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Design et synthèse d’inhibiteurs d’une ectonucléotide pyrophosphatase/phosphodiestérase

de type 1 (ENPP1) et leur activité anticancéreuse

Mémoire

Carole-Anne Lefebvre

Maîtrise en chimie

Maître ès sciences (M. Sc.)

Québec, Canada

© Carole-Anne Lefebvre, 2016

iii

Résumé

La calcification de la valve aortique (CVA) est une maladie cardiovasculaire de plus en plus répandue,

particulièrement en Amérique du Nord. Elle cause le rétrécissement de la valve aortique et le seul

traitement actuellement disponible est le remplacement chirurgical. Des études menées par le Dr

Patrick Mathieu (Institut de Cardiologie et de Pneumologie de Québec) ont montré qu’une

surexpression d’une ectonucléotide pyrophosphatase/phosphodiestérase de type 1 (ENPP1) est à

l’origine de cette sténose. Une solution à cette maladie serait donc de trouver un inhibiteur d’ENPP1.

Inspirées des travaux du groupe de Pfizer visant ENPP1 pour le traitement de la chondrocalcinose

articulaire et l’ostéoarthrite, quelques familles d’inhibiteurs de type quinazoline-4-pipéridine sulfamides

(QPS) ont été synthétisés et testées in vitro. Une étude en modélisation moléculaire sur le site potentiel

de liaison des inhibiteurs sur ENPP1 est en cours, en collaboration avec le Pr Patrick Lagüe (Université

Laval, Département de biochimie, microbiologie et bio-informatique) et son équipe pour optimiser le

design de la structure des composés.

Les composés d’une des familles, les QPS-pyrimidine, ont été testés in vitro sur quelques lignées

cellulaires cancéreuses (HT-1080, HT-29, M21 et MCF-7) pour mesurer leur activité antiproliférative.

Ces composés ont une inhibition de croissance médiane (IC50) de l’ordre du micromolaire et

représentent donc un point de départ intéressant pour la mise au point de nouveaux traitements

anticancéreux.

v

Abstract

The calcification of the aortic valve (CAV) is a cardiovascular disease increasingly widespread,

particularly in North America. It causes narrowing of the aortic valve and currently available only

treatment is surgical replacement. Studies by Dr. Patrick Mathieu (Institute of Cardiology and

Pneumology of Quebec) showed that overexpression of an ectonucleotide

pyrophosphatase/phosphodiesterase type 1 (ENPP1) is the origin of the stenosis. A solution to this

disease would be to find an inhibitor of ENPP1.

Inspired by Pfizer’s group works on ENPP1 for the treatment of osteoarthritis and chondrocalcinosis,

some members of the quinazoline-4-piperidine sulfonamides (QPS) inhibitor family were synthesized

and tested in vitro. A study in molecular modelling on the potential binding site inhibitor on ENPP1 is

underway in collaboration with Prof. Patrick Lagüe (Université Laval, Department of biochemistry,

microbiology and bioinformatics) and his team to optimize the design of compounds structure.

The compounds of one family, the QPS-pyrimidine, were tested in vitro on some cancer cell lines (HT-

1080, HT-29, M21 and MCF-7) to measure their antiproliferative activity. These compounds have a

median growth inhibition (GI50) in the micromolar range and thus represent an interesting starting point

for the development of new cancer treatments.

vii

Table des matières

Résumé ................................................................................................................................................... iii

Abstract .................................................................................................................................................... v

Table des matières ................................................................................................................................. vii

Liste des tableaux .................................................................................................................................... ix

Liste des figures ...................................................................................................................................... xi

Liste des schémas ................................................................................................................................. xiii

Liste des abréviations ............................................................................................................................. xv

Remerciements .................................................................................................................................... xvii

Chapter 1 – Introduction .......................................................................................................................... 1

1.1. Présentation générale du projet ................................................................................................... 1

1.2. Inhibiteurs d’ENPP1 ..................................................................................................................... 1

1.2.1. Calcification de la valve aortique .......................................................................................... 1

1.2.1.1. Facteurs de la maladie .................................................................................................. 2

1.2.1.2. Traitement disponible .................................................................................................... 2

1.2.1.3. Processus de minéralisation dans les cellules valvulaires interstitielles ........................ 2

1.2.2. ENPP1 .................................................................................................................................. 4

1.2.2.1. Famille ENPP ................................................................................................................ 4

1.2.2.2. Rôles d’ENPP1 .............................................................................................................. 4

1.2.3. Inspiration de la littérature ..................................................................................................... 5

1.2.3.1. Présentation des familles de composés ........................................................................ 5

1.2.4. Modélisation moléculaire ...................................................................................................... 7

1.3. Activité anticancéreuse ................................................................................................................ 9

1.3.1. Antimétabolites antagonistes des pyrimidines ...................................................................... 9

1.3.2. Activité antiproliférative ....................................................................................................... 10

Chapter 2 – Synthèse ............................................................................................................................ 11

2.1. Synthèse des groupements pipéridine-sulfamide ....................................................................... 11

2.1.1. Synthèse du groupement pipéridine-sulfamide avec n = 2 ................................................. 11

2.1.2. Synthèse du groupement pipéridine-sulfamide avec n = 1 ................................................. 12

2.2. Synthèse des composés QPS1 et QPS2 ................................................................................... 13

2.3. Synthèse de la famille QPS-pyrimidine ...................................................................................... 14

2.3.1. Inhibiteurs d’ENPP1 ............................................................................................................ 14

2.3.1.1. Couplage de Suzuki-Miyaura....................................................................................... 14

2.3.1.2. Substitution nucléophile aromatique ............................................................................ 16

2.3.2. Activité anticancéreuse ....................................................................................................... 18

2.3.2.1. Couplage de Suzuki-Miyaura optimisé ........................................................................ 18

2.3.2.2. Substitution nucléophile aromatique optimisée ........................................................... 21

2.4. Synthèse du composé QPS-pipérazine ..................................................................................... 25

2.4.1. Première stratégie de synthèse .......................................................................................... 26

2.4.2. Deuxième stratégie de synthèse ......................................................................................... 27

2.4.3. Troisième stratégie de synthèse ......................................................................................... 29

2.5. Synthèse du composé QPS-triazoline ........................................................................................ 30

2.6. Synthèse du composé QPS-fluor ............................................................................................... 33

viii

2.6.1. Première stratégie de synthèse ........................................................................................... 33



2.7. Modification des groupements méthoxyles ................................................................................. 36

2.7.1. Première stratégie de synthèse ........................................................................................... 37



Chapter 3 – Résultats biologiques ......................................................................................................... 43

3.1. Essais enzymatiques avec ENPP1 ............................................................................................ 43

3.1.1. Procédure ............................................................................................................................ 43

3.1.2. Résultats ............................................................................................................................. 43

3.2. Tests antiprolifératifs .................................................................................................................. 46

3.2.1. Procédure ............................................................................................................................ 46

3.2.1.1. Culture des lignées cellulaires cancéreuses ................................................................ 47

3.2.1.2. Essais antiprolifératifs .................................................................................................. 47

3.2.2. Résultats préliminaires ........................................................................................................ 48

3.2.3. Activité antiproliférative de la famille QPS-pyrimidine ......................................................... 51

Chapter 4 – Conclusion ......................................................................................................................... 55

4.1. Conclusion générale ................................................................................................................... 55

4.2. Perspectives et travaux futurs .................................................................................................... 56

Chapter 5 – Experimental section .......................................................................................................... 57

5.1. General information .................................................................................................................... 57

5.2. Piperidine-sulfamide groups and QPS1-2 compounds ............................................................... 57

5.3. QPS-pyrimidine compounds ....................................................................................................... 58

5.3.1. Suzuki-Miyaura coupling ..................................................................................................... 58

5.3.1.1. ENPP1 Inhibitors ......................................................................................................... 58

5.3.1.2. Anticancer Activity ....................................................................................................... 60

5.3.2. Aromatic Nucleophilic Substitution ...................................................................................... 66

5.3.2.1. ENPP1 Inhibitors ......................................................................................................... 66

5.3.2.2. Anticancer Activity ....................................................................................................... 71

5.4. QPS-piperazine compound ........................................................................................................ 83

5.5. QPS-cyclic triazole compound .................................................................................................... 86

5.6. QPS-fluorine compound ............................................................................................................. 87

5.7. Methoxyl modification ................................................................................................................. 89

Bibliographie .......................................................................................................................................... 91

ix

Liste des tableaux

Tableau 2.1 Comparaison des rendements obtenus avec les différentes conditions réactionnelles du

couplage de Suzuki-Miyaura ................................................................................................................. 20

Tableau 2.2 Comparaison des rendements obtenus avec les différentes conditions réactionnelles de la

substitution nucléophile aromatique de la série avec n = 1 ................................................................... 23

Tableau 2.3 Comparaison des rendements obtenus avec les différentes conditions réactionnelles de la

substitution nucléophile aromatique de la série avec n = 2 ................................................................... 23

Tableau 2.4 Comparaison des rendements obtenus avec la substitution nucléophile aromatique

optimisée entre les séries n = 1 et n = 2 ................................................................................................ 25

Tableau 3.1 Résultats d’inhibition d’ENPP1-humain pour la famille QPS-pyrimidine ............................ 45

Tableau 3.2 Résultats d’inhibition d’ENPP1-humain pour la famille QPS-pipérazine ............................ 46

Tableau 3.3 Lignées cellulaires cancéreuses ........................................................................................ 47

Tableau 3.4 Résultats préliminaires (M, ± 5%) pour les familles QPS et QPS-styryle........................ 48

Tableau 3.5 Résultats préliminaires (M, ± 5%) pour la famille QPS-pyrimidine .................................. 50

Tableau 3.6 IC50 (M, ± 5%) des composés de la famille QPS-pyrimidine ........................................... 52

xi

Liste des figures

Figure 1.1 Mécanisme de minéralisation dans les cellules valvulaires interstitielles ............................... 3

Figure 1.2 Structure des inhibiteurs proposés ......................................................................................... 5

Figure 1.3 Familles de composés ............................................................................................................ 6

Figure 1.4 Structure d’ENPP1-humain .................................................................................................... 7

Figure 1.5 Localisation du site de liaison potentiel de QPS1 dans ENPP1 ............................................. 8

Figure 1.6 Vue interne du site de liaison potentiel et interactions avec le ligand ..................................... 9

Figure 1.7 Principaux antimétabolites antagonistes des pyrimidines .................................................... 10

Figure 2.1 Structure du groupement pipéridine-sulfamide ..................................................................... 11

Figure 2.2 Structure des composés de la famille QPS-pyrimidine ......................................................... 14

Figure 2.3 Groupements pyrimidine formés suite au couplage de Suzuki-Miyaura et produit secondaire

majoritaire formé .................................................................................................................................... 16

Figure 2.4 Composés QPS-pyrimidine avec n = 2 ................................................................................. 17

Figure 2.5 Composés QPS-pyrimidine avec n = 1 ................................................................................. 18

Figure 2.6 Groupements pyrimidine formés suite au couplage de Suzuki-Miyaura optimisé ................ 20

Figure 2.7 Composés QPS-pyrimidine avec n = 1, obtenus avec la méthode optimisée ...................... 22

Figure 2.8 Composés QPS-pyrimidine avec n = 2, obtenus avec la méthode optimisée ...................... 24

Figure 2.9 Structure du composé QPS-pipérazine ................................................................................ 25

Figure 2.10 Structure possible du produit obtenu .................................................................................. 29

Figure 2.11 Structure du composé QPS-triazoline ................................................................................ 31

Figure 2.12 Structure du composé QPS-fluor ........................................................................................ 33

Figure 2.13 Différenciation des groupements hydroxyles de l’intermédiaire 50..................................... 37

Figure 3.1 Structure des composés QPS1-2 ......................................................................................... 44

Figure 3.2 (A) Pourcentage d’inhibition d’ENPP1 de QPS1; (B) Diagramme de Dixon de QPS1 ......... 44

Figure 3.3 (A) Pourcentage d’inhibition d’ENPP1 de QPS2; (B) Diagramme de Dixon de QPS2 ......... 44


Figure 3.5 Structure du composé QPS22∙HCl ....................................................................................... 46

Figure 3.6 Structure des composés des familles QPS et QPS-styryle .................................................. 49



xiii

Liste des schémas

Schéma 2.1 Voie de synthèse du groupement pipéridine-sulfamide avec n = 2 ................................... 11

Schéma 2.2 Voie de synthèse du groupement pipéridine-sulfamide avec n = 1 ................................... 12

Schéma 2.3 Substitution nucléophile aromatique menant aux composés QPS .................................... 13

Schéma 2.4 Couplage de Suzuki-Miyaura ............................................................................................ 14

Schéma 2.5 Cycle catalytique du couplage de Suzuki-Miyaura ............................................................ 15

Schéma 2.6 Substitution nucléophile aromatique menant aux composés QPS-pyrimidine ................... 16

Schéma 2.7 Couplage de Suzuki-Miyaura optimisé .............................................................................. 19

Schéma 2.8 Substitution nucléophile aromatique optimisée ................................................................. 21

Schéma 2.9 Première voie de synthèse menant au composé QPS-pipérazine .................................... 27

Schéma 2.10 Voie de synthèse du groupement sulfamide 31 ............................................................... 27

Schéma 2.11 Voie de synthèse du groupement pipérazine-sulfamide .................................................. 28

Schéma 2.12 Substitution nucléophile aromatique menant au composé QPS-pipérazine .................... 29

Schéma 2.13 Voie de synthèse du composé QPS22∙HCl ..................................................................... 30

Schéma 2.14 Synthèse du produit 42 .................................................................................................... 31

Schéma 2.15 Voie de synthèse du composé QPS-triazoline ................................................................ 32

Schéma 2.16 Première stratégie de synthèse problématique du composé QPS-fluor .......................... 34

Schéma 2.17 Voie de synthèse menant au groupement 3-fluoropipéridine-sulfamide .......................... 34

Schéma 2.18 Substitution nucléophile aromatique menant au composé QPS-fluor.............................. 35

Schéma 2.19 Alternative envisagée pour la réduction de l’acrylonitrile 45 ............................................ 36

Schéma 2.20 Clivage des méthoxyles ................................................................................................... 37

Schéma 2.21 Différenciation des groupements hydroxyles de la molécule 50 ...................................... 38

Schéma 2.22 Hydrolyse et clivage des méthoxyles............................................................................... 38

Schéma 2.23 Différenciation des groupements hydroxyles de la molécule 53 ...................................... 39

Schéma 2.24 Voie de synthèse utilisant la DL-méthionine .................................................................... 39

Schéma 2.25 Voie de synthèse envisagée pour l’obtention de nouveaux inhibiteurs potentiels d’ENPP1

avec une modification des groupements méthoxyles ............................................................................ 40

Scheme 5.1 Suzuki-Miyaura coupling ................................................................................................... 58

Scheme 5.2 Optimized Suzuki-Miyaura coupling .................................................................................. 60

Scheme 5.3 Aromatic nucleophilic substitution ..................................................................................... 66

Scheme 5.4 Optimized aromatic nucleophilic substitution ..................................................................... 71

xv

Liste des abréviations

Ac acétyle

ADN acide désoxyribonucléique

ADP adénosine diphosphate

AMP adénosine monophosphate

ARN acide ribonucléique

ATP adénosine triphosphate

Bn benzyle

Boc tert-butyloxycarbonyle

CAV calcification of the aortic valve

Cbz carboxybenzyle

CL50 concentration létale médiane

CVA calcification de la valve aortique

DCM dichlorométhane

DIPEA N,N-diisopropyléthylamine

DMA N,N-diméthylacétamide

DMAP 4-diméthylaminopyridine

DMEM Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium

DMF N,N-diméthylformamide

DMSO diméthylsulfoxyde

DMSO-d6 hexadeutérodiméthylsulfoxyde

ENPP ectonucléotide pyrophosphatase/phosphodiestérase

ENPP1 ectonucléotide pyrophosphatase/phosphodiestérase de type 1

équiv équivalent

ESI electrospray ionization

GP groupement protecteur

HRMS spectrométrie de masse haute résolution

IC50 inhibition de croissance médiane

IR infrarouge

ITC inhibition totale de croissance

Ki constante d’inhibition

MOM méthoxyméthyle

NMR nuclear magnetic resonance

NUC nuclease-like

Pi phosphate inorganique

Piv pivaloyle

pNP-TMP para-nitrophényle thymidine 5’-monophosphate

PPi pyrophosphate inorganique

QPS quinazoline-4-pipéridine sulfamide

quant. quantitatif

RMN résonance magnétique nucléaire

SILCS Site-Identification by Ligand Competitive Saturation

SRB sulforhodamine B

xvi

TLC thin-layer chromatography

TMS tetramethylsilane ou triméthylsilyle

TP température pièce

Tris trishydroxyméthylaminométhane

xvii

Remerciements

Je tiens tout d’abord à remercier mon directeur de recherche, le Pr Jean-François Paquin, pour m’avoir

donné la chance de compléter mes travaux de maîtrise au sein de son laboratoire. Merci pour ta

grande disponibilité et tes conseils judicieux qui m’ont permis d’avancer. Je voudrais également

remercier mon co-directeur le Pr Patrick Lagüe, du département de biochimie, microbiologie et bio-

informatique.

Que serait un projet multidisciplinaire sans collaborateurs? Merci au Dr Patrick Mathieu, de l’Institut de

cardiologie et de pneumologie de Québec, d’avoir initié le projet sur les inhibiteurs d’ENPP1. Par le fait

même, je voudrais exprimer ma gratitude envers Marie-Chloé Boulanger et Elnur Elyar Shayhidin pour

s’être occupées de tout le côté biochimie du projet. Pour la partie sur la modélisation moléculaire, je

voudrais témoigner ma reconnaissance au Pr Patrick Lagüe et surtout à Xavier Barbeau. Enfin, pour le

côté chimie organique du projet, je voudrais remercier chaleureusement ma collègue Elsa Forcellini

avec qui j’ai fait la synthèse des composés et aussi notre stagiaire, Sophie Boutin. Sans vous tous, ce

projet n’aurait pas pu aussi bien avancer!

Un gros merci plus spécial pour le Dr René C.-Gaudreault pour m’avoir supportée dans les démarches

des essais antiprolifératifs. Merci aussi à votre équipe, tout particulièrement à Jacques Lacroix et

Marie-France Côté pour tous les tests antiprolifératifs sur mes molécules (assez nombreuses!). C’est

aussi vous, René, qui m’avez offert ma première opportunité de stage, lors de mon baccalauréat et je

vous en suis grandement reconnaissante. Vous m’avez donné l’étincelle nécessaire pour avoir la

passion pour la chimie et la recherche et c’est en partie grâce à vous si je me suis rendue aussi loin

dans mon parcours académique.

Bien évidemment, j’aimerais remercier tous les membres du groupe du Pr Paquin que j’ai pu côtoyer,

au cours de ma maîtrise. Merci pour l’ambiance agréable au laboratoire Pier Alexandre, Myriam,

Justine, Marie-Claude, Jean-Denys, Jean-François, Mathilde, Rémy, Massaba, Thomas, Audrey et tous

les stagiaires!

J’aimerais également souligner le travail exceptionnel et attentif des techniciens de laboratoire et du

personnel de soutien du département de chimie, plus particulièrement ceux avec qui j’ai eu la chance

de travailler : Pierre Audet, Jean Laferrière, Christian Côté, Mélanie Tremblay, Denyse Michaud et

Marie Tremblay.

xviii

Je voudrais dire un énorme merci à ma famille et mes amis pour leur soutien inconditionnel. Merci à

mes parents, Hélène et Denis et à ma sœur, Lisabelle, pour avoir cru en moi et pour m’avoir

encouragée, tout au long de mon parcours. Merci aussi à mes amis, de l’Université ou de l’extérieur,

pour m’avoir épaulée et écoutée.

Pour finir, je tiens à souligner la contribution de mon conjoint, Daniel, sur qui je pouvais compter lors de

mes moments de doute. Ton fidèle soutien, ton écoute et ta patience m’ont été très précieux. Grâce à

toi, j’ai eu le courage et la détermination nécessaires pour avancer. Tu m’as aidée à dépasser mes

limites et à voir les choses en grand et je t’en serai toujours reconnaissante. Merci pour ta présence

réconfortante, je t’aime!

1

Chapter 1 – Introduction

1.1. Présentation générale du projet

L’objectif principal de ce projet de maîtrise était de synthétiser des inhibiteurs de l’ectonucléotide

pyrophosphatase/phosphodiestérase de type 1 (ENPP1) afin de contrer la calcification de la valve

aortique (CVA). Pour ce faire, une approche multidisciplinaire a été employée, afin d’étudier à la fois les

effets des inhibiteurs sur l’enzyme (biochimie), la structure et le site de liaison potentiel de l’enzyme

(modélisation moléculaire) et le design et la synthèse des inhibiteurs (synthèse organique).

Ce projet multidisciplinaire a donc demandé d’étroites collaborations entre plusieurs experts. Tout

d’abord, le Dr Patrick Mathieu, instigateur du projet, et son équipe (Marie-Chloé Boulanger et Elnur

Elyar Shayhidin), de l’Institut de cardiologie et de pneumologie de Québec sont les responsables du

domaine de la biochimie, incluant les essais enzymatiques. Par la suite, le Pr Patrick Lagüe et son

étudiant, Xavier Barbeau, du département de biochimie, microbiologie et bio-informatique de

l’Université Laval sont garants de la modélisation moléculaire. Finalement, le Pr Jean-François Paquin

et son équipe (Elsa Forcellini et moi-même) s’occupent de la synthèse organique des composés.

En parallèle, j’ai également travaillé sur un deuxième projet qui consiste à étudier l’activité

anticancéreuse d’une famille de composés qui a été synthétisée pour le projet sur les inhibiteurs

d’ENPP1. En effet, la famille QPS-pyrimidine n’a pas présenté d’activité enzymatique, mais comporte

des propriétés antiprolifératives intéressantes. Des études plus approfondies ont alors été faites sur

ces molécules.

1.2. Inhibiteurs d’ENPP1

1.2.1. Calcification de la valve aortique

La calcification de la valve aortique (CVA) est une maladie cardiovasculaire qui cause un

rétrécissement des parois de la valve aortique. Cette maladie avance progressivement en débutant par

une sclérose aortique et est suivie d’une sténose.1 Ainsi, les feuillets valvulaires commencent par subir

un épaississement et un durcissement (sclérose), puis à mesure que la maladie avance, il s’en suit

d’un rétrécissement (sténose).

1 Freeman, R. V.; Otto, C. M. Circulation 2005, 111, 3316-3326.

2

À long terme, la CVA entraîne un mauvais flux sanguin et quelques symptômes peuvent se faire sentir,

tels que des douleurs à la poitrine, le souffle court et des étourdissements.2 De plus, cette maladie est

responsable d’une augmentation de 40% des risques d’infarctus du myocarde et de 50% de décès

cardiovasculaire.1

La CVA ne montre pas de symptôme dès son apparition et peut progresser pendant plusieurs années

avant d’être détectée. Par contre, il est possible de la repérer par une auscultation cardiaque et une

échocardiographie Doppler.3

1.2.1.1. Facteurs de la maladie

Les principaux facteurs causant la CVA sont l’âge, le tabagisme, le sexe masculin, l’hypertension, un

taux de cholestérol élevé, une insuffisance rénale et le diabète.2 La sclérose aortique est présente chez

25% des gens entre 65 et 74 ans et chez 50% des gens de plus de 84 ans.1

1.2.1.2. Traitement disponible

Le seul traitement actuellement disponible pour enrayer la CVA est le remplacement chirurgical de la

valve aortique. C’est notamment la cause la plus commune pour cette opération, aux États-Unis, avec

environ 50 000 remplacements annuels.2

Aucun traitement pharmaceutique n’est encore disponible pour guérir ou même ralentir la maladie.

1.2.1.3. Processus de minéralisation dans les cellules valvulaires interstitielles

Le développement de la maladie est similaire à la formation osseuse; c’est-à-dire qu’il y a un processus

de minéralisation qui a lieu dans la valve aortique. Ce dernier se déroule dans les cellules valvulaires

interstitielles, qui sont le principal constituant de la valve aortique, et est déclenché par l’apoptose de

celles-ci. Des études du Dr Patrick Mathieu, de l’Institut universitaire de cardiologie et de pneumologie

de Québec, ont montré que l’ectonucléotide pyrophosphatase/phosphodiestérase de type 1 (ENPP1)

2 Rajamannan, N. M. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2009, 29, 162-168. 3 Côté, N.; El Husseini, D.; Pépin, A.; Bouvet, C.; Gilbert, L.-A.; Audet, A.; Fournier, D.; Pibarot, P.; Moreau, P.; Mathieu, P. Eur. J. Pharmacol. 2012, 689, 139-146.

