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Caracterización genética y agronómica de variedades pisqueras no tradicionales

Boletín INIA, Nº 315

BIBLIOGRAFÍA

CAPÍTULO 7

Agüero C.B., J. Rodríguez, L.E. Martínez, G.S. Dangl and C.P. Meredith. 2003. Identity and parentage of Torrontés cultivars in Argentina. American Journal of Enology and Viticulture 54:318-321.

Alabi, O., R. Martin and R. Naidu. 2010. Sequence diversity, population genetics and potential recombination events in gra-pevine rupestris stem pitting-associated virus in Pacific North-West vineyards. Journal of General Virology 91(1):265–276.

Aliquo, G., R. Torres, J. Hualpa, M. Fanzone, S. Sari, N. Caliani, J. Pérez Peña y J.A. Prieto. 2014. Identificación de varieda-des criollas de vid presentes en la colección ampelográfica del INTA EEA Mendoza. 37th OIV Congress, Argentina. (1–5).

Beidler, J.L., P.R. Hilliard and R.L. Rill. 1982. Ultrasensitive staining of nucleic acids with silver. Analytical Biochemistry 126(2):374-380.

Bowers, J.E., G. S. Dangl, R. Vignani and C. P. Meredith. 1996. Isolation and characterization of new polymorphic simple sequence repeat loci in grape (Vitis vinifera L.) Genome 39(4):628-633.

Christensen, M., L. Sunde, L. Bolund and T.F. Orntoft. 1999. Comparison of three methods of microsatellite detection. Scandinavian Journal Clinical and Laboratory Investigation 59(3):167-177.

Autores:Antonio Ibacache G.

Andrés Zurita S.Cristián González P.

María Alejandra Montoya A.

INIA, Intihuasi La Serena, Chile, 2015

BOLETÍN INIA - Nº 315

2 Boletín INIA, Nº 315


El presente boletín entrega los principales resultados obtenidos en el marco del Proyecto denominado “Reintroducción en la zona de Denominación de Origen Pisco, de las variedades no utilizadas comercialmente”, que contó con el finan-ciamiento de InnovaChile de CORFO.

Autores: Antonio Ibacache González, Ingeniero Agrónomo, M.Sc. Andrés Zurita Silva, Ingeniero Agrónomo, M.Sc., Dr. Cristián González Palacios, Ingeniero Agrónomo. María Alejandra Montoya Aramburu, Ingeniera Agrónoma, M.Sc.

Directora responsable: Patricia Larraín Sanhueza, Ingeniera Agrónoma, M.Sc.

Editores: Raúl Meneses Rojas, Ingeniero Agrónomo, Ph.D. Angélica Salvatierra González, Ingeniera Agrónoma, Ph.D. Claudio Escobar Escobar, Gerente, Asociación de Productores de Pisco A.G. Fernando Herrera Henríquez, Ingeniero Agrónomo.

Boletín INIA Nº 315

Cita bibliográfica correcta:Ibacache, A., A. Zurita, C. González y M.A. Montoya. 2015. Caracterización

genética y agronómica de variedades pisqueras no tradicionales. 90 p. Boletín INIA Nº 315. Instituto de Investigaciones Agropecuarias, INIA. Centro Regional de Investigación Intihuasi, La Serena, Chile.

© 2015. Instituto de Investigaciones Agropecuarias, INIA. Centro Regional de Investigación Intihuasi. Colina San Joaquín S/N, La Serena, Centro Experimental Vicuña, Camino a Peralillo S/N, Vicuña, Teléfono (56-51) 2411231, Casilla 73, Región de Coquimbo.

ISSN 0717 – 4829

Autorizada la reproducción total o parcial citando la fuente y/o autores.

Diseño y diagramación: Jorge Berríos V., Diseñador GráficoImpresión: Salesianos Impresores S.A.

Cantidad de ejemplares: 1.000

La Serena, Chile, 2015.

3Boletín INIA, Nº 315


Los autores desean expresar sus agradecimientos a:

InnovaChile de CORFO, por el financiamiento y las facilidades prestadas durante el desarrollo del Proyecto “Reintroducción en la zona de Denominación de Origen Pisco, de las variedades de uva pisquera no utilizadas comercialmente”, que originó la información contenida en el presente boletín.

El Centro de Estudios Avanzados en Zonas Áridas (CEAZA), por su importante contribución en la identificación genética de las variedades.

Los investigadores Dr Javier Ibáñez, del Instituto de Ciencias de la Vid y del Vino (CSIC, UR, CAR), La Rioja, España; al Dr Diego Lijavetzky, del Instituto de Biología Agrícola de Mendoza (IBAM), CONICET / FCA-UNCuyo, Mendoza, Argentina y a la M.Sc. Rocío Torres, de la Estación Experimental Agropecuaria Mendoza del INTA, Argentina, por la relevante colaboración científica otorgada en la identificación de las variedades.

El Centro Nacional de Genotipado, Nodo de Madrid-(CNIO), España, por los servicios de genotipificación (SNPlex) realizados.

Los funcionarios del Centro Experimental Vicuña: Nelson Rojas, Carmen Jopia, Elizabeth Pastén, Mabel Lazo, Ricardo Azola y Francisco Cortés por sus valiosos aportes durante la ejecución del proyecto.

AGRADECIMIENTOS



El estudio fue posible gracias a la colaboración y aportes de los asociados, cooperativas y productores que facilitaron sus predios para la ejecución del proyecto:

• Asociación de Productores de Pisco A.G.• Departamento técnico de la Cooperativa CAPEL.• Departamento técnico de la Cooperativa Control Pisquero.• Eduardo Mulet, Agrícola e Inmobiliaria San Félix, Valle de

Huasco.• Pablo Álvarez, Fundo San Ignacio, Valle de Huasco.• Pisquera Los Artesanos de Cochiguaz, Valle de Elqui.• Pelayo Alonso, Agrícola Los Algarrobos Ltda., Valle de Elqui.• SODECA S.A., Fundo Campo Lindo y Fundo Macano, Valle de

Limarí.• Sucesión Luis Rojas, Parcela Nº 3, Valle de Choapa.• Sonia Kratter, Parcela Nº 5, Valle de Choapa.

5Boletín INIA, Nº 315


Capítulo 1. Introducción _______________________________ 7

Capítulo 2. Búsqueda, recolección y caracterizacióngenética del material vegetal de las variedades deuva pisquera no utilizadas comercialmente ______________ 11 2.1. Recolección del material varietal _________________ 11 2.2. Caracterización genética del material varietal recolectado ________________________________ 13 2.2.1. Caracterización genética mediante microsatélites del tipo SSR ________________________ 15 2.2.2. Caracterización genética mediante polimorfismos de nucleótidos individuales (SNP's) _________________________________________ 25

Capítulo 3. Obtención de material varietallibre de virus para propagación ________________________ 31 3.1. Detección de virus de importancia en vides en el material varietal recolectado ___________________ 31 3.2. Desarrollo de material libre de virus ______________ 35 3.3. Propagación del material varietal libre de virus ______________________________________ 42

ÍNDICE



Capítulo 4. Selección de los sitios de ensayosy establecimiento de las variedades _____________________ 45 4.1. Selección de los sitios de ensayos ________________ 45 4.2. Establecimiento de las variedades y formación de plantas _______________________________ 48 4.2.1. Establecimiento ___________________________ 48 4.2.2. Formación de plantas ______________________ 58 4.3.3. Poda invernal de las variedades ______________ 61

