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I.E.S.T.P “Manuel Nuñez Butron” PRESENTADO POR: SUCAPUCA RIVERA; Kleiber Lendsey INFORME Nº 01 GIARDIA LAMBLIA I. INTRODUCCION Giardia duodenalis (Sín: G. lamblia; G. intestinalis) es el nombre del protozoo flagelado del phylum Sarcomastigophora, subphylum Mastigophora, agente causal de la giardiasis (Monis et al., 2009), una parasitosis de intestino delgado proximal, cosmopolita, que puede manifestarse como un síndrome diarreico agudo, crónico o intermitente. También existe el estado de portador asintomático. De acuerdo a la nueva sistémica en taxonomía, basada en datos bioquímicos, genéticos, y estructurales, Giardia pertenece al Phylum Metamonada, Subphylum Trichozoa. La giardiasis es la protozoosis entérica más frecuente en el mundo. Desde el año 2004 fue incluida como una "enfermedad descuidada" (neglected disease) en la iniciativa de la OMS. Especies: G. duodenalis - principalmente en mamíferos: El humano, otros primates, perros, gatos y un gran número de mamíferos silvestres; G. agilis - en anfibios; G. ardeae y G. psittaci - en aves; G. microti y G. muris - en roedores. Giardia varani, del reptil Varanus salvator, no ha sido confirmada genéticamente. Transmisión. La enfermedad se contrae principalmente a través de alimentos y agua contaminados con materia fecal de hospederos infectados. No debe ser excluido el potencial zoonótico derivado de la convivencia con ganado lechero y animales de compañía infectados. Otros mecanismos que deben considerarse son: Contacto directo, este agente también puede ser transmitido por contacto sexual, exposición oral-fecal, reportado sobre todo entre sujetos del sexo masculino, y a través de fómites. Los rotavirus, Cryptosporidium y Giardia han sido identificados como los principales agentes causales de episodios diarreicos en METODOS Y TECNICAS DE ESTUDIO PARASITOLOGICO IV SEMESTRE

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I.E.S.T.P “Manuel Nuñez Butron” PRESENTADO POR: SUCAPUCA RIVERA; Kleiber Lendsey

INFORME Nº 01

GIARDIA LAMBLIA

I. INTRODUCCION

Giardia duodenalis (Sín: G. lamblia; G. intestinalis) es el nombre del protozoo flagelado del phylum Sarcomastigophora, subphylum Mastigophora, agente causal de la giardiasis (Monis et al., 2009), una parasitosis de intestino delgado proximal, cosmopolita, que puede manifestarse como un síndrome diarreico agudo, crónico o intermitente. También existe el estado de portador asintomático.

De acuerdo a la nueva sistémica en taxonomía, basada en datos bioquímicos, genéticos, y estructurales, Giardia pertenece al Phylum Metamonada, Subphylum Trichozoa.

La giardiasis es la protozoosis entérica más frecuente en el mundo. Desde el año 2004 fue incluida como una "enfermedad descuidada" (neglected disease) en la iniciativa de la OMS.

Especies:

G. duodenalis - principalmente en mamíferos: El humano, otros primates, perros, gatos y un gran número de mamíferos silvestres;

G. agilis - en anfibios; G. ardeae y G. psittaci - en aves; G. microti y G. muris - en roedores. Giardia varani, del reptil Varanus salvator, no ha sido confirmada genéticamente.

Transmisión.

La enfermedad se contrae principalmente a través de alimentos y agua contaminados con materia fecal de hospederos infectados. No debe ser excluido el potencial zoonótico derivado de la convivencia con ganado lechero y animales de compañía infectados.

Otros mecanismos que deben considerarse son: Contacto directo, este agente también puede ser transmitido por contacto sexual, exposición oral-fecal, reportado sobre todo entre sujetos del sexo masculino, y a través de fómites.

Los rotavirus, Cryptosporidium y Giardia han sido identificados como los principales agentes causales de episodios diarreicos en guarderías y asilos. La ubicuidad de Giardia es patente en ambientes urbanos, periurbanos y rurales en los que predominan higiene deficiente y hacinamiento.

Es importante considerar que existen a la venta diversos productos desinfectantes para eliminar bacterias, sin embargo, sólo algunos destruyen quistes y ninguno logra destruir huevos de helmintos.

Morfología.

Giardia es un protozoo no invasivo, microaerofílico. Reside y se multiplica por división binaria en la superficie de las primeras porciones del intestino delgado, a un pH ligeramente alcalino que favorece su desarrollo.

Presenta dos formas: trofozoíto y quiste.

Los trofozoítos, formas vegetativas, miden 10 - 12 µm de longitud, son piriformes, con superficie dorsal convexa y ventral cóncava. Sus movimientos en espiral dan la impresión de "una hoja de árbol que cae". Las estructuras internas que pueden apreciarse son: dos núcleos con

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endosoma, cuerpos medianos en número variable*, disco adhesivo, ventral, con estructura cóncava, rígida, en espiral, de ~9 µm de diámetro, compuesto por microtúbulos y proteínas asociadas* ubicado en la mitad anterior ventral, con capacidad contráctil, y un paquete de axonemas con cuerpos basales en posición anterior con respecto a los núcleos, del cual derivan 4 pares de flagelos* (par anterior, dos pares laterales y par posterior) con el típico arreglo de microtúbulos 9+2. Carecen de mitocondrias y peroxisomas, y presentan mitosomas minúsculos <2 µm y nucleolo. El retículo endoplásmico rugoso y Golgi son aparentes durante la secreción de componentes requerida para el enquistamiento.

Los quistes, formas de resistencia, infectantes, ovales, miden entre 11-14 µm de longitud y contienen 4 núcleos y estructuras residuales de la forma vegetativa (axonemas, restos de disco adhesivo y cuerpos medianos). La resistente pared quística está formada por una capa filamentosa externa y una capa membranosa interna. Su grosor es de 0.3 - 05 µm. El principal carbohidrato del componente glicoprotéico externo es N-acetilgalactosamina.

Son eliminados con las heces fecales y transmitidos a otro hospedero, directamente, o a través de vehículos como agua y alimentos. Se estima que 10 - 100 quistes son suficientes como dosis infectiva. Después de la ingestión, la exposición al ácido gástrico induce la activación del quiste en reposo. En respuesta al pH alcalino, las proteasas del intestino y señalizaciones propias del parásito, emerge una célula que se divide 2 veces sin replicación del DNA, produciendo eventualmente cuatro trofozoitos.

CICLO BIOLOGICO

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II. OBJETIVOS Aprender a realizar la técnica de lugol parasitológico para la búsqueda e identificación

de parasitos intestinales (Giardia lamblia) Conocer la importancia del diagnóstico del laboratorio de las enfermedades parasitarias

de igual manera identificar las diferentes formas parasitarias mediante la observación microscópica

III. MATERIALES Y EQUIPOS

Laminas porta objetos

Laminillas cubre objetos

Aplicadores

Lugol parasitológico

Muestra parasitológica

Microscopio óptico

IV. PROCEDIMIENTO

1.- en un portaobjetos colocar una gota de lugol parasitológico.

2.- con la punta de un aplicador tomar una pequeña cantidad de muestra parasitológica de Giardia lamblia.

3.- mezclar procurando hacer una suspensión en preparación delgada y no un frotis.

4.- quitar de la suspensión fibras y otros fragmentos grandes.

5.- colocar la laminilla cubreobjetos procurando no dejar burbujas.

6.- examinar al microscopio en forma sistémica.

V. RESULTADOS

Se logró identificar el parasito de Giardia lamblia en estado trofozoito

VI. SUGERENCIAS

Para observar el movimiento del parasito se debe utilizar una muestra fresca diluida en suero fisiológico.

El suero fisiológico ayuda a mantener vivo al parasito lo cual permite apreciar sus movimientos.

