protocolos_praticos_2008_2009
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DEPARTAMENTO DE BIOLOGIA E AMBIENTE
Trabalhos Práticos de
Fisiologia Vegetal
Lic. Biologia
Lic em Biologia/Geologia (ensino de)
Lic. Bioquímica
Docente: José Gomes Laranjo
Vila Real, 2008
Fisiologia Vegetal
Biologia / Biologia e Geologia / Eng. Agrícola / Eng. Florestal / Genética e Biotecnologia 2
ÍNDICE Pág. TRABALHO PRÁTICO 1 DÉFICE DE PRESSÃO DE DIFUSÃO E CONTEÚDO RELATIVO EM ÁGUA 3
TRABALHO PRÁTICO 2 POTENCIAL HÍDRICO FOLIAR (Ψw) 5
TRABALHO PRÁTICO 3 POTENCIAL OSMÓTICO FOLIAR (Ψπ) 7
TRABALHO PRÁTICO 4 ANATOMIA DA FOLHA E APARELHO ESTOMÁTICO 9
TRABALHO PRÁTICO 5 CÁLCULO DA DENSIDADE ESTOMÁTICA 11
TRABALHO PRÁTICO 6 NUTRIÇÃO MINERAL – CULTURAS HIDROPÓNICAS 12
TRABALHO PRÁTICO 7 DIFUSÃO DO VAPOR DE ÁGUA ATRAVÉS DE SEPTOS UNIPERFURADOS 16
TRABALHO PRÁTICO 8 DIFUSÃO DO VAPOR DE ÁGUA ATRAVÉS DE SEPTOS MULTIPERFURADOS 17
TRABALHO PRÁTICO 9 O FENÓMENO DE GUTAÇÃO 18
TRABALHO PRÁTICO 10 FACTORES AMBIENTAIS NA TRANSPIRAÇÃO – POTÓMETRO 19
TRABALHO PRÁTICO 11 PIGMENTOS FOTOSSINTÉTICOS – QUANTIFICAÇÃO E SEPARAÇÃO 20
TRABALHO PRÁTICO 12 DETERMINAÇÃO DO POTENCIAL OSMÓTICO DO SUCO CELULAR PELO MÉTODO PLASMOLÍTICO 24
ANEXO EQUIVALÊNCIA ENTRE UNIDADES DO SISTEMA MÉTRICO 31
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TRABALHO PRÁTICO 1
DÉFICE DE PRESSÃO DE DIFUSÃO E CONTEÚDO RELATIVO EM ÁGUA O défice de pressão de difusão (DPD) é a diferença entre a pressão de difusão da água numa dada solução (numa substância absorvente ou na solução coloidal do solo) e a pressão de difusão da água pura a uma dada temperatura e pressão atmosférica. O DPD é o equivalente (de sinal positivo) do potencial hídrico (Ψw). O conteúdo relativo em água (RWC) expressa, percentualmente, o teor real relativamente ao teor máximo de água que um tecido potencialmente poderia conter caso estivesse completamente hidratado. Para o seu cálculo são necessárias as seguintes determinações: peso fresco (WF), peso saturado (WS) e peso seco (WD). METODOLOGIA – DPD 1. Utilizando a solução stock de sacarose (0,50M) preparar 10 balões Erlenmeyer com 100ml das concentrações referidas na tabela:
[Sacarose]M Stock (ml) H2O (ml) Volume final (ml) 1 0,45 100 2 0,40 100 3 0,35 100 4 0,30 100 C1V1 = C2V2 5 0,25 50 50 100 0,50M x V1 = 0,25M x 100ml 6 0,20 100 V1 = 50ml 7 0,15 100 8 0,10 100 9 0,05 100 10 0,00 100
2. Com o fura-rolhas de 1cm de diâmetro retirar de um tubérculo de batata 10 cilindros de tecido. Cortar o excesso de tecido suberizado. cORTAR cada cilindro em discos com aproximadamente 5mm de espessura (no total, serão necessários 100 discos). 3. Pesar conjuntos de 10 discos e mergulhá-los nas diferentes concentrações de sacarose. 4. Agitar os balões no início, meio e fim do tempo de incubação (45 minutos às escuras). 5.Após o período de incubação, retirar os discos de tecido de cada um dos balões, secá-los com papel de filtro e pesá-los na mesma balança utilizada anteriormente. 6. Preencher a seguinte tabela, em que a variação de peso equivale à quantidade de água absorvida ou perdida (registar o sinal positivo e negativo das variações observadas!):
[Sacarose]M Peso Inicial Peso Final ∆∆∆∆peso = Pf - Pi (+/-) % de variação (+/-)
1 0,45 2 0,40 3 0,35 4 0,30 5 0,25 6 0,20 7 0,15 8 0,10 9 0,05 10 0,00
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7. Elaborar um gráfico da variação percentual de peso (yy) com a concentração (xx).
0 [Sacarose]M
8. Por intersecção, calcular a concentração de sacarose em que não haveria variação de peso. A este valor corresponde um potencial osmótico (Ψπ) igual ao DPD das células do tubérculo (consulte a tabela que converte a concentração de soluções molares de sacarose na pressão osmótica a 20ºC em atmosferas).
21
21
1
10
xx
yy
xx
yy
−
−=
−
− ∆peso = 0 [Sacarose] = ____ M ____ atm.
9. Converta o valor de Ψπ em atmosferas nas unidades SI (megapascal):
1 atm = 0.101325MPa ____ atm = ____ MPa METODOLOGIA – RWC 1. Dos resultados anteriores recupere os obtidos para o balão número 10.
