manual bioquimica i

UNIVERSIDAD NACIONAL DEL SANTA

FACULTAD DE CIENCIAS

DPTO. ACAD. DE BIOLOGÍA, MICROBIOLOGÍA Y BIOTECNOLOGÍA

PRACTICA Nº 1 BIOQ. I

BIOTECNOLOGIA

RECONOCIMIENTO Y CUIDADO DEL MATERIALES Y EQUIPOS DE USO

COMUN EN EL LABORATORIO

I. INTRODUCCION

Para el desarrollo de las prácticas es conveniente tener en cuenta algunas normas

elementales que deben ser observadas por cada estudiante, así como debe reconocer los

diferentes materiales y equipos de laboratorio con los que deberá trabajar durante el

desarrollo de todas las prácticas lo que permitirá agilizar las mismas.

Las prácticas que se realizan en los laboratorios pueden presentar una serie de riesgos de

origen y consecuencias muy variadas: relacionados con las propias instalaciones de los

laboratorios, con los productos químicos que se manejan y con las operaciones que con

ellos se realizan. El objeto de estas recomendaciones que se presentan es que el alumno

conozca estos riesgos y la forma de evitarlos, de manera que desarrolle la cultura de la

prevención desde el primer momento en que trabaje las prácticas en los laboratorios:

cumpliendo una serie de normas básicas importantes para la seguridad y salud.

En el laboratorio se emplean una variedad de material y equipo para la realización de

experimentos o bien para realizar mediciones y obtener datos. Los materiales pueden ser

de madera, plastico o goma, vidrio, metal y porcelana. En la realización de las

experiencias, se usan equipos de destilación, esterilización, secado, así como

instrumentos de medición y materiales volumétricos, ya que se usan para medir

volúmenes de fluidos, ya sean líquidos o gases. Entre los aparatos volumétricos más

usados tenemos: probetas, pipetas, buretas, vasos de precipitados, tubos de ensayo,

entre otros. Además que existen muchos otros materiales, instrumentos y equipos que

estan a disposicon para el trabajo de laboratorio.

II. OBJETIVOS

• Determinar las normas de seguridad a seguir en el laboratorio de prácticas.

• Informar las normas a seguir en la ejecución de las prácticas.

1

• Reconocer cada uno de los materiales de vidrio del laboratorio y señalar su función.

• Identificar los equipos de laboratorio señalando su función e importancia.

III. EQUIPOS, MATERIALES Y REACTIVOS

1) Proporcionados por el laboratorio

• Soporte universal

• Probetas

• matraces

• vasos de precipitación

• embudos de vidrio

• Pipetas de diferente volumen

• cocina eléctrica

• balanza digital

• pinzas de madera

• mecheros

• pizeta para agua destilada

• espátulas

• microscopio

• centrifuga

• equipo de baño Maria

• estufa

• pipetas Pasteur

• pinzas de metal

• morteros con su pilón

• gradillas

• tubos de ensayo

• placas Petri

• estuches de disección

2) Proporcionados por el alumno

• Cada alumno deberá traer su mandil blanco con su nombre y escuela bordado, una

franela verde de 30 x 30cm con su nombre, guantes quirúrgicos, lentes de plástico de

protección, libreta de apuntes tamaño carta, caja de colores y su manual de practicas

(proporcionado por la profesora del curso) el primer día de práctica.

• Los alumnos de cada grupo de práctica formaran subgrupos de cinco alumnos, estos

sus subgrupos permanecerán durante todas las practicas. Cada subgrupo deberá traer

los siguientes materiales el primer día de práctica en una caja señalando el grupo

(ejem. A) y subgrupo (ejem. A1) al que corresponden:

esponja para limpiar

bolsa de detergente

jabón de lavar ropa

litro de lejía

litro de alcohol

litro de ron de quemar

cajas de fósforo

tijera de punta fina

cuchillo chico de punta fina

navajas nuevas

bisturí

laminas portaobjetos

laminillas cubreobjetos

frasco de plástico/vidrio de 100ml

lava vajilla chico

IV. PROCEDIMIENTOS

2

1. RECOMENDACIONES BASICAS DE SEGURIDAD EN EL LABORATORIO

• ORDEN Y LIMPIEZA EN EL LABORATORIO

Desde el punto de vista de seguridad, los aspectos como el orden y la limpieza son

fundamentales para reducir el riesgo y las condiciones inseguras, por tal motivo se

consideran como elementos claves para el trabajo seguro en el laboratorio. A

continuación se enlistan algunos aspectos que deben procurarse en todo laboratorio

• HÁBITOS DE TRABAJO

a) Trate de trabajar lo más cómodo posible; recuerde las formas de manejo que

mejoran las condiciones ergonómicas y se cansará menos.

b) No trabaje en forma apresurada.

c) Mantenga su espacio de trabajo limpio y ordenado.

d) Tape inmediatamente los recipientes que contengan reactivos después de usarlos.

e) Nunca corra en el laboratorio.

f) Nunca haga bromas en el laboratorio.

g) No lleve tubos de ensaye ni productos en los bolsillos de las batas.

h) Nunca abandone el laboratorio mientras esté realizando un experimento sin

consultar al profesor.

i) Deje avisos de advertencia cuando deje aparatos prendidos en forma circunstancial

u ocasional.

j) Trate de tomar los objetos en forma segura para evitar que se caigan.

k) No deje puertas de gavetas y gabinetes abiertas.

l) Se debe de trabajar, siempre que sea posible, en campanas.

m) No toque con las manos directamente los productos químicos, ni los pruebe.

• RECOMENDACIONES GENERALES

a) Use su sentido común.

b) Conozca las reglas de seguridad y póngalas en práctica.

c) Asegúrese de que conoce todas las señales de seguridad que se encuentran en el

lugar de trabajo.

d) Asegúrese que conoce la localización y el manejo del equipamiento de seguridad,

las llaves de corte general de agua, gas y corriente eléctrica y las salidas de

emergencia disponibles en el laboratorio.

e) Asegúrese que conoce los procedimientos de emergencia.

3

f) En el laboratorio donde desarrolle su trabajo experimental, ubique las duchas de

emergencia, las fuentes lavaojos, el botiquín de primeros auxilios y los

extinguidores.

g) Reporte todo incidente o accidente.

h) No realice experimentos no autorizados o debidamente supervisados.

i) No debe trabajar nunca una persona sola en el laboratorio y muy especialmente en

el caso de realizarlo fuera de horas habituales, por la noche o realizando

operaciones con riesgo.

j) Cuando se realicen operaciones con riesgo, las personas que no intervengan en

ellas deben estar perfectamente informadas de las mismas.

• MATERIAL DE VIDRIO

a) Antes de efectuar cualquier operación revise atentamente el material de vidrio con

el que va a trabajar.

b) Separe el material de vidrio defectuoso; no lo ponga con el resto de la basura.

c) Si se rompe una pieza de vidrio sobre la mesa no retire los trozos con la mano o

sirviéndose de materiales textiles, utilice un cepillo de cerda o plástico.

d) No intente la separación de vasos o recipientes que hayan quedado obturados

unos dentro de otros.

e) No transporte frascos de vidrio o aparatos de vidrio debajo del brazo.

f) No guarde piezas de vidrio y objetos punzantes de cualquier tipo en los bolsillos

de la bata o ropa.

• ANTES DE RETIRARSE DEL LABORATORIO

a) Al finalizar una tarea u operación, recoja los materiales, reactivos, equipos, etc.,

evitando las acumulaciones innecesarias fuera de sus áreas.

b) Lave perfectamente el material que haya utilizado.

c) Verifique si quedan encendidos solo los instrumentos necesarios.

d) Asegúrese de desconectar los aparatos, cerrar las llaves de agua, gas, etc.

e) Lávese las manos perfectamente.

• CAMPANAS DE EXTRACCIÓN

a) La ejecución de todas las operaciones en las cuales se puede generar

contaminación en el aire se debe realizar en la campana de extracción.

b) Siempre es apropiado usar protección ocular y una bata de laboratorio cuando se

trabaje en las campanas de extracción.

4

c) Si la campana es usada en experimentos semi permanentes, notificar el nombre de

la persona a cargo, el titulo del experimento y los posibles peligros.

d) Mantenga la cabeza fuera de la campana.

e) Mantenga los aparatos por lo menos 15 cm lejos del frente de la campana.

f) Evite bloquear la ranura posterior de ventilación. El material almacenado en la parte

posterior de la campana deberán ser almacenado en un lugar dentro de la misma

sin impedir el flujo del aire.

g) g) Trate de no almacenar productos químicos en el interior de la campana. Los

productos químicos peligrosos deberán ser almacenados en una gaveta apropiada

y segura.

h) h) No ponga conexiones eléctricas u otras fuentes de ignición dentro de la

campana cuando estén presentes líquidos o gases inflamables.

