metodología diagnóstica y necropsia en aves
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PARTE 2
METODOLOGÍA DIAGNÓSTICA DE:
AVES, CERDOS, PECES, ABEJAS, CONEJOS, FAUNA SILVESTRE, ANIMALES DE LABORATORIO
CAPÍTULO 4
Metodología diagnóstica ytécnica de necropsia en aves
METODOLOGÍA DIAGNÓSTICA Y TÉCNICA DE NECROPSIA EN AVES
Dra. Norma L. Calderón ApodacaDr. Félix Sánchez Godoy
Contenido
Introducción
Historia clínica
Inspección clínica
Técnica de necropsias en avesMaterial y métodosExamen exterior del animalPosición del animalIncisiónEvisceraciónExamen del aparato digestivoRevisión del aparato genitalRevisión del aparato urinarioÓrganos hemo-linfáticosEncéfaloAparato locomotor
Diagnóstico clínico presuntivo
Selección, obtención y envío de muestras para diagnóstico de laboratorio
Características de los estudios de laboratorio
SerologíaBacteriología y micologíaVirologíaHistopatologíaBiología molecular
Integración de un diagnóstico definitivo
Literatura citada
INTRODUCCIÓN
El Médico Veterinario Zootecnista que participa en los sistemas de producción avícola
necesita conocer las acciones para obtener mayor productividad y rentabilidad
posibles para el avicultor. Una de estas acciones es reconocer los procesos
patológicos presentes en la parvada la cual se puede realizar por medio del
diagnóstico.
La metodología de diagnóstico en aves es un proceso ordenado en el que se
incluyen varios pasos:
A) Establecer una historia clínica de la granja.
B) Realizar el examen clínico de las parvadas.
C) Formular el diagnóstico clínico presuntivo.
D) Realizar el examen de necropsias.
E) Selección conservación y envío de muestras para:
F) Confirmar el diagnóstico por estudios de laboratorio
G) Establecer un diagnóstico definitivo.
HISTORIA CLÍNICA
La anamnesis consiste en la recopilación de datos sobre los hechos que antecedieron
o están relacionados con la manifestación de un proceso patológico o de
improductividad de la parvada. El acopio de estos datos se obtiene mediante un
interrogatorio extenso a la persona o personas que presentan el caso. En la historia
clínica se registran datos relacionados con la ubicación de la granja, fin zootécnico,
tipo de instalaciones, estirpe de las aves e incubadora de procedencia, condiciones
climáticas generales de la granja (macro y microclima).
INSPECCIÓN CLÍNICA
El examen clínico tiene la finalidad de determinar la presencia de signos que sugieran
la causa del proceso patológico. Es importante considerar que en la práctica de la
medicina aviar, la inspección clínica, es por medio de la observación de grupos y no
por exploración de individuos en particular. Se debe observar la actitud de la parvada,
sonidos extraños, revisión de la cama, equipo, medio ambiente de la caseta (figura 1).
Posteriormente se puede realizar la inspección clínica de las aves vivas mediante un
examen directo (figura 2) en donde se pueden evaluar los siguientes aspectos:
Actitud del ave.
Desarrollo del ave de acuerdo su fin zootécnico.
Estado de hidratación.
Coloración de cresta y barbillas.
Evidencia de dificultad de respiratoria o indicio de diarrea.
Condición corporal y de plumas.
Evaluación del sistema nervioso central y periférico.
TÉCNICA DE NECROPSIAS EN AVES
Este método es útil para realizar la necropsia de aves industriales, de corral o de
traspatio y puede llevarse a cabo en aves de compañía y ornato tomado en cuenta las
posibles diferencias anatómicas. La presentación de enfermedades en las aves
comerciales se puede manifestar por bajos parámetros productivos, signos clínicos o
por aumento en la mortalidad. Para el diagnóstico de la enfermedad que afecta una
parvada se requiere como ya se menciono anteriormente de la historia clínica mediata
e inmediata, la necropsia y los estudios de laboratorio llevados a cabo en por lo menos
cinco a diez aves enfermas, elegidas por presentar los signos clínicos representativos
del padecimiento actual. La necropsia tiene como finalidad observar los cambios
macroscópicos en órganos y tejidos que puedan sugerir al agente causal y a través de
ella se toman las muestras de histopatología, bacteriología, virología, serología,
parasitología y toxicología con el objeto de integrar un diagnóstico final.
La eutanasia debe ser lo menos traumatizante posible para no hacer sufrir a las
aves, el método empleado en pollitos de menos de dos semanas de edad, es la
decapitación por medio de tijeras o guillotina. En el caso de aves adultas se
recomienda realizar la dislocación cervical, para lo cual se realiza tracción a nivel de la
articulación atlanto-occipital en un ángulo de 45º y con la otra mano se sujetan las
patas y la punta de las alas (figura 3).
La necropsia debe de llevarse a cabo de preferencia en aves muertas
recientemente, y debe ser llevada en forma sistemática y es recomendable que se
realice en serie, con el objeto de comparar grados de lesiones y frecuencia de ellas.
MATERIAL Y MÉTODOS
La necropsia puede ser llevada a cabo no solo en una sala acondicionada
especialmente para tal efecto como sucede en un laboratorio de diagnóstico. En la
granja también puede llevarse a cabo siempre y cuando haya manera de evitar la
contaminación del sitio en el que se realiza, colocando los cadáveres por ejemplo en
una charola o bolsas de material adsorbente con objeto de poder desechar la totalidad
de líquidos y material orgánico para ser posteriormente incinerados.
MATERIAL
Se puede utilizar una charola grande de acero inoxidable o bien realizar la necropsia
en una mesa de material que sea lavable y puedan trabajarse y recolectarse los
órganos, sobre ésta mesa se pueden colocar periódicos o bolsas de alimento los
cuales sirven para absorber los líquidos y sangre que se liberen. Son igualmente
necesarios jeringas y tubos para tomar muestras de sangre, un par de tijeras para
descuartizar aves, unas tijeras de disección de punta roma, 2 pinzas unas con dientes
y unas sin dientes, hilo resistente para ligar los diferentes segmentos del intestino.
Frascos estériles para recolectar muestras para otros laboratorios, frascos con
formalina al 10% amortiguado a pH 7.4, portaobjetos.
1. Examen exterior del animal
Examinar el aspecto del plumaje y orificios corporales, registrar lesiones o presencia
de ectoparásitos.
