universidad central del ecuador …€¦ · identificación morfológica de los hongos causantes de...

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS

CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA

Identificación morfológica de los hongos causantes de la pudrición radicular en

lechuga (Lactuca sativa L.) en el valle de Tumbaco.

Trabajo de Titulación presentado como requisito previo a la obtención del Título de

Ingeniero Agrónomo.

AUTOR: Muñoz Chiles Clever Andrés

TUTOR: Dr. José Eliecer Vásquez Guzmán, Ph.D.

Quito, abril 2018

ii

DERECHOS DE AUTOR

Yo, Muñoz Chiles Clever Andrés en calidad de autor y titular de los derechos morales y

patrimoniales del trabajo de titulación IDENTIFICACIÓN MORFOLÓGICA DE LOS

HONGOS CAUSANTES DE LA PUDRICIÓN RADICULAR EN LECHUGA

(Lactuca sativa L.) EN EL VALLE DE TUMBACO, modalidad presencial, de

conformidad con el Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA SOCIAL

DE LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E INNOVACIÓN, concedemos a

favor de la Universidad Central del Ecuador una licencia gratuita, intransferible y no

exclusiva para el uso no comercial de la obra, con fines estrictamente académicos.

Conservo a mi favor todos los derechos de autor sobre la obra, establecidos en la normativa

citada. Así mismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la

digitalización y publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual, de

conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior. El

autor declara que la obra objeto de la presente autorización es original en su forma de

expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo la responsabilidad por

cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta causa y liberando a la Universidad

de toda responsabilidad.

________________________________

Clever Andrés Muñoz Chiles

CC. 0401692967

Dirección electrónica: [email protected]

iii

APROBACIÓN DEL TUTOR

En mi calidad de Tutor del Trabajo de Titulación, presentado por CLEVER ANDRÉS

MUÑOZ CHILES, para optar por el Grado de Ingeniero Agrónomo; cuyo título es:

IDENTIFICACIÓN MORFOLÓGICA DE LOS HONGOS CAUSANTES DE LA

PUDRICIÓN RADICULAR EN LECHUGA (Lactuca sativa L.) EN EL VALLE DE

TUMBACO, considero que dicho trabajo reúne los requisitos y méritos suficientes para

ser sometido a la presentación pública y evaluación por parte del tribunal examinador que

se designe.

En la ciudad de Quito, a los 28 días del mes de marzo de 2018.

________________________________

Dr. José Eliecer Vásquez Guzmán, Ph.D.

DOCENTE-TUTOR

CC. 1000947315

iv

IDENTIFICACIÓN MORFOLÓGICA DE LOS HONGOS CAUSANTES DE LA

PUDRICIÓN RADICULAR EN LECHUGA (Lactuca sativa L.) EN EL VALLE DE

TUMBACO.

APROBADO POR:

Dr. José Vásquez G., Ph.D.

TUTOR

___________________

Ing. Agr. Manuel Pumisacho G., M.Sc.

PRESIDENTE DEL TRIBUNAL

___________________

Ing. Agr. Clara Iza M., M.Sc.

PRIMER VOCAL

___________________

Ing. Agr. Jorge Caicedo, M.Sc.

SEGUNDO VOCAL

___________________

2018

v

DEDICATORIA

Este trabajo lo dedico a mis padres por sustentar todo

el proceso de mi formación, a mis hermanos por

brindarme su apoyo incondicional, a mis tíos por

extenderme su mano, a mis amigos quienes estuvieron

ayudándome de una u otra forma y a mis profesores

por impartir sus conocimientos y experiencia.

vi

AGRADECIMIENTOS

Dejo constancia de mi eterna gratitud a la

Universidad Central del Ecuador, a la carrera de

Ingeniería Agronómica, por permitir mi formación

profesional integral.

A la Ing. Clara Iza por brindarme sus conocimientos

en fitopatología.

Al Ing. José Vásquez Director de la presente

investigación.

vii

ÍNDICE DE CONTENIDOS

CAPÍTULOS PÁGINAS

1. INTRODUCCIÓN .................................................................................... 1

2. REVISIÓN DE LITERATURA ............................................................... 2

2.1. El cultivo de lechuga (Lactuca sativa L.) ........................................................ 2

2.1.1. Taxonomía de la lechuga ................................................................................. 2

2.1.2. Origen y distribución geográfica ..................................................................... 2

2.1.3. Morfología ....................................................................................................... 2

2.1.4. Caracteres botánicos y agronómicos ............................................................... 2

2.1.5. Raíz .................................................................................................................. 2

2.1.6. Tallo ................................................................................................................. 3

2.1.7. Hojas ................................................................................................................ 3

2.1.8. Flores ............................................................................................................... 3

2.1.9. Fruto ................................................................................................................ 3

2.2. Exigencias de la planta .................................................................................... 3

2.2.1. Clima ............................................................................................................... 3

2.2.2. Suelo ................................................................................................................ 4

2.2.3. Agua ................................................................................................................ 4

2.3. Establecimiento del cultivo ............................................................................. 4

2.3.1. Propagación ..................................................................................................... 4

2.3.2. Germinación .................................................................................................... 4

2.3.3. Trasplante ........................................................................................................ 4

2.3.4. Preparación del terreno .................................................................................... 5

2.3.5. Siembra ............................................................................................................ 5

2.3.6. Aporque ........................................................................................................... 5

2.4. Variedades de lechuga ..................................................................................... 5

2.4.1. Romanas. ......................................................................................................... 5

2.4.2. Acogolladas. .................................................................................................... 5

2.4.3. De hojas sueltas. .............................................................................................. 5

2.4.4. Lechuga espárrago. .......................................................................................... 5

2.5. Enfermedades que afectan la raíz de la lechuga causadas por hongos ............ 5

2.5.1. Fusarium spp. .................................................................................................. 6

2.5.1.1. Taxonomía de Fusarium spp. .......................................................................... 6

2.5.1.2. Signos y síntomas ............................................................................................ 6

viii

CAPÍTULOS PÁGINAS

2.5.1.3. Morfología ................................................................................................... 6

2.5.1.4. Etiología ....................................................................................................... 7

2.5.1.5. Control ......................................................................................................... 7

2.5.2. Podredumbre blanca en la lechuga (Sclerotinia sclerotiorum) ................... 7

2.5.2.1. Taxonomía de Sclerotinia sp. ...................................................................... 7

2.5.2.2. Signos y Síntomas ........................................................................................ 8

2.5.2.3. Morfología ................................................................................................... 8

2.5.2.4. Etiología ....................................................................................................... 8

2.5.2.5. Control ......................................................................................................... 8

2.5.3. Podredumbre de cuello y raíz (Rhizoctonia solani) .................................... 9

2.5.3.1. Taxonomía de Rhizoctonia sp. ..................................................................... 9

2.5.3.2. Etiología ....................................................................................................... 9

2.5.3.3. Signos y síntomas ........................................................................................ 9

2.5.3.4. Control cultural .......................................................................................... 10

2.5.4. Cylindrocarpon sp. ..................................................................................... 10

2.5.4.1. Taxonomía de Cylindrocarpon sp. ............................................................ 10

2.5.4.2. Signos y síntomas ...................................................................................... 10

2.5.4.3. Morfología ................................................................................................. 11

2.5.4.4. Etiología ..................................................................................................... 11

2.5.4.5. Control ....................................................................................................... 11

2.6. Postulados de Koch .................................................................................... 12

3. MATERIALES Y MÉTODOS ............................................................. 13

3.1. Ubicación del experimento ............................................................................ 13

3.1.1. Características del sitio experimental ............................................................ 13

3.1.2. Características climáticas .............................................................................. 13

3.2. Ubicación de las localidades muestreadas. .................................................... 14

3.2.1. Localidad 1: Finca Orgánica Chaupi Molino ................................................ 14

3.2.2. Localidad 2: Finca Hortalizas Zamorano ...................................................... 14

3.2.3. Localidad 3: Campo Docente Experimental la Tola (CADET) .................... 15

3.2.4. Localidad 4: Finca La Huerta ........................................................................ 15

3.2.5. Materiales ...................................................................................................... 16

3.2.6. Reactivos ....................................................................................................... 16

3.2.7. Materiales de laboratorio ............................................................................... 16

3.2.8. Equipos .......................................................................................................... 16

ix

CAPÍTULOS PÁGINAS

3.3. Métodos .......................................................................................................... 17

3.3.1. Fase de campo ................................................................................................ 17

3.3.2. Fase de laboratorio ......................................................................................... 17

3.3.3. Fase de pruebas de patogenicidad .................................................................. 20

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN .............................................................. 23

4.1. Finca Orgánica Chaupi Molino. ..................................................................... 23

4.1.1. Fase de campo ............................................................................................... 23

4.1.2. Fase de laboratorio......................................................................................... 23

4.1.3. Fase de prueba de patogenicidad ................................................................... 24

4.2. Finca Hortalizas Zamorano ............................................................................ 26

4.2.1. Fase de campo ............................................................................................... 26

4.2.2. Fase de Laboratorio ....................................................................................... 26

4.2.3. Fase de pruebas de patogenicidad ................................................................. 27

4.3. Campo Docente Experimental la Tola (CADET) .......................................... 29

4.3.1. Fase de campo ............................................................................................... 29



4.4. Finca La Huerta.............................................................................................. 30

4.4.1. Fase de campo ............................................................................................... 30



4.5. Resumen Explicativo ..................................................................................... 32

5. CONCLUSIONES ..................................................................................... 33

6. RECOMENDACIONES ........................................................................... 34

7. RESUMEN ................................................................................................. 35

SUMMARY ................................................................................................ 36

8. REFERENCIAS ......................................................................................... 37

9. ANEXOS ..................................................................................................... 41

x

LISTA DE CUADROS

CUADROS PÁG.

1. Incidencia de pudrición radicular (%) en lechuga en las fincas en

estudio…………………………………………………………..

32

xi

LISTA DE FIGURAS

FIGURAS PÁG.

1. Ubicación del sitio experimental…………………………………….. 13

2. Finca Orgánica Chaupi Molino……………………………………… 14

3. Finca Hortalizas Zamorano…………………………………………. 14

4. Campo Docente Experimental La Tola (CADET)…………………... 15

5. Finca La Huerta………………………………………………………. 15

6. Preparación de medios de cultivo PDA + ácido láctico y PDA +

Cloranfenicol………………………………………………………….

17

7. Limpieza del exceso de tierra de la raíz de la lechuga……………….. 18

8. Desinfección de segmentos de raíz de lechuga con hipoclorito de sodio

al 2,5 %........................................................................................

18

9. Siembra de segmentos de lechuga en PDA + Ácido láctico y PDA +

Cloranfenicol…………………………………………………………

19

10. Incubadora para aislamiento de hongos a 25 ⁰C…………………….. 19

11. Identificación de estructuras morfológicas de los hongos

encontrados……………………………………………………………

20

12. Esterilización de Humus en autoclave a 121 ⁰C 15 libras de presión

durante 120 minutos…………………………………………………..

20

13. Variedades certificadas de lechuga para las pruebas de

patogenicidad…………………………………………………………

21

14. Trasplante de plántulas de lechuga en invernadero………………….. 21

15. Plantas de lechuga con signos y síntomas de enfermedad…………… 22

16. Fusarium spp. en el tipo de lechuga criolla en la Finca Orgánica Chaupi

Molino………………………………………………………..

23

17. Cylindrocarpon sp. en el tipo de lechuga seda verde en la Finca

Orgánica Chaupi Molino……………………………………………..

24

18. Pruebas de patogenicidad para Fusarium spp. en la Finca Orgánica

Chaupi Molino……………………………………………………….

25

19. Pruebas de patogenicidad para Cylindrocarpon sp. en la Finca orgánica

Chaupi Molino………………………….............................