Capítulo 5. Caracterización agronómica de las variedades estudiadas ___________________________ 63 5.1. Caracterización fenológica ______________________ 63 5.1.1. Relación clima y desarrollo de las plantas _____ 67 5.2. Productividad de las variedades __________________ 70 5.3. Caracterización de los racimos __________________ 71 5.4. Análisis de fertilidad de yemas ___________________ 77 5.5. Vigor de las plantas ____________________________ 80

Capítulo 6. Conclusiones ______________________________ 83

Capítulo 7. Bibliografía _______________________________ 85

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INTRODUCCIÓN

E l Decreto SAG Nº 521, Art. 5 del año 1999 señala que las siguientes 13 variedades de uva están autorizadas para la ela-boración de pisco: Moscatel Rosada, Moscatel de Alejandría,

Moscatel de Austria, Torontel, Pedro Jiménez, Moscatel Negra, Moscatel Amarilla, Moscatel Blanca, Moscatel de Frontignan, Moscato de Canelli, Moscatel de Hamburgo, Orange Muscat y Chasselas Musque Vrai. De ellas, solo las cinco primeras son utilizadas comercialmente por la industria (Figuras 1 a 5).

Figura 1. Moscatelde Alejandría.

Figura 2. Moscatel Rosada.

CAPÍTULO 1

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Con el propósito de diversificar la oferta productiva y disponer de variedades alternativas para reemplazar parrones antiguos, la industria ha estado preocu-pada de aumentar el abanico varietal mediante la inclusión de las variedades que hoy no son utilizadas comercialmen-te. Sin embargo, para ello es necesario realizar previamente estudios de evaluación agronó-mica de las variedades en las distintas condiciones climáti-cas de la zona pisquera.

Figura 5. Moscatel de Austria.

Figura 3. Pedro Jiménez. Figura 4. Torontel.

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El presente boletín, muestra los resultados obtenidos en el pro-yecto InnovaChile de CORFO “Reintroducción en la zona de Denominación de Origen del Pisco, de las variedades de uva pisquera no utilizadas comercialmente”, realizado en el periodo comprendido entre noviembre de 2011 y septiembre de 2014. El objetivo principal del estudio fue evaluar las características productivas de las variedades que, estando autorizadas para la producción de pisco, hoy no son utilizadas comercialmente y que pueden constituir una alternativa comercial para mejorar la calidad del pisco y/o para la elaboración de nuevos productos.

La ejecución del proyecto estuvo a cargo de profesionales del Instituto de Investigaciones Agropecuarias (INIA) y del Centro de Estudios Avanzados en Zonas Áridas (CEAZA). La Asociación de Productores de Pisco A.G., por otra parte, fue la entidad Asocia-da Mandante que apoyó fuertemente, a través de sus asociados, el establecimiento de los ensayos y las diversas actividades de difusión y transferencia realizadas en el estudio.

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BÚSQUEDA, RECOLECCIÓN Y CARACTERIZACIÓN GENÉTICA DEL

MATERIAL VEGETAL DE LAS VARIEDADES DE UVA PISQUERA NO UTILIZADAS

COMERCIALMENTE

CAPÍTULO 2

2.1. RECOLECCIÓN DE MATERIAL VARIETAL

En una fase preliminar, investigadores del Centro Experimental Vicuña visitaron el Centro Experimental Cauquenes del INIA y diversos predios particulares en diferentes localidades para

buscar y determinar la existencia de plantas de las variedades a estudiar. Como resultado de estas actividades, en Cauquenes se encontraron plantas de las variedades Moscatel Negra, Moscatel Amarilla y Chasselas Musque Vrai; por otro lado, plantas de las va-riedades Moscatel de Frontignan y Orange Muscat fueron encon-tradas en predios particulares localizados en Quilpué (Región de Valparaíso) y El Arrayán (Región de Coquimbo), respectivamente.

Las variedades recolectadas fueron injertadas en el Centro Ex-perimental Vicuña en el invierno del año 2011. Posteriormente, el material vegetal de cada una de las variedades fue procesado para proceder a su identificación genética.

En el Cuadro 1 se presenta una lista de materiales recolectados en predios del Valle de Elqui y otras localidades del país, que fueron analizados genéticamente para verificar su identidad varietal.

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Cuadro 1. Origen de las variedades recolectadas para identificación genética.

Año Origen Región Nombre local

2011 Peteroa P3 Maule Moscatel Negra 2011 Peteroa P2 Maule Moscatel Negra 2011 El Maitén Coquimbo Moscatel Negra 2011 Lontué Maule Moscatel Negra 2011 INIA Cauquenes Maule Moscatel Negra 2011 El Maitén Coquimbo Moscatel Amarilla 2011 INIA Cauquenes Maule Moscatel Amarilla 2011 INIA Vicuña Coquimbo Moscatel Amarilla 2011 Marquesa Coquimbo Moscatel Amarilla 2011 Quilpué Valparaíso Moscatel de Frontignan 2011 Capel Vicuña Coquimbo Moscatel de Frontignan 2011 El Arrayán Coquimbo Orange Muscat 2011 INIA Cauquenes Maule Chasselas Musque Vrai 2011 San Carlos Coquimbo Moscatel Rosada 2011 INIA Vicuña Coquimbo Moscatel Rosada 2011 San Carlos Coquimbo Moscatel de Austria 2011 La Campana Coquimbo Moscatel de Austria 2011 INIA Vicuña Coquimbo Moscatel de Alejandría 2011 San Carlos Coquimbo Moscatel de Alejandría 2011 INIA Cauquenes Maule Moscatel de Alejandría 2011 La Campana Coquimbo Torontel 2011 San Carlos Coquimbo Torontel 2011 Peteroa O”Higgins Torontel 2011 INIA Vicuña Coquimbo Early Muscat 2011 El Tambo Coquimbo Rosada Canela 2011 INIA Vicuña Coquimbo Pedro Jiménez 2011 El Tambo Coquimbo Pedro Jiménez 2011 Capel Vicuña Coquimbo Pedro Jiménez 2012 La Calera Coquimbo Orange Muscat

2013 Predio Viña O”Higgins Muscat a Petit Grains Los Vascos 2013 INIA Vicuña Coquimbo Black Hamburg (BH) 2013 Nantoco Atacama Orange Muscat 2013 San Félix Atacama Moscatel Amarilla

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2.2. CARACTERIZACIÓN GENÉTICA DEL MATERIAL VARIETAL RECOLECTADO

La vid (Vitis vinifera L.) es una especie íntimamente ligada al desarrollo de la sociedad y la cultura desde hace milenios. Esa larga tradición de cultivo, ha dado lugar a la aparición de un gran número de variedades, con gran diversidad genética. Muchas de las variedades cultivadas actualmente nacieron hace decenas o incluso cientos de años, como es el caso de la mayoría de las variedades utilizadas para la elaboración de vino. La antigüedad de las variedades y su alta dispersión en las diferentes regiones vitícolas del mundo ha generado problemas de identidad en ellas, debido a que una misma variedad puede conocerse con diferentes nombres, siendo este uno de los grandes problemas que enfrenta la viticultura mundial.

