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Structure et Dynamique des LipidesStructure et Dynamique des Lipides.
Master de Chimie, (Chimie Moléculaire du Vivant), Université Bordeaux 1
Erick Dufourc, UMR 5248 CBMN, CNRS-UBx1-ENITAB, +33 5 4000 2218, [email protected]
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
Structure et Dynamique des LipidesStructure et Dynamique des Lipides.
Master de Chimie (Chimie Moléculaire du Vivant) Master de Chimie, (Chimie Moléculaire du Vivant), Université Bordeaux 1
Introduction: les membranes
A Classes de lipidesA. Classes de lipides
B. Extraction, purification et caractérisation des lipides membranaires
C. Structures cristallines
D. Hydratation des lipides
E Dynamique des lipidesE. Dynamique des lipides
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
Les membranes biologiquesLes membranes biologiques
mitochondrie
cellulecelluleVirus HIV
Réticulum sarcoplasmique et GolgiErick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
Les membranes biologiquesLes membranes biologiques
Membrane
Double couche de lipides
Membrane plasmique et réseau d’actine
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
A. Classes de lipides
1. Glycérolipides (dérivés du glycérol)y p g y
2. Sphingolipides (dérivés de la sphingosine)
3. Stéroïdes (dérivés du cholestérol)
4. Autres
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
A. Classes de lipides
A1. Les glycérolipides (dérivés du squelette glycérol)
a) Glycérophospholipides
O1,2–diacyl-sn-glycerol-3-phospho-base
OCH2
CH (R)
H C O
O
OP
O-Ochaînes de 12 à 24 carbones
H2C OO
baseO
Base = H2C
CH3
H
H HCCH2
N+CH3
CH3cholineH2C
N+
H
H2C
CHN+
H
H
HC
O O-
sérineC
CH2
N+H
HethanolamineH2C
C
H
O O
HOOH
OH
OH
CHC
H
OHHO
glycérolOH
inositolErick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
A. Classes de lipides
Glycérophospholipide particulier :
diphosphatidylglycérol (cardiolopide)
O
O
CH2
CHOO
OCH
H2COO
PO-
CH2
CH OH
O
CH
H2CO
O
OP O-
O
O
H2C
O
O
CH2
Présent dans les mitochondries
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
A. Classes de lipides
Nomenclature IUPAC :
• 1,2-diacyl-sn-glycerol-3-phosphocholine
ou aussi :
• 1,2-diacylphosphatidylcholine
• phosphatidylcholine (PC)
abréviations :
PA = phosphatic acid
PC = phosphatidylcholinePC = phosphatidylcholine
PE = phosphatidylethanolamine
PS = phosphatidylsérine
PG h h d l l é lPG = phosphatidylglycérol
PI = phosphatidylinositol
CL = cardiolipine
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
A. Classes de lipides
1,2–dialkyl-sn-glycerol-3-phospho-base (liens éther, archébactéries)
OCH2
CH (R)
H2C O
O
PO-
O
H2C
baseO
1-alkenyl-2–acyl-sn-glycerol-3-phospho-base (plasmogène, myéline, RS cardiaque)
l é hO CH2
CH (R)1
O
O-
O
Vinyl-éther
H2C OO P
O base
1-acyl-sn-glycerol-3-phospho-base (lysolipides)
O
O
CH2
CH1
(R)HO
PO-
O
H2C OP
O baseHydrolyse de la fonction ester, lyso PC, lyso PE, …
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
A. Classes de lipides
b) Glycéroglycolipides
1,2–diacyl-sn-glycerol-3 –sucreO
Galactose (Gal)O CH2
CH (R)
H2CO
O
O O
HOOH
OH
CH2OH
Monogalactosyldiglycéride (MGDG)
1,2–diacyl-sn-glycerol-3 –sucre-sucre
HO
O
O
CH2
CH (R)
H C
O
O O
O
HOOH
OH
CH2OH
O
H2CO
O
HOOH
OH
Digalactosyldiglycéride (DGDG)
Algues, bactéries (peu chez les animaux)
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
A. Classes de lipides
A2. Les sphingolipides (dérivés du squelette sphingosine)
sphingosine
(R)
OH
( )
(S)
CH2OH
NH2C15
a) Céramides (N-acyl sphingosine)
(R)
(S)
OH
CH2OH
NH
O
Longueur et insaturations variables
Contenus dans la peauContenus dans la peau
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
A. Classes de lipides
b) Sphingophospholipides (N-acyl sphingosine)
céramide-1-phospho-base
(R)
(S)
OH
baseO
PO
O
O-
Base =
• Choline
Longueur et insaturations variables
NH
O
Choline
• Éthanolamine
• Inositol
• Glycérol
Sphingomyéline (base = choline), retrouvé dans les globule rouges
y
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
A. Classes de lipides
b) Sphingoglycolipides
céramide-1-sucre
OH
(R)
(S)
OH
NH
sucre
Longueur et insaturations variables
O
Cérébrosides (retrouvés dans le cerveau)
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
A. Classes de lipides
c) sphingoglycolipides (cérébrosides)
céramide-1-sucres
sucres = (R)
OH
sucre sucres =
• glucose (Glc)
• galactose (Gal)
(S)
NH
O
sucre
Longueur et insaturations variables
Présents à la surface des cellules : reconnaissance, groupes sanguins g p g(avec protéines glycosilées)
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
A. Classes de lipides
A3. Les stéroïdes
a) Dérivés du cholestérol (animaux)
HO
A B
C D
HO
A B
C D
HOHO
sulfate de cholestérol
Peau, spermatozoïdes
O-O3S
esters de cholestérol
p
Ex: palmitate de cholestérol (transport du cholestérol)O
O
du cholestérol)
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
A. Classes de lipides
b) Phytostérols (végétaux)
Principaux squelettes Cholestane
Ergostane
Stigmastane
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
A. Classes de lipides
c) Hopanoïdes (bactéries)(OH)(OH)
OH
(OH)
A3. Autres
a) Acides gras et alcools
En général de 12 à 24 atomes de carbone
Handbook of phospholipids, Cevc, Dekker, 1993
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
A. Classes de lipides
b) Diacylglycérols
O
O
CH2
CH (S)OHydrolyse des phospho et
H2COH
O
p pglycolipides
c) Lipides des archébactéries (sédiments pétroles, volcans)
R O CH2
CHR OOH C
HC
CH2X
O Liens éther
H2C X
OH2C
R =
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B. Extraction, purification des lipides
B1. Extraction
Membranes +Membranes
20 volumes MeOH/CHCl3 (1:2)
Filtration Filtration centrifugation
E t it li idi
Séparation de phases:
Phase méthanolique :
Sphingolipides acidesExtrait lipidique (lipides solubilisés)
Sph ngol p des ac desSphingoglycolipides
Phase chloroformique :
Phospholipidesp pStérols
Lipides non membranaires (mono, di, triglycérides,
acides gras)g )
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
B. Extraction, purification des lipides
B2. Purification
Rf
1
Rf
1
Rf
1
1 2 3
Front d’élution