• PARA EVITAR LA LESIÓN EN LOS OJOS

Se requiere del uso de protección para los ojos de todo el personal y visitantes en

cualquier área del laboratorio.

a) Los lentes de seguridad con barreras laterales dan la mínima protección aceptable

para uso regular. Los lentes de seguridad deben estar de acuerdo con los

estándares actuales.

b) Los goggles de seguridad y las caretas se deben usar cuando se hagan actividades

que involucren el riesgo de salpicaduras de sustancias químicas o partículas

suspendidas. Estas corazas delgadas no ofrecen protección contra proyectiles.

c) Se prefieren goggles a los lentes de seguridad regulares para proteger de riesgos

por proyectiles, y cuando se trabaja con material de vidrio bajo condiciones de

elevada o baja presión (por ejemplo tubos cerrados de reacción), cuando se

manejan compuestos potencialmente explosivos (particularmente durante

destilaciones), y cuando se utiliza material de vidrio en operaciones a altas

temperaturas.

d) Dado que los goggles ofrecen poca protección al cuello, se deben utilizar caretas

protectoras cuando se realizan operaciones de laboratorio particularmente

peligrosas. Además se requieren de lentes especiales cuando se usan rayos láser

o ultravioleta o cuando se trabaja el soplado de vidrio.

El uso de lentes ordinarios no ofrece protección contra las lesiones. Por eso se requiere

de la prescripción de lentes de seguridad o goggles.

5

Los lentes de contacto no ofrecen protección a los ojos de lesiones y no pueden

sustituir a los lentes de seguridad y a los goggles. Es preferible no usar lentes de

contacto cuando se lleven a cabo operaciones que involucren vapores de sustancias

químicas o que tengan un riesgo de derrame o de depósito de partículas en los ojos,

dado que los lentes de contacto pueden incrementar el grado de la lesión y pueden

interferir con los primeros auxilios y con los procedimientos de lavado de ojos. Si

alguien debe usar lentes de contacto por razones médicas, se deben usar lentes de

seguridad con barreras laterales sobre los lentes de contacto.

• EVITAR LA INGESTIÓN DE SUSTANCIAS QUÍMICAS PELIGROSAS

Está estrictamente prohibido el comer, beber, mascar chicle, aplicar cosméticos, e

ingerir medicinas en los laboratorios donde se esté trabajando con sustancias químicas

peligrosas. La comida, bebidas, tazas, y demás utensilios para comer y beber no se

deben guardar en áreas donde se almacenen o utilicen sustancias químicas peligrosas.

El material de vidrio usado en las operaciones de laboratorio nunca debe ser usado

para preparar o consumir alimentos o bebidas. Los refrigeradores, hieleras, cuartos

fríos, hornos, etc. de los laboratorios no deben usarse para almacenar o preparar

comida. En el laboratorio las fuentes de agua desionizada y agua potable, no deben

usarse nunca para beber. Las sustancias químicas del laboratorio nunca deben ser

probadas. Para pipetear se debe utilizar ya sea una propipeta o un aspirador; nunca

debe hacerse con la boca. Se debe lavar las manos con agua y jabón inmediatamente

después de trabajar en el laboratorio con cualquier sustancia química, aunque se

hayan usado guantes de protección.

• EVITAR LA INHALACIÓN DE SUSTANCIAS QUÍMICAS PELIGROSAS

Nunca deben olerse sustancias químicas tóxicas o compuestos de toxicidad

desconocida. Los procedimientos que involucren sustancias tóxicas volátiles u

operaciones que involucren sustancias sólidas o líquidas que puedan originar aerosoles

se deben conducir por una campana de laboratorio. Las partículas se consideran

potencialmente contaminantes y peligrosas. Las campanas no se deben usar para la

disposición de materiales volátiles peligrosos por evaporación. Estos materiales deben

tratarse como residuos químicos y deben contenerse en recipientes especiales de

acuerdo con procedimientos institucionales. Las siguientes reglas se deben seguir

cuando se utilizan campanas de laboratorio:

a) Para trabajos que involucren sustancias peligrosas, use campanas que operen

adecuadamente. La inspección de la campana debe hacerse regularmente, y su

inspección debe colocarse en un lugar visible.

6

b) Colocar las reacciones y las sustancias químicas peligrosas a 30 cm detrás del

plano del marco de la campana.

c) Nunca ponga su cabeza dentro de una campana de laboratorio para revisar un

experimento. El plano del marco es la barrera entre el aire limpio y el contaminado.

d) En las campanas donde los marcos se abren verticalmente, trabaje con el marco

de la campana en la posición más baja posible. En campanas cuyo marco se abre

horizontalmente, use una de las puertas como barrera en el caso de un accidente.

Cuando la campana no esté en uso, mantenga el marco cerrado para mantener el

flujo de aire en el laboratorio.

e) Mantenga las campanas limpias y libres; no las ateste con botellas o equipo. Si hay

una parrilla o una pantalla en la parte trasera de la campana, límpielas

regularmente para que no se obstruyan con papeles o suciedad. Solo mantenga los

materiales que se estén usando en ese momento dentro de la campana. Siguiendo

esta regla se tendrá una óptima contención y una reducción en el riesgo de

sustancias químicas extrañas involucradas en un fuego o explosión. Ponga

cualquier equipo que deba permanecer en la campana en estantes o en una base

para que haya un flujo de aire debajo del equipo.

f) Reporte rápidamente los desperfectos en el funcionamiento de la campana, y

asegúrese de que se corrijan. Ponga el nombre del responsable de la campana en

un lugar visible. Limpie las campanas antes de que el personal de mantenimiento

trabaje en ellas.

• MINIMIZACIÓN DEL CONTACTO CON LA PIEL

Deben usarse guantes cuando se manejan sustancias químicas peligrosas, objetos

punzo cortantes, materiales muy fríos o muy calientes, sustancias químicas tóxicas o

sustancias de toxicidad desconocida. Los siguientes lineamientos se aplican para la

selección y uso de guantes de protección:

a) Use guantes de un material que se sepa es resistente a la permeación de las

sustancias que se usan. El uso de un tipo incorrecto de guantes puede ser más

peligroso que no usar guantes, dado que se puede infiltrar la sustancia química en

el guante y puede tenerse un contacto prolongado con la mano.

b) Revisar los guantes para buscar pequeños hoyos o ranuras antes de usarlos

c) Lavar los guantes apropiadamente antes de quitárselos (Nota: algunos guantes son

permeables al agua)

d) Para prevenir la difusión accidental de sustancias peligrosas, quitarse los guantes

antes de manipular objetos como picaportes, teléfonos, plumas, y equipos de

cómputo.

7

e) Cambie los guantes periódicamente, dependiendo de la frecuencia con que se

usen y de su permeación y degradación, y del tipo de sustancias manejadas.

• ROPA Y TRAJES DE PROTECCION

El cabello largo y la ropa suelta o la joyería deben asegurarse cuando se trabaja en el

laboratorio. El cabello largo desatado, la ropa suelta o rasgada, y la joyería se pueden

mojar en las sustancias químicas o quedar atrapadas en equipo o maquinaria en

movimiento. La ropa o el cabello pueden quemarse. No se deben usar sandalias o

zapatos descubiertos en un laboratorio donde se usen sustancias químicas peligrosas.

Es recomendable usar bata cuando se trabaja con sustancias químicas peligrosas.

Esto es importante si la ropa deja la piel expuesta. Se requiere de equipo de protección

adicional cuando se trabaja con ciertas sustancias. Dado que muchos productos

sintéticos son inflamables y se pueden adherir a la piel, aumenta la severidad de una

quemadura. Por lo tanto se prefiere el algodón.

• DISPOSICIÓN DE SUSTANCIAS Y RESIDUOS QUÍMICOS PELIGROSOS

Los experimentos de laboratorio generan algún residuo, entre los que podemos

mencionar materiales de laboratorio desechables, medios de filtración, soluciones

acuosas (ácidas o básicas), y residuos químicos peligrosos. El principio que gobierna

las prácticas prudentes del manejo de residuos de laboratorio es que: “No se debe

comenzar una actividad experimental hasta que se formule un plan para el tratamiento

y disposición de residuos peligrosos y no peligrosos” Aplicando esta simple regla nos

aseguramos que se tengan los requerimientos para el manejo de residuos en

dificultades inesperadas como la formación de un residuo para el cual la institución no

está preparada para manejar. Los residuos peligrosos se definen como todos aquellos

residuos, en cualquier estado físico, que por sus características corrosivas, reactivas,

explosivas, toxicas, inflamables o biológico-infecciosas, representan un peligro para el

equilibrio ecológico o los individuos”. Cada tipo de residuo tiene diferentes métodos de

tratamiento y disposición adecuados, para escoger entre éstos, se aplican algunos

principios generales.

a) Los disolventes residuales peligrosos (inflamables y tóxicos) se deben separar en

contenedores apropiados en espera de ser transferidos a la unidad de manejo de

residuos químicos donde se trataran o dispondrán adecuadamente.

b) Los disolventes halogenados y no halogenados se deben separar para su manejo

independiente.