En este sentido, se dan dos situaciones respecto a la denomi-nación de las variedades: la Sinonimia, en donde una misma variedad (mismo genotipo) puede presentar diversos nombres o sinónimos según el lugar donde se cultive. La variedad es de-nominada oficialmente con el nombre más extendido, y el resto de los nombres son sinónimos de esa variedad. Además existe la Homonimia, en la cual variedades distintas (genotipos distintos) comparten el mismo nombre, debido a errores o denominaciones populares, o por similitud ortográfica. Existen muchos nombres para el mismo material (sinónimos), pero dadas las características peculiares de las variedades o de las regiones donde se cultivan, también ha ocurrido la convergencia de nombres para cultivares diferentes (homónimos). Desde los años 1990s, los marcadores microsatélites fueron los primeros en demostrar su utilidad en la determinación de la identidad de cultivares y parentesco, y la identificación de algunos errores (This et al., 2006).

De las ocho variedades no utilizadas comercialmente para la producción de pisco, solamente se encontraron cinco: Moscatel

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Negra, Moscatel Amarilla, Chasselas Musque Vrai, Moscatel de Frontignan y Orange Muscat. Las dos últimas fueron ubicadas en predios particulares cuyos dueños las tenían identificadas con esos nombres.

Las bases de datos internacionales más utilizadas, tales como Vitis International Variety Catalogue (VIVC), señalan que la va-riedad Moscatel de Hamburgo es definida como una variedad de uva negra, proveniente del cruce de Trollinger con Muscat of Alexandria, y posee 101 sinónimos incluyendo a Black Muscat, Muscat Hambourg, Moscatel Negra, Moscato Nero Di Amburgo, entre otros.

Para la variedad Moscatel Negra, esta base de datos indica una coincidencia con la variedad de mesa Española Breval Negro, cuyo color de bayas es negro.

En tanto, la variedad Moscatel Amarilla registra como nombre primario Torontel, con color de bayas blanco, y pedigrí confir-mado por marcadores de los parentales Listán Prieto X Muscat of Alexandria, con 4 sinónimos, incluyendo Moscatel Amarillo, Torontel Amarillo y Torrontel Corriente.

Por otra parte, la variedad Chasselas Musque Vrai posee una baya blanca con origen en Francia, y presenta 30 sinónimos incluidos Chasselas Musque Blanc, Chasselas Moschato, Chasselas Passa Tutti, entre otros.

Asimismo Moscatel de Frontignan posee 305 sinónimos para el mismo genotipo, siendo su nombre principal Muscat a Petits Gra-ins Blancs, de uva blanca y origen en Grecia. Asimismo presenta sinónimos como Muscat Frontignan, Moscatel Blanco, Moscato de Canelli, Moscatel Grano Menudo, Moscatel de Grano Pequeño, Moscatel Común y White Frontignan.

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Finalmente, la variedad Orange Muscat posee 69 sinónimos siendo el más común Muscat Fleur D' Oranger, de origen Francés y proveniente del cruce de Muscat a Petit Grains con Chasselas Blanc, cuyo pedigrí fue confirmado mediante el uso de marca-dores.

Para la identificación de las variedades colectadas, se realizaron dos tipos de análisis de caracterización genética entre los distintos materiales de vides obtenidos, basada en el uso de ADN (ácido desoxirribonucleico), utilizando marcadores moleculares micro-satélites del tipo SSR (secuencia simple repetida) y polimorfismos de nucleótidos individuales (SNP's) descritos a continuación.

2.2.1. Caracterización genética mediante microsatélites del tipo SSR

El análisis mediante el uso de marcadores moleculares microsatéli-tes del tipo SSR (secuencia simple repetida), se basa en la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) para amplificar diversos marca-dores distribuidos en el genoma de la vid, que han sido reportados anteriormente. En primer lugar, se procedió con la extracción del ADN genómico, mediante el protocolo Doyle - Doyle modificado (1990), utilizando hojas o yemas frescas obtenidas de cada planta de las variedades de interés. Las amplificaciones necesarias para obtener los perfiles genéticos se realizaron utilizando concentra-ciones estándar de ADN (40 ng) de alta pureza.

Los productos de PCR obtenidos (amplicones) correspondieron a productos para 12 microsatélites SSR localizados en 9 cromoso-mas del genoma de la vid, 6 de ellos utilizados universalmente para caracterizar las colecciones de vides internacionales y los datos genéticos respectivos, a partir del uso de 6 marcadores Vr-ZAG desarrollados por Sefc et al. (1999): VrZAG21 (cromosoma 4), VrZAG47 (cromosoma 5), VrZAG62 (cromosoma 7), VrZAG64

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(cromosoma 10), VrZAG79 (cromosoma 5) y VrZAG83 (cromoso-ma 14); también se incorporaron al análisis 4 marcadores VVMD desarrollados por Browers et al. (1996): VVMD5 (cromosoma 16), VVMD6 y VVMD7 (cromosoma 7), y VVMD 28 (cromosoma 3); adicionalmente se utilizaron los marcadores VVS2 (cromosoma 11; Thomas y Scout 1993) y VMC5G7 (cromosoma 2), desarro-llado por el Vitis Microsatellite Consortium (Agrogene, France).

La robustez, reproducibilidad y eficacia de estos marcadores SSR se ha demostrado en múltiples estudios previos (Ibáñez et al. 2009; Vargas et al. 2009; Narváez et al. 2001; Milla-Tapia et al. 2013). Los marcadores se seleccionaron por su alto poder de resolución y capacidad para diferenciar inequívocamente entre diversos genotipos de vid. Este poder de resolución depende, entre otros factores, de la heterocigosidad de los sitios asociados al micro-satélite, y de la variabilidad de la colección a analizar; éstos han sido utilizados tanto en variedades de mesa, de vino, portainjertos, híbridos e inclusive otras especies del género Vitis no vinífera de la familia Vitaceae. Algunos datos genéticos de referencia utilizados se encuentran compilados en los pasaportes genéticos correspon-dientes a cada variedad en la Vitis International Variety Catalogue (VIVC; http://www.vivc.de), y en el Instituto de la Vid y el Vino de Castilla-La Mancha (IVICAM; http://pagina.jccm.es/ivicam/).

Los amplicones fueron separados por tamaño en geles de po-liacrilamida (6% y condiciones desnaturalizantes: urea 5M). La visualización de las bandas se realizó mediante tinción con nitrato de plata, siguiendo el método propuesto por Beidler et al. (1982), con algunas modificaciones, metodología que presenta una sen-sibilidad equivalente a la detección radioactiva o a la utilización de fluorescencia (Christensen et al., 1999; Crest et al., 2001).

En las Figuras 6 a 8 se presentan algunas muestras representati-vas de los amplicones obtenidos mediante el uso de marcadores moleculares tipo microsatélites en parte del material analizado.

http://www.vivc.de),

http://pagina.jccm.es/ivicam/).

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Figura 6. Amplicones obtenidos a partir de muestras de vides pisqueras, utilizando el marcador SSR VVMD5.

Gel de poliacrilamida al 6%. 250pb: marcador de tamaño molecular en pares de bases.

Figura 7. Amplicones obtenidos a partir de muestras de vides pisqueras, utilizando los marcadores SSR VVS2 ,

VrZAG21 y VVMD6 respectivamente. Gel de poliacrilamida al 6%.

