g.mL-1), alta tensão superficial,
alta condutividade térmica e volatilidade, capacidade de solubilizar vários
metais formando amálgamas e, principalmente, por sua toxicidade. Ocorre na
natureza na forma do minério cinábrio (HgS), extraído principalmente em
minas da Espanha, Iugoslávia, Rússia, Itália, Japão e México (Nriagu, 1979).
Vem sendo utilizado na medicina desde a época dos egípcios como
cicatrizante, anti-séptico e no tratamento de piolhos, sarna, impetico e
coceiras (D’Itri & D’Itri, 1977). Na China e Europa, desde a Idade Média até
meados deste século, o vapor de Hg foi bastante utilizado no tratamento da
sífilis, popularizado por Paracelsus (Almkvist, 1929; Rosen, 1943 apud Ure,
1975).
As propriedades físico-químicas do Hg e de seus compostos são
utilizadas pelo Homem desde longa data, em uma infinidade de aplicações.
O Hg tornou-se de grande importância na nossa vida diária, quase
insubstituível em suas importantes aplicações. Hoje, compostos orgânicos e
inorgânicos deste metal são utilizados como catalisadores na indústria
petroquímica e anti-sépticos na medicina. Alguns de seus compostos foram,
até a década de 70, intensamente utilizados como fungicidas na agricultura,
tendo sido este uso posteriormente proibido. Sua forma metálica tem
utilização universal na fabricação de termômetros, barômetros, manômetros,
baterias e outros componentes elétricos e eletrônicos (Andren & Nriagu,
1979). Por sua característica de amalgamar outros metais, é usado em
restaurações dentárias com Ag, Cu e Sn, na indústria de produção de cloro e
soda e, na mineração, onde é utilizado como base para a extração do ouro
em garimpos artesanais.
2
A relação do Homem com o Hg é antiga, mas nem sempre foi pacífica
ou isenta de riscos. Seus efeitos tóxicos já eram conhecidos por Galeno,
Hipócrates e Plínio (Winship, 1985).
I.2. O Mercúrio no meio ambiente
A presença de Hg no ambiente pode ser proveniente de fontes natural,
como intemperismo, degaseificação da crosta e atividade vulcânica. Cerca
de 230t de Hg/ano são liberadas no meio ambiente através de processos
naturais de lixiviação das rochas (Joensuu, 1971).
A principal fonte antropogênica de Hg provêm da atividade industrial.
As indústrias de cloro-soda, de equipamentos elétricos e de tintas são as
maiores consumidoras, representando mais da metade do consumo total
deste elemento.
Ao ser lançado no meio ambiente o Hg, em suas várias formas
químicas, pode ser transportado pelo vento, poeira, chuva e/ou drenagem
dos rios (Miller, 1979).
Nos ambientes aquáticos, o Hg, em quase todas as suas formas, sofre
transformações físicas, químicas e biológicas, podendo, inclusive, tornar-se
disponível para a biota. A metilação em sedimentos de rios, lagos e outros
cursos d’água constitui-se num meio significativo para a entrada do Hg na
cadeia alimentar, podendo representar um perigo potencial com sua chegada
até o Homem.
Os lançamentos de Hg no meio ambiente já causaram grandes
problemas de contaminação em populações humanas, como o clássico
acidente ocorrido na década de 50 na Baía de Minamata no Japão, onde
cerca de 1200 pessoas morreram e várias outras adquiriram deficiências
físicas ao se alimentarem de peixes e moluscos contaminados por
metilmercúrio proveniente de despejos industriais (Rimoli, 1988).
No Iraque, em meados da década de 60, milhares de pessoas se
intoxicaram ao consumir sementes, destinadas ao plantio, tratadas com
fungicidas organomercuriais (Bakir et al, 1973). Casos semelhantes surgiram
3
nos anos seguintes na Guatemala, Paquistão, USA, Gana e Iugoslávia
(Takizawa, 1979).
I.3. Mercúrio na Amazônia
No Brasil, os garimpos de ouro da Amazônia são as principais fontes
de lançamentos de Hg para o ambiente. Foi a partir de meados da década de
70 que este metal passou a ser utilizado intensivamente na região
Amazônica, representando desde então a principal fonte de Hg no meio
ambiente brasileiro. Segundo estimativas de Ferreira e Appel (1990) a média
anual de Hg consumido na mineração brasileira, na última década, foi de
137 t. Nos garimpos de ouro, o Hg metálico é usado no processo de
amalgamação do ouro em concentrados gravimétricos de solo ou sedimento,
sendo que a quantidade utilizada para amalgamar o ouro depende da técnica
de extração empregada (Pfeiffer & Lacerda, 1988). Neste processo, ocorrem
perdas de Hg metálico para o meio ambiente, tanto na sua fase líquida, para
os corpos d’água e aterros com resíduos de mineração (arroto), como na
fase de vapor para atmosfera, no processo de queima do amálgama, sendo
este último o que representa o maior percentual de Hg (perdido no processo)
emitido para o meio ambiente.
A Amazônia teve seu ápice na atividade garimpeira de ouro nas
décadas de 70 e 80, criando reservas em uma área aproximada de 16,7
milhões de hectares (Câmara & Couto, 1993), sendo as bacias dos rios
Tapajós e Madeira as mais exploradas. Segundo estimativas (Pfeiffer &
Lacerda, 1988), os lançamentos de Hg para a bacia do rio Madeira oscilaram
entre 10 e 50 t por ano durante as duas últimas décadas. Na bacia do rio
Tapajós, estimativas estão na faixa de 80 a 250 t de Hg por ano entre os
anos 80 e 90 (Malm, 1991). O início da exploração de ouro ocorreu no final
da década de 50, na bacia do Rio Tapajós, sendo o "boom" da corrida do
ouro nos anos 70 e 80, com este último período atingindo também a bacia do
rio Madeira.
4
Vários estudos têm sido realizados na região Amazônica para
identificar as áreas mais contaminadas por este metal e, principalmente, sua
acumulação pela biota aquática e sua chegada até o homem (Lacerda et al,
1987; Pfeiffer et al, 1989; Martinelli et al, 1988; Reuther, 1987; Lacerda et al,
1988; Lacerda & Salomons, 1991; Hacon, 1991 e Malm et al, 1990).
Atualmente, a atividade garimpeira na região apresenta uma grande
redução, diminuindo consequentemente os lançamentos de Hg para o
ambiente. Porém, a quantidade total de Hg introduzido na Amazônia nas
últimas décadas, suas diferentes formas de lançamento para atmosfera e
sistemas aquáticos, seus processos de biotransformação química e os de
bioacumulação e biomagnificação, justificam as incessantes investidas de
pesquisadores na região. Todos estes processos ambientais e humanos
relacionados ao ciclo do Hg vêm gerando crescente interesse científico e
sanitário, principalmente em regiões de clima tropical.
O grupo do Laboratório de Radioisótopos Eduardo Penna Franca
(LREPF), do Instituto de Biofísica Carlos Chagas Filho da Universidade
Federal do Rio de Janeiro (IBCCF°°°°-UFRJ), iniciou a avaliação da
contaminação por Hg na Amazônia em 1986, dando início ao
desenvolvimento e adaptações metodológicas para digestão e determinação
de Hg em matrizes biológicas e não biológicas (Malm et al, 1989). Este
envolvimento mostrou que problemas na aquisição, preservação e transporte
das amostras para os laboratórios (que geralmente ficam muito distantes)
podem dificultar ou impossibilitar as análises, limitando a quantidade de
material a ser coletado, ou mesmo a qualidade e abrangência dos estudos.
I.4. Laboratórios da Amazônia
Iniciou-se em 1994 um projeto financiado pela União Européia (Projeto
Mercúrio N° B75041/I/93/15- Contaminação por Hg pela mineração de ouro
nas bacias dos rios Tapajós e Madeira, Amazônia Brasileira) em que uma
das etapas foi implementar dois laboratórios de alto nível para determinação
de Hg na região Amazônica (Figura 1) e capacitar técnica e analiticamente os
pesquisadores locais (Bastos et al, 1996 e Bastos et al, 1997). Dois locais
5
foram selecionados: um na Fundação Esperança (FE) em Santarém-PA e o
outro na Universidade Federal de Rondônia (UNIR) em Porto Velho-RO,
tornando-os de grande importância para a implantação de novos grupos de
estudos da contaminação por Hg na região norte do país.
A figura 1 identifica as duas bacias hidrográficas da Amazônia (rios
Madeira e Tapajós) em questão e, nelas, os locais onde foram instalados os
laboratórios, evidenciando também as áreas mais exploradas pela atividade
garimpeira de ouro. O grupo do LREPF° tem sua participação neste projeto
no suporte técnico e no desenvolvimento de métodos, treinamento de
pessoal e controle de qualidade analítico.
O laboratório de Hg da FE, situa-se na cidade de Santarém, região
central da Amazônia, no estado do Pará. A Fundação Esperança é uma
instituição não governamental que presta assistência médica e social há mais
de 20 anos para a população ribeirinha do rio Tapajós e cidades
circunvizinhas. Santarém foi um importante centro de comércio de ouro e
representa um local estratégico para estudos do Hg. Este laboratório,
inicialmente, teve como principal finalidade analisar amostras de urina,
sangue e cabelo da população exposta ao Hg proveniente dos garimpos e
lojas de comercialização de ouro da região.
Durante aproximadamente 15 anos, uma intensa atividade mineira
ocorreu no rio Madeira, sendo uma das regiões da Amazônia mais estudadas
quanto à contaminação por Hg. O laboratório de Hg da UNIR foi instalado em
meados de 1994, quando se iniciou o treinamento de pessoal para a
utilização das técnicas para a determinação de Hg. Localiza-se no campus
da Universidade Federal de Rondônia na cidade de Porto Velho, às margens
do rio Madeira, sudoeste da Amazônia. Devido à sua localização, poderá
servir de laboratório suporte nas avaliações de outras bacias próximas, uma
vez que, no momento, atua em avaliações de alguns tributários do rio
Madeira, como o rio Jamari e Jaciparaná, em amostras ambientais como
peixes, solos e sedimento.
6
#
#
#
#
#
#
#
#
Alta Floresta (AF)
Santarém
(SA
Brasília Legal (BL)
Jacareacanga
Rio Teles
Itaituba (IT) RioTapajós
RioTapajós
Bacia do
Principais cidadesou vilas ribeirinhas
Brasil
Rio Amazonas
Principais áreas de garimpo
Fronteira InternacionalBolivia
Porto Velho
0 50 100
km
Bacia do
Rio Madeira
Manicoré (MA)
Humaitá (HU)
# Guajara-Mirim
Rio Madeira
Rio Rato (RR)
#
# Ponta de Pedra (PP)
#
Cach.Teotônio (TE)
Reserv. Samuel
Rio Jamari
Figura 1. Mapa da Região Amazônica evidenciando as cidade de Santarém-
PA, Porto Velho-RO e as áreas de maior atividade garimpeira (Malm et al,
1997).
I.5. Métodos analíticos
I.5.1. Métodos tradicionais de digestão
A digestão de alguns tipos de amostras para a determinação de Hg,
pode levar de algumas horas até dias para total solubilização, tornando-se
uma etapa demorada no procedimento analítico. Este processo, na maioria
dos casos, e realizado em sistemas abertos e com controle precário de
temperatura, aumentando assim, os riscos de perdas por volatilização e
contaminação das amostras, além de expor o meio ambiente a vapores
ácidos. Tais métodos utilizam equipamentos como banho-maria, blocos
digestores, placas aquecedoras, bombas de Teflon, entre outros. São
processos eficazes e ainda bastante utilizados, devido ao seu baixo custo.
7
A utilização de becher de vidro em placas aquecedoras é uma das
técnicas mais antigas na digestão de amostras para a determinação de
metais pesados, sendo usada há mais de 100 anos na prática de
solubilização de materiais. O baixo custo dos equipamentos é a principal
vantagem desta técnica. Contudo, os procedimentos de solubilização de
matrizes biológicas e geológicas têm evoluído para o uso de microondas. A
digestão por microondas é considerada uma técnica de alta eficiência para
determinação de elementos traço (Welz et al, 1992).
Além dos riscos mais evidentes de perda ou contaminação, deve-se
considerar a facilidade do Hg em permear materiais plásticos ou de borracha
(Guimarães, 1992), de modo que, os riscos de perdas e/ou contaminações
cruzadas podem ser significativos.
I.5.2. Digestão por Microondas
Microondas são radiações eletromagnéticas com energia abaixo da
região infravermelha e acima das ondas de rádio, com freqüência entre 300 e
300.000 MHz. A sua utilização na digestão ácida de materiais sólidos teve
início nos anos 70 (Abu-Ssamra et al, 1975).
Durante a emissão de microondas a principal troca de energia ocorre
entre o campo elétrico da radiação e as moléculas polares da água (Kingston
& Jassie, 1986). Os compostos polares absorvem a energia das microondas
rapidamente. A energia da radiação absorvida pelo material biológico e pelos
reagentes dentro do frasco hermeticamente fechado transforma-se em
energia cinética molecular promovendo, assim, aumento da temperatura e da
pressão, promovendo então, a digestão da amostra.
Os procedimentos de solubilização por microondas dependem do tipo
de equipamento utilizado, do material a ser digerido, massa da amostra, tipo
e número de frascos no carrossel, concentração e volume dos reagentes
adicionados (Fostier et al, 1995). A utilização de recipientes de Teflon
completamente transparentes às energias de microondas e hermeticamente
fechados, possibilita reter os elementos de interesse analítico, neste caso o
Hg. Já ácidos minerais, como HNO3, HCl, H2SO4 e HF absorvem as energias
8
de microondas muito facilmente, levando à completa solubilização das
amostras (Bastos et al, 1997).
I.5.3. Determinação de Mercúrio
A primeira investigação experimental do fenômeno da absorção
atômica e da fluorescência em vapor de Hg foi realizada por Wood em 1910
(Ure & Shand, 1974). Outras investigações foram feitas por Goss e Meyer
(1926); Hughes e Thomas (1927), Muller (1930) e Muller e Pringsheim
(1930). Woodson e colaboradores (1939) promoveram o primeiro
procedimento analítico utilizando absorção atômica para determinação de Hg
em ar e gases (Ure & Shand, 1974). Somente na década de 60 as técnicas
analíticas para determinação de Hg se tornaram rápidas e sensíveis o
suficiente para detectar traços de Hg em organismos e em diferentes
compartimentos ambientais (Malm, 1993).
A química analítica vem se aperfeiçoando muito nos últimos anos na
capacidade de determinação de Hg em diferentes matrizes: técnicas
analíticas como a espectrofotometria de absorção atômica com geração de
vapor (fluxo contínuo e injeção de fluxo), fluorescência atômica, polarografia,
ativação de neutrons, emissão atômica e outras, vêm evoluindo para
obtenção de maior sensibilidade, menor limite de detecção e melhor
reprodutibilidade. Hoje, existem equipamentos altamente sensíveis, capazes
de determinar concentrações de Hg à nível de ng.L-1 (parte por trilhão).
Atualmente, a espectrofotometria de absorção atômica com geração
de vapor frio (CV-AAS) vem sendo o método mais utilizado para grandes
rotinas analíticas, na determinação de Hg em amostras ambientais e
humanas, devido à evolução do processo de automação, bastante adaptável
a esta técnica. A técnica consiste na geração de Hg atômico por ação de um
redutor, e o carreamento do vapor atômico por aeração da solução reduzida
para uma célula de absorção (Campos e Curtis, 1990).
9
I.6. Amostras ambientais e humanas de importância para
monitoração
I.6.1. Solo
Estudos da distribuição, comportamento e mecanismos de transporte
do Hg no solo necessitam de uma amostragem no perfil vertical, rochas e
águas intersticiais. Inicialmente, necessita-se estabelecer o nível de
concentração natural do elemento no ambiente a ser avaliado. Para isto, a
coleta das amostras deve ocorrer em pontos onde não haja interferência do
Hg proveniente das emissões antropogênicas (Silva, 1993). A determinação
de Hg em solos é de grande importância para uma avaliação da dispersão
atmosférica e deposições úmidas e secas deste metal.
I.6.2. Sedimento
No caso da contaminação por Hg em sistemas aquáticos,
aproximadamente 98% do Hg se encontra nos sedimentos de fundo (Kudo
et al, 1977). Os sedimentos podem apresentar um quadro da dimensão da
contaminação, representando um verdadeiro histórico da contaminação,
através da determinação do teor de Hg nas diversas camadas dos perfis.