25

20. Sclerotinia sp. en el tipo de lechuga criolla en la Finca Hortalizas

Zamorano……………………………………………………………..

26

21. Rhizoctonia sp. en el tipo de lechuga seda verde en la Finca Hortalizas

Zamorano…………………………………………………

27

22. Prueba de patogenicidad para Sclerotinia sp………………………… 28

23. Pruebas de patogenicidad para el hongo Rhizoctonia sp…………….. 28

24. Fusarium spp. en el tipo de lechuga criolla en el Campo Docente

Experimental la Tola (CADET)……………………………………..

29

25. Pruebas de patogenicidad para el hongo Fusarium spp. en la variedad

de lechuga criolla……………………………………………….……

30

26. Sclerotinia sp. en el tipo de lechuga criolla en la Finca La Huerta… 30

27. Fusarium spp. en el tipo de lechuga criolla en la Finca La Huerta… 31

28. Pruebas de patogenicidad para Sclerotinia sp………………………. 32

xii

LISTA DE ANEXOS

FIGURAS PÁG.

29. Toma de muestras en las fincas Hortícolas…………………… 41

30. Preparación de los medios de cultivo en el laboratorio de

fitopatología…………………………………………………….

41

31. Incubación de muestras a 25 ⁰C. para el desarrollo de los

hongos………………………………….……..………………...

42

32. Siembra de semillas de lechuga bajo invernadero……………… 42

33. Germinación de las semillas de lechuga en el invernadero…….. 43

34. Visita de campo………………………………………………… 43

35. Conteo de conidios en la cámara de Newbauer..………………. 44

36. Inoculación de los hongos encontrados…..…………….……… 44

37. Inspección fitosanitaria a José francisco Gangotena

24/05/2017……….……………..………………………………

45

38. Inspección fitosanitaria a Felipe Zamorano 31/05/2017………. 46

39. Inspección fitosanitaria a Víctor Sevilla 22/06/2017………….. 47

xiii

TÍTULO: Identificación morfológica de los hongos causantes de la pudrición radicular en

lechuga (Lactuca sativa L.) en el valle de Tumbaco.

Autor: Clever Andrés Muñoz Chiles

Tutor: José Eliecer Vásquez Guzmán

RESUMEN

La presente investigación, se realizó con el propósito de ofrecer una base de información

que servirá al agricultor para tomar decisiones adecuadas al momento de realizar un

control y así disminuir los costos e incrementar la producción. Por lo expuesto, esta

investigación buscó específicamente determinar la incidencia de infección en cuatro

localidades del valle de Tumbaco, aislar los hongos causantes de la pudrición radicular en

la lechuga, identificar los hongos fitopatógenos asociados a la pudrición radicular de la

lechuga y realizar los postulados de Koch con los hongos aislados e identificados. Se

utilizó para el crecimiento de los hongos: PDA (Potato Dextrose Agar + ácido láctico). La

investigación permitió concluir que los hongos fitopatógenos causantes de la pudrición

radicular en lechuga son Sclerotinia sp y Rhizoctonia sp.

PALABRAS CLAVE: MEDIO DE CULTIVO / Sclerotinia sp. / Rhizoctonia sp., /

PRUEBAS DE PATOGENICIDAD / LABORATORIO

xiv

TITLE: Morphological Identification of Fungus Causing Root Rot of Lettuce (Lactuca

sativa L.) in the Tumbaco Valley.

Author: Clever Andrés Muñoz Chiles

Mentor: José Eliecer Vásquez Guzmán

SUMMARY

This research has the purpose of offering a basis of information that will help farmers to

make adequate decisions when applying control, thereby reducing costs and increasing

production. Therefore, this research specifically attempts to determine the rate of infection

in four locations in the Tumbaco Valley, isolating the fungus that causes root rot in lettuce,

identifying the phytopathogenic fungi associated with root rot of lettuce, and applying

Koch’s postulates with the fungi isolated and identified. The following was used for fungus

growth: PDA (Potato Dextrose Agar + lactic acid). This research concluded that the

phytopathogenic fungi causing root rot in lettuce are Sclerotinia sp and Rhizoctonia sp.

KEYWORDS: GROWTH MEDIUM / Sclerotinia sp. / Rhizoctonia sp., / PATHOGENIC

TESTING / LABORATORY

1

1. INTRODUCCIÓN

En el Ecuador se siembran 1 499 ha de lechuga y se cosechan anualmente 1 478 ha con una producción de 19 432 Tm (INEC, 2016). De acuerdo a la Encuesta de Superficie y Producción Agropecuaria Continua (ESPAC) del Instituto Nacional de Estadística y Censos. La provincia que tiene la mayor producción de lechuga es Pichincha, con 15 575 Tm de lechuga cultivadas en una área de 924 hectáreas, seguida de Chimborazo con 1 905 Tm en una extensión de 232 hectáreas. Tungurahua está en tercer lugar con 116 hectáreas y una producción de 1 030 Tm.

De acuerdo a investigaciones publicadas, la pudrición de raíz tiene una incidencia hasta del 52% en lechuga (Pérez et al., 2009). Las enfermedades radiculares causadas por hongos patógenos habitantes del suelo son de difícil control. Se les cataloga como hongos oportunistas por su predisposición a atacar a los cultivos si las condiciones son favorables para su desarrollo y

desfavorables para el cultivo (Prell Day, 2001). Se denominan hemibiótrofos o parásitos facultativos por su habilidad de alimentarse de tejido muerto (saprófitos), tejido vivo (biotrófos) y

alternativamente o vivir en el suelo esclerotizados (Cooke Whipps, 1980).

Entre los principales problemas de enfermedades de la raíz de la lechuga están: Pythium, Fusarium spp., Sclerotinia sp., Rhizoctonia sp., entre otros (Japón, 2016). Este grupo de microorganismos ingresan a la planta en asociación o individualmente causando la enfermedad conocida como damping-off o mal de semillero (Olsen, 1998). Sin embargo, también afectan el cultivo en campo causando su deterioro y/o muerte, disminuyendo la producción (Gossen et al., 2016) y por tanto la rentabilidad del negocio agrícola. El daño de los patógenos causantes de la pudrición radicular se observa cuando la planta presenta los síntomas, razón por la cual su control es difícil. La estrategia de control más adecuada es la rotación de cultivos, sembrar en suelos

sueltos con buen drenaje y la siembra de cultivares resistentes (Abawi Widmer, 2000).

La presente investigación “Identificación de hongos fitopatógenos causantes de la pudrición radicular en lechuga (Lactuca sativa L.), se realizó con el propósito de ofrecer una base de información que servirá al agricultor para tomar decisiones adecuadas al momento de realizar un control y así disminuir los costos e incrementar la producción.

Por lo expuesto, esta investigación buscó específicamente determinar la incidencia de infección en cuatro localidades del valle de Tumbaco, aislar los hongos causantes de la pudrición radicular en la lechuga, identificar los hongos fitopatógenos asociados a la pudrición radicular de la lechuga y realizar los postulados de Koch con los hongos aislados e identificados.

2

2. REVISIÓN DE LITERATURA

2.1. El cultivo de lechuga (Lactuca sativa L.)

La lechuga se consume durante todas las épocas del año por lo que existe siempre en el mercado gran demanda de este producto. Es una planta rica en principios vitamínicos; contiene el 94,8 % de agua, el 1,2% de proteína, el 0,2% de grasas y el 2,9% de hidratos de carbono. En crudo tiene elevadas dosis de vitaminas A, B1, B2, C y E, así como de minerales (Japón, 2016).

2.1.1. Taxonomía de la lechuga

Según USDA (2010)

Reino Plantae

Subreino Tracheobionta

Super division Spermatophyta

División Magnoliophyta

Clase Magnoliopsida

Subclase Asteridae

Orden Asterales

Familia Asteraceae ⁄ Compositae

Genero Lactuca

Especies Lactuca sativa L.

2.1.2. Origen y distribución geográfica

El origen de la lechuga es bastante antiguo; existen pinturas que representan esta hortaliza en una tumba de Egipto que data del año 4500 antes de Cristo (Valadez, 1997).

Su cultivo se remonta a una antigüedad de 2.500 años y fue conocida por griegos y romanos. Las primeras lechugas de las que se tiene referencia son las de hoja suelta, aunque las acogolladas eran conocidas en Europa en el siglo XVI. Heródoto hace constar que ya para el siglo V al siglo IV a.C los persas cultivaban la lechuga. También los griegos la cultivaban en esa misma época (Whitaker & Ryder, 1964; Osorio & Lobo, 1983; Alzate & Loaiza, 2008).

2.1.3. Morfología

2.1.4. Caracteres botánicos y agronómicos

La lechuga es una planta herbácea y anual. Su órgano comestible son sus hojas, las cuales son glabras, brillantes, de color verde o rojo, aspecto fundamental en la preferencia de los

consumidores. Esta hortaliza es de consumo en fresco ya sea entera o troceada (Carrasco Sandoval, 2016).

La duración del cultivo suele ser de 50 a 60 días para las variedades tempranas y de 70 a 80 días para las tardías como término medio, desde la plantación hasta la recolección (Japón, 2016).

2.1.5. Raíz

La lechuga tiene raíz pivotante con muchas raíces laterales, posee un sistema radicular profundo. La mayor parte de las raíces laterales se desarrollan en la capa superficial del suelo (AGROes, 2012).

3

2.1.6. Tallo

El tallo es pequeño, muy corto, cilíndrico y no se ramifica cuando la planta está en el estado óptimo de cosecha; sin embargo, cuando finaliza la etapa comercial, el tallo se alarga hasta 1,2 m de longitud, con ramificación del extremo y presencia, en cada punta, de las ramillas terminales de una inflorescencia (Valadez, 1997).

2.1.7. Hojas

Las hojas de lechuga caracterizan al producto comercial, aspecto fundamental en la preferencia de los consumidores. Estas se disponen en espiral formando una roseta o un cogollo o cabeza. Son hojas simples (sin foliolos), sésiles, con láminas lisas, anchas u angostas, orbiculares, sinuosas. Las hojas internas son amarillentas en aquellas que conforman un cogollo, envueltas con otras de mayor tamaño. La textura de las hojas se caracteriza por su suavidad, algunas son más crujientes y otras más oleosas, algunas de ellas con nervaduras amplias con mayor prominencia y en algunos tipos, muy crujientes. Su sabor puede ser algo amargo, producto del látex que contiene (Carrasco & Sandoval, 2016).

2.1.8. Flores

Hermafroditas, están reunidas en capítulos de color blanco-amarillento, con cinco estambres soldados y un ovario bicarpelar con un solo óvulo que dará origen a la semilla. La fecundación es autógama. Al aire libre su fecundación cruzada es del 1% al 2% (Japón, 2016).

2.1.9. Fruto

Al que con frecuencia se llama semilla, es un aquenio de forma alargada y con varias estrías longitudinales. Es de color blanco o negro, terminando en punta, de 3 a 4 mm de largo y 1 mm de ancho (Japón, 2016). El fruto el cuál es indehiscente, es decir no se abre naturalmente, con un vilano plumoso en base que se desprende (Carrasco & Sandoval, 2016).

2.2. Exigencias de la planta

2.2.1. Clima

La lechuga es un cultivo que se adapta muy bien a climas frescos y húmedos. La temperatura promedio que favorece el crecimiento y buen desarrollo se encuentra entre los 15 y 20 °C. Las temperaturas elevadas generan plantas débiles, favorecen la aparición de quemaduras en los bordes de las hojas, induce floración prematura, generan sabores amargos por la acumulación de látex en su sistema vascular y, específicamente en las lechugas tipo cabeza, afecta la formación del repollado. Es de resaltar que la planta de lechuga es resistente a las bajas temperaturas, aunque ante los efectos de una helada se generan daños irreversibles disminuyendo así su valor comercial (Tarigo et al., 2004).