2. Posición del animal
Colocar el ave en decúbito-dorsal, después realizar una incisión en cada uno de los
pliegues de las piernas con la finalidad de proceder a la luxación de las articulaciones
coxo-femorales (Figura 4)
Estado general
• Caquexia u obesidad
Cabeza
• Aumento de volumen: Síndrome de cabeza hinchada
Coriza, Pasteurelosis,
Sinusitis
• Secreción nasal (coanas): Serosa en irritación por gases (cama con amoniaco),
polvo, principio de enfermedades respiratorias. Coriza, Ornitobacterium
rhinotracheale.
• Secreción fibrino-caseosa. Enfermedades respiratorias crónicas o complicadas.
Plumaje
• Plumas sucias: conglomerado fecal alrededor del ano. Pulorosis,
diarrea verde esmeralda. Enf. de Newcastle, cama muy sucia.
• Plumas arrancadas: picoteo, peleas, canibalismo, presencia de ectoparásitos
provocando prurito (piojos).
Estado de la Piel
• Heridas: Superpoblación, peleas.
• Inflamación heterofílica y/o granulocítica: Infección bacteriana de las heridas,
ampolla en la quilla por Staphylococcus sp. Aunque las aves no forman
propiamente abscesos como los mamíferos su aspecto macroscópico es como
éstos.
• Tumores: Hipertrofia de folículos plumosos, enfermedad de Marek.
• Vesículas y pústulas alrededor del pico ojos crestas, barbillas por viruela aviar.
• Inflamación y necrosis por dermatitis gangrenosa.
• Aspecto de quemadura más ausencia de plumas en la quilla, por cama sucia.
• Deformación de las escamas de las patas, por presencia de ectoparásitos.
Estado del esqueleto y de los miembros
• Desviación de la quilla por raquitismo en pollo de engorda o por osteoporosis en
adultos.
• Luxación del tendón de Aquiles o tendón gastrognémio, en caso de perosis.
• Dedos torcidos por Mycoplasmas en pavos.
• Artritis por mycoplasmas o reovirus, gota articular.
Cresta, Barbillas, Carúnculas
• Cianosis, por histomoniasis (cabeza negra) en pavos, erisipela, cólera aviar,
tifoidea aviar, estrés por calor.
• Edematosas, Cólera aviar crónica.
Estado de las mucosas
• Bucal, exudado adherente de color blanco por tricomoniasis de las palomas,
úlceras diftéricas amarillo-grisáceas en intoxicación por tricotecenos.
• Ocular, sinusal, inflamación con secreción serosa o blanquecina en coriza aviar, y
en enfermedades respiratorias evolutivas.
• Cloacal, inflamada o hemorrágica por diarreas o picoteo.
3. Incisión
La piel y el plumaje se humedecen en una solución jabonosa para evitar la dispersión
de plumas y plumones. Con las tijeras de punta roma se introducen en el pico para
cortar la articulación craniomandibular; se corta la piel de la base del pico hasta la
punta del esternón sin dañar los órganos adyacentes, se prolonga esta incisión hasta
la cloaca y se disecan los planos subcutáneos.
A. Se ponen en evidencia las masas musculares, músculos pectorales,
músculos de muslos y piernas, en donde se pueden encontrar las siguientes
lesiones:
• Edemas subcutáneos, en dermatitis gangrenosa, traumatismos, heridas.
• Heridas y traumatismos asociados a un proceso inflamatorio debido a agentes
oportunistas (E. coli, Staphylococcus sp, Pasteurella, Pseudomonas, Clostridias,
etc.).
• Hemorragias, en ENC, Influenza aviar, por septicemias.
• Ampollas en la punta del esternón debido a percheros, jaulas o pisos en mal
estado.
• Canales o carcasas muy rojas, por congestión en las septicemias por tifoidea aviar,
cólera aviar, influenza aviar, muerte súbita.
• Músculos pálidos, por deficiencia de vitamina E y Se, o por desórdenes
metabólicos agónicos en fiebres intensas por septicemias.
• Músculos atrofiados, por emaciación en enfermedades crónicas debilitantes como
la tuberculosis aviar.
B. Exploración de la cavidad bucal y orofaringe:
• Aspecto y color de las mucosas, se pueden encontrar la presencia de material
fibrino-necrótico grisáceo o blanquecino adherente en la mucosa enrojecida en los
casos de Trichomonas de las palomas o gallinas, candidiasis en patos y gallinas
de Guinea, lesiones diftéricas por Poxvirus en caso de viruela aviar.
• Timos, 5 a 7 lóbulos muy aparentes en ambos lados del cuello en aves jóvenes. La
atrofia de los lóbulos del timo sugiere el desarrollo de alguna enfermedad
inmunosupresora tal como: Gumboro, Marek, Anemia Infecciosa, Reovirus.
Se efectúa una incisión para abrir la cavidad abdominal desde el vértice del
esternón hasta arriba de la cloaca y otra incisión siguiendo la trayectoria de la última
costilla a ambos lados de la línea media seccionando las articulaciones costocondrales
(figura 5).
En la cavidad abdominal puede haber presencia de líquido ascítico, debido a
síndrome ascítico o por hepatopatías tóxicas o virales.
Se continúa con la incisión abdominal la cual se prolonga hasta la base de los
muslos, los músculos pectorales se seccionan con las tijeras de descuartizar aves
siguiendo la trayectoria de la última costilla la cual se secciona junto con el coracoides
y la clavícula; las masas musculares pectorales y los huesos torácicos se levantan y
se extraen en su totalidad. Una vez expuestos los órganos de cavidad torácica y
abdominal, se procede a observar y describir el aspecto de los órganos.
• Ausencia de grasa abdominal: en enfermedades crónicas caquéxicas como
tuberculosis, parasitosis, enfermedades tumorales.
• Aspecto general congestionado rojo oscuro: septicemias, choque endotóxico,
salmonelosis, cólera aviar, peritonitis por postura abdominal.
• Sacos aéreos con aspecto de vidrio esmerilado, engrosados y con presencia de
fibrina: Mycoplasmosis, Cólera aviar, serositis, ERCC, colibacilosis, reovirosis
• Sacos aéreos con moho: por Aspergilosis
• Sacos aéreos y serosas con depósito blancuzco de aspecto de talco: uratosis (en
gota visceral)
4. Evisceración
Se liga en el extremo anterior del esófago para seccionarlo y separarlo de la
orofaringe. Todo los órganos abdominales son retraídos hacía la cola del ave, la
porción distal del recto es ligada y seccionada para a continuación colocar el aparato
digestivo en una charola, la cloaca se queda en su sitio.