8

c) Los contenedores de residuos deben etiquetarse claramente y taparse en forma

adecuada.

d) Las botellas de vidrio son utilizadas para la mayoría de las sustancias químicas

pero conllevan el riesgo de romperse, y los cuellos delgados ofrecen problemas

para vaciar las botellas. Es preferible el uso de contenedores de seguridad de

plástico y obligatorio para líquidos inflamables y corrosivos.

2. RECONOCIMIENTO DE MATERIAL Y EQUIPO DE LABORATORIO

Se realizara el reconocimiento y cuidado de los materiales y equipos de laboratorio que

usaran en las practicas de bioquímica I, con ayuda de laminas o libros de consulta y las

recomendaciones del docente de la asignatura.

Material básico de laboratorio

V. RESULTADOS

9

Presente los resultados en cuadros y/figuras y describa claramente los aspectos mas

importantes. En esta sección no debe discutirse ni hacerse ningún comentario, solo se

describen los resultados hallados.

VI. DISCUSION

Analizar los resultados obtenidos comparándolos con los de otros investigadores,

destacando los aspectos más sobresalientes que constituyen un nuevo aporte al tema

tratado. LA discusión debe tener coherencia lógica y semántica con los resultados. Cada

resultado debe ser discutido científicamente utilizando las citas bibliográficas con las

normas de estilo recomendadas.

VII. CONCLUSIONES

Solo indique las conclusiones debidamente sustentadas por los resultados obtenidos. Las

conclusiones se redactan en forma de enunciados.

VIII. CUESTIONARIO

• ¿Cuál es la diferencia entre materiales, instrumentos, reactivos y equipos de laboratorio?

• Dibujar y señalar la función de los principales materiales, instrumentos y equipos de

laboratorio.

• ¿Cuál es la diferencia entre una sustancia ácida, neutra y alcalina? De cinco ejemplos de

cada una de ellas.

• ¿Que recomendaciones aparte de las señaladas en práctica hay que tomar en cuenta al

realizar las prácticas de laboratorio?

• Describa a través de un esquema el proceso de pipeteo de un reactivo simple y de un

reactivo ácido y que cuidados hay que tomar en cuenta en cada caso

• ¿Cómo debe ser la indumentaria del alumno en las prácticas y cual es la función de las

mismas? Esquematice.

• ¿Cuales son los elementos de limpieza a emplear en el laboratorio?

• En caso de haber ingerido un reactivo, salpicado el mismo en los ojos y cuerpo que

recomendaciones hay que tomar en cuenta.

IX. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS

• Bruice P (2008) Quimica Organica. 5ta edición. Editorial Prentice Hall – Pearson

Education. Mexico.

10

• Carey F (2000) Organic Chemistry. 4ta edición. Editorial McGraw-Hill. USA.

• Menger F, Goldsmith D, Mandell L (1976) Quimica organica. 2da edición. Editorial Fondo

Educativo Interamericano S.A.


BIOTECNOLOGIA

PROPIEDADES DE LOS COMPUESTOS ORGANICOS

11

I. INTRODUCCION

En general, los compuestos orgánicos se distinguen de los compuestos inorgánicos en

que tienen puntos de fusión y ebullición más bajos. Por ejemplo, el compuesto iónico

cloruro de sodio (NaCl) tiene un punto de fusión de unos 800 ºC, pero el tetracloruro de

carbono (CCl4), molécula estrictamente covalente, tiene un punto de fusión de 76,7 ºC.

Entre estas temperaturas se puede fijar arbitrariamente una línea de unos 300 ºC para

distinguir la mayoría de los compuestos orgánicos covalentes de los iónicos.

Gran parte de los compuestos orgánicos tienen un punto de fusión y ebullición por debajo

de los 300 ºC, aunque existen excepciones. Por lo general, los compuestos orgánicos se

disuelven en disolventes no polares (líquidos sin carga eléctrica localizada) como el octano

o el tetracloruro de carbono, o en disolventes de baja polaridad, como los alcoholes, el

ácido etanoico (ácido acético) y la propanona (acetona). Los compuestos orgánicos suelen

ser insolubles en agua, un disolvente fuertemente polar.

Los hidrocarburos tienen densidades relativas bajas, con frecuencia alrededor de 0,8, pero

los grupos funcionales pueden aumentar la densidad de los compuestos orgánicos. Solo

unos pocos compuestos orgánicos tienen densidades mayores de 1,2 y son generalmente

aquellos que contienen varios átomos de halógenos.

Los grupos funcionales capaces de formar enlaces de hidrógeno aumentan generalmente

la viscosidad (resistencia a fluir). Por ejemplo, las viscosidades del etanol, 1,2-etanodiol

(etilenglicol) y 1,2,3-propanotriol (glicerina) aumentan en ese orden. Estos compuestos

tienen uno, dos y tres grupos OH respectivamente, que forman enlaces de hidrógeno

fuertes.

II. OBJETIVOS

• Reconocer las principales propiedades físicas de los compuestos orgánicos.

• Analizar la propiedad de solubilidad de los compuestos orgánicos.



• 14 Tubos de ensayo

• 02 Gradillas

12

• Pipetas de 5 ml

• Pipetas de 2 ml

• Agua destilada

• Etanol

• Alcano (cloroformo)

• Aldehído (formaldehído)

• Cetona (acetona)


• 50 ml Gasolina

• 50 ml Aceite de carro

• Papel toalla 01 rollo por sub grupo

IV. PROCEDIMIENTOS

Realizar la numeración de los tubos y efectuar las siguientes mezclas de reactivos, según

las indicaciones de las tablas.

TUBOS (ml) I II III IV V VI VII

Agua destilada 5 5 5 5 5 5 5

Etanol 2 --- --- --- --- --- ---

Cloroformo --- 2 --- --- --- --- ---

Formaldehído --- --- 2 --- --- --- ---

Acetona --- --- --- 2 --- --- ---

Gasolina --- --- --- --- 2 --- ---

Aceite de carro --- --- --- --- --- 2 ---

Blanco --- --- --- --- --- --- ---


Etanol 5 5 5 5 5 5 5

Cloroformo --- 2 --- --- --- --- ---

Formaldehído --- --- 2 --- --- --- ---

Acetona --- --- --- 2 --- --- ---

Gasolina --- --- --- --- 2 --- ---

Aceite de carro --- --- --- --- --- 2 ---

Blanco --- --- --- --- --- --- ---

V. RESULTADOS

13




VI. DISCUSION


destacando los aspectos mas sobresalientes que constituyen un nuevo aporte al tema




VII. CONCLUSIONES



VIII. CUESTIONARIO

• ¿Cuál de los siguientes compuestos formarán puentes de hidrógeno entre sus moléculas?

CH3CH2CH2COOH CH3CH2CH2NHCH3 CH3CH2N(CH3)2

CH3CH2OCH2CH2OH CH3CH2CH2CH2Br CH3CH2CH2CH2F

• ¿Cuales de los compuestos anteriores forman puentes de hidrógeno con un disolvente

como el etanol?

• Ordene los siguientes grupos de compuestos por solubilidad decreciente en agua.

CH3CH2CH2COOH CH3CH2OCH2CH2CL CH3CH2OCH2CH2OH HOCH2OCH2CH2OH

• El Ansaid y el Motrin pertenecen a los medicamentos llamados antiinflamatorios no

esteroidales. Ambos son ligeramente solubles en agua, pero uno es algo más soluble que

el otro. Cuál de los dos medicamentos tiene la mayor solubilidad en el agua.

Ansaid Motrin

• ¿Porque los alcoholes de baja masa molecular son más solubles en agua que los de masa

molecular más alta?

14

• Explique por qué:

o El 1-hexanol tiene punto de ebullición más elevado que el 3-hexanol

o El éter dietílico tiene muy poca solubilidad en agua, pero en esencia es completamente

soluble en tetrahidrofurano.

• ¿En cuál disolvente tendrá menor solubilidad el ciclohexano? 1-pentanol, éter dietílico,

etanol, hexano.