Chromatographie : colonne (alumine, silice), plaque (couche mince) –TLC-, liquide haute performance –HPLC-
LE
TG
AG
1 1LN
PEPIPS
1G7
G6G5G4
DG
C
MG
PC
SPHLPL
G3G2G1
Gel de silicePL
0
LPL
0 0
Gel de silice
Dépot
Plaque de verre 1. Heptane/éther/acide acétique (60/40/2) : lipides polaires/non polaires
2. Méthanol/acide acétique/eau (60/50/14) : phospholipides
3. Propanol/eau (7/3) : gangliosides
Eluants
Migration : capillarité Révélation : UV, Iode, PO4, NH2Séparation : affinité gel solvant
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
B. Extraction, purification des lipides
B2. Purification
HPLC : colonne de silice ou greffée C18, C6, etc
Temps de rétentionErick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
B. Extraction, purification des lipides
B2. Purification
Caractérisation des chaînes hydrocarbonées :
GPC (lipides hydroolisés acides gras métthylés -volatils-)GPC (lipides hydroolisés, acides gras métthylés volatils )
12 0
C16:0
I C12:0C14:0 C18:1
C18:2
Temps de rétention
La quantité d’acides gras dans un mélange est proportionnelle à la surface d’un pic
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B. Extraction, purification des lipidesB2. Composition lipidique des membranes
En % Myéline Érythrocyte Mitochondrie Microsome E. coli
Cholestérol 25 25 5 6 0
Pl totaux 32 56 95 94 100
Dont PE 14 20 28 17 80
PS 7 11 0 0 0
PC 11 23 48 64 0
PI 0 2 8 11 0
PG 0 0 1 2 15
diPG 0 0 11 0 5
SP totaux 32 18 0 0 0
autres 11 1 0 0 0autres 11 1 0 0 0
Certaines membranes ne contiennent qu’une classe de lipides ex: E. coliErick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
B. Extraction, purification des lipides
Composition en acides gras dans les phosphocholines (PC)
M b 14 0 16 0 16 1 18 0 18 1 18 2 20 1 20 4Membrane 14:0 16:0 16:1 18:0 18:1 18:2 20:1 20:4
Cerveau humain (mat. Blanche)
1,3 34,3 1,0 13,4 45,2 0,4 1,1 1,3
Cerveau humain (mat. grise)
2,9 45,0 3,1 9,3 31,4 0,4 0,7 4,1
Cerveau rat 0,3 45,0 1,4 13,8 32,3 0,4 5,1
Cerveau poulet 0,7 51,0 16,5 26,3 0,7 3,9
Erythrocytes h. 31,2 11,8 18,9 22,8 0,5 6,7
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B. Extraction, purification des lipides
Composition en acides gras dans les phosphoéthalamines (PE)Composition en acides gras dans les phosphoéthalamines (PE)
M b 14 0 16 0 16 1 18 0 18 1 18 2 20 1 20 4Membrane 14:0 16:0 16:1 18:0 18:1 18:2 20:1 20:4
Cerveau humain (mat. Blanche)
5,9 0,4 30,4 8,7 0,5 0,5 13,4
Cerveau humain (mat. grise)
6,2 1,1 13,8 43,2 0,5 6,0 7,9
Cerveau rat 0,3 8,3 0,8 28,5 13,2 0,2 0,2 13,2
Cerveau poulet 1,6 17,9 1,1 28,5 12,4 0,4 12,6
Erythrocytes h. 12,9 11,5 11,5 18,1 7,1 0,7 23,7
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallines
Méthodes
• Glycérolipides (dérivés du glycérol)
• Sphingolipides (dérivés de la sphingosine)
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallines
Méthodes
Croissance des cristaux
Diffraction des RX
Reconstruction 3D
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallines
C1. Les glycérolipides
a) Glycérophospholipides
O
O
CH2O
O
CH2O
CH (R)
H2C O
O
OP
O-O
baseO
O
CH (R)
H2C O
O
OP
O-O
baseO
DMPC ou 1,2–dimyristoyl-sn-glycerol-3-phosphocholine
Système cristallin : monoclinique
β = 97°
55 4 Åc = 55,4 Å
a = 8,72 Å
b = 8,92 Å
4 molécules par maille
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallinesC1. Les glycérolipides
P
N
Dipoles P->N
Structure en bicouche dans le cristal
Li i Liaisons hydrogène
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallinesC1. Les glycérolipides
DMPC
Chaîne sn-2 coudée
Épaisseur Bicouche = 54,9 Å
Épaisseur zone polaire = 10,4 Å
Aire moléculaire = 38,9 Å
Tilt des chaînes = 12°
Section 2 chaînes = 38 Å2
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallinesC1. Les glycérolipides
DLPE ou 1,2–dilauroyl-sn-glycerol-3-phosphoéthanolamine
Système cristallin : monoclinique
β = 92°
Åc = 9,95 Å
a = 47,7 Å
b = 7,87 Å
4 molécules par maille
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallinesC1. Les glycérolipides
DLPE ou 1,2–dilauroyl-sn-glycerol-3-phosphoéthanolamine
PÉpaisseur Bicouche = 47,7 Å
P
N
Épaisseur zone polaire = 7,9 Å
Aire moléculaire = 38,6 Å
Tilt des chaînes = 0°
Section 1 chaîne = 19,3 Å2
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallinesC1. Les glycérolipides interdigitation
Lyso PC ou 1-lauroyl-sn-glycerol-3-phosphocholine
O
OCH2
CH1
(R)
H2C O
HO
PO-
O
O base
Système cristallin : monoclinique
β = 99,7°
c = 10,94 Å
24 82 Åa = 24,82 Å
b = 9,53 Å
4 molécules par maille
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallinesC1. Les glycérolipides
L PC 1 l l l l 3 h h h liLyso PC ou 1-lauroyl-sn-glycerol-3-phosphocholine
Épaisseur Bicouche = 24 5 ÅÉpaisseur Bicouche = 24,5 Å
Épaisseur zone polaire = 7,3 Å
Aire moléculaire = 52,1 Å2
Tilt des chaînes = 41°
Section 1 chaîne = 19,7 Å2
Liaisons hydrogène
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallinesC1. Les glycérolipides
Lyso PE ou 1-lauroyl-sn-glycerol-3-phosphoéthanolamine
Dipoles P-N à plat
Système cristallin : monoclinique
β = 99,7°
c = 10,94 Å
24 82 Åa = 24,82 Å
b = 9,53 Å
4 molécules par maille
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallinesC1. Les glycérolipides
Lyso PE ou 1-lauroyl-sn-glycerol-3-phosphoéthanolamine
Projection sur a-b
Épaisseur Bicouche = 37 1 ÅÉpaisseur Bicouche = 37,1 Å
Épaisseur zone polaire = 7,1 Å
Aire moléculaire = 34,8 Å2
Tilt des chaînes = 57,5°
Section 1 chaîne = 18,7 Å2
Réseau de liaisons Réseau de liaisons hydrogène N -> O
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallinesC1. Les glycérolipides
O
O
CH2O
O
CH2
DMPA ou 1,2 dimyristoyl-sn-glycerol-3-phosphatidic acid
CH (R)
H2C O
O
OP
O-O
baseO
CH (R)
H2C O
O
OP
O-O
baseObase = H
Système cristallin : monoclinique
β= 114,19°
c = 43,98 Å
5 44 Åa = 5,44 Å
b = 7,95 Å
2 molécules par maille
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallinesC1. Les glycérolipides
DMPA ou 1,2 dimyristoyl-sn-glycerol-3-phosphatidic acid
Structure en chevron
Chaîne sn-1 coudéeChaîne sn 1 coudée
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallinesC1. Les glycérolipides
PDMPA ou 1,2 dimyristoyl-sn-glycerol-3-phosphatidic acid
P
Na
Épaisseur Bicouche = 40 1 ÅÉpaisseur Bicouche = 40,1 Å
Épaisseur zone polaire = - Å