En aves que aún presentan bolsa de Fabricio, ésta se localiza en la parte
dorsal de la cloaca, tiene forma de un pequeño saco con pliegues hacia su interior y es
de color blanco cremoso. Para su extracción de toma la bolsa de un extremo con unas
pinzas sin dientes y con unas tijeras de punta roma se secciona el tejido conectivo que
la mantiene en su sitio anatómico.
La tráquea se retira de la cavidad torácica junto con los pulmones y el corazón.
Corazón
• Pálido flácido y redondo por miocarditis.
• Petequias y sufusiones: en septicemias, toxinas, ascítis, nefritis, enfermedad de
Newcastle, Influenza aviar.
• Metástasis por enfermedades neoplásicas.
• Decoloraciones blanquecinas: necrosis por deficiencia de vitamina E y Selenio.
A continuación, la laringe y la tráquea son seccionadas longitudinalmente con
tijeras de punta roma, hasta los pulmones para examinar el contenido y el aspecto de
la mucosa. Mucosa traqueal inflamada caracterizada por mucosa enrojecida,
recubierta por moco o líquido sanguinolento, o fibrina amarillenta o material caseoso:
causada por bronquitis infecciosa, laringotraqueitis infecciosa aviar, rinotraqueitis del
pavo, ERCC.
• Hemorragias petequiales o equimóticas: ENC, Influenza aviar, BI, LTI.
• Mucosa inflamada más la presencia de parásitos rojos, padecimiento denominado
singamosis.
Pulmones
• Aspecto de los pulmones rojo obscuros en su totalidad o en algunas porciones. Por
congestión, septicemias, toxemias, neumonías, congestión hipostática.
• Presencia de nódulos: en tuberculosis aviar, aspergilosis de los pollitos
• Depósito de material blancuzco, en uratosis.
5. Se continúa con el examen del aparato digestivo.
Hígado
Color de hojas secas: tifoidea aviar.
Hemorragias petequiales y sufusiones: septicemias, toxemias, enterovirosis.
Áreas de color rojo oscuro (congestión) o áreas pálidas o amarillentas de bordes
irregulares Degeneración) o puntos amarillentos o blancos agrupados, coalescentes o
dispersos en un área (necrosis): cólera aviar, colibacilosis, histomoniasis,
salmonelosis, aflatoxicosis, hepatitis por cuerpos de inclusión.
Color blanco-amarillento: esteatosis o hígado graso: fisiológica en pollitos de 1 a 6 días
de edad; en intoxicaciones por micotoxinas.
Nódulos con material amarillo o blanco de aspecto caseosos: por tuberculosis,
coligranulomas.
Hipertrofia y palidez diseminada: tumores de enfermedades linfoproliferativas como
enfermedad de Marek.
Hipertrofia más coloración rojo oscuro: hepatitis.
Hipertrofia más nódulos blanquecinos de consistencia firme: leucosis aviar.
Hipertrofia más bordes redondeados y deformes: aflatoxicosis y carcinomas
Disminución de volumen: hepatitis crónicas por micotoxicosis, ascítis.
El esófago y el buche son incididos longitudinalmente por medio de examinan las
mucosas y la ingesta.
• Mucosa enrojecida (congestión) por la presencia de parásitos como las capilarias.
• Mucosa con exudado adherente de color grisáceo, en candidiosis.
• Traumatismos o desgarramientos por cuerpos extraños.
Se inciden longitudinalmente el proventrículo y la molleja para examinar la mucosa.
• Hemorragias en la mucosa del proventrículo: ENC, Influenza aviar, intoxicación
con sulfonamidas, proventriculitis virales.
• Ulceraciones: contaminación del alimento, por micotoxicosis.
• Engrosamiento y erosiones de la cutícula cornea de la molleja: paraquetatosis o
hiperqueratosis por deficiencias nutricionales (deficiencia de vitamina A).
El páncreas es disecado del asa duodenal y después se examina.
• Aspecto blanquecino: anemia, hemorragias extensas.
• Aspecto de jabón: en pancreatitis debidas a la liberación de sus enzimas
(peritonitis asociada).
• Hemorragias: por septicemias o toxemias.
Se continua con la exploración del intestino que será abierto a todo lo largo de todo
su trayecto hasta el recto. El contenido se recolecta para exámenes parasitarios,
asimismo se pueden realizar raspados de la mucosa con un portaobjetos en diferentes
lugares para hacer un examen microscópico y diagnosticar las diferentes coccidiosis
(E. acervulina, en duodeno, Eimeria necatrix, E. maxima, parte intestinal media;
Eimeria brunetti, en ileon; E. tenella, en ciego).
La toma de muestras para el examen histológico deberá hacerse antes del
raspado de la mucosa.
Revisión del contenido
• Presencia de helmintos: cestodos, nematodos.
• Contenido caseoso de los ciegos: histomoniasis de los pavos, salmonelosis,
enfermedad de Newcastle complicada, por ejemplo con E. coli.
• Contenido hemorrágico: diversas coccidiosis, enteritis infecciosas, ENC, influenza
aviar.
• Engrosamiento de la pared: parasitosis severas, enteritis crónicas.
• Ulceraciones: tricomonas en las palomas, salmonelosis, perforaciones parasitarias.
• Presencia de nódulos en la pared y las serosas adyacentes: tuberculosis,
coligranulomas, leucosis.
6. Revisión del Aparato Genital
Macho
Los testículos son internos en las aves, además su tamaño está sujeto a las
variaciones estacionales. Ciertas aves como los palmípedos y los avestruces están
provistas de un pene localizado en el pliegue cloacal.
• Atrofia testicular: por intoxicación con furazolidona.
• Tumores: virus de la leucosis aviar
Hembra
En la hembra adulta solo se encuentra el ovario, el oviducto y el útero izquierdos. El
racimo ovárico esta sujeto a la influencia hormonal por lo que, en la época de postura
es enorme y presenta numerosos óvulos en diferentes estadíos de maduración.
• Cavidad abdominal amarilla con presencia de exudado inflamatorio en cantidad
variable: postura abdominal, infecciones por salmonelosis o colibacilosis,
pasteurelosis, tuberculosis.
• Huevos deformes: virus de la bronquitis infecciosa, infección del útero.
• Huevos blandos, sin cascarón: coronavirosis de las ponedoras, infección del útero,
deficiencias de Ca.
• Yemas (óvulos) hemorrágicos: deficiencia de vitamina A, infecciones ováricas.