3

est directement reliée au développement de la maladie, en élucidant le mécanisme de la calcification

des feuillets de la valve aortique, illustré à la Figure 1.1. 4

Figure 1.1 Mécanisme de minéralisation dans les cellules valvulaires interstitielles4

En premier lieu, un niveau élevé de phosphate inorganique (Pi) est produit par la surexpression

d’ENPP1. Cette enzyme hydrolyse l’adénosine triphosphate (ATP) en adénosine monophosphate

(AMP) et en pyrophosphate (PPi), mais aussi en adénosine diphosphate (ADP) et en Pi. Cet ADP peut

être encore utilisé comme substrat par ENPP1 pour former de l’AMP et du Pi. Il est à noter que le Pi

favorise la calcification, alors que le PPi l’inhibe.5 En deuxième lieu, le Pi ainsi formé est acheminé

dans l’espace intracellulaire par la protéine transmembranaire SLC20A1. Ce phénomène entraîne alors

la surexpression d’ENPP1 dans une boucle de rétroaction, ce qui l’amène, en troisième lieu, à

4 Côté, N.; El Husseini, D.; Pépin, A.; Guauque-Olarte, S.; Ducharme, V.; Bouchard-Cannon, P.; Audet, A.; Fournier, D.; Gaudreault, N.; Derbali, H.; McKee, M. D.; Simard, C.; Després, J.-P.; Pibarot, P.; Bossé, Y.; Mathieu, P. J. Mol. Cell. Cardiol. 2012, 52, 1191-1202. 5 Goding, J. W.; Grobben, B.; Slegers, H. Biochim. Biophys. Acta. 2003, 1638, 1-19.

4

consommer toute l’ATP restant dans les cellules valvulaires interstitielles. Le récepteur P2Y2 diminue

alors la signalisation purinergique qui mène à un arrêt de la voie PI3K/Akt, qui assure normalement la

survie des cellules valvulaires interstitielles. En dernier lieu, l’apoptose est provoquée et le processus

de calcification débute.

1.2.2. ENPP1

Comme mentionné dans la section précédente, l’enzyme ENPP1 est directement impliquée dans le

déclenchement de la CVA. Il est possible de présumer qu’un inhibiteur de cette dernière pourrait être la

solution pour enrayer la maladie.

Les sections suivantes décrivent brièvement l’enzyme.

1.2.2.1. Famille ENPP

ENPP1 fait partie d’une famille d’ectonucléotides pyrophosphatases/phosphodiestérases (ENPP)

comportant sept membres. Elles sont retrouvées principalement à la surface des cellules en tant que

protéines transmembranaires. Leur rôle est d’hydrolyser les liens pyrophosphates ou phosphodiesters

dans une variété de composés extracellulaires. Ainsi, ces protéines comportent toutes un domaine

catalytique, composé de près de 400 résidus, bien spécifique à un substrat donné. Elles comportent

également un domaine nuclease-like (NUC) et un domaine lasso. 6

Les ENPP jouent donc un rôle dans plusieurs processus cellulaires. Entre autres, elles interviennent

dans la prolifération cellulaire, la mobilité, l’angiogenèse, la minéralisation osseuse et la digestion. De

plus, elles peuvent également être responsables de quelques désordres au niveau du cancer et de

maladies de résistance à l’insuline ou de calcification, telle que la CVA.6

1.2.2.2. Rôles d’ENPP1

Comme mentionné à la Section 1.2.1.3, ENPP1 est responsable de l’hydrolyse de l’ATP en AMP et en

PPi. Cependant, selon la façon dont le substrat (ATP) se présente à ENPP1, il est possible

d’hydrolyser ce dernier en ADP et en Pi. Par la suite, l’enzyme peut reprendre l’ADP en tant que

substrat et l’hydrolyser à nouveau. Ainsi, ENPP1 est responsable de l’équilibre entre Pi et PPi.6

6 Stefan, C.; Jansen, S.; Bollen, M. Trends Biochem. Sci. 2005, 30, 542-550.

5

1.2.3. Inspiration de la littérature

La structure exacte d’ENPP1 chez l’humain n’est pas encore connue. Ainsi, afin de créer des

inhibiteurs potentiels de cette enzyme, nous nous sommes inspirés de la littérature. Des travaux

réalisés par le Dr Kablaoui, chez Pfizer ont été publiés, montrant des inhibiteurs d’ENPP1, pour le

traitement de la chondrocalcinose articulaire et l’ostéoarthrite.7 Parmi les inhibiteurs proposés, la

structure montrée à la Figure 1.2 semblait être la plus prometteuse en tant qu’inhibiteur d’ENPP1.

Ainsi, cette molécule, que nous avons nommée QPS (quinazoline-4-pipéridine sulfamide) a été notre

point de départ pour la synthèse des composés subséquents.

Figure 1.2 Structure des inhibiteurs proposés

La molécule comportant deux atomes de carbone entre le groupement sulfamide et le groupement

pyrimidine, QPS1, a été synthétisée avant mon arrivée, par Elsa Forcellini. Ce composé a ensuite été

testé sur ENPP1 par l’équipe du Dr Mathieu et il a été déterminé qu’il s’agissait d’un inhibiteur non

compétitif, c’est-à-dire qu’il se lie à un site allostérique sur l’enzyme.8

La molécule peut se diviser en trois sections, soient le groupement sulfamide, le groupement pipéridine

et le groupement quinazoline. Chacun de ces groupements peut être modifié individuellement afin

d’étudier les impacts au niveau de l’inhibition d’ENPP1 et ainsi optimiser la structure.

1.2.3.1. Présentation des familles de composés

Comme mentionné à la section précédente, les différents groupements de QPS ont été modifiés afin de

créer de nouvelles familles de composés. La Figure 1.3 montre les composés sur lesquels j’ai travaillé

au cours de ma maîtrise dans le laboratoire du Pr Paquin. Les composés de la famille QPS ont été faits

7 Patel, S. D.; Habeski, W. M.; Cheng, A. C.; de la Cruz, E.; Loh, C.; Kablaoui, N. M. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2009, 19, 3339-3343. 8 Shayhidin, E. E.; Forcellini, E.; Boulanger, M.-C.; Mahmut, A.; Dautrey, S.; Barbeau, X.; Lagüe, P.; Sévigny, J.; Paquin, J.-F.; Mathieu, P. Br. J. Pharmacol. 2015, 172, 4189-4199.

6

par Elsa Forcellini, avant mon arrivée au laboratoire. Ils ont été inclus dans le présent mémoire pour

des fins de comparaison, puisqu’ils constituent le point de départ du projet.

La première série de composés, les QPS-pyrimidine, remplace le groupement quinazoline par un

groupement pyrimidine. Ce motif avait été employé par le groupe de Pfizer7 et nous avons voulu

l’étudier en variant les groupements attachés à la pyrimidine.

La deuxième modification sur la structure des inhibiteurs proposés est la substitution de la pipéridine

par la pipérazine. Étant donné que ces composés ne sont pas très solubles, nous avons pensé que

l’ajout d’un atome d’azote pourrait augmenter leur solubilité.

Figure 1.3 Familles de composés

La troisième transformation consiste à changer le groupement sulfamide par un groupement triazoline.

Il sera donc possible de comprendre le rôle de ce dernier et la place qu’il occupe dans le site de liaison

d’ENPP1.

Le quatrième composé porte un atome de fluor sur le groupement pipéridine. Celui-ci permettra

d’étudier les interactions avec les acides aminés avoisinants dans le site de liaison.

7

Finalement, les groupements méthoxyles de la quinazoline sont modifiés ou encore remplacés par

d’autres groupements afin de bien combler tout l’espace dans le site de liaison de l’enzyme.

1.2.4. Modélisation moléculaire

La structure d’ENPP1 chez l’humain n’est pas encore connue. Par contre, afin d’optimiser la structure

des inhibiteurs, des études en modélisation moléculaire ont été menées par le Pr Patrick Lagüe.

La première étape de cette démarche consiste à trouver la structure d’ENPP1-humaine la plus

probable. La séquence primaire d’ENPP1-humaine est disponible dans la banque de données UniProt9

et la séquence et la structure d’ENPP1 chez la souris, quant à elles, sont connues de la littérature.10

Ces deux séquences possèdent 80% d’identité.11 Avec une modélisation par analogie, il a donc été

possible d’obtenir la structure théorique d’ENPP1-humaine, qui est montrée à la Figure 1.4.

Figure 1.4 Structure d’ENPP1-humain12

Une fois que la structure d’ENPP1-humaine est prédite, il faut comprendre la dynamique de cette

dernière pour savoir comment la liaison d’une molécule dans un site allostérique peut perturber le

fonctionnement de la protéine. Ainsi, après six mois de calculs sur un superordinateur, il a été possible

d’établir l’évolution de la position des atomes en fonction du temps. De cette manière, des réseaux

9 UniProt Consortium, UniProtKB - P22413 (ENPP1_HUMAN), URL : http://www.uniprot.org/uniprot/P22413# sequences, (accédé le17/10/2016). 10 Jansen, S.; Perrakis, A.; Ulens, C.; Winkler, C.; Andries, M.; Joosten, R. P.; Van Acker, M.; Luyten, F. P.; Moolenaar, W. H.; Bollen, M. Structure, 2012, 20, 1948-1959. 11 Buckley, M. F.; Loveland, K. A.; McKinstry, W. J.; Garson, M.; Goding, J. W. J. Biol. Chem. 1990, 265, 17506-17511. 12 Image de Xavier Barbeau (Laboratoire de Patrick Lagüe, Université Laval, Département de Biochimie, Microbiologie et Bioinformatique).

http://www.uniprot.org/uniprot/P22413# sequences

http://www.uniprot.org/uniprot/P22413# sequences

8

d’interactions de corrélations ont été trouvés et permettent de faire la liaison entre les différents

domaines de la protéine.

Enfin, un site de liaison potentiel a été trouvé dans ENPP1, à l’aide de la méthodologie SILCS (Site-

Identification by Ligand Competitive Saturation).13 Pour ce faire, des fragments de QPS1 et des

molécules d’eau ont été placés tout autour d’ENPP1, sur le logiciel NAMD.14 Par la suite, les

probabilités de présence, les densités de présence et les puits de potentiels ont été localisés, dans la

protéine. Un site de liaison potentiel a été trouvé dans le domaine (NUC) d’ENPP1, tel qu’illustré à la

Figure 1.5.

Figure 1.5 Localisation du site de liaison potentiel de QPS1 dans ENPP112

13 Guvench, O.; MacKerell, Jr., A. D. PLoS Comput. Biol. 2009, 5, 1-10. 14 Phillips, J. C., Braun, R.; Wang, W.; Gumbart, J.; Tajkhorshid, E.; Villa, E.; Chipot, C.; Skeel, R. D.; Kale, L.; Schulten, K. J. Comput. Chem. 2005, 26, 1781-1802.

9

Figure 1.6 Vue interne du site de liaison potentiel et interactions avec le ligand12

La Figure 1.6 montre les interactions entre le ligand QPS1 et le site de liaison potentiel. Des

interactions polaires se manifestent au niveau du groupement sulfamide avec les résidus HIS-747,

TYR-683, THR-759 et ILE-762. Le reste de la molécule propose plutôt des interactions de type

hydrophobes avec le site de liaison. Il est possible de remarquer qu’il reste de l’espace dans la cavité

hydrophobe, d’où l’intérêt de créer des molécules avec les groupements méthoxyles modifiés. Ces

derniers pourraient alors mieux combler cette cavité hydrophobe.

1.3. Activité anticancéreuse

Certains des composés qui ont été synthétisés au cours du projet sur les inhibiteurs d’ENPP1 n’ont pas

montré d’activité enzymatique (voir Section 3.1.2). Cependant, nous avons entrepris de tester leur

activité antiproliférative sur quelques lignées cellulaires cancéreuses afin d’étudier leurs autres

propriétés. Notamment, nous avons choisi d’étudier la famille QPS-pyrimidine plus en profondeur.

1.3.1. Antimétabolites antagonistes des pyrimidines

Le motif pyrimidine est présent naturellement dans les bases nucléiques qui composent les brins

d’acide désoxyribonucléique (ADN) et d’acide ribonucléique (ARN). En effet, la cytosine, la thymine et

l’uracile sont des dérivés de la pyrimidine.

10

Les antagonistes des pyrimidines appartiennent à la classe d’agents antimétabolites, dans les

traitements du cancer. On y retrouve, entre autres, le 5-fluorouracile, la gemcitabine et la cytarabine,

montrés à la Figure 1.7. Leur rôle est de s’incorporer en tant que faux précurseurs dans les chaînes

d’acides nucléiques composant les brins d’ADN ou d’ARN ou encore d’inhiber une enzyme qui

métabolise les nucléotides.15

Figure 1.7 Principaux antimétabolites antagonistes des pyrimidines

Les composés de la famille QPS-pyrimidine pourraient donc avoir un effet antimétabolique sur des

cellules cancéreuses.

1.3.2. Activité antiproliférative

L’activité antiproliférative d’un composé chimique se mesure avec différents paramètres. Tout d’abord,

l’inhibition de croissance médiane (IC50) correspond à la concentration à laquelle la molécule inhibe la

croissance de la moitié de la population de cellules initiale. Ensuite, l’inhibition totale de croissance

(ITC) est la concentration à laquelle la croissance de toute la population de cellules est inhibée.

Finalement, il est possible de calculer la concentration létale médiane (CL50) qui coïncide avec la mort

de la moitié de la population de cellules initiale. Ainsi, la molécule aura une activité antiproliférative à

des concentrations plus faibles que l’ITC et sera considérée comme cytotoxique à des concentrations

plus élevées.

15 Maring, J. G.; Groen, H. J. M.; Wachters, F. M.; Uges, D. R. A.; de Vries, E. G. E. Pharmacogenomics J. 2005, 5, 226-243.

11

Chapter 2 – Synthèse

2.1. Synthèse des groupements pipéridine-sulfamide

L’élaboration des voies de synthèse des groupements pipéridine-sulfamide avec n = 1 ou 2 (Figure 2.1)

a été faite par Elsa Forcellini, avant mon arrivée au sein du laboratoire Paquin.8 Cette section de

molécule a été utilisée pour la synthèse des composés des familles QPS, QPS-pyrimidine et QPS-fluor.

Figure 2.1 Structure du groupement pipéridine-sulfamide

2.1.1. Synthèse du groupement pipéridine-sulfamide avec n = 2

La voie de synthèse menant au groupement pipéridine-sulfamide avec une chaîne à deux atomes de

carbone est montrée au Schéma 2.1.

Schéma 2.1 Voie de synthèse du groupement pipéridine-sulfamide avec n = 2

12

L’amine de l’hydrochlorure de 4-pipéridone monohydratée (1), disponible commercialement, a d’abord

été protégée avec un groupement tert-butyloxycarbonyle (Boc), pour obtenir le composé 2, avec un

rendement de 93%. Une réaction d’oléfination de type Horner-Wadsworth-Emmons a ensuite été

engagée sur la cétone, afin de former l’acrylonitrile 3 à 96% avec le phosphonate correspondant. En

deux étapes, 3 a été réduit dans une réaction d’hydrogénation avec le nickel de Raney, puis le

groupement sulfamide a été additionné sur la molécule par une réaction de substitution nucléophile de

type SN2 avec l’agent de sulfamoylation 4, préparé au préalable.16 Le rendement combiné obtenu pour

les deux étapes a été de 61%. Finalement, 5 a été déprotégé en conditions acides, pour synthétiser 6

de façon quantitative, sous forme de sel de chlorure d’hydrogène (HCl).

2.1.2. Synthèse du groupement pipéridine-sulfamide avec n = 1

La voie de synthèse menant au groupement pipéridine-sulfamide avec une chaîne à un atome de

carbone est montrée au Schéma 2.2.

Schéma 2.2 Voie de synthèse du groupement pipéridine-sulfamide avec n = 1

La pipéridine-4-carboxamide (7), disponible commercialement a d’abord été protégée au niveau de

l’amine secondaire avec un groupement benzyle (Bn). Une réaction avec l’hydrure d’aluminium-lithium

a directement été engagée pour réduire l’amide en amine. Le produit 8, obtenu avec un rendement de

16 Winum, J.-Y.; Toupet, L.; Barragan, V.; Dewynter, G.; Montero, J.-L. Org. Lett. 2001, 3, 2241-2243.

13

81% en deux étapes, a ensuite subit une substitution nucléophile de type SN2 dans les mêmes

conditions qu’utilisées pour la synthèse du groupement pipéridine-sulfamide avec n = 2 pour donner 9 à

77%. Le groupement Bn a été retiré dans des conditions d’hydrogénolyse pour laisser l’amine

secondaire libre 10 avec 71% de rendement. Puis, dans les mêmes conditions acides que pour la voie

de synthèse montrée précédemment, le groupement Boc a été retiré, pour donner la molécule désirée

11, sous forme de sel de HCl, de façon quantitative.

2.2. Synthèse des composés QPS1 et QPS2

Ces composés ont, encore une fois, été synthétisés par Elsa Forcellini.8 Ils sont présentés dans le

présent document pour des fins de comparaison avec les autres familles de composés QPS.

Pour former les molécules QPS1 (n = 2) et QPS2 (n = 1), il faut pratiquer une réaction de substitution

nucléophile aromatique entre la 4-chloro-6,7-diméthoxyquinazoline (12), disponible commercialement

et le groupement pipéridine-sulfamide correspondant (Schéma 2.3).

Schéma 2.3 Substitution nucléophile aromatique menant aux composés QPS (a) 6, K2CO3, CH3CN, reflux, 16 h; (b) 11, K2CO3, iPrOH, reflux, 16 h

Le composé QPS1 a été obtenu dans les conditions (a) avec le groupement pipéridine-sulfamide 6

avec un rendement de 59%. Le composé QPS2, pour sa part, a été synthétisé dans les conditions (b)

avec le groupement pipéridine-sulfamide 11. Le rendement de cette réaction a été de 78%. Il est à

noter que seul le solvant change, entre les deux méthodes, pour une question de meilleure solubilité

des molécules dans le milieu réactionnel.

14

2.3. Synthèse de la famille QPS-pyrimidine

Les composés qui font partie de la famille QPS-pyrimidine (Figure 2.2) ont été préparés de deux

façons, soit une première pour le projet sur les inhibiteurs d’ENPP1, avec l’aide d’Elsa Forcellini et de

Sophie Boutin, et une seconde optimisée pour les tests d’activité anticancéreuse. La Section 2.3.1

montrera la stratégie de synthèse utilisée ainsi que les produits issus de cette synthèse pour le premier

projet. La Section 2.3.2 portera, quant à elle, sur la synthèse optimisée en vue de créer une

bibliothèque de composés pour les études sur l’activité anticancéreuse de la famille QPS-pyrimidine.

Figure 2.2 Structure des composés de la famille QPS-pyrimidine

2.3.1. Inhibiteurs d’ENPP1

2.3.1.1. Couplage de Suzuki-Miyaura

Les composés de la famille QPS-pyrimidine diffèrent de ceux de la famille QPS par le groupement

quinazoline qui est remplacé par un groupement pyrimidine. Ce dernier peut être modifié par différents

groupements aromatiques, tel que montré dans le Schéma 2.4. Ainsi, à l’aide du couplage de Suzuki-

Miyaura17 et de différents acides boroniques, il a été possible de préparer différents groupements

pyrimidine pour bâtir une série de composés.

Schéma 2.4 Couplage de Suzuki-Miyaura

17 Norman, M. H.; Zhu, J.; Fotsch, C.; Bo, Y.; Chen, N.; Chakrabarti, P.; Doherty, E. M.; Gavva, N. R.; Nishimura, N.; Nixey, T.; Ognyanov, V. I.; Rzasa, R. M.; Stec, M.; Surapaneni, S.; Tamir, R.; Viswanadhan, V. N.; Treanor, J. J. S. J. Med. Chem. 2007, 50, 3497-3514.

15

L’acide boronique a été employé avec un léger excès de 4,6-dichloropyrimidine (13) (1,5 équiv). Le

catalyseur utilisé a été le palladium (0) tétrakis-triphénylphosphine, à raison de 5 mol % avec le

carbonate de potassium comme base, en solution 2 M dans l’eau. Deux phases ont été observées,

suite à l’ajout du solvant. Un avantage à cette réaction est donc qu’elle tolère les solvants non

anhydres.

Le cycle catalytique de la réaction est montré au Schéma 2.5.18 Une addition oxydante permet

l’insertion du Pd(0) sur la 4,6-dichloropyrimidine (13). Une étape de transmétallation entre le complexe

de palladium et l’acide boronique survient ensuite. Puis, une élimination réductrice permet d’obtenir le

produit final désiré et de régénérer le Pd(0) pour continuer le cycle catalytique.

Schéma 2.5 Cycle catalytique du couplage de Suzuki-Miyaura18

Plusieurs acides boroniques ont été utilisés pour former différents groupements pyrimidine. Ainsi, à

l’issue de quelques couplages de Suzuki-Miyaura, cinq produits ont été obtenus (Figure 2.3). Parmi ces

derniers, les groupements R sont un trifluorométhyle en position 4 (14), aucun substituant (15), un

méthyle en position 4 (16), un atome de fluor en position 2 (17) et un groupement tert-butyle en position

4 (18). Il faut mentionner que le produit secondaire majoritaire formé était celui de di-addition, montré à

la Figure 2.3. De cette manière, les rendements obtenus pour les produits désirés ont été plutôt faibles

(39-76%).

18 Das, P.; Linert, W. Coord. Chem. Rev. 2016, 311, 1-23.

16

Figure 2.3 Groupements pyrimidine formés suite au couplage de Suzuki-Miyaura et produit secondaire majoritaire formé

2.3.1.2. Substitution nucléophile aromatique

De la même façon que pour les composés QPS, une substitution nucléophile aromatique a été faite

pour obtenir les composés finaux de la famille QPS-pyrimidine (Schéma 2.6), avec l’utilisation de

l’acétonitrile comme solvant. Ces produits ont été préparés, en grande partie, par Elsa Forcellini et

Sophie Boutin.

Schéma 2.6 Substitution nucléophile aromatique menant aux composés QPS-pyrimidine

Tout d’abord, une série de cinq composés (QPS13, QPS14, QPS33, QPS16 et QPS34) (Figure 2.4) a

été préparée avec le groupement pipéridine-sulfamide comportant une chaîne de deux atomes de

carbone n = 2 (6) et la 4,6-dichloropyrimidine (13) seule ou les groupements pyrimidine 14, 15, 16 et

17. La purification sur colonne de silice de ces produits a été assez difficile, compte tenu des impuretés

qui restaient attachées. Ainsi, pour obtenir le niveau de pureté requis pour les essais enzymatiques, il a

fallu faire plus d’une purification, ce qui a entraîné une perte de produit et donc une diminution du

17

rendement. Ce phénomène a été particulièrement éminent pour les composés QPS13-14, avec de

faibles rendements de 7% et 3%, respectivement. La faible quantité de produit obtenue a été

directement envoyée pour les essais enzymatiques et toutes les caractérisations sur ces produits n’ont

pas pu être faites, telles les études RMN et HRMS. Les produits QPS33 et QPS16 ont aussi été

difficiles à purifier et ont été obtenus avec des rendements de 33% et 36%. La molécule QPS34, quant

à elle, a été synthétisée plus commodément avec 74% de rendement.

Figure 2.4 Composés QPS-pyrimidine avec n = 2

Par le même principe, une série de produits a aussi été faite avec le groupement pipéridine-sulfamide

11, pour faire des composés avec une chaîne d’un atome de carbone n = 1. Les composés QPS6-10

ont été obtenus avec les tous groupements pyrimidine préparés au préalable et sont montrés à la

Figure 2.5. Ils ont également de bas rendements, pour la même raison de purifications multiples sur

colonne de silice. Le produit QPS10 a été le plus difficile à obtenir, avec un rendement de 17%, alors

que le composé QPS6 a été atteint plus aisément avec un rendement de 67%.

18

Figure 2.5 Composés QPS-pyrimidine avec n = 1

2.3.2. Activité anticancéreuse

Compte tenu des résultats préliminaires prometteurs obtenus avec les tests antiprolifératifs (voir

Section 3.2.2), nous avons décidé de pousser ces études plus loin en bâtissant une vaste librairie de

composés QPS-pyrimidine. De cette manière, une tendance pourrait être établie entre la structure et

l’activité des molécules.