Aire moléculaire = 43,2 Å2
Tilt des chaînes = 31°
Section 1 chaîne = 18,6 Å2
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallinesC.1 Les glycérolipides
) Gl é l li id
1,2–diacyl-sn-glycerol-3 –sucreO Galactose (Gal)
a) Glycéroglycolipides
O
O
CH2
CH (R)O
OCH2OH
Galactose (Gal)
H2CO
O O
HOOH
OH
Monogalactosyldiglycéride (MGDG)
Pas de structure cristalline connue
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallinesC.2 Les sphingolipides
Pas de structure
a) Céramides (N-acyl sphingosine)
(R)
OH
CH2OH Pas de structure cristalline connue
(S)
NH
O
) h h h l d ( l h )b) Sphingophospholipides (N-acyl sphingosine)
céramide-1-phospho-base
(R)
(S)
OH
baseO
PO
O
O Pas de structure (S)
NH
O
O- Pas de structure cristalline connue
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallinesC.2 Les sphingolipides
c) Sphingoglycolipides (cérébrosides)
(R)
OH
sucre
(S)
NH
O
β D galactosyl N (2 D hydroxyoctadecanoyl) Dβ-D-galactosyl-N-(2-D-hydroxyoctadecanoyl)-D-dihydrosphingosine
Galactosyl ceramide (Cer-Gal)
β= 99°
c = 46 46 Å
Système cristallin : monoclinique
c = 46,46 Å
a = 11,2 Å
b = 9,26 Å
4 molécules par maille
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallinesC.2 Les sphingolipides
c) Sphingoglycolipides (cérébrosides)
liaisons hydrogèney g
Épaisseur Bicouche = 45,9 Å
Épaisseur zone polaire = - Å
Aire moléculaire = 51,9 Å2
Tilt des chaînes = 49°
Section 1 chaîne = 19,1 Å2,
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallinesC.2 Les sphingolipides
d) Gl hi i OHd) Glycosphingosine
1-O-(β-O-glucopyranosyl)-D-ribo-3,4-dihydroxy-2-aminoctadecane
(R)
(S)
OH
CH2OH
NH2
sucre
c = 49,71 Å
a = 11,36 ÅBicouche interdigitée
Système cristallin : orthorhombique
a 11,36 Å
b = 5,26 Å
4 molécules par maille
Épaisseur Bicouche = 24,9 Å
É i l i ÅÉpaisseur zone polaire = - Å
Aire moléculaire = 59,8 Å2
Tilt des chaînes = 48°
Section 1 chaîne = 19,8 Å2
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
C. Structures cristallines
Résumé
Empilement cristallin = bicouches
parfois interdigitées
Système cristallin : monoclinique, orthorhombique
Épaisseur Bicouche = 40 à 60 Å; 25 Å si interdigitationÉpaisseur Bicouche = 40 à 60 Å; 25 Å si interdigitation
Épaisseur zone polaire = 10 Å
Aire moléculaire = 40-50 Å2 (Glycerophospho); 50-60 Å2 (Spingoglyco)
°Tilt des chaînes = 0 à 60°
Section 1 chaîne = 19 Å2
Réseau de liaisons hydrogène
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
D1 Diagrammes de phaseD1. Diagrammes de phase
D2 Lipides en excès d’eauD2. Lipides en excès d eau
D3 Mélange de lipides en excès d’eauD3. Mélange de lipides en excès d eau
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
D1. Diagrammes de phase (binaires : lipides + eau)
a) PhasesLyotropes (polymorphisme = f(conc))
Lipides + eau
Thermotropes (polymorphisme = f(T))
Règle de Gibbs : nombre de degrés de liberté F = C – P + 2
C = nombre de composantsF = C – P + 1Ou à pression constante :P = nombre de phases
Régime d’hydratation limité, C=2 1 phase, F=2 (concentration, température)
2 phases F=1 (concentration ou température2 phases, F=1 (concentration ou température
3 phases, F =0 (concentration et température fixées)
Excès d’eau, C=1 (concentration é
1 phase, F=1 (température)fixée : limite d’hydratation) 2 phases, F=0 (température fixée)
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
b) Techniques de détermination de la nature des Phases
Diffraction des rayons X ou des neutrons Braggθλ sin d 2 lk,h,=
Grands angles : ordre à courte Grands angles ordre à courte distance (3-5 Å), e.g., empilement de chaînes
Petits angles : ordre à longue distance (période > 10 Å), e.g., symétrie du réseau
Type de réseau :
• micellaire (solution)( )
• Périodique 1D (lamellaire),
• Périodique 2D (hexagonal)
• Périodique 3D
dhsk /=
)( hkkhashk −+= 2222
• Périodique 3D
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
b) Techniques de détermination de la nature des Phases
Diffraction des rayons X sur un empilement lamellaire
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
b) Techniques de détermination de la nature des Phases
RMN des solides du phosphore-31 (dispersion de phospholipides)
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
b) Techniques de détermination de la nature des Phases
cryofracture et microscopie électronique
Création d’une réplique d’un échantillon clivé à basse température
Phase lamellaire
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
c) Nomenclature des phases (lLuzzati, 1968)
L Réseau mono dimensionnel, lamellaire
P Réseau bi dimensionnel, oblique ou centré (ondulé)
H Réseau bi dimensionnel hexagonal
Ordre à longue distance
H Réseau bi dimensionnel, hexagonal
HI Réseau bi dimensionnel, hexagonal normal, huile dans eau
HII Réseau bi dimensionnel, hexagonal inverse, eau dans huile
R RhomboédriqueR Rhomboédrique
Q cubique
C Tridimensionnel, cristallin
LC Lamellaire cristallinLC Lamellaire cristallin
α Chaînes désordonnées, fluide
β Chaînes partiellement ordonnées gel
Ordre à courte distance
β Chaînes partiellement ordonnées, gel
β’ Chaînes partiellement ordonnées, tiltées, gel
δ Partiellement ordonné (hélicoïdal), gel
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipidesd) Glycérophospholipides + eau
DMPC 1 2–dimyristoyl-sn-O
O
CH2
CH (R)O OO
O
CH2
CH (R)O ODMPC, 1,2 dimyristoyl snglycerol-3-phosphocholine
CH (R)
H2C O
O
OP
O-O
baseO
CH (R)
H2C O
O
OP
O-O
baseO
252 =lipide
OH
nn
172 =OHn 172 =lipiden
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Glycérophospholipides + eau
DPPC 1,2–dipalmitoyl-sn-glycerol-3-phosphocholineg y p p
92 =lipide
OH
nn
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Glycérophospholipides + eau
DLPE 1,2–didodécyl-rac-glycerol-3-phosphoéthanolaminephosphoéthanolamine
T ~ 120°C152 =
lipide
OH
nn
TH ~ 120 C
80°C
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Glycérophospholipides + eau
DHPE 1 2 dih x dé l sn l l 3 ph sph éth n l minDHPE 1,2–dihexadécyl-sn-glycerol-3-phosphoéthanolamine
15°C
TH ~ 90°C
15 C
52 =lipide
OH
nn
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Glycérophospholipides + eau
DAPE 1,2–diarachinoyl-sn-glycerol-3-phosphoéthanolamine
10°C
TH ~ 90°C