El cultivo se desarrolla entre los 1 800 y 2 800 metros sobre el nivel del mar (m.s.n.m), con humedades relativas entre 60 % y 70 %, y en zonas de baja ocurrencia de vientos. La productividad del cultivo de lechuga así como sus características de color, sabor y textura, dependen en gran medida de la luminosidad solar, requiriendo aproximadamente 12 horas luz por día. (Montesdeoca, 2008).

La temperatura óptima de germinación oscila entre 18-20 ⁰C. Durante la fase de crecimiento del cultivo, se requieren temperaturas entre 14-18 ⁰C por el día y 5-8 ⁰C por la noche, pues la lechuga exige que haya diferencia de temperaturas entre el día y la noche. Durante el acogollado se requieren temperaturas en torno a los 12 ⁰C por el día y 3-5 ⁰C por la noche (Casaca, 2005).

4

2.2.2. Suelo

La lechuga es una planta que se adapta bien a todo tipo de suelos, excepto los que tengan problemas de encharcamiento, siendo los más idóneos los ricos en materia orgánica y de elevada fertilidad, ligeros y bien drenados. Los suelos preferidos por la lechuga son los ligeros, arenoso-limosos, con buen drenaje, situando el pH óptimo entre 6,7 y 7,4. (Casaca, 2005).

En general todos los suelos son adecuados para el cultivo de lechuga dada su alta adaptabilidad a suelos desde arenosos hasta arcillosos. Sin embargo, se desarrolla mejor en suelos franco-arcillosos o franco-arenosos, que presenten un alto contenido de materia orgánica y buen drenaje. La lechuga es tolerante a pH ácidos y es medianamente tolerante a la salinidad (Ureña & Campoverde, 2010).

2.2.3. Agua

Es necesario asegurar un abundante suministro de agua, sobre todo durante la fase de germinación, en el desarrollo de la plántula, en el momento del trasplante y durante la etapa de formación de cabeza. En épocas secas se requiere un riego por semana, pero esto depende del tipo de suelo, de su capacidad de retención de humedad y de su tasa de infiltración, para determinar las cantidades y frecuencias del riego. Es conveniente llevar los registros de precipitación y evaporación para definir acertadamente las necesidades de riego (Valadez, 1997). Toda fluctuación brusca en la humedad del suelo, especialmente en las etapas avanzadas de crecimiento, va en mengua del desarrollo normal de las plantas (Whitaker & Ryder, 1964).

2.3. Establecimiento del cultivo

Por lo general el cultivo de lechuga se realiza por trasplante; sin embargo, también se puede sembrar directamente en campo por medio de semilla. Característicamente, esta hortaliza se adapta muy bien a diferentes tipos de suelo, por lo que puede ser establecido el cultivo en otro tipo de sustratos o medios (por ejemplo en hidroponía). Cuando se siembra en suelo, se recomienda adecuarlo correctamente con el fin de dejarlo suelto para permitir el desarrollo del sistema radicular (Cámara de Comercio de Bogotá., 2015).

2.3.1. Propagación

La propagación de lechuga se realiza mediante semilla.

2.3.2. Germinación

Para la germinación se emplean bandejas con alveolos para la producción de plántulas sobre sustratos que contienen fertilizantes. Las semillas se siembran a una profundidad de 4 milímetros y se tapan con el mismo sustrato (se puede utilizar turba), y se aporta la humedad suficiente sin exceso. La temperatura de germinación debe ser entre 15 ⁰C y 18 ⁰C y humedad relativa alrededor del 80 %. El tiempo de permanencia en el semillero es de 4 a 6 semanas (Kuepper et al., 2004).

2.3.3. Trasplante

Posteriormente se realiza el trasplante una vez las plántulas hayan alcanzado de 8 a 12 cm de altura, o cuando hayan desarrollado de 4 a 6 hojas verdaderas. Se debe humedecer el suelo a capacidad de campo (suelo saturado sin generar encharcamientos) para crear las condiciones adecuadas de humedad para que la planta no sufra un estrés fisiológico. Esta actividad se debe realizar en momentos frescos del día como en las primeras horas de la mañana o en las últimas de la tarde (Montesdeoca, 2008).

5

2.3.4. Preparación del terreno

La preparación del suelo se debe realizar con 30 a 40 días de anticipación al trasplante a una profundidad de 30 cm. Se debe realizar una pasada de arado de cincel con el objeto de roturar el suelo, airearlo y exponer a las condiciones meteorológicas a los adultos, huevos y larvas de plagas o agentes patógenos que se encuentren en campo. Posteriormente se realiza la nivelación del terreno para acondicionar la distribución del agua al cultivo. Si el cultivo es en suelo se acostumbra a elaborar surcos y camas los cuales se trazan siguiendo las curvas de nivel para prevenir erosión por el arrastre de materiales. La desinfección del suelo es una práctica recomendada en el cultivo de lechuga, en especial cuando se han detectado agentes fungosos en el suelo (Sánchez, 2009).

2.3.5. Siembra

La siembra puede realizarse de formas diferentes, por lo que para su elección, se deben tener en cuenta parámetros como el área del terreno, densidad de siembra esperada, manejo fitosanitario, entre otros. Cuando se realiza siembra en surcos sencillos, la distancia recomendada entre plantas es de 30 x 25 cm. Si se emplea el método de tres bolillos (plantas sembradas en filas paralelas, de modo que las plantas de una fila correspondan al medio de los huecos de la fila inmediata, formando triángulos equiláteros) con 17 cm en ambos sentidos, se obtiene una densidad de 170 000 plantas por hectárea. Por otra parte, en camas de 1 metro de largo la distancia recomendada es de 17 cm entre planta obteniendo 124 416 plantas por hectárea (Montesdeoca, 2008).

2.3.6. Aporque

Con el primer deshierbe se debe realizar un aporque para fijar las plantas al suelo; se realiza acumulando suelo al pie de las plantas (Montesdeoca, 2008).

2.4. Variedades de lechuga

Las variedades de lechuga se pueden clasificar en los siguientes grupos botánicos; según Casaca (2005).

2.4.1. Romanas.

Lactuca sativa var. Longifolia, no forman un verdadero cogollo, las hojas son oblongas, con bordes enteros y nervio central ancho, ejemplo: la Romana y la Baby

2.4.2. Acogolladas.

Lactuca sativa var. Capitata, estas lechugas forman un cogollo apretado de hojas, ejemplo: Batavia, Mantecosa o Trocadero, Iceberg

2.4.3. De hojas sueltas.

Lactuca sativa var. Inybacea, son lechugas que poseen las hojas sueltas y dispersas, ejemplo: Lollo Rossa, Red Salad Bowl, Cracarelle

2.4.4. Lechuga espárrago.

Lactuca sativa var. Augustaza, son aquéllas que se aprovechan por sus tallos, teniendo las hojas puntiagudas y lanceoladas. Se cultivan principalmente en China y la India

2.5. Enfermedades que afectan la raíz de la lechuga causadas por hongos

Durante la germinación y en la fase de crecimiento de la lechuga, es muy notorio en el semillero el marchitamiento y estrangulamiento en la base del cuello; luego la muerte de la planta debido al ataque de uno o más hongos. El hongo Rhizoctonia sp., también ataca las cabezas de lechuga, provocando áreas marrón oscuras, viscosas, que luego se secan y mueren dejando al final las plantas momificadas. Este hongo persiste en el suelo y se ve favorecido por condiciones húmedas. El hongo Fusarium spp., también puede provocar pudrición del sistema radicular en las

6

plantaciones de lechuga establecidas después del trasplante, especialmente en terrenos de textura pesada y donde hay mal drenaje (AGROSIEMBRA, 2017).

2.5.1. Fusarium spp.

El género Fusarium es un grupo de hongos filamentosos ampliamente distribuidos en el suelo y plantas. Debido a su capacidad de crecer a 37 ⁰C, son considerados oportunistas (Tapia & Amaro, 2014).

2.5.1.1. Taxonomía de Fusarium spp.

Según Nelson et al., (1994)

Reino: Fungi

División: Ascomycota

Subdivisión: Pezizomycota

Clase: Sordariomycetes

Orden: Hypocreales

Familia: Nectriaceae

Género: Fusarium spp. (Anamorfo).

2.5.1.2. Signos y síntomas

Los síntomas más característicos son el amarillamiento y detenimiento del crecimiento de la planta. Las plántulas del semillero afectadas se marchitan y mueren. Los tejidos vasculares de las raíces, coronas y peciolos se decoloran y toman un aspecto pardo rojizo; es típico el sabor amargo de las plantas. La enfermedad es más destructiva durante los periodos calientes, el hongo se establece en el suelo y subsiste en forma de clamidóspora, la penetración se realiza principalmente a través de las raíces jóvenes. El medio de lucha más efectivo es el uso de variedades tolerantes o resistentes (AGROSIEMBRA, 2017).

Produce el marchitamiento de las plantas de lechuga, el hongo invade las plantas por las raíces, crece en el xilema de plantas, se transporta por el agua y los nutrientes de las raíces al follaje el xilema se obstruye, la planta se marchita y muere. Las plantas más viejas pueden sobrevivir, pero a menudo con retraso en el crecimiento, las plantas infectadas suelen mostrar decoloración rojiza en la corteza del tallo principal (Matheron, 2008).

2.5.1.3. Morfología

Los hongos del género Fusarium spp. son organismos haploides que forman colonias muy variables en forma y coloración. Así encontramos especies que forman colonias en las que hay una abundante producción de micelio aéreo algodonoso, mientras que en otros casos las colonias apenas tienen micelio de este tipo. La pigmentación de las colonias y los cultivos de las distintas especies de Fusarium spp. varía desde coloraciones claras como el blanco o el amarillo hasta coloraciones más oscuras como el violeta o el marrón. Las condiciones de cultivo y el tipo de medio de cultivo utilizado son claves en la adopción de una u otra pigmentación. Los pigmentos producidos por el hongo en algunos casos son fotosensibles, en otros casos son sensibles al pH del medio al que son excretados por el propio hongo (Leslie & Summerell, 2006).

Las especies del género forman esporas pluricelulares en forma de macroconidios. Éstos son muy característicos: son fusiformes, hialinos, alargados, curvados y septados, y se forman, en la mayoría de las especies, en una estructura especializada denominada esporodoquio. La forma más o menos curvada, el grosor de la zona central de la espora, y la forma y tamaño de las células apicales y basales de los macroconidios se consideran caracteres distintivos de cada especie (Leslie & Summerell, 2006).

7

Algunas especies del género tienen la capacidad de producir esporas en forma de microconidios, de un tamaño menor que el que presentan los macroconidios, con una o dos células; y aunque generalmente no son septados, en algunos casos pueden presentar de 1 a 2 septos. La forma de los microconidios es variable (arriñonada, ovalada, ovoidal, Entre otros), pudiendo encontrarse diferentes formas dentro de un mismo cultivo. Los microconidios se producen en conidióforos cuyas células pueden ser bien monofiálidas con una única salida para esporas en cada célula o bien polifiálidas con varias salidas para esporas en cada célula (Leslie & Summerell, 2006), en ambos casos con una longitud que puede ser mayor o menor dependiendo de la especie.

En algunas especies se ha observado también la producción de formas de resistencia denominadas clamidósporas. Presentan una o dos células, tienen forma esférica y su pared está engrosada. Su formación requiere de un tiempo prolongado (más de seis semanas desde el inicio del cultivo) y no suelen producirse en un número elevado (Leslie & Summerell, 2006).

2.5.1.4. Etiología

Los hongos del género Fusarium spp. son ascomicetos (anamorfo) filamentosos y cosmopolitas, tienen un micelio bien desarrollado, septado y conidióforos característicos, aunque algunas especies tienen un talo unicelular. Son considerados principalmente como hongos de campo (Sumalan et al., 2013).