Lors de la synthèse des composés QPS-pyrimidine pour les essais enzymatiques avec ENPP1, les

rendements obtenus ont été plutôt faibles. Une légère optimisation des conditions réactionnelles a donc

été réalisée pour le couplage de Suzuki-Miyaura et la substitution nucléophile aromatique.

2.3.2.1. Couplage de Suzuki-Miyaura optimisé

Les nouvelles conditions réactionnelles du couplage de Suzuki-Miyaura ont été tirées de la littérature

(Schéma 2.7).19 Il s’est avéré que ces dernières ont montré de meilleurs rendements pour nos

molécules que les conditions précédentes. Le catalyseur qui a été utilisé est l’acétate de palladium (II),

en présence de triphénylphosphine. La base a été changée pour le carbonate de sodium et le solvant a

19 Peng, Z.-H.; Journet, M.; Humphrey, G. Org. Lett. 2006, 8, 395-398.

19

été remplacé par le THF. De plus, la réaction s’est déroulée à une chaleur moins intense que

précédemment et moins de produits secondaires ont été aperçus.

Schéma 2.7 Couplage de Suzuki-Miyaura optimisé

Les résultats préliminaires obtenus sur l’activité antiproliférative des composés QPS-pyrimidine,

préparés au préalable, ont montré que le produit QPS10 est le plus actif (Section 3.2.2). Ce dernier

comporte un groupement tert-butyle en para du phényle et ceci correspond au groupement le plus

volumineux du groupe. Nous avons donc pensé qu’il serait intéressant de synthétiser d’autres

composés avec des groupements plus volumineux, mais aussi de plus petits, à différentes positions sur

le phényle.

Une chimio-thèque de groupements pyrimidine a été bâtie avec différents acides boroniques, dans les

nouvelles conditions réactionnelles (Figure 2.6). Ainsi, des groupements de taille plus importante ont

été faits avec des substituants tels que le naphtalène (22) et le butyle (23), avec des rendements de

73% et 68%, respectivement. De plus petits groupements ont aussi été installés à différentes positions

sur le phényle, tels qu’un atome de fluor (17) ou de chlore (24-26) ou un groupement méthoxyle (20,

21). Des groupements pyrimidine avec des esters en position 4 du phényle ont également été préparés

(27, 28).

20

Figure 2.6 Groupements pyrimidine formés suite au couplage de Suzuki-Miyaura optimisé

Certains composés ont déjà été synthétisés avec les premières conditions réactionnelles du couplage

de Suzuki-Miyaura et il est possible de remarquer que les rendements ont augmenté de 15%, en

moyenne, avec les secondes conditions (Tableau 2.1).

Tableau 2.1 Comparaison des rendements obtenus avec les différentes conditions réactionnelles du couplage de Suzuki-Miyaura

Composé Conditions #1 a Conditions #2 b

14 52% 49%

15 60% 64%

16 69% 72%

17 71% 83%

18 65% 73% a Pd(PPh3)4 (5 mol %), K2CO3, CH3CN, reflux, 2-16 h b Pd(OAc)2 (2 mol %), PPh3 (4 mol %), Na2CO3, THF, 60 °C, 16 h

21

2.3.2.2. Substitution nucléophile aromatique optimisée

À cette étape de la synthèse, les composés étaient moins solubles et il a souvent fallu chauffer pour les

mettre en solution. Ce phénomène a donc rendu certaines réactions plus difficiles. De cette manière, le

solvant a été changé par le DMF, pour la réaction de substitution nucléophile aromatique et les

rendements se sont vus augmenter pour certains composés. Les conditions réactionnelles de la

réaction sont montrées au Schéma 2.8. Toujours dans le but de produire une vaste librairie de

composés QPS-pyrimidine, deux séries ont été préparées à partir des groupements pipéridine-

sulfamide 6 et 11.

Schéma 2.8 Substitution nucléophile aromatique optimisée

La Figure 2.7 montre la première série de composés qui ont été faits à partir des conditions

réactionnelles optimisées pour la substitution nucléophile aromatique. Cette série de molécules a été

préparée avec le groupement pipéridine-sulfamide 11 (n = 1). Dans ce cas-ci, tous les groupements

pyrimidine produits avec la méthode optimisée (14-28) ont été utilisés et ont mené à une banque de 14

molécules QPS-pyrimidine.

22

Figure 2.7 Composés QPS-pyrimidine avec n = 1, obtenus avec la méthode optimisée

Les produits QPS6-10, avaient déjà été synthétisés, mais nous avons voulu comparer les rendements

obtenus avec les conditions réactionnelles précédentes et celles-ci (voir Tableau 2.2). Il est à noter que

les rendements ne sont pas toujours améliorés en employant les nouvelles conditions réactionnelles.

Cependant, il a été remarqué au laboratoire que moins d’impuretés étaient présentes dans le produit

23

brut et donc que les purifications étaient plus pratiques. Le nombre de produits secondaires présents

peut être lié au fait que la réaction ne s’est pas déroulée à reflux dans le DMF. Les conditions

réactionnelles de la substitution nucléophile aromatique optimisée ont donc été conservées pour

synthétiser les composés QPS23-32 et la moyenne des rendements obtenus a été de 48%.

Tableau 2.2 Comparaison des rendements obtenus avec les différentes conditions réactionnelles de la substitution nucléophile aromatique de la série avec n = 1


QPS6 67% 46%

QPS7 58% 58%

QPS8 21% 51%

QPS9 31% 28%

QPS10 17% 51% a K2CO3, CH3CN, reflux, 16 h b K2CO3, DMF, 90 °C, 16 h

La seconde série a été préparée avec le composé 6 (n = 2) et les groupements pyrimidines 14 à 28

(Figure 2.8), sauf le 16, qui n’a pas été refait. En effet, ce groupement mène au composé QPS16, qui a

déjà été synthétisé et testé pour l’activité antiproliférative. Ainsi, pour un gain de temps, nous avons

décidé de ne pas reprendre la synthèse de ce composé, puisqu’il n’y avait plus assez du groupement

pyrimidine correspondant. Les groupements pyrimidine avec les méthoxyles 20 et 21 n’ont pas été

utilisés, non plus, pour créer de nouveaux composés. Indubitablement, ces groupements n’étaient pas

très solubles; il a donc été plus ardu de les utiliser pour une étape de synthèse subséquente. En tout,

11 produits ont été préparés pour la série QPS-pyrimidine avec n = 2. Les molécules QPS14, QPS33 et

QPS34 ont déjà été préparés avec la méthode précédente et les rendements comparés avec les

premières conditions de couplage sont montrés au Tableau 2.3. Il est possible de noter que les

rendements n’ont pas augmentés pour tous les composés, tel qu’il a été montré avec QPS34.

Cependant, les nouvelles conditions de synthèse ont montré une meilleure solubilité des réactifs et la

réaction s’est produite plus facilement. Somme toute, la moyenne des rendements obtenus, suite à

cette réaction de substitution nucléophile aromatique, est de 60%.

Tableau 2.3 Comparaison des rendements obtenus avec les différentes conditions réactionnelles de la substitution nucléophile aromatique de la série avec n = 2


QPS14 3% 51%

QPS33 33% 37%

QPS34 74% 49% a K2CO3, CH3CN, reflux, 16 h b K2CO3, DMF, 90 °C, 16 h

24

Figure 2.8 Composés QPS-pyrimidine avec n = 2, obtenus avec la méthode optimisée

Il est possible de comparer les résultats obtenus avec la substitution nucléophile aromatique optimisée

entre les séries n = 1 et n = 2 (voir Tableau 2.4). De façon générale, les rendements ont été meilleurs

pour la seconde série de molécules.

25

Tableau 2.4 Comparaison des rendements obtenus avec la substitution nucléophile aromatique optimisée entre les séries n = 1 et n = 2

R n = 1 n = 2

4-CF3 46% 51%

H 58% 37%

4-CH3 51% ―

2-F 28% 49%

4-t-Bu 51% 66%

Naphtalène 55% 72%

4-OCH3 34% ―

2-OCH3 40% ―

4-n-Bu 50% 72%

4-Cl 36% 77%

2-Cl 46% 58%

3-Cl 61% 69%

4-CO2CH3 66% 80%

4-CO2CH2CH3 51% 26%

Tous les composés de la nouvelle banque de composés QPS-pyrimidine ont été étudiés pour leur

activité anticancéreuse sur différentes lignées cellulaires cancéreuses. Les résultats sont montrés à la

Section 3.2.3.

2.4. Synthèse du composé QPS-pipérazine

Pour obtenir une meilleure solubilité des produits QPS, nous avons pensé remplacer le groupement

pipéridine par un groupement pipérazine pour obtenir la molécule montrée à la Figure 2.9. En effet, en

ajoutant un atome d’azote, la molécule devient un peu plus polaire et donc potentiellement plus soluble.

Seulement la molécule avec une chaîne carbonée n = 2 a été étudiée, puisque le composé QPS1 a

montré de meilleurs résultats d’inhibition d’ENPP1, par rapport à QPS2. Plusieurs voies de synthèse

ont été essayées et sont présentées dans les sous-sections suivantes.

Figure 2.9 Structure du composé QPS-pipérazine

26

2.4.1. Première stratégie de synthèse

La première stratégie de synthèse menant au composé QPS-pipérazine est décrite à travers le

Schéma 2.9. Elle consiste à coupler la pipérazine (29) directement sur la 4-chloro-6,7-

diméthoxyquinazoline (12) et ensuite additionner le groupement sulfamide 31, préparé préalablement.

La première étape de substitution nucléophile aromatique20 s’est faite sans problème et un rendement

de 76% a été obtenu. Cependant, la préparation du groupement sulfamide 31, montrée au Schéma

2.10, a été quelque peu ardue. Tout d’abord, une réaction de substitution nucléophile de type SN2, à

partir de l’hydrobromure 2-bromoéthan-1-amine (32) et de l’agent de sulfamoylation 4 a été faite dans

les mêmes conditions qu’utilisées précédemment. Par contre, il a fallu faire plusieurs purifications sur

colonne chromatographique pour avoir le produit 33 pur avec un faible rendement de 19%. Ensuite,

l’étape de déprotection du groupement Boc en milieu acide n’a pas semblé fonctionner de façon

quantitative, comme à l’habitude. Il semblait toujours rester un peu de Boc et de dioxane, ce qui a

rendu la caractérisation difficile. Ainsi, le produit 31 a été utilisé tel quel dans la réaction de couplage

avec 30 sans vraiment savoir si c’était le bon. Sans grande surprise, cette réaction n’a pas bien

fonctionné et le produit désiré QPS-pipérazine n’a pas été obtenu.

20 Alafeefy, A. M.; Kadi, A. A.; Al-Deeb, O. A. El-Tahir, K. E. H.; Al-jaber, N. A. Eur. J. Med. Chem. 2010, 45, 4947-4952.

27

Schéma 2.9 Première voie de synthèse menant au composé QPS-pipérazine

Schéma 2.10 Voie de synthèse du groupement sulfamide 31

2.4.2. Deuxième stratégie de synthèse

La deuxième stratégie de synthèse consiste à effectuer la déprotection du Boc sur le groupement

sulfamide 33 une fois que ce dernier est installé sur la pipérazine (29). Par la suite, le groupement

28

pipérazine-sulfamide déprotégé pourra être couplé avec la 4-chloro-6,7-diméthoxyquinazoline (12)

avec la substitution nucléophile aromatique. Cette voie synthétique est montrée à travers les Schéma

2.11 et Schéma 2.12.

La pipérazine (29) a été mise en excès pour être monoprotégée avec un groupement Bn.21 Le

composé 34, obtenu avec 93% de rendement, a été engagé dans une réaction de substitution

nucléophile avec le produit 33, dans les conditions habituelles et le produit 35 a été atteint avec 95% de

rendement. Par la suite, ce dernier a été déprotégé au niveau de l’amine secondaire en retirant le

groupement Bn dans des conditions d’hydrogénolyse typiques. La molécule 36, obtenue de façon

quantitative, a été aussitôt incorporée dans les conditions acides de HCl dans le dioxane (4 M) pour

retirer le groupement Boc de l’amine primaire du sulfamide. Aucune purification n’a été effectuée sur le

produit 37.

Schéma 2.11 Voie de synthèse du groupement pipérazine-sulfamide

21 Peterson, Q. P.; Hsu, D. C.; Goode, D. R.; Novotny, C. J.; Totten, R. K.; Hergenrother, P. J. J. Med. Chem. 2009, 52, 5721-5731.

29

Schéma 2.12 Substitution nucléophile aromatique menant au composé QPS-pipérazine

Avec la molécule 37 en main, la substitution nucléophile aromatique a été effectuée avec la 4-chloro-

6,7-diméthoxyquinazoline (12). Le produit pur ainsi obtenu à 40% n’a pas été celui désiré. En effet, ce

dernier semblait posséder deux groupements quinazolines (Figure 2.10), ce qui expliquerait le faible

rendement. L’étude RMN proton a montrée trois protons de trop dans la région des aromatiques ainsi

que deux groupements méthoxyles en plus. De plus, en spectrométrie de masse en mode ionisation

par électronébuliseur (HRMS-ESI), un pic est obtenu à [M+H]+ = 585,2215, alors que la valeur attendue

est de 397,1653. La première valeur correspond exactement au signal calculé [M+H]+ pour le produit

avec un autre groupement quinazoline. Toutefois, aucune étude plus poussée n’a été effectuée pour

connaître le point d’attache de ce groupement supplémentaire sur la molécule, bien qu’il y ait une

prédisposition pour l’amine primaire du groupement sulfamide.

Figure 2.10 Structure possible du produit obtenu

2.4.3. Troisième stratégie de synthèse

Une troisième stratégie de synthèse a été élaborée pour éviter l’addition d’un groupement quinazoline

indésirable sur la molécule. Le chemin réactionnel est montré dans le Schéma 2.13. La réaction de

substitution nucléophile aromatique avec la 4-chloro-6,7-diméthoxyquinazoline (12) a été faite

directement avec le produit 36, sans exécuter la déprotection du Boc. La molécule 38 a été obtenue

30

avec un rendement de 45%. Par la suite, les conditions typiques de déprotection du Boc ont été

utilisées pour avoir le produit QPS22 sous forme de sel de HCl. Ce dernier a été utilisé tel quel pour les

essais enzymatiques, puisqu’il n’a pas été possible de l’obtenir sous forme neutre.

Schéma 2.13 Voie de synthèse du composé QPS22∙HCl

2.5. Synthèse du composé QPS-triazoline

Entre temps, un autre composé avec un groupement pipérazine a été imaginé, mais cette fois, avec un

groupement triazoline au lieu du sulfamide, et une chaîne carbonée avec n = 1, tel qu’illustré à la

Figure 2.11. Ce nouveau groupement est intéressant en raison de sa structure qui peut s’imbriquer

dans le site de liaison potentiel d’ENPP1 ainsi que des interactions polaires qu’il peut offrir.

31

Figure 2.11 Structure du composé QPS-triazoline

La première étape de la synthèse a été de construire une chaîne hydrazine-carboxylate 42, qui allait

être cyclisée, une fois installée sur le reste de la molécule. Cette synthèse22 est décrite dans le Schéma

2.14.

Schéma 2.14 Synthèse du produit 42

Le chloroacétonitrile (39), disponible commercialement a d’abord été mis en présence de méthanolate

de sodium dans le méthanol anhydre pour obtenir l’intermédiaire réactionnel 40. Le méthyle

hydrazinecarboxylate (41), a ensuite été ajouté pour former le produit désiré 42 avec 85% de

rendement.

22 Yanagisawa, I.; Hirata, Y.; Ishii, Y. J. Med. Chem. 1984, 27, 849-857.

32

Schéma 2.15 Voie de synthèse du composé QPS-triazoline

Le Schéma 2.15 montre le reste de la synthèse envisagée22,23 pour atteindre le produit QPS-triazoline.

Le composé 30, déjà obtenu des travaux de synthèse du composé QPS-pipérazine a subi une réaction

de substitution nucléophile avec le produit 42 pour obtenir le composé 43, avec 53% de rendement.

Par la suite, plusieurs essais ont été faits pour obtenir le produit avec le groupement triazoline, mais

aucun n’a semblé fonctionner. Pour aider la cyclisation de la chaîne hydrazine-carboxylate, il faut

chauffer le produit. Cependant, toutes les expériences qui ont été exécutées ont mené à une

dégradation du produit ou encore à des réactions incomplètes. Un chauffage avec les micro-ondes a

également été expérimenté, mais sans résultat. Le point de fusion du produit 43 a été mesuré et est de

219-228 °C. Ainsi, aucun chauffage n’a été suffisamment élevé pour engendrer la cyclisation de la

chaîne.

D’autres méthodes ont été essayées, mais sans succès. Par exemple, la chaîne hydrazine-carboxylate

42 a été directement cyclisée à sec, mais cela a mené à la dégradation du produit. Aussi, un couplage

entre cette chaîne et la pipérazine 29 a été tenté; nonobstant, la cyclisation ne s’est pas faite.

23 Dorn, C. P.; Finke, P. E.; Hale, J. J.; MacCoss, M.; Mills, S. G.; Shah, S. K.; Chambers, M. S.; Harrison, T.; Ladduwahetty, T.; Williams, B. J. US5719147 (A), 17/02/1998.

33

Entre temps, un site de liaison potentiel dans l’enzyme ENPP1 a été trouvé par amarrage moléculaire

(Section1.2.4). Ce site n’a pas montré de cavité assez grande pour recevoir le groupement triazoline et

les travaux de recherche sur ce composé ont été interrompus.

2.6. Synthèse du composé QPS-fluor

Avec le site de liaison potentiel des composés QPS dans ENPP1, nous nous sommes intéressés à

l’ajout d’un atome de fluor sur le groupement pipéridine, tel que montré à la Figure 2.12. En effet, ce

fluor pourrait engendrer des interactions polaires avec les acides aminés environnants et, ainsi,

augmenter la force de liaison de l’inhibiteur dans le site allostérique.

Figure 2.12 Structure du composé QPS-fluor


Au départ, la stratégie de synthèse employée pour former QPS1 (voir Schéma 2.1) a été envisagée, en

ajoutant une étape de fluoration24 suite à l’obtention du composé 2. Cette réaction consistait à le mettre

en présence de SelectfluorTM et d’acide sulfurique à 50 °C pendant 24 heures. Cependant, ces

conditions n’étaient pas viables en raison du groupement Boc installé sur la molécule 2, comme il est

représenté au Schéma 2.16. Il aurait été possible d’installer un autre groupement protecteur sur l’amine

de 1, comme le carboxybenzyle (Cbz), mais cela aurait nécessité une étape de déprotection

supplémentaire, dans la suite de la synthèse.

24 Liu, J.; Chan, J.; Bryant, C. M.; Duspara, P. A.; Lee, E. E.; Powell, D.; Yang, H. ; Liu, Z.; Walpole, C.; Roberts, E.; Batey, R. A., Tetrahedron Lett. 2012, 53, 2971-2975.

34

Schéma 2.16 Première stratégie de synthèse problématique du composé QPS-fluor


Une autre voie de synthèse a donc été trouvée pour installer un atome de fluor sur la pipéridine et est

présentée au Schéma 2.17.

Schéma 2.17 Voie de synthèse menant au groupement 3-fluoropipéridine-sulfamide

35

La première étape de protection de l’hydrochlorure de 4-pipéridone monohydratée 1 s’est faite de la

même façon que précédemment pour obtenir le produit 2. Ensuite, en deux étapes, il a été possible

d’installer l’atome de fluor. Tout d’abord, le carbonyle a été activé sous forme d’éther d’énol silylé,25

puis une réaction de fluoration électrophile en alpha a été engendrée par l’ajout de SelectfluorTM. Le

composé 44 a ainsi été atteint avec un rendement combiné de 93%, sur deux étapes. Le reste de la

synthèse a été effectué dans les mêmes conditions que celles utilisées pour la confection du composé

pipéridine-sulfamide 6. Le produit 45 a été obtenu avec 97% de rendement, suite à la réaction

d’oléfination, alors que la réduction de l’acrylonitrile et la substitution nucléophile de type SN2 ont mené

au produit 46 à 66%, en deux étapes. Finalement, le groupement pipéridine-sulfamide fluoré 47 a été

obtenu quantitativement, suite aux réactions de déprotection des groupements Boc.

L’étape finale consistait à faire la substitution nucléophile aromatique, dans les conditions standards,

comme il est montré dans le Schéma 2.18.

Schéma 2.18 Substitution nucléophile aromatique menant au composé QPS-fluor

Le produit qui a été récupéré suite à cette réaction ne contenait pas d’atome de fluor. En effet, toutes

les caractérisations qui ont été effectuées portent à croire que l’atome de fluor s’est détaché dans une

étape de synthèse antérieure. Ainsi le composé 47 tel qu’illustré n’a jamais été obtenu. Cependant,

comme beaucoup de réactions se sont faites les unes à la suite des autres, sans purification, la perte

de l’atome de fluor n’avait pas été remarquée avant. En repassant sur chacune des étapes, les

spectres RMN 19F se sont vus se détériorer à partir de l’étape d’hydrogénation menant au produit 46,

probablement en raison d’une hydrogénolyse de la liaison carbone-fluor. D’autres conditions

réactionnelles plus douces ont été essayées pour réduire l’acrylonitrile 45 et sont présentées à la

Section 2.6.3 ci-dessous.

25 Corminboeuf, O.; Pozzi, D. WO 2013171694 A1, 21/11/2013.

36


En dépit d’utiliser des conditions réactionnelles avec le Nickel de Raney pour réduire l’acrylonitrile, une

méthode alternative, plus douce, a été pensée et est illustrée dans le Schéma 2.19. La première étape

de la réduction consistait à réduire seulement la double liaison du produit 45, par hydrogénation dans

l’acétonitrile avec le palladium sur charbon, comme catalyseur.26 Le composé 48 a été obtenu avec un

rendement de 70%. La réduction du nitrile en amine a été faite à l’aide du borane27 et la molécule 49 a

été atteinte. Aucune purification n’a été effectuée et la réaction de substitution nucléophile avec l’agent

de sulfamoylation 4 s’est faite directement sur le produit brut. Malheureusement, le composé désiré 46

n’a pas été obtenu. De cette manière, les travaux de recherche pour synthétiser le composé QPS-fluor

ont été arrêtés, puisqu’aucune méthode ne paraissait viable.

Schéma 2.19 Alternative envisagée pour la réduction de l’acrylonitrile 45

2.7. Modification des groupements méthoxyles

Afin de combler la cavité hydrophobe du site de liaison potentiel qui a été trouvé dans ENPP1, nous

avons pensé modifier les groupements méthoxyles présents sur la quinazoline. Pour de meilleures

26 Martinet, P.; Sauvetre, R.; Normant J.-F. J. Fluorine Chem. 1991, 52, 419-432. 27 Venkatachalam, T. K.; Uckun F. M. Synth. Commun. 2004, 34, 2463-2472.

37

interactions, seul le méthoxyle en position 7 pouvait être allongé, compte tenu de l’espace disponible

dans la cavité.

Plusieurs voies de synthèse ont été testées et sont présentées dans les sections suivantes.


La première stratégie de synthèse consistait d’abord à obtenir le produit intermédiaire qui contient des

groupements hydroxyles à la place des méthoxyles. De cette manière, les deux hydroxyles sont

différenciés par leurs propriétés. En effet, celui à la position 7 devrait être plus nucléophile, alors que

celui à la position 6 devrait être plus acide, tel que montré à la Figure 2.13.

Figure 2.13 Différenciation des groupements hydroxyles de l’intermédiaire 50

Pour obtenir l’intermédiaire 50, les méthoxyles de la 4-chloro-6,7-diméthoxyquinazoline (12) ont subi un

clivage avec l’acide bromhydrique28 via une substitution nucléophile de type SN2, tel que montré dans

le Schéma 2.20.

Schéma 2.20 Clivage des méthoxyles

Avec l’intermédiaire 50 en main, obtenu avec 98% de rendement, il était alors possible de confirmer

notre hypothèse sur les différents groupements hydroxyles en pratiquant deux réactions bien distinctes

sur chacun d’eux (voir Schéma 2.21).