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Glycérophospholipides + eau O
Lyso PCO
CH2
CH1
(R)
H2C O
HO
PO-
O
O base
micelles
72 =lipide
OH
nn272 =
lipide
OH
nn
pp
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
e) Glycéroglycolipides + eau
MGDGO
MGDGO CH2
CH (R)
H2C
O
O OOH
CH2OH
H2CO
HOOH
OH
1,2-dioleoyl-3-α-D-glucosyl-sn-glycerol
(Cubique inversé)
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Glycéroglycolipides + eau
DGDGDGDG
O
O OH
CH2OH
O CH2
CH (R)
H2CO
O
O O
HOOH
OH
HOOH
OH
O
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
f) Sphingolipides + eau
Spin ph sph lipid sSpingophospholipides(R)
(S)
OH
NH
baseO
PO
O
O-
Sphingomyéline O
Sphingomyéline, cerveau
Transition gel-fluide à
Tphisio
352 =lipide
OH
nnLα
502 =lipide
OH
nn
phisio
Lβ’
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
f) Sphingolipides + eau OH
Spingoglycolipides (Galcer)
(R)
(S)
NH
O
sucre
Longueur et insaturations variables
252 =lipide
OH
nnLα Lα+ H2O
Lβ’Transition gel-fluide à
haute
Cérébroside de cerveau de boeuf
utempérature
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
D2. Lipides en excès d’eau
a) CMC (concentration micellaire critique)
Définition : nM MnSéparation de phase : monomères + micelles
micelles
m
La concentration en monomères est indépendante de la concentration totale : CMC
Énergie libre de formation des micelles :Énergie libre de formation des micelles :ΔG = RT Ln (CMC) CMC exprimée en mol.L-1 ou en fraction
molaireDiacylglycerophosphocholinesy g y p p
10
5 DPPC (4,6 10-10 mol.L-1)
nb de carbones (chaînes acyles)6 10 16
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
D2. Lipides en excès d’eau
Lyso PC, PE
1010-5 mol.L-1)
5
nb de carbones (chaînes acyles)6 10 16 22
Glycosphingolipides
(R)
OH
(R)
(S)
NH
O
sucre CMC ~ 10-7 à 10-8 mol.L-
1)
Chaînes en C18-C22
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
D2. Lipides en excès d’eau
b) Phases en excès d’eau (C > CMC)
Glycérophospholipides
PC, PS séquence Lβ’ -- Pβ’ -- Lα
PE séquence Lβ’ -- Lα -- HΙΙ
Glycéroglycolipides
Lysos micelles ∀ T
MGDG HII ∀ T (-10°C et 50°C)
DGDG Lα ∀ T (-10°C et 80°C)
Sphingophospholipides séquence Lβ’ -- Lα
Sphingoglycolipides séquence Lβ’ -- LαSphingoglycolipides séquence Lβ Lα
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
D2. Lipides en excès d’eau
c) Concept de forme (excès d’eau)
Explication de l’origine des différentes organisations lipidiques (Israelashvilli)
Volume de la zone hydrophobe vs. Volume de la zone hydrophile
L HI, II HII, III
(PC,PS) (Lysos,DGDG) (PE,PG)
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
c) Concept de forme (excès d’eau)
paramètres influençant la nature des phases
(insaturations)
(cholestérol)
(température)
(h )
HI, II HII, III
(hydratation)
L
compensation de formes
LHI HII+
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
c) Concept de forme (excès d’eau)
organisations lipidiques au sein d’une membrane biologique
L
poumons
HI, II
Fusion de cellules
HII, III ?
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Températures de transition de phases (excès d’eau)
Définition Lβ (gel) Lα (fluide) Tm
t
tt S
HTΔΔ
= ordre désordreordre désordre
ThEn général :
ΔHH << ΔHL
ΔSH << ΔSL
Th > T
hexagonal
Th > Tm
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Températures de transition de phases, (excès d’eau)
Températures de transition gel-fluide, Tm
influence de la longueur des chaînes
70 Fluide
40
Gel
PC, PE, MGDG
10Gel
nb de carbones (chaînes acyles)12 16 22
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Températures de transition de phases
influence du nombre de doubles liaisons
40 FluidePC
20
PC
(18:0) (18:n)
sn-1 sn-200
Gel
nb de doubles liaisons en cis et en trans0 2 4
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Températures de transition de phases
influence de la position de la double liaisonPC
40 Fluide
20
00Gel
Position de la double liaison2 10 18
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Températures de transition de phases
influence de la position de la chaîne
PTm °C
1-(10:0)-2- (18:0) PC 10 PC
1-(18:0)-2- (10:0) PC 18.6
1 (14 0) 2 (18 0) PC 39 51-(14:0)-2- (18:0) PC 39.51-(18:0)-2- (14:0) PC 30.5
1-(16:0)-2- (18:0) PC 491 (16 0) 2 (18 0) PC 491-(18:0)-2- (16:0) PC 44
1-(12:0)-2- (22:0) PC 37.51 (22:0) 2 (12:0) PC 43
(n:0) (m:0)
sn-1 sn-2
1-(22:0)-2- (12:0) PC 43
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Températures de transition de phases
influence de la longueur de l’une des chaînes
PC
40
Fluide
20
00 Gel
n, chaîne sn-210 16 22 (16:0) (n:0)
sn-1 sn-2
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Températures de transition de phases
influence du pH, ex DMPA
Fluide
40
F
40
GelpKa1 pKa2
20 PO4H2 PO4- H, liens H PO4
2-, répulsions
pH2 5 8
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Températures de transition de phases
influence de la nature de la tête polaire
Fluide
40
50
Ftête
(14:0) (14:0)40
30
sn-1 sn-2
20Gel
Nature de la tête polairePA PE PGPS PC
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Températures de transition de phases
O
influence du nombre de sucres sur la tête polaire
O CH2
CH (R)
H2CO
O
O O
HOOH
OH
CH2OH
70 HO
Fluiden
50
Gel
Nombre de sucres sur la tête polaire1 2
Nombre de sucres sur la tête polaire
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Températures de transition de phases
Températures de transition Lα-HII, Th
influence de la longueur des chaînes
120 HII
100
120
PE
80Lα
nb de carbones (chaînes acyles)12 16 22
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Températures de transition de phases
influence du nombre de doubles liaisonsPE
100
50
HII
0(18) (18)
Lα
nb de doubles liaisons en cis et en trans0 2 4 (18) (18)
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
d) Températures de transition de phases
influence de la force ionique
90
100 HII
90
80Lα
[NaCl, M]0 2 4
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
e) Hydratation des interfaces
Aire par tête polaire en phase Lα (excès d’eau) H2C
CH2
N+
CH3
CH3
CH3choline
H2C
CH2
N+
CH3
CH3
CH3cholineO
O
C H 2
H2C
CH2
N+
H
H
Hethanolamine
H2C
CH2
N+
H
H
HethanolaminePC = 70 Å2
C H (R )
H 2 C O
O
OP
O -O
b a s eO
PE = 57 Å2