2.5.1.5. Control

El control de los organismos fitopatógenos del suelo es de los más difíciles de lograr; para ello se han desarrollado prácticas culturales, control biológico y control químico, siendo este último el más utilizado por ser económico y eficaz, en comparación con otras medidas. (Rubio et al., 2008).

En el tratamiento de enfermedades causadas por Fusarium spp. y otros hongos se utilizan fungicidas sistémicos como los benzimidazoles, en este grupo se incluyen el benomil, carbendazim, tiabendazol, y tiofanato. (Agrios, 2005). Sin embargo, es probable que estos fungicidas sean agentes mutagénicos de las plantas, así como que pudieran incrementar el grado de resistencia de los patógenos ante su efecto.

2.5.2. Podredumbre blanca en la lechuga (Sclerotinia sclerotiorum)

Según Pérez et al. (2009), la pudrición blanda causada por Sclerotinia sclerotiorum y Sclerotinia minor, es la enfermedad más limitante en Colombia y ocasiona pérdidas económicas en la lechuga equivalentes a una reducción entre el 30-50 % de la población de plantas. Tanto las condiciones climáticas como la densidad de los esclerocios en el suelo influencian los niveles de pérdidas en el cultivo, siendo por lo tanto esta enfermedad de gran importancia para el horticultor.

2.5.2.1. Taxonomía de Sclerotinia sp.

Según Agrios, (2005).

Reino: Fungi

Filo: Ascomycota

Subdivisión: Leotiomycetes

Clase: Dothideomycetes

Subclase: Leotiomycetidae

Orden: Helotiales

Familia: Sclerotiniaceae

Género: Sclerotinia

Especie: Sclerotinia sp. (Lib.)

8

2.5.2.2. Signos y Síntomas

La infección se empieza a desarrollar sobre los tejidos cercanos al suelo, pues la zona del cuello de la planta es donde se inician y permanecen los ataques luego produce un marchitamiento lento en las hojas, iniciándose en las más viejas, y continúa hasta que toda la planta queda afectada; en el tallo aparece un micelio algodonoso que se extiende hacia arriba en el tallo principal (AGROSIEMBRA, 2017).

Se produce una pudrición blanda acuosa con producción de micelio blanco abundante, que al compactarse forma esclerocios de coloración negra. El hongo puede establecerse y destruir completamente la corona de la planta. Las hojas más viejas se marchitan y la pudrición avanza hasta colapsar la planta completa. Es una enfermedad cuya incidencia tiende a aumentar hacia la madurez de la planta, observándose daños en periodo de pre-cosecha a cosecha (Soto, 2017).

Este hongo provoca pudrición en las plantas (raíces y cuello), las cuales se marchitan y mueren. La enfermedad se distingue también por la presencia de esclerocios que se manifiestan mediante pequeñas granulaciones de color oscuro y además se tiende a formar un micelio blanco en la planta. El desarrollo de esta enfermedad se ve favorecido por periodos húmedos y frescos; el hongo inverna en los residuos de plantas y lechugas silvestres, tomate, repollo y apio, pudiendo permanecer como esclerocios durante muchos años en el suelo. Los esclerocios del hongo tienen un largo poder germinativo en el suelo y cuando las condiciones ambientales son propicias, germinan, estas características hacen difícil el control (AGROSIEMBRA, 2017).


Se caracteriza por producir esclerocios esféricos con diámetro entre 0.5 mm. a 2 mm. aproximadamente. Infecta primariamente la lechuga por la germinación de esclerocios los cuales producen masas de hifas que entran en contacto con las raíces, corona y hojas senescentes de la planta. Las condiciones óptimas para la germinación de los esclerocios es a una temperatura de 15 ⁰C y alta humedad del suelo. Los esclerocios presentan germinación carpogénica, aunque rara vez ha sido observada en la naturaleza, presentando ascosporas que se caracterizan por contener cada una 4 núcleos (Melzer & Boland, 1994).

2.5.2.4. Etiología

Se trata de una enfermedad principalmente de suelo, por tanto las tierras nuevas están exentas de este parásito o con infecciones muy leves (AGROSIEMBRA, 2017).

La infección ocurre principalmente por la emergencia de micelio cerca de la planta infectada. Las plantas pueden ser atacadas desde la etapa de semillero hasta la madurez (Wifets & Butlock, 1992).

La incidencia de la enfermedad esta correlacionada con el número de esclerocios en el suelo, aunque un sólo esclerocio viable dentro de una zona de competencia puede causar infección La zona de competencia está definida como la máxima distancia y profundidad a las cuales el esclerocio puede causar infección (Subbarao et al., 1996).

2.5.2.5. Control

Se recomienda realizar araduras profundas para enterrar los esclerocios del hongo y evitar que estos germinen e inicien la infección del cultivo. Controlar los riegos para evitar un exceso de humedad y aplicar rotación de cultivos (Valencia, 1995).

La rotación de cultivo contribuye a la disminución de las pérdidas producidas por esta enfermedad. La alta humedad favorece el desarrollo del hongo, por lo que se debe evitar el riego por surcos y propiciar un buen drenaje que permita disminuir la humedad excesiva en la superficie. Se deben eliminar las plantas con sintomatología para reducir el inóculo en campo.

9

También se deben eliminar los restos de planta posterior a la cosecha, a través de una aradura profunda (Valencia, 1995).

También se debería considerar la desinfección de suelo con productos fumigantes como methamsodio, + 1.3 dicloropropeno + cloropicrina o alternativas biológicas como biofumigación (Soto, 2017).

2.5.3. Podredumbre de cuello y raíz (Rhizoctonia solani)

Los principales daños se producen en plantas jóvenes, provocando una lesión consistente en el cuello, de color marrón, que llega a estrangularlas en el punto de contacto con el suelo. En determinados momentos y condiciones del cultivo, también puede afectar a plantas adultas, colonizando las hojas exteriores que están en contacto con el suelo. Al iniciarse la infección las nervaduras de las hojas adquieren tonalidades rojizas, luego el limbo se necrosa adquiriendo aspecto papiráceo, para quedar sólo la epidermis; si alcanza el cuello de la planta se produce el amarillamiento de las hojas exteriores. Las lesiones producidas por Rhizoctonia son colonizadas por bacterias saprofitas productoras de podredumbre blandas delicuescentes, las zonas afectadas por el hongo en condiciones favorables se cubren de un micelio algodonoso de color pardo, antes de formarse los microesclerocios (FitoDiagnóstico, 2017).

No solo causa pudrición radicular sino que también causa enfermedades foliares como manchas y tizones. El control es costoso y difícil dado que este hongo produce estructuras de resistencia que prevalecen por varios años en el suelo (Oirsa, 1999).

2.5.3.1. Taxonomía de Rhizoctonia sp.

Según (KÜHN 1858).

Reino: Fungi

Filo: Basidiomycota

Clase: Hyphomycetes

Subclase: Incertae sedis

Orden: Agonomicetales

Familia: Agonomicetaceae

Género: Rhizoctonia

Especie: Rhizoctonia sp.

2.5.3.2. Etiología

Es un hongo del suelo, se caracteriza por hifas ramificadas y septos formados muy próximos a esas ramificaciones, las hifas son de color marrón oscuro, las células son multinucleadas y la base de la célula que da origen a una ramificación tiene una constricción (Parmeter, 1969 & Ogoshi, 1985).


Las plantas afectadas se tornan de color amarillo, presentan escaso desarrollo, pierden anclaje y cuando el hongo se extiende hacia las hojas inferiores, los tejidos afectados se tornan de un color marrón oscuro y sobre la superficie crece un moho blanquecino que posteriormente se torna amarillento y por último de color marrón, formando costra sobre la superficie (Oirsa, 1999).

10

2.5.3.4. Control cultural

Rotación de cultivos, eliminación o quema de los restos de cosecha. Esta práctica es válida para eliminar el micelio del hongo que se encuentra en restos de tallos y hojas infectadas en el campo después de la cosecha (Castro, 1989). Usar fertilizantes nitrogenados a base de nitratos (nitrato de calcio o nitrato de potasio) en vez de urea (Oirsa, 1999) así como cantidades moderadas de fósforo y altas a moderadas de potasio (Martínez, 2004). Incrementar la circulación de aire y mejorar el drenaje del suelo son prácticas culturales aplicables al control de casi todas las enfermedades causadas por hongos. Aplicar cal si el pH del suelo es menor de 6.5 (Martínez, 2004).

2.5.4. Cylindrocarpon sp.

En ausencia de hospedantes pueden subsistir largos periodos en condiciones desfavorables por medio de estructuras de resistencia. En un suelo infectado, y en presencia de un hospedero, estas formas de resistencia se estimulan y activan, desarrollando un micelio o produciendo zoosporangios. Estos últimos originan zoosporas con gran capacidad infectiva y quimiotaxismos que le permiten dirigirse a los sitios más susceptibles, cuello y raíces, necesitando agua libre para su movilidad. La infección se produce generalmente por heridas, en forma directa solamente se origina en las raicillas. Cylindrocarpon destructans tiene su micelio tabicado y genera esporas de resistencia denominadas clamidosporas (Cucchi & Becerra, 2015).

2.5.4.1. Taxonomía de Cylindrocarpon sp.

Según Chaverri et al., (2011).

Reino: Fungi

Filo: Ascomycota

Clase: Sordariomycetes

Subclase: Hypocreomycetidae

Orden: Hypocreales

Familia: Neonectria e llyonectria

Género: Ilyonectria

Especie: Ilyonectria radicicola; Cylindrocarpon destructans (anamorfo) (Zinssm.)


Los síntomas que se pueden observar en una planta enferma, no son específicos a un determinado patógeno, más bien varios de ellos pueden producir la misma sintomatología, por lo que se hace necesario un análisis de laboratorio para aclarar la causa verdadera de la enfermedad. Los primeros síntomas que puede manifestar la parte aérea de una planta atacada es un marchitamiento de algunos brotes jóvenes, con abarquillado de hojas, pudiendo presentarse también clorosis. Se observa un retraso en el crecimiento de ese sector. Los síntomas pueden ir generalizándose con cierta rapidez al resto de la planta, siguiendo una necrosis de los brotes, ramitas y ramas desde el ápice hacia abajo, terminando por una muerte total de la planta. Los síntomas descritos anteriormente pueden ser precedidos por ataques en dos lugares: cuello y raíces. La sintomatología allí producida se denomina podredumbre de cuello y podredumbre o necrosis de raíces. La podredumbre del cuello es la manifestación más frecuente, se presenta en el cuello y en la zona cercana al mismo por encima y por debajo. La zona afectada manifiesta una lesión pardo-rojiza oscura que puede llegar a ser casi negra, de aspecto húmedo, con tejidos disgregados. La lesión abarca los tejidos corticales penetrando muy poco en la madera. La podredumbre o necrosis de raíces es una manifestación menos frecuente y se caracteriza por la destrucción de las raíces y raicillas. Su diagnóstico es dificultoso (Cucchi & Becerra, 2015).

11


Morfológicamente el género Cylindrocarpon sp. se caracteriza por presentar fiálidas largas. Los conidios, que son hialinos, se originan a partir de estas fiálidas en forma basípeta sin llegar, en general, a formar cadenas. Los macroconidios pueden ser rectos o ligeramente curvados, cilíndricos a fusoides, con los extremos redondeados y con 1 a 10 septos. Los microconidios, si están presentes, también pueden ser rectos o ligeramente curvados, con los extremos redondeados y con 0 a 1 septo. Puede o no formar clamidosporas; éstas se originan en el micelio pero también pueden producirse en los macroconidios; son hialinas a marrones, globosas y pueden estar aisladas, en cadenas o agrupadas y de forma intercalar o terminal. Asimismo, los aislados presentan una gran variabilidad morfológica, las colonias pueden ser blancas, beiges, naranjas, marrones o púrpuras, mientras que el micelio puede ser ralo u algodonoso y puede o no formar esporodoquios (Booth, 1966; Samuels & Brayford, 1990).