28 Ishihara, A.; Kojima, K.; Fujita, T.; Yamamoto, Y.; Nakajima, H. Biosci. Biotechnol. Biochem. 2014, 78, 1975-1983.

38

Schéma 2.21 Différenciation des groupements hydroxyles de la molécule 50

D’un côté, une méthylation de l’hydroxyle en position 6 a été tentée avec l’hydrure de sodium et

l’iodométhane en vue d’obtenir le produit 51. Cependant, cette réaction n’a pas fonctionné. De l’autre

côté, une protection de l’hydroxyle en position 7 a été expérimentée. Les groupements protecteurs

(GP) méthoxyméthyle (MOM) ou pivaloyle (Piv) ont été utilisés avec la N,N-diisopropyléthylamine

(DIPEA) ou la triéthylamine (Et3N),29 respectivement. Dans les deux cas, l’intermédiaire 50 a semblé

accueillir trois GP, soit un sur chaque groupement hydroxyle et un autre sur un azote. De plus, l’étape

du clivage des méthoxyles n’était donc probablement pas tout à fait au point et a porté à croire que

l’acide bromhydrique a engendré une protonation d’un des azotes de la 4-chloro-6,7-

diméthoxyquinazoline (12).


La deuxième stratégie de synthèse s’est intéressée principalement à l’hydrolyse30 de la 4-chloro-6,7-

diméthoxyquinazoline (12), pour obtenir la 6,7-diméthoxyquinazolin-4(3H)-one (52), déjà connue de la

littérature. La réaction a été faite avec l’hydroxyde de potassium, dans un mélange d’eau et de THF, à

75 °C (voir Schéma 2.22). Le produit 52 a alors été atteint avec un rendement de 95%. Ensuite, le

clivage des méthoxyles a été pratiqué avec les mêmes conditions présentées auparavant. Le composé

53 a été obtenu de façon très propre avec un rendement de 98%.

Schéma 2.22 Hydrolyse et clivage des méthoxyles

La même comparaison a été faite entre les deux groupements hydroxyles en position 6 et 7. Le

Schéma 2.23 montre la protection sélective de l’hydroxyle le plus nucléophile en position 7 avec un

groupement Piv pour obtenir le composé 54.29 Cependant, cette réaction n’a pas fonctionné comme

29 Harris, C. S.; Hennequin, L. F.; Willerval, O. Tetrahedron Lett. 2009, 50, 1600-1602. 30 Connolly, T. J.; Matchett, M.; Sarma, K. Org. Process Res. Dev. 2005, 9, 80-87.

39

prévu et les deux groupements hydroxyles ont été protégés. Avec cette réaction, il a été tout de même

possible de conclure que la première stratégie de synthèse menait à un produit de triple protection et

donc qu’un azote avait été protoné lors du clivage avec l’acide bromhydrique. Ainsi, en passant par un

groupement acétamide, l’amine ne réagit plus.

Schéma 2.23 Différenciation des groupements hydroxyles de la molécule 53

La réactivité de l’hydroxyle le plus acide en position 6 a été vérifiée avec la même réaction avec

l’hydrure de sodium et l’iodométhane. Toutefois, les mêmes résultats ont été observés et aucune

formation du produit désiré 55 n’a été démontrée.


La différenciation des groupements hydroxyles des molécules 50 et 53 n’a pas été possible dans les

conditions essayées avec les première et deuxième stratégies de synthèse. Une troisième a donc été

pensée, afin de pouvoir modifier les groupements méthoxyles sur les inhibiteurs d’ENPP1. La voie

réactionnelle montrée dans le Schéma 2.24 a été inspirée de la littérature.31

Schéma 2.24 Voie de synthèse utilisant la DL-méthionine

Au départ, la molécule 52 déjà synthétisée a été impliquée dans une réaction de déméthylation de la

position 7 avec la DL-méthionine et l’acide méthylsulfonique, en passant par un mécanisme de type

31 Chandregowda, V.; Kush, A.K.; Reddy, G. C. Eur. J. Med. Chem. 2009, 44, 3046-3055.

40

push-pull.32 Le composé 55 a alors été obtenu avec un rendement de 85%, sans purification. Par la

suite, l’hydroxyle libéré a été protégé avec un groupement acétyle (Ac) à l’aide de l’anhydride acétique

et de la pyridine, pour obtenir le produit 56, à 78%. Finalement, ce dernier a été soumis à une réaction

de chloration avec le chlorure de thionyle et le produit 57 a été atteint avec un rendement de 80%.

Les étapes restantes pour arriver à un inhibiteur potentiel d’ENPP1 seraient d’attacher le groupement

pipéridine-sulfamide 6 sur 57 et de retirer l’acétyle pour le remplacer par une chaîne alkyle, tel que

montré dans le Schéma 2.25.31

Schéma 2.25 Voie de synthèse envisagée pour l’obtention de nouveaux inhibiteurs potentiels d’ENPP1 avec une modification des groupements méthoxyles

Un couplage entre 6 et 57 a déjà été tenté, mais aucun résultat prometteur n’a encore été obtenu. Le

produit semblait se dégrader, au cours de la réaction. Il serait donc intéressant de trouver des

conditions réactionnelles plus douces pour permettre cette réaction de substitution nucléophile.

32 Kiso, Y.; Nakamura, S.; Ito, K.; Ukawa, K.; Kitagawa, K.; Akita, T.; Moritoki, H. J. Chem. Soc., Chem. Commun. 1979, 971-972.

41

La chaîne alkyle R sur le composé 60 pourrait être un groupement éthyle. Ainsi, la plus longue chaîne

devrait mieux combler la cavité hydrophobe du site de liaison potentiel trouvé par Xavier Barbeau. Un

groupement propyle, quant à lui, risquerait d’être trop long.

La suite de cette synthèse a été confiée à Elsa Forcellini.

43

Chapter 3 – Résultats biologiques

3.1. Essais enzymatiques avec ENPP1

Tous les essais enzymatiques ont été réalisés par les membres du groupe de recherche du Dr Patrick

Mathieu, à l’Institut Universitaire de cardiologie et de pneumologie de Québec.

3.1.1. Procédure

L'évaluation de l'effet des composés des familles QPS sur ENPP1-humain et ENPP1-souris a été

réalisée avec le para-nitrophényle thymidine 5’-monophosphate (pNP-TMP).8 Les essais se sont

déroulés à 37 °C dans 0,2 mL d’une solution d’incubation. Cette dernière avait la composition

suivante : 1 mM CaCl2, 140 mM NaCl, 5 mM KCl et 50 mM trishydroxyméthylaminométhane (Tris), à un

pH 8,5 avec ou sans composé QPS (50, 100, 500 et 1000 nM). La réaction a été initiée par l’ajout

d’ENPP1-humain à la solution d’incubation contenant le pNP-TMP à différentes concentrations (25, 50,

100 et 200 M). Le milieu a ensuite été incubé pendant 60 minutes et la production de para-nitrophénol

a été mesurée à 410 nm.

Le type d’inhibition a été déterminé par des tests de compétition et le niveau d’inhibition a été exprimé

en pourcentage d’inhibition. La valeur de la constante d’inhibition (Ki) a été calculée en reportant les

données des expériences indépendantes en utilisant le logiciel Sigmaplot 12.3 (Systat Software Inc.,

CA, USA). Les résultats ont été présentés à l'aide de diagrammes de Dixon.

3.1.2. Résultats

Avant mon arrivée au laboratoire, les composés QPS1 et QPS2, synthétisés par Elsa Forcellini, ont été

soumis aux tests d’inhibition. Ils sont montrés à la Figure 3.1. Les résultats qui ont été obtenus pour

QPS1 sont montrés à la Figure 3.2. Ce composé a un pourcentage d’inhibition de 84% à 1000 nM et

200 M de pNP-TMP. Il a une valeur de Ki de 59,3 nM et le diagramme de Dixon démontre qu’il s’agit

d’un inhibiteur non compétitif. Le composé QPS2 est légèrement moins actif pour l’inhibition d’ENPP1

et a un pourcentage d’inhibition de 77% à 1000 nM et 200 M de pNP-TMP (Figure 3.3). Il s’agit

également d’un inhibiteur non compétitif avec une valeur de Ki de 110,4 nM.8

44

Figure 3.1 Structure des composés QPS1-2

Figure 3.2 (A) Pourcentage d’inhibition d’ENPP1 de QPS1; (B) Diagramme de Dixon de QPS1

Figure 3.3 (A) Pourcentage d’inhibition d’ENPP1 de QPS2; (B) Diagramme de Dixon de QPS2

Les résultats des essais enzymatiques avec ENPP1 des composés de la famille QPS-pyrimidine sont

montrés dans le Tableau 3.1 et leur structure est rappelée dans la Figure 3.4. Une inhibition

négligeable a été remarquée avec tous les composés (QPS6, QPS7, QPS8, QPS9, QPS10, QPS13 et

45

QPS14). Seuls les composés avec la chaîne carbonée à deux carbones (QPS13 et QPS14) ont montré

une infime inhibition. Le composé QPS13 offre un pourcentage d’inhibition de 1,4% à une

concentration de 100 nM et 100 M de pNP-TMP et de 0% à une concentration de 1000 nM et 100 M

de pNP-TMP. Le composé QPS14 possède un pourcentage d’inhibition négligeable de 0,1% à une

concentration de 100 nM et 100 M de pNP-TMP et de 2,7% à une concentration de 1000 nM et 100

M de pNP-TMP. La conformation de ces composés peut expliquer l’absence quasi totale d’inhibition,

puisque le groupement pyrimidine ne peut s’insérer dans la cavité hydrophobe du site de liaison

potentiel trouvé par amarrage moléculaire, par Xavier Barbeau (Section 1.2.4).

Tableau 3.1 Résultats d’inhibition d’ENPP1-humain pour la famille QPS-pyrimidine*

Composé % inhibition

(100 nM) % inhibition (1000 nM)

QPS6 ― ―

QPS7 ― ―

QPS8 ― ―

QPS9 ― ―

QPS10 ― ―

QPS13 1,4 ―

QPS14 0,1 2,7

* 100 M pNP-TMP


Le composé QPS-pipérazine sous forme de sel de HCl, QPS22, a un pourcentage d’inhibition de 16%,

à une concentration de 1000 nM et 100 M pNP-TMP (Tableau 3.2). Ce résultat est intriguant, puisque

ce composé présente la même structure que QPS1, mais avec un groupement pipérazine au lieu du

groupement pipéridine. Le composé QPS1 présente, pour sa part, un pourcentage d’inhibition de 84%

à une concentration de 1000 nM et à 200 M de pNP-TMP.8 L’écart de pourcentage d’inhibition peut

être expliqué par quelques facteurs. Par exemple, le fait que QPS22 soit sous forme de sel de HCl rend

le composé moins soluble et pourrait aussi changer les interactions du composé avec le site de liaison

46

potentiel sur ENPP1. En effet, des interactions polaires non désirées peuvent provoquer une diminution

de l’interaction de QPS22 avec le site de liaison potentiel et ainsi diminuer le pourcentage d’inhibition.

Aussi, le composé peut faire des ponts hydrogène intramoléculaires qui changent sa conformation et,

par le fait même, ses interactions avec ENPP1.

Tableau 3.2 Résultats d’inhibition d’ENPP1-humain pour la famille QPS-pipérazine*

Composé % inhibition

(100 nM) % inhibition (1000 nM)

QPS22∙HCl 7 16

* 100 M pNP-TMP

Figure 3.5 Structure du composé QPS22∙HCl

3.2. Tests antiprolifératifs

Dans cette section, les résultats des tests antiprolifératifs faits sur les composés de la famille QPS-

pyrimidine seront présentés. Tous les essais enzymatiques ont été réalisés par les membres du groupe

de recherche du Dr René C.-Gaudreault, au Centre de recherche du CHU de Québec, à l’Hôpital Saint-

François d’Assise.

3.2.1. Procédure

La procédure utilisée pour les tests antiprolifératifs est celle recommandée par le National Cancer

Institute par son programme de criblage de molécules,33 avec de légères modifications. Elle est

brièvement décrite dans les prochaines sections.

33 National Cancer Institute (NCI/NIH), Developmental therapeutics program human tumor cell line screen, URL : https://dtp.cancer.gov/discovery_development/nci-60/methodology.htm, (accédé le 27/01/2016).

https://dtp.cancer.gov/discovery_development/nci-60/methodology.htm


47

3.2.1.1. Culture des lignées cellulaires cancéreuses

Les tests antiprolifératifs ont été faits sur quatre différentes lignées cellulaires cancéreuses, soient les

HT-29, HT-1080, M21 et MCF-7 (Tableau 3.3). Les lignées HT-29, HT-1080 et MCF-7 ont été acquises

à l’American Type Culture Collection (Manassas, VA), alors que les M21 proviennent du laboratoire du

Dr David Cheresh (University of California, San Diego School of Medicine, ÉU). La culture des lignées

cellulaires cancéreuses a été effectuée dans le milieu de culture DMEM (Dulbecco’s Modified Eagle’s

Medium) contenant du bicarbonate de sodium, une haute concentration de glucose, de la glutamine et

du pyruvate de sodium (Hyclone, Logan, UT). Un supplément de 5% de sérum de veau fœtal

(Invitrogen, Burlington, ON) a été ajouté au milieu, qui a ensuite été maintenu à 37 °C dans une

atmosphère à humidité saturée contenant 5% de CO2. Ce dernier sert à maintenir le pH du milieu en

agissant comme tampon.

Tableau 3.3 Lignées cellulaires cancéreuses

Lignée cellulaire Type de cancer

HT-1080 Fibrosarcome humain

HT-29 Adénocarcinome du côlon grade II

M21 Mélanome de la peau

MCF-7 Carcinome du sein

3.2.1.2. Essais antiprolifératifs

Dans des plaques microlitres à 96 puits, 100 L d’une suspension de HT-29 ou HT-1080, M21 et MCF-

7 dans le DMEM ont été ajoutés et les lignées cellulaires cancéreuses y ont incubé pendant 24 heures.

Ensuite, les molécules en solution dans le DMSO ont été diluées en série dans le DMEM et des

aliquotes de 100 L ont été ajoutées aux lignées cellulaires cancéreuses. La variation de concentration

des composés en solution change de 100 M à 50 nM pour les essais avec HT-29 et M21 et de 50 M

à 20 nM pour ceux avec les MCF-7. Les plaques ont été incubées pendant 48 heures. La croissance

cellulaire a été arrêtée avec différents lavages des plaques. Par la suite, 75 L d’une solution de

sulforhodamine B (SRB), 0,1% m/v dans 1% d’acide acétique a été ajoutée aux puits et les plaques ont

été incubées pendant 15 minutes à la température ambiante. L’excès de teinture SRB a été retiré par

lavages des plaques. Ces dernières ont été lues à une longueur d’onde de 530-568 nm avec un

spectromètre microplaque Quant Universal (Biotek, Winooski, VT). Finalement, les lectures obtenues

des cellules traitées avec les molécules ont été comparées avec celles du contrôle. Le pourcentage

d’inhibition de croissance a été calculé pour chacune d’elles. Chaque expérience a été effectuée en

48

triplicata et les essais n’étaient considérés comme valides que si l’écart entre ces derniers était de

moins de 10%.

3.2.2. Résultats préliminaires

Des essais préliminaires ont été effectués sur certains composés déjà préparés pour le projet des

inhibiteurs d’ENPP1. Nous avons testé 12 molécules, dont le composé QPS1 qui nous sert de

référence, depuis les débuts du premier projet, ainsi que des composés des familles QPS-styryle et

QPS-pyrimidine. Les composés de la famille QPS-styryle, des dérivés du composé QPS1 avec une

chaîne styryle en position 2 de la quinazoline, ont été synthétisés par Elsa Forcellini et Sophie Boutin.

L’inhibition de croissance médiane (IC50), l’inhibition totale de croissance (ITC) et la concentration létale

médiane (CL50) de chaque composé ont été calculées pour les lignées cellulaires cancéreuses HT-

1080, M21 et MCF-7. Les résultats pour les composés des familles QPS et QPS-styryle sont montrés

dans le Tableau 3.4 et leurs structures se trouvent à la Figure 3.6. À la lumière des résultats, il est

possible de remarquer les molécules testées présentent une activité antiproliférative de l’ordre du

micromolaire (M). Le composé QPS1 n’offre pas une forte activité, puisque la plupart des valeurs des

paramètres IC50, ITC et CL50 sont de plus de 200,0 M.

Tableau 3.4 Résultats préliminaires (M, ± 5%) pour les familles QPS et QPS-styryle

Composé Lignée cellulaire IC50 ITC CL50

QPS1

HT-1080 70,1 > 200,0 > 200,0

M21 > 200,0 > 200,0 > 200,0

MCF-7 114,6 > 200,0 > 200,0

QPS3

HT-1080 9,7 23,8 > 200,0

M21 10,0 26,5 > 200,0

MCF-7 8,8 24,4 > 200,0

QPS4

HT-1080 16,2 45,4 > 200,0

M21 36,2 > 200,0 > 200,0

MCF-7 30,3 77,4 > 200,0

QPS11

HT-1080 31,0 > 200,0 > 200,0

M21 > 200,0 > 200,0 > 200,0

MCF-7 32,4 > 200,0 > 200,0

QPS12

HT-1080 11,0 > 200,0 > 200,0

M21 > 200,0 > 200,0 > 200,0

MCF-7 11,7 > 200,0 > 200,0

QPS15

HT-1080 5,0 11,0 14,1

M21 5,0 10,3 15,6

MCF-7 4,9 12,0 18,9

49

Figure 3.6 Structure des composés des familles QPS et QPS-styryle

Les composés de la famille QPS-styryle (QPS3, QPS4, QPS11, QPS12 et QPS15) disposent, quant à

eux, d’une activité antiproliférative intéressante. Le composé QPS3 comporte un simple groupement

styryle et semble réagir de la même façon sur chacune des lignées cellulaires cancéreuses étudiées.

Le fait d’augmenter le volume du groupement, comme dans le cas du QPS4, augmente légèrement les

valeurs d’IC50, ce qui diminue l’activité antiproliférative. Les composés QPS11 et QPS12 montrent que

la position d’un hétéroatome dans le cycle du styryle a un impact sur l’IC50. En effet, il y a une

sélectivité pour les lignées cellulaires cancéreuses HT-1080 et MCF-7. De plus, lorsqu’un atome

d’azote est placé en position para du vinyle (QPS12), les valeurs d’IC50 diminuent par rapport à lorsqu’il

est en position ortho du vinyle (QPS11). Cependant, si un hétéroatome est fixé sur le phényle du

groupement styryle, le composé devient alors très actif. C’est le cas du composé QPS15, qui peut être

considéré comme cytotoxique étant données les faibles valeurs d’ITC et de CL50.

50

Tableau 3.5 Résultats préliminaires (M, ± 5%) pour la famille QPS-pyrimidine

Composé Lignée cellulaire IC50 ITC CL50

QPS6

HT-1080 40,0 91,8 134,5

M21 46,0 97,4 142,2

MCF-7 56,0 121,6 171,7

QPS7

HT-1080 154,5 > 200,0 > 200,0

M21 > 200,0 > 200,0 > 200,0

MCF-7 163,0 > 200,0 > 200,0

QPS8

HT-1080 111,5 > 200,0 > 200,0

M21 129,6 > 200,0 > 200,0

MCF-7 112,2 > 200,0 > 200,0

QPS9

HT-1080 85,3 > 200,0 > 200,0

M21 81,7 > 200,0 > 200,0

MCF-7 94,5 > 200,0 > 200,0

QPS10

HT-1080 19,3 45,7 63,1

M21 23,6 45,1 64,1

MCF-7 29,0 54,4 84,1

QPS16

HT-1080 100,2 196,0 > 200,0

M21 101,1 195,7 > 200,0

MCF-7 87,1 > 200,0 > 200,0


Les composés de la famille QPS-pyrimidine ont également une activité antiproliférative prometteuse

(Tableau 3.5). En effet, plus les groupements en para du phényle sont volumineux, plus la valeur d’IC50

est faible, ce qui implique une meilleure réponse antiproliférative sur les lignées cellulaires

cancéreuses. Le composé QPS10 montre les meilleurs résultats de la famille QPS-pyrimidine.

Cependant, la longueur de la chaîne de carbone entre les groupements sulfamide et pipéridine ne

semble pas avoir un impact sur l’activité antiproliférative des composés.

La famille de composés QPS-pyrimidine présente une activité antiproliférative encourageante, ce qui

nous a poussés à approfondir les recherches pour établir une tendance entre la structure des

composés et l’activité antiproliférative. Suite à une légère optimisation de la méthode pour l’étape du

couplage de Suzuki et de la substitution nucléophile aromatique, une bibliothèque de 27 nouveaux

51

composés a été bâtie (Section 2.3.2.2). Les résultats sur leur activité antiproliférative sont présentés à

la section suivante.

3.2.3. Activité antiproliférative de la famille QPS-pyrimidine

Les composés issus de la synthèse optimisée de la famille QPS-pyrimidine ont été soumis aux essais

antiprolifératifs. La valeur d’IC50 a été calculée pour chaque composé et les résultats sont montrés dans

le Tableau 3.6. Quelques composés avaient déjà été testés, lors des études préliminaires, tels que

QPS6, QPS7, QPS8, QPS9 et QPS10. La synthèse de ces derniers a été refaite avec la méthode

optimisée. Seulement le composé QPS16 n’a pas été fait de nouveau, pour une question de gain de

temps.

52

Tableau 3.6 IC50 (M, ± 5%) des composés de la famille QPS-pyrimidine

Composé HT-29 M21 MCF-7

QPS6 29,1 43,1 22,5

QPS7 100,0 100,0 34,3

QPS8 33,9 71,0 30,6

QPS9 80,4 100,0 48,5

QPS10 8,9 19,3 19,7

QPS23 6,8 6,6 12,1

QPS25 100,0 100,0 35,3

QPS26 100,0 100,0 10,1

QPS27 37,7 50,3 25,5

QPS29 100,0 100,0 62,4

QPS30 47,5 62,5 47,1

QPS28 15,2 47,2 21,8

QPS31 22,9 14,1 17,7

QPS32 5,7 5,0 4,1

QPS33 66,5 100,0 53,2

QPS34 51,8 81,8 100,0

QPS14 22,6 34,8 15,2

QPS35 10,3 18,4 13,1

QPS36 3,5 1,8 5,9

QPS38 30,5 45,2 19,7

QPS40 52,9 93,9 44,8

QPS41 31,6 50,7 31,2

QPS39 13,3 15,1 11,3

QPS42 19,6 19,6 17,6

QPS43 6,8 9,0 6,2


Les nouveaux composés de la famille QPS-pyrimidine possèdent des valeurs d’IC50 de l’ordre du M,

tout comme les autres composés testés précédemment. Il est possible de remarquer qu’il y a une

légère différence entre les résultats des composés QPS6, QPS7, QPS8, QPS9 et QPS10 pour les

53

essais préliminaires (Tableau 3.5) et ces essais (Tableau 3.6). Ceci peut être expliqué, entre autres,

par le fait que les molécules n’étaient pas issues de la même synthèse, ce qui pourrait faire varier la

pureté des composés. Aussi, les solutions de ces derniers n’ont probablement pas été gardées dans

les mêmes conditions. Tous ces facteurs peuvent faire changer les résultats des tests d’activité

antiproliférative. Somme toute, les valeurs d’IC50 restent dans le même ordre de grandeur et donc, les

résultats sont considérés comme valides.

Les composés montrant la meilleure activité antiproliférative sont ceux qui portent un groupement plus

volumineux sur le phényle de la partie pyrimidine. Effectivement, QPS23, QPS32, QPS36 et QPS43

présentent tous des valeurs d’IC50 de moins de 10 M. Cependant, il ne semble pas y avoir d’impact

sur l’activité antiproliférative selon qu’il y ait un ou deux atomes de carbone entre le groupement

sulfamide et le groupement pipéridine des composés.

Il est aussi possible de remarquer que certaines molécules sont sélectives pour une lignée cellulaire

cancéreuse. C’est le cas pour QPS7, QPS9, QPS25, QPS26, QPS29 et QPS34. Les composés de la

série avec un atome de carbone entre le groupement sulfamide et le groupement pipéridine montrent

une sélectivité pour la lignée cellulaire cancéreuse MCF-7. Le produit QPS34, de la série avec deux

atomes de carbone entre les groupements sulfamide et pipéridine montre, quant à lui, une sélectivité

pour la lignée cellulaire cancéreuse HT-29. Malheureusement, aucune étude plus poussée sur le

mécanisme d’action n’a encore été réalisée afin de savoir pourquoi il en est ainsi.