VII. BIBLIOGRAFIA Escobedo AA, Ballesteros J, González-Fraile E, Almiral P. A meta-analysis of the

efficacy of albendazole compared with tinidazole as treatments for Giardia infections in children. Acta Tropica, Jan 2016;153:120–127 doi:10.1016/j.actatropica.2015.09.023

Reynoso-Robles R, Ponce-Macotela M, Rosas-López LE, Ramos-Morales A, Martínez–Gordillo MN, González-Maciel A. The invasive potential of Giardia intestinalis in an in vivo model. Scientific Reports 5, Article no. 15168 (2015) doi:10.1038/srep15168

http://www.facmed.unam.mx/deptos/microbiologia/parasitologia/giardiasis.html

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VIII. ANEXOS

Trofozoíto G. duodenalis. S.J. Upton, Kansas University

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INFORME Nº 02

BALANTIDIUM COLI

I. INTRODUCCION

Balantidium coli es un protozoo ciliado, de gran tamaño, que infecta al humano y a otros primates y habita en ciego y colon. Los cerdos se consideran el hospedero habitual, pero se ha descrito en otros mamíferos, peces, aves, anfibios.

Recientemente se ha propuesto que las especies Balantidium suis (de cerdos) y Balantidium struthionis (de avestruces) se consideren sinónimos de Balantidium coli. (Ponce et al., 2011).

La zoonosis producida por Balantidium coli muestra una prevalencia global baja, con reportes aislados. La mayor parte de los casos se identifica en zonas tropicales y subtropicales de países en desarrollo, sobre todo en áreas rurales, y habitualmente involucra a sujetos en contacto directo o indirecto con cerdos y/o sus excretas, así como la contaminación de fuentes de agua potable y alimentos con materia fecal de cerdos y humanos.

Morfología.

Los quistes de Balantidium coli miden entre 50 - 70 μm; los trofozoítos pueden alcanzar 30 - 200 μm por 40 - 70 μm. Presentan movilidad en espiral, por lo que el parásito, con su gran tamaño y cilios, es fácilmente identificable al microscopio.

Figura 1. Estructura de Balantidium coli.

El mecanismo de infección habitual es la ingesta de quistes en agua y/o alimentos contaminados. En estómago inicia la disolución de la pared del quiste, y este proceso termina en intestino delgado. Los trofozoítos liberados colonizan intestino grueso, desde ciego hasta recto. Los trofozoítos, la forma vegetativa, se dividen por fisión binaria transversal y también recurren a la conjugación para el intercambio de material genético.

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CICLO BIOLOGICO

II. OBJETIVO Aprender a realizar la técnica de lugol parasitológico para la búsqueda e identificación

de parasitos (Balantidium coli) Conocer la importancia del diagnóstico del laboratorio de las enfermedades parasitarias

de igual manera identificar las diferentes formas parasitarias mediante la observación microscópica

III. MATERIALES Y EQUIPOS Laminas porta objetos Laminillas cubre objetos Aplicadores Lugol parasitológico Muestra parasitológica Microscopio óptico

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IV. PROCEDIMIENTO

1.- en un portaobjetos colocar una gota de lugol parasitológico.

2.- con la punta de un aplicador tomar una pequeña cantidad de muestra parasitológica de Balantidium coli.

3.- mezclar procurando hacer una suspensión en preparación delgada y no un frotis.

4.- quitar de la suspensión fibras y otros fragmentos grandes.

5.- colocar la laminilla cubreobjetos procurando no dejar burbujas.

6.- examinar al microscopio en forma sistémica.

V. RESULTADOS

Se logro identificar el parasito de balantidium coli

VI. SUGERENCIAS

El suero fisiológico ayuda a mantener vivo al parasito lo cual permite apreciar sus movimientos.

VII. BIBLIOGRAFIA

Valda M Chijide. Balantidiasis. emedicine.com. Actualización 2013.

Pomajbíková K, Oborník M, Horák A, Petrželková KJ, Grim JN, et al. Novel Insights into the Genetic Diversity of Balantidium and Balantidium-like Cyst-forming Ciliates. PLoS Negl Trop Dis, 2013;7(3): e2140. doi:10.1371/journal.pntd.0002140

Bellanger AP, Scherer E, Cazorla A, Grenouillet F. Dysenteric syndrome due to Balantidium coli: a case report. New Microbiol. 2013 Apr;36(2):203-5.

http://www.facmed.unam.mx/deptos/microbiologia/parasitologia/images/balantidium_ciclo-b.jpg

VIII. ANEXOS

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INFORME Nº 03

TRICHOMONA HOMINIS

I. INTRODUCCION

Trichomonas vaginalis es un protozoo unicelular flagelado, actualmente incluido en el phylum Parabasalia, un grupo de organismos flagelados microaerofílicos. Se le ubica en el tracto urogenital del humano. Trichomonas tenax y Pentatrichomonas hominis se han asociado a patología bucal y respiratoria, e intestinal, respectivamente.

Se reconocen dos subtipos, I y II, el segundo predominante en México.

Las infecciones de transmisión sexual (ITS) constituyen un severo problema de salud pública a nivel mundial. Los agentes causales incluyen bacterias, virus, hongos y protozoos. Dan lugar a un gran número de complicaciones y secuelas; además, existe una importante correlación entre las ITS y la infección por el VIH.

Las vulvovaginitis infecciosas son una causa muy frecuente de consulta ginecológica y pueden agruparse en función de los agentes patógenos involucrados: Vaginosis bacteriana, un síndrome polimicrobiano asociado a disminución de lactobacilos y a altas concentraciones de organismos anaerobios, entre ellos Gardnerella vaginalis, Mobiluncus sp., Mycoplasma sp., Prevotella sp.; candidiasis vulvovaginal, ocasionada por Candida albicans y otras especies; tricomoniasis (sín. trichomonosis, trichomoniasis) vaginal, cuyo agente causal es Trichomonas vaginalis, el agente no viral de transmisión sexual más frecuente.

Las manifestaciones clínicas de estas infecciones pueden ser similares y carecen de signos o síntomas patognomónicos, por lo que es importante realizar el diagnóstico diferencial.

Factores de riesgo.

25 - 50% de las mujeres infectadas asintomáticas = portadores. 50 - 90% de los hombres infectados asintomáticos= portadores. Antecedentes de otras infecciones de transmisión sexual Contactos sexuales indiscriminados Contactos sexuales con sexo-servidoras Contactos sexuales entre sujetos homosexuales y bisexuales Juguetes sexuales El NO uso de protección

Transmisión.

Es una infección de transmisión es sexual. Aunque se ha indicado la posibilidad de transmisión no venérea, no existen casos bien documentados.

Morfología.

T. vaginalis se presenta como trofozoito, aerotolerante anaeróbico amitocondriado. Se desarrolla adecuadamente en las condiciones microaeróbicas de la vagina. Se reproduce por división binaria, y no se han identificado formas de resistencia (quistes u otras) aunque a nivel experimental se han detectado seudoquistes (Hirt. 2013; Afzan et al., 2012; Lewis. 2010; Benchimol. 2008).

Tiene forma oval (se describe como una pera). Presenta 4 flagelos anteriores libres derivados de un complejo cinetosomal; un quinto flagelo corre posteriormente, formando una membrana

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ondulante, asociado a una estructura denominada costa. En su interior se aprecian un gran núcleo (5 cromosomas), aparato parabasal, retículo endoplásmico, aparato de Golgi, axostilo central y costa (estructuras de sostén las 2 últimas). Se han observado vacuolas, partículas y, con menor frecuencia, bacterias, leucocitos y eritrocitos en citoplasma. Cuenta con hidrogenosomas, organelos sin DNA, involucrados en la producción de H2-

CICLO BIOLOGICO

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II. OBJETIVO Aprender a realizar la técnica de lugol parasitológico para la búsqueda e identificación

de parasitos (trichomona hominis) Conocer la importancia del diagnóstico del laboratorio de las enfermedades parasitarias

de igual manera identificar las diferentes formas parasitarias mediante la observación microscópica

III. MATERIALES Y EQUIPOS Laminas porta objetos Laminillas cubre objetos Aplicadores Lugol parasitológico Muestra parasitológica Microscopio óptico

IV. PROCEDIMIENTO

1.- en un portaobjetos colocar una gota de lugol parasitológico.