2.5.4.4. Etiología

Tienen como hábitat el suelo, la presencia de agua superficial en el suelo, por riego o lluvias, disemina rápidamente los agentes patógenos desde zonas infectadas a sanas. Suelos con problemas de anegamiento o drenaje son predisponentes al desarrollo de estas enfermedades. La temperatura no es un factor limitante, puede variar en un amplio rango, entre 5 y 30 ⁰C. La excesiva fertilización nitrogenada genera tejidos vulnerables a la agresión de los agentes patógenos. La difusión de tecnologías modernas como la de riego presurizado, permite mantener la humedad de campo cercana a saturación, generando de esta manera asfixia radicular que favorece el ataque de estos microorganismos (Cucchi & Becerra, 2015).

2.5.4.5. Control

Se basan principalmente en medidas culturales: utilización de material vegetal sano y prevención o corrección de las condiciones que puedan causar estrés en las plantas durante los primeros estados de crecimiento y que podrían favorecer el desarrollo de la enfermedad (riegos excesivos o periodos extensos sin agua, etc.) (Halleen et al., 2006). Estas medidas contribuyen a que las plantas permanezcan libres de Cylindrocarpon durante un período de tiempo más prolongado. Asimismo, las investigaciones que se están desarrollando actualmente, están enfocadas principalmente al saneamiento de las plantas en la etapa de vivero mediante medidas de control químico, físico o biológico.

Respecto al control, los ensayos efectuados in vitro demostraron que tanto los tratamientos con fungicidas como con agua caliente tienen un gran potencial para controlar de manera eficaz a estos dos hongos. Los fungicidas captan, didecildimetil cloruro amónico, cubiet, oxicloruro de cobre y thiram inhibieron la germinación de los conidios de ambas especies a niveles muy satisfactorios; mientras que carbendazima, procloraz, imazalil y quinosol mostraron un buen efecto en la reducción del crecimiento miceliar. En cuanto a los tratamientos con agua caliente, la exposición de aislados de Cylindrocarpon liriodendri y Cylindrocarpon macrodidymum a tratamientos de 46 ⁰C fueron suficientes para inhibir completamente la germinación de conidios; mientras que para detener el desarrollo miceliar se requirieron tratamientos de, al menos, 48 ⁰C durante 60 minutos. (Alaniz, 2015).

12

2.6. Postulados de Koch

Según Agrios (2005), cando un patógeno se encuentra en una planta enferma, puede ser fácilmente identificado utilizando manuales especializados; en caso de que se tenga la certeza de que el patógeno es la causa de la enfermedad, podrá considerarse entonces que ha concluido el diagnóstico. Sin embargo, en caso de que sea probable que el patógeno represente la causa de la enfermedad, pero que no existan registros anteriores que apoyen esa suposición, tendrán que considerarse los siguientes puntos para comprobar la hipótesis de que el patógeno es la causa de esa enfermedad:

1. El patógeno debe encontrarse asociado con la enfermedad en todas las plantas enfermas que se “examinen”.

2. El patógeno debe aislarse y desarrollarse en un cultivo puro en medios nutritivos y se deben describir sus características-(parásito no obligado) o bien debe permitirse que se desarrolle sobre una planta hospedante susceptible (parásito obligado) y registrar su presencia y los efectos que produzca.

3. El patógeno que se desarrolle en un cultivo puro debe ser inoculado en plantas sanas de la misma variedad o especie en que apareció la enfermedad y debe producir la misma enfermedad en las plantas inoculadas.

4. El patógeno debe aislarse una vez más en un cultivo puro y sus características deben corresponder a las anotadas en el segundo punto.

13

3. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. Ubicación del experimento

La presente investigación se realizó en el Laboratorio de Fitopatología de la Facultad de Ciencias Agrícolas de la Universidad Central del Ecuador, Tumbaco-Pichincha.

Campo Docente Experimental la Tola (CADET)

Parroquia: Tumbaco

Cantón: Quito

Provincia: Pichincha

Altitud: 2480 msnm

Latitud: 00°13’46’’ S 0°13'45.26"S

Longitud: 78°22’00’’ O 78°22'17.89"O (INAMHI, 2015).

3.1.1. Características del sitio experimental

3.1.2. Características climáticas

Temperatura máxima anual 27.9 °C

Temperatura mínima anual 8.0 °C

Temperatura promedio anual: 15.7 °C

Precipitación promedio anual: 867 mm

Humedad relativa: 75 %

Luminosidad: 186.5 horas luz

Evaporación: 137.5 mm (INAMHI, 2015).

Figura 1. Ubicación del sitio experimental.

14

3.2. Ubicación de las localidades muestreadas.

3.2.1. Localidad 1: Finca Orgánica Chaupi Molino

Esta finca se encuentra ubicada en la provincia de Pichincha en el cantón Quito en la parroquia Pifo, sector Chaupi Molino a una altitud de 2480 m.s.n.m., latitud geográfica 0°12'15.96" S longitud geográfica 78°20'35.67"O

Figura 2 Finca Orgánica Chaupi Molino.

3.2.2. Localidad 2: Finca Hortalizas Zamorano

Esta finca se encuentra ubicada en la provincia de Pichincha en el cantón Quito en la parroquia de Pifo, a una altitud de 2480 m.s.n.m., latitud geográfica 0°13'45.69"S longitud geográfica 78°20'38.53"O

Figura 3 Finca Hortalizas Zamorano

15

3.2.3. Localidad 3: Campo Docente Experimental la Tola (CADET)

Esta finca se encuentra ubicada en la provincia de Pichincha en el cantón Quito en la parroquia Tumbaco, sector la Tola a una altitud de 2480 m.s.n.m., latitud geográfica 0°13'41.03"S longitud geográfica 78°22'19.22"O

Figura 4 Campo Docente Experimental La Tola (CADET).

3.2.4. Localidad 4: Finca La Huerta

Esta finca se encuentra ubicada en la provincia de Pichincha en el cantón Quito en la parroquia de El Quinche, sector Ulapamba a una altitud de 2480 m.s.n.m., latitud geográfica 0°5'17.33"S longitud geográfica 78°19'25.71"O

Figura 5 Finca La Huerta

16

3.2.5. Materiales

3.2.6. Reactivos

PDA (Potato Dextrosa Agar) DIFCO

Cloranfenicol

Ácido láctico

3.2.7. Materiales de laboratorio

Cajas Petri de vidrio (9 cm de diámetro)

Tubos de tapa rosca de vidrio

Mechero de vidrio.

Vasos de precipitación (200 ml.)

Pinza punta recta y fina

Cámara de newbauer.

Mango y hojas de bisturí

Fundas: plásticas; de papel y polifan

Portaobjetos y cubreobjetos

Papel aluminio

Organizador de plástico

Pala de jardín

Servilletas

Libreta de campo y de laboratorio

Alcohol antiséptico

Alcohol industrial

3.2.8. Equipos

Cámara de flujo laminar BioBase

Autoclave Horizontal

Refrigeradora

Incubadora Memmert 25 oC.

Microscopio Optika

Balanza radwag d = 0,01g.

Balanza radwag d = 0,1 mg.

Agitador de tubos

Estéreo microscopio Optika

Calculadora

Cámara fotográfica

17

3.3. Métodos

El ensayo se realizó en tres fases, la primera fase de campo, la segunda fase de laboratorio y la tercera fase de pruebas de patogenicidad en invernadero.

3.3.1. Fase de campo

Se procedió a determinar la incidencia de infección de las lechugas, se realizó un conteo de 100 plantas al azar, entre las cuales se observó el número de plantas sanas vs plantas enfermas en cada localidad, para la incidencia de infección (IE) se utilizó la siguiente fórmula:

IE =

x 100 (Masyahit et al., 2009).

En cada finca se seleccionaron tres plantas con síntomas de amarillamiento, reducción del crecimiento, marchitez y con signos de enfermedad para el caso de Sclerotinia sp.

Se procedió a su extracción con la ayuda de una pala de jardín, se tomó la planta completa con pan de tierra, se colocó en una funda de papel dentro de una funda plástica, se identificó el lugar de la muestra y el número de muestra, la fecha (Figura 37, 38, 39), luego se colocó en un recipiente plástico, para posteriormente llevar al laboratorio de fotopatología.

3.3.2. Fase de laboratorio

En esta fase se procesaron todas las muestras recolectadas en las diferentes localidades según la metodología descrita por Agrios (2005).

Previamente se prepararon y esterilizaron (121 ⁰C, 15 PSI durante 15 minutos) el medios de cultivo, PDA (Potato Dextrosa Agar) + ácido láctico.

Figura 6 Preparación del medio de cultivo PDA + ácido láctico.

En el laboratorio se limpió el exceso de tierra de las raíces enfermas, posteriormente se realizó un lavado con agua de grifo.

18

Figura 7 Limpieza del exceso de tierra de la raíz de la lechuga.

Se cortaron segmentos semiafectados de 0,5 mm, se desinfectaron en hipoclorito de sodio al 2,5 % durante tres minutos, luego tres lavados con agua destilada esterilizada.

Figura 8 Desinfección de segmentos de raíz de lechuga con hipoclorito de sodio al 2,5 %.

19

Se sembraron cinco segmentos de la raíz de la lechuga por medio de cultivo, este proceso se realizó dentro de una cámara de flujo laminar para evitar contaminación.

Figura 9 Siembra de segmentos de lechuga en PDA + Ácido láctico y PDA + Cloranfenicol.

Se sellaron las cajas Petri con rollopak y se incubaron a 25 oC durante siete días.

Figura 10 Incubadora para aislamiento de hongos a 25 ⁰C.

Luego se realizó la purificación de los hongos a los cinco días de incubación en tres tubos de tapa rosca los cuales contenían PDA, estos tubos se incubaron a 25oC durante siete días.

Transcurridos siete días de incubación se colocaron las cajas Petri a temperatura ambiente para lograr mayor esporulación.

Bajo el microscopio óptico se observaron las estructuras de cada hongo y se compararon con las

clave taxonómica de Barnett Hunter, (1987). En este proceso fue posible identificar las estructuras morfológicas de cada hongo.

20

Figura 11 Identificación de estructuras morfológicas de los hongos encontrados.

3.3.3. Fase de pruebas de patogenicidad

Esta fase consiste en inocular y comprobar el efecto del hongo en plantas sanas procedentes de semillas certificadas.

Se esterilizó humus en autoclave horizontal a 121 ⁰C durante 120 minutos a 15 libras de presión.

Figura 12 Esterilización de Humus en autoclave a 121 ⁰C 15 libras de presión durante 120 minutos.

Se sembraron semillas certificadas de lechuga de las variedades criolla, seda verde y Wals, en el sustrato esterilizado.

21

Figura 13 Variedades certificadas de lechuga para las pruebas de patogenicidad.

Se trasplantaron dos plántulas por vaso de 11 onzas a los 15 días de la siembra.

Figura 14 Trasplante de plántulas de lechuga en invernadero.

Se realizó una reactivación de los hongos encontrados, en medio de cultivo PDA y se llevó a la incubadora durante dos semanas.

Antes de realizar la inoculación en el laboratorio se realizó el conteo de conidios mediante la cámara de newbabuer, esto se realizó para los hongos Fusarium spp. y Cylindrocarpon sp.

Para la investigación se utilizaron 10 plantar por hongo a inocular y una planta testigo que se inoculó con agua destilada esterilizada.