7. Revisión del aparato urinario
Los riñones se examinan en su sitio. Si van a ser extraídos para tomar muestras ésta
debe realizarse en forma delicada, es decir, con las pinzas sin dientes se toma el
paquete vascular se realiza una pequeña tracción al mismo tiempo que se corta con
tijeras romas el tejido conectivo los nervios y otros vasos sanguíneos para que se
puedan desprender los lóbulos. En las aves el catabolismo de las proteínas culmina
con la formación de ácido úrico, sustancia insoluble la cual es eliminada por los
riñones cuyo exceso en la sangre, provoca el que esta se precipite en forma de
cristales en los tejidos.
• Riñones amarillentos: nefritis o nefrosis. En estos casos el trayecto de los uréteres
tiene un color blanquecino debido a los cristales de uratos acumulados.
• Congestión (color rojo obscuro): septicemias, nefritis, intoxicaciones, bronquitis
infecciosa (BI).
• Hipertrofia: virus variantes de la BI, enfermedad de Marek, procesos tumorales,
micotoxicosis agudas.
Depósitos blanquecinos sobre los riñones, serosas de varios órganos y en la luz
ureteral: gota visceral en casos de nefritis.
8. Órganos Hemo-Linfáticos
Se revisan los órganos esencialmente responsables de la inmunidad.
Timo
Está constituido de 5 a 7 pares de lóbulos, que se atrofian hasta desaparecer en la
vida adulta. Son el origen de la inmunidad de mediación celular (células T).
Se revisa su volumen
• Atrofia: fisiológica en el adulto ( a partir de las 23 semanas de edad), patológica en
las aves jóvenes (manos de 17 semanas de edad) en casos de enfermedades
inmunosupresoras, Gumboro, Marek, reovirosis, anemia infecciosa.
Bazo
Hipertrofia: procesos tumorales como leucosis o Marek.
Hipertrofia más color rojo oscuro: septicemias pero sobre todo en las salmonelosis.
Hipertrofia más nódulos blanquecinos o amarillentos con material caseoso:
tuberculosis, coligranuloma o por embolias de una gran variedad de bacterias.
Hipertrofia más puntos de necrosis blanquecinas: reovirosis de los patos, colibacilosis,
cólera aviar crónica.
Hipertrofia más aspecto marmoleado: adenovirosis del pavo, faisan y gallina de
Guinea.
Bolsa de Fabricio
La bolsa se sitúa en la superficie dorsal de la cloaca y da origen a la inmunidad de
mediación humoral (células B).
Hipertrofia: principio de enfermedades inmunosupresivas, como gumboro.
Hipertrofia más hemorragias: Gumboro, enfermedades virales no específicas como
reovirosis, herpesvirosis, ENC, anemia infecciosa.
Degeneración más exudado muco-seroso que puede convertirse en exudado
granulocítico en la fase evolutiva de Gumboro.
Médula ósea
Es necesario seccionar los huesos largos en forma longitudinal para revisar la médula
ósea.
• Aspecto de gelatina de frambuesa de la médula ósea: en anemias no
regenerativas (Anemia infecciosa), en aplasia medular, aflatoxicosis, parasitosis
masivas como la coccidiosis o bien infestación por corucos como los Dermanyssus
gallinae y Ornithonyssus sylviarum.
9. Encéfalo
El encéfalo se extrae realizando un corte triangular con las tijeras de punta roma para
el caso de aves jóvenes (menos de 17 semanas), en el caso de aves adultas (más de
17 semanas) se utiliza una segueta , iniciando los dos primeros cortes a ambos lados
de los cóndilos occipitales dirigidos hacia los huesos periorbitales, se realiza un tercer
corte para unir los cortes anteriores; una vez hecho el corte se retira la bóveda
craneana se expone el encéfalo y con las tijeras de punta romas se cortan los nervios
craneales para poder liberar el encéfalo.
En el encéfalo se pueden encontrar edemas, hematomas, congestión, hipertrofia.
El sistema nervioso debe ser sumergido lo más pronto posible en el líquido fijador
utilizado para las preparaciones histológicas.
• Hematomas de la bóveda craneal: traumatismos craneales por ejemplo por manejo
brutal en la caseta.
• Lesiones de reblandecimiento con una consistencia gelatinosa: en casos de
edema cerebral, en la encefalomalacia por deficiencia de vitamina E y Selenio.
• Hipertrofia de los nervios periféricos: sobre todo los nervios ciáticos, lombo-sacros
y braquiales en la enfermedad de Marek.
• Congestión de meninges: enfermedades virales.
• Hemorragias de tipo petequial: ENC, influenza aviar, septicemias.
10. Aparato Locomotor
El examen de las estructuras músculo-tendinosas se realiza después de haber retirado
la piel de piernas y muslos.
• Desviación del tendón gastrocnémio: deficiencia de magnesio, colina, ácido fólico,
(perosis), con luxación del tendón.
• Deformación de la quilla: deficiencias de vitamina D3 y/o calcio (raquitismo).
• Hipertrofia de las articulaciones costocondrales (aspecto de rosario): raquitismo.
• Hipertrofia de la placa de crecimiento de los huesos sin osificación, pero con
vascularización normal de los vasos metafisiarios: raquitismo
• Dedos retraídos y encorvados: por deficiencia de vitamina B2 (riboflavina).
• Necrosis de dedos y de cojinetes plantares: camas húmedas, deficiencia de
biotina, micotoxicosis por T2 y ergotamina.
• Inflamaciones articulares: reovirosis, micoplasmosis, estafilococosis.
• Tenosinovitis del corvejón: reovirosis del pato y del pollo.
• Músculos decolorados y secos: necrosis por deficiencia de vitamina E y Selenio.
La necropsia proporciona una orientación para la selección y obtención de las
muestras necesarias para realizar estudios de laboratorio.
DIAGNÓSTICO CLÍNICO PRESUNTIVO
Después de haber obtenido los datos de la historia clínica, de realizar el examen
clínico y de hacer una recapitulación de los hallazgos a la necropsia, se efectúa un
análisis de los datos obtenidos el cual termina en la formulación de un diagnóstico
presuntivo del tipo de proceso patológico presente, en la definición de la probable
causa. Este diagnóstico debe ser corroborado por lo que se requiere del diagnóstico
diferencial y de pruebas de laboratorio para poner de manifiesto e identificar a los
agentes causales del padecimiento.
Un diagnóstico diferencial es aquel que incluye otras enfermedades que
presenten una semiología o lesiones similares a las propias del proceso patológico
que supuestamente afecta a la parvada en estudio.
El diagnóstico clínico presuntivo tiene la utilidad de orientar las pruebas de
laboratorio necesarias para la confirmación del diagnóstico así como de establecer
acciones inmediatas de tratamiento para el control del proceso patológico.