I.6.3. Peixe
A principal via de acesso do Hg ao homem, seja qual for a sua
utilização ou forma de liberação no ambiente é, quase exclusivamente,
através de organismos aquáticos, principalmente os peixes, na forma de
metilmercúrio (Malm, 1993). Os teores de Hg em peixes de elevado nível
trófico (carnívoros e piscívoros) são um parâmetro crítico para a monitoração
do nível de contaminação de um corpo d’água, pois são estes peixes que
apresentam as concentrações mais elevadas. Sua ingestão pelo homem
pode ser altamente crítica, principalmente quando rotineira, pois geralmente
mais de 85% do Hg total encontrado em peixes está na forma metilada, a
mais tóxica.
Um problema específico que deve ser considerado para certas
populações indígenas e ribeirinhas na região Amazônica, é que o elevado
10
consumo de peixe faz parte de sua cultura, além de ser a principal fonte
protéica.
1.6.4.Urina
A amostragem de urina deve ser realizada em indivíduos ou
populações expostas ao Hg metálico na fase de vapor como, por exemplo,
em garimpeiros de ouro, que freqüentemente queimam o amálgama Au-Hg;
trabalhadores das lojas de comercialização de ouro, onde ocorre a
volatilização de Hg para a atmosfera, na purificação do ouro e em operários
das indústrias de cloro-soda, onde há emanações de vapores de Hg em uma
das fases de produção. A excreção urinária do Hg é bastante variável ao
longo do dia. Por isto, tanto para os grupos expostos ocupacionalmente ao
metal como para os grupos controle, as coletas devem ser padronizadas,
coletando-se a primeira urina da manhã (desprezando-se o primeiro jato), no
início e no final de uma jornada de trabalho (40h/semana).
I.6.5. Cabelo
O cabelo é considerado de grande valia para a identificação de
contaminação e intoxicação de populações expostas ao metilmercúrio
contido principalmente em peixes. O seu uso como biomonitor já é bem
estabelecido e descrito na literatura (Renzoni, 1989). Tem como vantagens
fácil coleta e preservação e apresenta níveis de concentração mais altos do
que a urina e o sangue, facilitando a análise. Possibilita, ainda, um
levantamento histórico da exposição ao se analisar seqüencialmente ao
longo dos fios, uma vez que a velocidade de crescimento do cabelo é
razoavelmente constante, e a eliminação do Hg para o cabelo é proporcional
à concentração instantânea no sangue.
I.6.6. Sangue
O conteúdo de Hg no sangue relaciona-se com a exposição ao seu
vapor e com a ingestão de seus compostos. A meia-vida de MeHg no sangue
está em torno de 3 dias (Campos & Pivetta, 1993).
11
A amostragem de sangue é indicada quando há o aparecimento de
sintomas de intoxicação por Hg ou ainda em casos de altos níveis
encontrados em amostras de urina e/ou cabelo para confirmação da sua
forma química.
I.7. Controle de Qualidade
Para se trabalhar na determinação do Hg necessita-se de ambientes
limpos e isentos de poeiras e de equipamentos que contenham este metal,
tais como destiladores e termômetros, dentre outros. A união entre a limpeza
do ambiente de trabalho, a ausência de contaminação pelo metal e a pureza
dos reagentes utilizados na digestão é decisiva para um melhor limite de
detecção e maior sensibilidade da técnica. Objetiva-se, desta forma, menores
coeficientes de variação entre as réplicas e a obtenção do verdadeiro valor
da concentração na amostra (exatidão).
Uma forma de controle nas análises é a análise de uma amostra de
referência em cada batelada analítica sofrendo naturalmente, o mesmo
procedimento de digestão e determinação do elemento em questão (Horvat,
1997). Este procedimento é de grande importância mesmo que a amostra
utilizada não seja certificada, pois sendo-a de concentração conhecida, pode-
se ter controle de eventuais erros no referido procedimento.
Além desta forma de controle, a participação em programas de
exercícios de intercalibração entre vários grupos de diferentes países é de
grande importância para uma avaliação do desempenho analítico do
laboratório.
12
II. MATERIAIS E MÉTODOS
II.1. Limpeza do material
Para a descontaminação da vidraria, itens como bechers, balões
volumétricos, ponteiras, frascos de Teflon (lined digestion vessel-LDV) e de
polietileno para coleta de amostras, dentre outros, foram lavados em água
corrente, colocados por um pernoite em solução de detergente neutro 5%,
enxaguados com água ultra-pura e, em seguida, mais um pernoite em
solução de HNO3 5%. Após esta última etapa, foram enxaguados com água
ultra-pura e secos em estufa (±50°C) evitando-se exposição a poeiras. As
soluções de lavagem eram armazenadas em bacias plásticas com volume de
aproximadamente 15 litros, sendo renovadas a cada 30 dias.
Os frascos de Teflon do equipamento de microondas, após a sua
utilização, foram lavados com água corrente e em seguida imersos em
solução de HNO3 10% e fervidos por 2 horas, enxaguados com água ultra-
pura e secos em estufa a 50°C, este procedimento foi desenvolvido para
reduzir o tempo de descontaminação, mantendo-se a eficiência de limpeza.
II.2. Produção de água ultra-pura
A água utilizada inicialmente é filtrada em carvão ativo (Permution).
Em seguida, passa por um destilador (Biomatic-capacidade 5L/h), um
deionizador (Permution) e finalmente por um sistema de purificação milli-Q
(Millipore) com 4 cartuchos de resina trocadora de íons (Q-pak 2) e filtro de
0,22µm de porosidade.
II.3. Reagentes e soluções
II.3.1. Reagentes
HNO3 65% P.A. Merck (ácido nítrico)
HCl 37% P.A. Merck (ácido clorídrico)
13
H2SO4 96% P.A. Merck (ácido sulfúrico)
KMnO4 P.A. Merck (permanganato de potássio)
H2O2 30% P.A. Merck (peróxido de hidrogênio)
NH2OH.HCl P.A. Merck (cloridrato de hidroxilamina)
NaBH4 P.A. Merck (borohidreto de sódio)
(NH4)2C2O4 P.A. Merck (oxalato de amônia)
NaOH P.A. Merck (hidróxido de sódio)
C10H14N2O8Na2.2H2O P.A. Merck (ácido etilenodiamotetracético-EDTA)
K2Cr2O7 P.A. Merck (dicromato de potássio)
Hg(NO3)2 Merck (solução padrão de mercúrio - 1000 mg.L-1)
II.3.2. Solução de KMnO4 5%
Pesar 50 g de KMnO4 em um becher, adicionar aproximadamente 800
mL de água ultra-pura e colocar para agitar em agitador magnético. Pesar
2,75g de (NH4)2C2O4 e acrescentar à solução de KMnO4, para purificar a
solução da contaminação por Hg no sal de permanganato de potássio.
Deixar agitando durante uma noite, protegido da luz envolto em papel de
alumínio ou em frasco escuro. No dia seguinte deixar em repouso por
aproximadamente 2 horas, filtrar em filtro de fibra de vidro (GF/A Whatman) e
aferir o volume a 1000 mL com água ultra-pura. Armazenar a solução em
frasco escuro a temperatura ambiente.
II.3.3. Solução de NH2OH.HCl 12%
Adicionar 120 g de NH2OH.HCl a aproximadamente 800 mL de água
ultra-pura e agitar em agitador magnético até total solubilização do sal,
aferindo-se em seguida a 1000 mL em balão volumétrico, com água ultra-
pura. Esta solução é utilizada na redução do excesso de oxidante das
amostras (pré-redução) imediatamente antes da análise.
II.3.4. Solução de H2SO4:HNO3 (1:1)
Para preparar 1 L de solução adicionam-se lentamente 500 mL de
H2SO4 96% em 500 mL de HNO3 65% em banho de gelo, aguardar o
14
resfriamento para a armazenagem em frasco de vidro. Esta solução foi
utilizada para digestão das matrizes biológicas.
II.3.5. Solução analítica para determinação de Hg
Uma solução padrão contendo de 1000 µg Hg.L-1 em meio de K2Cr2O7
0,01% e HNO3 5% é preparada, partindo-se de um padrão estoque de 1000
mg Hg.L-1 (Hg(NO3)2 Merck), podendo ser estocada por uma semana em
geladeira. Os padrões analíticos para calibração do FIMS têm que ser
preparados no dia da análise partindo-se da solução padrão de 1000
µg.Hg.L-1 nas concentrações de 5, 10, 20, 30 e 40 µg Hg.L-1 em meio de
HNO3 5% com 2 gotas de KMnO4 a 5% para um volume final de 50 mL.
II.3.6. Solução HCl 3%
Adiciona-se 81,0 mL de HCl 37% a cerca de 800 mL de água ultra-
pura em um balão volumétrico de 1000 mL, aferindo-se o seu volume com a
mesma água. Este reagente tem a função de manter as amostras em meio
oxidante até o momento da redução durante o procedimento de
determinação do Hg.
II.3.7. Solução de NaBH4 0,2%
Para o preparo de 1000 mL de solução, pesam-se 0,5g de NaOH e
adicionam-se cerca de 800 mL de água ultra pura. Após agitação e
solubilização, acrescentam-se 2,0 g de NaBH4, agita-se até total
solubilização, aferindo-se, posteriormente, o volume. Tem como função a
redução total das amostras no procedimento da determinação de Hg,
necessitando ser preparada diariamente, pois é um reagente de pouca
estabilidade quando em solução.
II.3.8. Solução de EDTA 0,01%
Para o preparo de 1000 mL de solução pesam-se 100 mg do sal
sódico de EDTA e adiciona-se, sob agitação, água ultra-pura, aferindo-se o
volume final após solubilização. Esta solução é utilizada na lavagem das
amostras de cabelo visando eliminar resíduos adsorvidos externamente.
15
II.4. Principais equipamentos utilizados
• Forno de microondas CEM modelo MDS-2000 (Potência Máxima de
630W±50).
• Espectrofotômetro de absorção atômica FIMS-400 (Flow Injection Mercury
System) da Perkin Elmer, com amostrador automático AS-90.
• Espectrofotômetro de absorção atômica Varian AA-1475, com gerador de
vapor frio VGA-76.
II.4.1. Descrição do forno de microondas e operação
Utilizou-se equipamento de microondas específico para digestão de
amostras, com freqüência de 2450 MHz (comprimento de onda de 12,2 cm) e
com 5 estágios onde programa-se a potência das microondas, controlando-
se, assim, a pressão e a temperatura. Este sistema, fabricado pela CEM-
MDS-2000, foi desenhado para o uso em laboratório na digestão, dissolução,
hidrólise e secagem de matrizes biológicas e geológicas. O equipamento é
utilizado no preparo de amostras para análise em espectrofotometria de
absorção atômica, espectroscopia de emissão, cromatografia gasosa e
líquida e para outros tipos de análises que necessitem da solubilização total
de suas matrizes.
Buscou-se desenvolver metodologias com um mínimo de
manipulações diminuindo os riscos de perdas e contaminações. Inicialmente,
selecionou-se o método utilizado pelo grupo do Department of Environmental
Medicine, Odense University - Dinamarca (Universidade de Odense)
(comunicação pessoal), modificando-o a fim de diminuir etapas e o tempo na
digestão das amostras.
Algumas condições recomendadas pelo fabricante do forno de
microondas foram modificadas no que diz respeito às programações para
digestão, a fim de otimizar a solubilização de algumas matrizes (General
guidelines, 1988). Todas estas mudanças ocorreram dentro das medidas de
segurança recomendadas pelo fabricante do equipamento.
16
O forno de microondas possui sistema de exaustão, computador
digital programável para até 30 programas de 5 estágios, controle em linha
para pressão e 3 carrosséis com 12 frascos de Teflon LDV com capacidade
para 120 mL cada. As membranas de PVC (cloreto de polivinila) na tampa de
cada frasco de Teflon, como segurança, resistem a uma pressão de 250 psi
e, em caso de rompimento, o sistema de microondas é desligado
automaticamente.
Na operação, após a adição de amostras e reagentes, fecham-se os
tubos hermeticamente, certificando-se sempre da presença da membrana de
segurança de PVC na tampa de cada frasco digestor. Colocam-se os frascos
no carrossel (total de 12 frascos por carrossel) e, em seguida, no forno
microondas. Uma das amostras para o controle de pressão servira o sistema
de segurança do equipamento. Após o tempo de digestão no forno de
microondas, aguarda-se o resfriamento, agitando-se cada tubo para total
homogeneização das amostras. Abrem-se os frascos, girando a tampa de
proteção, onde se encontra a membrana de PVC, para retirada da pressão.
II.4.2. Descrição do Sistema FIMS (Flow Injection Mercury System)
O equipamento FIMS-400, fabricado por Perkin-Elmer, consiste em
um espectrofotômetro especificamente desenhado para medidas da
absorção de radiação pelo Hg. Utiliza-se como fonte de radiação uma
lâmpada de Hg e como detetor, uma fotocélula com sensibilidade máxima em
254 nm de comprimento de onda. Uma célula cilíndrica de vidro, de 4 mm de
diâmetro e 260 mm de comprimento fica posicionada entre a lâmpada de Hg
e o detetor, recebendo aquecimento de aproximadamente 50°C para prevenir
a ocorrência de condensação do vapor d’água. Acopla-se ao
espectrofotômetro um sistema automático de injeção em fluxo (FIAS) de
amostras e reagentes, com duas bombas peristálticas e um amostrador
automático, de 108 posições (AS-90) com um desempenho de 180
determinações por hora. O sistema FIMS é quase todo comandado por
computador PC-433DX da DIGITAL e controlado por software Winlab,
sendo exceções a regulagem do gás de arraste (Argônio) e o controle dos
fluxos de reagentes e amostras.
17
O princípio da técnica de injeção de fluxo ocorre através de uma
válvula que injeta volume de amostra definido e reprodutível, que é
transportado pelas bombas peristálticas ocorrendo a mistura com HCl 3%,
que evita a redução prematura da amostra e, em seguida, entra em contato
com o NaBH4 0,2% em NaOH 0,05% para redução do Hg na amostra.
Posteriormente, a mistura é carreada pelo gás (argônio) para o
compartimento de reação (coil) ocorrendo, então, a transformação do Hg+2
(forma iônica) em Hg0 (forma elementar). No separador gás-líquido a mistura
da solução é desprezada (peristalticamente) e o vapor de Hg da reação é
transportado pelo gás de arraste, passando por uma membrana filtro (PTFE)
de 1,0 µm de porosidade e 25mm de diâmetro, evitando a entrada de líquido
até o sistema de detecção.
O espectrofotômetro de absorção atômica (Varian-AA-1475) acoplado
ao gerador de vapor frio (VGA-76) foi utilizado para intercomparação
analítica.
II.4.3. Condições de otimização da técnica FIMS
Elemento: Hg
Comprimento de onda: 253,7 nm
Fluxo do oxidante (HCl 3%): 10,0 mL/minuto
Fluxo do redutor (NaBH4 0,2%:NaOH 0,05%): 6,0 mL/minuto
Volume de amostra injetada: 500 µL
Fluxo de argônio: 40 mL/minuto
Tipo de calibração: interceptando zero, não linear
Concentração dos padrões analíticos de calibração (µg.L-1):5, 10, 20, 30 e 40
Número de réplicas de cada análise: 3 Tipo de medida: altura de pico
II.5. Riscos de contaminação de amostras e reagentes
A contaminação de vidraria, frascos, reagentes, entre outros, é o
principal problema de um laboratório analítico para determinação de Hg.
Poeira no ambiente, procedimentos de lavagem incorretos ou incompletos e
mau acondicionamento ou manuseio de material de laboratório, inclusive de
reagentes, podem requerer dias ou semanas para serem identificados e suas
18
conseqüências sanadas. Papel, tinta, termômetros, etc. são também fontes
importantes de Hg. Portanto todo cuidado deve ser tomado para evitar o
contato destes materiais com amostras ou vidraria. Cuidado também deve
ser tomando na compra dos reagentes, observando-se sempre o grau de
pureza, testando-os previamente ao uso.
II.6. Amostragens e metodologias de digestão
II.6.1. Solo e Sedimento
A localização dos pontos de amostragem necessita de um
conhecimento prévio das fontes e formas de emissão de Hg. As amostragens
de solo podem ser realizadas utilizando sonda a trato manual ou mecânico
para uma avaliação de um perfil longitudinal ou utilizando pás de material
plástico, retirando a camada do primeiro horizonte (litter) para uma avaliação
do solo superficial que representaria a deposição seca e úmida,
considerando-se também a decomposição da matéria orgânica.
Recomenda-se acondicioná-las em sacos plásticos transparentes,
frascos plásticos ou vidros de boca larga, e armazená-los sob refrigeração
(<5°C) o mais rápido possível.