22

A los 25 días de crecimiento de la lechuga se inocularon los hongos:

Finca orgánica Chaupi Molino se inocularon los hongos Fusarium spp y Cylindrocarpon sp. de 15 días de edad. Se colocaron 5 ml del inoculo a una concentración de conidios 1 x10-6 /ml. a la base de la planta.

Finca Hortalizas César Zamorano se inocularon en plantas de 25 días de edad los hongos Rhizoctonia sp. y Sclerotinia sp. de 15 días de edad, colocando cinco esclerocios en el cuello de la planta.

Finca CADET se inoculo en plantas de 25 días de edad el hongo Fusarium spp. de 15 días de edad, Se colocó 5 ml del inoculo a una concentración de conidios 1 x10-6 /ml. a la base de la planta.

Finca La Huerta se inocularon en plantas de lechuga de 25 días los hongos Fusarium spp de 15 días de edad. Se colocó 5 ml del inoculo a una concentración de conidios 1 x10-6 /ml. a la base de la planta y el hongo Sclerotinia sp. de 15 días de edad, colocando cinco esclerocios al cuello de la planta.

A los cinco días de la inoculación se observaron los signos y síntomas de enfermedad en las lechugas para posteriormente ser llevadas al laboratorio (sólo para Sclerotinia sp.).

Fugura 15 Plantas de lechuga con signos y síntomas de enfermedad.

En el laboratorio se reaislaron las muestras conforme al procedimiento de aislamiento descrito por Agrios, (2005).

Transcurrido los siete días se compararon las características culturales y morfológicas iniciales de los hongos con los resultados del reaislamiento.

23

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

4.1. Finca Orgánica Chaupi Molino.


En la Finca Orgánica Chaupi Molino se observaron plantas con síntomas de amarillamiento, disminución del crecimiento y marchitez, con incidencia de infección del 4 %, mientras que Pérez et al., (2009) reporta una incidencia de hasta el 52% en pudrición radicular en lechuga. Posiblemente debido al manejo agronómico que incluye rotación de cultivos, o las cepas de los hongos encontrados no son patogénicas.


Se observaron las características morfológicas de Fusarium spp. y Cylindrocarpon sp. en medio de cultivo PDA.

Figura 16 Fusarium spp. en el tipo de lechuga Criolla en la Finca Orgánica Chaupi Molino (a) Planta semiafectada, (b) Aislamiento en PDA, (c) Hongo observado al microscopio óptico, (d) Fusarium

spp. según la clave taxonómica de Barnett Hunter, (1987).

Características de Fusarium spp.

Se observó micelio blanco algodonoso, aéreo que crece al contorno del segmento infectado, no se extiende por todo el medio de cultivo. Al microscopio óptico se observaron macroconidias hialinas en forma de canoa con 4 a 6 septos, microconidias abundantes ovoides de una a dos células

hialinas. Características que coinciden con lo que reporta la clave de Barnett Hunter, (1987) que describen a Fusarium spp. con micelio blanco, conidióforo variable, delgado y simple, ramificado, irregular o con un verticilo de fialides simples o agrupadas en esporodoquio; conidios hialinos, variables principalmente de dos clases; macroconidios abundantes, ligeramente curvados o doblados en los extremos puntiagudos, típicamente en forma de canoa; microconidios ovoides u

24

oblongos, nacidos solos o en cadenas; algunos conidios intermedios, células oblongos o ligeramente curvados.

Figura 17 Cylindrocarpon sp. en el tipo de lechuga Seda verde en la Finca Orgánica Chaupi Molino: (a) Planta semiafectada, (b) Aislamiento en PDA, (c) Hongo observado al microscopio óptico y (d)

Cylindrocarpon sp. según la clave taxonómica de Barnett Hunter, (1987).

Características de Cylindrocarpon sp.

Se observó micelio blanco algodonoso, al madurar cambió a coloración café en el medio de cultivo, crece alrededor de los segmentos de raíz infectada. Visto al microscopio posee conidióforos cortos, macroconidias hialinas, cilíndricas de 3 a 4 septos, microconidias de una a

dos células hialinas. Estas características coinciden con las descritas por Barnett Hunter, (1987) que citan a Cylindrocarpon con conidióforos erectos, hialinos, ramificados, irregulares, que terminan en fialides delgadas (conidióforos más cortos a menudo presentes), fialides usualmente con collarette; conidios mayormente de 3 a 4 células pero a menudo variables, hialinos, cilíndricos, producidos sucesivamente y agregados en pequeños fascículos; saprófita o parásita.

4.1.3. Fase de prueba de patogenicidad

A los 8 días después de la inoculación independiente con Fusarium spp. y Cylindrocarpon sp., las plantas no presentaron síntomas de amarillamiento y decaimiento comparados con las plantas testigo. Posiblemente porque son especies saprofita en el suelo, que según Agrios (2005) cita que algunos hongos fitopatógenos son habitantes del suelo; es decir que tienen la capacidad de sobrevivir por tiempo indefinido como organismos saprófitos (como es el caso de Pythium, Fusarium y Rhizoctonia). Cylindrocarpon sp. tiene como hábitat el suelo según afirman (Bigre et al., 1990; Cucchi & Becerra, 2015).

25

Figura 18 Pruebas de patogenicidad para Fusarium spp. en la Finca Orgánica Chaupi Molino: (a) Plantas de lechuga inoculadas con Fusarium spp., (b) Plantas inoculadas a los 4 días, (c) Plantas inoculadas a los 11 días, (d) planta inoculada a los 17 días y (e) Planta testigo a los 17 días.

Figura 19 Pruebas de patogenicidad para Cylindrocarpon sp. en la Finca orgánica Chaupi Molino: (a) Plantas de lechuga inoculadas con Cylindrocarpon sp., (b) Plantas inoculadas a los 4 días, (c) Plantas inoculadas a los 11 días, (d) planta inoculada a los 17 días y (e) Planta testigo a los 17 días.

26

4.2. Finca Hortalizas Zamorano


En la Finca Hortalizas Zamorano se observaron plantas con síntomas de amarillamiento, disminución del crecimiento, marchitez y muerte con una incidencia de infección del 30 %, mientras que Pérez et al., (2009) reporta una incidencia de hasta el 52% en pudrición radicular en lechuga.

4.2.2. Fase de Laboratorio

En el laboratorio se observaron las características morfológicas y el crecimiento en medio de cultivo PDA de los hongos Sclerotinia sp y Rhizoctonia sp.

Figura 20 Sclerotinia sp. en el tipo de lechuga Criolla en la Finca Hortalizas Zamorano: (a) Planta afectada por Sclerotinia, (b) Aislamiento en PDA, (c) Esclerocios observados al microscopio óptico y (d) Sclerotinia según Streets, R.B. (1969).

Características de Sclerotinia sp.

Se observó micelio blanco algodonoso que crece de forma aérea, al inicio de crecimiento es casi transparente, su crecimiento es irregular llegando a colonizar todo el medio de cultivo a los siete días, forma esclerocios irregulares de color negro y de forma de agregado de suelo lo mismo que coinciden con Streets, R.B. (1969) y Agrios, (2005), que describen a Sclerotinia con esclerocios muy irregulares en forma y tamaño; (1/8 “a 1”); negros en la superficie, blancos en el interior. Los esclerocios producen abundante micelio blanco, en la superficie y dentro de los tallos. Conidias ausentes. Los esclerocios generan apotecios, gris claro, en forma de copa a la madurez. Ascosporas hialinas unicelulares y ovoideas.

27

Figura 21 Rhizoctonia sp. en el tipo de lechuga Seda verde de la Finca Hortalizas Zamorano: (a) Planta semiafectada, (b) Aislamiento en PDA, (c) Hongo observado al microscopio óptico y (d) Rhizoctonia según clave taxonómica.

Características de Rhizoctonia sp.

Se observó micelio crema que crece al contorno del segmento de la raíz infectada, se extiende por casi todo el medio de cultivo. Al microscopio las hifas son ramificadas, septadas y que forman ángulos rectos, al madurar forma esclerocios en forma de costra de color café claro o marron oscuro. Estas características coincide con las de (Pieczarka & Loorber, 1974; Weber, 1983), que describen a Rhizoctonia con micelio café-claro, septado, con ramificación en ángulo de 90⁰ y frecuentemente forma esclerocios, adheridos a estructuras vegetativas superficialmente. Los esclerocios pueden sobrevivir por largos periodos y germinan produciendo hifas. En ocasiones el estado basidial se desarrolla en el envés de las hojas que están secas, produciendo basidiosporas que son hialinas, unicelulares, oval a elongadas y miden 5-9 x 3-4 µ.


Screrotinia sp.

A los 4 días las después de la inoculación, las hojas presentaron amarillamiento, la planta se agobio totalmente; a los 8 días se observó micelio blanco algodonoso en la base de la planta y necrosamiento del xilema y floema; a los 11 días de la inoculación la planta murió.

Se determinó la incidencia de infección para el hongo Sclerotinia sp. el cual presento un 100 %.

28

Figura 22 Prueba de patogenicidad para Sclerotinia sp. (a) plantas inoculadas, (b y c) Plantas testigo, (d) Plantas a los 4 días de la inoculación, (e) Plantas a los 8 días de la inoculación y (f) Planta muerta a los 11 días de la inoculación.

Rhizoctonia sp.

A los 4 días después de la inoculación las hojas presentaron amarillamiento, a los 8 días se observó secamiento de las hojas viejas y una coloración café en el tallo, a los 11 días de la inoculación las plantas comenzaron a secarse y a los 17 días las plantas murieron.

La incidencia de infección para el hongo Rhizoctonia sp. fue del 20 % .

Figura 23 Pruebas de patogenicidad para el hongo Rhizoctonia sp. (a) plantas inoculadas, (b y c) Plantas testigo, (d) Plantas a los 4 días de la inoculación, (e) Plantas a los 8 días de la inoculación, (f) Planta a los 11 días de la inoculación y (g) Plantas a los 17 días de inoculación.

Cuando se reaislaron las raíces de plantas enfermas se determinó en los aislamientos a los hongos Sclerotinia sp. y Rhizoctonia sp. en la variedad de lechuga Criolla, y se observaron sus

características morfológicas que coinciden con las de la clave de Barnett Hunter (1987). Es decir se consideran hongos fitopatógenos responsables de la pudrición radicular en lechuga. Datos que concuerdan con lo que reporta Mendoza, (1999) y Agrios (2005).

29

4.3. Campo Docente Experimental la Tola (CADET)


En el CADET se presentaron plantas con síntomas de amarillamiento, reducción del crecimiento y marchitez con una incidencia del 2%. Según Pérez et al., (2009) reporta una incidencia de hasta el 52% en pudrición radicular en lechuga.


En el medio de cultivo PDA se observó el crecimiento el hongo Fusarium spp.

Figura 24 Fusarium spp. en el tipo de lechuga Criolla en el Campo Docente Experimental la Tola (CADET): (a) Planta semiafectada, (b) Aislamiento en PDA, (c) Macroconidias vistas al microscopio

óptico y (d) Fusarium según clave taxonómica Barnett Hunter, (1987)

Características de Fusarium sp.

Se observó micelio blanco algodonoso, de forma aérea que crece al contorno del segmento infectado, no se extiende por todo el medio de cultivo. Al microscopio óptico se observaron macroconidias hialinas en forma de canoa con 4 a 6 septos, características que coinciden con lo

que reporta la clave de Barnett Hunter, (1987) que describen a Fusarium spp. con micelio blanco, conidióforo variable, delgado y simple, ramificado, irregular o con un verticilo de fialides simples o agrupadas en esporodoquio; conidios hialinos, variables principalmente de dos clases; macroconidios abundantes, ligeramente curvados o doblados en los extremos puntiagudos, típicamente en forma de canoa; microconidios ovoides u oblongos, nacidos solos o en cadenas; algunos conidios intermedios, células oblongos o ligeramente curvados.