De façon plus générale, plus un groupement chlorure s’éloigne de la pyrimidine, plus le composé a une

meilleure activité antiproliférative, toutes lignées cellulaires cancéreuses confondues. En effet, les

composés QPS27, QPS29 et QPS30 (n = 1) et les composés QPS38, QPS40 et QPS41 (n = 2)

démontrent ce phénomène. Les produits ayant le groupement chlorure en position ortho ont de plus

grandes valeurs d’IC50 que ceux dont ce groupement est en position para. Cependant, le fait de

changer le chlorure, par un élément plus électronégatif, tel que le fluor (QPS9, QPS34), n’a pas

vraiment d’impact sur l’activité antiproliférative.

Pour ce qui est de la substitution d’un groupement méthyle (QPS8) pour un groupement

trifluorométhyle (QPS6), l’augmentation d’électronégativité semble affecter les cellules des lignées M21

et MCF-7. Il est possible de remarquer la diminution des valeurs d’IC50 de ces dernières.

55

Chapter 4 – Conclusion

4.1. Conclusion générale

Le premier projet multidisciplinaire portait sur les inhibiteurs d’ENPP1. Plusieurs familles de composés

QPS ont été synthétisées, dont les QPS-pyrimidine et les QPS-pipérazine.

Le projet ayant débuté avant mon arrivée au sein du laboratoire Paquin, la voie de synthèse de base

pour les composés QPS avait déjà été faite par Elsa Forcellini. Ainsi, j’ai pu utiliser sa méthode du

groupement pipéridine-sulfamide avec n = 1 ou 2 pour obtenir les produits QPS-pyrimidine. Un

couplage de Suzuki-Miyaura a été effectué entre la 4,6-dichloropyrimidine (13) et différents acides

boroniques pour produire différentes molécules. Cependant, aucune inhibition d’ENPP1 n’a été

observée avec cette famille. Ceci est dû au fait que la conformation qu’adoptent ces composés n’est

pas adéquate pour le site de liaison potentiel qui a été trouvé par la méthodologie SILCS.

Le composé QPS-pipérazine a été obtenu sous forme de sel de HCl et n’a pas présenté, non plus, une

bonne inhibition de l’enzyme ENPP1.

Les produits des familles QPS-triazoline et QPS-fluor n’ont pas été atteints. La chaîne triazole du

premier n’a pas été cyclisée avec succès, tandis que le fluor du second semblait se détacher de la

molécule pendant une étape d’hydrogénolyse.

Enfin, la modification des groupements méthoxyles de la quinazoline est toujours en cours. Une

première voie de synthèse prometteuse a été commencée. Celle-ci débute par une déméthylation avec

la méthionine de la 6,7‐diméthoxy‐3,4‐dihydroquinazolin‐4‐one. D’autres travaux de recherche sont

encore nécessaires pour réaliser le couplage entre le groupement quinazoline transformé et le

groupement pipéridine-sulfamide.

Le deuxième projet portait, sur l’activité antiproliférative des composés de la famille QPS-pyrimidine.

Une bibliothèque de nouvelles molécules a été bâtie, suite aux résultats des essais antiprolifératifs

encourageants de l’ordre du micromolaire qui ont été obtenus sur les premiers composés. Ces essais

ont été réalisés sur les lignées cellulaires cancéreuses HT-1080 ou HT-29, M21 et MCF-7. Une légère

optimisation a été exécutée pour le couplage de Suzuki-Miyaura, en employant de nouvelles conditions

réactionnelles. De même, le solvant de la substitution nucléophile aromatique a été changé pour le

DMF et de meilleurs rendements ont été observés, pour la plupart des nouveaux produits.

56

De façon générale, les composés montrant la meilleure activité antiproliférative sont ceux qui portent

un groupement plus volumineux sur le phényle de la partie pyrimidine. Certains montrent une valeur

d’IC50 de moins de 10 M. De plus, certaines molécules sont sélectives pour une lignée cellulaire

cancéreuse. Les composés de la série avec n = 1 montrent une sélectivité pour la lignée cellulaire

cancéreuse MCF-7. Le produit QPS34, de la série avec n = 2 montre, quant à lui, une sélectivité pour

la lignée cellulaire cancéreuse HT-29.

4.2. Perspectives et travaux futurs

Afin de compléter ma partie de recherche sur le projet des inhibiteurs d’ENPP1, quelques points restent

encore à être accomplis. Tout d’abord, il serait intéressant de trouver une voie de synthèse pour mener

au produit QPS-pipérazine pur. Ainsi, il serait possible de comparer son activité avec QPS1 et de

vérifier si la solubilité du produit est meilleure. Ensuite, la voie de synthèse du composé QPS-fluor

pourrait être changée afin de garder l’atome de fluor en place, lors des transformations subséquentes.

On pourrait alors vérifier si cet élément occasionne des interactions électrostatiques non-covalentes

avec le site de liaison potentiel d’ENPP1. Par la suite, il reste encore le groupement sulfamide qui n’a

pas été modifié; un autre groupement pourrait être installé afin de créer de bonnes liaisons polaires

avec le site de liaison potentiel. Finalement, il faut encore étudier l’effet de la modification des

groupements méthoxyles de la quinazoline. On estime présentement qu’un groupement éthoxyle sur la

position 7 comblerait davantage la cavité hydrophobe du site de liaison potentiel. De plus, si cette

hypothèse s’avère exacte, cela pourrait supporter davantage le site de liaison d’ENPP1 trouvé par la

méthodologie SILCS.

La suite du second projet serait d’étudier le mécanisme d’action des composés QPS-pyrimidine dans

les cellules cancéreuses. La compréhension de ce mécanisme pourrait alors guider la structure de la

molécule et une plus grande activité antiproliférative pourrait être observée.

57

Chapter 5 – Experimental section

5.1. General information

The following includes experimental procedures and spectroscopic information for the new compounds

prepared. All reactions were carried out under a nitrogen atmosphere and dry solvents were used only

if it is mentioned. Thin-layer chromatography (TLC) analysis of reactions was performed using Silicycle

coated silica gel 60 Å F254 TLC plates and read under UV light (254 or 265 nm). Flash column

chromatography was carried out on Silicycle silica gel 60 Å, 230 × 400 mesh. Automatic flash column

chromatography system Biotage was used if it is mentioned. Nuclear magnetic resonance (NMR)

spectra were recorded using Agilent DD2 500 or Varian Inova 400. 1H, 13C and 19F chemical shifts (δ)

are reported in ppm downfield of tetramethylsilane (TMS) and referenced to it (δ = 0 ppm) or residual

chloroform peak (δ = 7.26 ppm), methanol peak (δ = 3.31 ppm) or dimethyl sulfoxide peak (δ = 2.50

ppm). Coupling constants (J) are measured in hertz (Hz) and multiplicities are reported using the

following abbreviations: s = singlet, d = doublet, t = triplet, q = quartet, m = multiplet and br = broad

resonance. High-resolution mass spectra were obtained on a LC/MS-TOF Agilent 6210 using

electrospray ionization (ESI). Infrared spectra were recorded using a Thermo Scientific Nicolet 380

FTIR spectrometer. Melting points were recorded on a Stanford Research Systems OptiMelt capillary

melting point apparatus and are uncorrected.

5.2. Piperidine-sulfamide groups and QPS1-2 compounds

Supporting information of piperidine-sulfamide groups and QPS1-2 compounds has been made by Elsa

Forcellini.8

58

5.3. QPS-pyrimidine compounds

5.3.1. Suzuki-Miyaura coupling

5.3.1.1. ENPP1 Inhibitors

Scheme 5.1 Suzuki-Miyaura coupling

General procedure: To a round-bottomed flask were added 4,6-dichloropyrimidine (1.50 equiv),

boronic acid (1.00 equiv), tetrakis(triphenylphosphine)palladium(0) (0.04 equiv), 2 M aqueous solution

of potassium carbonate (3.60 equiv) and acetonitrile (0.25 M). The mixture was stirred under argon

atmosphere at 90 °C for 2-5 hours, monitoring by TLC. After cooling to room temperature, the aqueous

layer was extracted with EtOAc (3×). The organic layers were combined, washed with brine, dried over

MgSO4, filtered and evaporated under vacuum. The crude material was purified by flash column

chromatography to give the desired product.17

4-chloro-6-(4-(trifluoromethyl)phenyl)pyrimidine (14) This reaction does not

follow the general procedure. To a round-bottomed flask were added 4,6-

dichloropyrimidine (471 mg, 3.16 mmol), (4-(trifluoromethyl)phenyl)boronic acid

(200 mg, 1.05 mmol), 1 M aqueous solution of sodium carbonate (3.2 mL) and

acetonitrile (3.2 mL). The mixture was deoxygenated by sparging the solution with argon for 15

minutes. The tetrakis(triphenylphosphine)palladium(0) (61 mg, 0.05 mmol) was added and the mixture

was stirred under argon atmosphere at 80 °C for 24 hours. After cooling to room temperature, residue

was diluted with NaHCO3 and extracted with CH2Cl2 (3×). The organic layers were combined, dried

over Na2SO4, filtered and evaporated under vacuum. The crude product was purified by flash column

chromatography eluting using 98:2 Hexanes/EtOAc to give the desired product as a white solid (140

mg, 52%). Mp: 82-84 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3084, 2931, 1731, 1564, 1508, 1452, 1324, 1178, 1103,

1071, 985, 850, 766 cm-1; 1H NMR (500 MHz, CDCl3): δ (ppm) 9.06 (s, 1H), 8.18 (d, J = 8.1 Hz, 2H),

7.78 (s, 1H), 7.77 (d, J = 8.5 Hz, 2H); 13C NMR (126 MHz, CDCl3): δ (ppm) 164.3, 162.5, 159.3, 138.7

(d, J = 1.4 Hz), 133.4 (q, J = 32.8 Hz) 127.8, 126.2 (q, J = 3.8 Hz), 124.9, 122.7, 117.8; 19F NMR (470

59

MHz, CDCl3): δ (ppm) -63.0 (s, 3F); HRMS-ESI calcd for C11H6ClF3N2 [M+H]+ 259.0244 found

259.0219.

4-chloro-6-phenylpyrimidine (15) Following the general procedure, the reaction was

done with phenylboronic acid (100 mg, 0.82 mmol) and was stirred for 2 hours. The

crude product was purified by flash column chromatography eluting using 98:2

Hexanes/EtOAc to give the desired product as a white solid (94 mg, 60%). Mp:100-

101 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3051, 1619, 1599, 1560, 1493, 1332, 1114, 984, 874, 738, 685 cm-1; 1H

NMR (500 MHz, CDCl3): δ (ppm) 9.03 (s, 1H), 8.07-8.05 (m, 2H), 7.74 (s, 1H), 7.54-7.50 (m, 3H); 13C

NMR (126 MHz, CDCl3): δ (ppm) 165.9, 162.1, 159.1, 135.5, 131.8, 129.3, 127.4, 117.3; HRMS-ESI

calcd for C10H7ClN2 [M+H]+ 191.0371 found 191.0351.

4-chloro-6-(p-tolyl)pyrimidine (16) Following the general procedure, the reaction

was done with p-tolylboronic acid (100 mg, 0.74 mmol) and was stirred for 5 hours.

The crude product was purified by flash column chromatography eluting using 98:2

Hexanes/EtOAc to give the desired product as a white solid (104 mg, 69%). Mp: 70-

71 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3050, 2914, 1732, 1610, 1563, 1446, 1336, 1189, 1105, 983, 822, 758 cm-1;

1H NMR (500 MHz, CDCl3): δ (ppm) 8.94 (s, 1H), 7.90 (d, J = 8.0 Hz, 2H), 7.62 (s, 1H), 7.25 (d, J = 7.7

Hz, 2H), 2.38 (s, 3H); 13C NMR (126 MHz, CDCl3): δ (ppm) 165.6, 161.7, 158.9, 142.3, 132.4, 129.8,

127.2, 116.6, 21.5; HRMS-ESI calcd for C11H9ClN2 [M+H]+ 205.0527 found 205.0503.

4-chloro-6-(2-fluorophenyl)pyrimidine (17) Following the general procedure, the

reaction was done with (2-fluorophenyl)boronic acid (100 mg, 0.72 mmol) and was

stirred for 2 hours. The crude product was purified by flash column chromatography

eluting using 98:2 Hexanes/EtOAc to give the desired product as a white solid (106

mg, 71%). Mp: 77-78 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3073, 2930, 1731, 1616, 1515, 1336, 1107, 985, 835, 732

cm-1; 1H NMR (500 MHz, CDCl3): δ (ppm) 9.03 (s, 1H), 8.16 (m, 1H), 7.87 (s, 1H), 7.47 (m, 1H), 7.28

(m, 1H), 7.18 (m, 1H); 13C NMR (126 MHz, CDCl3): δ (ppm) 162.4, 161.9, 161.7 (d, J = 2.4 Hz), 160.4,

158.8, 133.2 (d, J = 9.1 Hz), 131.0 (d, J = 2.2 Hz), 125.0 (d, J = 3.4 Hz), 121.4 (d, J = 13.3 Hz), 116.8

60

(d, J = 22.9 Hz); 19F NMR (470 MHz, CDCl3): δ (ppm) -114.3 (m, 1F); HRMS-ESI calcd for C10H6ClFN2

[M+H]+ 209.0276 found 209.0266.

4-(4-(tert-butyl)phenyl)-6-chloropyrimidine (18) Following the general

procedure, the reaction was done with (4-(tert-butyl)phenyl)boronic acid (100 mg,

0.51 mmol) and was stirred for 2 hours. The crude product was purified by flash

column chromatography eluting using 98:2 Hexanes/EtOAc to give the desired

product as a white solid (90 mg, 65%). Mp: 73-76 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3075, 2954, 2867, 1607, 1561,

1470, 1337, 1260, 1102, 846, 805, 739, 695 cm-1; 1H NMR (500 MHz, CDCl3): δ (ppm) 9.00 (s, 1H),

8.01 (d, J = 8.5 Hz, 2H), 7.72 (s, 1H), 7.53 (d, J = 8.5 Hz, 2H), 1.37 (s, 9H); 13C NMR (126 MHz,

CDCl3): δ (ppm) 165.7, 161.8, 158.9, 155.4, 132.5, 127.1, 126.2, 116.8, 35.0, 31.2; HRMS-ESI calcd for

C14H15ClN2 [M+H]+ 247.0997 found 247.0971.

5.3.1.2. Anticancer Activity

Scheme 5.2 Optimized Suzuki-Miyaura coupling

General procedure: All solvents and solutions used for this reaction were sparged with argon for 15

minutes. To a round-bottomed flask was dissolved 4,6-dichloropyrimidine (1.5 equiv) in THF (1 M),

under argon atmosphere. Boronic acid (1.0 equiv), palladium(II) acetate (0.02 equiv),

triphenylphosphine (0.04 equiv) and 1 M aqueous Na2CO3 solution (2.0 equiv) were added and the

mixture was stirred at 60 °C, overnight. After cooling to room temperature, the aqueous layer was

extracted with Et2O and the organic layers were combined, washed with brine, dried over MgSO4,

filtered and evaporated under vacuum. The crude material was purified by flash column

chromatography to obtain the desired product.19

61

4-chloro-6-(4-(trifluoromethyl)phenyl)pyrimidine (14) Following the general

procedure, the reaction was done on a 0.98 mmol scale of (4-

(trifluoromethyl)phenyl)boronic acid (186 mg) in 1.0 mL THF, using 4,6-

dichloropyrimidine (218 mg, 1.47 mmol), palladium(II) acetate (4 mg, 0.02

mmol), triphenylphosphine (10 mg, 0.04 mmol) and 1 M aqueous Na2CO3 solution (1.9 mL). The crude

product was purified by flash column chromatography eluting using 98:2 Hexanes/EtOAc to give the

desired product as a white solid (126 mg, 49%). This compound has been described in the Section

5.3.1.1.

4-chloro-6-phenylpyrimidine (15) Following the general procedure, the reaction

was done on a 1.64 mmol scale of phenylboronic acid (200 mg) in 1.6 mL THF, using

4,6-dichloropyrimidine (367 mg, 2.46 mmol), palladium(II) acetate (7 mg, 0.03 mmol),

triphenylphosphine (17 mg, 0.07 mmol) and 1 M aqueous Na2CO3 solution (3.3 mL).

The crude product was purified by flash column chromatography eluting using 98:2 Hexanes/EtOAc to

give the desired product as a white solid (203 mg, 64%). This compound has been described in the

Section 5.3.1.1.

4-chloro-6-(p-tolyl)pyrimidine (16) Following the general procedure, the reaction

was done on a 2.22 mmol scale of p-tolylboronic acid (300 mg) in 2.2 mL THF,

using 4,6-dichloropyrimidine (493 mg, 3.31 mmol), palladium(II) acetate (10 mg,

0.04 mmol), triphenylphosphine (23 mg, 0.09 mmol) and 1 M aqueous Na2CO3

solution (4.4 mL). The crude product was purified by flash column chromatography eluting using 98:2

Hexanes/EtOAc to give the desired product as a white solid (327 mg, 72%). This compound has been

described in the Section 5.3.1.1.

4-chloro-6-(2-fluorophenyl)pyrimidine (17) Following the general procedure, the

reaction was done on a 1.43 mmol scale of (2-fluorophenyl)boronic acid (200 mg) in

1.4 mL THF, using 4,6-dichloropyrimidine (319 mg, 2.14 mmol), palladium(II) acetate

(6 mg, 0.03 mmol), triphenylphosphine (15 mg, 0.06 mmol) and 1 M aqueous Na2CO3

62


Hexanes/EtOAc to give the desired product as a white solid (247 mg, 83%). This compound has been


4-(4-(tert-butyl)phenyl)-6-chloropyrimidine (18) Following the general

procedure, the reaction was done on a 1.12 mmol scale of (4-(tert-

butyl)phenyl)boronic acid (200 mg) in 1.1 mL THF, using 4,6-dichloropyrimidine

(251 mg, 1.68 mmol), palladium(II) acetate (5 mg, 0.02 mmol),

triphenylphosphine (12 mg, 0.04 mmol) and 1 M aqueous Na2CO3 solution (2.3 mL). The crude product

was purified by flash column chromatography eluting using 98:2 Hexanes/EtOAc to give the desired

product as a white solid (203 mg, 73%). This compound has been described in the Section 5.3.1.1.

4-chloro-6-(4-methoxyphenyl)pyrimidine (20) Following the general


methoxyphenyl)boronic acid (200 mg) in 1.3 mL THF, using 4,6-

dichloropyrimidine (294 mg, 1.97 mmol), palladium(II) acetate (6 mg, 0.03 mmol),

triphenylphosphine (14 mg, 0.05 mmol) and 1 M aqueous Na2CO3 solution (2.6 mL). The crude product

was purified by flash column chromatography eluting using 98:2 Hexanes/EtOAc to give the desired

product as a white solid (217 mg, 75%). Mp: 106-107 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3055, 2842, 1915, 1608,

1558, 1506, 1347, 1256, 1174, 1104, 1022, 831, 775, 731 cm-1; 1H NMR (500 MHz, CDCl3): δ (ppm)

8.95 (s, 1H), 8.04 (d, J = 8.5 Hz, 2H), 7.65 (s, 1H), 7.01 (d, J = 8.5 Hz, 2H), 3.88 (s, 3H); 13C NMR (126

MHz, CDCl3): δ (ppm) 165.4, 162.7, 161.7, 159.0, 129.1, 127.8, 116.2, 114.6, 55.6; HRMS-ESI calcd

for C11H9ClN2O [M+H]+ 221.0476 found 221.0444.

4-chloro-6-(2-methoxyphenyl)pyrimidine (21) Following the general procedure, the

reaction was done on a 1.32 mmol scale of (2-methoxyphenyl)boronic acid (200 mg)

in 1.3 mL THF, using 4,6-dichloropyrimidine (294 mg, 1.97 mmol), palladium(II)

acetate (6 mg, 0.03 mmol), triphenylphosphine (14 mg, 0.05 mmol) and 1 M aqueous

Na2CO3 solution (2.6 mL). The crude product was purified by flash column chromatography eluting

using 98:2 Hexanes/EtOAc to give the desired product as a white solid (262 mg, 90%). Mp: 82-100 °C;

63

IR (ATR, ZnSe) = 2974, 1603, 1562, 1452, 1315, 1249, 1183, 1017, 874, 822, 732 cm-1; 1H NMR (500

MHz, CDCl3): δ (ppm) 9.01 (s, 1H), 8.06-8.04 (m, 2H), 7.46 (t, J = 7.8 Hz, 1H), 7.09 (t, J = 7.5 Hz, 1H),

7.02, (d, J = 8.3 Hz, 1H), 3.92 (s, 3H); 13C NMR (126 MHz, CDCl3): δ (ppm) 164.3, 161.09, 158.5,

158.2, 132.6, 131.3, 124.6, 122.0, 121.3, 111.6, 55.7; HRMS-ESI calcd for C11H9ClN2O [M+H]+

221.0476 found 221.0445.

4-chloro-6-(naphthalen-1-yl)pyrimidine (22) Following the general procedure, the

reaction was done on a 1.16 mmol scale of naphthalen-1-ylboronic acid (200 mg) in

1.2 mL THF, using 4,6-dichloropyrimidine (260 mg, 1.74 mmol), palladium(II)

acetate (5 mg, 0.02 mmol), triphenylphosphine (12 mg, 0.05 mmol) and 1 M

aqueous Na2CO3 solution (2.3 mL). The crude product was purified by flash column chromatography

eluting using 98:2 Hexanes/EtOAc to give the desired product as a yellow solid (203 mg, 73%). Mp: 79-

80 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3046, 1733, 1561, 1515, 1346, 1101, 989, 857, 781, 720, 662 cm-1; 1H NMR

(500 MHz, CDCl3): δ (ppm) 9.17 (s, 1H), 8.19-8.15 (m, 1H), 8.00 (t, J = 8.3 Hz, 1H), 7.96-7.93 (m, 1H),

7.69 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 7.67 (dd, J = 7.1 Hz, 1.3 Hz, 1H), 7.60-7.55 (m, 3H); 13C NMR (126 MHz,

CDCl3): δ (ppm) 168.3, 161.6, 158.8, 134.5, 133.9, 131.1, 130.3, 128.7, 128.3, 127.4, 126.5, 125.2,

124.6, 122.2; HRMS-ESI calcd for C14H9ClN2 [M+H]+ 241.0480 found 241.0492.

4-(4-butylphenyl)-6-chloropyrimidine (23) Following the general


butylphenyl)boronic acid (200 mg) in 1.1 mL THF, using 4,6-


mmol,), triphenylphosphine (12 mg, 0.05 mmol) and 1 M aqueous Na2CO3 solution (2.3 mL). The crude

product was purified by flash column chromatography eluting using 99:1 Hexanes/EtOAc to give the

desired product as a white solid (189 mg, 68%). Mp: 51-52 °C; IR (ATR, ZnSe) = 2935, 2859, 1723,

1610, 1559, 1450, 1333, 1189, 1108, 984, 829, 786, 739 cm-1; 1H NMR (500 MHz, CDCl3): δ (ppm)

8.99 (s, 1H), 7.97 (d, J = 8.3 Hz, 2H), 7.70 (s, 1H), 7.31 (d, J = 8.6 Hz, 2H), 2.67 (t, J = 7.8 Hz, 2H),

1.66-160 (m, 2H), 1.37 (dq, J = 14.6, 7.3 Hz, 2H), 0.93 (t, J = 7.4 Hz, 3H); 13C NMR (126 MHz, CDCl3):

δ (ppm) 165.8, 161.8, 159.0, 147.4, 132.8, 129.3, 127.4, 116.8, 35.7, 33.4, 22.4, 14.0; HRMS-ESI calcd

for C14H15ClN2 [M+H]+ 247.0997 found 247.0961.

64

4-chloro-6-(4-chlorophenyl)pyrimidine (24) Following the general procedure,

the reaction was done on a 1.28 mmol scale of (4-chlorophenyl)boronic acid (200

mg) in 1.3 mL THF, using 4,6-dichloropyrimidine (286 mg, 1.92 mmol),

palladium(II) acetate (6 mg, 0.03 mmol), triphenylphosphine (13 mg, 0.05 mmol)

and 1 M aqueous Na2CO3 solution (2.6 mL). The crude product was purified by flash column


mg, 63%). Mp: 128-129 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3045, 1785, 1595, 1561, 1445, 1336, 1091, 1015, 832,

809, 745 cm-1; 1H NMR (500 MHz, CDCl3): δ (ppm) 9.03 (s, 1H), 8.04 (d, J = 8.8 Hz, 2H), 7.73 (s, 1H),

7.50 (d, J = 8.8 Hz, 2H), 7.02, (d, J = 8.3 Hz, 1H), 3.92 (s, 3H); 13C NMR (126 MHz, CDCl3): δ (ppm)

164.7, 162.3, 159.2, 138.3, 133.9, 129.6, 128.8, 117.1; HRMS-ESI calcd for C10H6Cl2N2 [M+H]+

224.9981 found 224.9947.