[Sacarose]M Peso Inicial Peso Final Secar a 65ºC 10 0,00 Peso fresco Peso saturado Peso seco RWC %
2. Coloque o balão numa estufa a 65ºC até à aula seguinte para a obtenção do peso seco. 3. Na aula seguinte, calcule a % MS e o RWC usando a fórmula:
DISCUSSÃO - Reflectir acerca das condições que fazem variar o DPD nas células vegetais e relacioná-lo com a capacidade de absorção de água do solo. - Reflectir sobre as condições que favorecem um maior DPD e/ou um maior RWC nas células vegetais.
Molaridade ΨπΨπΨπΨπ 0,04 1,1 0,05 1,3 0,06 1,6 0,07 1,9 0,08 2,1 0,09 2,4 0,10 2,6 0,11 2,9 0,12 3,2 0,13 3,4 0,14 3,7 0,15 4,0 0,16 4,2 0,17 4,5 0,18 4,7 0,19 5,0 0,20 5,3 0,21 5,6 0,22 5,9 0,23 6,1 0,24 6,4 0,25 6,7 0,26 7,0 0,27 7,3 0,28 7,5 0,29 7,8 0,30 8,1 0,31 8,4 0,32 8,7 0,33 9,0 0,34 9,3 0,35 9,6 0,36 9,9 0,37 10,2 0,38 10,5 0,39 10,8 0,40 11,1 0,41 11,4 0,42 11,8 0,43 12,1 0,44 12,4 0,45 12,7 0,46 13,0 0,47 13,3 0,48 13,7 0,49 14,0 0,50 14,3
100WW
WWRWC
DS
DF ×−
−=
% de va
riaç
ão
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TRABALHO PRÁTICO 2 POTENCIAL HÍDRICO FOLIAR (ΨΨΨΨw)
METODOLOGIA O potencial hídrico (Ψw) representa a diferença, em energia livre, entre a água ligada
matricialmente, pressurizada ou osmóticamente restringida e a água pura e livre, estando o
balanço hídrico das células intimamente ligado à disponibilidade de água no meio
ambiente.
Para a medição do Ψw, utilizando uma câmara de pressão tipo Scholander, o
procedimento é o que adiante se descreve:
a) Ligar o redutor de pressão (com manómetros indicadores da pressão interna da botija e da pressão de
saída do gás) à botija de azoto comprimido (Azoto tipo R: gás húmido para evitar a transpiração do
material vegetal) do qual deriva uma mangueira que transporta o gás até á bomba;
b) Posicionar a torneira de pressurização/despressurização da bomba em Off (desligado) impedindo a
entrada de gás para a câmara e abre-se a torneira da botija de azoto comprimido, regulando o redutor
para 30Kg.cm-2 (limite de segurança específico da câmara utilizada);
c) A bomba possui um regulador da velocidade de passagem do gás para o interior da câmara de pressão
(neste caso com a indicação Rate = taxa), devendo este ser ajustado antes de se iniciarem as medições
no sentido de permitir uma velocidade constante de entrada (0,2bar/s) suficientemente:
Lenta
→ Para que a compressão da folha seja homogénea em toda a sua extensão → Evitando a ocorrência de perdas de água por transpiração motivadas pelo aquecimento do mesófilo foliar (pois ao aumento de pressão está intrinsecamente associado um aumento de temperatura).
Rápida
→ De modo a impedir a excessiva retracção da seiva xilémica.
d) Com o bisturi, destacar uma folha da planta pela base do pecíolo com um corte limpo (i.e., evitando a
obstrução dos vasos xilémicos com gomas ou substâncias mucilaginosas devido ao arrastamento da
lâmina) e em bisel, tentando obter um pecíolo com comprimento suficientemente elevado que permita
atravessar a tampa da câmara de pressão;
e) Rapidamente (pois após o corte a folha continua a perder água por transpiração) introduzir o pecíolo
pelo lado interior do orifício existente na tampa da câmara e proceder ao seu aperto, selando da câmara
de pressão;
f) Com um movimento lento e contínuo, deslocar a torneira de pressurização/despressurização da bomba
para Chamber (câmara) permitindo a entrada do gás que vai comprimir a folha;
g) Com o auxílio de uma lupa, observar a extremidade seccionada do pecíolo, aguardando-se o início da
exsudação (observação facilitada pelo corte em bisel) devido à reposição da seiva para a sua posição in
vivo e reveladora de que o valor de pressão existente dentro da câmara é correspondente à pressão
negativa com que a folha retinha a água do apoplasto antes de ter sido destacada da planta (endpoint);
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h) Finalmente, direccionar a torneira da bomba para a posição Exhaust (escape) de modo a extrair o gás
da câmara e posteriormente para a posição Off (desligado), tornando possível retirar a tampa e o
sucessivo desenrolar de novo processo de medição seguindo o disposto desde a alínea c).
(1Kg/cm-2 = 0,981bar ou 0,968atm)
i) Conversão dos valores da câmara de pressão em unidades do SI (MPa):
1bar = -0,1MPa RESULTADOS - Registar os valores de Ψw obtidos:
Espécie ΨΨΨΨw (bar) ΨΨΨΨw (MPa)
Castanea sativa
Eucalyptus globulus
Amygdalus communis
Rhoeo discolor
DISCUSSÃO - Como se relaciona o Ψw das espécies com o tipo de habitat? - De que forma variará o Ψw ao longo do dia? - Como proceder para reger as variações do Ψw em espécies de interesse agrícola? - De que forma poderá o Ψw afectar o processo fotossintético?