Las plantas inoculadas no presentaron síntomas hasta los 17 días de la inoculación.

30

Figura 25 Pruebas de patogenicidad para el hongo Fusarium spp. en la variedad de lechuga criolla; (a) Plantas inoculadas; (b) Planta testigo a los 17 días de inoculación; (c) Planta de lechuga a los 17 días después de la inoculación de Fusarium spp.

4.4. Finca La Huerta.


En la finca la huerta se presentó una incidencia del 12 %. Según Pérez et al., (2009) reporta una incidencia de hasta el 52% en pudrición radicular en lechuga.


En laboratorio se observó el crecimiento en medio de cultivo PDA y las características morfológicas de los hongos Sclerotinia sp. y Fusarium spp.

Figura 26 Sclerotinia en el tipo de lechuga Criolla en la Finca La Huerta: (a) Planta afectada por Sclerotinia, (b) Aislamiento en PDA, (c) Hongo observado al microscopio óptico y (d) Sclerotinia según Streets, R.B. (1969).

31

Características de Sclerotinia sp.

Micelio blanco algodonoso que crece de forma aérea, al inicio de crecimiento es casi transparente, su crecimiento es irregular llegando a colonizar todo el medio de cultivo a los siete días, forma esclerocios pequeños de color negro y de forma de agregado de suelo lo mismo que coinciden con Streets, R.B. (1969) y Agrios, (2005), que describen a Sclerotinia con esclerocios muy irregulares en forma y tamaño; (1/8“a 1”); negros en la superficie, blancos en el interior. Los esclerocios producen abundante micelio blanco, en la superficie y dentro de los tallos. Conidias ausentes. Los esclerocios generan apotecios, gris claro, en forma de copa a la madurez. Ascosporas hialinas unicelulares y ovoideas.

Figura 27 Fusarium spp. en el tipo de lechuga Criolla en la Finca La Huerta: (a) Planta semiafectada, (b) Aislamiento en PDA, (c) Macroconidias y (d)Fusarium según clave taxonómica

Barnett Hunter, (1987).

Características de Fusarium spp.

Se observó micelio blanco algodonoso que crece de forma aérea no se extiende por todo el medio de cultivo, al microscopio óptico se observaron macroconidias abundantes en forma de canoa.

Estas características coinciden con la clave de Barnett Hunter (1987), que describen a Fusarium spp con micelio tiene un aspecto algodonoso, conidióforo variable, delgado y simple, corto, ramificado, irregular o con un verticilo de fialides simples o agrupadas en esporodoquio; conidios (fialidosporas) hialinas, variables principalmente de dos clases, a menudo mantenidas en pequeñas y húmedas cabezas; macroconidios abundantes, ligeramente curvados o doblados en los extremos puntiagudos, típicamente en forma de canoa, parasítico en estados tempranos de plantas o saprófito en plantas en descomposición.

32


Se determinó 100% de incidencia de infección para el hongo Sclerotinia sp. en el caso de Fusarium spp. las plantas no presentaron síntomas.

Figura 28 Pruebas de patogenicidad para Sclerotinia sp. (a) Plantas de lechuga inoculadas con el hongo, (b y c) Plantas testigo, (d) Plantas inoculadas a los 4 días, (e) Plantas inoculadas a los 7 días y (f) Plantas inoculadas a los 11 días.

Cuando se reaislaron las raíces de plantas enfermas se observó a Sclerotinia sp. en la variedad de lechuga Criolla, y se compararon características morfológicas que coinciden con las descritas por Streets, R.B. (1969), Es decir se consideran fitopatógeno responsable de la pudrición radicular en lechuga. Datos que concuerdan con lo que reporta Mendoza, (1999) y Agrios (2005).

4.5. Resumen Explicativo

Cuadro 1 Incidencia de pudrición radicular (%) en lechuga en las fincas en estudio.

FINCA Fusarium spp. Cylindrocarpon sp. Sclerotinia sp. Rhizoctonia sp.

Campo Invernadero Campo invernadero Campo Invernadero Campo invernadero

Chaupi Molino 4% 0 4% 0 0 0 0 0

Hortalizas Zamorano 0 0 0 0 30% 100% 30% 20%

CADET 2% 0 0 0 0 0 0 0

La Huerta 12% 0 0 0 12% 100% 0 0

33

5. CONCLUSIONES

La incidencia de pudrición radicular en la lechuga cultivada en la Finca Orgánica Chaupi Molino fue del 4 %.

La incidencia de pudrición radicular en campo en la Finca Hortalizas Zamorano fue del 30%, en las pruebas de patogenicidad en invernadero presentó una incidencia de infección del 100 % para el hongo Sclerotinia sp. y un 20 % de incidencia de infección para el hongo Rhizoctonia sp.

La incidencia de pudrición radicular en el CADET fue del 2 %, mientras que en las pruebas de patogenicidad en invernadero las plantas inoculadas con Fusarium spp. no presentaron síntomas.

La incidencia de infección por pudrición radicular en la Finca La Huerta fue del 12 %, en las pruebas de patogenicidad en invernadero Sclerotinia sp. presentó una incidencia de infección del 100 % y cuando se inoculó Fusarium spp. las plantas no presentaron síntomas.

Los hongos causantes de la pudrición radicular y del cuello de la lechuga son: Sclerotinia sp y Rhizoctonia sp.

34

6. RECOMENDACIONES

Al momento de iniciar una plantación de lechuga considerar la rotación de cultivos debido a que el hongo Sclerotinia sp. puede causar pérdidas económicas considerables al mantener un monocultivo ya que forma esclerocios y estos permanecen en el suelo por muchos años.

Continuar con una segunda fase de la investigación la misma que se enfoque en encontrar variedades resistentes a los hongos fitopatógenos.

Realizar un análisis molecular de los hongos fitopatogenos encontrados en esta investigación para determinar la especie.

35

7. RESUMEN

La presente investigación “Identificación morfológica de hongos fitopatógenos causantes de la pudrición radicular en lechuga (Lactuca sativa L.), se realizó con el propósito de ofrecer una base de información que servirá al agricultor para tomar decisiones adecuadas al momento de realizar un control y así disminuir los costos e incrementar la producción. Por lo expuesto, esta investigación buscó específicamente determinar la incidencia de infección en cuatro localidades del valle de Tumbaco, aislar los hongos causantes de la pudrición radicular en la lechuga, identificar los hongos fitopatógenos asociados a la pudrición radicular de la lechuga y realizar los postulados de Koch con los hongos aislados e identificados. Para lo cual se realizaron muestreos en cuatro localidades dedicadas a la producción de lechuga las cuales fueron: Hortalizas Zamorano, la Huerta, Finca Orgánica Chaupi Molino y Campo Docente Experimental la Tola (CADET). Las muestras fueron procesadas en el laboratorio de Fitopatología de la Facultad de Ciencias Agrícolas, Se utilizó para el crecimiento de los hongos: PDA (Potato Dextrose Agar + ácido láctico). Los hongos encontrados en las cuatro localidades fueron: Fusarium spp. Rhizoctonia sp. Sclerotinia sp. y Cylindrocarpon sp., la investigación permitió concluir que los hongos fitopatógenos causantes de la pudrición radicular en lechuga son Sclerotinia sp y Rhizoctonia sp.

36

SUMMARY

The present research "Morphological identification of phytopathogenic fungi that cause root rot

in lettuce (Lactuca sativa L.), was carried out with the purpose of offering an information base

that will help the farmer to make adequate decisions when making a control and thus decrease

costs and increase production. Therefore, this research specifically sought to determine the

incidence of infection in four localities of the Tumbaco Valley, isolate the fungi that cause root rot

in lettuce, identify the phytopathogenic fungi associated with the root rot of lettuce and perform

the postulates of Koch with fungi isolated and identified. For which samplings were made in four

locations dedicated to the production of lettuce which were: Zamorano Vegetables, Huerta,

Chaupi Molino Organic Farm and La Tola Experimental Teaching Field (CADET). The samples were

processed in the Phytopathology laboratory of the Faculty of Agricultural Sciences, To culture

were used for the growth of phytopathogenic fungi containing: PDA (Potato Dextrose Agar) and

PDA + Chloramphenicol; The results found in the four locations were the fungi: Fusarium spp.

Rhizoctonia sp. Sclerotinia sp. and Cylindrocarpon sp. the investigation allowed to conclude that

the phytopathogenic fungi that cause rot in lettuce were Sclerotinia sp and Rhizoctonia sp.

37

8. REFERENCIAS

Abawi, G. & Widmer, T. (2000). Impact of soil health management practices on soil-borne pathogens, nematodes and root diseases of vegetable crops. Applied Soil Ecolog, 15:37–47

Acuña R. (2008). Compendio de Fitopatógenos de Cultivos Agrícolas en Chile. Chile: Servicio Agrícola y Ganadero División Protección Agrícola subdpto.

Agrios, G. (2005). Plant Pathology fifth edition. Nueva York, US: Elsevier Academic Press.

AGROSIEMBRA, (2017). Agricultura avanzada. Biblioteca Agrícola Republica Dominicana. disponible en URL: http://www.agrosiembra.com/enfermedad=MAL_DE_SEMILLEROS_-57 http://www.agrosiembra.com/enfermedad=PUDRICION_DEL_CUELLO_-58 http://www.agrosiembra.com/enfermedad=SCLEROTINIA_-59 [consulta 27 de marzo de 2018]

Alaniz S. (2008). Caracterización y control de Cylindrocarpon spp. agente causal del pie negro de la vid.

Alaniz S. (2015). Caracterización y control de Cylindrocarpon spp. agente causal del pie negro de la vid. Universidad de la República de Uruguay. disponible en URL: https://www.researchgate.net/publication/50837512_Caracterizacion_y_control_de_Cylindrocarpon_SPPagente_causal_del_pie_negro_de_la_vid [consulta 27 de marzo de 2018]

Alzate J.F & Loaiza L.F. (2008). Monografía del cultivo de la lechuga. disponible en URL: http://dspace.utb.edu.ec/bitstream/49000/143/10/T-UTB-FACIAG-AGR-000039.03.pdf [consulta 27 de marzo de 2018]

Barnett Hunter. (1987). Ilustrated Genera of Imperfect Fungi. (3 edition). US: s.n.

Bigre J. P, Morand J.C. & Tharaud M. (1990). Patología de los cultivos Florales y ornamentales. Madrid, España: s.n.

Boland, G.J. & Hall R. (1994). Index of plant hosts of Sclerotinia sclerotiorum. Canadian Journal of Plant Pathology, 16: 93-108

Bolton, M.L; B.P.H.J. Thomma & Nelson B.D. (2006). Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary: biology and molecular traits of a cosmopolitan pathogen. Molecular Plant Pathology, 7: 1-16

Booth, C. (1966). The genus Cylindrocarpon. Mycological Papers, 104: 1-56

Cámara de Comercio de Bogotá (2015). Manual la lechuga. Bogotá, Colombia: Programa de apoyo agrícola y agroindustrial vicepresidencia de fortalecimiento empresarial cámara de comercio de Bogotá.

Carrasco, S. & Sandoval C. (2016). Manual práctico del cultivo de Lechuga. Madrid, España: Mundi-Prensa.

Casaca, A. (2005). El cultivo de lechuga. El Salvador: Proyecto de modernización de los servicios de tecnología agrícola.

Castro, C. (1989). Fungal Diseases of the Potato: Ecology of Rhizoctonia solani and diseases development in relation to anastomosis groups. Lima, Perú: CIP.