4-chloro-6-(2-chlorophenyl)pyrimidine (25) Following the general procedure, the

reaction was done on a 1.28 mmol scale of (2-chlorophenyl)boronic acid (200 mg) in

1.3 mL THF, using 4,6-dichloropyrimidine (286 mg, 1.92 mmol), palladium(II) acetate

(6 mg, 0.03 mmol), triphenylphosphine (13 mg, 0.05 mmol) and 1 M aqueous Na2CO3


Hexanes/EtOAc to give the desired product as a white solid (215 mg, 74%). Mp: 82-83 °C; IR (ATR,

ZnSe) = 3066, 1595, 1506, 1447, 1335, 1127, 1032, 815, 744, 691 cm-1; 1H NMR (500 MHz, CDCl3): δ

(ppm) 9.10 (d, J = 1.2 Hz, 1H), 7.80 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 7.68 (m, 1H), 7.52 (m, 1H), 7,45-7.40 (m, 2H);

13C NMR (126 MHz, CDCl3): δ (ppm) 165.5, 161.2, 159.0, 135.5, 132.3, 131.6, 131.6, 130.8, 127.5,

122.4; HRMS-ESI calcd for C10H6Cl2N2 [M+H]+ 224.9981 found 224.9947.

4-chloro-6-(3-chlorophenyl)pyrimidine (26) Following the general procedure,

the reaction was done on a 1.28 mmol scale of (3-chlorophenyl)boronic acid (200

mg) in 1.3 mL THF, using 4,6-dichloropyrimidine (286 mg, 1.92 mmol),

palladium(II) acetate (6 mg, 0.03 mmol), triphenylphosphine (13 mg, 0.05 mmol)

and 1 M aqueous Na2CO3 solution (2.5 mL). The crude product was purified by flash column


mg, 58%). Mp: 110-113 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3058, 1558, 1518, 1443, 1326, 1235, 1122, 1075, 998,

868, 795, 751, 684 cm-1; 1H NMR (500 MHz, CDCl3): δ (ppm) 9.04 (s, 1H), 8.08, (s, 1H), 7.93 (dd, J =

7.7, 1.1 Hz, 1H), 7.72 (s, 1H), 7.52-7.44 (m, 2H); 13C NMR (126 MHz, CDCl3): δ (ppm) 164.4, 162.3,

65

159.2, 137.2, 135.5, 131.8, 130.5, 127.6, 125.5, 117.5; HRMS-ESI calcd for C10H6Cl2N2 [M+H]+

224.9981 found 224.9948.

Ethyl 4-(6-chloropyrimidin-4-yl)benzoate (27) Following the general


(ethoxycarbonyl)phenyl)boronic acid (300 mg) in 1.6 mL THF, using 4,6-


mmol), triphenylphosphine (16 mg, 0.06 mmol) and 1 M aqueous Na2CO3



ZnSe) = 3096, 2989, 2909, 1702, 1562, 1480, 1290, 1135, 875, 751, 674 cm-1; 1H NMR (500 MHz,

CDCl3): δ (ppm) 9.07 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 8.19-8.13 (m, 4H), 7.80 (d, J = 1.2 Hz, 1H), 4.42 (q, J = 7.1

Hz, 2H), 1.42 (t, J = 7.1 Hz, 3H); 13C NMR (126 MHz, CDCl3): δ (ppm) 166.0, 164.8, 162.4, 159.2,

139.3, 139.3, 133.3, 130.4, 127.4, 127.4, 117.9, 61.5, 14.5; HRMS-ESI calcd for C13H11ClN2O2 [M+H]+

263.0582 found 263.0583.

Methyl 4-(6-chloropyrimidin-4-yl)benzoate (28) Following the general


(methoxycarbonyl)phenyl)boronic acid (300 mg) in 1.7 mL THF, using 4,6-


mmol), triphenylphosphine (17 mg, 0.07 mmol) and 1 M aqueous Na2CO3



ZnSe) = 3092, 2956, 1751, 1578, 1505, 1428, 1277, 1189, 1103, 957, 801, 741, 696 cm-1; 1H NMR

(500 MHz, CDCl3): δ (ppm) 9.07 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 8.19-8.14 (m, 4H), 7.80 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 3.96 (s,

3H); 13C NMR (126 MHz, CDCl3): δ (ppm) 166.4, 164.8, 162.4, 159.3, 139.5, 133.0, 130.5, 130.4,

127.5, 117.9, 52.6; HRMS-ESI calcd for C12H9ClN2O2 [M+H]+ 249.0425 found 249.0431.

66

5.3.2. Aromatic Nucleophilic Substitution

5.3.2.1. ENPP1 Inhibitors

Scheme 5.3 Aromatic nucleophilic substitution

General procedure: To a round-bottomed flask were added 1-(aminosulfoamino)-2-(4-piperidyl)ethane

hydrochloride (1.1 equiv), substituted 4-chloropyrimidine (1.0 equiv), K2CO3 (1.5 equiv) and CH3CN (0.1

M). The mixture was stirred overnight at 90 °C. After cooling at room temperature, the solvent was

removed under vacuum and the crude product was purified by flash column chromatography.

67

1-(aminosulfoamino)-2-[1-(6-chloro-4-pyrimidinyl)-4-piperidyl]ethane (QPS13)

Following the general procedure, the reaction was done with 4,6-dichloropyrimidine

(200 mg, 1.34 mmol). The crude product was purified by automatic flash column

chromatography eluting (Biotage) using 9:1 CH2Cl2/MeOH to give the desired product

as a white solid (12 mg, 3%). 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.23 (s, 1H), 6.80

(d, J = 0.9 Hz, 1H), 4.44 (s, 2H), 3.09 (t, J = 7.1 Hz, 2H), 2.96 (t, J = 12.5 Hz, 2H),

1.89-1.76 (m, 3H), 1.52 (q, J = 7.0 Hz, 2H), 1.31 (m, 1H), 1.16 (tdd, J = 12.7, 11.2, 4.3,

2H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 163.5, 160.2, 158.8, 102.5, 45.7, 42.0, 36.8, 34.5, 32.7.

1-(aminosulfoamino)-2-(1-{6-[p-(trifluoromethyl)phenyl]-4-

pyrimidinyl}-4-piperidyl)ethane (QPS14) Following the general

procedure, the reaction was done with 4-chloro-6-(4-

(trifluoromethyl)phenyl)pyrimidine (100 mg, 0.387 mmol). The crude

product was purified by automatic flash column chromatography eluting

(Biotage) using 8:2 CH2Cl2/MeOH to give the desired product as a white

solid (12 mg, 7%). Mp: 160-163 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3326, 3277, 2911,

2461, 1594, 1578, 1506, 1442, 1324, 1195, 1105, 1069, 972, 821, 743,

668 cm-1; 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.52 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 8.14-8.12 (m, 2H), 7.79-7.77

(m, 2H), 7.18 (d, J = 1.2 Hz, 1H), 4.59 (d, J = 13.3 Hz, 2H), 3.11 (t, J = 7.1 Hz, 2H), 2.99 (td, J = 12.9,

2.6 Hz, 2H), 1.89-1.78 (m, 3H), 1.54 (q, J = 7.0 Hz, 2H), 1.21 (tdd, J = 12.7, 11.2, 4.2 Hz, 2H); 13C NMR

(126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 163.4, 162.6, 159.3, 143.0, 132.7 (q, J = 32.6 Hz), 128.8, 126.7 (q, J =

3.8 Hz), 124.5, 100.9, 45.5, 41.5, 37.0, 34.6, 32.8; 19F (470 MHz, MeOD-d4) : δ (ppm) -64.2 (s, 3F);

HRMS-ESI calcd for C18H22F3N5O2S [M+H]+ 430.1519 found 430.1511.

N‐{2‐[1‐(6‐phenylpyrimidin‐4‐yl)piperidin‐4‐yl]ethyl}aminosulfonamide

(QPS33) Following the general procedure, 4-chloro-6-phenylpyrimidine (50

mg, 0.26 mmol) was mixed with N-(piperidin-4-ylmethyl)sulfamide

hydrochloride (77 mg, 0.32 mmol) and K2CO3 (54 mg, 0.39 mmol). The

product (31 mg, 33%), a beige solid, was purified by chromatography upon

silica gel using CH2Cl2/MeOH gradient (100:0 to 95:5). Mp: 159-162 °C; IR

(ATR, ZnSe) = 3293, 3054, 2936, 1595, 1496, 1445, 1310, 1133, 978, 854,

689 cm-1; 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.48 (s, 1H), 7.93-7.91 (m,

68

2H), 7.49-7.46 (m, 3H), 7.07 (d, J = 1.3 Hz, 1H), 4.55 (d, J = 13.3 Hz, 2H), 3.10 (td, J = 7.1, 2.2 Hz, 2H),

2.97 (td, J = 12.9, 2.6 Hz, 2H), 1.87-1.75 (m, 3H), 1.55-1.50 (m, 2H), 1.22-1.16 (m, 2H); 13C NMR (126

MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 164.3, 163.4, 159.0, 139.2, 131.2, 129.8, 128.1, 100.3, 45.5, 41.5, 37.0, 34.6,

32.8; HRMS-ESI calcd for C17H23N5O2S [M+H]+ 362.1645 found 362.1648.

N‐(2‐{1‐[6‐(4‐methylphenyl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐

yl}ethyl)aminosulfonamide (QPS16) Following the general procedure, 4-

chloro-6-(4-methylphenyl)pyrimidine (70 mg, 0.34 mmol) was mixed with N-

(piperidin-4-ylmethyl)sulfamide hydrochloride (100 mg, 0.41 mmol) and

K2CO3 (71 mg, 0.51 mmol). The product (46 mg, 36%), a beige solid, was

purified by chromatography upon silica gel using CH2Cl2/MeOH gradient

(100:0 to 90:10), and then a Hexanes/EtOAc gradient (10:0 to 9:1). Mp:

158-160 °C; IR (ATR, ZnSe) 3297, 3040, 2924, 2848, 1724, 1597, 1523,

1312, 1240, 978, 932, 758; 1H NMR (500 MHz, DMSO-d6): δ (ppm) 8.52 (s, 1H), 8.05 (d, J = 8.1 Hz,

2H), 7.28 (d, J = 8.0 Hz, 2H), 7.25 (s, 1H), 6.48 (s, 3H), 6.45 (t, J = 6.0 Hz, 1H), 4.54 (d, J = 13.1 Hz,

2H), 2.95-2.85 (m, 3H), 2.36 (s, 3H), 2.08 (s, 2H), 1.75-1.69 (m, 3H), 1.42 (q, J = 7.0 Hz, 2H), 1.07 (qd,

J = 12.4, 4.1 Hz, 2H); 13C NMR (126 MHz, DMSO-d6) : δ (ppm) 161.9, 161.5, 158.0, 139.8, 134.7,

129.2, 126.7, 97.8, 43.8, 35.4, 32.9, 31.3, 30.7, 20.9; HRMS-ESI calcd for C18H26N5O2S [M+H]+

376.1802 found 376.1792.

N‐(2‐{1‐[6‐(2‐fluorophenyl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐

yl}ethyl)aminosulfonamide (QPS34) Following the general procedure, 4-

chloro-6-(2-fluorophenyl)pyrimidine (80 mg, 0.39 mmol) was mixed with N-

(piperidin-4-ylmethyl)sulfamide hydrochloride (112 mg, 0.46 mmol) and K2CO3

(79 mg, 0.57 mmol). The product (107 mg, 74%), a beige solid, was purified

by chromatography upon silica gel using CH2Cl2/MeOH gradient (100:0 to

95:5). Mp: 42-52 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3258, 2920, 2849, 1590, 1504, 1440,

1318, 1151, 975, 833, 757, 668 cm-1; 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm)

8.50 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 7.77 (td, J = 7.7, 1.8 Hz, 1H), 7.47 (dddd, J = 8.3, 7.2, 5.1, 1.8 Hz, 1H), 7.29

(td, J = 7.6, 1.1 Hz, 1H), 7.22 (ddd, J = 11.3, 8.3, 1.1 Hz, 1H), 7.01 (t, J = 1.3 Hz, 1H), 4.48 (s, 2H), 3.10

(t, J = 7.1 Hz, 2H), 2.96 (td, J = 12.7, 2.6 Hz, 2H), 1.87-1.74 (m, 3H), 1.52 (q, J = 7.0 Hz, 2H), 1.18 (tdd,

J = 12.8, 11.2, 4.2 Hz, 2H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 163.0, 162.7, 160.7, 160.0 (d, J =

1.9 Hz), 159.0, 132.7 (d, J = 8.6 Hz), 131.7 (d, J = 2.7 Hz), 127.3 (d, J = 11.6 Hz), 125.7 (d, J = 3.4 Hz),

69

117.4, 117.2, 104.1 (d, J = 7.5 Hz), 45.5, 41.5, 36.9, 34.5, 32.7; 19F (470 MHz, MeOD-d4) : δ (ppm) -

117.9 (dt, J = 11.8, 6.1 Hz, 1F); HRMS-ESI calcd for C17H22FN5O2S [M+H]+ 380.1551 found 380.1556.

N‐[(1‐{6‐[4‐(trifluoromethyl)phenyl]pyrimidin‐4‐yl}piperidin‐4‐

yl)methyl]aminosulfonamide (QPS6) Following the general procedure

on a 0.19 mmol (50 mg) scale of 4-chloro-6-(4-

(trifluoromethyl)phenyl)pyrimidine, using N-(piperidin-4-

ylmethyl)sulfamide hydrochloride (49 mg, 0.21 mmol) and K2CO3 (40 mg,

0.29 mmol). Upon silica gel chromatography, the product (47 mg, 59%)

was isolated as a white solid using CH2Cl2/MeOH (95:5). Mp: 166-168

°C; IR (ATR, ZnSe) = 3313, 3263, 1594, 1577, 1506, 1357, 1324, 1107, 1071, 821 cm-1; 1H NMR (500

MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.52 (s, 1H), 8.11 (d, J = 8.6 Hz, 2H), 7.76 (d, J = 8.4 Hz, 2H), 7.16 (s, 1H),

4.59 (d, J = 8.7 Hz, 2H), 3.01-2.95 (m, 4H), 1.93-1.88 (m, 3H), 1.26-1.19 (m, 2H); 13C NMR (126 MHz,

MeOD-d4): δ (ppm) 162.0, 161.2, 157.9, 141.47 (d, J = 1.1 Hz), 131.3 (qd, J = 32.4 Hz), 127.4, 125.3-

125.2 (m), 123.1, 99.6, 48.0, 43.8, 36.2, 29.3; 19F (470 MHz, MeOD-d4) : δ (ppm) -64.2 (s, 3F); HRMS-

ESI calcd for C17H20F3N5O2S [M+H]+ 416.1363 found 416.1381.

N‐{[1‐(6‐phenylpyrimidin‐4‐yl)piperidin‐4‐yl]methyl}aminosulfonamide

(QPS7) Following the general procedure on a 0.26 mmol (50 mg) scale of 4-

chloro-6-phenylpyrimidine, using N-(piperidin-4-ylmethyl)sulfamide

hydrochloride (72 mg, 0.32 mmol) and K2CO3 (54 mg, 0.39 mmol). Upon silica

gel chromatography, the product (42 mg, 46%) was isolated as beige solid by

column chromatography using CH2Cl2/MeOH (95:5). Mp: 52 °C (dec); IR

(ATR, ZnSe) = 3095, 2989, 2910, 1702, 1612, 1526, 1320, 1135, 1106, 1018, 858, 750, 697 cm-1; 1H

NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.49 (d, J = 1.0 Hz, 1H), 7.94-7.92 (m, 2H), 7.49- 7.46 (m, 3H),

7.09 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 4.58 (d, J = 12.2 Hz, 2H), 3.02-2.94 (m, 4H), 1.92-1.88 (m, 3H), 1.27-1.18 (m,

2H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 13C NMR (126 MHz, MeOD-d4) δ 164.4, 163.5, 159.0,


348.1489 found 348.1492.

70

N‐({1‐[6‐(4‐methylphenyl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐

yl}methyl)aminosulfonamide (QPS8) Following the general procedure on

a 0.21 mmol (43 mg) scale of 4-chloro-6-(p-tolyl)pyrimidine, using N-

(piperidin-4-ylmethyl)sulfamide hydrochloride (53 mg, 0.23 mmol) and

K2CO3 (43 mg, 0.31 mmol). Upon silica gel chromatography, the product (16

mg, 21%) was isolated as a white solid by column chromatography using

CH2Cl2/MeOH (95:5). Mp: 162-165 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3254, 2914, 2853, 1588, 1503, 1442, 1319,

1120, 1050, 812, 711 cm-1; 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.47 (m, 1H), 7.83-7.81 (m, 2H),

7.31-7.29 (m, 2H), 7.06 (d, J = 0.9 Hz, 1H), 4.57 (d, J = 12.4 Hz, 2H), 3.01-2.94 (m, 4H), 2.40 (s, 3H),

1.93-1.90 (m, 3H), 1.27-1.18 (m, 2H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 162.9, 162.1, 157.6,

140.2, 134.9, 129.1, 126.7, 98.5, 48.1, 43.8, 36.2, 29.2, 20.0; HRMS-ESI calcd for C17H23N5O2S [M+H]+

362.1645 found 362.1618.

N‐({1‐[6‐(2‐fluorophenyl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐

yl}methyl)aminosulfonamide (QPS9) Following the general procedure on a

0.24 mmol (50 mg) scale of 4-chloro-6-(2-fluorophenyl)pyrimidine, using N-

(piperidin-4-ylmethyl)sulfamide hydrochloride (61 mg, 0.26 mmol) and K2CO3

(50 mg, 0.36 mmol). Upon silica gel chromatography, the product (13 mg,

15%) was isolated as a white solid by column chromatography using

CH2Cl2/MeOH (95:5). Mp: 44-56 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3274, 2928, 2849,

1591, 1473, 1341, 1316, 1149, 719, 663cm-1; 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.52 (d, J = 1.1

Hz, 1H), 7.78 (td, J = 7.7, 1.8 Hz, 1H), 7.49 (dddd, J = 8.3, 7.4, 5.1, 1.9 Hz, 1H), 7.30 (td, J = 7.6, 1.1

Hz, 1H), 7.23 (ddd, J = 11.3, 8.3, 1.0 Hz, 1H), 7.05 (t, J = 1.2 Hz, 1H), 4.54 (d, J = 7.1 Hz, 2H), 3.00 (td,

J = 13.4, 2.4 Hz, 2H), 2.95 (d, J = 6.4 Hz, 2H), 1.93-1.89 (m, 3H), 1.29-1.19 (m, 2H); 13C NMR (126

MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 161.6, 161.3, 159.4, 158.8 (d, J = 1.9 Hz), 157.6, 131.3 (d, J = 8.7 Hz), 130.3

(d, J = 2.6 Hz), 126.0 (d, J = 11.8 Hz), 124.3 (d, J = 3.7 Hz), 115.9, 115.8 (s), 102.7 (d, J = 7.3 Hz),

48.0, 43.8, 36.2, 29.2; 19F (470 MHz, MeOD-d4) : δ (ppm) -118.1 (m, 1F); HRMS-ESI calcd for

C16H20FN5O2S [M+H]+ 366.1395 found 366.1430.

71

N‐({1‐[6‐(4‐tert‐butylphenyl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐

yl}methyl)aminosulfonamide (QPS10) Following the general procedure

on a 0.24 mmol (60 mg) scale of 4-(4-(tert-butyl)phenyl)-6-

chloropyrimidine, using N-(piperidin-4-ylmethyl)sulfamide hydrochloride

(61 mg, 0.27 mmol) and K2CO3 (50 mg, 0.37 mmol). Upon silica gel

chromatography, the product (16 mg, 17%) was isolated as a white solid

by column chromatography using CH2Cl2/MeOH (95:5). Mp: 125-157 °C;

IR (ATR, ZnSe) = 3233, 2924, 2860, 1582, 1501, 1317, 1151, 1058, 1014, 958, 823 cm-1; 1H NMR (500

MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.48 (d, J = 0.9 Hz, 1H), 7.88-7.86 (m, 2H), 7.54-7.52 (m, 2H), 7.08 (d, J = 1.0

Hz, 1H), 4.58 (d, J = 1.0 Hz, 2H), 3.00 (dd, J = 19.0, 6.4 Hz, 2H), 2.95 (d, J = 6.4 Hz, 2H), 1.93-1.89 (m,

2H), 1.27-1.19 (m, 2H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 162.8, 162.1, 157.6, 153.3, 134.8,


404.2115 found 404.2105.

5.3.2.2. Anticancer Activity

Scheme 5.4 Optimized aromatic nucleophilic substitution

General procedure: To a round-bottomed flask were dissolved pyrimidine (1.0 equiv) and the

piperidine-sulfamide group (6 or 11) (1.1 equiv) in DMF (0.1 M). K2CO3 (1.5 equiv) was added and the

mixture was stirred at 90 °C overnight. After cooling to room temperature, the solution was diluted with

CH2Cl2 and was washed with water. The organic layer was dried over MgSO4, filtered and evaporated

under vacuum. The crude material was purified by flash column chromatography to obtain the desired

product.

72

N‐[(1‐{6‐[4‐(trifluoromethyl)phenyl]pyrimidin‐4‐yl}piperidin‐4‐

yl)methyl]aminosul-fonamide (QPS6) Following the general procedure,

the reaction was done on a 0.12 mmol scale of 4-chloro-6-(4-

(trifluoromethyl)phenyl)pyrimidine (30 mg) in 1.2 mL DMF, using N‐

[(piperidin‐4‐yl)methyl]amino-sulfonamide hydrochloride (29 mg, 0.13

mmol) and K2CO3 (24 mg, 0.17 mmol). The crude product was purified

by flash column chromatography eluting using 98:2 to 95:5

CH2Cl2/MeOH gradient to give the desired product as a white solid (22 mg, 46%). This compound has

been described in the Section 5.3.2.1.

N‐{[1‐(6‐phenylpyrimidin‐4‐yl)piperidin‐4‐yl]methyl}aminosulfonamide

(QPS7) Following the general procedure, the reaction was done on a 0.16

mmol scale of 4-chloro-6-phenylpyrimidine (30 mg) in 1.6 mL DMF, using N‐

[(piperidin‐4‐yl)methyl]amino-sulfonamide hydrochloride (40 mg, 0.17 mmol)

and K2CO3 (33 mg, 0.24 mmol). The crude product was purified by flash

column chromatography eluting using 98:2 to 95:5 CH2Cl2/MeOH gradient to

give the desired product as a white solid (32 mg, 58%). This compound has been described in the

Section 5.3.2.1.

N‐({1‐[6‐(4‐methylphenyl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐

yl}methyl)aminosulfonamide (QPS8) Following the general procedure,

the reaction was done on a 0.15 mmol scale of 4-chloro-6-(p-

tolyl)pyrimidine (30 mg) in 1.5 mL DMF, using N‐[(piperidin‐4‐

yl)methyl]amino-sulfonamide hydrochloride (37 mg, 0.16 mmol) and K2CO3

(30 mg, 0.22 mmol). The crude product was purified by flash column

chromatography eluting using 98:2 to 95:5 CH2Cl2/MeOH gradient to give the desired product as a

white solid (27 mg, 51%). This compound has been described in the Section 5.3.2.1.

73

N‐({1‐[6‐(2‐fluorophenyl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐

yl}methyl)aminosulfonamide (QPS9) Following the general procedure, the

reaction was done on a 0.14 mmol scale of 4-chloro-6-(2-

fluorophenyl)pyrimidine (30 mg) in 1.4 mL DMF, using N‐[(piperidin‐4‐

yl)methyl]amino-sulfonamide hydrochloride (36 mg, 0.16 mmol) and K2CO3 (30

mg, 0.22 mmol). The crude product was purified by flash column

chromatography eluting using 98:2 to 95:5 CH2Cl2/MeOH gradient to give the

desired product as a white solid (15 mg, 28%). This compound has been described in the Section

5.3.2.1.