• Bruice P (2008) Química Orgánica. 5ta edición. Editorial Prentice Hall – Pearson

Education. México.





BIOTECNOLOGIA

IDENTIFICACION DE GRUPOS FUNCIONALES Y SEPARACION DE

COMPUESTOS ORGANICOS POR DESTILACION

I. INTRODUCCION

El comportamiento químico y físico de una molécula orgánica se debe principalmente a la

presencia en su estructura de uno o varios grupos, funciones o familias químicas. Los

grupos funcionales son agrupaciones constantes de átomos, en disposición espacial y

conectividad, que por tal regularidad confiere propiedades físicas y químicas muy similares

a las estructuras que las posee.

La mayoría de grupos funcionales se presentan en las moléculas de origen natural.

Algunas de estas, por ejemplo los halogenuros de acilo, por su reactividad son poco

frecuente en la naturaleza y se utilizan más como intermediarios en síntesis orgánica.

Las propiedades físicas y químicas de una molécula sencilla están determinadas por la

presencia de algunos de estos agrupamientos, pero en la mayoría de las moléculas más

útiles, naturales o sintéticas existen varios de estos agrupamientos. En tal caso las

propiedades físicas y químicas de la molécula son el resultado del comportamiento

combinado y de la distribución espacial de las funciones químicas presentes en ella.

II. OBJETIVOS

15

Identificar los grupos funcionales presentes en los compuestos orgánicos



• 12 Tubos de ensayo

• Pipetas serológicas

• Solución problema “A”

• Solución problema “B”

• Solución problema “C”

• Solución problema “D”

• Solución problema “E”

• Solución problema “F”

• KMnO4 0.02M

• Reactivo de Tollens (Nitrato de plata 5% + Amonio)

• Trocitos de sodio metálico

• 2,4 dinitrofenilhidrazina (fenilhidrazina o p-nitrofenilhidrazina)

• Indicador universal (fenolftaleína + rojo de metilo + azul de bromotimol + amarillo

de metilo + azul de timol) o tiras de indicador de pH.


50 ml Gasolina

IV. PROCEDIMIENTOS

A manera de resumen, se muestra un flujo metodológico para la clasificación de una

molécula desconocida en un grupo funcional orgánico.

16

Realizar la numeración de los tubos y efectuar las siguientes mezclas de reactivos, según

las indicaciones de las tablas. Considerar las interpretaciones de cada caso.

CUADRO Nº 1

TUBOS (ml) I II III IV V VI

Agua destilada 1 1 1 1 1 1

Sol. problema A 1 --- --- --- --- ---

Sol. problema B --- 1 --- --- --- ---

Sol. problema C --- --- 1 --- --- ---

Sol. problema D --- --- --- 1 --- ---

Sol. problema E --- --- --- --- 1 ---

Sol. problema F --- --- --- --- --- 1

Indicador universal

(gotas)

1 1 1 1 1 1

Observar los resultados. Los tubos que viraron a: amarillo verdoso o

amarillo anaranjado; continuar con el cuadro Nº 2

1. Si vira a rojo indica : ácido carboxílico

2. Si vira a azul, azul oscuro ó azul verdoso indica : amina

3. Si vira a amarillo verdoso, amarillo anaranjado indica: alcano, alqueno, alcohol,

aldehído, cetona.

17

CUADRO Nº 2

TUBOS I II III IV V VI

Agua destilada

Sol. problema A

Sol. problema B

Sol. problema C

Sol. problema D

Sol. problema E

Sol. problema F

KMnO4 (gotas) 3 3 3 3 3 3

Observar los resultados. Armar un nuevo sistema para los tubos que dieron

posit ivo al color café

1. Si forma precipitado color café indica : aldehído o alqueno

2. Si no ocurre cambio (permanece color violeta) indica : alcano, alcohol, o cetona

CUADRO Nº 3

TUBOS (gotas) I II III IV V VI

En nuevos tubos colocar 5 gotas de las soluciones problemas que dieron

positivo al color café. Adicionar el reactivo de Tollens.

Agua destilada

Sol. problema A

Sol. problema B

Sol. problema C

Sol. problema D

Sol. problema E

Sol. problema F

Reactivo de Tollens

(gotas)

2 2 2 2 2 2

Agitar por 2 min. Dejar reposar por 5 min. Observar los resultados.

1. Si forma precipitado (espejo de plata) indica : aldehído

2. Si no ocurre cambio: alqueno

18

CUADRO Nº 4


Armar un nuevo sistema para los tubos que dieron negativo al color café

Agua destilada

Sol. problema A

Sol. problema B

Sol. problema C

Sol. problema D

Sol. problema E

Sol. problema F

2,4Dinitrofenilhidrazina(gotas) 2 2 2 2 2 2

Agitar dejar reposar por 2 min. Observar los resultados.

1. Si forma un color amarillo anaranjado indica : cetona

2. Si no ocurre cambio: alcano o alcohol

CUADRO Nº 5


En nuevos tubos colocar 5 gotas de las soluciones problemas que dieron

negativo al color amarillo anaranjado. Adicionar sodio metálico

Agua destilada

Sol. problema A

Sol. problema B

Sol. problema C

Sol. problema D

Sol. problema E

Sol. problema F

Sodio metálico (trocitos) X X X X X X

Observar los resultados.

1. Si forma un burbujeo indica : alcohol

2. Si no ocurre burbujeo: alcano

V. RESULTADOS




19

VI. DISCUSION



tratado. La discusión debe tener coherencia lógica y semántica con los resultados. Cada



VII. CONCLUSIONES



VIII. CUESTIONARIO


• ¿Cuales de los compuestos anteriores forman puentes de hidrógeno con un disolvente

como el etanol?


• El Ansaid y el Motrin pertenecen a los medicamentos llamados antiinflamatorios no

esteroidales. Ambos son ligeramente solubles en agua, pero uno es algo más soluble que

el otro. Cuál de los dos medicamentos tiene la mayor solubilidad en el agua.

• ¿Porque los alcoholes de baja masa molecular son más solubles en agua que los de masa

molecular más alta?



Education. México.




LEYENDA DE LA PRÁCTICA

COLOR DEL INDICADOR UNIVERSAL FRENTE AL pH DE LA SOLUCIÓN A EVALUAR

pH COLOR

2 ROJO

4 ANARANJADO

20

6 AMARILLO

8 VERDE

10 AZUL

12 VIOLETA

• Solución problema “A”.- Acido acético

• Solución problema “B”.- Dietilamina

• Solución problema “C”.- Formaldehído

• Solución problema “D”.- Acetona

• Solución problema “E”.- Etanol

• Solución problema “F”.- Gasolina

Practica N 0 2

SOLUCION G:

• Acetona 20 ml

• Etanol 20 ml

• Agua destilada 60 ml

Calentar a las temperaturas indicadas:

Recolectar en diferentes matraces.

21

56 - 65 ºC 78 – 85 ºC 95 ºC


BIOTECNOLOGIA

VISUALIZACION DE ISOMEROS EN 3D. PROBLEMAS DE ESTEREOQUIMICA


BIOTECNOLOGIA

SEPARACION DE COMPUESTOS ORGANICOS POR METODOS QUIMICOS.

EJERCICIOS DE APLICACION

I. INTRODUCCION

En un laboratorio de química se nos plantea muy frecuentemente la necesidad de separar,

aislar, purificar e identificar los componentes de una mezcla. Por ejemplo, cuando estamos

intentando hacer la síntesis de un compuesto C es frecuente que se forme, en el mismo

proceso otro compuesto D.

A + B C + D

Por lo que una vez finalizado el proceso sintético se tendrá que separar C y D y los restos

de reactivos que hayan quedado sin reaccionar.

En actualidad, existen diversos procedimientos que nos pueden permitir separar y aislar

los componentes de una mezcla de compuestos orgánicos. Uno de ellos se conoce

tradicionalmente como el método del ETER, el cual se basa en:

• La solubilidad diferencial en éter y medios acuosos.

• Las diferentes propiedades ácidos-bases que presentan los compuestos orgánicos

derivados de su estructura.

II. OBJETIVOS

Separar los componentes de una mezcla de compuestos orgánicos por medios químicos,

usando el método del éter.