A coleta de amostras de sedimentos superficiais deve ser realizada
com pás ou colheres plásticas em ambientes aquáticos de pequena
profundidade ou com dragas (de diferentes tipos e modelos) para grandes
profundidades (Silva, 1993).
Os perfis de sedimento (material importante na avaliação temporal de
processos de contaminação) podem ser amostrados através da introdução
de um tubo de PVC ou acrílico (7,0cm de diâmetro e aproximadamente 50
cm de comprimento), sendo depois fracionado em segmentos para os
procedimentos analíticos (Silva, 1993).
As amostras de sedimento de superfície e os perfis devem ser
armazenadas em sacos ou frascos plásticos e resfriadas para serem
transportadas até o laboratório.
Em estudos de diagnóstico ambiental pode utilizar-se, para solos, mas
principalmente para sedimentos, a fração granulométrica menor que 200
19
mesh (0,074mm), considerada mais ativa fisicamente em processos de
adsorsão, por possuir maior área superficial. Em seguida são
homogeneizadas, secas a 50°C e acondicionadas em frascos plásticos de
boca larga.
II.6.1.1. Descrição da técnica desenvolvida
Pesam-se cerca de 100 mg de solo ou sedimento, em triplicata com o
mesmo número de brancos colocando-os nos frascos de Teflon (LDV),
acrescenta-se 1,0 mL de água ultra-pura, 3,0 mL de HNO3 concentrado,
2,0 mL de HCL concentrado e 3,0 mL de KMnO4 a 5%. Colocam-se os
frascos no carrossel do forno de microondas, na programação
solo/sedimento Hg (tabela 1). Após esfriar, adicionam-se gotas de
NH2OH.HCL 12%, até a retirada do excesso de oxidante; filtra-se por
gravidade em papel Whatman 44, afere-se o volume a 10,0 mL com água
ultra pura e, finalmente, determina-se a concentração de Hg no equipamento
FIMS. A figura 2 mostra o esquema da análise seguido.
Tabela 1. Programação da digestão de solo e sedimento no forno de
microondas.
Estágios 1 2 3 4 5
Potência (%) 100 100 0 0 0
Pressão (psi) 100 150 0 0 0
Tempo (min) 15 15 0 0 0
Exaustão (%) 100 100 100 100 100
20
100,0 mg de solo ou sedimento
⇓⇓⇓⇓
1,0 mL H2O milli-Q
⇓⇓⇓⇓
3,0 mL HN03 conc.
⇓⇓⇓⇓
2,0 mL HCl conc.
⇓⇓⇓⇓
3,0 mL KMnO4 5%
⇓⇓⇓⇓
Microondas 30 min.
⇓⇓⇓⇓
Adicionar gotas de NH2OH.HCl 12%.
⇓⇓⇓⇓
Filtração por gravidade (Whatman 44)
⇓⇓⇓⇓
Volume final 10,0 mL ⇒⇒⇒⇒ FIMS
Figura 2 . Esquema da digestão de solo e sedimento em forno de microondas
para determinação de Hg total.
II.6.2. Peixe
No ato da coleta, os peixes devem ser acondicionados em sacos
plásticos transparentes devidamente identificados, medidos, pesados e
armazenados em caixa de isopor com gelo, até a chegada ao laboratório,
onde deverão ser congelados, também podendo ser liofilizados.
Para análise, pesam-se 3 alíquotas de 500 mg do filé (cada),
colocando-as nos frascos de Teflon (LDV), adiciona-se 1,0 mL de H2O2
(30 volumes), 3,0 mL de H2SO4:HNO3 (1:1) e, em seguida 5,0 mL de KMnO4
a 5%. Coloca-se no forno de microondas na programação Peixe Hg (Tabela
21
2) por 35 minutos. Após a etapa de digestão, adicionam-se gotas de
NH2OH.HCL 12% até o ponto de titulação. Em seguida, afere-se o volume
final a 10,0 ml com água ultra-pura (Figura 3). Cada bateria de análise deve
conter brancos controle, também em triplicata.
Tabela 2. Programação da digestão de peixe no forno de microondas.
Estágios 1 2 3 4 5
Potência (%) 60 70 80 100 0
Pressão (psi) 40 50 80 120 0
Tempo (min.) 5 5 10 10 5
Exaustão (%) 100 100 100 100 100
500 mg de peixe (fresco)
⇓⇓⇓⇓
1.0 mL H2O2 conc.
⇓⇓⇓⇓
3.0 mL H2SO4:HN03 (1:1)
⇓⇓⇓⇓
5.0 mL KMnO4 5%
⇓⇓⇓⇓
Microondas 35 min.
⇓⇓⇓⇓
Adiciona-se gotas de NH2OH.HCl 12%.
⇓⇓⇓⇓
Volume final 10,0 mL ⇒⇒⇒⇒ analisar no
FIMS
Figura 3. Esquema da digestão de peixe em forno de microondas para
22
determinação de Hg total.
II.6.3. Urina
Coleta-se toda a micção matinal (desprezando-se o primeiro jato) em
frascos de polipropileno de boca larga, devidamente lavados, congelando-se
em seguida. Recomenda-se um máximo de 4 semanas de armazenamento
(Campos & Pivetta, 1993).
Inicialmente, utilizou-se a técnica do laboratório da Universidade de
Odense-Dinamarca, onde se utiliza 2,0 mL de urina adicionados no frasco de
Teflon com 3,0 mL de HNO3 (7M) no microondas por 10 minutos na potência
máxima (100%). Em seguida transfere-se 1,0 mL da solução para tubos de
ensaio adicionando-se, 4,0 mL da mistura KMnO4 (saturado):H2SO4
(concentrado) (100:3). As soluções são homogeneizadas e deixadas por 30
minutos em banho-maria a 75°C. Após esfriar, reduz-se o poder oxidante
com 0,5 mL de NH2OH.HCl saturada, aferindo-se o volume final a 10,0 mL e
determinando-se a concentração de Hg no Sistema FIMS (figura 4).
No método tradicional de digestão de urina utilizado no LREPF
(Bastos et al, 1993) tomam-se 5,0 mL de urina em balão volumétrico de 50
mL, adicionam-se, em banho de gelo, 10,0 mL da mistura H2SO4:HNO3 (1:1)
deixa-se por 30 minutos em banho-maria a 60°C. Aguarda-se o esfriamento,
acrescentando-se 10,0 mL de KMnO4 5%, em banho de gelo,
homogeneizando-se lentamente e, em seguida, coloca-se as amostras em
banho-maria a 60°C, retirando-as do banho após 30 minutos. No dia
seguinte, titula-se com gotas de NH2OH.HCl 12%, afere-se o volume a 50,0
mL com adição de água deionizada e determina-se a concentração de Hg
(figura 5) no gerador de vapor frio (VGA-76) acoplado ao espectrofotômetro
de absorção atômica (Varian AA-1475).
23
2,0 mL de urina
⇓⇓⇓⇓
3,0 mL HN03 (7M)
⇓⇓⇓⇓
Microondas por 10 minutos
(100%de potência)
⇓⇓⇓⇓
Retira-se 1,0 mL da solução
⇓⇓⇓⇓
Adiciona-se 4,0 mL KMnO4:H2SO4
(100:3)
⇓⇓⇓⇓
Banho-Maria a 75°°°° C por 30 minutos
⇓⇓⇓⇓
Adiciona-se 0,5 mL NH2OH.HCl
saturada
⇓⇓⇓⇓
Volume final 10,0 mL ⇒⇒⇒⇒ analisar no
FIMS
Figura 4. Esquema da digestão de urina em forno de microondas para
determinação de Hg total, utilizada na Universidade de Odense.
24
5,0 mL de urina
⇓⇓⇓⇓
10,0 mL H2SO4:HN03 (1:1)
em banho de gelo
⇓⇓⇓⇓
Banho-Maria a 60°°°° C por 30 minutos
⇓⇓⇓⇓
Deixar esfriar
⇓⇓⇓⇓
Adiciona-se 10,0 mL KMnO4 a 5%
em banho de gelo
⇓⇓⇓⇓
Banho-Maria a 60°°°° C por 30 minutos
⇓⇓⇓⇓
Adiciona-se gotas de NH2OH.HCl 12%
⇓⇓⇓⇓
Volume final 50,0 mL ⇒⇒⇒⇒ analisar no
CV-AAS*
*CV-AAS - Cold Vapor- Atomic Absorption Spectrophotometer
Figura 5. Esquema da digestão de urina em banho-maria para determinação
de Hg total, utilizada no LREPF (Bastos et al, 1993).
Baseando-se em experiências anteriores (Bastos et al, 1993 e
Universidade de Odense) testaram-se adaptações, atacando mais
agressivamente as amostras e retirando-se etapas, ou seja, usando somente
o microondas na digestão. Testes foram feitos com a técnica de adição
padrão e com uso de padrões de urina certificados, obtendo-se ótimos
resultados com estes procedimentos.
25
II.6.3.1. Descrição da técnica desenvolvida para urina
Degela-se a urina até temperatura ambiente e coloca-se 2,0 mL de
urina no frasco digestor do microondas (LDV), adicionando-se suavemente
4,0 mL da mistura H2SO4:HNO3 (1:1) e 4,0 mL de KMnO4 5% transferindo-se
o frasco para o forno de microondas (tabela 3). Após esfriamento, adicionam-
se gotas de NH2OH.HCl 12%, até a solução passar da cor violeta para
transparente. Transfere-se para frascos volumétricos, aferindo-se o volume
final a 10,0 mL com água ultra-pura, homogeneizando-se a solução e
procedendo a determinação de Hg no FIMS (figura 6).
Todas as amostras são analisadas em triplicata, inclusive os brancos
(controles de impurezas dos reagentes e do ambiente). Em cada bateria de
análises utilizou-se uma amostra de referência certificada (Seronorm) para o
controle de qualidade analítica.
Tabela 3. Programação da digestão de urina no forno de microondas.
Estágios 1 2 3 4 5
Potência (%) 60 60 100 100 0
Pressão (psi) 10 20 40 100 0
Tempo (min.) 5 5 5 5 5
Exaustão (%) 100 100 100 100 100
26
2.0 mL de urina
⇓⇓⇓⇓
4.0 mL HN03:H2SO4 (1:1)
⇓⇓⇓⇓
4,0 mL KMnO4 5%
⇓⇓⇓⇓
Microondas 25 min.
⇓⇓⇓⇓
Adicionar gotas de NH2OH.HCl 12%.
⇓⇓⇓⇓
Volume final 10,0 mL ⇒⇒⇒⇒ analisar no
FIMS
Figura 6. Esquema da digestão de urina em forno de microondas para
determinação de Hg total.
II.6.4. Cabelo
O cabelo deve ser coletado, próximo ao couro cabeludo, com tesoura
de aço-inox em mechas de aproximadamente 500 mg, diferenciando a parte
distal da proximal, para possibilidade de uma avaliação longitudinal, o que
representaria uma retrospectiva histórica de exposição. Em seguida, é
acondicionado em sacos plásticos transparentes, com fecho tipo “zip”,
podendo ser estocado a temperatura ambiente.
II.6.4.1. Descrição da técnica desenvolvida
Lava-se cada amostra com 20,0 mL de uma solução de EDTA 0,01%,
enxaguando com água ultra-pura; secar em estufa a 50°C, e fracioná-las ao
máximo com tesoura de aço-inox para melhor homogeneização da fração de
amostra selecionada e aumento da eficiência dos ácidos na digestão. Pesa-
se cerca de 50 mg, transferindo-se para frascos de Teflon (LDV) e
27
adicionando em seguida 3,0 mL da mistura H2SO4:HNO3 (1:1) e 6,0 mL de
KMnO4 a 5%. Colocam-se os frascos no forno de microondas na
programação Cabelo Hg (tabela 4). Após esfriamento, titula-se com gotas de
NH2OH.HCl 12 %, até a retirada do excesso de oxidante, aferindo-se o
volume a 10,0 mL com água ultra pura e determina-se a concentração de Hg
no equipamento FIMS (figura 7). Todas as amostras foram analisadas em
triplicata (inclusive os brancos controles), repetindo as análises em que o
coeficiente de variação foi superior a 10%.
Tabela 4. Programação da digestão de cabelo no forno de microondas.
Estágios 1 2 3 4 5
Potência (%) 30 50 80 100 0
Pressão (psi) 20 40 85 130 0
Tempo (min) 10 10 10 10 5
Exaustão (%) 100 100 100 100 100
50 mg de cabelo
(lavados com EDTA 0,01%)
⇓⇓⇓⇓
3.0 mL HN03:H2SO4 (1:1)
⇓⇓⇓⇓
6.0 mL KMnO4 5%
⇓⇓⇓⇓
Microondas 45 min.
⇓⇓⇓⇓
Adicionar gotas de NH2OH.HCl 12%.
⇓⇓⇓⇓
Volume final 10,0 mL ⇒⇒⇒⇒ analises no
FIMS*
Figura 7. Esquema da digestão de cabelo em forno de microondas para
28
determinação de Hg total.
II.6.5. Sangue
As amostras de sangue devem ser coletadas com seringas
descartáveis de 5,0 mL e transferidas para tubos de vidro heparinizados e
congeladas até a análise. Após degelo, pipeta-se 1,0 mL de sangue dentro
do frasco de Teflon, adicionando-se 3,0 mL de HNO3 concentrado e 6,0 mL
KMnO4 5%. Coloca-se no forno de microondas na programação Sangue Hg
(tabela 5), por 65 minutos e, após esfriar, adicionam-se gotas de NH2OH.HCl
12% até o ponto de viragem, aferindo-se em seguida o volume final a 10,0
mL, com água ultra-pura (Figura 8). Todas as amostras devem ser digeridas
em triplicata, inclusive os brancos controle que, neste caso, necessitam
conter a heparina utilizada como anti-coagulante.
Tabela 5. Programação da digestão de sangue no forno de microondas.
Estágios 1 2 3 4 5
Potência (%) 60 60 60 60 0
Pressão (psi) 20 40 85 160 0
Tempo (min.) 15 15 15 15 5
Exaustão (%) 100 100 100 100 100
29
1.0 mL de sangue
⇓⇓⇓⇓
3.0 mL HN03 conc.
⇓⇓⇓⇓
6,0 mL KMnO4 5%
⇓⇓⇓⇓
Microondas 65 min.
⇓⇓⇓⇓
Adicionar gotas de NH2OH.HCl 12%.
⇓⇓⇓⇓
Volume final 10,0 mL ⇒⇒⇒⇒ analisar no
FIMS
Figura 8. Esquema da digestão de sangue em forno de microondas para
determinação de Hg total.
II.7. Controle de Qualidade analítico
Na fase de adaptação dos métodos, foi utilizada a técnica de
padronização interna, em que se adiciona quantidade conhecida de Hg
(padrão de 1000 µg Hg.mL-1) na amostra, procedendo-se o processo
químico, a fim de verificar o percentual de recuperação do Hg adicionado.
Obtendo-se excelentes percentuais de recuperação de Hg (da ordem de
100%), seguia-se para a utilização de amostras de referência certificadas,
estabelecendo-se, assim, um método confiável.
II.7.1. Programa de exercícios de intercalibração
Para garantir a qualidade analítica nas determinações de Hg em urina,
sangue e cabelo, realizou-se programas de intercalibração bimensal com
laboratórios do Canadá, o Centre de Toxicologie du Québèc (CTQ) e o
Occupational & Environmental Health Services (OHS), e Espanha, com o
30
Instituto Nacional de Securidad e Higiene en el Trabajo do Ministério de
Trabajo y Securidad Social.
O Laboratório da Fundação Esperança vem participando, desde a sua
implantação, do programa de exercício de comparação interlaboratórios em
amostras de sangue e urina, promovido pelo Centre de Toxicologie du
Québèc (Canadá), com a participação de mais de 70 laboratórios. Os
resultados do Centre de Toxicologie du Québèc foram emitidos em nmol.L-1;
para uniformizar as unidades deste trabalho foram divididos pelo
Fator 4,9852, transformando-os em µµµµg.L-1.
II.7.2. Amostras de referência certificada e “interna”
Para verificarmos a exatidão analítica de cada método nas matrizes
propostas neste trabalho, inicialmente utilizamos amostras de referência
certificadas para obtenção de confiabilidade nas metodologias
desenvolvidas.
Para desenvolvimento das técnicas de análise de urina e sangue
utilizaram-se amostras certificadas da Seronorm, produzido por Sero A/S-
Nycomed Pharma AS (Noruega). Na técnica para análise de cabelo, utilizou-
se padrões certificados do International Atomic Energy Agency, amostras
IAEA-085 e IAEA-086.