SELECCIÓN, OBTENCIÓN Y ENVÍO DE MUESTRAS PARA DIAGNÓSTICO DE
LABORATORIO
Para la selección y obtención de muestras que se hará durante el examen de
necropsia, es necesario seguir un plan cuidadoso, en donde se obtengan las muestras
y se determine el estudio que se debe realizar así como considerar los alcances y
limitaciones del tipo de resultados que se van a obtener (figura 6).
Es importante que la muestra obtenida sea representativa del proceso
patológico que aqueja a la parvada, para que la información que se obtenga resulte
conforme al padecimiento real que predomine en la parvada.
I. Estudios bacteriológicos y micológicos. Las muestras se deben de obtener de
aves recién sacrificadas o con un máximo de 2 horas de muertas, además
deben ser obtenidas y conservadas en condiciones de asepsia utilizando, de
ser posible un mechero, así como equipo e instrumental limpios. Para
transportarlas a laboratorio, las muestras se pueden colocar en bolsas de
polietileno nuevas, cajas de Petri de plástico o medios de transporte como el
medio de Stuart y el método de conservación adecuado es la refrigeración a 4º
C y que el tiempo en que lleguen al laboratorio de diagnóstico no sea superior
a las 24 horas.
II. Muestras para estudios histológicos. Al igual que en el caso anterior las
muestras se deben colectar de aves recién sacrificadas, o un máximo de 2
horas para evitar los cambios posmortem en los tejidos. El manejo de los
tejidos debe ser delicado y ser sumergidos en una solución de formalina al 10%
amortiguada a un pH 7.4, pronto posible. Las muestras seleccionadas no
deben tener un espesor mayor de 3 mm y el volumen del fijador debe ser diez
veces mayor al de la muestra.
III. Muestras para estudios virológicos. Se requiere asepsia del mismo modo que
para los estudios bacteriológicos. Los órganos se seleccionan de acuerdo a la
enfermedad que se sospeche y los métodos de conservación utilizados son la
refrigeración y congelación dentro de cajas de Petri o frascos estériles.
IV. Muestras para estudios serológicos. Se llevan a cabo para la determinación de
título de anticuerpos y evaluación del estado de inmunidad de las aves. Se
toma muestra de sangre a través de la punción con una jeringa de 3 o 5 mL y
con aguja de 21G de las venas radiales, yugulares o punción cardiaca, se
recomienda obtener 3 a 5 mL de sangre y se deposita inmediatamente en un
tubo de ensayo o un popote y se coloca en posición horizontal hasta que se
lleve a cabo la coagulación. El método de conservación del suero es la
refrigeración a 4º C.
V. Muestras para estudios parasitológicos. Las muestras requeridas pueden ser a
partir de heces, cama, raspado de piel, sangre completa y suero. Las muestras
de heces o cama se depositan en frascos o en bolsas de polietileno. El método
de conservación es la refrigeración para las muestras de heces, sangre
completa, suero y cama, además se puede agregar dicromato de potasio al
2.5% utilizando 35 mL del dicromato para 5g de heces. Los ectoparásitos se
recolectan manualmente y se depositan en frascos con alcohol al 70%.
VI. Muestras para estudios toxicológicos. Las muestras que se remiten son
alimento, material de cama, órganos (especialmente hígado, riñón y contenido
digestivo). Se sugiere especificar el tóxico del que se sospecha.
CARACTERÍSTICAS DE LOS ESTUDIOS DE LABORATORIO
Los resultados y la interpretación de los estudios de laboratorio servirán para confirmar
o descartar un diagnóstico clínico. Para que las pruebas puedan auxiliar al diagnóstico
avícola de rutina, deben ser sensibles, específicas, repetibles, sencillas, y accesibles.
• La sensibilidad se refiere a la capacidad de detectar un caso positivo cuando
realmente lo sea.
• La especificidad se refiere a detectar un caso negativo cuando realmente lo es.
• Repetibilidad se refiere que se debe obtener los mismos resultados en pruebas
repetidas de la misma muestra y en diferentes laboratorios.
• Sencillez, que no se requiera un procedimiento complejo o con gran cantidad de
pasos.
• Accesibilidad, que se puedan llevarse a cabo en cualquier laboratorio.
Las diferentes técnicas de laboratorio dependiendo de su naturaleza persiguen
los siguientes propósitos:
• Aislamiento, identificación y cuantificación del agente causal de la enfermedad.
• La identificación de las lesiones producidas por el proceso morboso ya sea de tipo
estructural o funcional.
• La medición de la respuesta inmune del ave hacia el agente.
• Aislamiento, identificación y cuantificación del agente.
SEROLOGÍA
Es posible obtener información en cuanto a la respuesta del sistema inmune de las
aves a través del estudio del suero, lo que se busca es determinar los títulos de
anticuerpos contra agentes infecciosos, vacunales o de campo. La mayoría de las
pruebas requieren de 5 a 50 microlitos por lo que es suficiente el envío de 1 a 2 mL de
suero que se obtiene a partir de 3 a 5 mL de sangre. La calidad del suero enviado al
laboratorio es fundamental para la correcta interpretación de los resultados, ya que la
hemólisis o contaminación pueden llevar a resultados falsos. La sangre debe ser
extraída con una jeringa y ser depositada en frascos limpios, no necesariamente
estériles, resulta conveniente que los tubos de ensayo sean colocados en posición
horizontal hasta que la sangre coagule y después desprender el coagulo sin romperlo,
el suero es liberado después de 10 minutos y debe ser tomado con otra jeringa o
pipeta Pasteur y depositado en viales, popotes sellados o tubos de microcentrífuga,
una alternativa si es que el laboratorio esta cerca es mandar la sangre en la misma
jeringa, pero no deben transcurrir mas de dos horas sin procesar las muestras.
Independientemente de la prueba utilizada, en la interpretación de los
resultados deben tomarse en cuenta el fin zootécnico, edad, calendario de vacunación,
vías de aplicación de las vacunas así como las cepas empleadas. Se requiere por lo
menos de dos muestras tomadas con 1 o dos semanas de diferencia, ya que un solo
muestreo no determina la variación de los títulos.
Siempre existe la pregunta acerca del título de anticuerpos “correcto”, ese
número “mágico” en realidad no existe pues para cada granja y condiciones
particulares es diferente, sin embargo, más que el número debe considerase la
variación de los títulos.
Las principales técnicas para la determinación de anticuerpos en clínica de las
aves son:
a) Inhibición de la hemoalgutinación.
b) Aglutinación en placa.
c) ELISA.
d) Virus suero neutralización.
e) Precipitación en gel de agar.