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TRABALHO PRÁTICO 3 POTENCIAL OSMÓTICO FOLIAR (ΨΨΨΨππππ)
METODOLOGIA 1 O potencial osmótico (Ψπ) é determinado pelo método crioscópico com um osmómetro.
Por osmose entende-se a difusão de uma substância através de uma membrana
semipermeável (i.e., permeável ao solvente e impermeável ao soluto), como é o caso da
membrana celular. Com efeito, a diferença de Ψπ entre o lado interior e exterior das células
do mesófilo foliar, associada à consequente diferença de Ψw, promove quer a passagem de
água dos vasos xilémicos para o interior das células e posterior difusão no simplasto (o
espaço intracelular), quer a sua passagem do interior das células para o apoplasto (o espaço
intercelular).
Ao contrário do Ψw, a medição do Ψπ é feita em laboratório, implicando a recolha
e transporte do material vegetal. Para tal, envolve-se a folha em pequenos pedaços de
plástico conservados, durante o transporte, numa botija especial com 11 litros de
capacidade contendo azoto líquido a uma temperatura aproximada de 196ºC negativos,
conseguindo-se o congelamento instantâneo do material. Já no laboratório, as folhas são
preservadas num ultracongelador a uma temperatura de 70ºC negativos, garantindo a sua
integridade por tempo ilimitado.
O Ψπ é então medido de acordo com a seguinte metodologia:
a) Retirar os invólucros do congelador e mantê-los a baixa temperatura num balde térmico com tampa
contendo gelo picado;
b) Pesar a folha numa balança analítica;
c) Depois de dobrada e envolvida num pequeno filtro de nylon esmagá-la numa prensa manual, sendo a
totalidade do suco resultante extraído com uma micropipeta de 100µl para um tubo de
microcentrifugação com 0,25cm3 (0,001ml = 1µl). No caso de não se obterem os 100µl procede-se a
diluições: 25, 50 ou 75µl de suco para 75, 50 ou 25 de água. Originando os respectivos coeficientes de
diluição (d): 4, 2, ¼;
d) Fazer a leitura no osmómetro;
e) O valor da osmolaridade do suco (Osmole) é afixado no mostrador do osmómetro e posteriormente
convertido em MPa pela fórmula expressa por Van’t Hoff:
π = - RTCs sendo, R – Constante dos gases perfeitos: (0,00831 Kg.Kj.mol-1K-1) T – Temperatura absoluta em Kelvin: para 20ºC ⇒ 293 K Cs – Osmolaridade (mOm): lida no mostrador do
osmómetro/1000, resultante do conteúdo do simplasto e do apoplasto devido ao esmagamento
Nota: o sinal negativo deve-se ao facto dos solutos dissolvidos
reduzirem o potencial químico da água presente na solução
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RESULTADOS - Registar os valores de Ψπ obtidos:
Espécie ΨΨΨΨw (bar) ΨΨΨΨw (MPa)
Castanea sativa
Eucalyptus globulus
Amygdalus communis
Rhoeo discolor
DISCUSSÃO - Como se relaciona o Ψπ das espécies com o tipo de habitat? E com as condições ambientais “instantâneas”? - De que forma variará o Ψπ ao longo do dia? - Como proceder para detectar efeitos semelhantes no Ψπ motivados por ajuste osmótico e por síntese de fotoassimilados? - Associar as variações de Ψπ com as de Ψw. METODOLOGIA 2 1. Utilizando a solução stock de sacarose (0,50M) preparar 5 balões Erlenmeyer com 20ml das concentrações referidas na tabela: 2. Com um bisturi, retirar pequenos fragmentos da epiderme inferior da folha de Rhoeo discolor e mergulhar em cada uma das soluções preparadas. 3. Após cerca de 30 minutos, observar as epidermes ao microscópio óptico. Usar como meio de montagem a solução de sacarose onde as epidermes estiveram mergulhadas. RESULTADOS - Começando a observar as lâminas por ordem decrescente de concentração de sacarose, assinalar uma das seguintes condições: a) > 50% das células exibem intensa plasmólise b) > 50% das células estão completamente distendidas (túrgidas) c) cerca de 50% das células apresentam indícios de plasmólise (plasmólise incipiente) e as restantes estão túrgidas - O potencial osmótico do soluto de sacarose (ver tabela) em que se verifica a condição c) considera-se igual ao potencial osmótico do suco celular sacarose em atmosferas).
[Sacarose] = ____ M ____ atm. Unidades SI (megapascal): 1 atm = 0.101325MPa ____ atm = ____ MPa
[Sacarose]M Stock (ml) H2O (ml) Condição 1 0,50 2 0,40 3 0,30 4 0,20 5 0,10
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TRABALHO PRÁTICO 4 ANATOMIA DA FOLHA E APARELHO ESTOMÁTICO
Principalmente devido ás disponibilidades de água e radiação, o ambiente exerce pressões selectivas sobre as plantas promovendo variações genéticas que originaram fenótipos diferentes Assim, a morfologia da folha é muito variável consoante a sua posição relativa na planta e entre plantas de espécies diferentes. METODOLOGIA - Observar ao microscópio e analisar as características anatómicas de várias preparações definitivas de cortes transversais de folhas. 1. Calcular o valor micrométrico para a objectiva de 10x: fazer coincidir um traço da lâmina com um traço da ocular e contar o número de traços até ocorrer nova coincidência Micrómetro objectivo: 1mm = 1000µm = 100 espaços � 1 espaço = 10µm Micrómetro ocular: 100 espaços � 1 espaço = ? µm
Lâmina Ocular ___ espaços no micrómetro objectivo x 10µm = ___ µm ___ espaços no micrómetro ocular Vmicro. µm 1 traço
Valor micrométrico para a objectiva de 10x = ____µm
2. Efectue as observações seguintes e preencha a tabela:
Espécie Parênquima em paliçada (µµµµm) Parênquima lacunoso (µµµµm) Razão Zea mays (120)
Rhoeo spathacea (121) Nicotiniana tabacum (124)
3. Observar com grande ampliação o corte transversal da folha de Rhoeo spathacea de modo a poder estudar a estrutura dos estomas desta espécie. Desenhe e legende a preparação observada.