Para solo e sedimento utilizaram-se Pond Sediment no 2 do National
Institute for Environmental Studies (NIES-Japão) e Buffalo River Sediment
no 2704 do National Institute of Standards and Technology (NIST-USA).
Para o estabelecimento da metodologia de peixe utilizou-se a amostra
certificada Tuna Fish da International Atomic Energy Agency (IAEA-350).
Um programa de intercalibração na determinação de Hg em amostras
de urina realizou-se entre a Universidade de Odense (Dinamarca),
Laboratório da FE e o LREPF. Selecionaram-se amostras de urina coletadas
de algumas pessoas expostas ocupacionalmente a vapores de Hg; cada
amostra foi dividida em três alíquotas, congeladas e remetidas a todos os
laboratório participantes.
Para os laboratórios da FE e LREPF realizou-se um programa de
intercomparação laboratorial em amostras de urina liofilizada com o Centre
31
de Toxicologie du Québèc (Canadá) e Instituto Nacional de Seguridad e
Higiene en el Trabajo (Espanha) respectivamente. O laboratório da FE
participa também, com o mesmo grupo de Québèc, de um exercício de
comparação interlaboratorial com amostras de sangue. O mesmo está sendo
realizado entre o LREPF e o Occupational & Environmental Health Services
(OHS-Health Canadá) para amostras de cabelo liofilizadas.
II.7.3. Amostra “referência interna” de Peixe
Para o controle da rotina analítica, foram preparadas no LREPF,
amostras de peixe, cabelo, sedimento e solo, às quais designamos de
“amostras de referência interna”. O teor de Hg nestas amostras de
“referência interna” foi determinado utilizando-se das técnicas, em questão,
ou sejam, a tradicional de digestão e análise no VGA (vapor generation
accessory), e a de digestão por microondas com análise no FIMS (Flow
Injection Mercury System). Paralelamente, estas amostras foram analisadas
pelo IPEN-SP pela técnica de ativação neutrônica e CENA de Piracicaba-SP,
pela técnica de vapor frio. Após a definição da concentração média de Hg e
de seu desvio padrão, nas amostras de “referência interna”, passou-se a
utilizá-las no controle da rotina analítica de cada um dos três laboratórios.
Dois peixes foram coletados na Serra do Navio (AP): uma piranha de
1,816 g e um pirapucu de 2,620 g que, após catalogados, obtiveram os
códigos APPX-2960 e APPX-2958 respectivamente. Toda a parte comestível
do peixe (músculo) foi separada, liofilizada, homogeneizada com o auxílio de
um misturador em copo de Teflon. Alíquotas dos dois peixes foram enviadas
para o Instituto de Pesquisas e Energia Nuclear (IPEN-SP) e para o Centro
de Energia Nuclear para Agricultura (CENA de Piracicaba-SP), onde foram
determinadas as concentrações de Hg por ativação neutrônica e CV-AAS,
respectivamente.
Paralelamente, no LREPF, alíquotas destes mesmos materiais foram
analisadas várias vezes pelo método desenvolvido por Malm et al (1989) e
pelo método aqui padronizado. Após a comparação entre os três grupos
participantes deste programa, determinou-se a faixa de concentração de Hg
de ambas amostras com intervalo de confiança de 95%. Alíquotas dessas
32
duas amostras foram distribuídas para os laboratórios da Amazônia sendo, a
partir dai, utilizadas nas suas rotinas.
II.7.4. Amostras “referência interna” de cabelo
Três amostras de cabelo já previamente analisadas, com valores de
concentração de Hg, baixo (RFCB-5486), médio (RFCB-5487) e alto (RFCB-
5488), foram selecionadas picotadas e homogeneizadas. As amostras de
cabelo também foram analisadas pelo método Malm et al (1989) e pelos
mesmos laboratórios citados no ítem II 7.3, e tiveram determinadas suas
faixas de concentração de Hg, com intervalo de confiança de 95% e
distribuídas para os outros dois laboratórios da Amazônia, para utilização em
rotinas.
II.7.5. Amostras “referência interna” de sedimento e solo
Duas amostras de solo de floresta (APSL-4289 e 4290) e uma de
sedimento de rio (APSD-4288) coletadas na Serra do Navio (AP) foram
selecionadas para serem utilizadas como “referência interna” para
determinação de Hg. Selecionaram-se, por granulometria, as partículas
menores que 200 mesh (<0,074mm), que foram secas, maceradas e
enviadas para o processo de homogeneização em pilhas, através de
progressivas subdivisões por quarteamento no IPEN-SP. A concentrações de
Hg foram determinadas através da técnica adaptada por Malm et al (1989),
pelo IPEN-SP e pela técnica discutida neste trabalho, definindo-se faixas
com intervalo de confiança de 95% para as três amostras de referência.
II.8. Limite de detecção das técnicas (LDT)
Como não existe uma convenção que uniformiza os cálculos para a
determinação do limite de detecção do método utilizado, optamos por uma
superestimação destes valores, uma vez que as concentrações das matrizes
testadas não ocorreram a estes patamares. O limite de detecção foi
calculado através da média dos brancos controle, feitos em triplicatas;
multiplicando-se pelo volume final (10,0 mL para todas as matrizes) dividindo-
33
se pela média das massas (g) ou volume (mL) de toda a bateria de amostras
analisadas conforme a fórmula abaixo.
LDT ==== Média dos brancos x Volume final Média das massas ou volume
II.9. Implantação dos laboratórios na Amazônia
Os laboratórios da Amazônia, após instalação, iniciaram os
treinamentos analíticos em agosto de 94 (Santarém) e em dezembro de 94
(Porto Velho). Os equipamentos básicos recebidos para estas instalações
foram: espectrofotômetro de absorção atômica FIMS-400 com amostrador
AS-90, ambos da Perkin Elmer; um forno de microondas da CEM modelo
MDS-2000, duas balanças analíticas Mettler (de dois e quatro dígitos
decimais), capela com exaustão (Permution) e pipetadores automáticos
(Transferpette).
O laboratório da FE teve seu inicio de treinamentos em amostras de
urina, seguidas das de cabelo e peixe. O laboratório de Porto Velho teve seu
inicio com treinamento nas amostras de peixe, seguido pelas de cabelo, solo
e sedimento. Paralelamente, desenvolveu-se uma apostila (Apêndice I)
detalhando-se todas as etapas e cuidados necessários para um bom
desempenho desses laboratórios, uma vez que seus integrantes não tinham
nenhuma experiência prévia em digestão de amostras e análises de Hg.
34
III. RESULTADOS E DISCUSSÃO
III.1. Técnica de padronização interna
Esta técnica é bastante eficaz na verificação de perdas por
volatilização, uma vez que o Hg++ adicionado está facilmente disponível para
uma possível volatilização durante o processo de digestão.
As metodologias de digestão desenvolvidas, para todas as matrizes
selecionadas para este trabalho, podem ser consideradas eficazes, com
relação a perdas, pois obtivemos percentuais de recuperação de Hg acima
de 90% na técnica de adição padrão (tabela 6).
Tabela 6. Percentuais de eficiência na recuperação de Hg na técnica de
padronização interna.
Amostras
(N=09)
Recuperação (%)
Sedimento/Solo 92,0
Peixe 95,0
Urina 98,0
Cabelo 99,7
Sangue 95,0
35
III.2. Resultados de solo e sedimento
Inicialmente, nos testes de digestão de solo e sedimento utilizou-se,
junto com ácido nítrico (HNO3) e ácido clorídrico (HCl), o ácido fluorídrico
(HF), com o qual era obtida uma total solubilização dessas matrizes. Porém,
a presença deste ácido no processo de redução da solução no momento da
determinação de Hg no FIMS, poderia emitir vapores de HF junto com os
vapores de Hg para o interior da célula de absorção, constituída de vidro
pirex e janelas de quartzo, podendo danificá-la. Resolveu-se então, retirar o
HF, mesmo porque a sua função era a de eliminar a etapa de filtração e não
a de extrair o Hg presente nestas matrizes, uma vez que não era de interesse
determinar a concentração de Hg ocluída na matriz de sílica.
Observa-se, na tabela 7, ótimo desempenho nas determinações da
concentração de Hg em amostras de sedimento de referência certificadas,
utilizando-se a metodologia desenvolvida para sedimento marinho (Pond
sediment do NIES) e de rio (Buffalo river sediment - NIST-2704).
Tabela 7. Resultados da concentração de Hg (µg.g-1) em amostras de
sedimento certificado, utilizando a técnica de microondas.
Amostras
Certificadas
FIMS-LREPF
(m ±±±± d.p.) n=5
Valor Certificado
(m ±±±± d.p.)
Desvio
(%)
Pond sed.
NIES n°°°° 2
1,22 ±±±± 0,13
1,30 ±±±± 0,07
-6%
Buffalo river 1,46 ±±±± 0,02 1,47 ±±±± 0,07 -1%
36
n°°°° 2704
Realizou-se intercomparação utilizando amostras de solos coletados
em diferentes localidades, com as técnicas aqui desenvolvidas e a tradicional
e análises no FIMS e VGA respectivamente (tabela 8). Estas amostras já
foram intercalibradas com o GKSS (Alemanha), e atualmente são utilizadas
no LREPF como amostras de “referência interna” na rotina analítica, devido
às ótimas correlações encontradas.
Tabela 8. Resultados da concentração de Hg (µg.g-1) em amostras de solos
de “referência interna”, utilizando as técnicas de microondas-FIMS e banho-
maria-VGA, realizadas no LREPF, comparadas com um grupo da Alemanha
(GKSS).
Código
Amostra
LREPF-VGA
(m ±±±± d.p.) n=5
LREPF-FIMS
(m ±±±± d.p.) n=5
GKSS
(m ±±±± d.p.)
RASL-1718 0,44 ±±±± 0,04 0,41 ±±±± 0,05 0,44 ±±±± 0,03
GMSL-0167 0,21 ±±±± 0,01 0,24 ±±±± 0,03 0,23 ±±±± 0,05
GMSL-0169 1,70 ±±±± 0,04 1,76 ±±±± 0,08 1,74 ±±±± 0,07
Obteve-se ótimo coeficiente de correlação entre os resultados da
técnica já estabelecida (Malm et al, 1989) e os da técnica em questão, com
amostras de solos e sedimentos de “referência interna” (figura 9).
37
y = 1.0873x - 0.0233
R2 = 0.9998N=09
012345678
0 2 4 6 8
LREPF-VGA (µµµµg.g-1)
LR
EP
F-F
IMS
(µµ µµ
g.g
-1)
Figura 9. Correlação entre as concentrações de Hg obtidas com
determinação no VGA (técnica tradicional) e FIMS (técnica microondas) em
amostras de solos e sedimento.
Utilizaram-se duas amostras de solo (APSL-4289 e 4290) e uma de
sedimento (APSD-4288), ambas utilizadas como amostras de “referência
interna” na rotina da determinação de Hg em solos e sedimentos. A
concentração média dessas amostras de referência foi determinada a partir
das análises realizadas no IPEN-SP, nas determinações realizadas no
LREPF pelas técnicas Malm et al (1989) e a de microondas. Repetiam-se
todas a análises realizadas, na rotina diária, quando a variação destas
amostras de referência era superior a 15%. Conseguiram-se, nestas
amostras, valores médios mensais bastante reprodutivos, demonstrando o
bom desempenho do LREPF durante o ano de 1996 (figuras 10, 11 e 12).
Nestas figuras, cada ponto no gráfico corresponde ao valor médio de no
mínimo 5 determinações em triplicatas.
A concentração média das amostras de “referência interna” de solo e
38
sedimento, utilizadas nos gráficos, foi determinada a partir dos resultados
obtidos entre o IPEN-SP e o LREPF.
0.00
0.02
0.04
0.06
0.08
0.10
0.12
0.14
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
Tempo (mês)
[Hg
] µ µ µ µ
g.g
-1 Média
(+1 D.P.)
(-1 D.P.)
[Hg] LREPF
Figura 10. Performance do LREPF durante o ano de 1996 na determinação
de Hg, utilizando a amostra de “referência interna” de solo (APSL-4289)
(Apêndice II).
0.00
0.10
0.20
0.30
0.40
0.50
0.60
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
Tempo (mês)
[Hg
] µµ µµ
g.g
-1
Média
(+1 D.P.)
(-1 D.P.)
[Hg] LREPF
Figura 11. Performance do LREPF durante o ano de 1996 na determinação
de Hg, utilizando a amostra de “referência interna” de sedimento (APSD-
39
4288) (Apêndice II).
0.00
0.05
0.10
0.15
0.20
0.25
1 2 3 4 5 6 7 8
Tempo (mês)
[Hg
] µµ µµ
g.g
-1 Média
(+1 D.P.)
(-1 D.P.)
[Hg] LREPF
Figura 12. Performance do LREPF ao longo do ano de 1996 na determinação
de Hg, utilizando a amostra de “referência interna” de solo (APSL-4290)
(Apêndice II).
III 3. Resultados de peixe
Passou-se a utilizar o método de digestão de peixe em questão, após
obter-se boa eficiência de recuperação, com o uso desta técnica na amostra
de referência certificada IAEA-350 (tuna fish) (tabela 9).
Tabela 9. Resultado da concentração de Hg (µg.g-1)em amostra de peixe de
referência certificada utilizando a técnica de microondas.
Amostra
Certificada
FIMS-LREPF
(m ±±±± d.p.) n=5
Valor Certificado
(m ±±±± d.p.)
Desvio
(%)
IAEA-350
(tuna fish)
4,35±±±±0,06
4,68±±±±0,28
-7%
As amostras de “referência interna” APPX-2958 e 2960 foram
40
utilizadas para avaliar o desempenho dos três laboratório em suas rotinas na
determinação da concentração de Hg em amostras de peixe.
O valor médio da concentração de Hg nestas amostras foi
determinado a partir das médias dos resultados do IPEN-SP, CENA-SP e
LREPF (tabela 10).
Tabela 10. Resultados da concentração de Hg (µg.g-1) nas amostras de peixe
de “referência interna” (APPX-2958 e 2960).
Amostra
Código
FIMS-LREPF
(m ±±±± d.p.) n=3
VGA-LREPF
(m ±±±± d.p.) n=3
CENA-SP
(m ±±±± d.p.)
IPEN-SP
(m ±±±± d.p.)
Valor Médio
(m ±±±± d.p.) n=4
APPX-
2958
2,98±±±±0,03
3,06±±±±0,03
2,94±±±±0,07 2,85±±±±0,03 2,96±±±±0,09
APPX-
2960
5,19±±±±0,06
4,96±±±±0,21
4,98±±±±0,01 4,72±±±±0,09 4,96±±±±0,23
Como observa-se na figura 13, o laboratório da FE também teve bom
desempenho nas análises da amostra de “referência interna” APPX-2960
durante o ano de 1996.
2
3
4
5
6
7
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
Tempo (mês)
[Hg
] µµ µµg
.g-1
[Hg] F.E.
Média
(+1 D.P.)
(-1 D.P.)
(+2 D.P.)
(-2 D.P.)
Figura 13. Performance do laboratório da FE na determinação de Hg na
amostra de peixe de “referência interna” (APPX-2960) durante o ano de 96
41
(Apêndice II).
O laboratório da UNIR obteve um excelente desempenho na avaliação
da amostra de “referência interna” APPX-2960, pois os desvios padrão das
médias mensais foram baixos, não ocorrendo o mesmo nos desvios padrão
da APPX-2958, onde obtiveram-se maiores variações (figuras 14 e 15). Vale
ressaltar, que o número (N) médio dos resultados plotado no gráfico,
representando a média mensal, é de no mínimo 5 valores.
2
3
4
5
6
7
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
Tempo (mês)
[Hg
] µg
.g-1
Média (LREPF)
(+1 D.P.)
(-1 D.P.)
(+2 D.P.)
(-2 D.P.)
[Hg] UNIR
Figura 14. Performance do laboratório da UNIR na determinação de Hg na
amostra de peixe de “referência interna” (APPX-2960) durante o ano de 96
(Apêndice II).
42
2
2.5
3
3.5
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
Tempo (mês)
[Hg
] µg
.g-1
Média
(+1 D.P.)
(-1 D.P.)
(+2 D.P.)
(-2 D.P.)
[Hg] UNIR
Figura 15. Performance do laboratório da UNIR na determinação de Hg na
amostra de peixe de “referência interna” (APPX-2958) durante o ano de 96
(Apêndice II).