DGDG = 80 Å2
PC + Chol (1:1) 100 Å2PC + Chol (1:1) = 100 Å2
PE + Chol (1:1) = 70 Å2
A B
C D
A B
C DO
O
CH2
CH (R)O
O
HOOH
OH
CH2OH
O
HOHOH2C
OO O
HOOH
OH
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
e) Hydratation des interfaces
Variation de l’aire de la tête avec la température (excès d’eau)
70PC
50
Température °CTp Tm
Température C
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
e) Hydratation des interfaces
Variation de l’aire de la tête avec la température (excès d’eau)
PE
70
ordre désordreordre désordre
60
40
50
déshydratation
Température °CTm Th
Température C
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
f) Paramètres dimensionnels (excès d’eau), mesure SAXS
Glycérophosphocholines (DPPC)
60 d
50
60 d
30
40
dl
dl
d
dw
20
dl
dw
Température °C30
10
Tm10 20 60Température C
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
f) Paramètres dimensionnels (excès d’eau), mesure SAXS
Effet de la longueur de chaîne en phase fluide T=Tm + 5°C (PC)
PC
50
60d
PC
40 dl
20
30
dw
14
10
1612 18
dw
Nombre de carbones
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
f) Paramètres dimensionnels (excès d’eau), mesure SAXS
Glycérophosphatidyléthanolamines (DLPE)
50
40
d
d
dw
30dl
dl
d
20dw dw d2a =
10
60 8020 40 100 120 dl
dw d3
a
Température °C6 dl
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
f) Paramètres dimensionnels (excès d’eau), mesure SAXS
PE
Effet de la longueur de chaîne en phase fluide T=Tm + 5°C (PE)
50
60d
PE
40 dldw
20
30
dw
dl
d
14
10
1612 18
dw
Nombre de carbones
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
f) Paramètres dimensionnels (excès d’eau), mesure SAXS
Effet de la longueur de chaîne en phase HII T=Th + 5°C (PE)
PE80
a
PE
60
20
40
d
dwdw d
32a =
14 16
20
12 18
dl dl
20Nombre de carbones
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
f) Paramètres dimensionnels H2C
H H2H
Glycérophospholipides (PS, PA, PG)C
CHN+
H
HC
O O-
CCH
CH
OHHO
100d
Comportement gonflant
DMPS.NH4+
80gonflant
40
60
dl
dw Phase Lβ’
40 50
40
3020Teneur en eau en % (H20/Lip)
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
f) Paramètres dimensionnels
Glycéroglycolipides en excès d’eau
O
O
CH2
O
O
O
CH2
O
O
HOOH
OH
CH2OH
O
MGDGDGDG
60
CH (R)
H2CO
O
O O
HOOH
OH
CH2OH
60 d
CH (R)
H2CO
O
O O
HOOH
OH
HOO
40 dl
a
40dl
20
dw
20
dl
dw
d
dwdw d3
2a =Température °C 200 200 Température °C
dl
dlPhase HΙΙ
Phase Lα
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
f) Paramètres dimensionnels
Glycosphingolipides (GalCer) en excès d’eau
(R)
OH
d
(R)
(S)
NH
O
sucre
60
d
CnC24:0
50
dC16:0
LC Lα
Température °C50 7030 90
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
D3. Mélanges de lipides en excès d’eau
a) Systèmes binaires en excès d’eau
F = C – P + 1 A pression atmosphérique
Excès d’eau, C=2
Existence d’1 phase, P=1, sur une gamme de composition et/ou température variables F=2
Existence de 2 phases, P=2, sur une gamme de composition ou de température définies par les limites du diagramme, F=1
Existence de 3 phases P=3 pour une composition et une Existence de 3 phases, P=3, pour une composition et une température fixées (point singulier) F=0
Eutectique Péritectique Monotectique Formation de composés « complexes »
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipidesa) Systèmes binaires en excès d’eau
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
a) Mélanges de glycérophospholipides en excès d’eau
DMPC/DPPC C14/C16DMPC/DPPC C14/C16
Lα, Fluide
isomorphe
F+G
Lβ‘, Gel
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
a) Mélanges de glycérophospholipides en excès d’eau
DMPC/D PC C14/C18DMPC/DSPC C14/C18
Lα, Fluide
isomorphe
F+G
Lβ‘, Gel
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
a) Mélanges de glycérophospholipides en excès d’eau
DMPC/D PC C14/C20DMPC/DAPC C14/C20
Lα, Fluide
isomorphe
F+G
Lβ‘, Gel
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
a) Mélanges de glycérophospholipides en excès d’eau
DMPC/DBPC C14/C22DMPC/DBPC C14/C22
Lα, Fluide
isomorphe
F+G
Lβ‘, Gel
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
a) Mélanges de glycérophospholipides en excès d’eau
diffé d l d h î
DMPC/DSPC C14/C18DSPC/DBPC C18/C22
différence des longueurs de chaîne
DMPC/DSPC C14/C18
Lα, Fluide
Lα, Fluide
F+G25°C
F+G
F+G
20°C
Lβ‘, Gel Lβ‘, Gel
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
a) Mélanges de glycérophospholipides en excès d’eau
DPPC/DPPE C16/C16
Lα, Fluide
F+Gisomorphe
Lβ‘, Gel
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
a) Mélanges de glycérophospholipides en excès d’eau
DPPC/DPPE C16/C16DPPC/DPPE C16/C16
Lα, Fluide2° phase Lα
F+GMonotectique, péritectique ?
Lβ‘, GelLβ , G
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
a) Mélanges de glycérophospholipides en excès d’eau
DEPC/DPPE C16/C16DEPC/DPPE C16/C16
Lα, Fluide2° phase Lα
F+GMonotectique
Lc, Lβ‘, Gel
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
a) Mélanges de glycérophospholipides en excès d’eau
DEPC/DPPE C16/C16DEPC/DPPE C16/C16
Lα, Fluide
F+G
péritectique
2° phase GelLβ‘, Gel
2 phase Gel
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
a) Mélanges de glycérophospholipides/Sphigophospholipides en excès d’eau
DMPC/SPM C14/C16
Analogue à PC/PC
Lα, Fluide
Lβ‘, Gel
F+G
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
a) Mélanges de glycérophospholipides/Sphigoglycolipides en excès d’eau
GalCer/DPPC C14/C16
Lα, Fluide
Phase cristalline
Lβ‘, Gel
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
D. Hydratation des lipides
a) Mélanges de glycérophospholipides/cholestérol en excès d’eau
DPPC/Chol
Lα, Fluide
Phase β : HOPhase β intermédiaire entre
fluide et gel :
liquide ordonné
Lβ‘, Gel
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. Dynamique des lipides
E.1. Les mouvementsE m m
a) Isotropes
b) Anisotropes
) H d d n mic) Hydrodynamique
E.2 Mesure de la dynamique
a) Mouvements intramoléculaires
b) Mouvements moléculaires
c) Mouvements collectifs
E.3 Quelques ExemplesQ q p
E.4. Notions de fluidité membranaire
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. Dynamique des lipides
E.1. Les mouvements
Les mouvements isotropes Molécules en solution
Colloïdes de faible taille (< 1000Å)