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A partir de los diferentes patrones de bandas obtenidos para cada genotipo estudiado y con cada marcador utilizado, tanto para las variedades pisqueras como para los controles utilizados como referencia (variedades Chardonnay y Cabernet Sauvignon princi-palmente), se determinaron los tamaños de los alelos presentes (en pares de bases), con los cuales se construyeron tablas de datos, que fueron utilizadas para determinar similitud y variabilidad genética (Cuadros 2 a 5).

Para analizar los datos obtenidos, se consideraron los tamaños de los productos amplificados (en pares de bases), que correspon-dieron a los alelos por cada muestra de ADN de las variedades analizadas y por cada marcador utilizado, y con los datos tabu-lados, se generó un dendrograma o árbol de similitud para esti-mar la similitud genética, mediante análisis de Correspondencia

Figura 8. Amplicones obtenidos a partir de muestras de vides pisqueras, utilizando los marcadores SSR VrZAG79 y VrZAG21.

Gel de poliacrilamida al 6%. Números en pares de bases indican marcador de tamaño molecular.

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Múltiple, empleando el Método Jerárquico Ward y la distancia 1-Jaccar, resultando una correlación cofenética significativa de 0.771; tal estimación cuantitativa de similitud genética indica la distribución de la variabilidad entre los materiales de las varieda-des pisqueras y controles, analizando los datos de microsatélites mediante el uso del software InfoStat (2004).

De acuerdo a los resultados obtenidos, se construyó el árbol de similitud presentado en la Figura 9, basado en el uso de 12 mar-cadores SSR (incluidos 6 locus aceptados como necesarios para la identificación de variedades y utilizados en la construcción de las bases de datos internacionales), en el cual fue posible dife-renciar ocho grupos discretos (clados) en dos ramas principales (desde la derecha), sin una separación acorde al origen geográfico del material: el primer grupo representado por los materiales de la variedad Torontel, a mucha distancia de los otros clados de la rama superior; a menor distancia se observa la división entre los materiales de las variedades Moscatel Rosada y Moscatel de Austria, quienes forman una ramificación separada a menor distancia que el clado conformado por las muestras de Moscatel de Alejandría. La segunda gran rama que se pudo diferenciar está constituida por el clado correspondiente a muestras de la variedad Pedro Jiménez, que muestra gran distancia con el resto de las variedades presentes en esta segunda rama. Seguidamente se distingue un clado conformado por las distintas muestras de la variedad Moscatel Negra. Otra subdivisión de esta gran rama la representan los clados correspondientes a las muestras de varie-dades Moscatel de Frontignan y Moscatel Amarilla. Finalmente, la última división que conforman los dos últimos grupos de variedades, presenta una clara división entre Chasselas Musque Vrai, y los distintos clados que agrupan al resto de variedades como Orange Muscat, y otras variedades utilizadas como testigos, incluyendo a Chardonnay, Early Muscat y Cabernet Sauvignon. Tales diferencias y las distancias respectivas, se indican en la base del árbol de similitud, en la figura citada.

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De los análisis realizados, se obtuvo el patrón de bandas para cada variedad y marcador, útil en variedades Chasselas Musque Vrai, Orange Muscat, Torontel, Moscatel de Austria y Moscatel Amarilla que no estaban caracterizadas genéticamente en bases de datos internacionales, por lo cual los datos generados por este estudio fueron muy relevantes, permitiendo diferenciar un patrón de identidad genética de manera inequívoca (“huella digital”). Además, con el uso de los 6 locus “universales” necesarios para la identificación de variedades y utilizados por bases de datos in-ternacionales, se pudo contrastar con dichas bases de datos, para establecer comparaciones con las colecciones internacionales. Se pudo determinar que algunas de las variedades colectadas y analizadas correspondieron a variedades tradicionales ancestra-les, también denominadas criollas:

Figura 9. Polimorfismos generados por marcadores SSR para los cultivares de Pisco (Vitis vinifera L.). Árbol de

similitud obtenido por el Método Jerárquico Ward y la distancia 1-Jaccar (InfoStat 2004).

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• Algunas muestras fueron clones de la misma variedad, so-lamente diferenciándose por el lugar de colecta, como por ejemplo Torontel de Peteroa y de Campana.

• No se determinaron Sinonimias entre las diferentes variedades criollas, y cada una de ellas formó un grupo específico de si-militud, tal como se observó en agrupamiento diferencial en las variedades Torontel, Moscatel Rosada, Moscatel de Austria, Pedro Jiménez, Moscatel Negra, Moscatel de Frontignan, y Moscatel Amarilla.

• Moscatel de Alejandría se diferenció de variedades criollas po-siblemente emparentadas (Rosada y Austria), y las variedades europeas se diferenciaron en clado aparte: Chasselas Musque Vrai, Orange Muscat, Chardonnay y Cabernet Sauvignon. Early Muscat se asoció a las variedades europeas, a pesar de ser una variedad obtenida en USA.

• Se comprobó que Moscatel Amarilla fue genéticamente dife-rente y muy distante de Torontel, a pesar de ser consideradas sinonimias.

• Las variedades Pedro Jiménez y Pedro Ximénez (española) correspondieron a Homonimias, es decir nombre similar, pero genotipos completamente diferentes.

Resulta interesante destacar, en cuanto al posible origen de las variedades criollas o sus relaciones parentales, que reciente-mente se ha determinado que para variedades criollas presentes en Argentina, como Cereza, Criolla Grande, Pedro Giménez, Moscatel Amarillo, Criolla Blanca, Torrontés Riojano y Torrontés Sanjuanino, los parentales identificados coinciden con Moscatel de Alejandría y Criolla Chica (Aliquo et al., 2014), lo cual es con-cordante con resultados aportados previamente por otros autores (Agüero et al., 2003; Milla-Tapia et al., 2007; Duran et al., 2011).

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2.2.2. Caracterización genética mediante polimorfismos de nucleótidos individuales (SNP's)

Los SNP´s presentan una serie de ventajas respecto a los mar-cadores moleculares usados regularmente en el genotipado con microsatélites: son generalmente bi-alélicos (dos alternativas para cada uno), lo que implica que la interpretación de los resultados es mucho más simple que en el caso de los microsatélites, que pueden presentar varios alelos. Además, el resultado tampoco depende del sistema de análisis elegido: los distintos alelos no se distinguen en función de su tamaño, sino en base de los nu-cleótidos que están presentes en una posición dada. Ello facilita enormemente el intercambio de información y la comparación entre distintos laboratorios (Lijavetzky et al., 2007).

Para realizar esta técnica, se realizó la extracción de ADN genómico de las variedades en estudio a través del protocolo modificado Doyle-Doyle (1990), para obtener 20 µg de ADNg por cada material, y posteriormente ser enviado al Instituto de Ciencias de la Vid y del Vino (ICVV) de la Rioja, España. Allí fueron analizados mediante el uso de 48 marcadores del tipo SNP's, permitiendo contrastar los resultados obtenidos de las variedades pisqueras con las bases de datos generadas por el ICVV. Esta información sirvió para determinar coincidencias y/o identidades en los patrones generados, al ser comparados contra variedades conocidas y descritas en las colecciones de variedades españolas e internacionales disponibles en este Centro, utilizando la metodología descrita por Lijavetzky et al. (2007).

Las identidades encontradas se presentan en el Cuadro 6, consi-derando los resultados de los SNPs obtenidos para las variedades pisqueras analizadas, y sus coincidencias con genotipos de varie-dades ya caracterizadas y disponibles en la colección del ICVV, a partir de cultivares provenientes de España y otras colecciones internacionales existentes (Portugal, Francia, Australia, Argentina).