N‐({1‐[6‐(4‐tert‐butylphenyl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐

yl}methyl)aminosulfonamide (QPS10) Following the general

procedure, the reaction was done on a 0.12 mmol scale of 4-(4-(tert-

butyl)phenyl)-6-chloropyrimidine (30 mg) in 1.2 mL DMF, using N‐

[(piperidin‐4‐yl)methyl]amino-sulfonamide hydrochloride (31 mg, 0.13

mmol) and K2CO3 (25 mg, 0.18 mmol). The crude product was purified by

flash column chromatography eluting using 98:2 to 95:5 CH2Cl2/MeOH

gradient to give the desired product as a white solid (25 mg, 51%). This compound has been described

in the Section 5.3.2.1.

N‐({1‐[6‐(naphthalen‐1‐yl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐


the reaction was done on a 0.21 mmol scale of 4-chloro-6-(naphthalen-1-

yl)pyrimidine (50 mg) in 2.1 mL DMF, using N‐[(piperidin‐4‐yl)methyl]amino-

sulfonamide hydrochloride (52 mg, 0.23 mmol) and K2CO3 (43 mg, 0.31

mmol). The crude product was purified by flash column chromatography

eluting using 98:2 to 95:5 CH2Cl2/MeOH gradient to give the desired product as a white solid (45 mg,

55%). Mp: 169-171 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3312, 3050, 2920, 2264, 1583, 1499, 1311, 1130, 1003, 979,

794 cm-1; 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.55 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 7.99-7.93 (m, 3H), 7.58-7.48

(m, 4H), 6.94 (d, J = 1.2 Hz, 1H), 4.57 (s, 2H), 3.03-2.94 (m, 4H), 1.92-1.89 (m, 3H),1.29-1.20 (m, 2H);

13C NMR (126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 166.0, 163.1, 158.5, 138.3, 135.3, 132.1, 130.6, 129.5, 128.00,

74


398.1645 found 398.1667.

N‐({1‐[6‐(4‐methoxyphenyl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐

yl}methyl)aminosulfonamide (QPS25) Following the general

procedure, the reaction was done on a 0.23 mmol scale of 4-chloro-6-(4-

methoxyphenyl)pyrimidine (50 mg) in 2.3 mL DMF, using N‐[(piperidin‐4‐

yl)methyl]amino-sulfonamide hydrochloride (57 mg, 0.25 mmol) and

K2CO3 (47 mg, 0.34 mmol). The crude product was purified by flash

column chromatography eluting using 98:2 to 95:5 CH2Cl2/MeOH gradient to give the desired product

as a white solid (29 mg, 34%). Mp: 186-197 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3261, 2900, 1629, 1578, 1541, 1276,

1203, 1108, 848, 768 cm-1; 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.48 (d, J = 2.3 Hz, 1H), 7.90-7.88

(m, 2H), 7.09-7.04 (m, 3H), 4.62 (d, J = 13.5 Hz, 2H), 3.86 (s, 3H), 3.07-3.00 (m, 2H), 2.96-2.95 (m,

2H), 1.96-1.92 (m, 3H), 1.30-1.21 (m, 2H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 163.4, 163.1, 157.3,

129.7, 115.3, 99.3, 55.9, 45.6, 37.5, 30.7, 25.2; HRMS-ESI calcd for C17H23N5O3S [M+H]+ 378.1594

found 378.1589.

N‐({1‐[6‐(2‐methoxyphenyl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐



methoxyphenyl)pyrimidine (50 mg) in 2.3 mL DMF, using N‐[(piperidin‐4‐




white solid (35 mg, 40%). Mp: 183-192 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3284, 2928, 2850, 2463, 1584, 1507,

1297, 1236, 1122, 1016, 969, 748, 671 cm-1; 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.47 (s, 1H), 7.57

(dd, J = 7.6, 1.8 Hz, 2H), 7.43 (ddd, J = 8.7, 7.5, 1.7 Hz, 1H), 7.13-7.04 (m, 3H), 4.51 (d, J = 13.3 Hz,

2H), 3.87 (s, 3H), 3.02-2.94 (m, 4H), 1.93-1.88 (m, 3H), 1.27-1.18 (m 2H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-

d4): δ (ppm) 162.9, 158.6, 158.4, 132.1, 131.4, 128.4, 121.7, 112.7, 104.7, 56.1, 49.4, 45.3, 37.6, 30.6;

HRMS-ESI calcd for C17H23N5O3S [M+H]+ 378.1594 found 378.1598.

75

N‐({1‐[6‐(4‐chlorophenyl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐



chlorophenyl)pyrimidine (50 mg) in 2.2 mL DMF, using N‐[(piperidin‐4‐



column chromatography eluting using 98:2 to 95:5 CH2Cl2/MeOH gradient

to give the desired product as a white solid (30 mg, 36%). Mp: 170-174 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3216,

2916, 2951, 1589, 1506, 1445, 1311, 1151, 1092, 945, 848, 813, 662 cm-1; 1H NMR (500 MHz, MeOD-

d4): δ (ppm) 8.49 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 7.95-7.94 (m, 2H), 7.50-7.48 (m, 2H), 7.12 (d, J = 1.2 Hz, 1H),

4.62-4.58 (m, 2H), 3.03-2.94 (m, 4H), 1.94-1,90 (m, 3H), 1.27-1.21 (m, 2H); 13C NMR (126 MHz,

MeOD-d4): δ (ppm) 163.5, 163.0, 159.1, 137.8, 137.2, 129.9, 129.7, 100.2, 66.9, 49.4, 45.2, 37.6, 30.7;

HRMS-ESI calcd for C16H20ClN5O2S [M+H]+ 382.1099 found 382.1100.

N‐({1‐[6‐(4‐butylphenyl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐

yl}methyl)aminosulfona-mide (QPS28) Following the general

procedure, the reaction was done on a 0.20 mmol scale of 4-(4-

butylphenyl)-6-chloropyrimidine (50 mg) in 2.0 mL DMF, using N‐

[(piperidin‐4‐yl)methyl]amino-sulfonamide hydrochloride (51 mg,

0.22 mmol) and K2CO3 (42 mg, 0.30 mmol). The crude product was

purified by flash column chromatography eluting using 98:2 to 95:5 CH2Cl2/MeOH gradient to give the

desired product as a white solid (41 mg, 50%). Mp: 44-57 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3267, 2924, 2854,

1586, 1504, 1441, 1317, 1152, 985, 818 cm-1; 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.47 (s, 1H),

7.84-7.82 (m, 2H), 7.29-7.27 (m, 2H), 7.03 (s, 1H), 4.54 (d, J = 13.5 Hz, 2H), 2.98-2.92 (m, 4H), 2.65 (t,

J = 7.7 Hz, 2H), 1.91-1.88 (m, 3H), 1.64-1.58 (m, 2H), 1.36 (qd, J = 7.5, 2.0 Hz, 2H), 1.24-1.16 (m, 2H),

0.94 (td, J = 7.4, 2.0 Hz, 3H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 164.2, 163.4, 158.9, 146.6,

136.5, 129.7, 128.1, 99.9, 49.4, 45.2, 37.5, 36.4, 34.7, 30.6, 23.3, 14.3; HRMS-ESI calcd for

C20H29N5O2S [M+H]+ 404.2115 found 404.2108.

76








white solid (39 mg, 46%). Mp: 82-83 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3288, 3079, 2920, 2850, 1597, 1505, 1469,

1297, 1124, 968, 936, 748, 696 cm-1; 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.50 (s, 1H), 7.54-7.48

(m, 2H), 7.46-7.42 (m, 2H), 6.91 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 4.55 (s, 2H), 3.03-2.94 (m, 4H), 1.94-1.89 (m, 3H),

1.27-1.18 (m, 2H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 163.6, 162.7, 158.5, 133.2, 131.9, 131.6,

131.2, 128.2, 104.6, 49.4, 45.2, 37.6, 30.6; HRMS-ESI calcd for C16H20ClN5O2S [M+H]+ 382.1099 found

382.1089.







column chromatography eluting using 98:2 to 95:5 CH2Cl2/MeOH gradient to give the desired product

as a white solid (51 mg, 61%). Mp: 159-166 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3292, 2922, 2860, 1588, 1502, 1316,

1206, 1163, 1064, 936, 831, 802, 698 cm-1; 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.50 (d, J = 1.1 Hz,

1H), 7.99 (m, 1H), 7.88 (m, 1H), 7.50-7.45 (m, 2H), 7.13 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 4.61 (d, J = 10.5 Hz, 2H),

3.03-2.94 (m, 4H), 1.94-1.90 (m, 3H), 1.27-1.21 (m, 2H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm)

163.5, 162.7, 159.2, 141.2, 135.7, 131.4, 131.0, 128.1, 126.5, 100.6, 49.4, 45.3, 37.6, 30.7; HRMS-ESI

calcd for C16H20ClN5O2S [M+H]+ 382.1099 found 382.1104.

77

Methyl 4‐(6‐{4‐[(sulfamoylamino)methyl]piperidin‐1‐yl}pyrimidin‐

4‐yl)benzoate (QPS31) Following the general procedure, the reaction

was done on a 0.20 mmol scale of methyl 4-(6-chloropyrimidin-4-

yl)benzoate (50 mg) in 2.0 mL DMF, using N‐[(piperidin‐4‐



column chromatography eluting using 98:2 to 95:5 CH2Cl2/MeOH

gradient to give the desired product as a white solid (54 mg, 66%). Mp: 91-94 °C; IR (ATR, ZnSe) =

3346, 3244, 3069, 2948, 1720, 1592, 1509, 1437, 1183, 1107, 1018, 933, 751, 712 cm-1; 1H NMR (500


Hz, 1H), 4.62 (d, J = 12.2 Hz, 2H), 3.94 (s, 3H), 3.02 (td, J = 12.8, 2.4 Hz, 2H), 2.95 (d, J = 6.4 Hz, 2H),

1.96-1.87 (m, 3H), 1.28-1.20 (m, 2H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 168.0, 163.4, 163.0,

159.2, 143.6, 132.6, 130.9, 128.3, 101.0, 52.8, 49.8, 49.4, 45.3, 37.6, 30.7, 25.2; HRMS-ESI calcd for

C18H23N5O4S [M+H]+ 406.1544 found 406.1533.

Ethyl 4‐(6‐{4‐[(sulfamoylamino)methyl]piperidin‐1‐

yl}pyrimidin‐4‐yl)benzoate (QPS32) Following the general

procedure, the reaction was done on a 0.19 mmol scale of ethyl 4-

(6-chloropyrimidin-4-yl)benzoate (50 mg) in 1.9 mL DMF, using N‐

[(piperidin‐4‐yl)methyl]amino-sulfonamide hydrochloride (48 mg,


purified by flash column chromatography eluting using 98:2 to 95:5

CH2Cl2/MeOH gradient to give the desired product as a white solid (41 mg, 51%). Mp: 182-184 °C; IR

(ATR, ZnSe) = 3297, 2947, 2907, 1702, 1596, 1505, 1305, 1274, 1148, 1053, 1020, 962, 838, 699 cm-

1; 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.52 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 8.13-8.05 (m, 4H), 7.19 (s, 1H), 4.62

(s, 2H), 4.40 (q, J = 7.1 Hz, 2H), 3.04-2.95 (m, 4H), 1.94-1.88 (m, 3H), 1.41 (t, J = 7.1 Hz, 3H), 1.29-

1.20 (m, 2H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 159.2, 130.8, 128.3, 101.0, 62.4, 49.4, 45.3,

37.6, 30.7, 14.6; HRMS-ESI calcd for C19H25N5O4S [M+H]+ 420.1700 found 420.1699.

78

N‐{2‐[1‐(6‐phenylpyrimidin‐4‐yl)piperidin‐4‐yl]ethyl}aminosulfonamide

(QPS33) Following the general procedure, the reaction was done on a 0.16

mmol scale of 4-chloro-6-phenylpyrimidine (30 mg) in 1.6 mL DMF, using N‐

[2‐(piperidin‐4‐yl)ethyl]aminosulfonamide hydrochloride (42 mg, 0.17 mmol)


column chromatography eluting using 98:2 to 95:5 CH2Cl2/MeOH gradient to

give the desired product as a white solid (21 mg, 37%). This compound has

been described in the Section 5.3.2.1.

N‐[2‐(1‐{6‐[4‐(trifluoromethyl)phenyl]pyrimidin‐4‐yl}piperidin‐4‐

yl)ethyl]amino-sulfonamide (QPS14) Following the general procedure,


(trifluoromethyl)phenyl)pyrimidine (50 mg) in 1.9 mL DMF, using N‐[2‐

(piperidin‐4‐yl)ethyl]aminosulfonamide hydrochloride (52 mg, 0.21 mmol)



gradient to give the desired product as a white solid (42 mg, 51%). This

compound has been described in the Section 5.3.2.1.

N‐(2‐{1‐[6‐(2‐fluorophenyl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐

yl}ethyl)aminosulfonamide (QPS34) Following the general procedure, the


fluorophenyl)pyrimidine (50 mg) in 2.4 mL DMF, using N‐[2‐(piperidin‐4‐

yl)ethyl]aminosulfonamide hydrochloride (64 mg, 0.26 mmol) and K2CO3 (50



desired product as a white solid (45 mg, 49%). This compound has been


79

N‐(2‐{1‐[6‐(4‐tert‐butylphenyl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐

yl}ethyl)aminosulfonamide (QPS35) Following the general procedure,

the reaction was done on a 0.20 mmol scale of 4-(4-(tert-butyl)phenyl)-6-

chloropyrimidine (50 mg) in 2.0 mL DMF, using N‐[2‐(piperidin‐4‐

yl)ethyl]aminosulfonamide hydrochloride (54 mg, 0.22 mmol) and K2CO3


chromatography eluting using 98:2 to 95:5 CH2Cl2/MeOH gradient to give

the desired product as a white solid (56 mg, 66%). Mp: 70-89 °C; IR

(ATR, ZnSe) = 3256, 2925, 2863, 1585, 1504, 1440, 1319, 1151, 976, 823, 698 cm-1; 1H NMR (500


Hz, 1H), 4.56 (d, J = 13.2 Hz, 2H), 3.11 (t, J = 7.1 Hz, 2H), 2.98 (td, J = 12.9, 2.6 Hz, 2H), 1.91-1.75 (m,

3H), 1.53 (q, J = 7.0 Hz, 2H), 1.35 (s, 9H), 1.20 (ddd, J = 24.0, 12.6, 4.2 Hz, 2H); 13C NMR (126 MHz,

MeOD-d4): δ (ppm) 164.2, 163.4, 159.0, 154.7, 136.2, 127.9, 126.7, 99.9, 45.5, 41.5, 37.0, 35.6, 34.6,

32.8, 31.6; HRMS-ESI calcd for C21H31N5O2S [M+H]+ 418.2271 found 418.2278.

N‐(2‐{1‐[6‐(naphthalen‐1‐yl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐


reaction was done on a 0.21 mmol scale of 4-chloro-6-(naphthalen-1-

yl)pyrimidine (50 mg) in 2.1 mL DMF, using N‐[2‐(piperidin‐4‐




the desired product as a white solid (62 mg, 72%). Mp: 69-84 °C; IR (ATR,

ZnSe) = 3276, 2912, 2850, 1581, 1502, 1441, 1327, 1153, 974, 793, 780 cm-1; 1H NMR (500 MHz,

MeOD-d4): δ (ppm) 8.54 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 7.99-7.92 (m, 3H), 7.59-7.45 (m, 4H), 6.90 (d, J = 1.2 Hz,

1H), 4.52 (s, 2H), 3.10 (t, J = 7.1 Hz, 2H), 2.97 (td, J = 13.1, 12.7, 2.6 Hz, 2H), 1.88-1.74 (m, 3H), 1.53

(q, J = 7.0 Hz, 2H), 1.20 (qd, J = 13.0, 4.4 Hz, 2H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 165.9,

163.0, 158.5, 138.3, 135.2, 132.1, 130.6, 129.4, 128.0, 127.7, 127.2, 126.3, 126.3, 104.7, 45.5, 41.5,

37.0, 34.5, 32.8, 30.7; HRMS-ESI calcd for C21H25N5O2S [M+H]+ 412.1802 found 412.1811.

80

N‐(2‐{1‐[6‐(4‐chlorophenyl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐



chlorophenyl)pyrimidine (50 mg) in 2.2 mL DMF, using N‐[2‐(piperidin‐4‐





(ATR, ZnSe) = 3295, 2935, 2849, 1592, 1495, 1443, 1310, 1157, 1012, 866, 757, 665 cm-1; 1H NMR

(500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.48 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 7.97-7.90 (m, 2H), 7.52-7.45 (m, 2H), 7.10 (d, J

= 1.2 Hz, 1H), 4.57 (d, J = 13.4 Hz, 2H), 3.11 (t, J = 7.1 Hz, 2H), 2.98 (td, J = 13.3, 2.6 Hz, 2H), 1.90-

1.75 (m, 3H), 1.53 (q, J = 7.0 Hz, 2H), 1.20 (qd, J = 12.9, 4.2 Hz, 4H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-d4): δ

(ppm) 163.4, 163.0, 159.1, 137.8, 137.2, 129.9, 129.7, 100.2, 45.5, 41.5, 37.0, 34.6, 32.8; HRMS-ESI

calcd for C17H22ClN5O2S [M+H]+ 396.1255 found 396.1264.

N‐(2‐{1‐[6‐(4‐butylphenyl)pyrimidin‐4‐yl]piperidin‐4‐

yl}ethyl)aminosulfona-mide (QPS39) Following the general

procedure, the reaction was done on a 0.20 mmol scale of 4-(4-

butylphenyl)-6-chloropyrimidine (50 mg) in 2.0 mL DMF, using N‐[2‐

(piperidin‐4‐yl)ethyl]aminosulfonamide hydrochloride (54 mg, 0.22

mmol) and K2CO3 (42 mg, 0.30 mmol). The crude product was


CH2Cl2/MeOH gradient to give the desired product as a white solid

(61 mg, 72%). Mp: 130-133 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3294, 2928, 2856, 1594, 1505, 1380, 1235, 1186,

990, 916, 856, 667 cm-1; 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.46 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 7.82 (d, J =

8.3 Hz, 2H), 7.27 (d, J = 8.2 Hz, 2H), 7.01 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 4.51 (d, J = 13.2 Hz, 2H), 3.09 (t, J = 7.1

Hz, 2H), 2.93 (td, J = 12.9, 2.6 Hz, 2H), 2.64 (t, J = 7.7 Hz, 2H), 1.85-1.73 (m, 3H), 1.64-1.57 (m, 2H),

1.51 (q, J = 7.0 Hz, 2H), 1.35 (dq, J = 14.7, 7.4 Hz, 2H), 1.20-1.12 (m, 2H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-

d4): δ (ppm); HRMS-ESI calcd for C21H31N5O2S [M+H]+ 418.2271 found 418.2262.

81








desired product as a white solid (51 mg, 58%). Mp: 45-58 °C; IR (ATR, ZnSe)

= 3267, 2915, 1583, 1503, 1311, 1152, 976, 753, 697, 659 cm-1; 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ

(ppm) 8.49 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 7.54-7.45 (m, 2H), 7.46-7.37 (m, 2H), 6.88 (d, J = 1.2 Hz, 1H), 4.50 (s,

2H), 3.10 (t, J = 7.1 Hz, 2H), 2.97 (td, J = 12.9, 2.5 Hz, 2H), 1.88-1.74 (m, 3H), 1.52 (q, J = 7.0 Hz, 2H),

1.24-1.13 (m, 2H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 163.6, 162.6, 158.6, 139.1, 133.1, 131.9,

131.5, 131.1, 128.2, 104.6, 45.5, 41.5, 36.9, 34.5, 32.8; HRMS-ESI calcd for C17H22ClN5O2S [M+H]+

396.1255 found 396.1260.









(ATR, ZnSe) = 3286, 2935, 1589, 1508, 1464, 1129, 940, 789, 731, 676 cm-1; 1H NMR (500 MHz,

MeOD-d4): δ (ppm) 8.49 (d, J = 1.1 Hz, 1H) 7.99 (m, 1H), 7.88 (ddd, J = 5.9, 2.7, 1.7 Hz, 1H), 7.52-7.44

(m, 2H), 7.13 (d, J = 1.2 Hz, 1H), 4.59 (d, J = 13.7 Hz, 2H), 3.11 (t, J = 7.1 Hz, 2H), 3.00 (td, J = 12.9,

2.6 Hz, 2H), 1.91-1.76 (m, 3H), 1.54 (q, J = 7.0 Hz, 2H), 1.21 (tdd, J = 12.8, 11.2, 4.2 Hz, 2H); 13C NMR

(126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 163.4, 162.7, 159.2, 141.3, 135.9, 131.4, 131.0, 128.2, 126.5, 100.5,

45.6, 41.5, 37.0, 34.6, 32.8; HRMS-ESI calcd for C17H22ClN5O2S [M+H]+ 396.1255 found 396.1251.

82

Methyl 4‐(6‐{4‐[2‐(sulfamoylamino)ethyl]piperidin‐1‐yl}pyrimidin‐

4‐yl)benzoate (QPS42) Following the general procedure, the reaction

was done on a 0.20 mmol scale of methyl 4-(6-chloropyrimidin-4-

yl)benzoate (50 mg) in 2.0 mL DMF, using N‐[2‐(piperidin‐4‐

yl)ethyl]aminosulfonamide hydrochloride (54 mg, 0.22 mmol) and



gradient to give the desired product as a white solid (67 mg, 80%).

Mp: 154-162 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3291, 2906, 2849, 1707, 1593, 1432, 1379, 1312, 1141, 965, 777,

706 cm-1; 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.49 (d, J = 1.2 Hz, 1H), 8.08-8.00 (m, 4H), 7.11 (s,

1H), 4.55 (s, 2H), 3.92 (s, 3H), 3.11 (td, J = 7.2, 2.3 Hz, 2H), 2.99-2.94 (m, 2H), 1.87-1.77 (m, 3H), 1.53

(qd, J = 7.0, 2.2 Hz, 2H), 1.22-1.15 (m, 2H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 168.0, 163.3,


C19H25N5O4S [M+H]+ 420.1700 found 420.1699.

Ethyl 4‐(6‐{4‐[2‐(sulfamoylamino)ethyl]piperidin‐1‐yl}

pyrimidin‐4‐yl)benzoate (QPS43) Following the general

procedure, the reaction was done on a 0.19 mmol scale of ethyl 4-

(6-chloropyrimidin-4-yl)benzoate (50 mg) in 1.9 mL DMF, using N‐

[2‐(piperidin‐4‐yl)ethyl]aminosulfonamide hydrochloride (51 mg,



CH2Cl2/MeOH gradient to give the desired product as a white solid

(22 mg, 26%). Mp: 173-177 °C; IR (ATR, ZnSe) = 3300, 2911, 1704, 1596, 1572, 1343, 1142, 994,

856, 778, 706 cm-1; 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 8.51 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 8.12-8.10 (m, 2H),

8.06-8.04 (m, 2H), 7.17 (d, J = 1.1 Hz, 1H), 4.62-4.55 (m, 2H), 4.39 (q, J = 7.1 Hz, 2H), 3.11 (t, J = 7.1

Hz, 2H), 3.02-2.97 (m, 2H), 1.90-1.77 (m, 3H), 1.54 (q, J = 7.0 Hz, 2H), 1.41 (t, J = 7.1 Hz, 3H),1.25-

1.17 (m, 2H); 13C NMR (126 MHz, MeOD-d4): δ (ppm) 167.6, 163.4, 163.0, 159.2, 143.6, 132.9, 130.8,


434.1857 found 434.1869.

83

5.4. QPS-piperazine compound

6,7-dimethoxy-4-(piperazin-1-yl)quinazoline (30)34 To a round-bottomed flask

were added 4-chloro-6,7-dimethoxyquinazoline (500 mg, 2.23 mmol), piperazine

(192 mg, 2.23 mmol) and acetone (7.4 mL). The mixture was stirred at 70 °C for 20

hours. After cooling to room temperature, the acetone was evaporated under

vacuum. The mixture was basified with 2 M NaOH and the product was extracted

with dichloromethane (3). The organic layers were combined and dried over MgSO4, filtered and

evaporated. The crude product was purified by flash column chromatography eluting using 9:1

CH2Cl2/MeOH to give the titled product as a white solid (464 mg, 76%). Mp: 128-130 °C; IR (ATR,

ZnSe) = 3255, 2836, 1578, 1478, 1426, 1335, 1210, 1090, 847, 778 cm-1; 1H NMR (400 MHz, CDCl3): δ

(ppm) 8.63 (s, 1H), 7.20 (s, 1H), 7.06 (s, 1H), 3.98 (s, 3H), 3.95 (s, 3H), 3.60-3.57 (m, 4H), 3.07-3.04

(m, 4H), 2.05 (s, 1H); 13C NMR (101 MHz, CDCl3): δ (ppm) 164.1, 154.4, 153.0, 149.1, 148.4, 111.5,

107.5, 103.0, 56.2, 56.0, 51.1, 46.0.

tert‐butyl N‐[(2‐bromoethyl)sulfamoyl]carbamate (33) To a round-bottomed

flask were added 2-bromoethan-1-amine hydrobromide (500 mg, 2.44 mmol),

(tert-butoxycarbonyl)((4-(dimethyliminio)pyridin-1(4H)-yl)sulfonyl)amide (735 mg, 2.44 mmol), DIPEA

(0.6 mL, 3.66 mmol) and CH2Cl2 (46 mL). The mixture was stirred at room temperature for 21 hours.