2.- con la punta de un aplicador tomar una pequeña cantidad de muestra parasitológica de Trichomona hominis

3.- mezclar procurando hacer una suspensión en preparación delgada y no un frotis.

4.- quitar de la suspensión fibras y otros fragmentos grandes.

5.- colocar la laminilla cubreobjetos procurando no dejar burbujas.

6.- examinar al microscopio en forma sistémica.

V. RESULTADOS

Se logro identificar el parasito de Trichomona hominis

VI. SUGERENCIAS

Para observar el movimiento del parasito se debe utilizar una muestra fresca diluida en suero fisiológico.

El suero fisiológico ayuda a mantener vivo al parasito lo cual permite apreciar sus movimientos.

VII. BIBLIOGRAFIA Hawksworth J, Levy M, Smale C, Cheung D, Whittle A, Longhurst D, Muir P, Gibson

W. Population structure and genetic diversity of the parasite Trichomonas vaginalis in Bristol, UK. Infect Genet Evol. 2015 Jun 5;34:36-43. doi: 10.1016/j.meegid.2015.06.006.

http://www.facmed.unam.mx/deptos/microbiologia/parasitologia/tricomoniasis.htmlVIII. ANEXOS

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INFORME Nº 04

ENTAMOEBA HYSTOLITICA

I. INTRODUCCION

La amibiasis se define como la infección producida por Entamoeba histolytica, parásito protozoo cosmopolita incluido tradicionalmente en el Phylum Sarcomastigophora. Según estimaciones de la década de los 90s, el 10% de la población mundial sufre la infección. Su prevalencia puede ser hasta del 50% en zonas de Centro y Sudamérica, Africa y Asia.Alrededor de 500 millones de infecciones se atribuyen a Entamoeba dispar. Se consideran 40 000 – 100 000 muertes/año/nivel mundial.

Se contemplan dentro del género Entamoeba las amibas intestinales Entamoeba histolytica, E. dispar, E. moshkovskii, E bangladeshi, E. polecki, E. coli, E. hartmanni. Otros géneros de amibas intestinales son Endolimax y Iodamoeba.

Desafortunadamente, las técnicas de laboratorio que se utilizan habitualmente en sujetos sintomáticos y portadores no realizan la identificación de especie.

Una proporción de personas infectadas desarrollan la enfermedad invasiva, a nivel intestinal (ej. colitis intestinal) o extraintestinal (ej. absceso hepático) atribuibles a E. histolytica.

Es de importancia contar con los nuevos procedimientos de diagnóstico, principalmente en países en desarrollo, los más afectados debido a condiciones deficientes de higiene, contaminación fecal y hacinamiento, para reevaluar la morbi-mortalidad de la amibiasis.

La amibiasis intestinal se encuentra dentro de las primeras causas de morbilidad (año 2014). En: 20 Principales causas de enfermedad por grupos de edad.

Los quistes, infectantes, son esféricos y miden 10 - 15 µm. Presentan, según su grado de madurez, 1 - 4 núcleos con las mismas características del trofozoíto, cuerpos cromatoidales de bordes curvos y una masa de glucógeno cuando son inmaduros. Quistes y trofozoítos son eliminados en las heces fecales. Los vehículos principales de transmisión son el agua y alimentos contaminados con quistes. Los trofozoítos pueden ser infectantes en la práctica de sexo anal, lesiones de continuidad en piel (a través de pañales contaminados, lesiones perigenitales). Deben considerarse también los fomites (monedas, billetes, juguetes, etcétera) y los artrópodos, vectores mecánicos.

En condiciones limitadas de oxígeno, las mitocondrias de ciertos eucariotes sufren reducciones importantes en contenido y función, lo que da lugar a la generación de los denominados organelos relacionados con mitocondrias (MROs - por las siglas en inglés), tales como los mitosomas, hidrogenosomas y organelos-similares-a-mitocondrias. Estos se encuentran en un gran número de eucariotes anaeróbico/microaerofílicos, que incluyen a varios organismos de

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importancia médica: Entamoeba histolytica, Giardia intestinalis, Trichomonas vaginalis, Cryptosporidium parvum, Blastocystis hominis, Encephalitozoon cuniculi, y diversos protistas de vida libre.

Morfología.

Los trofozoítos, forma invasiva (vegetativa), tienen un diámetro de 10 - 60 µm (rango más frecuente 12-15 µm), forma alargada, un núcleo con endosoma central y cromatina periférica fina, distribuída regularmente. Presentan movilidad direccional, progresiva, mediante la emisión de seudópodos digitiformes explosivos (lobópodos). En el extremo posterior del organismo se encuentra el uroide, que contiene el motor de actina/miosina, el cual impulsa a la amiba hacia adelante. No es frecuente, pero pueden observarse eritrocitos fagocitados en el endoplasma.

Emergen en el íleon terminal, tras el desenquistamiento, en la forma de trofozoítos con 4 núcleos, que darán lugar a 8 trofozoítos uninucleados. La multiplicación se lleva a cabo por división binaria.

CICLO BIOLOGICO

II. OBJETIVO Aprender a realizar la técnica de lugol parasitológico para la búsqueda e identificación

de parasitos intestinales (Entamoeba histolytica)

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Conocer la importancia del diagnóstico del laboratorio de las enfermedades parasitarias de igual manera identificar las diferentes formas parasitarias mediante la observación microscópica

III. MATERIALES Y EQUIPOS Laminas porta objetos Laminillas cubre objetos Aplicadores Lugol parasitológico Muestra parasitológica Microscopio óptico

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IV. PROCEDIMIENTO

1.- en un portaobjetos colocar una gota de lugol parasitológico.

2.- con la punta de un aplicador tomar una pequeña cantidad de muestra parasitológica de Entamoeba histolytica.

3.- mezclar procurando hacer una suspensión en preparación delgada y no un frotis.

4.- quitar de la suspensión fibras y otros fragmentos grandes.

5.- colocar la laminilla cubreobjetos procurando no dejar burbujas.

6.- examinar al microscopio en forma sistémica.

V. RESULTADOS

Se logró identificar el parasito de Entamoeba histolytica

VI. SUGERENCIAS

Para observar el movimiento del parasito se debe utilizar una muestra fresca diluida en suero fisiológico.

El suero fisiológico ayuda a mantener vivo al parasito lo cual permite apreciar sus movimientos.

VII. BIBLIOGRAFIA Ali IK. Intestinal Amebae. Clin Lab Med. 2015 Jun;35(2):393-422. doi:

10.1016/j.cll.2015.02.009. Hernández EG, Granados J, Partida-Rodríguez O, Valenzuela O, Rascón E, Magaña U,

Escamilla-Tilch M, López-Reyes A, Nieves-Ramírez M, González E, Morán P, Rojas L, Valadez A, Luna A, Estrada FJ, Maldonado C, Ximénez C. Prevalent HLA Class II Alleles in Mexico City Appear to Confer Resistance to the Development of Amebic Liver Abscess. PLoS One. 2015 May 4;10(5):e0126195. doi: 10.1371/journal.pone.0126195. eCollection 2015.

http://www.facmed.unam.mx/deptos/microbiologia/parasitologia/amibiasis.htmlVIII. ANEXOS

Quiste inmaduro con vacuola de glucógeno.  Imagen: CDC/Dr. M. Melvin

Trofozoíto. Núcleo y eritrocitos.  Imagen donada por: Biól. J. Tay Zavala, Facultad de Medicina, UNAM

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INFORME Nº O5

ENTAMOEBA COLI

I. INTRODUCCION

La Entamoeba coli es una ameba fácilmente encontrada en los intestinos de algunos animales, incluido el hombre. Se presenta tanto en sujetos sanos como en enfermos, frecuentemente en forma comensal.