Inhibición de la hemoaglutinación
La inhibición de la hemoaglutinación (HI por sus siglas en inglés) detecta y cuantifica
anticuerpos contra agentes hemoaglutinantes tales como los virus de la enfermedad
de Newcastle, influenza aviar, bronquitis infecciosa, síndrome de baja postura, y
micoplasmas. El principio consiste en que los anticuerpos del suero inhiben al
antígeno y evitan la aglutinación de glóbulos rojos de pollo, existen dos variantes de la
técnica en una el suero es constante y el antígeno es utilizado en diluciones y en otra
el antígeno es constante y el suero diluido, se emplean generalmente diluciones
dobles seriadas de modo que los resultados pueden expresarse como diluciones, es
decir el laboratorio reporta 1:2, 1:16, 1:256, por ejemplo, o bien pude reportar como
logaritmos 3-6 log2. Dado que se emplean varios sueros, conviene calcular la media
geométrica, para tomar en cuenta el factor dilución y la dispersión de los datos, de
este modo el valor obtenido es más representativo.
Aglutinación en placa
Esta prueba consiste en mezclar el suero o sangre completa directamente con el
antígeno, se emplea generalmente para micoplasmas y Salmonella. La mezcla
produce después de algunos segundos “grumos” o precipitados que se ven a simple
vista. Esta prueba es muy sencilla y se utiliza como tamiz, para las parvadas, si se
encuentran resultados positivos, se procede a la determinación de anticuerpos
mediante diluciones o se busca el aislamiento de agente patógeno. En el mercado
existen diferentes antígenos coloreados y sus mezclas.
ELISA
Esta prueba permite determinar títulos de anticuerpos, se lleva a cabo en microplaca,
la cual generalmente esta sensibilizada con el antígeno, existen diversas variantes de
la técnica (captura, competitiva etc.), lo que se busca es poner de manifiesto la
reacción antígeno anticuerpo mediante un anticuerpos secundario o conjugado que
esta marcado con la enzima peroxidasa, a la cual se le proporciona un sustrato con un
colorante, de este modo, en la ELISA de captura, el anticuerpo secundario detecta los
anticuerpos del suero y mediante la reacción enzimática de una coloración azul o bien
como en la ELISA competitiva no cambia de color porque los anticuerpos del suero
han ocupado los sitios con antígeno y el anticuerpo secundario esta dirigido contra otro
anticuerpo que se emplea después del suero.
Mediante esta técnica se detectan anticuerpos contra virus tales como el de la
infección de bolsa de Fabricio, bronquitis infecciosa, laringotraqueítis aviar,
enfermedad de Newcastle, influenza aviar, reovirus, neumovirus, anemia infecciosa,
bacterias como Salmonella, Pasteurella o micoplasmas. En el mercado existen dos
compañías que distribuyen las pruebas de ELISA, ambas son muy buenas, pero debe
tomarse en cuenta que cada una tiene sus escalas para la interpretación de
resultados. El laboratorio proporciona el resultado como lecturas de densidad óptica
(ya que la intensidad de la coloración se realiza mediante este método) para cada
suero, calcula además la media geométrica, el valor máximo y mínimo así como el
coeficiente de variación (que en forma ideal no debe ser mayor de 30%) que nos
indica que tan homogéneos son lo resultados, además proporciona una gráfica en la
cual los valores obtenidos son agrupados en perfiles y la observación de esta gráfica
nos da una idea del comportamiento de los anticuerpos.
Virus suero neutralización
Conocida comúnmente como VSN o MNT (microvirus neutralización) se basa en la
propiedad de los virus de producir un efecto citopático en el cultivo celular y que
cuando son mezclados con anticuerpos pierden esa capacidad para infectar es decir
son neutralizados. Éste prueba es muy útil en investigación y diagnóstico y de hecho
es utilizada como referencia para estandarizar otra técnicas.
Al igual que en la HI el suero es diluido y la dilución mas alta en la cual el suero
neutraliza una cantidad conocida de virus y por lo tanto no produce efecto citopático,
es el título de anticuerpos, dependiendo del antígeno utilizado puede diferenciar
anticuerpos contra cepas específicas o bien cuando se emplea a la inversa y se tienen
antisueros conocidos es posible identificar los virus que se aíslan en el laboratorio. La
prueba generalmente se lleva a cabo en cultivos celulares de fibroblastos, células
renales, células hepáticas y linfoides, puede, sin embargo, llevarse a cabo en
embriones de pollo, aunque cada vez se utilizan menos.
Esta técnica se usa comúnmente para virus de infección de la bolsa de
Fabricio, bronquitis infecciosa, reovirus y adenovirus
Precipitación en gel de Agar
La reacción antígeno anticuerpo, puede ser visualizada cuando los anticuerpos y el
anfígeno son depositados en una matriz de gel de agar, en la cual tanto anticuerpos
como antígeno difunden, esta prueba también es conocida como doble difusión y es
cualitativa, es decir únicamente proporciona un resultado positivo o negativo a través
de la presencia o ausencia de bandas de precipitación. Se considera una de las
pruebas más específicas que existen y es muy económica, aunque requiere
cantidades grandes de anfígeno y anticuerpos. Se utiliza comúnmente para
encefalomielitis aviar, influenza aviar, reovirus y adenovirus.
Bacteriología y micología
Generalmente se remiten al laboratorio secciones de órganos, estos deben ser
tomados de aves recién sacrificadas que estén en las primeras fases de enfermedad y
deben ser tomados en la forma más aséptica posible. Se envían en bolsas de plástico
nuevas o bien en cajas de Petri o frascos estériles en refrigeración preferentemente
por no mas de 24 horas, debe evitarse el congelar la muestra y mezclar diferentes
órganos. Generalmente se remiten muestras de pulmón, tráquea, hígado, bazo, y en el
caso de aislamiento de Salmonella se incluyen además tonsila cecal, ovario, saco
vitelino y vesícula biliar. Para el aislamiento de Haemophillus la cabeza y cuello
completos se envían envueltos en papel aluminio.
En el laboratorio se lleva a cabo una siembra en medios generales como agar
sangre y en agar McConkey para enterobacterias, si hay crecimiento de colonias una
tinción de Gram y se procede al aislamiento en cultivo puro para separar la bacteria y
poder identificarla mediante pruebas bioquímicas como catalasa, oxidas, citrato,
malonato ureasa SIM, LIA y TSI.