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4. Destacar um fragmento da epiderme superior e inferior da folha de Rhoeo spathacea, montar em água entre lâmina e lamela (preparação a fresco) e comparar as células oclusivas com as células companheiras e com as restantes células epidérmicas. Desenhe e legende a preparação observada com grande ampliação. 5. Observar as preparações definitivas da epiderme superior e inferior de Zea mays. Desenhe e legende a preparação observada. DISCUSSÃO - Comparar a estrutura das células oclusivas dos estomas das plantas observadas. - Quais as funções principais dos dois tipos de parênquima clorofilino? - O que significarão diferentes razões de parênquima observadas? - Qual o interesse biológico dos espaços intercelulares existentes no mesófilo foliar? - Quais as funções da cutícula da epiderme foliar? - Comente a ideia muitas vezes referida de que “a transpiração vegetal deve ser evitada ao máximo”? - Que condições ambientais favorecem a abertura e encerramento dos estomas? - De que forma deverão actuar os estomas sobre o compromisso fotossíntese/transpiração?
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TRABALHO PRÁTICO 5 CÁLCULO DA DENSIDADE ESTOMÁTICA
Um mesmo genótipo, durante o ciclo de vida de uma planta, exprime-se com pequenas variações quando sujeito a pressões abióticas, ocorrendo variações na morfologia da folha entre plantas de diferentes espécies e até mesmo entre as folhas de uma mesma planta. Os estomas são orifícios na epiderme que permitem as trocas gasosas (transpiração e fotossíntese) e que estão presentes na parte aérea das plantas (mais frequentemente nas folhas) e cuja densidade varia com a espécie e as pressões ambientais. METODOLOGIA 1. Determinar a área do campo na objectiva de 40x, fazendo coincidir o diâmetro do campo do microscópio com o início da marcação do micrómetro objectivo (100traços = 1mm) e contar o número de traços até ao outro extremo do campo.
Diâmetro Área 100 traços - 1mm
n traços - ∅ mm A = (π/4) x ∅2
A = ___ mm2 2. Destacar um fragmento da epiderme superior da folha de Rhoeo sp., montar em água entre lâmina e lamela e contar o número de estomas e de células epidérmicas em 5 campos diferentes. Repetir o procedimento para a epiderme inferior.
Epiderme Superior Epiderme Inferior Campo Estomas Cél. Epidérmicas Estomas Cél. Epidérmicas
1 2 3 4 5
Média 3. Calcule a densidade estomática e o índice estomático de ambas as epidermes.
Densidade Estomática da epiderme superior: ______ estomas.mm-2
Densidade Estomática da epiderme inferior: ______ estomas.mm-2
Índice Estomático da epiderme superior = 100ºº
ºx
sepidérmicanestomasn
estomasn
+ = ______ %
Índice Estomático da epiderme inferior = 100ºº
ºxsepidérmicanestomasn
estomasn
+ = ______ %
DISCUSSÃO - Reflectir sobre a abundância de estomas nas páginas superior e inferior das folhas. - Relacionar a abundância/distribuição de estomas com o habitat das espécies, com a zona da folha e com a posição das folhas na copa de uma planta. - Porque se deve associar sempre a densidade estomática ao índice estomático? - Relativamente ao aumento de CO2 atmosférico, como poderá variar: a) a área foliar das plantas?; b) a densidade estomática?; c) de que forma se poderá alterar a precipitação?
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TRABALHO PRÁTICO 6 NUTRIÇÃO MINERAL – CULTURAS HIDROPÓNICAS
O potencial genético produtivo das plantas só se manifestará mediante uma adequada nutrição vegetal. Como em tudo na natureza, o equilíbrio é fundamental e pequenas falhas podem desencadear grandes perdas produtivas. METODOLOGIA 1. Etiquetar 11 frascos de vidro do seguinte modo: FeEDTAcompleto (EDTA = ácido
etilenodiaminatetracético, quelato artificial utilizado para fornecer ferro e micronunrientes), FeCL3completo, -Ca, -K, -S, -Mg, -N, -P, -Fe, -Micronunrientes (molibdénio, cobre, manganés, zinco, e boro) e +Salino. 2. Encher os frascos dos 10 primeiros tratamentos até cerca de 2/3 da sua capacidade com água destilada. 3. Adicionar a cada um dos 9 frascos/tratamentos os volumes das soluções stock indicadas na tabela existente no laboratório. 4. Preencher o restante volume dos frascos até 1cm do bordo com água destilada. 5. No frasco 10, correspondente ao tratamento salino substituir a água destilada por uma solução de 100mM de NaCl (encher também até 1cm do bordo). 6. Introduzir 3 plântulas de milho em cada suporte/tampa de esferovite, aconchegando os caules com algodão (evitando que este toque na solução). 7. Medir o pH dos tratamentos FeEDTAcompleto, -N e +Salino (repetir semanalmente). 8. Colocar os frascos na câmara de crescimento durante 5 semanas. 9. Arejar regularmente as soluções e adicionar água destilada ou a solução de NaCl caso ocorram variações de volume. 10. Na planta “média” de cada tratamento após a 1ª, 3ª e 5ª semanas efectuar as medições apresentadas nas tabelas de resultados. DISCUSSÃO - Porque se deve utilizar água destilada? - Discutir a mobilidade dos nutrientes. - Interpretar as variações de pH. - Estabelecer relações entre os resultados obtidos e os habitats naturais ou cultivados.