Equation de Stokes (diffusion isotrope) :
31 TkD B38
36 R
kD B
c πητ==
2R
Fonction d’auto-corrélation
0.6
0.7
0.8
0.9
1.0
G(τ)
0.6
0.7
0.8
0.9
1.0
G(τ)
Viscosité ηceG τ
ττ
−=)(
0.0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
τc = temps de corrélation du mouvement considéré
0 20 40 60 80 100-0.1
τ0 20 40 60 80 100
-0.1
τ
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
E1. Les mouvements
Les mouvements anisotropes (direction privilégiée de mouvement)
Intramoléculaire
τc ∼ 10-12-10-9 sMoléculaire
τc ∼ 10-9-10-6 s
R t ti Rotations, isomérisations gauche-
trans, fluctuations locales
Rotations, balancement,
diffusion anisotrope
Collectifs
τc ∼ 10-6-10-1 s
Modes hydrodynamiques de déformation, twist,
splay, etc.p y
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
a) Mouvements intramoléculaires Rotations autour de liaisons, vibrations
R RR’
RR’
R’JJ D6
1=τ
R
trans gauche + gauche -Temps caractéristique, ps
E
Angle de rotationErick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
Mouvements locaux dans une phase cristal liquide
ZD
C DC DC DC Di
énergie d’une configuration iii
dispii AEEE γ++= int1 p
Probabilité d’existence d’une configuration donnée
Énergie potentielle (isomérisation)
Attraction entre
Répulsions stériquesJ
J D61
=τ
ZTk
Eep B
i
i
−=
Attraction entre chaînes (champ moyen)
γ = pression latérale
A s f d l fi ti iZ A = surface de la configuration i
Z = fonction de partitionErick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
Le concept de paramètre d’ordre (Saupe, 1964), phases de cristaux liquides
ZDZk ZD ZD : Axe moléculaire
CH
βi
k
Zk : Axe local, ⊥ plan H-C-H
Cas à symétrie axiale : orientation d’un axe Z par rapport à un autre axe ZC
Hk axe Z par rapport à un autre axe Z
Paramètre d’ordre (local) de la position k
Conformère i 21β3cosS i
2
izz,−
=k
ii
k p izz,zz S S ∑=
Chaîne rigide, ordonnée
1Szz =k
P = 1
Chaîne « liquide », désordonnée
0Szz =k
Intérêt :
Ptrans = 1
Pj = 0équiprobabilité
Pj = Pi
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
Diffusion latérale dans le plan de la bicouche
b) Mouvements moléculaires
Diffusion latérale dans le plan de la bicouche
Equation de diffusion à deux dimensions
τcP 1DP D
tP
2
22
⎥⎦
⎤⎢⎣
⎡∂∂
+∂∂
=∇=∂∂
rrrLL
P(r,t) = probabilité, au temps t qu’une molécule soit à une distance r de l’origine
D ffi i t d diff i L té l ( 2 1)DL = coefficient de diffusion Latérale (m2s-1)Analogie avec le libre parcours moyen <r> d’une particule :
r 2 t = 0
Lipides : Fréquence νj, distance λ
1
cL
rD
τ4=
t = 0
t = τc
r
2
41 λν jLD =
Valeurs types : DL = 10-11 à 10-12 m2s-1
RTkD B
πη8=(cas isotrope, particule sphérique : )
Valeurs types : DL 10 à 10 m s
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
Diffusion transverse
b) Mouvements moléculaires
Diffusion transverse
Flip-flopout
t½
[Lout] [Lin]kin
kout
in
kin = γin kkout = (1-γin) k
γin = nin/ (nin+ nout)
Bicouches étendues : γin = ½ , kin = kout = k/2
in
γin
0,5 t½ = 1/ (Ln2 k)
Valeurs typiques : t½ = heures jours
tt½
Valeurs typiques : t½ heures, jours
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
Diffusion rotationnelle anisotropeb) Mouvements moléculaires
p
ZNZN : Axe directeur, ⊥ couche
ZD : Axe de diffusion moléculairerotation
oscillationZN
θ
22 ⎤⎡ ⎞⎛
Équation de rotation diffusion anisotrope :YN
2
2
//2
22 PDPθcot
θPsinθ
θsinθ1D
tP
ϕϕ ∂∂
+⎥⎦
⎤⎢⎣
⎡∂∂
+⎟⎠⎞
⎜⎝⎛
∂∂
∂∂
=∂∂
⊥XN ϕ
P(θ,ϕ,t) = probabilité, au temps t d’avoir une orientation de la molécule définie par θ et ϕ
D// = coefficient de diffusion // à Temps de corrélation de rotation anisotrope
D// = coefficient de diffusion // à l’axe de diffusion moléculaire
D⊥ = coefficient de diffusion ⊥ à l’axe de diffusion moléculaire//
// D61
=τ⊥
⊥ =D61τ
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
Paramètre d’ordre moléculaire
b) Mouvements moléculaires
ZN
θZD
Rotation restreinte de ZD dans un potentiel d’orientation de la forme :
⎟⎟⎠
⎞⎜⎜⎝
⎛ −=
213
2 θλθ cos)(U
θ
λ = amplitude du potentiel
13S 21 θ
Paramètre d’ordre moléculaire :
( )( )
∫ −π
TkθU-
2 dθ sinθe 1θ3cos B
13cosS 221
zz −= θ ( )
∫=
π
0
TkθU-
021
dθ sinθe B
Intérêt :Intérêt : Pas d’oscillation Oscillations sur (0-π) équiprobables
1Szz = 0Szz =
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
Mouvements collectifs dans une phase cristal liquide
c) Mouvements collectifs
Mouvements collectifs dans une phase cristal liquideZ0
ξ
ZN Déformation d’une couche (film)
Hydrodynamique : analyse des déformations en une large distribution de modes q activés thermiquement (de Gennes, 1974)dl
Fluctuations ξ(q)
22ll
B2
Kqλ dTk(q)ξ =
K = constante d’élasticité de la couche
Q = vecteur d’onde du mode q
λl
Q q
λl = longueur de cohérence (μm)
η = viscositéTemps de corrélation : 2Kqητ(q) =q
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
Quelsques modes de déformationc) Mouvements collectifs
Q q
Courbure sphérique Courbure gaussienne
Module d’élasticité ΚModule d’élasticité de courbure gaussienne, Module d élasticité
de courbure, kc(Κ)
cour ur gauss nn ,
Etirement Compression
Module élastique
Module élastique de compression, Β
d’étirement, kS
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
Caractérisation de la dynamique des lipides à différentes échelles
Intramoléculaires (rotations, vibrations)m ( , )
qques Å, akj
kzz
kc E,p,S(ps),τ
Moléculaires (rotations, oscillations, translation flip-flop)
qques 10 Å L EDtS(ns)τ(ns)τ 1//⊥qques 10 Å, aLzz E ,D , t,S(ns), τ(ns),τ21//⊥
Film lipidique (modes hydrodynamiques de déformation)
qques μm, ημ k(k s),-s(τ SC ),,,, ΒΚKq
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
E2. Mesure de la dynamique
a) Mouvements Intramoléculaires
Spectroscopies infrarouge et Raman
Modes d’élongation (stretching) C-H ou C-D
28802930
2880 h
Raman
2930
2930
Gel Fluide
2880
2930
hh
∝ nb d’isomères gauche
2800 2900 3000 2800 2900 3000
Gel Fluide
cm-1 cm-1
2920 Gel
(g±) par chaîne lipidique
Le déplacement des bandes est proportionnel au nb d’isomères gauche (g±) par chaîne lipidique
2850
2920 GelFluide
IR
chaîne lipidique
280029003000 cm-1Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
Résonance paramagnétique électronique