Chaverri, P.; Salgado, C.; Hirooka, Y.; Rossman, A.Y.; Samuels, G.J. (2011). Delimitation of Neonectria and Cylindrocarpon (Nectriaceae, Hypocreales, Ascomycota) and related genera with cylindrocarpon-like anamorphs. Studies in Mycology, 68:57-78

Chávez, G. (2012). “Evaluación de la aplicación de cinco dosis de microorganismos eficientes, para el control de Pythium sp. y Fusarium sp. en el cultivo de lechuga (Lactuca sativa) variedad Great Lakes 659 en lamas – San Martín”. Trabajo de grado presentado como requisito parcial parar

http://dspace.utb.edu.ec/bitstream/49000/143/10/T-UTB-FACIAG-AGR-000039.03.pdf

38

optar al título de Ing. Agr. Perú: Universidad Nacional de San Martín – Tarapoto, Facultad de Ciencias Agrarias.

Cooke, R.C. & Whipps, J.M. (1980). The evolution of modes of nutrition in fungi parasitic on terrestrial plants. Biol. Rev. 55:341–362

Cucchi, N. & Becerra, V. (2015). Manual de tratamiento fitosanitario para cultivos de clima templado bajo riego. Argentina: INTA.

De Bary, H.A. (1884). In: Vergl. Morph. Biol. Pilze (Leipzig):56

FitoDiagnóstico, (2017). disponible en URL: http://www.fitodiagnostico.com/Elemento/10276639bae9476289cbc18973ebad9e [consulta 27 de marzo de 2018]

Flores D. (2012). Identificación y Control in Vitro del Agente Causal de Secamiento y Marchitez de la Lechuga (Lactuca sativa L.)Perú: disponible en URL: http://repositorio.unsm.edu.pe/bitstream/handle/11458/1193/ITEM%4011458-448.pdf?sequence=1&isAllowed=y [consulta 27 de marzo de 2018]

Gossen, B.D., R. L. Conner, K. Chang, J.S. Pasche, D.L. McLaren, M.A. Henriquez, S. Chatterton y S. Hwang, (2016). Identifying and Managing Root Rot of Pulses on the Northern Great Plains. Plant Dis. 100:1-14

Halleen F, Fourie PH, & Crous PW. (2006). A review of black foot disease of grapevine. Phytopathologia Mediterranea 45: S55-S67

INAMHI, (2016). Anuario Meteorológico. Estación La tola. disponible en URL: http://www.serviciometeorologico.gob.ec/ [consulta 27 de marzo de 2018]

INEC. (2016). INEC. Obtenido de Encuesta de Superficie y Producción Agropecuaria Continua (ESPAC) de los periodos 2015 y 2016. disponible en URL: http://www.ecuadorencifras.gob.ec/estadisticas-agropecuarias-2/ [consulta 27 de marzo de 2018]

Japón, J. (2016). Libros de Flores, Hortalizas y Frutas. Obtenido de El Cultivo de Lechuga Hojas Divulgadoras. Disponible en URL: http://flores-hortalizas-frutas.blogspot.com/2016/06/el-cultivo-de-lechuga.htm [consulta 27 de marzo de 2018]

Koch, R. (1876). The etiology of anthrax, based on the life history of Bacillus anthracis. Beiträge zur Biologie der Pflanzen 2(2): 277-310

Kohn, L., (1979). Delimitation of Economically Important Plant pathogenic Sclerotinia Species. Phytopathology, 69: 881- 886

Kuepper, G., Bachmann, J., & Thomas, R. (2004). Producción Orgánica de Lechugas de Especialidad y verduras para ensalada. California: National Sustainable Agriculture Information Service.

Leslie, J.F. & Summerell, B.A. (2006). The Fusarium laboratory manual. disponible en URL: https://onlinelibrary.wiley.com/doi/book/10.1002/9780470278376 [consulta 28 de marzo de 2018]

Martínez, A. (2004). Enfermedades de los céspedes en Georgia: Identificación y control. disponible en URL: http://pubs.caes.uga.edu/caespubs/pubcd/B1233-SP.htm#Brown Patch [consulta 27 de marzo de 2018]

Masyahit, M.; SIJAM, K.; AWANG, Y. (2009). First Report on Bacterial Soft Rot Disease on Dragon Fruit (Hylocereus spp.) Caused by Enterobacter cloacae in Peninsular Malaysia. Int. J. Agric. Biol. 11: 659–666

https://onlinelibrary.wiley.com/doi/book/10.1002/9780470278376

39

Matheron, M. (2008). “Fusarium wilt of leafy greens: Managing a challenging disease”. PDT. The University of Arizona. Yuma Agricultural Center.

Melzer, M. S., & Boland, G. J. (1994). Epidemiology of lettuce drop caused by Sclerotinia minor. Can. J. Plant Pathol, 16:170-176

Mendoza, (1999). Diagnóstico de Enfermedades Fungosas. (5° edición). México: Universidad Autónoma de Chapingo.

Mitidieri, I.Z.M. (1980). Antecedentes y observaciones de la podredumbre del tallo de la soja Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary. IDIA, 385-386, 16-20

Montesdeoca P. (2008). Caracterización física, química y funcional de la Lechuga rizada, para la creación de una norma técnica ecuatoriana, por parte del instituto ecuatoriano de normalización. Quito: Universidad tecnológica equinoccial.

Nelson, P.E., Dignani, M.C., & Anaissie, E.J. (1994). Taxonomy, biology, and clinical aspects of Fusarium species. Clin. Microbiol. Rev. 7: 479–504

Ogoshi, A. (1985). Ecology and management of soil-borne plant pathogens: Anastomosis group of Rhizoctonia solani and binucleate Rhizoctonia. s.l. The American Phytopathological Society. St. Paul MN. p 57-58

Oirsa, (1999). Manejo de enfermedades en ornamentales: Rhizoctonia. disponible en URL: http://www.oirsa.org/Publicaciones/VIFINEX/Manuales/Manuales/Manual-03/II-Manejo.htm. [consulta 27 de marzo de 2018]

Olsen. M.W. (1998). Damping-off. Arizona, US: Cooperative Extension.

Osorio J, & Lobo M. (1983). Hortalizas. Colombia: Instituto Colombiano Agropecuario. Manual de Asistencia Técnica No. 28

Parmeter, J. (1969). Phytopathology: Anastomosis Grups among Isolates of Thanatethorus cucumeris. s.n.t.

Pérez S., Piedrahíta W. & Arbeláez G. (2009). Patogénesis de la pudrición blanda de la lechuga (Lactuca sativa L.) en la Sabana de Bogotá causada por Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary y Sclerotinia minor Jagger. Revista Colombiana de Ciencias Hortícolas. 3:262-274

Pérez S., Piedrahíta W. & Arbeláez G. (2009). Patogénesis de la pudrición blanda de la lechuga (Lactuca Sativa L.) en la Sabana de Bogotá causada por Sclerotinia sclerotiorum (Lib) de Bary y Sclerotinia minor Jagger. Revista Colombiana de Ciencias Hortícolas, 3(2) disponible en URL: http://revistas.uptc.edu.co/index.php/ciencias_horticolas/article/view/1217/1216 [consulta 27 de marzo de 2018]

Pleczaraka, D. J. & loober, J. W. (1974). Control of bottom rot of lettuce by ridging and fungicida application. Plant Disease. Rep. 58:837-840

Prell, H.H. & P.R. Day. (2001). Putative evolution of fungal phytopatogenicity. In: Plant fungal pathogenicity interaction. A clasical and molecular view. Spriger

Purdy, L.H. (1979). Sclerotinia sclerotiorum: history, diseases and symptomatology, host range, geographic distribution, and impact. Phytopathology, 69: 875-880

Robertson, Alison E. (2017). Presence of Fusarium Wilt, Incited by Fusarium oxysporum f.sp. lactucae, on Lettuce in France. APS Journals, 101(6):1053 disponible en URL: https://apsjournals.apsnet.org/doi/full/10.1094/PDIS-12-16-1815-PDN [consulta 27 de marzo de 2018]

Saharan, G.S. & Mehta, N. (2008). Sclerotinia diseases of crop plants: Biology, ecology and disease management. Springer.

https://apsjournals.apsnet.org/doi/full/10.1094/PDIS-12-16-1815-PDN

40

Samuels GJ, & Brayford D. (1990). Variation in Nectria radicicola and its anamorph, Cylindrocarpon destructans. Mycological Research, 94: 433-442

Sánchez Rivera, E. P. (2009). Evaluación de la fertilización química y orgánica en el cultivo de lechuga variedad Verpia en la comunidad de Florencia-Tabacundo, provincia de Pichincha. Ibarra, Ecuador: Universidad Técnica del Norte.

Smith, E. F. (1905). Bacteria in Relation to Plant Diseases. Washington: Carnegie Inst. v.1

Soto, S. (2017). Instituto De Investigaciones Agropecuarias. Fitopatología - Enfermedades en hortalizas: Pudrición blanca en lechuga. Chile: s.n. Ficha Técnica N°39

STOVER, R. H. (1972). Banana Plantain, and abaca diseases. Kew: Commonwealth Mycological Institute.

Streets, R.B. (1969). The diagnosis of Plant Deseases. Tucson, Arizona , US: Cooperative Extension Service Agricultural Experimental Station, University of Arizona

Subbarao, K. (1998). Progress Toward Integrates Management of Lettuce Drop. Plant Disease 82: 1068 – 1078

Subbarao, K.V., Hubbard, J. C., Hao, J. J, y Schulbach, K. F. (1995). Effects of irrigation and tillage spatial dynamics of Sclerotinia minor sclerot and lettuce drop incidence.

Sumalan, R. M.; Alexa, E., & Poiana, M. A. (2013). Assessment of inhibitory potential of essential oils on natural mycoflora and Fusarium mycotoxins production in wheat. Chemistry Central Journal, 7(1): 1-12

Tapia, C. & Amaro, J. (2014). Genero Fusarium. Chile: Universidad de Chile.

Tarigo, A., Repetto, C., & Acosta, D. (2004). Evaluación agronómica de biofertilizantes en la producción de Lechuga a campo. Montevideo: Universidad de la República

Ureña Huizar, A., & Campoverde Gutierrez, P. (2010). Efecto de biofertilizantes en la producción de Lechuga. s.n.t.

USDA (2010). Unites States Department of Agriculture. disponible en URL: https://plants.usda.gov/core/profile?symbol=LASA3 [consulta 28 de marzo de 2018]

Valadez A. (1997). Producción de hortalizas. México: Noriega Editores.

Valencia, A. (1995). Cultivo de hortalizas de hoja: Col y lechuga. Lima, Perú: Ministerio de Agricultura.

Weber, G. B. (1983). Bacterial and Fungal diseases of plantas in tropics. US: University of Florida.

Whitaker T, Ryder EJ. (1964). La lechuga y su producción. México: Departamento de Agricultura de los Estados Unidos de América.

Wifets H.J. & Butlock S. (1992). Developmental biology of Sclerotinia. Mycological Research. 96:801-816

https://plants.usda.gov/core/profile?symbol=LASA3

41

9. ANEXOS

Figura 29 Toma de muestras en las fincas Hortícolas.

Figura 30 Preparación de los medios de cultivo en el laboratorio de fitopatología.

42

Figura 31 Incubación de muestras a 25 ⁰ C. para el desarrollo de los hongos.

Figura 32 Siembra de semillas de lechuga bajo invernadero.

43

Figura 33 Germinación de las semillas de lechuga en el invernadero.

Figura 34 Visita de campo.

44

Figura 35 Conteo de conidios en la cámara de Newbauer.

Figura 36 Inoculación de los hongos encontrados.

45

Figura 37 Inspección fitosanitaria a José francisco Gangotena 24/05/2017.

46

Figura 38 Inspección fitosanitaria a Felipe Zamorano 31/05/2017.

47

Figura 39 Inspección fitosanitaria a Víctor Sevilla 22/06/2017.

universidad central del ecuador …€¦ · identificación morfológica de los hongos causantes de...

Documents