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Composição do meio nutriente (ml)
Solução stock Fe EDTA Fe CL3 -Ca -K -S -Mg -N -P -Fe -Micron. 1M Ca(NO3)2 10 10 - 10 10 10 - 10 10 10
1M KNO3 10 10 10 10 10 - - 10 10 10 1M MgSO4 4 4 4 - - 4 4 4 4 4 1M KH2PO4 2 2 2 2 2 - 2 - 2 2
Fe EDTA 2 - 2 2 2 2 2 2 - 2 Fe Cl3 - 2 - - - - - - - -
Micronutrientes 2 2 2 2 2 2 2 2 2 - 1M NaNO3 - - 20 - - 10 - - - - 1M MgCl2 - - - 4 - - - - - - 1M Na2SO4 - - - - 4 - - - - -
1M NaH2PO4 - - - - - 2 - - - - 1M CaCl2 - - - - - - 10 - - - 1M KCl - - - - - - 10 2 - -
RESULTADOS
pH TRATAMENTO Inicial 1ªSemana 2ªSemana 3ªSemana 4ªSemana 5ªSemana Média FeEDTAcompleto
-N +Salino
COMPRIMENTO DO CAULE
TRATAMENTO 1ªSemana 3ªSemana 5ªSemana Média FeEDTAcompleto FeCL3completo
-Ca -K -S
-Mg -N -P -Fe
-Micronutrientes +Salino
COMPRIMENTO DA RAIZ
TRATAMENTO 1ªSemana 3ªSemana 5ªSemana Média FeEDTAcompleto FeCL3completo
-Ca -K -S
-Mg -N -P -Fe
-Micronutrientes +Salino
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SINTOMAS DE DEFICIÊNCIA/TOXICIDADE TRATAMENTO 1ªSemana 3ªSemana 5ªSemana
FeEDTAcompleto
FeCL3completo
-Ca
-K
-S
-Mg
-N
-P
-Fe
-Micronutrientes
+Salino
(toxicidade)
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CHAVE PARA A DETECÇÃO VISUAL DE SINTOMAS DE DEFICIÊNCIA EM ELEMENTOS MINERAIS A. EFEITOS LOCALIZADOS NAS FOLHAS MAIS VELHAS A1. Clorose geral progredindo de verde-claro para amarelo; crescimento atrofiado; folhas necróticas podendo secar completamente – Azoto A2. Clorose nas margens e extremidades das folhas, podendo progredir para necroses; folhas frágeis e encurvadas para cima – Magnésio A3. Clorose interveinal com os primeiros sintomas parecidos aos da deficiência em azoto; as margens das folhas podem tomar-se necróticas e enroladas – Molibdénio A4. Margens das folhas acastanhadas ou manchadas e recurvadas para baixo – Potássio A5. Acumulação de antocianinas nas folhas dando-lhes uma coloração verde-azulada ou vermelho-púrpura; as folhas inferiores podem tomar-se amarelas – Fósforo B. EFEITOS LOCALIZADOS NAS FOLHAS MAIS JOVENS Bl. Folhas verde-claras, com tendência para o amarelecimento; tecidos interveinais com cor clara – Enxofre B2. Áreas amarelas ou esbranquiçadas entre as nervuras; inicialmente as nervuras são verdes tornando-se cloróticas em condições de deficiência mais severa – Ferro B3. Manchas necróticas nas jovens folhas cloróticas, permanecendo verdes as nervuras mais pequenas – Manganês B4. Clorose nas folhas anormalmente mais pequeninas; entrenós curtos evoluindo para um aspecto de roseta – Zinco B5. Folhas jovens permanentemente murchas, evoluindo para clorose e necrose – Cobre C. MORTE DOS GOMOS TERMINAIS C1. Tecido quebradiço, folhas jovens tendencialmente cloróticas ou necróticas e com desenvolvimento espiralado ou distorcido; meristemas terminais e laterais mortos – Boro C2. Parcial ou total ausência de regiões meristemáticas; extremidades e margens das folhas necróticas – Cálcio
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TRABALHO PRÁTICO 7 DIFUSÃO DO VAPOR DE ÁGUA ATRAVÉS DE SEPTOS UNIPERFURADOS
A área total dos ostíolos na máxima abertura não é maior do que 1 a 2% da superfície foliar se bem que a evaporação através dos estomas seja 50 a 60% da evaporação de uma superfície de água livre igual à superfície foliar em comparação. Se 80 a 90% da água transpirada passa pelos estomas qual será a razão para tão elevado grau de eficiência? METODOLOGIA 1. Cortar 4 discos de uma folha fina de alumínio do tamanho da boca de frascos com 100ml de capacidade. 2. Fazer um furo circular no centro de cada disco com os diâmetros de 0,5mm, 1,0mm, 1,5mm e 2,0mm. 3. Encher os frascos até 2cm do cimo com água destilada. 4. Aplicar vaselina no bordo de cada frasco e adaptar-lhe os discos utilizando um elástico vulgar. 5. Pesar os frascos com aproximação ao miligrama e conservá-los numa atmosfera sem turbulência durante 3 semanas. 6. No fim deste período voltar a pesar os frascos com aproximação ao miligrama e calcular a perda de água em cada frasco. 7. Preencha a tabela seguinte com o perímetro, a área de cada poro e a perda de água correspondente:
Diâmetro (mm)
Perímetro (mm)
Área (mm2)
Peso Inicial (g)
Peso Final (g)
Perda de água (g)
0,5 1,0 1,5 2,0
P = 2ππππr A = (ππππ/4) x ∅∅∅∅2 ∆∆∆∆peso = Pf - Pi
8. Preencha a tabela seguinte com os valores relativos do perímetro, da área de cada poro e da perda de água tomando como 100% os valores referentes ao poro de 0,5mm:
Diâmetro (mm)
Perímetro (%)
Área (%)
Perda de água (%)
0,5 100 100 100 1,0 1,5 2,0
DISCUSSÃO - Comentar as variações percentuais observadas relacionando-as com o diâmetro de evaporação.