The organic layer was washed with NH4Cl (2×) and with saturated aqueous NaCl (1×), then was dried

over MgSO4, filtered and evaporated under vacuum. The crude product was purified by flash column

chromatography eluting using 99:1 CH2Cl2/MeOH to give the desired product, tert-butyl (N-(2-

bromoethyl)sulfamoyl)carbamate, as a white solid (213 mg, 29%). Mp: 123-133 °C (dec); IR (ATR,

ZnSe) = 3267, 3202, 2979, 1697, 1405, 1322, 1254, 1140, 1020, 805, 754 cm-1; 1H NMR (500 MHz,

DMSO-d6): δ (ppm) 7.72 (t, J = 8.0 Hz, 1H), 3.72 (t, J = 6.4 Hz, 2H), 3.33 (m, 2H), 1.44 (s, 9H); 13C

NMR (126 MHz, DMSO-d6): δ (ppm) 149.38, 82.65, 47.97, 38.58, 27.68; HRMS-ESI calcd for

C7H15BrN2O4S [M+Na]+ 326.9807 found 326.9689.

34 Tran, A. T.; Wen, D.; West, N. P.; Baker, E. N.; Brittonc, W. J.; Payne, R. J. Org. Biomol. Chem. 2013, 11, 8113-8126.

84

1-benzylpiperazine (34) 35 To a round-bottomed flask, under an argon atmosphere, was fully

dissolved piperazine (6.00 equiv, 47.40 mmol, 4.083 g) in dry THF (60 mL) in reflux conditions.

Benzyl chloride (1.00 equiv, 7.90 mmol, 1.00 g) was added, dropwise and the mixture was

stirred, in reflux conditions, for 2 hours. The solution was allowed to cool to room temperature and

filtered. The solid residue was washed with THF and then EtOAc. The organic layers were combined,

concentrated under vacuum and washed with basic water with 5% saturated aqueous NaCl and 2 M

NaOH (pH > 12). The aqueous layer was extracted with CH2Cl2 (3×) and EtOAc (1×). The organic

layers were combined, dried over Na2SO4, filtered and evaporated under vacuum. The crude product

was purified by flash column chromatography using 9:1 CH2Cl2/MeOH eluent to give the titled product

as a pale yellow oil (1.254 g, 90%). 1H NMR (500 MHz, CDCl3): δ (ppm) 7.30-7.20 (m, 5H), 3.47 (s,

2H), 2.86 (t, 4H, J = 4.8 Hz), 2.39 (s, 4H), 2.03 (s, 1H); 13C NMR (126 MHz, CDCl3): δ (ppm) 138.0,

129.2, 128.2, 127.0, 63.7, 54.4, 46.0; HRMS-ESI calcd for C11H16N2 [M+H]+ 177.1386 found 177.1352.

tert-butyl (N-(2-(4-benzylpiperazin-1-yl)ethyl)sulfamoyl)carbamate (35) To a

round-bottomed flask, under an argon atmosphere, were added tert-butyl (N-(2-

bromoethyl)sulfamoyl)carbamate (1.00 equiv, 1.05 mmol, 318 mg), 1-

benzylpiperazine (34) (1.10 equiv, 1.15 mmol, 203 mg) and K2CO3 (1.50 equiv, 1.57

mmol, 217 mg) in CH3CN (10.5 mL). The mixture was stirred overnight in reflux

conditions and then, the solvent was evaporated under vacuum, once it reached room temperature.

The crude product was purified by flash column chromatography using 99:1 CH2Cl2/MeOH eluent to

give the desired product as a white solid (392 mg, 94%). 1H NMR (500 MHz, CDCl3): δ (ppm) 7.34-7.24

(m, 5H), 4.98-4.95 (m ,2H), 3.52 (s, 2H), 3.29-3.16 (m, 8H), 2.50 (t, 4H, J = 5.0 Hz), 1.44 (s, 9H); 13C

NMR (126 MHz, CDCl3): δ (ppm) 156.7, 137.8, 129.2, 128.5, 127.4, 80.0, 62.8, 52.3, 46.2, 44.3, 40.6,

28.5; HRMS-ESI calcd for C18H30N4O4S [M+H]+ 399.2061 found 399.2095.

35 Myochin, T.; Kiyose, K.; Hanaoka, K.; Kojima, H.; Terai, T.; Nagano, T. J. Am. Chem. Soc. 2011, 133, 3401-3409.

85

tert-butyl (N-(2-(piperazin-1-yl)ethyl)sulfamoyl)carbamate (36) tert-butyl (N-(2-

(4-benzylpiperazin-1-yl)ethyl)sulfamoyl)carbamate (1.00 equiv, 0.88 mmol, 350 mg)

was dissolved in MeOH (29.3 mL). 10% palladium on carbon (1.00 equiv, 0.88

mmol, 94 mg) and palladium(II) chloride (0.05 equiv, 0.04 mmol, 8 mg) were added

and the mixture was stirred under hydrogen atmosphere overnight, at room

temperature. The catalysts were filtered on Celite and the filtrate was evaporated under vacuum. The

crude product was used directly in the next step without further purification. CRUDE IR (ATR, ZnSe) =

3298, 2974, 2930, 2857, 1686, 1515, 1453, 1285, 1251, 1145, 934, 725 cm-1; 1H NMR (500 MHz,

CDCl3): δ (ppm) 4.99 (m, 1H), 3.28-3.16 (m, 9H), 2.92-2.92 (m, 2H), 2.55 (t, 1H, J = 5.0 Hz), 1.53 (s,

9H); 13C NMR (126 MHz, CDCl3): δ (ppm) 156.6, 89.6, 56.3, 54.2, 47.0, 45.4, 28.4; HRMS-ESI calcd for

C11H24N4O4S [M+H]+ 309.1591 found 309.1592.

1-(aminosulfoamino)-2-(1-piperazinyl)ethane hydrochloride (37) To a round-

bottomed flask was dissolved crude tert-butyl (N-(2-(4-benzylpiperazin-1-

yl)ethyl)sulfamoyl)carbamate (348 mg, 1.13 mmol) in 4 M HCl/dioxane solution (16.9

mL). The mixture was stirred under argon atmosphere, at room temperature, for 2

hours and the remaining solvent was evaporated under vacuum and the residue was

used directly in the next step without further purification. 1H NMR (500 MHz, DMSO-d6): δ (ppm) 9.46

(s, 1H), 8.16 (s, 2H), 3.56 (s, 4H), 3.34-3.32 (m, 2H), 3.20-3.25 (m, 3H), 2.90 (m, 1H), 1.59 (s, 1H); 13C

NMR (126 MHz, DMSO-d6): δ (ppm) 66.8, 42.9, 42.6, 38.9, 34.6.

tert-butyl (N-(2-(4-(6,7-dimethoxyquinazolin-4-yl)piperazin-1-yl)ethyl)sulfa-

moyl)carbamate (38) To a round-bottomed flask were dissolved tert-butyl (N-(2-

(piperazin-1-yl)ethyl)sulfamoyl)carbamate (1.10 equiv, 0.24 mmol, 75 mg) and 4-

chloro-6,7-dimethoxyquinazoline (1.00 equiv, 0.22 mmol, 50 mg) in dry CH3CN (2.2

mL), under an argon atmosphere. Potassium carbonate (1.50 equiv, 0.33 mmol, 46

mg) was added and the mixture was stirred overnight in reflux conditions. The

solution was then allowed to cool and the solvent was evaporated under vacuum.

The crude product was purified by flash column chromatography using 98:2 CH2Cl2/MeOH to give the

desired product as a white solid (44 mg, 45%). 1H NMR (500 MHz, CDCl3): δ (ppm) 8.64 (s, 1H), 7.24

(s, 1H), 7.02 (s, 1H), 5.69 (s, 1H), 5.14 (s, 1H), 3.99 (s, 3H), 3.95 (s, 3H), 3.68-3.66 (m, 4H), 3.40-3.38

(m, 4H), 3.30-3.19 (m, 4H), 1.39 (s, 9H); 13C NMR (126 MHz, CDCl3): δ (ppm) 163.7, 156.7, 154.9,

86

152.9, 149.2, 149.0, 111.6, 107.6, 102.5, 80.0, 56.4, 56.2, 49.2, 45.8, 44.3, 40.5, 28.4; HRMS-ESI

calcd for C21H32N6O6S [M+H]+ 497.2177 found 497.2172.

N‐{2‐[4‐(6,7‐dimethoxyquinazolin‐4‐yl)piperazin‐1‐yl]ethyl}aminosul-

fonamide hydrochloride (QPS22∙HCl) To a round-bottomed flask was added

tert-butyl (N-(2-(4-(6,7-dimethoxyquinazolin-4-yl)piperazin-1-yl)ethyl)-

sulfamoyl)carbamate and 4 M HCl/dioxane solution, under an argon

atmosphere. The mixture was stirred at room temperature for 2,5 hours and

the solvent was evaporated under vacuum. The crude product hydrochloride

salt was used without further purification. 1H NMR (500 MHz, MeOD-d4): δ

(ppm) 8.66 (s, 1H), 7.41 (s, 1H), 7.24 (s, 1H), 4.35 (t, J = 4.6 Hz, 4H), 4.07 (s, 3H), 4.04 (s, 3H), 3.76-

3.58 (m, 2H), 3.48-3.46 (m, 4H), 3.38 (t, J = 5.9 Hz, 2H), 3.12 (t, J = 5.7 Hz, 2H); 13C NMR (126 MHz,

MeOD-d4): δ (ppm) 162.2, 157.4, 149.7, 146.2, 137.6, 106.6, 105.5, 98.9, 60.8, 56.0, 55.7, 48.6, 45.6,

42.3, 40.3, 39.2; HRMS-ESI calcd for C16H24N6O4S [M+H]+ 397.1653 found 397.1674.

5.5. QPS-cyclic triazole compound

Methyl 2-(1-amino-2-chloroethylidene)hydrazine-1-carboxylate (42) To an

ice-cooled solution of 2-chloroacetonitrile (400 mg, 5.30 mmol) in 2.0 mL of dry

MeOH was added sodium methoxide (9 mg, 0.16 mmol). The solution was

stirred at room temperature for 40 minutes and then neutralized with acetic acid (9 L). Methyl

hydrazinecarboxylate (477 mg, 5.30 mmol) was added and the solution was stirred at room

temperature for 1.5 h. The solvent was evaporated under vacuum and the crude product, a white solid,

was was purified by flash column chromatography using 95:5 to 90:10 CH2Cl2/MeOH gradient to give

the desired product as a white solid (742 mg, 85%). 1H NMR (400 MHz, DMSO-d6): δ (ppm) 9.15 (s,

1H), 6.17 (s, 2H), 4.03 (s, 2H), 3.59 (s, 3H); 13C NMR (101 MHz, DMSO-d6): δ (ppm) 44.6;

87

Methyl 2-(1-amino-2-(4-(6,7-dimethoxyquinazolin-4-yl)piperazin-1-

yl)ethylidene)hydrazine-1-carboxylate (43) To a round-bottomed

flask were added 6,7-dimethoxy-4-(piperazin-1-yl)quinazoline (100 mg,

0.365 mmol), methyl 2-(2-chloro-1-methoxyethylidene)hydrazine-1-

carboxylate (42) (103 mg, 0.62 mmol), potassium carbonate (151 mg,

1.09 mmol) and dry DMF (5 mL). The mixture was stirred at 60 °C for 5

hours. After cooling to room temperature, the reaction was diluted with ethyl acetate and the organic

layer was washed (3×) with water. The aqueous layers were combined and extracted (3×) with CH2Cl2.

The organic layers were combined, dried over MgSO4, filtered and evaporated under vacuum. The

crude product was purified by flash column chromatography eluting using 95:5 CH2Cl2/MeOH to give

the desired product as a pale yellow solid (77.8 mg, 53%). Mp: 219-228 °C; IR (ATR ZnSe) 3355, 3206,

2936, 2822, 1658, 1419, 1354, 1239, 1025, 862 cm-1; 1H NMR (500 MHz, DMSO-d6): δ (ppm) 9.07 (s,

1H), 8.54 (s, 1H), 7.21 (s, 1H), 7.11 (s, 1H), 5.97 (s, 2H), 3.92 (s, 3H), 3.91 (s, 3H), 3.60 (t, J = 5.2 Hz,

4H), 3.57 (s, 3H), 2.98 (s, 2H), 2.59 (t, J = 4.4 Hz, 4H); 13C NMR (126 MHz, DMSO-d6): δ (ppm) 163.0,


C18H25N7O4 [M+H]+ 404.2041 found 404.2046.

5.6. QPS-fluorine compound

tert-butyl 3-fluoro-4-oxopiperidine-1-carboxylate (44) (i) To a round bottomed flask was

added tert-butyl 4-oxopiperidine-1-carboxylate (1.00 equiv, 5.02 mmol, 1.00 g) in 5.0 mL

DMF, under an argon atmosphere. Trimethylsilyl chloride (1.80 equiv, 9.03 mmol, 1.2 mL)

and triethylamine (2.50 equiv, 12.5 mmol, 1.8 mL) were added and the mixture was stirred at 80 °C

overnight. After cooling to room temperature, the solution was diluted with hexanes and washed with

saturated aqueous NaHCO3. The organic layer was dried over MgSO4, filtered and evaporated under

vacuum. The crude material, a yellow oil, was used directly into the next step. (ii) To a round-bottomed

flask was dissolved tert-butyl 4-((trimethylsilyl)oxy)-3,6-dihydropyridine-1(2H)-carboxylate (1.00 equiv,

5.02 mmol, 1.362 g) in 7.2 mL dry acetonitrile, under an argon atmosphere. Selectfluor™ (1.10 equiv,

5.52 mmol, 1.956 g) was added and the mixture was stirred at room temperature for 2 hours. The

solution was diluted in ethyl acetate and the organic layer was washed successively with 1% NaHCO3

and saturated aqueous NaCl. The organic layer was dried over MgSO4, filtered and evaporated under

vacuum. The crude material was purified by flash column chromatography using 9:1 to 1:1

Hexanes/EtOAc to give the desired product as a white solid (762 mg, 93% over 2 steps). Mp: 55-70 °C;

88

IR (ATR, ZnSe) = 3398, 2974, 2934, 1657, 1433, 1364, 1112, 1081, 1063, 966, 874, 763 cm-1; 1H NMR

(500 MHz, CDCl3): δ (ppm) 4.85-4.39 (m, 2H), 4.15 (m, 1H), 3.23-3.17 (m, 2H), 2.55-2.49 (m, 2H), 1.46

(s, 9H); 13C NMR (126 MHz, CDCl3): δ (ppm) 202.3, 154.2, 89.6, 88.0, 81.3, 45.9 (d, J = 592.6 Hz),

40.3, 28.3; 19F NMR (470 MHz, CDCl3): δ (ppm) -197.6 (m, 1F); HRMS-ESI calcd for C10H16FNO3

[M+Na]+ 240.1031 found 240.1006.

tert-butyl 4-(cyanomethylene)-3-fluoropiperidine-1-carboxylate (45) To a round-

bottomed flask was dissolved lithium bromide (2.00 equiv, 13.81 mmol, 1.200 g) in 27.0

mL THF. Diethyl (cyanomethyl)phosphonate (1.04 equiv, 7.18 mmol, 1.2 mL),

triethylamine (2.00 equiv, 13.81 mmol, 1.9 mL) and tert-butyl 3-fluoro-4-oxopiperidine-1-

carboxylate (1.00 equiv, 6.91 mmol, 1.500 g) were added. The mixture was stirred overnight, at room

temperature. The solution was diluted in ethyl acetate and washed with saturated aqueous NaHCO3

(2×) and water. The organic layer was dried over MgSO4, filtered and evaporated under vacuum. The

crude material was purified by flash column chromatography using 8:2 Hexanes/EtOAc. The products E

and Z were recombined to give the desired product as a white solid (1.621 g, 97%). Mp: 65-69 °C; IR

(ATR, ZnSe) = 3053, 2978, 2863, 2220, 1687, 1425, 1365, 1276, 1156, 1050, 875, 822, 739 cm-1;

ISOMERE 1 1H NMR (500 MHz, CDCl3): δ (ppm) 5.45 (s, 1H), 4.86 (d, 1H, J = 48.1 Hz), 4.26-4.04 (m,

1H), 3.89-3.85 (m, 1H), 3.01-2.97 (m, 1H), 2.86-2.79 (m, 1H), 2.31 (s, 1H), 1.40-1.38 (m, 9H); 13C NMR

(126 MHz, CDCl3): δ (ppm) 159.6, 154.0, 115.4, 93.9, 87.9, 86.4, 80.8, 48.8-43.3 (m, 1C), 30.8, 28.1;

19F NMR (470 MHz, CDCl3, 50 °C): δ (ppm) -189.07 (s, 1F); ISOMERE 2 1H NMR (500 MHz, CDCl3): δ

(ppm) 5.34 (s, 1H), 4.31-4.24 (m, 1H), 4.10-3.90 (m, 1H), 3.17-3.07 (m, 1H), 3.00-2.80 (m, 1H) 2.63-

2.56 (m, 1H), 2.25-2.20 (m, 1H), 1.40-1.38 (m, 9H); 13C NMR (126 MHz, CDCl3): δ (ppm) 158.1, 154.6,

114.6, 97.3, 86.3, 84.9, 80.5, 49.2-43.6 (m), 31.4, 28.2; 19F NMR (470 MHz, CDCl3, 50 °C): δ (ppm) -

184.2 (s, 1F); HRMS-ESI calcd for C12H17FN2O2 [M+Na]+ 263.1166 found 263.1125.

tert-butyl 4-(2-((N-(tert- butoxycarbonyl)sulfamoyl)amino)-ethyl)-3-

fluoropiperidine-1-carboxylate (46) (i) Tert-butyl 4-(cyanomethylene)-3-

fluoropiperidine-1-carboxylate (1.00 equiv, 4.16 mmol, 1.00 g) was dissolved in a

mixture of dioxane (20.0 mL) and water (7.0 mL). Raney-Nickel (1.88 equiv, 919

mg, 7.82 mmol) as a 50% suspension in water and 10% palladium on carbon

(0.06 equiv, 266 mg, 0,25 mmol) were added with lithium hydroxide monohydrate (2.16 equiv, 377 mg,

8.99 mmol). The mixture was stirred overnight under hydrogen atmosphere (50 PSI), at ambient

89

temperature. The catalyst was filtered on Celite, the solvents were removed under vaccum and the

residue was used directly in the next step without further purification. CRUDE 1H NMR (500 MHz,

CDCl3): δ (ppm) 4.01 (s, 2H), 2.68 (t, 2H, J = 1.0 Hz), 2.63 (m, 2H), 1.60 (d, 2H, J = 0.3 Hz), 1.40 (s,

9H), 1.37-1.34 (m, 2H), 1.08-1.02 (m, 2H); 13C NMR (126 MHz, CDCl3) δ (ppm) 154.8, 79.2, 50.0, 44.1,

40.4, 39.3, 34.1, 33.5, 32.1, 28.4; 19F NMR (470 MHz, CDCl3, 50 °C) δ (ppm) -202.0 (m, 1F). HRMS-

ESI calcd for C12H23FN2O2 [M+H]+ 247.1816 found 247.1797. (ii) To a round-bottomed flask was

dissolved crude tert-butyl 4-(2-aminoethyl)-3-fluoropiperidine-1-carboxylate (1.00 equiv, 3.32 mmol, 817

mg) in 66.0 mL dichloromethane. Sulfamoylating agent 4 (1.0 equiv, 3.32 mmol, 1.00 g) and DIPEA

(1.5 equiv, 4.98 mmol, 0.9 mL) were added and the mixture was stirred overnight at room temperature.

The solution was then washed with aqueous NH4Cl (2×) and saturated aqueous NaCl. The organic

layer was dried over MgSO4, filtered and evaporated under vacuum. The crude material was purified by

flash column chromatography using 99:1 CH2Cl2/MeOH to give the desired product as a white solid

(928 mg, 66% over 2 steps). Mp: 138-151 °C (dec); IR (ATR, ZnSe) = 3306, 2927, 1720, 1660, 1438,

1367, 1165, 908, 779, 727, 662 cm-1; 1H NMR (500 MHz, DMSO-d6): δ (ppm) 10.78 (s, 1H), 7.53 (t, 1H,

J = 5.8 Hz), 3.89 (d, 2H, J = 13.1 Hz), 2.92-2.88 (m, 2H), 2.65 (s, 2H), 1.61-1.57 (m, 2H), 1.50-1.45 (m,

1H), 1.42 (s, 9H), 1.38 (s, 9H); 13C NMR (126 MHz, DMSO-d6): δ (ppm) 154.3, 151.0, 81.5, 81.5, 78.8,

43.9 (d, J = 94.7 Hz), 40.6, 35.6, 35.5, 32.8, 31.9, 28.5, 28.2; 19F NMR (470 MHz, DMSO-d6): δ (ppm) -

201.9 (m, 1F); HRMS-ESI calcd for C17H32FN3O6S [M+Na]+ 448.1888 found 448.1809.

5.7. Methoxyl modification

All compounds made in this section are already characterized in the literature.29, 36, 37

4‐chloroquinazoline‐6,7‐diol (50)29 To a round-bottomed flask was dissolved 4-

chloro-6,7-dimethoxyquinazoline (562 mg, 2.5 mmol) in hydrobromic acid (12.5 mL)

and the solution was stirred in reflux conditions for 3 h. The product, a beige solid

(483 mg, 98%), was then precipitated at -10 °C and recuperated by filtration without further purification.

1H NMR (500 MHz, DMSO-d6): δ (ppm) 10.96 (s, 1H), 10.34 (s, 1H), 8.97 (d, J = 3.5 Hz, 1H), 7.42 (d, J

= 0.8 Hz, 1H), 7.10 (d, J = 1.2 Hz, 1H).

36 Jin, J.-W.; Zhang, L.; Meng, G.-R.; Zhu, J.-H.; Zhang, Q. Synth. Commun. 2014, 44, 346-351. 37 Lüth, A.; Löwe, W. Eur. J. Med. Chem. 2008, 43, 1478-1488.

90

6,7-dimethoxyquinazolin-4(3H)-one (52)36 To a round-bottomed flask was

dissolved 4-chloro-6,7-dimethoxyquinazoline (500 mg, 2.23 mmol) in THF (2.5

mL) and H2O (4.45 mL). Potassium hydroxide (437 mg, 2.23 mmol) was added

and the mixture was stirred at 70 °C for 24 h. The solid was filtered off and purified over flash column

chromatography using CH2Cl2/MeOH 9:1 to give the desired product as a light yellow solid (373 mg, 81

%). 1H NMR (400 MHz, CDCl3): δ (ppm) 8.00 (s, 1H), 7.61 (s, 1H), 7.16 (s, 1H), 1.25 (s, 6H); HRMS-

ESI calcd for C10H10N2O3 [M+H]+ 207.0764 found 207.0800.

6,7-dihydroxyquinazolin-4(3H)-one (53)29 To a round-bottomed flask was

dissolved 6,7-dimethoxyquinazolin-4(3H)-one (100 mg, 0.48 mmol), in

hydrobromic acid (2.4 mL) and the solution was stirred at 150 °C for 3 h. The

product, a beige solid (72mg, 83%), was filtered off and no further purification has been made. 1H NMR

(500 MHz, CDCl3): δ (ppm) 10.36 (s, 1H), 8.00 (s, 1H), 7.62 (s, 1H), 7.17 (s, 1H); HRMS-ESI calcd for

C8H6N2O3 [M+H]+ 179.0451 found 179.0450.

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design et synthèse d’inhibiteurs d’une ectonucléotide ... · v abstract the calcification of...

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