Na avaliação do LREPF nas análises de peixe, as amostras
APPX-2960 e 2958 obteve-se desempenho semelhante ao laboratório da
UNIR, ou seja, maiores desvios para a amostra APPX-2958 (figuras 16 e 17).
Suspeita-se, por ser esta uma amostra de referência não certificada, que a
mesma não tenha tido uma boa homogeneização na sua preparação.
2
3
4
5
6
7
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
Tempo (mês)
[Hg
] µ µ µ µ
g.g
-1
Média
(+1 D.P.)
(-1 D.P.)
(+2 D.P.)
(-2 D.P.)
[Hg] LREPF
Figura 16. Performance do LREPF na determinação de Hg na amostra de
peixe de “referência interna” (APPX-2960) durante o ano de 96 (Apêndice II).
43
2
2.5
3
3.5
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
Tempo (mês)
[Hg
] µ µ µ µ
g.g
-1Média
(+1 D.P.)
(-1 D.P.)
(+2 D.P.)
(-2 D.P.)
[Hg] LREPF
Figura 17. Performance do LREPF na determinação de Hg na amostra de
peixe de “referência interna” (APPX-2958) durante o ano de 96 (Apêndice II).
Realizou-se uma intercalibração com amostras de peixe fresco,
divididas em duas alíquotas, uma analisada no laboratório da FE e outra no
laboratório da UNIR. Obteve-se uma boa correlação entre os dois grupos,
indicando apenas que o laboratório da UNIR teve uma leve tendência positiva
em relação aos resultados do laboratório da FE (figura 18), mas sem
significado estatístico.
O mesmo procedimento de intercalibração foi realizado entre o LREPF
e o laboratório da UNIR com outras amostras de peixe fresco. A correlação
também foi boa, tendo o laboratório da UNIR uma leve tendência negativa
em relação aos resultados do LREPF (figura 19), mas também sem
significado estatístico.
44
y = 1.0247x + 0.0049R2 = 0.9674
N= 27
0
0.05
0.1
0.15
0.2
0.25
0.3
0 0.05 0.1 0.15 0.2 0.25 0.3
Lab. FE [Hg] µµµµg.g-1
Lab
. UN
IR [
Hg
] µµ µµg
.g-1
Figura 18. Correlação dos resultados nas determinações de Hg obtidos em
amostras de peixes fresco analisados pelos laboratório da FE e da UNIR.
y = 0.9832x + 0.0009R2 = 0.9826
N= 38
0
0.5
1
1.5
0 0.5 1 1.5
LREPF [Hg] µµµµg.g-1
UN
IR [
Hg
] µµ µµg
.g-1
Figura 19. Correlação dos resultados obtidos nas determinações de Hg em
amostras de peixe analisadas pelos LREPF e da UNIR.
45
III.4.Resultados de urina
O procedimento de digestão de urina também mostrou boa eficiência
na determinação da concentração de Hg, quando aplicado a uma amostra de
referência certificada da Seronorm (tabela 11).
Tabela 11. Resultado da determinação de Hg na amostra de urina de
referência certificada, utilizando a técnica de microondas (n=5).
Urina
(Seronorm)
FIMS-LREPF
(µµµµg.L-1)
Valor Certificado
(µµµµg.L-1)
Desvio
(%)
N°°°°009024 46,5±±±±3,04 48,0 -3%
A tabela 12 mostra os primeiros resultados de urina liofilizada obtidos
pelo laboratório da Fundação Esperança, no programa de intercalibração
promovido pelo Centro de Toxicologie du Québèc (CTQ). As três amostras
enviadas em setembro de 94 (H-9413, H-9414 e H-9415) mostraram ótimos
resultados, mas as enviadas em novembro de 94 (H-9416, H-9417 e
H-9418), tiveram os resultados mais elevados que os valores médios,
ultrapassando até a faixa de intervalo aceitável fornecida pelo CTQ.
Suspeitou-se que tenha ocorrido um erro na preparação das soluções
analíticas de calibração do equipamento, pois estas análises foram
realizadas no mesmo dia.
46
Tabela 12. Concentração de Hg (µg.L-1) em amostras de urina do programa
de exercício de intercalibração, entre a FE e o CTQ no ano de 1994.
Código
URINA
FE.
n=3
CTQ Faixa aceitável
CTQ
Desvio
(%)
H-9413 167,70 174,52 139 - 210 -4%
H-9414 282,64 280,83 225 - 337 +1%
H-9415 27,68 26,08 20 - 32 +6%
H-9416 86,66 78,23 62 - 95 +11%
H-9417 179,73 140,42 112 - 169 +28%
H-9418 224,66 182,54 146 - 219 +23%
Embora todos os resultados obtidos no laboratório da FE no ano de 95
tenham sido acima do valores médio do CTQ, apenas 20% das amostras, 3
de um total de 15 amostras, ficaram acima do limite aceitável (tabela 13).
47
Tabela 13. Resultados em µg Hg.L-1 do programa de exercícios de
intercalibração em amostras de urina da FE no ano de 1995 com o CTQ.
Código
URINA
FE
n=3
CTQ Faixa aceitável
CTQ
Desvio
(%)
H-9501 220,25 175,52 140,01 - 211,02 +25%
H-9502 153,25 112,33 89,26 - 135,40 +36%
H-9503 8,83 7,02 4,61 - 9,43 +26%
H-9504 64,19 53,16 41,72 - 64,59 +21%
H-9505 258,16 222,66 177,93 - 267,39 +16%
H-9506 166,69 142,42 113,54 - 171,31 +17%
H-9507 61,38 57,17 44,93 - 69,41 +20%
H-9508 214,63 194,58 155,46 - 233,69 +10%
H-9509 163,48 153,45 122,36 - 184,55 +06%
H-9510 42,33 34,1 26,48 - 41,92 +24%
H-9511 132,59 112,33 89,26 - 135,40 +18%
H-9512 26,48 24,07 18,25 - 29,89 +10%
H-9513 172,71 158,47 126,37 - 190,56 +9%
H-9514 98,29 92,27 73,22 - 111,33 +6%
H-9515 12,44 11,03 7,82 - 14,24 +13%
Observou-se que, a partir do momento que os técnicos treinados no
laboratório da FE foram adquirindo experiência na preparação das amostras,
os resultados do programa de intercalibração passaram a ser mais
satisfatórios. Como observa-se na tabela 14 e figura 20, os resultados do
programa no ano de 96 foram melhores que os anos anteriores, a exceção
foram as amostras H-9610, H-9611 e H-9612 (lote) onde obtiveram-se
variações de até 35%. É possível que esta variação tenha ocorrido por um
erro na preparação das soluções analíticas de calibração do equipamento,
uma vez que este lote foi analisado no mesmo dia com a mesma solução de
calibração.
48
Tabela 14. Resultados do programa de exercícios de intercalibração em
amostras de urina da FE no ano de 1996 com o CTQ.
Código
URINA
Lab. FE.
(µµµµg.L-1)
Lab. CTQ
(µµµµg.L-1)
Desvio
(%)
H-9601 70,21 80,23 -13%
H-9602 20,26 22,06 -8%
H-9603 163,28 164,49 -1%
H-9604 277,82 260,77 +6%
H-9605 80,43 72,21 +11%
H-9606 20,86 19,06 +9%
H-9607 184,14 186,55 -1%
H-9608 38,11 37,11 +3%
H-9609 65,59 65,19 +1%
H-9610 11,03 9,03 +22%
H-9611 407,00 320,95 +27%
H-9612 222,26 164,49 +35%
H-9613 148,84 150,44 -1%
H-9614 65,59 65,19 +1%
H-9615 27,88 29,08 -4%
H-9616 112,53 115,34 -2%
H-9617 153,25 160,47 -4%
H-9618 18,05 19,06 -5%
Na figura 20 pode-se observar a avaliação da correlação entre os
resultados nas amostras de urina da FE e o CTQ nos três anos (94, 95 e 96)
de participação do programa de exercício de intercalibração.
49
y = 1.1357x - 2.9938R2 = 0.967
N=39
0
100
200
300
400
500
0 100 200 300 400
CTQ [Hg] µµµµg.L-1
FE
[H
g]
µµ µµg
.L-1
Figura 20. Correlação entre os resultados da FE e do CTQ em amostras de
urina no programa de exercício de intercalibração dos anos 94, 95 e 96.
Paralelamente, os resultados obtidos nos exercícios de intercalibração
entre o LREPF e Programa interlaboratórios de Control de Calidad
(PICC-HgU) da Espanha foram mais satisfatórios que os obtidos no
programa entre a FE e o CTQ (tabela 15). Obtendo-se ótima correlação na
avaliação realizada desde o início da participação no programa, somando-se
um total de 14 amostras analisadas (figura 21).
50
Tabela 15. Resultados das determinações de Hg (µg.L-1)em amostras de
urina do Programa de exercícios de intercalibração entre os LREPF e o
Instituto Nacional de Seguridad e Higiene en el Trabajo (PICC-HgU,
Espanha) (n=3).
Código
amostra
LREPF
(m ±±±± d.p.)
PICC-HgU
(m ±±±± d.p.)
Desvio
(%)
163 79,77±±±±5,2 79,8±±±±10,3 0%
164 117,97±±±±3,6 124,8±±±±14,9 -6%
165 243,04±±±±6,4 244,2±±±±33,7 -1%
166 48,56±±±±2,4 48,4±±±±6,7 0%
167 55,51±±±±3,8 57,4±±±±7,8 -3%
168 76,07±±±±4,20 81,0±±±±10,1 -6%
169 74,53±±±±1,97 80,4±±±±9,7 -7%
170 102,22±±±±0,28 100,3±±±±14,9 +2%
171 19,35±±±±0,74 19,7±±±±3,3 -2%
172 85,94±±±±0,74 85,4±±±±9,6 +1%
173 67,56±±±±3,18 67,0±±±±7,5 +1%
174 41,38±±±±1,35 47,3±±±±6,9 -13%
175 171,31±±±±2,45 172,3±±±±26,2 -1%
176 27,93±±±±0,95 30,3±±±±5,1 -8%
51
y = 1.0006x - 1.9901R2 = 0.9977
N=14
0
50
100
150
200
250
0 50 100 150 200 250
PICC [Hg] µµµµg.L-1
LR
EP
F [
Hg
] µµ µµ
g.L
-1
Figura 21. Correlação entre os resultados da concentração de Hg do PICC e
do LREPF em amostras de urina.
Selecionaram-se amostras de urina de pessoas expostas
ocupacionalmente a vapores de Hg na cidade de Santarém-PA, coletadas
pelo grupo de pesquisadores da Universidade de Odense. Após a coleta,
estas amostras foram divididas em três alíquotas, e remetidas para os três
grupos (FE, LREPF e Laboratório de Odense) para a determinação da
concentração de Hg, e posterior correlação entre os resultados obtidos
(figura 22). As variações ocorridas nos resultados podem ser associadas à
pouca estabilidade do Hg nesta matriz, devido a precipitação dos compostos
presentes na urina.
52
y = 0.7671x + 2.1376
R2 = 0.87n = 27 (LFE)
y = 0.7964x + 2.7471R2 = 0.857
n = 27 (LREPF)
0
5
10
15
20
25
30
0 10 20 30
lab. de Odense (µµµµg.L-1)
LR
EP
F e
FE
(µµ µµ
g.L
-1) LREPF
Lab. F.Esperança
Linear (Lab.F.Esperança)
Linear (LREPF)
Figura 22. Correlação dos resultados da concentração de Hg em amostras
de urina do programa de intercomparação entre os laboratórios de Odense,
FE e LREPF
III.5. Resultados de cabelo
Na digestão de cabelo também obteve-se boa eficiência na
determinação da concentração de Hg utilizando-se de duas amostras de
referência certificadas do IAEA (tabela 16).
A tabela 17 mostra o excelente desempenho do LREPF no programa
de exercício de intercalibração promovido pelo OHS-Canadá (Occupational
Health Sciences). Observou-se um bom coeficiente de correlação nos
resultados obtidos no LREPF nos últimos 6 meses na participação no
programa de exercício de intercalibração com o OHS-Canadá (figura 23).
53
Tabela 16. Resultado da determinação de Hg (µg.g-1) na amostra de cabelo
de referência certificada, utilizando a técnica de microondas.
Amostra
Certificada
FIMS-LREPF
(m ±±±± d.p.)
Valor Certificado
(m ±±±± d.p.)
Desvio
(%)
IAEA-085 21,80±±±±2,20
N=05
22,95±±±±3,40 -5%
IAEA-086 0,50±±±±0,02
N=05
0,57±±±±0,15 -13%
Tabela 17. Resultados dos teores de Hg (µg.g-1) do programa de exercício de
intercalibração em amostras de cabelo entre o LREPF e Occupational Health
Sciences (OHS-Canadá) (n=3).
Código
Amostra
LREPF
(m ±±±± d.p.)
OHS-Canadá
(m ±±±± d.p.)
Desvio
(%)
95-2-1 4,6±±±±0,3 4,6±±±±0,3 0%
95-2-2 8,2±±±±0,2 8,2±±±±0,7 0%
95-2-3 20,9±±±±1,1 22,3±±±±1,1 -6%
96-1-1 8,6±±±±0,3 8,3±±±±0,8 +4%
96-1-2 17,4±±±±0,4 16,3±±±±1,3 +7%
96-1-3 3,5±±±±0,1 3,4±±±±0,4 +3%
96-2-1 25,9±±±±0,3 22,3±±±±0,9 +16%
96-2-2 10,4±±±±0,2 10,5±±±±0,8 -1%
96-2-3 6,1±±±±0,1 6,0±±±±0,4 +2%
96-3-1 9,3±±±±0,1 9,0±±±±0,9 +3%
96-3-2 31,4±±±±0,2 30,5±±±±2,8 +3%
96-3-3 8,5±±±±0,1 7,9±±±±0,7 +8%
54
y = 1.0114x + 0.0151R2 = 0.98
N=12
0
5
10
15
20
25
30
35
0 10 20 30 40
Lab. OHS [Hg] µµµµg.g-1
LR
EP
F [
Hg
] µµ µµg
.g-1
Figura 23. Performance do LREPF no programa de exercício de
intercalibração com o OHS-Canadá na determinação de Hg em amostras de
cabelo.
Na rotina analítica do laboratório da FE em amostra de cabelo,
utilizaram-se duas amostras de referência certificadas (IAEA-085 e 086) e
duas de “referência interna” (RFCB-5486 e 5487). As médias mensais destas
amostras foram utilizadas para avaliação da performance deste laboratório
ao longo do ano de 1996 (figuras 24, 25, 26 e 27).
0.00
5.00
10.00
15.00
20.00
25.00
30.00
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
Tempo (mês)
FE
[H
g]
µµ µµg
.g-1
[Hg] F.E.
Média (IAEA)
(+1 D.P.)
(-1 D.P.)
Figura 24. Performance da FE na determinação de Hg na amostra certificada
de cabelo (IAEA-085) durante o ano de 96.
55
0.00
0.20
0.40
0.60
0.80
1.00
1 2 3 4 5
Tempo (mês)
FE
[H
g]
µµ µµg
.g-1
[Hg] F.E.
Média (IAEA)
(+1 D.P.)
(-1 D.P.)
Figura 25. Performance da FE na determinação de Hg na amostra certificada
de cabelo (IAEA-086) durante o ano de 96.
1
1.5
2
2.5
3
3.5
4
1 2 3 4 5 6 7 8 9
Tempo (mês)
FE
[H
g]
µµ µµg
.g-1
[Hg] F.E.
Média (LREPF)
(+1 D.P.)
(-1 D.P.)
(+2 D.P.)
(-2 D.P.)
Figura 26. Performance da FE na determinação de Hg na amostra de cabelo
de “referência interna” (RFCB-5486) durante o ano de 96.
56
4.00
5.00
6.00
7.00
8.00
9.00
10.00
3 4 5 6 7 8 9 10
Tempo (mês)
FE
[H
g]
µµ µµg
.g-1
Média (LREPF)
(+1 D.P.)
(-1 D.P.)
(+2 D.P.)
(-2 D.P.)
[Hg] F.E.
Figura 27. Performance da FE na determinação de Hg na amostra de cabelo
de “referência interna” (RFCB-5487) durante o ano de 96.
Algumas amostras de cabelo coletadas na bacia do rio Tapajós nas
proximidades da cidade de Santarém-PA, após os procedimentos de
lavagem, secagem, picotagem e homogeneização, foram divididas em duas
alíquotas, para serem analisadas nos laboratórios da FE e LREPF. A
correlação dos resultados entre os dois laboratórios nesta intercalibração
segue na figura 28.