Es una especie de parásitos mayormente no patógena del género Entamoeba que es de importancia clínica. Primero, porque a una persona sana no le causará daño o malestar, pero si las defensas naturales corporales están bajas o en casos de mala nutrición, sí causará daño. Segundo, es importante en medicina, porque a menudo es confundida durante la examinación microscópica de heces, con la especie patogénica Entamoeba histolytica.1 Aunque esta última diferenciación entre las dos especies es típicamente hecha por examinación visual de los quistes del parásito con el microscopio de luz, se han desarrollado nuevos métodos y técnicas para facilitar la distinción.2

La presencia de E. coli no debe ser, en sí, una causa para buscar tratamiento médico por ser inofensiva. Sin embargo, esta ameba propicia la proliferación de otras amebas en el interior del organismo que se encuentre, así como puede ser un indicio de que otros organismos patógenos hayan sido consumidos conjuntamente.3 En muchas ocasiones es confundido (por su abreviación E. coli) con Escherichia coli.

CICLO DE VIDA

Trofozoito: Se presenta como una masa ameboide, incolora, que mide de 20 a 30μm. Sus movimientos son típicamente lentos, con formación de pseudópodos anchos, cortos y con escasa progresión. En el interior de su endoplasma se pueden apreciar algunas vacuolas digestivas que generalmente contienen bacterias en su interior.

Prequiste: Al prepararse para el enquistamiento, el trofozoito expulsa de su citoplasma los alimentos no digeridos y su contorno se vuelve más esférico.b.

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Quiste Inmaduro: En este estado se empieza a secretar una membrana protectora resistente que recubre la célula de los medios externos desfavorables. Al mismo tiempo se empieza a crear una vacuola conteniendo glucógeno.

Quiste Maduro:El núcleo se divide 3 veces alcanzando el número de 8 núcleos, a diferencia de los quistes de E. histolytica, el cual no tiene más de 4 núcleos. En el citoplasma del quiste maduro se observan espículas o masas irregulares llamadas cromátides. Se observa nuevamente la vacuola con glucógeno.

Metaquiste: La capa es lisada y desgarrada, escapando la masa octanucleada. El citoplasma del metaquiste se divide en ocho partes, dando lugar al trofozoito metaquístico.

Trofozoito Metaquístico: Son el producto inmediato del metaquiste. Al empezar su alimentación se desarrollan y crecen formando el trofozoito, cerrando así el ciclo vital.

II. OBJETIVO

Aprender a realizar la técnica de lugol parasitológico para la búsqueda e identificación de parasitos intestinales (Entamoeba coli)

Conocer la importancia del diagnóstico del laboratorio de las enfermedades parasitarias de igual manera identificar las diferentes formas parasitarias mediante la observación microscópica

III. MATERIALES Y EQUIPOS

Laminas porta objetos

Laminillas cubre objetos

Aplicadores

Lugol parasitológico

Muestra parasitológica

Microscopio óptico

IV. PROCEDIMIENTO

1.- en un portaobjetos colocar una gota de lugol parasitológico.

2.- con la punta de un aplicador tomar una pequeña cantidad de muestra parasitológica de Entamoeba coli.

3.- mezclar procurando hacer una suspensión en preparación delgada y no un frotis.

4.- quitar de la suspensión fibras y otros fragmentos grandes.

5.- colocar la laminilla cubreobjetos procurando no dejar burbujas.

6.- examinar al microscopio en forma sistémica.

V. RESULTADOS

Se logro identificar el parasito de Entamoeba coli

VI. SUGERENCIAS

Para observar el movimiento del parasito se debe utilizar una muestra fresca diluida en suero fisiológico.

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El suero fisiológico ayuda a mantener vivo al parasito lo cual permite apreciar sus movimientos.

VII. BIBLIOGRAFIA

http://www.facmed.unam.mx/deptos/microbiologia/parasitologia

VIII. ANEXOS

METODOS Y TECNICAS DE ESTUDIO PARASITOLOGICO IV SEMESTRE

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INFORME Nº 06

ASCARIS LUMBRICOIDES

I. INTRODUCCION

Existen alrededor de 7,072,164,006 personas en el planeta (proyección realizada por The U.S. Census Bureau - 03/14/13) y alrededor de 1/6 de esta población se encuentra infectada por geohelmintos, nematodos intestinales cuyos huevos no embrionados son eliminados en el ambiente y requieren de aproximadamente 2 semanas en suelos adecuados para el desarrollo de las formas infectantes: Huevos embrionados o larvas filariformes (L3). Estos nematodos son: Ascaris lumbricoides, uncinarias (Necator americanus, Ancylostoma duodenale), Trichuris trichiura y Strongyloides stercoralis.

Actualmente, la Organización Mundial de la Salud reconoce 17 enfermedades tropicales menospreciadas (NTDs - por sus siglas en inglés), que incluyen a varias enfermedades gastrointestinales causadas por helmintos, entre las cuales se considera, de manera muy importante, a las geohelmintiasis, es decir, las helmintiasis transmitidas por el suelo: Ascariasis, trichuriasis, infecciones causadas por Necator americanus y Ancylostoma duodenale (uncinariasis), y la estrongyloidiasis.

Epidemiología.

Su prevalencia está estrechamente vinculada a diferenciales climáticos, fenómenos demográficos y al desarrollo socioeconómico de las zonas tropicales y subtropicales. No es de extrañar que estos helmintos sean parte de la vida cotidiana dichas zonas, aunque su presencia sea global. Debe considerarse que más del 75% de la población mundial se encuentra establecida en países en desarrollo y que alrededor del 50% de la misma está constituida por personas menores de 15 años de edad, rango en que se presenta la mayor morbi/mortalidad.

Se sabe que la mayoría de los dos billones de cristianos viven en países del llamado tercer mundo, con los mayores índices de pobreza y de enfermedades tropicales menospreciadas. Las instituciones y organizaciones cristianas pueden participar, tener un papel importante en la expansión del tratamiento para estas enfermedades.

La ascariasis, causada por el nematodo Ascaris lumbricoides, es la helmintiasis intestinal más frecuente en el mundo, sobre todo en Africa, Latinoamérica y zonas de Asia, con una estimación de 807 millones de sujetos infectados (WHO, 2006; Hotez et al. 2008). Predomina en condiciones que favorecen su desarrollo, tales como sanidad deficiente y climas cálidos o templados. La morbi-mortalidad de las formas severas de la enfermedad se debe, sobre todo, a la obstrucción intestinal y a la migración de los nematodos a conductos biliar y pancreático. Las infecciones crónicas contribuyen a la desnutrición de los escolares y retardo en el crecimiento, en especial en áreas endémicas, con altas frecuencias de poliparasitismo, como se ha evidenciado en algunas comunidades de México. Un ejemplo es el trabajo recientemente publicado sobre la prevalencia de parasitosis intestinales en municipios de Chiapas; Ascaris lumbricoides fue el parásito entérico más frecuente, y se constató el marcado retraso en el crecimiento de los niños y diversos grados de desnutrición.

Morfología.

Los ascáridos adultos tienen anfidios, son grandes, "musculosos" y presentan tres labios.

La hembra adulta, alargada, cilíndrica, de color cremoso, mide en promedio 30 cm de longitud y 5 mm de diámetro, con aparato reproductor que se abre en la vulva, ventral, con ano independiente;

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El macho mide unos 15 - 20 cm, y presenta un extremo posterior enroscado, en el que se encuentran el reproductor con cloaca (unión del vaso deferente y recto) y espículas utilizadas en la cópula.

Los huevos eliminados por la hembra, unos 200 000/día, no embrionados, pueden ser fértiles o infértiles.

Huevos fértiles - son ovalados o redondeados, con protuberancias que les dan la apariencia de "corcholatas"; miden alrededor de 45 x 65 µm y presentan coloración parda de origen biliar. Una pequeña proporción llega a carecer de las protuberancias.

Huevos no fecundados - son de mayor tamaño, alargados y tienen protuberancias irregulares o ausentes.

Transmisión.

Ingesta de huevos embrionados con L2:

En agua o alimentos contaminados. Geofagia Fomites. Se ha reportado inhalación.