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TRABALHO PRÁTICO 8 DIFUSÃO DO VAPOR DE ÁGUA ATRAVÉS DE SEPTOS MULTIPERFURADOS
METODOLOGIA 1. Cortar 5 discos de uma folha fina de alumínio do tamanho da boca de frascos com 100ml de capacidade. 2. Nos primeiros 4 discos, fazer 10 furos circulares em cada disco com 0,3mm de diâmetro. Espaçar diferentemente os furos de cada disco: 5 diâmetros, 10 diâmetros, 15 diâmetros e 20 diâmetros. 3. No quinto disco, fazer apenas um poro de diâmetro 4 vezes maior, ou seja com 1,2mm. 4. Encher 6 frascos até 3cm do cimo com água destilada. 5. Aplicar vaselina no bordo de cada frasco e adaptar-lhe os discos utilizando um elástico vulgar, deixando um frasco totalmente aberto. 6. Pesar os frascos com aproximação ao miligrama e conservá-los numa atmosfera sem turbulência durante 3 semanas. 7. No fim deste período voltar a pesar os frascos com aproximação ao miligrama e calcular a perda de água em cada frasco. 8. Preencha as tabelas seguintes relativas à perda de água correspondente:
Diâmetro (mm) Nº de poros por septo
Nº de diâmetros do espaçamento
Espaçamento (mm)
P. Inicial (g)
P. Final (g)
Perda de água pelo septo (g)
0,3 10 5x 1,5mm 0,3 10 10x 3,0mm 0,3 10 15x 4,5mm 0,3 10 20x 6,0mm 1,2 1 - 0,0mm
Frasco aberto “1” - - Nota: o septo corresponde à área total da superfície do goblé
Diâmetro (mm) Perda de água pelo septo (g)
Perde de água por poro (g)
Área total do septo (cm2)
Área total dos poros (cm2)
% de área aberta do septo
0,3 15,9 0,71 4,47 0,3 15,9 0,71 4,47 0,3 15,9 0,71 4,47 0,3 15,9 0,71 4,47 1,2 15,9 1,13 7,11
Frasco aberto 15,9 “15,9” 100 DISCUSSÃO - Comentar as variações percentuais observadas relacionando-as com o espaçamento dos poros de evaporação. - Que conclusões se podem retirar relativamente à proporcionalidade das taxas de evaporação?
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TRABALHO PRÁTICO 9 O FENÓMENO DE GUTAÇÃO
A gutação é fenómeno de perda de água pelas plantas excepcionalmente na forma líquida, que ocorre através de estruturas designadas por hidátodos. METODOLOGIA 1. Regar em excesso um vaso com plântulas de trigo com cerca de 5cm de altura. 2. Colocar o vaso sob uma campânula de vidro. 3. Observar, no dia seguinte, as gotas de água nos ápices foliares. 4. Num corte histológico da folha de Fuchsia sp. (nº 126) observar a estrutura de um hidátodo. DISCUSSÃO - Quais foram as causas que favoreceram a gutação nesta experiência? - Discuta os factores que poderão promover a gutação em condições vegetativas naturais. - Que diferença fundamental existe entre a gutação e a transpiração? - A capacidade de gutação é benéfica ou prejudicial às plantas? - Sabia que muitas vezes este fenómeno é confundido com o orvalho?
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TRABALHO PRÁTICO 10 FACTORES AMBIENTAIS NA TRANSPIRAÇÃO – POTÓMETRO
Apesar das plantas dependerem da água para a sua existência e desenvolvimento, uma elevada quantidade da água absorvida do solo no estado líquido é libertada para a atmosfera no estado gasoso sem ter exercido efeitos directos no crescimento ou nos processos metabólicos da planta. As plantas apenas retêm 1% da água absorvida que utilizam como meio dispersante, transpirando os restantes 99%. O processo que descreve o fenómeno pelo qual as plantas vivas perdem água, sob a forma de vapor, designa-se por transpiração, podendo esta perda de vapor de água ocorrer em qualquer parte da planta exposta ao ar (inclusive nas raízes, pois estão em contacto com a atmosfera do solo) se bem que os principais órgãos de transpiração sejam as folhas. METODOLOGIA 1. Colocar um ramo de Prunus laurocerasus num potómetro. 2. Simular os seguintes factores ambientais:
vento/controlo(sem vento) luz/controlo(sombra) vento+luz/controlo(sem vento+sem luz) 3. Realizando 3 repetições, registar o tempo necessário (segundos) para que a bolha percorra 10 divisões do tubo capilar (equivalentes à deslocação de 0,1ml de água). 4. Entre cada conjunto de 3 determinações, aguardar cerca de 10 minutos para que ocorra aclimatação ao factor simulado. 5. Converter os resultados de ml.sec-1 em ml.min-1 para cada um dos factores simulados. RESULTADOS Repetição Vento Controlo
(sem vento) Luz Controlo
(sombra) Vento+Luz Controlo
(sem vento+sem luz) 1
2
3
Média
Taxa de transpiração
(mlH2O.min-1)
DISCUSSÃO - Qual o efeito de cada um dos factores ensaiados na taxa de transpiração? - Caso ocorram diferenças de transpiração entre os diferentes grupos/ramos submetidos ao mesmo tratamento discuta a que se poderão dever. - Tentar relacionar as taxas de transpiração obtidas a uma hipotética taxa de fotossíntese aparente nas condições simuladas. - Discutir em que condições no habitat natural se poderiam encontrar os factores simulados e perceber as oscilações diárias/sazonais da transpiração e da fotossíntese, bem como a sua interdependência.