57
y = 1.2663x - 2.2895R2 = 0.9782
N=18
0
10
20
30
40
50
0 10 20 30 40
LREPF [Hg] µµµµg.g-1
FE
[H
g]
µµ µµg
.g-1
Figura 28. Avaliação dos resultados obtidos em amostras de cabelo
analisados pelos laboratórios da FE e LREPF.
Realizou-se também uma intercalibração entre os laboratórios da
Universidade de Odense (Dinamarca) e o da Fundação Esperança (FE), em
amostras de cabelo coletadas de ribeirinhos do vilarejo de São Luís do
Tapajós-PA. A correlação desses resultados segue na figura 29.
Ambas avaliações (figuras 28 e 29) monstram um excelente
desempenho da FE nas determinações de Hg em amostras de cabelo.
58
y = 1.0711x - 1.6788R2 = 0.9748
N= 17
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0 20 40 60 80
Lab. de Odense [Hg] µµµµg.g-1
FE
[H
g]
µµ µµg
.g-1
Figura 29. Avaliação dos resultados obtidos em amostras de cabelo
analisados pelo laboratório da FE e o Laboratório de Odense.
O LREPF também teve sua performance avaliada na rotina de
determinação de Hg em cabelo, utilizando-se as amostras certificadas de
referência IAEA-085 e 086 (figuras 30 e 31) e de “referência interna” RFCB-
5487 (figura 32).
59
0.00
5.00
10.00
15.00
20.00
25.00
30.00
1 2 3 4 5 6 7
Tempo (mês)
LR
EP
F [
Hg
] µµ µµ
g.g
-1
[Hg] LREPF
Média (IAEA)
(+1 D.P.)
(-1 D.P.)
Figura 30. Performance do LREPF na determinação de Hg na amostra de
cabelo certificada de referência (IAEA-085) durante o ano de 96
(Apêndice II).
0.00
0.20
0.40
0.60
0.80
1.00
1 2 3 4 5
Tempo (mês)
LR
EP
F [
Hg
] µµ µµ
g.g
-1
[Hg] LREPF
Média (IAEA)
(+1 D.P.)
(-1 D.P.)
Figura 31. Performance do LREPF na determinação de Hg na amostra de
cabelo de referência certificada (IAEA-086) durante o ano de 96
(Apêndice II).
60
4.00
5.00
6.00
7.00
8.00
9.00
10.00
1 2 3 4 5 6 7
Tempo (mês)
LR
EP
F [
Hg
] µ µ µ µ
g.g
-1 Média
(+1 D.P.)
(-1 D.P.)
(+2 D.P.)
(-2 D.P.)
[Hg] LREPF
Figura 32. Performance do LREPF na determinação de Hg na amostra de
cabelo de “referência interna” (RFCB-5487) durante o ano de 96 (Apêndice).
III.6. Resultados de sangue
Obtiveram-se bons resultados nas determinações de Hg em amostras
de sangue de referência certificada, tanto para as análises realizadas na FE
como no LREPF, comparados com o valores certificados fornecido pela
Seronorm (Seros A/S) (tabela 18).
Tabela 18. Resultados das concentrações de Hg (µg.L-1) em amostras de
sangue certificada, utilizando a técnica de microondas (n=5).
Sangue
(Seronorm)
LREPF
(m ±±±± d.p.)
FE
(m ±±±± d.p.)
Valor Certificado
m (faixa intervalo)
N°°°°205052 3,20±±±±0,04 3,50±±±±0,24 3,00 (2-4)
N°°°°205053 13,23±±±±1,64 14,00±±±±2,22 12,00 (12-14)
N°°°°203056 8,80±±±±0,65 10,60±±±±0,85 9,00 (8-9)
61
As figuras 33 e 34 mostram os resultados do programa de exercícios
de intercalibração em amostras de sangue nos anos de 1995 e 1996,
respectivamente, entre a FE e o Centre de Toxicologie du Québèc-Canadá.
Consideraram-se como boas as correlações nos períodos avaliados, uma vez
que os valores em sangue são muito baixos e, sua determinação é, portanto,
mais difícil e delicada.
y = 0.8322x + 0.6512R2 = 0.943
N=13
0.00
5.00
10.00
15.00
20.00
25.00
30.00
0.00 10.00 20.00 30.00 40.00
CTQ (µµµµg.L-1)
FE
(µµ µµg
.L-1
)
Figura 33. Correlação dos resultados de Hg em sangue entre o laboratório da
FE e o Centre de Toxicologie du Québèc no ano de 1995.
62
y = 0.8521x + 1.0547
R2 = 0.9551N=21
0.00
5.00
10.00
15.00
20.00
25.00
30.00
0.00 5.00 10.00 15.00 20.00 25.00 30.00
CTQ (µµµµg.L-1)
FE
(µµ µµ
g.L
-1)
Figura 34. Correlação dos resultados de Hg em sangue entre o laboratório da
FE e o Centre de Toxicologie du Québèc no ano de 1996/97.
III. 7. Limite de detecção das técnicas
Baseando-se nas médias dos brancos controles, de cada uma das
matrizes em questão, calculou-se o limite de detecção de cada método
(tabela 19).
Tabela 19. Limites de detecção (L.D.) dos procedimentos analíticos totais
relativos as diferentes matrizes avaliadas nas determinações de Hg em
rotina.
Matriz Média brancos
(n=15) (µµµµg.L-1)
Média
massa ou volume
L.D.
Sedimento 0,20 0,50 g 4 µµµµg.Kg-1
Solo 0,20 0,50 g 4 µµµµg.Kg-1
Urina 0,30 2,00 mL 1,5 µµµµg.L-1
Cabelo 0,30 0,085 g 35 µµµµg.Kg-1
Peixe 0,50 0,50 g 10 µµµµg.Kg-1
Sangue 0,30 1,00 mL 3 µµµµg.L-1
63
III. 8. Dificuldades e desempenho dos laboratórios
implantados
Muitas dificuldades foram encontradas para o pleno funcionamento
dos laboratórios da Amazônia. A principal diz respeito ao treinamento, pois
inicialmente a alta rotatividade de pessoal fez com que tivéssemos que nos
deslocar para a região repetidas vezes para mais um treinamento.
No laboratório da FE decidimos por usar pantufas nos pés e dar boa
vedação à porta de entrada do laboratório, pois a rua ao lado não era
asfaltada e com linha circular de ônibus, o que promovia níveis de poeira
elevados. A alta umidade relativa do ar obrigava-nos a manter ligado, por dia
e noite, o aparelho de ar condicionado, para evitar danos aos equipamentos.
Outro fator crítico na região é a falta intermitente de energia, o que,
por várias vezes, nos fez perder séries de amostras; este problema atingia
mais o laboratório da UNIR. Com isso foi necessária a aquisição de
estabilizador “no break” pelo menos para o sistema de determinação de Hg
(FIMS).
Contudo, obteve-se bons resultados nos dois laboratórios implantados
na Amazônia com aproximadamente 2.500 amostras analisadas, que
realizadas em triplicatas são cerca de 7.500 mil determinações, isto só no
ano de 1996 (tabela 20).
Atualmente, o laboratório da FE vêm prestando serviços na
determinação de Hg em peixes para duas tese de mestrado que estão sendo
realizadas no Imperial College (Inglaterra).
O laboratório de Hg da UNIR vêm prestando serviços analíticos para
uma monografia do curso de bacharelado em geografia com determinações
de Hg em peixe e cabelo e, uma tese de doutorado com a Universidade
Estadual Paulista (UNESP), com determinações de Hg em solo e sedimento.
64
Tabela 20. Produção analítica dos laboratórios da Amazônia no ano de 1996.
Amostras FE UNIR Total Amostras
Sedimento/Solo --- 60 60
Peixe 781 820 1601
Urina 030 --- 030
Cabelo 558 080 638
Sangue 132 --- 132
Total 1501 960 2461
65
IV. CONCLUSÕES
Para todas as matrizes em questão conseguiu-se digestões perfeitas
com a utilização de forno de microondas. O uso desta técnica demonstrou
algumas vantagens como; rapidez, boa reprodutibilidade, bastante confiável
e seguro, com redução significativa dos riscos de contaminação e/ou perdas.
Considerou-se como desvantagens o custo do equipamento e de seus
acessórios.
O sistema microondas devido à sua sofisticação e ao alto custo de
seus acessórios deve ter seu uso direcionado para a digestão de matrizes
que apresentam níveis de Hg mais baixos, como urina e principalmente,
sangue.
Os resultados aqui apresentados mostraram uma excelente
performance dos procedimentos adotados para as diferentes matrizes
analisadas e nos três laboratórios avaliados. Por este motivo é que os
valores médios utilizados para as avaliações, no controle de qualidade
analítico de cada laboratório, foram bastante satisfatórios. O uso de
amostras de referência certificada na rotina é muito dispendioso,
principalmente para os laboratórios com grandes rotinas analíticas. As
amostras de referência certificadas são de grande valia para o
estabelecimento de métodos analíticos em desenvolvimento, podendo
inclusive, serem utilizadas para estabelecer a concentração de Hg nas
amostras de “referência interna”. Necessita-se produzir, para uso na rotina,
amostras de referência, a que intitulamos de “referência interna”, pois a
participação em programas de exercício de intercalibração, que normalmente
ocorre de 2 em 2 meses (que é de grande importância) não controla as
variáveis que podem ocorrer no dia a dia analítico de cada laboratório.
A implantação de sistemas automatizados e consequentemente mais
rápidos simplificou e possibilitou o rápido estabelecimento de 2 laboratórios
de elevada qualidade analítica para determinação de Hg na Amazônia.
Os laboratórios de Hg da Amazônia, ou seja o da FE e da UNIR, serão
doados oficialmente no final deste ano (1997) para a Universidade Federal
66
do Pará (UFPA) e Universidade Federal de Rondônia (UNIR)
respectivamente. Este ato faz parte da última cláusula do Projeto Mercúrio
financiado pela União Européia que tem seu término no final deste ano. O
laboratório de Hg da UNIR desde o início deste ano já vem recebendo
manutenção com recursos da Universidade, o mesmo deverá ocorrer com o
laboratório da FE assim que a doação for oficializada com a UFPA.
Os equipamentos adquiridos pelo projeto que, desde o início, foram
utilizados no LREPF também estarão sendo doados para a UFRJ no final
desde ano. Independente do término do Projeto Mercúrio os laboratórios
Amazônicos continuaram recebendo suporte técnico-científico do LREPF-
UFRJ.
67
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72
APÊNDICE 1
Manual de procedimentos no Laboratório de Hg da
Fundação Esperança/UNIR.
(versão VI em 11/02/97)
Olaf Malm & Wanderley Rodrigues Bastos
I. Preparação de soluções:
• Para lavagem de material:
Bacia 1: Detergente neutro: Solução a 5% (50 mL para cada litro de
água destilada)
Bacia 2: Solução ácida: Solução 5% de ácido nítrico. Diluir 75 mL do
ácido (HNO3 65%) para um volume final de 1 litro de água destilada ou
equivalente.
• Para digestão das amostras:
HNO3 65%
H2O2 30 volumes
H2SO4 97%
KMnO4 Saturada (aproximadamente 5%)
KMnO4 saturada : H2SO4 concentrado - (100:3)
NH2OH.HCl (saturada)
• Purificação da solução de KMnO4 5%
Para preparar 1 litro de solução, pesar 55 g de KMnO4 em um becher,
adicionar aproximadamente 800 mL de água milli-Q e colocar para agitar.
Pesar 2,75 g de Oxalato de Amônio e acrescentar ao KMnO4. Deixar
agitando durante uma noite (protegido da luz com papel de alumínio).
73
No dia seguinte deixar em repouso por aproximadamente 2 horas,
desprezando a parte inferior da solução. Guardar em frasco escuro.
• Solução para determinação de Hg nas amostras (FIMS):
NaBH4:NaOH (0,2%:0,05%). Adicionar primeiramente 0,5 g de
hidróxido de sódio (NaOH) em água milli-Q e a seguir adiciona-se 2,0 g de
borohidreto de sódio (NaBH4), completando o volume à 1000 mL com água
milli-Q. A solução tem duração de até 24hs.
HCl 3%. Adiciona-se o ácido a água. Colocar 81 mL de ácido clorídrico
(HCl) em cerca de 500 mL de água milli-Q, completando o volume para 1000
mL.
• Preparo de Padrões analíticos de Calibração para determinação
de Hg:
Inicialmente prepara-se uma solução de 1000 ppb (1 ppm) de Hg em
meio ácido (HNO3 5%) e oxidante (K2Cr2O7, 0,01%). Esta solução é válida
por 2 meses se guardada na geladeira.
Prepara-se então os padrões de 5, 10, 20, 30, 40 ppb em meio de
HNO3 à 5%, acrescentando de 1 a 2 gotas de KMnO4 à 5%.
II. Calibração dos pipetadores automáticos por gravimetria.
Tarar um pequeno recipiente na balança analítica e aferir as pipetas
para um volume conhecido, por exemplo 1000 µL. Pipetar H2O Milli-Q e
colocar no recipiente e verificar se o peso está próximo de 1000 mg (1g).
Obs: Realizar aferição dos pipetadores automáticos com a
balança analítica a cada três meses e anotar no caderno de
protocolo. Cada pipetador deve ter um número.
74
III. Lavagem de Material
Lavar em água de torneira e retirar qualquer resíduo existente (com
escova ou bombril). Deixar os frascos de coleta ou vidraria no banho de
Extran (bacia 1) por 24 horas. Enxaguar com água milli-Q, colocando-os em
banho ácido (bacia 2) por mais 24 horas. Enxaguar com água Milli-Q. Deixar
secar à temperatura ambiente ou por em uma estufa à 50oC.
IV. Produção de água Milli-Q
Abrir a água para o sistema de purificação (Filtro de carvão ativo,
Destilador, Deionizador, Milli-Q). Ligar o disjuntor do destilador. Abrir as
torneiras dos reservatórios de água destilada, deionizador e reservatório de
água deionizada. Verificar quando o nível d'água no reservatório de água
deionizada esta alto e então pode-se ligar o sistema Milli-Q. Com a chave na
posição RECIRCULATION apertar o botão STANDBY para a posição
OPERATE. Após ser indicada a resistividade 18MΩ.cm girar a chave para a
posição PRODUCTION. Após a coleta d′água retornar a chave para a
posição RECIRCULATION e então STANDBY.
V. Preparação de amostras
• Metodologia de digestão de amostras de urina para
determinação de Hg.
Opções:
Técnica Dinamarquesa - Colocaram-se 2,0 mL de urina no frasco de
Teflon com 3,0 mL de HNO3 7M. Coloca-se no forno de microondas por
10 minutos com potência de 100%. Esperar esfriar. Retirar 1000 µL e
adicionar 4,0 mL de uma solução de KMnO4 saturada:H2SO4
concentrado (100:3). Agitar com agitador. Deixar 30 minutos no banho
quente a 75oC. Esfriar. Reduzir o poder oxidante da mistura com com
75
500 µL de solução de cloridrato de hidroxilamina (NH2OH.HCl) saturada.
Ajustar o volume a 10,0 mL e homogeneizar. Proceder a leitura no
sistema FIMS.
• Técnica da UFRJ (tradicional) - Colocam-se 5,0 mL de urina em um
balão volumétrico de 50 mL, adiciona-se 10 mL de HNO3:H2SO4 (1:1)
em banho de gelo. Coloca-se em banho-maria à 60°C por 30 minutos.
Adiciona-se 10 mL de KMnO4 5% em banho de gelo, e a seguir colocar
em banho-maria por 30 minutos a 60°C. Deixar overnight, titular com
gotas de cloridrato de hidroxilamina (NH2OH.HCl) 12%, aferir o volume a
50 mL com água Milli-Q e após 30 minutos proceder a determinação da
concentração de Hg por espectrofotometria de absorção atômica.
• Nova técnica da UFRJ/FE - Degela-se a urina até temperatura
ambiente, colocam-se 2,0 mL de urina no frasco digestor do microondas
(LDV) e adiciona-se suavemente 4,0 mL da mistura H2SO4:HNO3 (1:1) e
5,0 mL de KMnO4 5%, fecha-se os tubos hermeticamente, certificando-se
sempre a presença da membrana de segurança na tampa de cada frasco.
Coloca-se os tubos no carrossel (total de 12 frascos por carrossel) e em
seguida no forno microondas na programação "URINA HG",
selecionando-se uma das amostras para o controle de pressão, que será
o controle de pressão e o sistema de segurança do microondas. Após o
término no microondas, deixar esfriar e agitar cada tubo para
homogeneizar. Abrir os tubos e adicionar gotas de NH2OH.HCl 12% até a
redução do excesso de KMnO4. Aferir o volume final a 10 mL com H2O
milli-Q. Procedendo-se a leitura no FIMS.