CICLO BIOLOGICO

El hábitat de los gusanos adultos es la luz del intestino delgado. Los huevos son eliminados con las heces fecales. En los huevos fértiles se desarrollan los estadios larvarios 1 y 2 (L1 y L2), la forma infectiva, en un período de tiempo que oscila entre 14 días y varias semanas, de acuerdo a las condiciones del ambiente, idealmente suelos arcillosos, sombreados, con humedad alta y

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temperaturas templadas o cálidas; en estos espacios los huevos embrionados pueden sobrevivir durante meses o años.

Una vez que los huevos son ingeridos, las larvas eclosionan en yeyuno; penetran la pared intestinal, migran por vénulas hepáticas, corazón derecho, circulación pulmonar, atraviesan a los espacios alveolares (generalmente, 1 - 2 semanas después de la ingestión), donde mudan en 2 ocasiones, ascienden hasta laringe y faringe, son deglutidos y se desarrollan como adultos en intestino delgado, después de una larga trayectoria, que inicia en intestino y termina en el mismo sitio. Se requiere de unos 2 - 3 meses desde la ingestión hasta la producción de huevos.

La infección producida únicamente por hembras dará lugar a huevos infértiles. La infección causada por machos redundará en la ausencia de huevos. En condiciones ambientales favorables, los huevos pueden permanecer viables meses -

años. El gusano adulto tiene una vida media de 1 - 2 años.

II. OBJETIVO

Aprender a realizar la técnica de lugol parasitológico para la búsqueda e identificación de parasitos intestinales (Ascaris lumbricoides)

Conocer la importancia del diagnóstico del laboratorio de las enfermedades parasitarias de igual manera identificar las diferentes formas parasitarias mediante la observación microscópica

III. MATERIALES Y EQUIPOS

Laminas porta objetos

Laminillas cubre objetos

Aplicadores

Lugol parasitológico

Muestra parasitológica

Microscopio óptico

IV. PROCEDIMIENTO

1.- en un portaobjetos colocar una gota de lugol parasitológico.

2.- con la punta de un aplicador tomar una pequeña cantidad de muestra parasitológica de Ascaris lumbricoides.

3.- mezclar procurando hacer una suspensión en preparación delgada y no un frotis.

4.- quitar de la suspensión fibras y otros fragmentos grandes.

5.- colocar la laminilla cubreobjetos procurando no dejar burbujas.

6.- examinar al microscopio en forma sistémica.

V. RESULTADOS

Se logro identificar el parasito de Ascaris lumbricoides

VI. SUGERENCIAS

Para observar el movimiento del parasito se debe utilizar una muestra fresca diluida en suero fisiológico.

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El suero fisiológico ayuda a mantener vivo al parasito lo cual permite apreciar sus movimientos.

VII. BIBLIOGRAFIA Taylor-Robinson DC, Maayan N, Soares-Weiser K, Donegan S, Garner P. Deworming

drugs for soil-transmitted intestinal worms in children: effects on nutritional indicators, haemoglobin, and school performance. Cochrane Database Syst Rev. 2015 Jul 23;7:CD000371. doi: 10.1002/14651858.CD000371.pub6.

Hotez PJ. Global Christianity and the Control of Its Neglected Tropical Diseases. PLoS Negl Trop Dis. 2014;8(11): e3135. doi:10.1371/journal.pntd.0003135

http://www.facmed.unam.mx/deptos/microbiologia/parasitologia/ascariosis.htmlVIII. ANEXOS

A. lumbricoides. Huevo embrionado. Se aprecia la larva en el interior.

A. lumbricoides. Huevo no embrionado.A. lumbricoides. Huevo no fértil.

Imágenes cortesía de: Dr. Benjamín Nogueda T, Depto. de Parasitología, ENCB-IPN.

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INFORME Nº 07

HYMINOLEPSIS NANA

I. INTRODUCCION

La hymenolepiosis constituye la infección por cestodos más frecuente a nivel mundial, particularmente en las áreas geográficas cálidas, templadas y secas de países en vías de desarrollo, y se identifica principalmente en niños. Hymenolepis spp., cestodo del orden de los ciclofilídeos, fue descubierto por Bilharz en 1851 y descrito inicialmente como Taenia nana por Von Siebold (1852). En 1906, Stiles identificó un parásito similar en roedores, y lo denominó Hymenolepis nana var. fraterna.

La familia Hymenolepididae está constituido por un grupo diverso de cestodos, unas 230 especies en mamíferos y alrededor de 620 en aves, pero 3 de ellas han sido objeto de mayor atención: H. nana, H. diminuta e H. microstoma. Se consideran agentes etiológicos de importancia médica H. nana e H. diminuta, aunque existen discrepancias debido a la existencia de especies crípticas que no se reportan.

La mayor proporción de casos corresponde a infecciones debidas a H. nana, el único cestodo del humano cuyo ciclo biológico no requiere de hospederos intermediarios, cuyo mecanismo de transmisión habitual es el oral-fecal (e ingesta de huevos); la infección adquirida a través de la ingestión de artrópodos es fortuita. Hymenolepis diminuta es un parásito de roedores, e infecta de manera incidental al humano, mediante la ingesta de artrópodos hospederos intermediarios infectados con la forma larvaria (cisticercoides).

Epidemiología.

Las parasitosis gastrointestinales, endémicas de los países en desarrollo, son un buen indicador de las condiciones sanitarias y ecológicas de los hospedadores. A pesar de que Hymenolepis nana e Hymenolepis diminuta son parásitos cosmopolitas, las infecciones se concentran en zonas de climas cálido o templado, y seco, en particular en zonas rurales y marginadas, con condiciones sanitarias deficientes (ambientales, de infraestructura y educación).

La himenolepiosis, con frecuencia asociada a otras parasitosis (poliparasitismo), se presenta principalmente en niños de edad preescolar y escolar y disminuye hasta hacerse infrecuente a los 15 años. La infección en adultos es un hallazgo poco usual. (Quihui et al. 2006). Se ha mencionado que la infección suele identificarse en instituciones con medidas sanitarias deficientes, tales como guarderías.

La prevalencia global de hymenolepiasis ocasionada por H. nana oscila entre 0.1% - 58%. Las diferencias entre los resultados de los diferentes reportes se atribuyen a variaciones en las condiciones climáticas, disparidad de factores socioeconómicos entre países desarrollados y aquéllos en desarrollo, así como a la posible falta de resultados epidemiológicos adecuados en ciertas localidades desprotegidas, lo que se traduce como la invisibilidad de ciertas parasitosis y otros problemas de salud.

El conocimiento que se tiene de la hymenolepiasis en México, casi exclusivamente de la causada por H. nana, deriva en gran medida de encuestas coproparasitoscópicas realizadas en municipios prioritarios (localidades centinela), para evaluar el impacto de los programas de tratamiento antiparasitario masivos y de algunos estudios regionales para determinar prevalencias de parasitosis intestinales en zonas marginadas; los trabajos sobre Hymenolepis spp., son escasos. Las frecuencias de infección en preescolares y escolares son dispares en los diferentes reportes. Estos estudios ponen en evidencia las deficiencias en las condiciones sanitarias y de educación como factores de riesgo en la adquisición de hymenolepiasis y la

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coexistencia frecuente con otros patógenos y comensales cuyo mecanismo principial de transmisión es el oral-fecal, entre ellos Giardia duodenalis, Entamoeba histolytica/E. dispar, Entamoeba coli, Endolimax nana y Ascaris lumbricoides. Cabe la posibilidad de coinfección aislada con ambas especies de Hymenolepis.

La infección por Hymenolepis diminuta, adquirida por la ingesta de artrópodos hospederos intermediarios infectados, habitualmente en granos, cereales y otros alimentos es muy poco común. Se han reportado unos cientos de casos a nivel mundial, la mayoría de ellos en niños con condiciones de vida precarias. Es frecuente el hallazgo de ratas y roedores en el peridomicilio; algunos estudios regionales han arrojado prevalencias entre 0.001% y 5.5%. (Patamia et al. 2010).

Morfología.