22

Proporcionados por el laboratorio

• Pera de decantación de 500 ml


• Probetas de 50 ml

• Vasos de precipitación de 50 ml

• Matraces Erlenmeyer de 250 ml

• Dietilamina

• Acido acético

• Fenol

• Acetona

• Etanol

• Éter di etílico

• HCl 20%

• NaOH 20%

• NaHCO3 15%

• MgSO4

IV. PROCEDIMIENTOS

SOLUCION

• Dietilamina 10 ml

• Acido Acético 10 ml

• Fenol 10 ml

• Acetona 10 ml

• Etanol 10 ml

• Éter 15 ml

23

24

15 ml de HCl 20% (Paso N0 4)

FASE ACUOSA IIcomp. org. básicos

15 ml de HCl 20%(Paso N0 6) purificación

Parteinsoluble

Parte solubleFASE ETEREA I

Parte solubleFASE ETEREA II

15 ml de NaOH 20%(Paso N0 12)

Continua en la siguiente pagina

25

15 ml de NaHCO3 15%

(Paso N0 7)

FASE ACUOSA III sustancias ácidas

15 ml de NaHCO3 15%

(Paso N0 9)

FASE ACUOSA II comp. org. básicos

FASE ETERA IIPURA

Parte solubleFASE ETEREA III


FASE ETERA IIIPURA

26

15 ml de NaOH 20%

(Paso N0 10)

Continua en la siguiente pagina

15 ml de NaOH 20%

(Paso N0 11)

FASE ACUOSA IV FASE ETEREA IV PURA


V. RESULTADOS




VI. DISCUSION






VII. CONCLUSIONES



VIII. CUESTIONARIO


27

Desecar por 30 min

con MgSO4

Destilar a 35 0C

¿Cuales de los compuestos anteriores forman puentes de hidrógeno con un disolvente como el

etanol?


CH3CH2CH2COOH CH3CH2OCH2CH2CL CH3CH2OCH2CH2OH HOCH2OCH2CH2OH



Education. México.

• Carey F (2000) Organic Chemistry. 4ta edición. Editorial McGraw-Hill. USA. Menger F,

Goldsmith D, Mandell L (1976) Química orgánica. 2da edición. Editorial


BIOTECNOLOGIA

REACCION DE LOS ALCOHOLES

I. INTRODUCCION

Los alcoholes son derivados de los hidrocarburos saturados o insaturados a los que se les

ha reemplazado un átomo de hidrógeno por un grupo hidroxilo (-OH). Si el grupo –OH esta

unido a un anillo aromático se denominan fenoles. El efecto que el grupo hidroxilo ejerce

sobre la molécula es el de proporcionar una polaridad considerable, les permite asociarse

por medio de enlaces por puente de hidrogeno, presentan además características

hidrofílicas (afinidad por el agua) y les confiere propiedades ácidas. (ej. Fenoles). Sus

puntos de ebullición y de fusión son más altos que los de los alcanos y alquenos

correspondientes, debido a las fuerzas de atracción que se presentan entre los hidroxilos.

La química de los alcoholes también dependen del tipo de grupo R al que esté unido el

OH, con base en esto se les puede clasificar en las siguientes especies químicas:

alquílicas, arílicas, vinílicas y bencílicas. Los alcoholes alquílicos pueden ser: primarios

(RCH2OH), secundarios (R2-CH-OH), terciarios (R3C-OH) y alílicos (CH2=CH2-CH2-OH).

Si el OH esta unido directamente a un doble enlace se denomina vinílico.

28

Las principales reacciones químicas de los alcoholes involucran la ruptura heterolítica de

la unión C-OH por lo que pueden sufrir reacciones de sustitución o eliminación de manera

análoga a los halogenuros de alquilo.

Algunas de las reacciones características de los alcoholes permiten distinguir alcoholes

primarios y secundarios de los alcoholes terciarios. La prueba de Lucas proporciona cierta

información de la estructura del alcohol, puesto que se basa en la conversión del alcohol al

cloruro de alquilo correspondiente (insoluble en agua). La facilidad de dicha reacción

depende de la estabilidad del carbocatión que se forma y permite diferenciar los alcoholes

primarios, secundarios y terciarios.

Por otro lado, los fenoles poseen dos grupos funcionales importantes: el anillo bencénico y

el grupo hidroxilo, por lo que las propiedades químicas de estos compuestos incluyen las

características de ambos. El protón del grupo hidroxilo aromático es mas ácido que el

protón de los alcoholes alifáticos, así mismo el anillo bencénico es más susceptible al

ataque por reactivos electrofílicos. Dos de las reacciones químicas que permiten identificar

en forma rápida un fenol es su reacción con álcalis y su reacción con cloruro ferrico.

Muchos fenoles y algunos compuestos relacionados (enoles) forman complejos de

coordinación con el ion ferrico de colores rojos, azules, púrpuras o verdes.

II. OBJETIVOS

• Comprobar algunas propiedades de los alcoholes

• Analizar la oxidación de los alcoholes y los productos obtenidos



• tubos de ensayo

• pipetas de 5 ml

• gradillas

• tapones de corcho

• Etanol

• 1- butanol

• Alcohol

• Isobutílico

• 2 – butanol

• 1- pentanol

• Glicerol

• Alcohol isoamílico

• Eter dietílico

• H2O destilada

• Cloruro de zinc

• Dicromato de sodio 5%

• H2SO4 concentrado

• HCl concentrado

•

I. PROCEDIMIENTOS

29

1. Solubilidad

• Agregar en tubos de ensayo 1 ml de solvente H2O y en otros tubos éter.

• Colocar 10 gotas de muestras de alcohol en cada tubo

• Agitar y observar

•

2. Prueba de Lucas

• Coloque 2.5 ml del reactivo de lucas (1,6 g de ZnCl2 + 10 ml de HCl cc) en cada tubo

de ensayo.

• Agregue 0.5 ml de cada alcohol en cada tubo con el reactivo de Lucas, y tapar con

tapón de corcho.

• Agitar por 5min

• Dejar reposar hasta que aparezca la turbidez

3. Oxidación de alcoholes

• Colocar 3 mL de dicromato de sodio 5% en tubos de ensayo.

• Agregar 1 mL de ácido sulfúrico concentrado a cada tubo, con cuidado. Si aparee un

precipitado, agitar hasta que desaparezca.

• Agregar 2 mL de cada muestra de alcohol, a cada tubo respectivamente.

• Si las mezclas cambian de color verde, identifique su olor y compárelo con el alcohol

del cual proviene.

• Solubilidad

TUBOS (ml) I II III IV V VI VIIAgua destilada 1 1 1 1 1 1 1Etanol 1 --- --- --- --- --- ---1 butanol --- 1 --- --- --- --- ---Alcohol isobutilico --- --- 1 --- --- --- ---2 butanol --- --- --- 1 --- --- ---1 pentanol --- --- --- --- 1 --- ---Glicerol --- --- --- --- --- 1 ---Alcohol isoamilico --- --- --- --- --- --- 1

30


Eter 1 1 1 1 1 1 1

Etanol 1 --- --- --- --- --- ---

1 butanol --- 1 --- --- --- --- ---

Alcohol isobutilico --- --- 1 --- --- --- ---

2 butanol --- --- --- 1 --- --- ---

1 pentanol --- --- --- --- 1 --- ---

Glicerol --- --- --- --- --- 1 ---

Alcohol isoamilico --- --- --- --- --- --- 1

• Lucas


Reactivo de LUCAS 2.5 2.5 2.5 2.5 2.5 2.5 2.5

Etanol 0.5 --- --- --- --- --- ---

1 butanol --- 0.5 --- --- --- --- ---

Alcohol isobutilico --- --- 0.5 --- --- --- ---

2 butanol --- --- --- 0.5 --- --- ---

1 pentanol --- --- --- --- 0.5 --- ---

glicerol --- --- --- --- --- 0.5 ---

Alcohol isoamilico --- --- --- --- --- --- 0.5

Tapar los tubos con tapón de corcho. Agitar por 5 min. Dejar reposar por 10 min.

• Oxidación de alcoholes


Dicromato de sodio 5% 3 3 3 3 3 3 3

Acido sulfúrico concentrado 1 1 1 1 1 1 1

Etanol 2 --- --- --- --- --- ---

1 butanol --- 2 --- --- --- --- ---

Alcohol isobutilico --- --- 2 --- --- --- ---

2 butanol --- --- --- 2 --- --- ---

1 pentanol --- --- --- --- 2 --- ---

glicerol --- --- --- --- --- 2 ---

Alcohol isoamilico --- --- --- --- --- --- 2

Observe los resultados

31

IV. RESULTADOS




V. DISCUSION


destacando los aspectos mas sobresalientes que constituyen un nuevo aporte al tema




VI. CONCLUSIONES



VII. CUESTIONARIO

Desarrolle los ejercicios que están en las páginas siguientes

VIII. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS


Education. México.

• Carey F (2000) Organic Chemistry. 4ta edición. Editorial Mc Graw-Hill. USA.