76
• Metodologia de digestão de amostras de cabelo para
determinação de Hg
• Nova técnica da UFRJ
Lavagem: Lavar o cabelo com cerca de 10 mL de uma solução de EDTA
0,01% em um becher de 50 mL durante 1 hora. Em seguida enxaguar
várias vezes com água milli-Q e colocar na estufa a 40°C para secar.
Digestão: Picotar ao máximo a massa de cabelo lavada. Pesa-se entre 20 e
50 mg de cabelo diretamente nos tubos de digestão (LDV). Adiciona-se
3,0 mL da mistura H2SO4:HNO3 (1:1) e a seguir 6,0 mL de KMnO4 5%
lentamente. Fechar os tubos de digestão, colocar o carrossel no forno de
microondas. Rodar o programa “CABELO Hg”. Após resfriamento agitar
cada tubo para homogeneizar. Abrir os tubos e adicionar gotas de
NH2OH.HCl 12%. Transferir para os tubos do FIMS, aferindo o volume a
10 mL e proceder a análise.
• Metodologia de digestão de amostras de peixe para
determinação de Hg
• Nova técnica da UFRJ - Pesa-se 500 mg de peixe fresco ou 50 mg de
peixe liofilizado diretamente nos LDV e adicionar 1,0 mL de H2O2 30%, a
seguir adicionar 3,0 mL de HNO3:H2SO4 (1:1) lentamente e após 5,0 mL
de KMnO4 5%, também lentamente. Fechar os tubos de digestão e
colocar o carrossel no forno de microondas. Rodar o programa
“PEIXE Hg”. Após resfriamento agitar cada tubo para homogeneizar. Abrir
os tubos, adicionar gotas de NH2OH.HCl 12% e aferir volume a 10 mL
com H2O milli-Q e analisar no FIMS.
77
VI. Controle de Qualidade
• Dois tipos de amostras controle são importantes no processo de
determinação de Hg, os brancos e as amostras de referência. Para cada 5
amostras preparadas deve ser feito uma amostra controle (branco) onde
estão presentes somente os reagentes (sem amostras). As amostras
referência são amostras com concentrações conhecidas, algumas com
valores certificados por laboratórios de referência. Tanto os controles
como as amostras de referência passam por todas as etapas de
tratamento como se fossem amostras.
• Em princípio, foi testada a técnica dinamarquesa para urina que já utiliza o
forno de microondas em parte do seu procedimento. Comparativamente
foi usada a técnica tradicional do LREPF-UFRJ e desenvolvida uma nova
técnica somente se utilizando do forno de microondas com menor número
de manipulações das amostras, e portanto com menores possibilidades de
contaminação.
• É uma meta deste projeto o desenvolvimento e implantação de várias
técnicas (para urina, cabelo, peixe, sangue) em que todo o processo de
digestão de amostras seja realizado no forno de microondas.
• Entretanto este laboratório terá condições de realizar qualquer técnica
tradicional já estabelecida no LREPF-UFRJ ou de outros laboratórios.
VII. Utilização do forno de microondas
• Montagem dos carrosséis no forno e do sistema de controle de
pressão
Passar o tubo controlador de pressão para dentro do forno, encher o
monitor de pressão com água (milli-Q) até o final do tubo com a válvula
externa na posição aberta. Colocar a válvula na posição “neutral”. Colocar o
carrossel com os frascos de reação previamente lavados, com as amostras
devidamente pesadas, assim como os reagentes (de acordo com a
metodologia a ser seguida) dentro do forno. Conectar o tubo controlador da
pressão no frasco mestre. Lembrar sempre de verificar se a membrana de
78
segurança está colocada e o seu suporte bem apertado. Os frascos de
Teflon LDV (Lined Digestion Vessel) suportam a pressão de 200 psi.
Ligar o forno de microondas na parte traseira do equipamento. No
menu principal escolher F3 (Recall method/data), e a seguir F1 (Recall stored
method), para então escolher o método a ser executado e pressionar F1
(Load program). O sistema ainda pede confirmação do tipo de frasco digestor
que está sendo usado (que deve ser o Line Device Vessel - LDV). Carregar
primeiro o programa INICIO para condicionar o sistema e executá-lo.
Carregar o método à ser executado. O método pode ser revisto utilizando-se
F3. Para executá-lo pressiona-se F4 (Start).
Após o término da digestão no microondas deve-se esperar que a
pressão retorne ao valor normal (2 ou 1psi) para que se possa soltar o tubo
sensor de pressão e retirar o carrossel.
IMPORTANTE: "Sempre utilizar o ventilador na potência máxima de
100%"
É aconselhável, entretanto, que todo usuário leia os manuais de
instrução dos sistemas MDS-2000.
VIII. Utilização do equipamento de análise de Mercúrio (Flow
Injection Mercury System - FIMS)
Sistema do Gás: Abrir os reguladores da garrafa de gás Argônio.
Primeiro abrir a válvula do cilindro que permitirá verificar a pressão no
cilindro. Abrindo-se a válvula deste manômetro poderá ser verificada e
controlada no manômetro a pressão que irá para o FIMS, que será de 7
libras. Existe ainda uma última torneira que libera o gás para o equipamento,
que deve ser aberta. O fluxo de Argônio no regulador interno do FIMS deve
ser de 40 a 50 mL por minuto.
Após a montagem dos tubos de reagentes nas bombas peristálticas e
no separador gás-liquido, deve-se regular os fluxos dos reagentes com o
auxílio de provetas volumétricas. Deve-se ter atenção para não se trocar os
tubos dos reagentes que tem cores próprias. Tubo com a marca vermelha
79
para o redutor (NaBH4) e amarelo para o oxidante (HCl). O fluxo do redutor
deve ser entre 5 a 7 mL.min-1, enquanto o de HCl entre 9 e 11 mL.min-1.
Deve-se então ajustar o fluxo do dreno do separador gás-liquido
aumentando-se o fluxo apertando-se o tensor até que inicie a saída de
bolhas por este tubo (preto). Pode-se então conectar o tubo de geração de
vapor com a célula de detecção do equipamento.
O programa WINLAB só pode ser acionado após ter sido ligado o
sistema FIMS, que controla a rotação das bombas, mas principalmente o
sistema ótico do detetor que irá medir a absorção atômica pelos átomos de
Hg que passam pela célula. Entra-se no Windows e, em seguida, no
AAWinlab. Deve-se então estabelecer (FILE, NEW, METHOD) ou carregar
(FILE, OPEN, METHOD) o método analítico (condições de calibração assim
como a ordem de leitura dos padrões, padrões de referência, quality control,
etc...). A seguir estabelece-se (FILE, NEW, SAMPLE INFO) ou carrega-se
(FILE, OPEN, SAMPLE INFO) as informações sobre amostras (Sample
Information) onde ficam registradas a identificação das amostras e brancos
de amostras. A seguir carrega-se o modelo de procedimento de laboratório
(FILE, OPEN, LAB PROCEDURE) como por exemplo auto lab. para
automated analysis. É importante que no SETUP do automated analysis se
coloque o nome do sample information file e de um nome para arquivo em
que sejam salvos os resultados, e para que se permita imprimir um Quick
Report após uma rotina de trabalho. Deve-se também clicar na tabela no
quadrado (que gerará um X) indicando que as amostras serão definidas no
"Defined in Sample Info File". prossegue-se então para o item ANALYZE do
automated analysis onde clicando-se "Analyze all" será possível se calibrar
e analisar todas as amostras e brancos listados.
• Desliga-se o FIMS, fecha-se os gases e solta-se os tensores nos
tubos com as bombas peristálticas.
• Só pode desligar o computador após sair do Windows.
80
IX. Riscos de contaminação de amostras e reagentes
A contaminação de vidraria, frascos e reagentes é o principal
problema de um laboratório. Poeira no ambiente, procedimentos de lavagem
incorretos ou incompletos, mal acondicionamento ou manuseio de material
de laboratório, inclusive de reagentes podem requerer dias ou semanas para
serem identificados e suas conseqüências sanadas. Papel, tinta, são também
fontes importantes de Hg portanto cuidado deve ser tomado para evitar o
contato destes materiais com amostras ou vidraria.
X. Riscos de acidente no laboratório
Deve-se tomar cuidado com os reagentes utilizados nas análises de
Hg que são em sua maioria fortes oxidantes. Assim o risco de queimaduras
ou destruição de materiais ou vestimentas é uma constante. Assim a
preparação de soluções deve ser feita sempre em capelas com exaustão.
Sempre que soluções ácidas estiverem sendo preparadas adiciona-se o
ácido à água, pois o contrário pode levar a reações muito fortes com
explosão e salpicamento de ácidos.
É proibido fumar no laboratório porque na reação de
redução de Hg a Hg°°°° há geração de hidrogênio que é explosivo.
81
Ao sair do Laboratório nunca esquecer:
• Desligar o sistema destilador e fechar a água.
• Colocar o sistema Milli-Q na posição STANDBY.
• Desligar o FIMS, retirar o filtro passar água nos tubos e
relaxar o tensor dos tubos
• Desligar o computador e o NO BREAK (dois interruptores)
• Desligar o forno de microondas
• Desligar a exaustão da capela
• Limpar as balanças analíticas
• Não desligar o ar condicionado
• Retirar todos os plugues das tomadas
82
APÊNDICE 2
1. Resultados de solo e sedimento
Resultados dos teores de Hg em solo e sedimento (amostras referência).
Comparação das técnicas FIMS E VGA. n=03
AMOSTRAS FIMS (µµµµg.g-1) VGA-76 (µµµµg.g-1) Desvio
PO-004B 0,06 0,065 -8%
PO-004A 0,057 0,067 -15%
RRSL-0280 0,15 0,17 -12%
GMSL-0167 0,23 0,21 +10%
RASL-1718 0,30 0,32 -6%
POND-02 1,18 1,16 +2%
GMSL-0169 1,58 1,70 -7%
IAEA-0356 6,01 6,50 -8%
ROSD-0708 6,97 7,58 -8%
83
Resultados do LREPF (µµµµg.g-1) em amostras de solo de
“referência interna” (APSL-4289).
Média=0,094 D.P.=0,013 C.V.=13% N =15
Determinado pelas técnicas FIMS, VGA e IPEN-SP
Período Média + 1 D.P. - 1 D.P. [Hg] LREPF D.P. C.V. % N
jan-96 0,09 0,11 0,08 0,10 0,01 10 6
fev-96 0,09 0,11 0,08 0,10 0,01 10 3
mar-96 0,09 0,11 0,08 0,10 0,01 10 6
abr-96 0,09 0,11 0,08 0,10 0,01 10 9
mai-96 0,09 0,11 0,08 0,10 0,01 10 5
jun-96 0,09 0,11 0,08 0,09 0,01 11 3
jul-96 0,09 0,11 0,08 0,11 0,01 9 4
ago-96 0,09 0,11 0,08 0,10 0,01 10 5
set-96 0,09 0,11 0,08 0,11 0,01 9 3
out-96 0,09 0,11 0,08 0,09 0,01 11 5
nov-96 0,09 0,11 0,08 0,10 0,01 10 4
dez-96 0,09 0,11 0,08 0,08 0,008 10 7
84
Resultados do LREPF (µµµµg.g-1) em amostras de sedimento de
“referência interna” (APSD-4288).
Média=0,397 (µµµµg.g-1) D.P.=0,071 C.V.=18% N =15
Determinado pelas técnicas FIMS, VGA e IPEN-SP.
Período Média + 1 D.P. - 1 D.P. [Hg] LREPF D.P. C.V. % N
jan-96 0,40 0,47 0,33 0,37 0,03 8 7
fev-96 0,40 0,47 0,33 0,33 0,01 3 6
mar-96 0,40 0,47 0,33 0,39 0,01 3 5
abr-96 0,40 0,47 0,33 0,34 0,01 3 9
mai-96 0,40 0,47 0,33 0,34 0,02 6 8
jun-96 0,40 0,47 0,33 0,37 0,03 8 5
jul-96 0,40 0,47 0,33 0,40 0,03 8 10
ago-96 0,40 0,47 0,33 0,34 0,02 6 8
set-96 0,40 0,47 0,33 0,36 0,01 3 5
out-96 0,40 0,47 0,33 0,36 0,01 3 7
Resultados do LREPF (µµµµg.g-1) em amostras de solo de
“referência interna” (APSL-4290)
Média=0,141(µµµµg.g-1) D.P.=0,025 C.V.=18% N =15
Determinado pelas técnicas FIMS, VGA e IPEN-SP.
Período Média + 1 D.P. - 1 D.P. [Hg] LREPF D.P. C.V. % N
jan-96 0,14 0,17 0,12 0,16 0,01 6 7
fev-96 0,14 0,17 0,12 0,16 0,02 13 5
mar-96 0,14 0,17 0,12 0,17 0,03 18 9
abr-96 0,14 0,17 0,12 0,14 0,01 7 5
mai-96 0,14 0,17 0,12 0,17 0,01 6 8
jun-96 0,14 0,17 0,12 0,17 0,01 6 4
jul-96 0,14 0,17 0,12 0,16 0,01 6 3
ago-96 0,14 0,17 0,12 0,14 0,02 14 7
85
2. Resultados de peixe
Valores obtidos nos controles de peixe APPX-2960 no laboratório da FE
durante o ano de 1996.
Amostra
Referência
Lab. FE
(µµµµg.g-1)
Vl.Refer.
(µµµµg.g-1)
Faixa Aceitável
(µµµµg.g-1)
Desvio (%)
APPX-2960 5,10 4,96 4,72 - 5,19 +3%
APPX-2960 4,60 4,96 4,72 - 5,19 -7%
APPX-2960 5,30 4,96 4,72 - 5,19 +7%
APPX-2960 4,50 4,96 4,72 - 5,19 -8%
APPX-2960 5,15 4,96 4,72 - 5,19 +4%
APPX-2960 4,55 4,96 4,72 - 5,19 -8%
APPX-2960 4,20 4,96 4,72 - 5,19 -15%
APPX-2960 4,20 4,96 4,72 - 5,19 -15%
APPX-2960 4,50 4,96 4,72 - 5,19 -9%
APPX-2960 5,15 4,96 4,72 - 5,19 +4%
APPX-2960 4,55 4,96 4,72 - 5,19 -8%
APPX-2960 4,20 4,96 4,72 - 5,19 -15%
APPX-2960 4,20 4,96 4,72 - 5,19 -15%
APPX-2960 4,20 4,96 4,72 - 5,19 -15%
86
Resultados do Lab. da FE em amostra de peixe de
“referência interna” (APPX-2960) (µg.g )
Valor de referência: Média=4,96 (µg.g )
D.P.=0,23 C.V.=5%
Período Média + 1 D.P. - 1 D.P. + 2 D.P. - 2 D.P. [Hg] F.E. D.P. C.V. % N
jan-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 5,1 0,3 5,88 20
fev-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 4,6 0,28 6,09 18
mar-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 5,3 0,25 4,72 15
abr-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 4,5 0,27 6,00 17
mai-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 5,15 0,5 9,71 23
jun-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 4,55 0,45 9,89 15
jul-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 4,2 0,32 7,62 17
ago-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 4,2 0,39 9,29 35
set-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 4,5 0,15 3,33 24
out-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 5,15 0,6 11,65 32
nov-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 4,55 0,36 7,91 14
dez-96 4,96 5,2 4,72 5,44 4,48 4,2 0,28 6,67 17
87
Resultados do Lab. da UNIR em amostra de peixe de
“referência interna” APPX-2960 (µg.g-1)
Valor de referência: Média=4,96 (µg.g-1)
D.P.=0,23 C.V.=5%
Período Média + 1DP - 1DP + 2DP - 2DP [Hg] UNIR D.P. C.V. % N
jan-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,12 0,17 3,32 20
fev-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 4,89 0,16 3,27 25
mar-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 4,97 0,11 2,21 20
abr-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,16 0,08 1,55 15
mai-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 4,92 0,14 2,85 15
jun-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,10 0,11 2,16 20
jul-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,00 0,15 3,00 20
ago-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,10 0,11 2,16 25
set-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,16 0,2 3,88 15
out-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,14 0,22 4,28 20
nov-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,18 0,26 5,02 25
dez-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,5 5,07 0,11 2,17 15
88
Resultados do Lab. da UNIR em amostra de peixe de
“referência interna” APPX-2958 (µg.g-1)
Valor de referência: Média=2,96 (µg.g-1)
D.P.=0,09 C.V.=3%
Período Média + 1DP - 1DP + 2DP - 2DP [Hg] UNIR D.P. C.V. % N
jan-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 2,93 0,19 6,48 25
fev-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,07 0,04 1,30 20
mar-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 2,98 0,14 4,70 15
abr-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 2,95 0,18 6,10 25
mai-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 2,94 0,19 6,46 15
jun-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 2,92 0,28 9,59 10
jul-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,16 0,18 5,70 15
ago-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,10 0,26 8,39 15
set-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,12 0,16 5,13 20
out-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,13 0,24 7,67 20
nov-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,03 0,24 7,92 15
dez-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,14 0,14 4,46 25
89
Resultados do LREPF em amostra de peixe de
referência interna APPX-2960 (µg.g-1)
Valor de referência: Média=4,96 (µg.g-1)
D.P.=0,23 C.V.=5%
Período Média + 1 DP - 1 DP + 2 DP - 2 DP [Hg] LREPF D.P. C.V. % N
jan-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 5,12 0,17 3,32 20
fev-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 4,89 0,16 3,27 25
mar-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 4,97 0,11 2,21 20
abr-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 4,73 0,27 5,71 15
mai-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 4,92 0,14 2,85 15
jun-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 5,10 0,11 2,16 20
jul-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 5,00 0,15 3,00 20
ago-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 5,11 0,32 6,26 25
set-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 4,92 0,15 3,05 15
out-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 5,14 0,22 4,28 20
nov-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 5,13 0,36 7,02 25
dez-96 4,96 5,19 4,73 5,42 4,50 5,07 0,11 2,17 15
90
Resultados do LREPF em amostra de peixe de
referência interna APPX-2958 (µg.g-1)
Valor de referência: Média=2,96 (µg.g-1)
D.P.=0,09 C.V.=3%
Períod
o
Média + 1 DP - 1 DP + 2 DP - 2 DP [Hg] LREPF D.P C.V. % N
jan-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,06 0,05 1,63 10
fev-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,07 0,07 2,28 12
mar-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,06 0,1 3,27 8
abr-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 2,8 0,08 2,86 4
mai-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,06 0,09 2,94 12
jun-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,07 0,11 3,58 16
jul-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,14 0,11 3,50 12
ago-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,06 0,15 4,90 17
set-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 2,78 0,11 3,96 13
out-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 2,77 0,14 5,05 9
nov-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,08 0,09 2,92 7
dez-96 2,96 3,05 2,87 3,14 2,78 3,05 0,1 3,28 12
91
Resultados das determinações de Hg em amostras de peixe (µg.g-1) nos
laboratórios da FE e UNIR.