Hymenolepis nana, llamada la tenia enana, mide entre 2 - 4 cm y está constituida por tres regiones: un escólex anterior, un cuello largo y delgado y un estróbilo. El escólex cuenta con 4 ventosas y un rostelo retráctil armado de una hilera de 20 - 30 ganchos. El número de proglótidos varía entre 150 y 200. Los segmentos grávidos, localizados al final del estróbilo, presentan un gran útero repleto de huevos; estos proglótidos habitualmente se desprenden y desintegran en la luz del intestino delgado, de manera que los huevos se eliminan con la materia fecal y también pueden ser causa de autoinfección interna.

Los huevos miden 35 - 45 µm, son ovales, y cuentan una membrana externa y un embrióforo delgado en contacto con la oncosfera (embrión hexacanto); esta membrana interna presenta dos engrosamientos polares, de los que se desprenden 4 - 8 filamentos polares. El embrión hexacanto tiene 6 ganchos. El huevo es infectiva al momento de su liberación.

CICLO BIOLOGICO

H. nana es un parásito monoxeno, es decir, solo requiere de un hospedero. Su hábitat abarca desde duodeno hasta el segmento ileal del intestino delgado y puede llevar a cabo un ciclo de vida directo o indirecto. En el ciclo de vida directo, el más frecuente, el humano adquiere la infección al ingerir huevos del cestodo en alimentos o bebidas contaminadas con materia fecal. Las oncosferas se liberan de los huevos y penetran la lámina propia de las vellosidades intestinales, donde se desarrollan las larvas cisticercoides, las cuales regresan a la luz intestinal transcurridos unos 5 – 6 días y se fijan a la mucosa mediante el escólex. El cestodo alcanza la fase de adulto en 3 semanas, con una vida promedio de 4 - 6 semanas. Los proglótidos grávidos se desintegran en intestino y liberan huevos infectantes, lo que puede dar lugar a lo que se denomina autoinfección interna, con desarrollo de cisticercoides y nuevos parásitos adultos, y a infecciones que persisten durante años en sujetos susceptibles.

Los huevos eliminados en materia fecal sobreviven hasta 10 días en el medio ambiente.

Ocasionalmente, el humano adquiere la infección de manera indirecta (ciclo indirecto) a través de la ingesta de artrópodos – pulgas (Xenopsylla cheopis, Ctenocephalides canis, Pulex irritans), escarabajos, también llamados “gorgojos” (Tenebrio sp., y Tribollium sp., sobre todo) que adquieren la infección y desarrollan cisticercoides en el hemocele al deambular en materia fecal contaminada con huevos del parásito; los artrópodos pueden encontrarse en granos, cereales, harinas, especies, chocolates, frutas secas, comidas de mascotas - semillas para pájaros, comida para peces, perros y gatos, que se convierten en fuente de infección para el humano. Los roedores también pueden infectarse de esta manera.

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Los roedores, hospederos definitivos de Hymenolepis diminuta y los humanos (hospederos accidentales), se infectan al ingerir los artrópodos (hospederos intermediarios) con cisticercoides

II. OBJETIVO

Aprender a realizar la técnica de lugol parasitológico para la búsqueda e identificación de parasitos intestinales (Hymenolepis nana)

Conocer la importancia del diagnóstico del laboratorio de las enfermedades parasitarias de igual manera identificar las diferentes formas parasitarias mediante la observación microscópica

III. MATERIALES Y EQUIPOS

Laminas porta objetos

Laminillas cubre objetos

Aplicadores

Lugol parasitológico

Muestra parasitológica

Microscopio óptico

IV. PROCEDIMIENTO

1.- en un portaobjetos colocar una gota de lugol parasitológico.

2.- con la punta de un aplicador tomar una pequeña cantidad de muestra parasitológica de Hymenolepis nana.

3.- mezclar procurando hacer una suspensión en preparación delgada y no un frotis.

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4.- quitar de la suspensión fibras y otros fragmentos grandes.

5.- colocar la laminilla cubreobjetos procurando no dejar burbujas.

6.- examinar al microscopio en forma sistémica.

V. RESULTADOS

Se logro identificar el parasito de Hymenolepis nana

VI. SUGERENCIAS

Para observar el movimiento del parasito se debe utilizar una muestra fresca diluida en suero fisiológico.

El suero fisiológico ayuda a mantener vivo al parasito lo cual permite apreciar sus movimientos.

VII. BIBLIOGRAFIA Muehlenbachs A, Bhatnagar J, Agudelo CA, Hidron A, Eberhard ML, Mathison BA,

Frace MA, Ito A, Metcalfe MG, Rollin DC, Visvesvara GS, Pham CD, Jones TL, Greer PW, Vélez Hoyos A, Olson PD, Diazgranados LR, Zaki SR. Malignant Transformation of Hymenolepis nana in a Human Host. N Engl J Med. 2015 Nov 5;373(19):1845-52. doi: 10.1056/NEJMoa1505892.

Nkouawa A, Haukisalmi V, Lic T, Nakao M, Lavikainen A, Chen X, Henttonen H, Ito A. Cryptic diversity in hymenolepidid tapeworms infecting humans. Parasitology International. Available online 29 October 2015.

http://www.facmed.unam.mx/deptos/microbiologia/parasitologiaVIII. ANEXOS

H. nana. Escólex armado, con rostelo muy evidente. Imagen cortesía de: Dr. Benjamín Nogueda T, Depto. de Parasitología, ENCB-IPN.

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INFORME Nº 08

STRONGYLOIDES

I. INTRODUCCION

Strongyloides stercoralis es un geohelminto que se localiza en el intestino delgado en el humano, el huésped principal. Existen alrededor de 50 especies de Strongyloides, las cuales infectan un amplio rango de huéspedes. Además, perros, gatos y otros mamíferos pueden actuar como reservorios de S. stercoralis.

La infección puede cursar asintomática, pero existe una gran morbi-mortalidad en personas inmunocomprometidas, en sujetos desnutridos y pacientes con otras enfermedades que pueden desarrollar hiperinfecciones; el parásito tiene el potencial de producir autoinfección interna y multiplicarse en los seres humanos.

La strongyloidosis es una parasitosis subdiagnosticada, incluida, a nivel mundial, en la lista de enfermedades tropicales menospreciadas (neglected tropical diseases o NTDs); se estima que existen 30 - 100 de millones de personas infectadas a nivel en el mundo y un número no determinado en riesgo de infección, aunque estas cifras se manejan desde hace más de una década. En algunas publicaciones se menciona que la cifra podría alcanzar 100 millones de afectados.

Este nematodo es endémico en regiones geográficas tropicales, subtropicales y hasta templadas donde se dan las condiciones adecuadas para su desarrollo (temperatura, humedad, materia orgánica y condiciones sanitarias deficientes), y se carece de información sobre su prevalencia. También debe contemplarse su potencial zoonótico, poco evaluado.

CICLO BIOLOGICO

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Morfología.

Este parásito facultativo tiene cuerpo filiforme, esófago recto y extremo posterior aguzado. La hembra parásita mide 2 mm de longitud. Las larvas filariformes, formas infectivas, miden alrededor de 600 µm de longitud, tienen esófago recto y extremo posterior ligeramente bifurcado, en tanto que las larvas rabditoides, formas diagnósticas, tienen menor tamaño y bulbo esofágico prominente.

Los huevos inmersos en la submucosa del intestino delgado son ovalados y miden alrededor de 50 µm de longitud.

Las hembras y machos de vida libre presentan bulbo esofágico evidente; la primera mide 1 mm de longitud.

Las larvas rabditoides (eliminadas en heces fecales) sufren 2 mudas y se transforman en larvas filariformes (L3), infectivas (ciclo directo), que penetran la piel intacta o mucosas, dando lugar, en la mayoría de los casos, después de migración por tejidos y su instalación en duodeno y yeyuno proximal, a una enfermedad benigna, crónica. Las hembras se introducen en la submucosa y producen cantidades irregulares y escasas de huevos (por partenogénesis mitótica), los cuales eclosionan rápidamente y liberan larvas rabditoides que son eliminadas con las heces fecales; si estas larvas caen en suelos húmedos y sombreados (fecalismo al ras del suelo) maduran como formas adultas dimórficas (hembras y machos) de vida libre, con potencial de desarrollo en larvas filariformes infectantes (ciclo indirecto).