32

PRACTICA Nº 6 BIOQ. I BIOTECNOLOGIA

OBTENCION DE UN ESTER

I. INTRODUCCION

Un éster es un compuesto formado junto con agua por la reacción de un ácido y un

alcohol. Puesto que este proceso es análogo a la neutralización de un ácido por una base

en la formación de un sal, antiguamente lo esteres eran denominados sales etéreas. Este

termino es incorrecto por los esteres, a diferencia de las sales, no se ionizan en disolución.

En química los esteres son compuestos orgánicos en los cuales un grupo orgánico

reemplaza a un átomo de hidrogeno o mas de uno, en un ácido oxigenado. Un ácido

oxigenado es un ácido cuyas moléculas poseen un grupo OH - desde e cual el hidrogeno

(H) puede disociarse como un ion protón (H+).

Los esteres mas comunes son los esteres carboxilados, donde el acido en cuestión es un

acido carboxílico. Por ejemplo, si el ácido es el acido acético, el éster es denominado

como acetato. Los esteres pueden también ser formados por ácidos inorgánicos; por

ejemplo el dimetil sulfato, es un éster, a veces también llamado “acido sulfúrico, dimetil

éster”.

En bioquímica son el producto de la reacción entre los ácidos grasos y alcoholes. En la

formación de esteres, cada radical OH (grupo de hidróxido) del radical del alcohol se

sustituye por la cadena –COO del ácido graso. El H sobrante del grupo carboxilo, se

combina con el OH sustituido formando agua.

En química orgánica y bioquímica los esteres son un grupo funcional compuesto de un

radical orgánico unido al residuo de cualquier ácido oxigenado, orgánico o inorgánico.

Todos las grasas y aceites naturales, exceptuando obviamente los aceites minerales, y la

mayoría de las ceras son mezclas de esteres. Por ejemplo, los esteres son los

componentes principales del cebo de la grasa del cerdo o manteca, de los aceites de

pescado incluyendo el aceite de hígado de bacalao y del aceite de linaza. Los esteres de

alcohol cetilico se encuentran en el espermaceti, una cera que se obtiene del esperma de

ballena y los esteres de alcohol miricilico en la cera de abeja. La nitroglicerina, un

explosivo importante es el éster del acido nítrico y la glicerina.

II. OBJETIVOS

36

• Preparar un éster a partir de un alcohol y un ácido carboxílico.

• Aplicar algunas técnicas de laboratorio ya conocidas como son calentamiento a reflujo

y extracción.



• Tubo refrigerante con mangueras.

• Estufa.


• Pinzas

• Balón

• Fragmentos de porcelana

• Agitador magnético

• Pera de decantación

• Acido acético glacial

• Alcohol isoamílico

• Bicarbonato de sodio al 5%

• Cloruro de sodio

• Sulfato de sodio anhidro

• H2O destilada

• H2SO4 concentrado

• Hielo con agua

I.- PROCEDIMIENTOS

• En un balón de 50 mL y de una boca coloque 4.0 mL de alcohol isoamilico, 6 mL de

acido acético glacial y añada, agitando cuidadosamente 1mL de acido sulfúrico

concentrado.

• Agregue núcleos porosos para regular la ebullición y conecte el condensador en

posición de reflujo. Caliente la mezcla de reacción en baño de aire manteniendo el

reflujo durante 15 min. Pasado este tiempo suspenda el calentamiento, retire el baño

de aire y retire la mezcla a temperatura ambiente.

• Pase la mezcla de reacción a un embudo de separación. Lave el matraz de reacción

con 14 ml. De agua fría y pase el agua al embudo de separación. Agite varias veces,

separe la fase acuosa y deséchela.

• La base orgánica contiene el éster y un poco de ácido acético, el cual puede ser

removido por dos lavados sucesivos de 7.5 de una disolución de bicarbonato de sodio

al 5%.

• Lave la capa orgánica con 6 ml de agua mezclado con 1.5 ml de una disolución

saturada de cloruro de sodio. Deseche la capa acuosa, vierta la fase orgánica en un

vaso de precipitados y seque con sulfato de sodio anhidro

SOLUCION

37

• Alcohol isoamilico 4 ml

• Acido Acético 6 ml

• Acido sulfúrico cc 1 ml

38

Condensador de reflujo por 45 min

Fase orgánicaFase acuosa

7.5 ml de NaHCO3 5%

Fase acuosa Capa orgánica

6 ml de agua + 1.5 ml de

sol. saturada de NaCl

IV. RESULTADOS




V. DISCUSION






VI. CONCLUSIONES



VII. CUESTIONARIO


39

Fase acuosa Capa orgánica

Secar con sulfato

de sodio anhidro

VIII. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS


Education. Mexico.





BIOTECNOLOGIA

RECONOCIMIENTO DE CARBOHIDRATOS.

I.- INTRODUCCION

Los carbohidratos desempeñan en los organismos vivos diversas funciones. Los animales los

emplean de preferencia como combustible para producir energía, cuando los reciben en exceso

los almacenan en forma de polisacaridos (glucógeno) o los convierten en grasa para ser

utilizadas en el momento oportuno. Las plantas pueden sintetizar o almacenar grandes

cantidades de carbohidratos, especialmente mientras ocurre la fotosíntesis, los que servirán

como fuente energética para ellos mismos o para los animales.

Por otro lado, diversos glúcidos o derivados de ellos contribuyen a la formación a la formación

de estructuras de sostén, pues son constituyentes de sustancias como la celulosa en los

vegetales, los mucopolisacáridos en los animales y diversos glúcidos complejos en la pared

bacteriana. Además, numerosas moléculas esenciales para cualquier célula, como los ácidos

nucleicos y numerosas coenzimas poseen residuos hidrocarbonados.

Químicamente, los carbohidratos son derivados aldehídicos o cetónicos de alcoholes

superiores polivalentes o compuestos que por hidrólisis dan estos derivados. Se clasifican en

cuatro gran des grupos: Monosacáridos, disacáridos, oligosacáridos y polisacáridos. Tiene

diferentes propiedades físicas y químicas, y en base a ellas existen métodos que nos permiten

diferenciarlos, lo que constituye el objetivo de esta práctica.

40

II.- OBJETIVOS

2.1. Reconocer los diferentes tipos de carbohidratos

2.2. Identificar la presencia de azúcares reductores provenientes de la hidrólisis

ácida de muestras de carbohidratos.

III. EQUIPOS MATERIALES Y REACTIVOS

3.1 EQUIPOS

3.1.1 Balanza

3.1.2 Baño maría

3.2 MATERIALES Y REACTIVO

PROPORCIONADO POR EL ALUMNO

3.2.1 Una papa

3.2.2 5 gr de almidón por grupo de trabajo

PROPORCIONADO POR EL LABORATORIO

3.2.3 Solución de glucosa 1 %

3.2.4 Solución de sacarosa 1 %

3.2.5 Solución de maltosa 1 %

3.2.6 Solución de almidón 1 %

3.2.7 Solución de fructosa %

3.2.8 Solución alcohólica de Alfa naftol 5 %

3.2.9 Acido sulfúrico Q.P.

3.2.10 Reactivo de Selivanoff

3.2.11 Reactivo de Bradford

3.2.12 Acido clorhídrico 1,5 %

3.2.13 Solución de Hidróxido de potasio 1 %

3.2.14 Solución de Fehling “A”

3.2.15 Solución de Fehling “B”

3.2.16 Tubos de ensayo

41

3.2.17 Pipetas de 1, 5 y 10 ml

IV.- PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL

4.1 ACCION DE LOS ACIDOS OXIDANTES

1.1. REACCIÓN DE MOLISH.-

Es una reacción general de los carbohidratos que sirve para detectar su

presencia en una sustancia problema. Una reacción negativa es una buena

evidencia de la ausencia de azúcares, mientras que una prueba positiva es

simplemente indicadora de la posibilidad de su existencia y requiere una mayor

investigación.

Observar en la interfase la aparición de un anillo rojo violeta oscuro, lo cual indica

una reacción positiva. Esta reacción es debida a la condensación de los

furfurales formados por la acción del ácido con el alfanaftol.

1.2. REACCION DE SELIVANOFF.-

Esta es una reacción específica para azúcares con grupo funcional cetónico.

42

TUBOS (ml) I II III IV

Sol. Glucosa 1% 2.0 --- --- ---

Sol. Sacarosa 1% --- 2.0 --- ---

Sol. Maltosa 1% --- --- 2.0 ---

Sol. Almidón 1% --- --- --- 2.0

Sol. Alfa naftol 5% (gotas) 02 02 02 02

Mezclar bien agitando el tubo, agregar lentamente por las paredes

Acido sulfúrico 2.0 2.0 2.0 2.0

Mezclar bien y someter a baño maría hirviente. Observar lo que sucede en

los tubos, a intervalos de 3 minutos, durante 15 minutos.