CÓDIGO
Amostra
Result.FE
n=3
Result. UNIR
n=3
Desvio %
001 0,005 0,005 0%
003 0,011 0,013 +18%
004 0,210 0,231 +10%
011 0,160 0,190 +19%
012 0,085 0,096 +13%
013 0,082 0,092 +12%
016 0,017 0,017 0%
022 0,284 0,260 -9%
052 0,700 0,807 +15%
055 0,100 0,115 +15%
058 0,100 0,086 -14%
060 0,094 0,109 +16%
061 0,096 0,118 +23%
062 0,099 0,117 +18%
063 0,006 0,006 0%
065 0,145 0,165 +14%
067 0,176 0,218 +24%
068 0,060 0,071 +18%
073 0,033 0,031 -6%
074 0,196 0,214 +9%
076 0,057 0,050 -12%
078 0,015 0,018 +20%
082 0,053 0,058 +9%
083 0,049 0,056 +14%
084 0,014 0,016 +14%
089 0,056 0,044 -21%
092 0,050 0,062 24%
106 0,238 0,227 -5%
92
Resultados das determinações de Hg em amostras de peixe (µg.g-1) nos
laboratórios da UNIR e LREPF.
Código Result. UNIR n=3 Result. LREPF n=3 Desvio %
STMPx06 0,751 0,853 -12%
STMPx08 0,696 0,710 -2%
STMPx09 0,056 0,060 -7%
STMPx10 0,022 0,020 +10%
STMPx12 0,709 0,760 -7%
STMPx13 0,045 0,040 +12%
STMPx14 0,163 0,150 +8%
STMPx15 0,097 0,100 -3%
STMPx16 1,328 1,202 +10%
STMPx20 0,514 0,610 -16%
STMPx21 0,102 0,100 +2%
STMPx22 1,001 1,124 -11%
STMPx23 0,610 0,522 +17%
STMPx25 0,077 0,070 +10%
STMPx26 0,188 0,164 +15%
STMPx31 1,042 1,021 +2%
STMPx32 0,041 0,050 -18%
STMPx33 0,051 0,050 +2%
STMPx34 0,199 0,230 -14%
STMPx35 0,041 0,040 +2%
STMPx36 0,052 0,050 +4%
STMPx37 0,086 0,080 +7%
STMPx38 0,389 0,363 +7%
STMPx40 0,113 0,140 -19%
STMPx41 0,049 0,055 -11%
STMPx42 0,044 0,046 -4%
STMPx45 0,110 0,130 -15%
STMPx46 0,104 0,100 +4%
STMPx47 0,203 0,177 +15%
STMPx50 0,050 0,043 +16%
STMPx51 0,731 0,687 +6%
STMPx53 0,698 0,699 0%
STMPx54 0,078 0,076 +3%
STMPx55 0,105 0,103 +2%
STMPx56 0,522 0,540 -3%
STMPx57 0,090 0,080 +12%
STMPx58 0,476 0,580 -18%
STMPx59 0,708 0,690 +3%
93
4. Resultados de urina
Resultados da concentração de Hg (µg.L-1) nas amostras de urina analisadas
pelos três grupos (laboratórios de Odense, LREPF e FE).
Amostra Odense (n=3) LREPF (n=3) Lab. FE (n=3)
010 28,34 27,15 17,25
015 4,89 6,98 5,75
041 0,55 12,25 3,60
042 1,18 4,10 3,60
043 6,13 8,05 3,60
047 19,21 16,08 21,95
048 21,49 20,00 21,95
049 17,89 18,80 18,80
100 2,14 3,25 3,60
102 1,92 5,20 4,32
103 2,13 1,88 3,60
104 0,67 1,35 1,95
106 2,10 5,35 3,60
109 1,61 4,45 3,60
112 4,25 4,80 7,20
113 9,31 9,20 7,40
114 4,39 5,60 4,00
122 1,67 2,60 2,17
124 1,29 4,90 3,60
125 2,45 1,93 2,17
130 0,81 2,85 2,75
131 2,95 5,85 3,60
135 3,63 4,63 6,10
137 0,90 5,18 3,60
138 3,24 2,73 3,60
139 8,74 6,70 9,60
140 2,87 7,15 5,00
94
5. Resultados de cabelo
Resultados de Hg (µµµµg.g-1) da FE em amostra
certificada de cabelo (IAEA-085)
Valor certificado: 22,95 (µµµµg.g-1)
D.P.:3,.40 C.V.: 15%
Período Média (IAEA) + 1 D.P. - 1 D.P. [Hg] F.E. D.P. C.V. % N
jan-96 22,95 26,35 19,55 26,00 1,56 6 6
fev-96 22,95 26,35 19,55 20,00 1,48 7 8
mar-96 22,95 26,35 19,55 21,70 2,10 10 10
abr-96 22,95 26,35 19,55 23,50 2,55 11 8
mai-96 22,95 26,35 19,55 24,60 3,45 14 8
jun-96 22,95 26,35 19,55 25,70 2,76 11 9
jul-96 22,95 26,35 19,55 23,80 2,67 11 12
ago-96 22,95 26,35 19,55 19,00 1,43 8 14
set-96 22,95 26,35 19,55 18,80 2,13 11 13
out-96 22,95 26,35 19,55 22,00 2,90 13 8
nov-96 22,95 26,35 19,55 21,40 1,32 6 9
dez-96 22,95 26,35 19,55 18,90 2,34 12 5
Resultados da FE. (µ (µ (µ (µg.g-1) em amostra
certificada cabelo (IAEA-086)
Valor certificado: 0,574 (µ(µ(µ(µg.g-1)
D.P.:0,15 C.V.: 26%
Período Média (IAEA) + 1 D.P. - 1 D.P. [Hg] F.E. D.P. C.V. % N
ago-96 0,574 0,724 0,424 0,44 0,05 11 4
set-96 0,574 0,724 0,424 0,43 0,05 12 3
out-96 0,574 0,724 0,424 0,53 0,03 6 5
nov-96 0,574 0,724 0,424 0,56 0,07 13 6
dez-96 0,574 0,724 0,424 0,59 0,08 14 3
95
Resultados do Lab. FE (µ (µ (µ (µg.g-1) em amostra
cabelo de “referência interna” (RFCB-5486)
Média=2,93 (µ(µ(µ(µg.g-1) D.P.=0,12 C.V.=4% N = 06
Determinado pelas técnicas FIMS e VGA
Período Média + 1 D.P. - 1 D.P. + 2 D.P. - 2 D.P. [Hg] F.E. D.P. C.V. % N
jan-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 2,9 0,3 10 8
fev-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 2,87 0,23 8 4
mar-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 2,82 0,26 9 3
abr-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 2,7 0,3 11 4
mai-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 2,67 0,25 9 7
jun-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 2,83 0,34 12 9
jul-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 3,2 0,37 12 4
ago-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 2,81 0,34 12 7
set-96 2,93 3,05 2,81 3,17 2,69 3,09 0,21 7 5
Resultados do Lab. FE(µµµµg.g-1) em amostras de
cabelo de referência Interna (RFCB-5487)
Média=8,45 (µµµµg.g-1) D.P.=0,36 C.V.=4% N =15
Determinado pelas técnicas FIMS e VGA
Período Média + 1 D.P. - 1 D.P. + 2 D.P. - 2 D.P. [Hg] F.E. D.P. C.V. % N
mar-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,18 0,56 7 5
abr-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,1 0,87 11 6
mai-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,1 0,25 3 8
jun-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8 0,54 7 4
jul-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,2 0,7 9 7
ago-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,9 0,43 5 5
set-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,8 0,45 5 8
out-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,21 0,73 9 9
nov-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,1 0,67 8 5
dez-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,1 0,45 6 7
96
Concentração de Hg em amostras de cabelo analisadas no laboratório da FE
e no LREPF.
Codigos
(LREPF/FE)
FE (µµµµg.g-1)
N=03
LREPF (µµµµg.g-1)
N=03
Desvio %
SACB 4367/BL045 19,8 18,37 +8%
SACB 4500/BL006 11,6 12,8 -9%
SACB 4504/BL020 13,3 12,92 +3%
SACB 4507/BL027 12 12,31 -3%
SACB 4539/BL123 23,1 18,57 +24%
SACB 4543/BL041 11,4 9,54 +19%
SACB 4599/BL202 20,3 16,45 +23%
SACB 4614/BL228 20 17,25 +16%
SACB 4616/BL231 20,6 16,86 +22%
SACB 4624/BL247 22,1 20,25 +9%
SACB 4589/BL186 19,9 17,08 +16%
SACB 4561/BL101 8,7 10,45 -19%
SACB 4566/BL106 6,8 6,86 -1%
SACB 4372/BL222 12,4 11,97 +4%
SACB 4373/BL230 10,1 10,63 -5%
SACB 4545/BL043 8,3 8,41 -1%
SACB 4556/BL082 4,8 3,85 +25%
SACB 4371/BL214 47 38,72 +21%
97
Resultados da intercalibração em amostras de cabelo entre os laboratórios
da Universidade de Odense e a FE.
Código da
amostra
Lab. de Odense
(µµµµg.g-1)
Lab.FE (µµµµg.g-1)
n=3
Desvio %
SCT-209 10,2 8,7 -15%
SCT-245 6,8 7,4 +9%
SCT-081 18,2 14,7 -19%
SCT-120 37,3 43,1 +15%
SCT-172 34,9 37,3 +7%
SCT-220 17,0 19,1 +12%
SCT-284 23,1 26,3 +14%
SCT-329 19,1 17,9 -6%
SCT-034 40,1 32,7 -19%
SCT-280 20,3 18,9 -7%
SCT-089 20,3 17,5 -14%
SCT-240 14,9 12,2 -18%
SCT-018 67,0 65,4 -2%
SCT-173 4,8 3,9 -19%
SCT-227 0,6 0,6 0%
SCT-111 62,8 71,7 +14%
SCT-136 64,3 68,6 +7%
98
Resultados do LREPF (µ (µ (µ (µg.g-1) em amostra
certificada de cabelo (IAEA-085)
Valor certificado: 22,95 (µ(µ(µ(µg.g-1)
D.P.:3,40 C.V.: 15%
Período Média (IAEA) + 1 D.P. - 1 D.P. [Hg] LREPF D.P. C.V. % N
jan-96 22,95 26,35 19,55 23,86 0,90 4 3
fev-96 22,95 26,35 19,55 19,49 0,70 4 5
mar-96 22,95 26,35 19,55 20,48 0,83 4 3
abr-96 22,95 26,35 19,55 19,92 0,55 3 7
mai-96 22,95 26,35 19,55 20,50 0,83 4 5
jun-96 22,95 26,35 19,55 25,01 0,43 2 4
jul-96 22,95 26,35 19,55 23,31 0,70 3 7
Resultados do LREPF (µµµµg.g-1) em amostra
certificada de cabelo (IAEA-086)
Valor certificado: 0,574 (µµµµg.g-1)
D.P.:0,15 C.V.: 26%
Período Média (IAEA) + 1 D.P. - 1 D.P. [Hg] LREPF D.P. C.V. % N
ago-96 0,574 0,724 0,424 0,50 0,05 10 6
set-96 0,574 0,724 0,424 0,51 0,05 10 5
out-96 0,574 0,724 0,424 0,50 0,03 6 6
nov-96 0,574 0,724 0,424 0,49 0,07 14 4
dez-96 0,574 0,724 0,424 0,45 0,05 11 5
99
Resultados do LREPF (µµµµg.g-1) em amostras de cabelo
referência interna (RFCB-5487)
Média=8,45 (µµµµg.g-1) D.P.=0,36 C.V.=4% N =15
Determinado pelas técnicas FIMS e VGA
Período Média D.P. + 1 D.P. - 1 D.P. + 2 D.P. - 2 [Hg] LREPF D.P. C.V. % N
jan-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 9,31 0,60 6 3
fev-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 9,07 0,13 1 5
mar-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,86 0,43 5 7
abr-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,65 0,36 4 8
mai-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 7,43 0,25 3 4
jun-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,09 0,20 2 5
jul-96 8,45 8,81 8,09 9,17 7,73 8,44 0,05 1 7
100
6. Resultados de sangue
Resultados do programa de exercício de intercalibração
entre a FE e o CTQ em amostras de Sangue (1995).
Códigos CTQ (µµµµg.g-1) FE (µµµµg.L-1) n=03 Desvio (%)
M-95-15 4,61 5,22 +13%
M-95-18 6,02 6,42 +7%
M-95-12 7,22 3,41 -53%
M-95-03 9,03 7,82 -13%
M-95-07 9,03 7,42 -18%
M-95-16 10,03 7,42 -26%
M-95-09 11,03 14,24 +29%
M-95-14 13,64 11,43 -16%
M-95-02 16,05 13,84 -14%
M-95-13 16,05 15,25 -5%
M-95-11 26,08 21,66 -17%
M-95-01 27,08 24,27 -10%
M-95-08 32,10 26,48 -17%
101
Resultados do programa de exercício de intercalibração
entre a FE e CTQ em amostras de sangue (96 e 97)
Códigos CTQ (µµµµg.L-1) FE (µµµµg.L-1) n=3 Desvio (%)
M-96-17 3,61 5,62 +56%
M-97-02 4,01 2,81 -30%
M-96-06 4,21 4,01 -5%
M-96-11 4,21 5,01 +19%
M-96-04 6,02 5,01 -17%
M-96-15 7,02 5,42 -23%
M-96-03 7,62 6,82 -11%
M-96-10 9,03 9,83 +9%
M-96-09 10,03 9,23 -8%
M-97-01 11,03 11,03 0%
M-96-16 12,04 11,84 -2%
M-96-05 14,04 14,64 +4%
M-96-01 16,05 13,24 -17%
M-96-08 16,05 14,64 -9%
M-96-12 17,05 19,26 +13%
M-97-03 21,06 19,06 -10%
M-96-18 23,07 23,47 +2%
M-96-02 24,07 20,26 -16
M-96-07 27,08 24,87 -8%
M-96-13 27,08 21,46 -21%
M-96-14 29,09 24,67 -15%
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