Interaction entre le spin électronique (s = ½) de l’électron célibataire et le spin nucléaire de l’azote -14 (I = 1)
CH
CH2
O
P
O
O-O
N+
Domaine des micro-ondes, ν = 1010 Hz, é l h f
O
O
H2CO
O
O
éclatement hyperfin, ΔH
B0
N
O°
Radical nitroxide
Pour des raisons historiques, le spectre est représenté en mode dérivée
nitroxide
B0
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
Exemple: spectre RPE d’un lipide marqué (N-0°) dans une phase lamellaire
O
O
H2C
CH
CH2
O
O
O
P
O
O-O
N+
O
O
H2C
CH
CH2
O
O
O
P
O
O-O
N+
O
O
H2C
CH
CH2
O
O
O
P
O
O-O
N+
IsotropeO
N
O
O°
O O
Lα, FluideL’éclatement hyperfin permet d’accéder aux paramètres d’ordre paramètres d ordre des chaînes
Lβ‘, Gelmolzz
intrazz S SΔH ∝
Inconvénient = sondes encombrantes, peu précises en phase gelErick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qRMN des Solides 13C, 31P, 2H, 14N, …
i i d bli d él i
H2C N+
H3CCH3
Anisotropie de blindage électroniqueSpectres
Δσ
Lα, Fluide
CH
CH2
OP
O
O-O
H2CC N
CH3 Dispersions de lipides dans l’eau
Lβ‘, GelCH2
O
O
H2C
CH
H2C
CH2
CH2
O
O
LcCH2
H2C
CH2
H2C
H C
CH2
H2C
C H
H
molintra SSΔ ∝σ
-10 0 10
Frequency (kHz)
CH2
H2C
CH2
H2C
CH3
H2C
CH2
H2C
zzzz SSΔσ
CH3
H2C Accès au paramètre d’ordre de la tête
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qRMN des Solides 13C, 31P, 2H, 14N, …
C l i i di (di l i ) 13C 13C 13C 1H (1H 1H)Couplage spin-spin direct (dipolaire), 13C-13C, 13C-1H, (1H-1H)Spectres
Dispersions de l d d l’
H2C
H2C N+
H3CCH3
lipides dans l’eau
CH
CH2
O
O
P
O
O-O
2
CH3
H2C
CH2
O
O
H2C
C
H2C
CH2
CH2
O
O
H Echantillon orienté dans BΔD
H2C
CH2
H2C
CH2
H2C
CH
H2C
CH2
CC
HH
H
15 10 5 0 5 10 15
Echantillon orienté dans B0
molzz
intrazz S SΔD ∝H2C
CH2
H2C
CH2
2
CH3
H2C
CH2 -15 -10 -5 0 5 10 15
Frequency (kHz)
Accès aux paramètres d’ordres des 3Δ
rD ∝
CH3
Accès aux paramètres d ordres des segments C-C, C-H, aux distances
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qRMN des Solides 13C, 31P, 2H, 14N, …
C l él i d l i 2H 14N Couplage électrique quadrupolaire, 2H, 14N, …Spectres
Dispersions de l d d l’
H2C N+
H3CCH3
lipides dans l’eau
CH
CH2
O
P
O
O-O
H2C N
CH3
Echantillon orienté dans BΔQ
H C
CH2
O
O
H2C
H2C
CH2
CH2
O
O
D
90 60 30 0 30 60 90
Echantillon orienté dans B0
H2C
CH2
H2C
CH2
H2C
H2C
CH2
C
C DDH
H
molzz
intrazz S SΔ ∝Q
-90 -60 -30 0 30 60 90
Frequency (kHz)
H2C
CH2
H2C
CH2
H2C
CH3
H2C
CH2
Accès aux paramètres d’ordres des segments C-D
Interaction magnétique la plus facile à utiliser, C-DCH3
des segments C D
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qRMN des Solides 13C, 31P, 2H, 14N, …
T d l i é i lé iTemps de relaxation magnétique nucléaire
zLM0zLM0
Mz(t) Retour à l’équilibre
yL
0
yL
0
txL xL )e - (1 M (t)M 1ZTt -
0z =
équilibre perturbation
0.6
0.7
0.8
0.9
1.0
G(τ)G(τ)= exp(-τ/τc)
τc = temps de corrélation 1 2 cJT τω =∝− )(
Temps de relaxation longitudianal « spin-réseau », T1Z
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5c p
du mouvement considéré
∫+∞ τω− ττ=ω de GJ 0i
0 )()(
220
01 1 cZ JT
τωω
+=∝ )(
G(τ), fonction d’autocorrélation liquide
solide
0 20 40 60 80 100-0.1
0.0
τ
∫∞−
0 d autocorrélation liquide
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qRMN des Solides 13C, 31P, 2H, 14N, …
Temps de relaxation magnétique nucléaireTemps de relaxation magnétique nucléaire
Mesure de T1Z pour plusieurs températures ou ω0
T1Z (s) ω0/2π = 1000 MHz
104
105
106 ω0/2π = 500 MHzω0/2π = 100 MHzω0/2π = 10 MHzAvec T1 (min) : τc = 1/ω0
102
103
104
107 Hz < ω0/2π < 109 Hz
10-1
100
101
10-8 s < τc < 10-10 s
10-12 10-11 10-10 10-9 10-8 10-7 10-6 10-5 10-410-2
10
τc (s)
<< 1 t id 10 10 < < 10 12
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
ω0 τc << 1, mouvements rapides, 10-10s < τc < 10-12 s
ω0 τc >> 1, mouvements lents, 10-6 s < τc < 10-8 s[10-6 s , 10-12 s]
E. DynamiqueE Dy m qb) Mouvements Moléculaires
Diff i l é l FR P (Ré i i d l fl è h bl hi )Diffusion latérale
D
FRAP (Réapparition de la fluorescence après photoblanchiement)
N+
P
O
O-O
H2C
H2C N+
H3CCH3
CH3
CHNH
N
O
N
NO2
DLN+
Sondes de fluorescence, DPH, TMA-DPH, NBD-PC,
NBD-PEH2C
CH2
H2C
CH2
O
O
H2C
CH
CH2
O
NHO
O
N
O NNO2
H C
CH2
O
O
H2C
CH
CH2
O
H2C
CH2
CH2
O
O
P
O
O-O
H2CCH2
H
CH3
H2C
CH2
H2C
CH2
H2C
CH2
2
H2C
CH2
H2C
CH2
H2C
CH2
H2C
CH2
H2C
CH3
H2C
CH2
H2C
CH2
C
CH
HH
H
CH3Bicouches ou monocouches sur balance de Langmuir (observation au microscope)
F
LDt e BA −−
équilibre Photoblanchiement (laser)
t
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qb) Mouvements Moléculaires
Diff i l é l M d fl h éDiffusion latérale Marqueurs de fluorescence chargés
cathode anode cathode anodeE = 0 E ≠ 0
F
Fonctions en
LDt e−
E = 0E = 0
Fonctions en
t
E ≠ 0E = 0
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qb) Mouvements Moléculaires
Diff i RPE CDiffusion transverse RPE
Utilisation de marqueurs de spinH3C
CH2
H2C
CH2
H2C
CH2
H2C
CH2
H2C
CH2
H2C O C
H2
CH
H2C
O
H3CCH2
H2C
CH2
H2C
CH2
H2C
CH2
H2C CH2
OO
P O
O
O-CH2
CH2
N+
CH3
H3C N O°
CH3
H3C
CH3H3C
H2 2O
Incorporation du marqueur de spin
Addition d’un agent réducteur (ascorbate)
Flip-flop Réduction ultérieure
Sign
al R
PE
t½
tSignal de RPEErick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qb) Mouvements Moléculaires
Diff i i ll iDiffusion rotationnelle isotrope
RMN ou RPE rotation
oscillationZN
θ
(voir mouvements intramoléculaires)
YN
XN ϕ
Accès à τ//, τ⊥, Ea, molzz
intrazz S S
Dans le cas de molécules rigides, on peut séparer et intrazzS mol
zzS
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qb) Mouvements Moléculaires
Diff i i ll i Fl fl h i id
N+
Diffusion rotationnelle isotrope Fluorescence fluorophores rigides
Milieu anisotrope
I// > I⊥
Lumière naturelle
Avant excitation
excitation
Photo sélection (ps) li id
I// = I⊥
naturelle excitation sélection (ps)
Lumière polarisée
liquide
r00,4t− τ// = temps de corrélation
Anisotropie ou polarisation de fluorescence
⊥
⊥
+−
=IIIIr
2//
//
⊥−=
IIP //
r
//)()( τerrrtr ∞∞ −+= 0
2)( molSr ∝
pde rotation du fluorophore, doit être plus petit que le
temps de vie de l’état excité
⊥+ IIP
//
t (ns)r∞
0,0
)( zzSr ∝∞
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qc) Mouvements collectifs
Fl i h i d é i l (li ) éFluctuations thermiques de vésicules (liposomes) géantes