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TRABALHO PRÁTICO 11 PIGMENTOS FOTOSSINTÉTICOS – QUANTIFICAÇÃO E SEPARAÇÃO
Parte 1
Quantificação espectrofotométrica em acetona ou álcool Eunice Areal Bacelar e José Gomes Laranjo
Introdução A fotossíntese é um processo pelo qual as plantas superiores e não superiores conseguem converter energia radiante em energia química. A energia radiante é absorvida pelos pigmentos fotossintéticos que se encontram localizados em supercomplexos nas membranas tilacóides.
Procedimento: 1- Preparar 3 conjuntos de 6 discos (0,8 cm diâmetro cada), sem nervura central, de 3 folhas de uma planta. Pesar os discos e calcular a área foliar. 2- Preparar um quarto conjunto de 6 discos (contendo dois discos de cada uma das folhas usadas). Colocá-los em tubo de ensaio e levá-los para estufa a 65ºC. 3- Em 3 tubos de ensaio colocar 10 ml de acetona 80% (ou álcool). 4- Colocar os discos em cada um dos tubos 5- Deixar repousar durante 48h ao abrigo da luz, para extracção dos pigmentos. 6- Filtrar o extracto usando um disco de papel de filtro, colocado num tubo de ensaio. 7- Faça a leitura espectrofotométrica das absorvências dos extractos nos seguintes comprimentos de onda: 663 nm, 647 nm e 470 nm. 8- Se der valores de absorvência superiores a 1, faça uma diluição do extracto: junte 2,5 ml de extracto a 7.5 ml de acetona 12- Aplique para determinação da concentração em pigmentos (µg.ml-1): acetona 80%: álcool 95%:
Cla= 12,25A663,2 – 2,79A646,8 Cla= 13,36A664,2 – 5,19A648,6
Clb= 21,5A646,8 – 5,1A663,2 Clb= 27,43A648,6 – 8,12A664,2
Cltotal= 7,15A663,2 + 18,71A646,8 Cltotal= 5,24A664,2 + 22,24A648,6
Cartotal= (1000A470 – 1,82Cla – 85,02Clb)/198 Cartotal= (1000A470 – 2,13Cla –
97,64Clb)/198
13- Aplique o coeficiente de diluição aos resultados e reporte-os ao peso seco e área foliar utilizada. 14- Calcule a razão Cla/Clb Nota: A acetona 80% pode ser substituída por álcool 95%. Tópicos de reflexão 1- Porque se devem proteger os extractos da luz? 2- Compare os resultados da razão Cla/Clb de todos os grupos.
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TRABALHO PRÁTICO 11 PIGMENTOS FOTOSSINTÉTICOS – QUANTIFICAÇÃO E SEPARAÇÃO
Parte 2
Separação por diferenças de solubilidade José Gomes Laranjo
Introdução Quando é adicionado benzeno a uma solução cetónica de pigmentos fotossintéticos, este solvente apolar dissolve preferencialmente as clorofilas, pois são moléculas globalmente neutras. Os carotenóides também são moléculas neutras, mas nas plantas, aparecem frequentemente ligados a proteínas e glúcidos, formando estruturas moleculares de maiores dimensões e com alguma polaridade. Em consequência são facilmente arrastados pela acetona, molécula mais polar que o benzeno e não se dissolvem bem neste último.
Procedimento: 1- Coloca 3 ml de extracto de pigmentos num tubo de ensaio (ou num funil de decantação). 2- Adiciona 1,5 ml de benzeno e agita cuidadosamente. 3- Adiciona 5 gotas de água à solução anterior e volta a agitar cuidadosamente 4- Deixa repousar a solução durante alguns minutos. 5- Com a ajuda de uma pipeta faz a separação dos dois níveis colorimétricos do extracto (cor de laranja e verde). Nota a parte verde contém o extracto de cetónico de clorofilas e a parte laranja contem o extracto benzénico de carotenóides. 6- Ao extracto cetónico de clorofilas junta-lhe agora cerca de 1/3 do volume em éter de petróleo. Tópicos de reflexão
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TRABALHO PRÁTICO 11 PIGMENTOS FOTOSSINTÉTICOS – QUANTIFICAÇÃO E SEPARAÇÃO
Parte 3
Separação de pigmentos por cromatografia Introdução Trata-se de uma técnica muito usada na separação de biomoléculas . esta técnica separa os constituintes de uma mistura atendendo a propriedades como a solubilidade, tamanho e massa. Baseia-se nas diferenças de velocidade de deslocamento das biomoléculas através de um meio poroso (Fase estacionária) quando arrastadas por um eluente (líquido ou gás) em movimento (Fase móvel). Procedimento 1- Corta uma peça de papel de filtro com cerca de 5 x 10 cm. 2- Com um lápis marca no papel duas linhas horizontais, a cerca de 1 cm de cada extremidade e, de seguida, dobra o papel a meio, por forma a ficar com a forma de L. 3- Coloca uma gota de extracto em cada um dos lados desse L. 4- Numa placa de petri coloca 10 ml de eluente (composição: 8,5 ml éter de petróleo, 1 ml de acetona 80%, 0,5 ml de benzeno). 5- Introduz a peça de papel de filtro na placa de petri, por forma a que uma extremidade fique mergulhada no eluente, mas abaixo da amostra de pigmentos. 6- Quando a frente do eluente alcançar a linha superior, retirar o cromatograma e deixar secar. 7- Depois de bem seco, sobreponha uma folha de papel vegetal ao cromatograma e copie, a lápis, o contorno das manchas obtidas. 8- Faça as medições necessárias e calcule os valores de Rf (Factor de retenção) para os diferentes pigmentos.