En toda solicitud de aislamiento bacteriano debe tenerse una petición precisa y
se debe contar con información de los tratamientos con antimicrobianos administrados
así como el período de tratamiento, ya que el hecho de no tener un aislamiento exitoso
no implica necesariamente que el agente no esta presente.
Algunos laboratorios proporcionan a sus clientes tubos con medios de
transporte, en estos casos durante la necropsia se introduce un hisopo estéril en lo
órganos cuya superficie fue quemada con una espátula caliente, las pinza y tijeras que
se utilizan deben ser flameadas con alcohol. También es posible el empleo de hisopos
para aislamiento bacteriano a partir de rapados traqueales o cloacales.
El hongo que generalmente se busca en el diagnóstico es el Aspergillus, el
aislamiento se lleva a cabo a partir de tejidos infectados o de hisopos de arrastre que
se emplean en las incubadoras, en este caso, todas las esquinas y uniones de
paredes y piso son rapadas con el hisopo, lo mismo que los conductos de ventilación y
aspas de las nacedoras.
En muchas ocasiones se requieren exámenes bacteriológicos del agua, en ese
caso es mejor ponerse de acuerdo con el laboratorio ya que la preparación de medios
y reactivos lleva un proceso diferente y es muy importante el tiempo que transcurre
entre la toma de la muestra y su procesamiento.
Los exámenes bacteriológicos y micológicos son de mucha utilidad, sobre todo
si van acompañados de un antibiograma, el uso indiscriminado y erróneo de muchos
antimicrobianos ha hecho selección de los agentes, de modo que hoy en día el
fenómeno de resistencia es común.
Virología
Para este tipo de estudios, las muestras tienen las mismas características que para
estudios bacteriológicos, pero en este caso si es recomendable la congelación de la
muestra o bien su conservación en glicerina o PBS. Los órganos son macerados y
pueden ser inoculados en embriones de pollo, cultivos celulares o aves susceptibles.
El embrión de pollo es quizá el método mas empleado para el aislamiento de virus de
enfermedad de Newcastle, influenza aviar, bronquitis infecciosa y viruela aviar,
mientras que se prefiere el cultivo celular para adenovirus, virus de IBF, virus de
anemia infecciosa y reovirus. El embrión comercial puede ser empleado para ENC, IA,
BI y VA, en el resto de los agente es mejor el empleo de embriones libres de
patógenos específicos por el riesgo de la transmisión vertical. Los embriones son
inoculados en cavidad alantoidea, membrana corioalantoidea y saco vitelino, en ellos
se buscan lesiones como hemorragias (ENC, IA) enanismo y deformidad (BI) o
pústulas en la membrana corioalantoidea (VA y LTA) algunos virus pueden ser
demostrados por su capacidad de aglutinar glóbulos rojos (ENC IA). En la mayoría de
las ocasiones se requieren de algunos pases antes de obtener un aislamiento, en
algunos virus como el de BI se requieren al menos 4 pases lo que hace que un
aislamiento de este virus pueda demora hasta 2 semanas
La inoculación de aves susceptibles es uno de los mejores métodos pues
reproduce el cuadro clínico, pero requiere de instalaciones adecuadas y más tiempo.
Algunos virus como el de anemia infecciosa son difíciles de aislar, pude
requerir de hasta 10 pases en cultivo celular y la inoculación en aves libres de
patógenos específicos demora hasta tres semanas, por lo que en estos casos la
demostración del agente por otras técnicas es de utilidad.
Histopatología
Salvo en casos excepcionales, las lesiones microscópicas no son patognomónicas, sin
embargo, en la mayoría de las ocasiones pueden orientar un diagnóstico, es decir de
acuerdo a las lesiones que se observan se puede proponer el resto de los exámenes
de laboratorio. La muestra ideal para histopatología debe tener una parte de tejido
sano y una parte de tejido lesionado, un grosor no mayor a 0.5 cm en órganos
parenquimatosos y hasta 1 cm en los órganos tubulares, en los cuales la mucosa
nunca debe ser tocada. Las muestras deben ser fijadas en formol al 10 %
amortiguado, con una relación muestra: fijador de 1:10. Después de la fijación por 24
horas las muestras son tratadas con diferentes alcoholes e incluidas en bloques de
parafina a partir de los cuales se llevan a cabo cortes de 4 micras que son teñidos con
hematoxilina y eosina. El patólogo emite diagnósticos morfológicos (nombre de la
lesión, ubicación, curso y grado) y descripción de las lesiones, así como los probables
agentes o condiciones asociadas.
Biología molecular
La biología molecular esta teniendo cada vez mas aceptación en el diagnóstico, en el
caso de clínica de las aves es de particular importancia sobre todo en aquellos casos
en los que aislar o demostrar el agente es difícil o lleva mucho tiempo. Las técnicas
más utilizadas son la reacción en cadena de la polimerasa (PCR por sus siglas en
ingles), reacción inversa de reacción en cadena de la polimerasa (RT-PCR) y los
patrones de restricción (RFLP).
PCR
La técnica de PCR consiste en amplificar un segmento del ácido nucleico de un agente
del cual se ha demostrado previamente solo existe en el en otras palabras, no logra el
aislamiento del agente, sino que demuestra que su ácido nucleico esta en la muestra.
Virus como el de anemia infecciosa del cual ya han mencionado las dificultades de
aislamiento pueden ser demostrados en tan solo dos días.
Mediante estas técnicas el proceso de diagnóstico se lleva a cabo en tres
fases:
a) Extracción de ácidos nucleicos
b) Reacción en cadena de la polimerasa
c) Visualización de los productos amplificados.
La extracción de ácidos nucleicos se lleva a cabo a partir de tejidos de los
cuales e requieren unos cuantos gramos, líquido alantoideo, sangre e inclusive heces
o material de cama. Se emplean soluciones de fenol-cloroformo-alcohol isoamílico que
degradan proteínas y lípidos dejando libres el ácido nucleico de los tejidos y del
agente, posteriormente se precipita con etanol y es lavado a un volumen mínimo (100
microlitros). Una vez con al ácido nucleico extraído la reacción en cadena de la
polimerasa consiste en mezclar en un tubo de 200 microlitros al material genético
aislado (que servirá de molde para la amplificación), los iniciadores (que son
secuencias de 20 a 25 nucleótidos se unen a su sitio homólogo en la cadena de ADN),
una enzima la Taq polimerasa (que sintetiza ADN uniendo nucleótidos a partir de los
iniciadores), nucleótidos (que son la unión de un azúcar, un fosfato y una base
nitrogenada) y agua. A través del tratamiento térmico se lleva a cabo la reacción,
primero, la muestra es calentada a 94º C por 5 minutos, temperatura en la cual las
cadenas de ácido nucleico son desnaturalizadas y al separarse dejan expuestos los
sitios en los cuales los iniciadores han de unirse para dar inicio a la síntesis de nuevas
cadenas de ADN, los iniciadores entre otras propiedades se unen a su sitio homólogo,
es decir encuentran la secuencia del agente que se esta buscando si este esta
presente. Una vez que se han desnaturalizado las cadenas de ADN se inician 25 a 30
ciclos térmicos de tres pasos, en el primero la muestra se calienta otra vez a 94º C por
30 segundos para que las cadenas se separen, después, bajando la temperatura entre
55 y 65º C por 30 segundos los iniciadores se alinean a su sitio homologo, en el tercer
paso, la muestra es calentada a 72º C por uno o dos minutos, temperatura en la cual
la enzima incorpora los nucleótidos a la cadena de ADN para formar nuevas cadenas.