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Ello significa que existió correspondencia entre los genotipos de variedades pisqueras y algunas variedades de otras colecciones, demostrando la presencia de sinonimias en las variedades cuya identificación genética fue coincidente (en el Cuadro 6 se incluye el ID o identificador del Genotipo).

Cuadro 6. Coincidencias de genotipos de variedades pisqueras chilenas, comparadas con genotipos registrados en bases de datos*

disponibles del ICVV - La Rioja, España, indicando procedencia del material con el cual existió identidad positiva.

Materiales ID Genotipo Identidad Cultivar Colección pisqueros Coincidente en Base Datos-ICVV* Procedencia

LV GEN_SNP_2234 Muscat a ICVV (Los Vascos) Petits Grains

Pedro GEN_SNP_2459 Pedro Giménez INTA Jiménez Mendoza

Moscatel GEN_SNP_2527 Canela INTA Negra Mendoza (P2 y P3)

Chasselas GEN_SNP_0799 Muscat Fleur ICVV Musque Vrai D’ Oranger

Moscatel GEN_SNP_2466 Moscatel Universidad Rosada Rosado B Nacional de Cuyo

Moscatel GEN_SNP_2523 Torrontés INTA Austria Sanjuanino Mendoza

Moscatel GEN_SNP_2592 Torrontés Riojano A Universidad Amarilla Torrontés Riojano B Nacional de Cuyo

Moscatel GEN_SNP_2592 Torrontés K10 INTA Amarilla Torrontés Q1 Mendoza

A partir de los polimorfismos obtenidos con el uso de SNP's, se diferenciaron y agruparon las variedades pisqueras a través del Análisis Estadístico de Componentes Principales (ACP) utilizan-do el software InfoStat (2004), complementando los resultados

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encontrados con la técnica de microsatélites. El resultado del Análisis de Componentes Principales se presenta en la Figura 10, en donde se agruparon y distribuyeron las variedades pisqueras locales acorde a su distancia genética, en base a dos dimensiones principales.

Figura 10. Asociación de componentes principales (ACP) para 48 marcadores SNP's.

El Análisis de Componentes Principales mostró una correlación significativa (0,985), y los componentes principales CP1 y CP2 explicaron el 81,3% de la variabilidad total observada, tal como se presenta en la Figura 10. Los marcadores SNP’s conformaron un polígono envolvente, que conectó aquellos marcadores que resultaron más divergentes, y que más aportaron a la interacción, mostrando los más y menos informativos. Las líneas perpendicu-lares a cada lado del polígono definieron cuadrantes, y los mar-cadores cercanos a la intersección de estos ejes indicaron que a menor distancia, menor discriminación aportó ese marcador a la diferenciación genética de las variedades, y donde las variedades contenidas en ellas presentaron cercanía y similitud genética. En

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base al uso de los marcadores SNP’s, se presentó menor distancia entre las variedades Moscatel Rosada y Alejandría agrupadas en el mismo cuadrante, y entre Orange Muscat y Pedro Jiménez, pero en cuadrantes opuestos del gráfico de Componentes Principales. Las muestras de la variedad Moscatel Negra se diferenciaron cla-ramente en un cuadrante separado del resto de las variedades, mientras que algunas muestras de Moscatel Amarilla se separa-ron del resto de las variedades, compartiendo el cuadrante con las variedades Pedro Jiménez y Orange Muscat (El Arrayán). La muestra de Moscatel Amarilla Vicuña fue significativamente di-ferente de las anteriores, agrupándose en un cuadrante distinto, compartido con Chasselas Musque Vrai.

Finalmente, se incluye un cuadro de síntesis con los resultados obtenidos mediante el análisis de bases de datos internacionales, análisis de microsatélites (SSR), y polimorfismos SNP’s, indicando el estado actual de identificación y coincidencias de las varieda-des pisqueras objeto de la normativa vigente (Cuadro 7).

En base a los resultados genéticos, se determinaron coincidencias de identidad en Moscatel Negra, Moscatel Amarilla, Moscatel de Austria, Pedro Jiménez, Torontel y Moscatel Rosada con varieda-des presentes en colecciones Argentinas.

Asimismo se determinó que la variedad colectada como “Chas-selas Musque Vrai” es idéntica a Muscat Fleur D’ Oranger, que a su vez presenta como sinonimia a Orange Muscat.

La variedad colectada como “Orange Muscat” no coincidió con ningún genotipo identificado anteriormente.

Considerando los antecedentes obtenidos en las bases de da-tos internacionales, Moscatel de Frontignan, Moscatel Blanca Temprana y Moscato de Canelli son una sinonimia de Muscat a Petits Grains.

29



Cuadro 7. Resumen de identificación genética en variedades pisqueras.

Variedad Medio de Pisquera Sinonimia Homonimia Verificación

Moscatel de Moscatel de SSR, SNP´s Alejandría Alexandria, Blanca Italia

Moscatel Moscatel Rosada Rosada Pastilla SSR, SNP´s

Torontel Torontel SSR

Moscatel Torrontés SNP´s de Austria Sanjuanino

Pedro Pedro Pedro SSR, SNP´s Jiménez Giménez Ximénez

Moscatel Blanca Moscatel Bases de datos o Temprana de Frontignan, internacionales, Moscato de Canelli, SNP’s Muscat a Petits Grains

Chasselas Muscat Fleur SNP’s Musque Vrai D´Oranger

Moscatel Torrontés y SSR, SNP’s Amarilla Torrontés Riojano

Moscato de Moscatel de Bases de datos Canelli Frontignan y internacionales Moscatel Blanca Temprana

Moscatel de Muscat a SNP’s Frontignan Petits Grains

Moscatel de Schiava Grossa SNP’s Hamburgo

Moscatel Canela SSR, SNP´s Negra

Orange Muscat *N.D. SNP´s

*N.D.: Sin genotipo para 48 SNP’s.

30



Al realizar la comparación de los marcadores moleculares tipo SNP’s de variedades pisqueras chilenas con el catálogo de varie-dades internacionales que existen en el ICVV de la Rioja, se pudo determinar una serie de similitudes o identidades con variedades argentinas, lo cual permite confirmar el intercambio de variedades que históricamente ha existido entre ambos países.

Los materiales idénticos fueron: Moscatel Amarilla con Torrontés y Torrontés Riojano; Moscatel Negra con Canela; Moscatel de Austria con Torrontés Sanjuanino; Moscatel Rosada con Mosca-tel Rosado B; Pedro Jiménez con Pedro Giménez, las cuales son consideradas y denominadas variedades criollas, ya que a través de este análisis se pudo confirmar que no coincidían con ningún otro material proveniente de España, Italia o Francia presente en la base de datos del ICVV.

Respecto de Pedro Jiménez de la zona pisquera y la variedad es-pañola Pedro Ximénez, que posee como sinonimia Pedro Jiménez de acuerdo a las bases de datos internacionales, correspondería a una homonimia, es decir un nombre similar para genotipos diferentes. La variedad Pedro Jiménez de la zona pisquera, consi-derada como criolla y cultivada en la zona desde el siglo pasado es idéntica con la variedad Pedro Giménez Argentina, y diferente de Pedro Ximénez.