Observation au microscope optique
2)(tm )(tum
n
50 μmFluctuations du rayon moyen dans le plan équatorial
),()(
pkTktu m
nC
Bmn σλ
12=
Tensions de membrane Pression hydrostatique
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qc) Mouvements collectifs
RMN DRX ( é i d dil i / fl )RMN et DRX (expérience de dilution/gonflement)
Z0ZN Lipide marqué au deutérium ΔQ RMNξ
O
H2C
CH
CH2
O
CH2
O
O
P
O
O-O
H2C
H2C N+
H3CCH3
CH3
p m q m
90 60 30 0 30 60 90
dl
dH2C
CH2
H2C
CH2
H2C
CH2
H2C
CH2
H2C
CH2
O
CH3
H2C
CH2
H2C
CH2
C
C
H2C
CH2
DDH
H
-90 -60 -30 0 30 60 90
Frequency (kHz)
DRX
λl
CH3
Constants lors molzz
intrazz
collzz S S SΔ ∝Q
( )22
2collzz
1cos 2
13S =−
= ξξ ;cos
Constants lors de la dilution
ΔQ
( )2zz 12 uΔ+ξ;
d( ) ⎟⎟⎠
⎞⎜⎜⎝
⎛⎟⎠⎞
⎜⎝⎛=Δ
dkLn
kdfu C
C
2
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
E2. Quelques exemples
(Lα)
c) Mouvements intramoléculaires
intrazzS Fluide
1401401.0
80
100
120
z) 80
100
120
z)
//
0.9
0.8
40
60
80
1 / T
1z (H
40
60
80
1 / T
1z (H
0.6
//
0
20
0
200.3
0.0
Labeled carbon position2 9 14γ β α g3 g2 g1
Labeled carbon position2 9 14γ β α g3 g2 g1
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
c) Mouvements intramoléculairesc) Mouvements intramoléculaires
intrazzS (Lα)
1.0
FluideintraS
4
0.5
0 0
GelzzS
13
0.0
TempératureTm
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
c) Mouvements intramoléculaires
Ordre dans la bicouche en phase Lα, Lβ’, HII, HI
1.0
intraSLβ’
0.5
zzS
4HI
0 0
13 Lα
HI
HII0.0
# Carbone des chaînes2 4 6 8 10 12 14 16
HII
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
c) Mouvements intramoléculaires
Probabilités de conformères trans-gauche en phase Lα
1.0 4.0
0 5
kip trans
2 00.5
gauche
2.0
0.0
# C b d h î2 4 6 8 10 12 14 16
0.0
TempératureTm
# Carbone des chaînes Température
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
c) Mouvements intramoléculaires
τc, Ea (kJ mol-1)
tête
10-2
L Lβ’Pβ’
10-24
τc (s) τc (s)tête chaînes
Lα Lβ’Pβ’
10-4
Lα LβPβ
10-41350
8
α ββ
10-8
10-6
10-11
10-10
45 815
10-10
10
10-12
10
1220
15
15
1/Tm3 3.5 4 x103 K-1 1/Tm3 3.5 4 x103 K-1
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qc) Mouvements intramoléculaires
Eff t d h l té l E (kJ l 1) intraSEffet du cholestérol τc, Ea (kJ mol-1),
+ Chol
zzS
10-2
τc (s) chaînes
Lα Lβ’Pβ’1 0
4
- Chol
10-4
α ββ1.013
intrazzS
10-11
10-10
0.5
10-12
10
0.0
1/Tm3 3.5 4 x103 K-1
TempératureTm
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qc) Mouvements moléculaires
Diffusion transverse
Vésicules phospholipidiques,
t½ = 1 - 1000 heures, Ea ~ 8-150 kJ mol-1t½
out
20
t½
in
t½(h)
10
DMPC
Effet de la longueur de chaîne : n ↑, t½ ↑
10
Nature de la tête, PE/PC : t½ ~ 1900 h
Température (°C)3020 5040
1
Température ( C)
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qc) Mouvements moléculaires
Diffusion transverse
Membrane du Globule rouge
uit
100 %
O
P
O
O-O
N+PS
PE n
on r
édu
50 %
O
O
H2C
CH
CH2
O
O
O
O
PE
Sign
al R
P 50 %N
O°
PC
Temps d’incubation avant réduction du NO° (h)2.50
0
5
PCSM
Temps d incubation avant réduction du NO (h)
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qc) Mouvements moléculaires
τc
Diffusion Latérale
Nature de la tête (L )
30 100
Nature de la tête (Lα)
1
Température10 ns
2010-1
2m
2 s-1
1 10-
12m
2 s-1
1 μs20
DL
x 1 1
DL
x0.1 ms
+ Cholestérol
SMPC PE
10
Température (°C)Tm
0.01
Peu d’influence de la longueur de chaîne p ( )Peu d influence de la longueur de chaîneVitesse de saut d’un lipide à l’autre
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qc) Mouvements moléculaires
oscillation
Diffusion rotationnelle
rotation
1 0
τc (s)
Lα Lβ’Pβ’
10-3
τ
Ea en kJ mol-1
1.0
molzzS
+ 30% cholestérol
α ββ τ⊥90
35
0.5
10-6
τ//
+ 30% chol
0.0LαLβ’ Pβ’ 10-9 60
TempératureTm 1/Tm3 3.5 4 x103 K-1
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qc) Mouvements collectifs
LαLongueur des chaînes
2.0
1.5
Cx1
0-19
J
kC ~ d2
1.0
k C kC ~ d
1.0
400 500 600 Å2 (d2)
DLPC DMPC DPPCErick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qc) Mouvements collectifs
température, cholestérol
2.0 5.0
1.5
Cx1
0-19
J
3.0
Cx1
0-19
J
1.0
k C
1 0
k CTm Tm+5°C
1.0
0 20 40% cholestéroltempérature
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qE.4 Notions de fluidité membranaire
Fluidité : ensemble des phénomènes dynamiques se produisant aussi bien à l’échelle de l’Å que du micron (intra-, moléculaire, collectif)
Rôle de la fluidité membranaire :
Assurer un fonctionnement cellulaire correct
Barrière sélective
diffusion d’ions et de molécules
o dans le plan de la membrane
o à travers la membrane
déformation de la membrane
o passage de cellules dans les capillaireso passage de cellules dans les capillaires
fusion (endocytose, exocytose)
stabilisation de récepteurs à la surface de canaux membranairescanaux membranaires
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m qFluidité membranaire adéquate
Réactions membranaires Transport
Ex: transport actif de b-galactoside à travers la membrane
DL Lβ’100
nspo
rt
La vitesse de réaction est contrôlée par la diffusion latérale des protéines 1
10
esse
de
tra
Dépend de DL des lipides
Lα0.1
1
Vite
1/T x 10-3Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
Régulation de la fluidité membranaire
Perturbations extérieures (température, diète, pH, …)
Fluidité optimale CONSTANTE
Compensations (molécules régulatrices, synthèse de double liaisons dans les acides gras, cholestérol, …)
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
Hétérogénéité de la fluidité membranaire
Les radeaux lipidiques
Image en microscopie de fluorescence d’îlots dans une membraned îlots dans une membrane
Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004
E. DynamiqueE Dy m q
The role of phytosterols in plant adaptation to temperature
21
22
120
140
0 7
0,8
0,9
ain|
so
so
2
34
5
101
HO 67
89
19
H
14
1312
11
15
16
17
2022
2324
25
27
26
H
18
H
H
Cholesterol
80
100
0,5
0,6
0,7
M1 [k
Hz]
|2*<
S CD> ch
lo
50 kHz
40
60
0,3
0,4
ld
lo
CH3
H
H3C
CH3
CH3
H
CH3
H
H
CH3
Sitosterol
Beck, J. G., Mathieu, D., Loudet, C., Buchoux, S., and Dufourc, E. J. (2007) Plant sterols in
0 10 20 30 40 50 60[T] °C ld HO
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Erick J. Dufourc, CNRS, janvier 2004