La reacción es positiva cuando se observa una coloración rojo – cereza.

1.3. REACCION DE BARFOED.-

Esta prueba se utilizar para diferenciar monosacáridos de disacáridos

Mezclar bien y someter a baño maría hirviente por espacio de 5 minutos,

controlar el tiempo en que aparecen las reacciones positivas (precipitado rojo

naranja) en los diferentes tubos. Interpretar los resultados.

43

TUBOS (ml) I II III

Sol. Fructosa 1% 1.0 --- ---

Sol. Glucosa 1% --- 1.0 ---

Sol. Sacarosa 1% --- --- 1.0

Rx. Selivanoff 5.0 5.0 5.0

TUBOS (ml) I II III IV

Sol. Glucosa 1% 1.0 --- --- ---

Sol. Fructosa 1% --- 1.0 --- ---

Sol. Sacarosa 1% --- --- 1.0 ---

Sol. Maltosa 1% --- --- --- 1.0

Rx Barfoed 5.0 5.0 5.0 5.0

1.4. ACCION DE LOS ALCALIS SOBRE LOS CARBOHIDRATOS

Las aldosas y cetosas, como los carbohidratos compuestos que contienen un

grupo azúcar libre, presentan el fenómeno de la tautomerización cuando son

sometidos a la acción de los álcalis dando origen a las formas enólicas que se

comportan como ácidos débiles y tiene la capacidad de unirse al álcali dando

lugar a sales enólicas que tienen propiedades reductoras.

De estas propiedades se valen los métodos para la identificación y cuantificación

de muchos azúcares (Reacción de Benedict, Fehling, etc.). En la práctica se hará

una hidrólisis ácida de un polisacárido y luego se procederá a identificar el

azúcar reductor correspondiente.

PROCEDIMIENTO:

• Triturar en un mortero una papa sin cáscara

• Agregar 5 – 10 ml de agua destilada, mezclar y decantar el sobrenadante en un

vaso de precipitación.

• En un tubo de ensayo medir 2 ml del sobrenadante anterior, y en otro tubo de

ensayo medir 2 ml de solución de almidón previamente preparado

• Añadir 2 ml de HCl 1,5 % a cada uno de los tubos

• Calentar los tubos de ensayo en baño maría hasta que hierva durante 15

minutos; enfriar, adicionar 5 gotas de KOH 1%

• Añadir a los tubos anteriores 1 ml de las soluciones de Fehling “A” y “B”, luego

someterlos a ebullición entre 3 y 5 minutos. Observar los que sucede

V.- RESULTADOS Y DISCUSION

5.1. Los resultados de cada prueba indicarlos en un cuadro como el que sigue:

44

REACCIÓN I II III IV

VI. CONCLUSIONES

6.1. Indicar las conclusiones de la práctica.

VII. CUESTIONARIO

7.1 ¿Cuál de las pruebas permite diferenciar aldosas de cetosas? Fundamente su

respuesta.

7.2 ¿El almidón ingerido por el ser humano sufre el mismo tipo de hidrólisis ácida

realizada en la práctica? ¿Cómo se hidroliza?

7.3 Cuales son las unidades monoméricas de:

- Lactosa - Sacarosa

- Maltosa - Celulosa

7.4 Representa la unión de moléculas en la formación del almidón, glucógeno, y

celulosa

7.5 De los siguientes azúcares, ¿Cuál no es reductor? ¿por qué?

- Glucosa - Sacarosa

- Lactosa - Fructosa

VIII.- REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS

8.1. Bohinski, R. 1978. Bioquímica 2da edición. Fondo Educativo Latinoamericano S.A.

8.2. Morrison, R. y Boyd. 1985. Química orgánica. 2da edición. Fondo Educativo

Latinoamericano S.A. México.

8.3. Villavicencio, M. 1993. Bioquímica. A&B S.A. Editores, Lima – Perú.

45


BIOTECNOLOGIA

SAPONIFICACION DE LAS GRASAS

I. INTRODUCCION

Químicamente, el jabón es una mezcla de sales de sodio o de potasio de ácidos grasos de

cadena larga, producidas por la hidrólisis (saponificación) de una grasa animal o vegetal

con un álcali. La palabra saponificación significa hacer jabón. Las grasas y aceites son

esteres mixtos naturales de ácidos grasos (de peso molecular elevado) y de la glicerina;

triglicéridos, es decir triesteres de glicerol con tres ácidos carboxílico de cadena larga, no

ramificada. La diferencia entre las grasas y los aceites es que estos últimos presentan

ácidos carboxílicos insaturados.

El índice de saponificación se define como la cantidad de álcali necesario para la

saponificación un gramo de grasa o aceite.

Los jabones ejercen su acción limpiadora debido a que los dos extremos de sus moléculas

son muy diferentes. Uno de los extremos de la molécula es ionico, por tanto hidrofilo y

tiende a disolverse en el agua. La otra parte es la cadena de hidrocarburo no polar, por

tanto lipofila o afin a la grasa y tiende a disolverse en ella. Una vez solubilizadas en agua,

la grasa y la mugre pueden eliminarse.

46

II. OBJETIVOS

• Obtener el índice se saponificación del aceite de cocina.

• Obtener jabón a partir de la saponificación del aceite de cocina.



• Tubo refrigerante como

manguera

• Estufa


• Pinzas

• matraz erlenmeyer 250 ml.

• Balón

• Fragmentos de porcelana

• Agitador magnético

• Termómetro

• Vaso de precipitación de 250 y

500 ml

• Etanol

• NaOH 0.5N (solución

etanólica: 5 agua: 20 etanol)

• HCl 0.5N

• Aceite de cocina

• Fenolftaleína 1% (solución

alcohólica)

IV. PROCEDIMIENTOS

Determinación de índice de saponificación

• En un matraz pese a 2 g de la muestra de aceite y agregue 25mL (pipeta volumétrica)

de la solución etanólica. Coloque un refrigente, adicione perlas de ebullición y hierva a

reflujo la solución durante 60 min. Después de esto la solución se enfría y el tubo del

condensador se enjuaga con 5 o 10 ml de agua (colecte esta directamente en el

matraz).

• Agregue 4 a 5 gotas de fenolftaleína y agite fuertemente. Titule el álcali remanente en

la muestra con solución estandarizada de HCl 0.5N, manteniendo la agitación.

• Coloque otra alícuota de 25mL de solución etanólica en un matraz Erlenmeyer de 250

mL, agregue una gota de fenolftaleína y titule utilizando una solución estandarizada de

HCl 0.5N. la diferencia entre los volúmenes requeridos de ácidos representa la

47

cantidad de álcali consumido en la saponificación. (hacer a lo menos 4 titulaciones en

cada caso y desechar el valor de la 1era).

Saponificación de una grasa

• En un vaso de precipitados de 250 ml coloque 30g de grasa o aceite y caliente

suavemente sin sobrepasar los 45 ºC.

• En otro vaso de 400 ml, coloque 5 g de NaOH y 45 ml de etanol necesario para realizar

la saponificación.

• Caliente entre 60 y 70 ºC agregue pequeñas porciones de la grasa a la lejía con

agitación vigorosa. Una vez agregada toda la grasa, continúe calentando (cuidando

que no pase de 75 ºC) hasta que al mezclar en un vidrio de reloj una pequeña muestra

y unas gotas de agua, ya no se observe ningún sobrenadante aceitoso.

• Comparar la cantidad de calculada por el índice de saponificación del álcali con la

usada en esta experiencia.

V. RESULTADOS


importantes. En esta sección no debe discutirse ni hacerse ningun comentario, solo se


VI. DISCUSION






VII. CONCLUSIONES



VIII. CUESTIONARIO


48



Education. Mexico.




Formula para calcular el Indice de Saponificación.

Índice de saponificación = VB – VM * N * 56,1

Peso de la muestra

VB = Volumen de HCi usado en el blanco

VM = Volumen de HCl usado en la titulación

N = Normalidad del HCl

¿Qué es el índice de saponificación?

Tabla de saponificación de las grasas para fabricar jabones

La saponificación es el proceso por el cual, un aceite o una grasa se transforma en jabón, a

partir de una reacción química con una solución alcalina, habitualmente, de hidróxido de sodio.

Pero ¿Qué es el índice de saponificación? ¿Cuál es el índice de saponificación de cada grasa o

aceite en particular? Encuentra la repuesta a estos interrogantes en la tabla de saponificación

de los aceites y grasas para fabricar jabones.