31



OBTENCIÓN DE MATERIAL VARIETAL LIBRE DE VIRUS

PARA PROPAGACIÓN

CAPÍTULO 3

3.1. DETECCIÓN DE VIRUS DE IMPORTANCIA EN VIDES EN EL MATERIAL VARIETAL RECOLECTADO

Los virus son partículas microscópicas constituidas por un ácido nucleico, rodeado de una envoltura proteica, sin acti-vidad metabólica propia y que requiere de una célula hués-

ped para desarrollar su ciclo vital. Las enfermedades provocadas por virus causan una reducción gradual de los rendimientos y una disminución de la calidad de la fruta. Su principal forma de transmisión es durante la propagación de las plantas.

En la actualidad, se considera que las principales enfermedades causadas por virus en la vid a nivel mundial están presentes en nuestro país. Algunas de ellas se muestran en el Cuadro 8.

Para determinar la presencia de virus en el material vegetal, se aplicó el protocolo de extracción de ácidos ribonucleicos (ARN), utilizando la metodología descrita por Zeng y Yang (2002). Luego se realizó la cuantificación del ARN y verificación de su integridad en gel de agarosa al 1% (Figura 11).

Los análisis de virus, utilizando la técnica de PCR en Tiempo Real-RT-qPCR, así como la de PCR convencional, se realizaron para las variedades colectadas Moscatel Negra, Moscatel Amarilla, Orange Muscat, Chasselas Musque Vrai y Moscatel de Frontignan.No obstante, sólo se presentarán los resultados de las tres prime-ras ya que sus identidades fueron corroboradas genéticamente durante el desarrollo del proyecto.

32



Cuadro 8. Virus de interés según las normas específicas de certificación de material de propagación de Vitis spp,

sugeridas por el SAG (2003).

Enfermedad producida por virus Técnica de Diagnóstico

Degeneración infecciosa Grapevine fanleaf virus (GFLV) Elisa/ RT-PCR/ Indexaje Arabis mosaic virus (ArMV) Elisa/ RT-PCR/ Indexaje Strawberry laten ringspot virus (SLRSV) Elisa/ RT-PCR

Declinación de la vid Tomato ringspot virus (ToRSV) Elisa/ RT-PCR/ Indexaje Tobacco ringspot virus (TRSV) Elisa/ RT-PCR/ Indexaje

Complejo enrollamiento foliar (Leafroll) Grapevine leafroll-associated viruses Elisa/ RT-PCR/ Indexaje (GLRaV 1 a 9)

Complejo de la madera rugosa LN33 stem grooving Indexaje Rupestris stem pitting (RSPaV) RT-PCR/ Indexaje Kober stem grooving (GVA) Elisa/ RT-PCR/ Indexaje Corky bark (GVB) Elisa/ RT-PCR/ Indexaje

Grapevine fleck virus (GFkV) Elisa/ RT-PCR/ Indexaje

Grapevine rootstock stem lesion PCR associated virus (GRSLaV)

Figura 11. ARN proveniente de diferentes tiposde tejido vegetal: 1. Hoja fresca. 2. Madera fresca. 3. Madera -80oC. 4. Planta in vitro. Separados por electroforesis en agarosa.

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El ARN se extrajo de distintos tipos de tejido de la planta sin que ello afectase la integridad de los ácidos ribonucleicos y poste-riores reacciones de amplificación, donde se observan bandas principales de las dos subunidades de ARN ribosomal (28S y 18S), de buena calidad e integridad desde los diversos tejidos: hoja, madera fresca, madera congelada y planta in vitro (Figura 11).

El Cuadro 9 sintetiza la detección viral realizada en tres varieda-des pisqueras, para los virus en estudio, indicando la presencia/ausencia y el CT (Ciclo umbral de detección) obtenido mediante PCR cuantitativo, y el tamaño del producto amplificado en el caso de detección por PCR convencional.

Cuadro 9. Presencia de virus en plantas de variedades pisqueras no tradicionales.

Moscatel Orange Moscatel Enfermedad Virus Negra Muscat Amarilla

Degeneración GFLV Positivo Positivo Positivo infecciosa CT:14,93 CT: 23,28 CT: 26,40 ArMV Negativo Negativo Negativo SLRV Negativo Negativo Negativo

Declinación ToRSV Negativo Negativo Negativo de la vid TRSV Negativo Negativo Negativo Complejo del GLRaV-1 Negativo Negativo Negativo enrollamiento GLRaV-2 Negativo Negativo Negativo foliar GLRaV-3 Negativo Negativo Negativo GLRaV-4 Negativo Negativo Negativo GLRaV-5 Negativo Negativo Negativo GLRaV-7 Negativo Negativo Negativo GLRaV-9 Negativo Negativo Negativo

Complejo de RSPaV Positivo Negativo Negativo la madera CT: 24,79 rugosa GVA Negativo Negativo Negativo GVB Negativo Negativo Negativo GFkV Negativo Negativo Negativo

GRSLaV Positivo Positivo Negativo 905pb 905pb

34



Figura 12. Amplificación mediante reacción de RT-qPCR del virus GFLV (Grapevine fanleaf virus) y RSPaVb (Rupestris Stem Pitting) en Moscatel Negra. Carriles: 1, 2, 3 cDNA; 4, 5, 6 No-RT GFLV

(tamaño esperado amplicón 305 pb); 7, 8, 9 cDNA; 10, 11, 12 No-RT RSPaV (tamaño esperado 355 pb).

Del conjunto de las enfermedades determinadas, fue posible detectar del grupo de Degeneración infecciosa, al agente causal GFLV (Grapevine fanleaf virus), o virus de la hoja en abanico de la vid, con muestras positivas en las variedades Moscatel Negra (CT:14,93), Orange Muscat (CT: 23,28), y Moscatel Amarilla (CT: 26,40). La cifra de CT indicó que la abundancia relativa fue mu-cho mayor en la primera de las variedades analizadas. En tanto, para los virus del Complejo de la madera rugosa se detectaron muestras positivas para RSPaV (Rupestris Stem Pitting), el cual resultó positivo (CT: 24,79) sólo en la variedad Moscatel Negra. Finalmente, otro virus detectado, mediante la técnica de RT-PCR fue GRSLaV (Grapevine rootstock stem lesion associated virus), el cual resultó positivo en muestras correspondientes a las varieda-des Moscatel Negra y Orange Muscat, tal como se muestra en el Cuadro respectivo.

En la Figura 12 se muestran bandas amplificadas (amplicón) me-diante la reacción de RT-qPCR, obtenidas a partir del ARN extraído desde tejido de Moscatel Negra, los cuales una vez amplificados fueron separados mediante electroforesis en gel de agarosa, para los virus GFLV (Grapevine fanleaf virus), o virus de la hoja en abanico de la vid y RSPaVb (Rupestris Stem Pitting), indicándose el tamaño obtenido para las bandas correspondientes.

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Se pudo observar que la utilización de la técnica de RT-qPCR per-mitió amplificar inequívocamente bandas correspondientes a la secuencia génica de los virus específicos, indicando la presencia de virus en los tejidos de las variedades analizadas, ya que los partidores utilizados se diseñaron usando la secuencia específica de cada virus, por tanto amplificaron muestras que contenían al virus, y ninguna secuencia proveniente del genoma de la vid.