áximaDistânciam
anchaocentrodamDistânciaaRf =
Para reflexão a)- Estabeleça a relação entre as manchas observadas no cromatograma e os diferentes pigmentos fotossintéticos. b) Interprete as diferentes distâncias percorridas pelos vários pigmentos fotossintéticos.
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TRABALHO PRÁTICO 12 TROCAS GASOSAS – IRGA
A taxa de assimilação aparente fornece uma estimativa válida do balanço entre a actividade fotossintética e a actividade respiratória da planta intacta durante determinado período de tempo, sendo o método mais frequentemente utilizado para o estudo da eficiência fotossintética das plantas. No entanto, a quantificação deste parâmetro, por si só, não explica os possíveis mecanismos fisiológicos e bioquímicos reguladores da actividade fotossintética. Daí a necessidade de recorrer a outros parâmetros para uma melhor compreensão da performance do aparelho fotossintético. METODOLOGIA 1. Escutar atentamente a apresentação dos diferentes modelos de IRGA. 2. Entender o modo de funcionamento do IRGA a utilizar neste trabalho prático. 3. Ligar o aparelho e verificar todas as constantes inerentes ao processamento do software. 4. Aguardar cerca de 15 minutos para que todo o circuito gasoso fique em equilíbrio com a atmosfera envolvente das plantas a estudar. 5. Efectuar 5 repetições em diferentes espécies de plantas e condições ambientais. 6. Transferir os dados do IRGA para o computador. 7. Proceder à análise numérica e gráfica dos diferentes parâmetros relativos às trocas gasosas e discutir a sua variação e interdependência.
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TRABALHO PRÁTICO 13
DETERMINAÇÃO DO POTENCIAL OSMÓTICO DO SUCO CELULAR PELO MÉTODO PLASMOLÍTICO
Modo de proceder
A partir de uma solução de sacarose (0,50 M), preparar 20 ml de cada uma das
seguintes concentrações: 0,50, 0,45, 0,40, 0,35, 0,30, 0,25, 0,20, 0,15, 0,10 e 0,05 M.
Com um bisturi, retirar pequenos fragmentos da epiderme inferior da folha de
Rhoeo discolor (rica em antocianinas) e mergulhar em cada uma das soluções
preparadas.
Após 30 minutos, observar as epidermes ao microscópio óptico. Usar como meio de
montagem a solução de sacarose onde as epidermes estiveram mergulhadas.
Resultados da experiência
1- Começando-se a observar as lâminas por ordem decrescente de concentração de
sacarose, assinalar esquematicamente aquela(s) em que:
a) mais de 50% das células exibem intensa plasmólise;
b) mais de 50% das células estão completamente distendidas;
c) cerca de 50% das células apresentam indícios de plasmólise (plasmólise
incipiente) enquanto outras tantas estão túrgidas.
O potencial osmótico do soluto de sacarose em que a condição c) se observa considera-
se igual ao potencial osmótico do suco celular.
2- Que acontece a uma célula vegetal colocada num soluto com uma pressão osmótica
mais elevada do que a pressão capaz de produzir plasmólise incipiente?
3- Que acontece quando uma célula plasmolisada é colocada em água destilada?
4- A pressão osmótica de uma célula em plasmólise incipiente é, geralmente mais alta ou
mais baixa do que a sua pressão osmótica quando distendida?
5- Poder-se-à determinar a pressão osmótica normal, i.é., a presão osmótica de uma célula
distendida se se conhecer a sua pressão osmótica na plasmólise incipiente.
6- Reflectir sobre a importância do conhecimento deste parâmetro em trabalhos associados
ao estudo das relações hídricas das plantas.
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Material distribuído por grupo: Folha com antocianinas 125 ml de solução de sacarose 0,50 M 7 gobelés de 25 ml 2 provetas de 50 ml 1 vareta de vidro
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ANEXO: EQUIVALÊNCIA ENTRE UNIDADES DO SISTEMA MÉTRICO
Fracções Decimais
Mil 1.000 mili m Milhão 1.000.000 micro µ Bilião 1.000.000.000 nano n Trilião 1.000.000.000.000 pico p
Concentrações Molares
1 Molar 1 M 1 mole/L 1mmole/mL 1 milimolar 1 mM 1 mmole/L 1µmole/mL
1 micromolar 1µM 1 µmole/L 1 nmole/mL 1 nanomolar 1 nM 1nmole/L 1 pmole/mL
Peso
1 quilograma 1 kg 1.000 gramas 1 grama 1 g 1.000 miligramas
1 miligrama 1 mg 1.000 microgramas 1 micrograma 1 µg 1.000 nanogramas 1 nanograma 1 ng 1000 picogramas
Volume
1 Litro 1 L 1.000 mililitros 1 mililitro 1 mL 1.000 microlitros 1 microlitro 1 µL 1.000 nanolitros 1 nanolitro 1 nL 1.000 picolitros