En el siguiente ciclo de tres pasos, las temperaturas y tiempos se repiten de
modo que las cadenas nuevas también sirven de molde para formar mas cadenas de
ADN. El proceso entonces produce la amplificación exponencial del fragmento de
interés.
Al final del proceso, a partir de una sola cadena se pueden producir millones de
copias del fragmento amplificado. Por ultimo, la visualización de los productos de PCR
se lleva a cabo cuando una pequeña parte (entre 3 y 5 microlitros) es corrida mediante
electroforesis en un gel de agarosa y teñida con bromuro de etidio, que en presencia
de luz ultravioleta produce fluorescencia anaranjada. Si en el gel se depositan además
fragmentos de ADN de tamaño conocido, es posible saber la longitud de las bandas
amplificadas, y así determinar si la prueba ha amplificado el fragmento específico que
se busca. El tamaño esperado del fragmento se conoce cuando se eligen la posición
de los iniciadores en la cadena de ADN.
RT-PCR
La técnica de PCR amplifica fragmentos de ADN a partir del material genético aislado
pero solo puede hacerlo a partir de ADN, En el caso de los virus ARN se requiere
primero sintetizar cadenas de ADN complementarias (ADNc), este proceso es llevado
cabo mediante enzimas reverso transcriptasas (o transcriptasas inversas) que toman
como molde la secuencia de ARN para sintetizar ADNc el proceso es conocido como
RT-PCR. El ADNc así obtenido puede ser amplificado en el PCR como cualquier otro
ADN.
En general los procesos de extracción y purificación del ARN son similares a
los empleados para el ADN, existen además en el mercado soluciones de fenol que
extraen el ARN en solo un paso. La técnica de RT-PCR consume mas tiempo y
material, además de que la probabilidad de degradación de ARN es mayor, sin
embargo una vez que se ha estandarizado la técnica permite un diagnóstico confiable.
Los virus aviares que pueden ser identificados mediante esta técnica incluyen el de la
enfermedad de Newcastle, bronquitis infecciosa, influenza aviar e infección de la bolsa
de Fabricio.
RFLP
El producto obtenido por PCR, permite generalmente un diagnostico preciso y
oportuno, sin embargo, en algunas ocasiones se requiere el diferenciar cepas de un
mismo virus, uno de los mejores ejemplos es el virus de la bronquitis infecciosa en el
que las cepas variantes complican el diagnóstico.
Una de las técnicas que mayor aplicación tiene para diferenciar cepas es el
polimorfismo de la longitud de fragmentos de restricción conocida por sus siglas en
ingles como RFLP, esta técnica emplea las enzimas de restricción y se le conoce
también como patrones de restricción. El ADN resultado del PCR puede ser cortado
en dos o mas fragmentos mediante las enzimas de restricción, estas enzimas
reconocen secuencias específicas o “sitios de corte” de manera que una misma
enzima puede diferenciar cadenas diferentes de ADN al no cortarlo o bien producir
fragmentos de diferentes tamaños que al ser corridos en un gel de agarosa o
poliacrilamida migran de diferente manera. Las diferencias se establecen por la
presencia o ausencia de bandas en el gel así como por el tamaño de estas.
En ocasiones no es posible establecer diferencias pequeñas mediante RFLP
por lo que se prefiere la secuenciación, esta técnica si bien no esta al alcance de la
mayoría de los laboratorios permite la mejor prueba de que dos cepas son diferentes.
INTEGRACIÓN DE UN DIAGNÓSTICO DEFINITIVO
Para emitir un diagnóstico definitivo del proceso patológico que afecta a las aves de
una parvada, se tiene que realizar un análisis crítico de los resultados de las diferentes
pruebas de laboratorio y estos resultados deben ser confrontados con la historia
clínica, los signos y los hallazgos a la necropsia. Por tanto, los conocimientos de los
aspectos clínicos y zootécnicos de las aves así como los alcances y limitaciones de las
pruebas de laboratorio son fundamentales para emitir un diagnóstico final. Es
necesario mencionar que puede haber participación de varios agentes infecciosos en
un proceso patológico, por lo cual no es sorprendente realizar el diagnóstico de más
de un agente infeccioso dentro de una parvada.
LITERATURA CITADA
1. Chairman HG, Arp LH, Domermuth CH and Pearson JE, editors. A laboratory
manual for the isolation and identification of avian pathogens. 2nd ed. Pensylvania:
American Association of Avian Pathologist, 1989.
2. Riddell C, Editor. Avian histopathology. 2nd ed. American Association of Avian
Pathologist, 1996.
3. S. de Aluja A, Constantino CF. Técnica de necropsia en animales domésticos.
México: El Manual Moderno, 2002.
4. Saif YM, Barnes HN, Glisson Jr editors. Diseases of poultry 11th ed. Ames Iowa:
Iowa State University Press, 2003.
Figura 1. La inspección clínica de las aves se realiza a través de la observación de poblaciones: actitud de las aves,apariencia del plumaje, desarrollo corporal, condiciones ambientales dentro de la caseta y calidad de la cama.
Figura 2. Aves de combate que al examen físico mostraron parálisis y extensión de patas.
Figura 3. Dislocación cervical en aves mayores a 2 semanas de edad y con menos de 3 Kg de peso corporal.
Figura 4. El cadáver se coloca en decúbito dorsal y se realiza la luxación de la articulación coxo-femoral de ambas piernas.
Figura 5. Abertura de la cavidad, en donde se deben revisar la posición in situ, tamaño, y forma de órganos, presencia de líquidos y hemorragias.
Figura 6. Los cambios macroscópicos observados durante la necropsia son la base para la toma y envió de muestras a los diferentes laboratorios.