Al analizar las variedades pisqueras recolectadas, se observó la presencia constante de GFLV, conocido como virus del abanico de la vid o del entrenudo corto infeccioso, que es transmitido principalmente por nematodos o por propagación de material infectado. Otros virus encontrados en menor proporción y no en todas las variedades fue el RSPaV comúnmente conocido como picadura de la corteza del tallo, encontrado en Moscatel Negra y el GRSLaV asociado al tallo de la vid en Moscatel Negra y Orange Muscat.

Todos estos virus sólo se presentan en forma de RNA de cadena simple y sentido positivo, por lo cual un falso positivo tiene nulas probabilidades de ocurrir al utilizar esta metodología. Además, se determinó cuantitativamente la concentración de virus, y se logró detectar cantidades desde 10-6 ng/uL, con lo cual se pudo determinar una alta eficiencia para detectar pequeñas cantidades del virus, aún en plantas que no manifestaban síntomas asociados.

3.2. DESARROLLO DE MATERIAL LIBRE DE VIRUS

En vides la aplicación del cultivo in vitro para el saneamiento de material infectado por virus, se realiza mediante cultivo de ápices meristemáticos ubicados en las yemas de la vid, tal como se presenta en la Figura 13.

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El cultivo de ápices meristemáticos con objetivos fitosanitarios se basa en que el virus no infecta por igual a toda la planta. Así, el virus se distribuye de forma desigual en las diferentes zonas, quedando el ápice libre de virus. La menor concentración o ausencia de partículas virales en los meristemos de rápido cre-cimiento, se basa en la distinta velocidad de desarrollo que hay entre el tejido del ápice en crecimiento y la infección del virus, esto gracias a la falta de elementos vasculares en el tejido meris-temático (Weiland, 2001).

Durante la temporada 2012-2013 el material proveniente de campo se desinfectó mediante una solución fungicida (Captan + Benlate) y agua estéril, dejándolos al menos 24 horas en esta solución. Seguidamente se separaron las yemas de los tallos, y

Figura 13. Ubicación del meristemo y primordios foliares dentro de una yema lateral de vid.

Barra lateral equivale a 5 um.

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estas se sometieron a una desinfección más profunda. Para que la siembra de meristemos fuese exitosa, el factor más relevante considerado fue que el material vegetal proveniente de campo correspondiera a yemas con buen estado fitosanitario.

Los meristemos se sembraron en placas de Petri con medio de establecimiento MEV, compuesto por medio basal MS (Muras-hige & Skoog + vitaminas), suplementado con las fitohormonas Benzyl aminopurina (BAP) y ácido Indol-3-butírico (IBA). Una vez aislados y cultivados los meristemos, su sobrevivencia en la primera etapa fue crítica, por la tendencia a oxidarse, lo cual impide la regeneración de una planta completa. Una vez que el meristemo comenzó a engrosar, fue cambiado periódicamente a medio fresco.

El número de meristemos cultivados in vitro que fueron capaces de sobrevivir y formar plantas completas y aclimatadas, se indica en el Cuadro 10. Existió una pérdida considerable de meristemos de-bido a problemas de oxidación, imposibilidad de generar tejidos funcionales e intolerancia a la fase de aclimatación (Figura 14).

Cuadro 10. Sobrevivencia de meristemos cultivados in vitro para variedades de vides pisqueras, periodo 2012-2013.

Siembra en Plantas Plantas medio de pequeñas Plantas aclimatadas % Genotipo/ establecimiento obtenidas desarrolladas libres de sobrevivencia planta 2012 de la siembra (grandes) virus 2013 total

Moscatel Negra 27 15 6 5 18,5

Moscatel Amarilla 44 24 3 0 0

Orange Muscat 49 27 2 0 0

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En la siguiente fase de establecimiento (2013-2014), se encon-traron varias de las mismas dificultades, las cuales fueron depen-dientes del genotipo utilizado, y cuyos resultados se indican en el C ua d r o 11 . P or t a n t o, s e i n c or p or ó un a nu e v a t é c ni c a de c u l ti v o que consistió en el engrosamiento del meristemo en medio líquido MS a 25oC y agitación constante (125 rpm), hasta el momento que se observó una respuesta favorable. De este modo, se acortó a 7 meses el tiempo de obtención de una planta completa.

Las Figuras 15 a 19 muestran una secuencia del cultivo in vitro de meristemos y crecimiento hasta la regeneración de plantas completas.

Figura 14. Panel A. Meristemos con crecimiento indeterminado. Panel B. Meristemos oxidados, sin regeneración de órganos.

Panel C y D. Plantas con problemas de oxidación una vez regeneradas.

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Cuadro 11. Sobrevivencia de meristemos cultivados in vitro para variedades de vides pisqueras, periodo 2013-2014.

Siembra en Plantas Plantas medio de pequeñas Plantas aclimatadas % Genotipo/ establecimiento obtenidas desarrolladas libres de sobrevivencia planta 2013 de la siembra (grandes) virus 2014 total

Moscatel Negra 102 4 3 11 10,8

Moscatel Amarilla 110 8 3 6 5,5

Orange Muscat 72 1 0 3 4,2

Figura 15. Crecimiento de meristemos en medio líquido con agitación (A, B y C) y posterior repique a medio sólido (D),

de variedades de vid pisquera.

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Figura 18. Plantas de Moscatel Negra regeneradas a partir de meristemos, presentando diferentes etapas de

desarrollo (A y B). Temporada 2014.

Figura 17. Planta de vid regenerada a través de cultivo de meristemos in vitro.

Figura 16. Condiciones de crecimiento in vitro, con fotoperiodo de 16 horas luz / 8 horas oscuridad y temperatura de 25oC.

41



El porcentaje de sobrevivencia durante el periodo 2012-2013 alcanzó un 18,5% en la variedad Moscatel Negra, determinán-dose que una variable clave fue la baja calidad del material proveniente de campo.

Otra pérdida significativa durante este periodo se verificó al momento de aclimatar las plantas regeneradas, ya que algunas no resistieron el cambio de condiciones ambientales, caso espe-cialmente complejo en Orange Muscat y Moscatel Amarilla, las cuales murieron al ser aclimatadas.

La sobrevivencia total para el periodo 2013-2014 varió de 4,2% (Orange Muscat) hasta 10,8% (Moscatel Negra). Cada variedad mostró un vigor diferencial in vitro, siendo la más vigorosa Mos-catel Amarilla, seguido de Moscatel Negra y Orange Muscat.

La obtención de una planta libre de virus a partir del cultivo de meristemos resultó un proceso muy laborioso en las condiciones utilizadas, dependiendo fuertemente del vigor y sanidad del ma-terial varietal original, y requirió de un periodo prolongado (hasta dos años en las variedades más delicadas). Sin embargo, una vez establecidas las plantas, aclimatadas y verificada la ausencia de virus, la multiplicación a partir de brotes fue mucho más rápida, y en este proceso se pudo obtener plantas aclimatadas en 4 meses.

Figura 19. Plantas de Orange Muscat provenientes de meristemos listas para

su aclimatación (A) y en etapa de crecimiento (B). Temporada 2014.

42



3.3. PROPAGACIÓN DEL MATERIAL VARIETAL LIBRE DE VIRUS

Se ha logrado aclimatar plantas de Moscatel Negra, Moscatel Amarilla y Orange Muscat, las cuales se mantienen en condi-ciones controladas (cámara de aclimatación) para servir como plantas madres para su multiplicación posterior in vitro.