El índice se saponificación es la cantidad en miligramos de un álcali, específicamente de

hidróxido de potasio, que se necesita para saponificar un gramo de determinado aceite o grasa.

Sin embargo, habitualmente en la fabricación de jabones, el álcali que se utiliza es el hidróxido

de sodio. Por otra parte, este índice de saponificación varía para cada grasa o aceite en

particular. Para conocer estas cantidades habría que realizar complejos cálculos, que se

simplifican con las tablas de saponificación existentes.

49

Estas tablas de saponificación, registran cual es el índice de saponificación adecuado, es decir

la cantidad en miligramos de hidróxido de sodio, que necesitas para saponificar cada grasa o

aceite, con la que vayas a fabricar jabones.

La tabla que veras a continuación te muestra los índices de saponificación de algunos de los

aceites y grasas, empleados más frecuentemente, en la fabricación de jabones:

Tabla de índice de saponificación: mg. de hidróxido de sodio por gr. de grasa.

1. 0,134 Aceite de oliva

2. 0,190 Aceite de coco

3. 0,141 Aceite de palma

4. 0,134 Aceite de girasol

5. 0,128 Aceite de ricino

6. 0,136 Aceite de almendras

7. 0,133 Aceite de aguacate

8. 0,135 Aceite de soja

9. 0,136 Aceite de maíz

10. 0,133 Aceite de sésamo

11. 0,069 Aceite de joroba

12. 0,156 Aceite de palmaste

13. 0,132 Aceite de germen de trigo

14. 0,069 Cera de abeja

15. 0,137 Manteca de cacao

16. 0,128 Manteca de karitéhttp://www.innatia.com/s/c-quimica-jabon/a-indice-de-saponificacion.html

• ÍNDICE DE SAPONIFICACIÓN

Solución “A”

Aceite 2 ml

NaOH 0.5 N

En solución etanolica 25 ml

50

Condensador de reflujo por 60 min

http://www.innatia.com/s/c-quimica-jabon/a-indice-de-saponificacion.html

Solución “B”

NaOH 0.5 N

En solución etanolica 25 ml

• SAPONIFICACIÓN DE UNA GRASA

51

Titular con HCl 0.5 N

Fenolftaleína4 -5 gotas

Fenolftaleína4 -5 gotas

Titular con HCl 0.5 N

Calentar a 45 0C 30 ml de aceite

Disolver 5 gr de NaOH en 45 ml de etanol

Calentar entre60 - 70 0C

Adicionar pequeñas porciones de aceiteAgitando vigorosamente


BIOTECNOLOGIA

RECONOCIMIENTO DE PROTEINAS Y SEPARACION DE AMINOACIDOS POR

CROMATOGRAFIA

I. INTRODUCCION

La cromatografía engloba a un conjunto de técnicas de análisis basadas en la separación

de los componentes de una mezcla y su posterior detección. Las técnicas cromatográficas

son muy variadas, pero en todas ellas hay una fase móvil que consiste en un fluido (gas,

líquido o fluido supercrítico) que arrastra a la muestra a través de una fase estacionaria

que se trata de un sólido o un líquido fijado en un sólido.

Los componentes de la mezcla interaccionan de distinta forma con la fase estacionaria y

con la fase móvil. De este modo, los componentes atraviesan la fase estacionaria a

distintas velocidades y se van separando. Después de haber pasado los componentes por

la fase estacionaria y haberse separado pasan por un detector que genera una señal, que

puede depender de la concentración y del tipo de compuesto.

En la presente práctica observaremos como se realizan las técnicas de cromatografía y

espectrofotometría, resaltando la utilidad de estas.

II. OBJETIVOS

• Reconocer el manejo de la cromatografía en papel

• Analizar el Rf de los aminoácidos en la práctica



• Papel de filtro Whatman Nº1

52

• Probetas

• Pipetas de 1 mL

• Vasos de precipitación de 50 mL

• Cámara de Cromatografía

• Estufa

• Pinzas

• n-Butanol

• Acido acético glacial

• L-lisina (5mg/mL)

• L-leucina (5mg/mL)

• L-tirosina (5mg/mL)

• Ninhidrina al 1% (solución alcohólica)

• Agua destilada

Proporcionados por el alumno

• Guantes

• Cámara fotográfica

• Bandejas de plástico y Aspersor de agua

IV. PROCEDIMIENTOS

• Después de colocarse los guantes, cortar con tijeras, un rectángulo de papel filtro

Whatman Nº 1 de 10 x 14 cm.

• Sumergir en agua e inmediatamente pasar a ácido acético 1N por 10 minutos; escurrir y

sumergir en agua. Sacar el papel rápidamente y secarlo entre papeles secantes.

• Usando guantes, trazar a 1,5 cm del borde inferior de la tira de papel Whatman, una

línea con lápiz y sobre ella marcar 4 puntos a 2,4,6 y 8 cm, evitando poner los dedos

en la parte central del papel, y señalarlos con las letras M (mezcla de los tres

aminoácidos), Le (Leucina), L(lisina) y T(tirosina).

• Aplicar con una micropipeta o un tubo capilar, 3 µL de cada una de las respectivas

soluciones de aminoácidos descritos anteriormente, de forma que aparezcan una

mancha de unos 5 mm de diámetro.

• Secar a 50 ºC por 10 minutos.

PREPARACION DE LA CAMARA CROMATOGRAFICA

53

• La cámara cromatográfica es un recipiente de cierre hermético en cuyo interior se

encuentra el solvente. Este debe estar saturado con el solvente (Butanol: ácido acético

glacial: agua (12:3:5)) 30 minutos antes de empezar la corrida cromatográfica.

• Inducir el papel en la cámara cromatográfica de tal forma en el líquido no lo moje y cerrar

con la ayuda de la tapa para que la atmosfera se sature del vapor de la fase móvil,

dejar 10n minutos.

• Ahora introducir el papel en el solvente 1 cm y dejar transcurrir un tiempo no menor de

30 minutos para que se desarrolle el proceso.

• Al final del proceso retirar el papel y marcar el rastro del frente del solvente (frente de la

corrida), es decir, hasta donde subió el solvente.

• Secarlo en la estufa a 60 ºC por 15 minutos

• Rociar el papel con solución de ninhidrina. Secar el papel en la estufa a 60 ºC hasta la

aparición de manchas violáceas o azuladas. Esto constituye el revelado

CONFECCION DEL CROMATOGRAMA

Encerrar en círculos las manchas y determinar su Rf (relación entre la distancia recorrida

por la muestra Dl y la recorrida por el solvente D2) para cada aminoácido. Es aconsejable

que se haga una toma fotográfica.

Determinar los Rf de cada aminoácido

Rf = Distancia recorrida por la mancha (aminoácido)

Distancia recorrida por el disolvente

V. RESULTADOS




VI. DISCUSION




54



VII. CONCLUSIONES



VIII. CUESTIONARIO

Desarrolle los ejercicios que están en las paginas siguientes



Education. Mexico.




Valores de referencia

AA Rf AA Rf AA Rf AA Rf

Ala 0.30 Gln 0.17 Ile 0.67 Ser 0.22

Asn 0.12 Glu 0.28 Lys 0.12 Thr 0.26

Asp 0.23 Gly 0.23 Met 0.50 Tyr 0.45

Arg 0.15 His 0.11 Phe 0.60 Trp 0.50

Cys 0.08 Leu 0.70 Pro 0.34 Val 0.51

55

Esquemas

56

Cortar tiras de papel de filtro de 10 x 14 cm

Sumergir en agua

PREPARACION DE LA CAMARA CROMATOGRAFICA


DISEÑO DE UNA MAQUETA DE ADN

PRACTICA Nº I1 BIOQ. I BIOTECNOLOGIA

OBSERVACION DE BIOMOLECULAS EN 3D USANDO SOFTWARE BIOINFORMATICO


RECONOCIMIENTO MOLECULAR: IMPRESIÓN MOLECULAR

57

Secar las tiras de papel de filtro entre papeles secantes

Sumergir en solución de Ácido acético 1N por 10 minutos

Sumergir en agua

Seguir las indicaciones de la práctica

SOLVENTE

Butanol : 12 mlAcido acético : 3 mlAgua destilada: 5 ml

Seguir las indicaciones de la práctica


RECONOCIMIENTO DE MOLECULAS BIOMIMETICAS I IN SILICO


RECONOCIMIENTO DE MOLECULAS BIOMIMETICAS II IN SILICO


PROPIEDADES CATALITICAS DE LA CATALASA

58

manual bioquimica i

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