Algunas larvas rabditoides se transforman en la forma invasiva (larva filariforme) en intestino grueso, penetran por la mucosa - autoinfección interna - y repiten el ciclo en el mismo hospedero. En ocasiones se presenta autoinfección externa, asociada a la penetración de larvas filariformes a través de la región perianal, con migración subcutánea de estas formas - larva currens - y posterior migración pulmonar, que finaliza con el ingreso de las formas juveniles a tracto digestivo.

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La autoinfección es una característica de S. stercoralis, la cual permite que la enfermedad persista durante años, con niveles bajos de larvas, en sujetos que viven en zonas endémicas.

II. OBJETIVO

Aprender a realizar la técnica de lugol parasitológico para la búsqueda e identificación de parasitos intestinales (Strongyloides)

Conocer la importancia del diagnóstico del laboratorio de las enfermedades parasitarias de igual manera identificar las diferentes formas parasitarias mediante la observación microscópica

III. MATERIALES Y EQUIPOS

Laminas porta objetos

Laminillas cubre objetos

Aplicadores

Lugol parasitológico

Muestra parasitológica

Microscopio óptico

IV. PROCEDIMIENTO

1.- en un portaobjetos colocar una gota de lugol parasitológico.

2.- con la punta de un aplicador tomar una pequeña cantidad de muestra parasitológica de Strongyloides.

3.- mezclar procurando hacer una suspensión en preparación delgada y no un frotis.

4.- quitar de la suspensión fibras y otros fragmentos grandes.

5.- colocar la laminilla cubreobjetos procurando no dejar burbujas.

6.- examinar al microscopio en forma sistémica.

V. RESULTADOS

Se logro identificar el parasito de Strongyloides.

VI. SUGERENCIAS

Para observar el movimiento del parasito se debe utilizar una muestra fresca diluida en suero fisiológico.

El suero fisiológico ayuda a mantener vivo al parasito lo cual permite apreciar sus movimientos.

VII. BIBLIOGRAFIA Toledo R, Muñoz-Antoli C, Esteban JG. Strongyloidiasis with emphasis on human

infections and its different clinical forms. Adv Parasitol. 2015 Apr;88:165-241. doi: 10.1016/bs.apar.2015.02.005.

Puthiyakunnon S, Boddu S, Li Y, Zhou X, Wang C, Li J, et al. Strongyloidiasis—An Insight into Its Global Prevalence and Management. PLoS Negl Trop Dis, 2014;8(8): e3018. doi:10.1371/journal.pntd.0003018

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Geri G, Rabbat A, Mayaux J, Zafrani L, Chalumeau-Lemoine L, Guidet B, Azoulay E, Pène F. Strongyloides stercoralis hyperinfection syndrome: a case series and a review of the literature. Infection. 2015 May 26.

http://www.facmed.unam.mx/deptos/microbiologia/parasitologia/strongyloidosis.htmlVIII. ANEXOS

Sstrongyloides stercoralis. Larva filariforme, la forma infectiva. 

M. en C. Rosa María Sánchez M, Depto. de Parasitología, ENCB-IPN.

INFORME Nº 09

NECATOR AMERICANUS

I. INTRODUCCION

Necator americanus y Ancylostoma duodenale, conocidos como uncinarias, son nematodos comunes en países en desarrollo de zonas tropicales y subtropicales, con un estimado de alrededor de 700 millones de personas infectadas (Periago et al., 2012), unos 50 millones en la región de Latinoamérica y el Caribe (LAC) y una población en riesgo de 514 millones en esta zona.

La infección, causada principalmente por Necator americanus, se considera una enfermedad tropical "menospreciada" o "descuidada" (NTDs - Neglected Tropical Diseases) de importancia en salud pública, que se presenta en cualquier grupo de edad, con mayor repercusión en la salud en niños y durante el embarazo. Las condiciones ideales para el desarrollo parasitario se encuentran en áreas rurales, de cultivo de café, cocoa, caña de azúcar, cocoteros, en las que coexisten deficiencias importantes de tipo nutricional, socioeconómico y sanitario.

La uncinariasis en edad pediátrica se asocia a retardo en el crecimiento y disminución de peso; la deficiencia en las funciones cognitivas y alteraciones conductuales se han relacionado con anemia ferropriva, altas cargas parasitarias y desnutrición.

Morfología.

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Necator americanus y Ancylostoma duodenale son gusanos cilíndricos, blanquecinos y miden entre 0.8 - 1.5 cm. Las hembras son un poco más grandes que los machos y tienen la abertura vulvar hacia la mitad posterior del cuerpo; los machos poseen en su extremo posterior un ensanchamiento que corresponde a la bursa copulatriz (cuyas características son de utilidad en estudios taxonómicos). Ambos géneros exhiben grandes cápsulas bucales y glándulas anteriores que secretan varios productos, entre ellos proteasas.

N. americanus presenta 2 pares de placas cortantes (anterior y dorsal). La cápsula bucal de A. duodenale está armada con 2 pares de dientes.

Los huevos de las 2 especies son indistinguibles entre sí; tienen forma oval, una membrana, miden 60 x 45 µm. Son observan en diferentes fases de blastogénesis.

Las larvas filariformes, forma infectiva, exhiben una gran movilidad, miden alrededor de 500 µm de longitud. No se aprecia en ellas la cápsula bucal. El esófago es recto y presenta una pequeña protuberancia en su unión con el intestino. En ocasiones conservan la cutícula del estadio anterior.

CICLO BIOLOGICO

Los huevos eliminados con las heces fecales embrionan en suelos húmedos, sombreados y eclosionan las larvas 1 (L1) rabditoides, que sufren cierto grado de desarrollo, mudan cutícula, se convierten en L2 rabditoides, y finalmente, en larvas filariformes (L3) infectantes. Estas permanecen a unos milímetros de la superficie y/o sobre vegetación a ras del suelo (en condiciones óptimas de humedad), reptando unas sobre otras con movimientos ondulatorios para optimizar la posibilidad de contacto con la piel del hospedero y la penetración posterior; en el caso de infección por A. duodenale también atraviesan mucosas. Este último parasito tiene el potencial de mantener formas larvarias en reposo durante meses en tejidos del cuerpo humano y otros hospederos paraténicos (conejos, cerdos, reses).

Las larvas L3 migran a través de tejidos y por vía sanguínea o linfática llegan a pulmones, donde irrumpen en los sacos alveolares, migran por el árbol respiratorio hasta glotis, son deglutidas y las larvas L4, que ya presentan una gran cápsula bucal y un esófago prominente, musculoso se adhieren a la mucosa de intestino delgado y maduran hasta la forma adulta.

En intestino delgado, principalmente duodeno, los parásitos maceran la mucosa de las vellosidades y rompen los capilares, alimentandose principalmente de sangre y fragmentos de tejido.

Se han identificado diferentes proteasas aspárticas, cisteinproteasa y una aminopeptidasa, utilizadas en la digestión de hemoglobina, fibrinógeno y péptidos.

Factores de riesgo.

Áreas rurales en zonas tropicales y subtropicales Cultivos de cacao, café, plátano, otros Microclimas en minas Factores socioeconómicos Higiene deficiente Fecalismo indiscriminado (a ras del suelo) Carencia de calzado cerrado o deambulación con pies descalzos Principales sitios de penetración: manos y pies

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II. OBJETIVO

Aprender a realizar la técnica de lugol parasitológico para la búsqueda e identificación de parasitos intestinales (Necator americanus)

Conocer la importancia del diagnóstico del laboratorio de las enfermedades parasitarias de igual manera identificar las diferentes formas parasitarias mediante la observación microscópica

III. MATERIALES Y EQUIPOS

Laminas porta objetos

Laminillas cubre objetos

Aplicadores

Lugol parasitológico

Muestra parasitológica

Microscopio óptico

IV. PROCEDIMIENTO

1.- en un portaobjetos colocar una gota de lugol parasitológico.

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2.- con la punta de un aplicador tomar una pequeña cantidad de muestra parasitológica de Necator americanus

3.- mezclar procurando hacer una suspensión en preparación delgada y no un frotis.

4.- quitar de la suspensión fibras y otros fragmentos grandes.

5.- colocar la laminilla cubreobjetos procurando no dejar burbujas.

6.- examinar al microscopio en forma sistémica.

V. RESULTADOS

Se logró identificar el parasito Necator americanus.

VI. SUGERENCIAS

Para observar el movimiento del parasito se debe utilizar una muestra fresca diluida en suero fisiológico.

El suero fisiológico ayuda a mantener vivo al parasito lo cual permite apreciar sus movimientos.

VII. BIBLIOGRAFIA Tomczyk S, Deribe K, Brooker SJ, Clark H, Rafique K, et al. Association between

Footwear Use and Neglected Tropical Diseases: A Systematic Review and Meta-Analysis. PLoS Negl Trop Dis. 2014;8(11): e3285. doi:10.1371/journal.pntd.0003285

Gaze S, Bethony JM, Periago MV. Immunology of experimental and natural human hookworm infection. Parasite Immunology, September 2014;36: 358–366.

Barda BD, Rinaldi L, Ianniello D, Zepherine H, Salvo F, et al. Mini-FLOTAC, an Innovative Direct Diagnostic Technique for Intestinal Parasitic Infections: Experience from the Field. PLoS Negl Trop Dis, 2013;7(8): e2344. doi:10.1371/journal.pntd.0002344

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METODOS Y TECNICAS DE ESTUDIO PARASITOLOGICO IV SEMESTRE

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VIII. ANEXOS

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INFORME Nº 10

BLASTOCYSTIS HOMINIS

I. INTRODUCCION

Blastocystis spp., del reino Chromista, clase Blastocystea, subphylum Opalinata, es el eucarionte unicelular intestinal que se reporta con mayor frecuencia en estudios de heces fecales. Es un endosimbionte anaeróbico, polimorfo, de colon y ciego, de distribución cosmopolita y cuya prevalencia oscila entre el 30% y 60% en varios países en desarrollo.

Además de ser un habitante común del tracto intestinal humano, se le encuentra colonizando el tracto intestinal de otros primates, una gran diversidad de mamíferos, aves, anfibios, reptiles, peces, anélidos y artrópodos, destacando su amplia distribución mundial y su potencial zoonótico. (Parija & Jeremiah. 2013; Scanlan. 2012).

El parásito exhibe una gran diversidad génetica. La especificidad de hospedero parece tener alguna relación con el subtipo. Hasta ahora, se han identificado 17 subtipos, de los cuales ST1 a ST8 colonizan/infectan a humanos y otros hospederos, ST9 solo coloniza a humanos, y ST10 - ST17 se han identificado únicamente en otros hospederos. (Parija & Jeremiah. 2013; Stensvold et al., 2011).

El ser humano se infecta con mayor frecuencia de el subtipo ST3, pero también se identifican con regularidad infecciones con los subtipos ST1, ST2 y ST4; los restantes causan infección esporádica.

La asociación entre los subtipos de B. hominis y manifestaciones clínicas aún es causa de controversia, aunque existe alguna evidencia que sugiere que es patógeno.

Morfología.

Existe una gran cantidad de descripciones sobre Blastocystis spp. Los tamaños y formas varían enormemente en los diferentes hospederos, de acuerdo a los subtipos, el desarrollo en cultivos, edad de los especímenes, exposición a oxígeno, entre otros factores. En resumen, están bien caracterizadas las formas siguientes, considerando un tamaño promedio:

i. Vacuolar – 5 to15 μm - hallazgo más frecuente en heces con (b)ii. Granular - 15 μm to 25 μm

iii. cAmeboide - 10 μm (no móvil)iv. Quiste - 3 to μm - Infectante.

Recientes estudios morfológicos sugieren la importancia de otras formas, la avacuolar y multivacuolar, de tamaño más estable (5 - 8 μm) y que podrían ser predominantes en heces fecales, aunque pueden pasar inadvertidas en los exámenes microscópicos habituales debido a su tamaño y a que no son reconocidas como formas de este parásito. Por el momento, puede decirse que, en general, las formas vacuolar y granular predominan en materia fecal (reciente) y en cultivos.

Una característica particular de este organismo es la presencia de la vacuola central, o cuerpo central, con funciones metabólicas y de almacenamiento.

Por lo que respecta a núcleos, estos oscilan en números de 1 - 4.

Como anaerobio estricto, no cuenta con mitocondrias, sino con cuerpos "mitocondria-like".

Transmisión.

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Fecal – oral, a través de agua y alimentos contaminados, contacto con animales infectados: domésticos, silvestres, ganado, de zoológicos. Potencial zoonótico. (CDC).

CICLO BIOLOGICO

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II. OBJETIVO

Aprender a realizar la técnica de lugol parasitológico para la búsqueda e identificación de parasitos intestinales (Blastocystis)

Conocer la importancia del diagnóstico del laboratorio de las enfermedades parasitarias de igual manera identificar las diferentes formas parasitarias mediante la observación microscópica

III. MATERIALES Y EQUIPOS

Laminas porta objetos

Laminillas cubre objetos

Aplicadores

Lugol parasitológico

Muestra parasitológica

Microscopio óptico

IV. PROCEDIMIENTO

1.- en un portaobjetos colocar una gota de lugol parasitológico.

2.- con la punta de un aplicador tomar una pequeña cantidad de muestra parasitológica de Blastocystis.

3.- mezclar procurando hacer una suspensión en preparación delgada y no un frotis.

4.- quitar de la suspensión fibras y otros fragmentos grandes.

5.- colocar la laminilla cubreobjetos procurando no dejar burbujas.

6.- examinar al microscopio en forma sistémica.

V. RESULTADOS

Se logró identificar el parasito de Blastocystis

VI. SUGERENCIAS

Para observar el movimiento del parasito se debe utilizar una muestra fresca diluida en suero fisiológico.

El suero fisiológico ayuda a mantener vivo al parasito lo cual permite apreciar sus movimientos.

VII. BIBLIOGRAFIA Ohman L, Simrén M. Intestinal microbiota and its role in irritable bowel syndrome

(IBS).Curr Gastroenterol Rep. 2013 May; 15(5):323. doi: 10.1007/s11894-013-0323-7. Parija SC, Jeremiah S S. Blastocystis: Taxonomy, biology and virulence. Trop Parasitol

2013;3:17-25 Canavan C, West J, Card T. The epidemiology of irritable bowel syndrome. Clin

Epidemiol. 2014 Feb 4;6:71-80. eCollection 2014. Fashner J, Gitu AC. Common gastrointestinal symptoms: irritable bowel syndrome. FP

Essent. 2013 Oct;413:16-23. (Únicamente resumen). Sekar U, Shanthi M. Blastocystis: Consensus of treatment and controversies. Trop

Parasitol. 2013 Jan;3(1):35-9. doi: 10.4103/2229-5070.113901 http://www.facmed.unam.mx/deptos/microbiologia/parasitologia/blastocistosis.html

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VIII. ANEXOS

Blastocystis hominis. Forma vacuolar en heces. Se aprecia la vacuola central (cuerpo central) y citoplasma con núcleos y organelos desplazados hacia la periferia.Imagen: Dra. Lilia Robert, Dra Teresa Uribarren.

Facultad de Medicina, UNAM.

Blastocystis spp. Forma vacuolar. Se identifican: banda de citoplasma rodeando la vacuola central (VC); núcleo (Nu) visible; banda de cromatina (n); retículo endoplásmico (RE), organelos semejantes a mitocondrias (M); membrana celular (MC); y la cubierta de superficie (CS). Modificado de: R.E. Pugh Parasite Collection (Dedicated to the Memory of Peter Boreham).

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