En la Figura 20 se presenta el proceso de aclimatación de plantas regeneradas a partir de meristemos in vitro. El material utilizado fue un sustrato turba:perlita (1:1), esterilizado mediante autoclave a 121oC. Posteriormente se seleccionaron las plantas de mayor

Figura 20. Proceso de aclimatación de plantas regeneradas a partir de meristemos in vitro.

Panel A. Maceteros con sustrato turba: perlita (1:1). Panel B. Plantas seleccionada por tamaño

y presencia de raíces. Panel C. Extracción de plantas in vitro. Panel D. Trasplante a

maceteros individuales y exposición gradual a condiciones ambientales ex vitro.

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Figura 21. Brotes de plantas aclimatadas libres de virus, utilizados para la multiplicación de material.

tamaño y con mayor presencia de raíces, las cuales se extrajeron del frasco y se trasplantaron a macetas individuales. Luego las macetas fueron expuestas gradualmente a condiciones ambien-tales ex vitro de 25oC de temperatura y ciclos de 16 horas luz y 8 horas de oscuridad.

Finalmente, la Figura 21 muestra el tejido utilizado (ápices de crecimiento) para el proceso de multiplicación clonal de mate-rial saneado. Además, se verificó la ausencia de virus en dicho material mediante el procedimiento de RT-qPCR.

44



45



SELECCIÓN DE LOS SITIOS DE ENSAYOS Y ESTABLECIMIENTO

DE LAS VARIEDADES

CAPÍTULO 4

4.1. SELECCIÓN DE LOS SITIOS DE ENSAYOS

La zona pisquera se extiende entre los paralelos 27o15’ y 32o10’ latitud sur (regiones de Atacama y Coquimbo). En esta vasta zona el cultivo está concentrado en cinco valles

que de norte a sur son: Copiapó, Huasco, Elqui, Limarí y Choapa. Considerando la baja superficie plantada con vides pisqueras que presenta el Valle de Copiapó, equivalente al 1,3% de la super-ficie total, la investigación se concentró en los restantes cuatro valles. Para conocer la respuesta en crecimiento, producción y calidad de fruta, las variedades estudiadas fueron evaluadas en las distintas condiciones climáticas presentes en el norte chico. Con este propósito se seleccionaron localidades ubicadas a di-ferentes alturas sobre el nivel del mar en cada uno de los valles, las que se presentan en el Cuadro 12 y en la Figura 22. En total se seleccionaron 10 sitios de ensayo.

De acuerdo con un estudio de "Zonificación climática del terri-torio de Denominación de Origen Pisco" (INIA – CEAZA - FIA, 2010), el Índice Heliotérmico, el cual considera las temperaturas registradas durante el ciclo de crecimiento de la vid, es el princi-pal índice vitícola para caracterizar climáticamente una área de-terminada. Ello porque está fuertemente ligado al comportamiento fenológico de las variedades y a las características de calidad de los racimos (color, aroma, contenidos de azúcar y acidez).

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Cuadro 12. Descripción de los sitios de ensayo georeferenciados.

Localidad/ Altura Nº coordenadas Valle (msnm) Propietario

1 San Félix Huasco 1.162 Sr. Eduardo Mulet Lat. 28o 56’ 05”

Lon. 70o 27’ 35” 2 Imperial Alto Huasco 501 Sr. Pablo Álvarez Lat. 28o 37’ 07”

Lon. 70o 42’ 08”

3 Monte Grande Elqui 1.128 Pisquera Lat. 30o 05’ 45” Los Artesanos Lon. 70o 29’ 41” del Cochiguaz 4 Vicuña Elqui 655 INIA - CE Vicuña Lat. 30o 02’ 13”

Lon. 70o 41’ 40”

5 El Almendral Elqui 387 Sr. Pelayo Alonso Lat. 29o 59’ 08”

Lon. 70o 54’ 35” 6 Tulahuén Limarí 1.003 SODECA S.A. Lat. 30o 58’ 11”

Lon. 70o 45’ 26”

7 Canelilla Baja Limarí 324 Sr. Javier Aros Lat. 3o 34’ 59”

Lon. 71o 09’ 11” 8 Camarico Limarí 239 SODECA S.A. Lat. 30o 42’ 02”

Lon. 71o 19’ 33”

9 Chillepín Choapa 933 Sucesión Lat. 31o 53’ 09” Sr. Luis Rojas Lon. 70o 41’ 47” 10 Chuchiñi Choapa 385 Sra. Sonia Kratter Lat. 31o 45’ 37”

Lon. 71o 03’ 37”

47



Los valores de Índice Heliotérmico encontrados en la zona pis-quera permitieron identificar un patrón espacial que señala a las zonas costeras con bajo potencial para el cultivo de la vid, debido a la ocurrencia de bajas temperaturas que impiden una adecua-da maduración de los racimos. Hacia el interior de los valles el potencial heliotérmico aumenta a medida que se incrementa la distancia desde la costa. Es así que los sectores medio y alto de los valles presentan clases de clima denominadas Temperado y

Figura 22. Ubicación de los 10 sitios de ensayo.

48



Cálido, que se caracterizan por cumplir con las necesidades de temperatura para la maduración de la fruta y para el cumplimiento adecuado del ciclo vegetativo anual de las plantas.

4.2. ESTABLECIMIENTO DE LAS VARIEDADES

Y FORMACIÓN DE PLANTAS

4.2.1. Establecimiento

En los meses de julio y agosto del año 2012, las variedades Moscatel Negra, Moscatel Amarilla y Orange Muscat fueron in-jertadas en las 10 localidades seleccionadas. Para ello se utilizó la técnica conocida como “injerto de hendidura”, la cual ha sido usada exitosamente por los profesionales del INIA en el Centro Experimental Vicuña. Las Figuras 23 a 28 muestran los pasos seguidos en este tipo de injerto.

Figura 23. Púas de la variedad cortadas en forma de cuña.

Figura 24. Corte (descabezado) del tronco del portainjerto a una altura de 1,0 a 1,2 m.

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Figura 26. Inserción de las púas en cada costado de la hendidura.

Figura 25.Apertura de hendidura

longitudinal sobre el tronco del porta-injerto (alrededor de 5 cm de profundi-

dad). Usar cuchillo tipo machete.

50



Figura 28. Relleno de la bolsa con arena. Se debe agregar agua 1 ó 2 veces por semana para evitar la deshidratación de las púas.

Figura 27. Atadura y colocación de bolsa de polietileno con pita plástica para mantener las púas

firmemente en el lugar.

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Para ser más eficientes en la injertación de las variedades, se importaron desde Francia dos máquinas injertadoras (Figura 29) que realizan los cortes en forma de cuña para facilitar la inser-ción de las púas.

Figura 29. Máquina injertadora.

Se usaron como portainjertos plantas adultas, principalmente de Moscatel Rosada y Pedro Jiménez, las que poseen mayor vigor que otras variedades. En cada localidad se injertaron diez plantas por variedad (30 en total), excepto en las localidades de Imperial Alto, El Almendral y Chillepín, donde se injertaron solo cinco plantas por variedad (15 en total). En el Cuadro 13 se detallan las fechas de estable-cimiento de los ensayos (injertación), portainjertos utilizados, variedades y número de plantas injertadas por localidad.

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Cuadro 13. Detalles de la injertación en cada una de las localidades.

Fecha de Variedades Nº plantas Localidad injertación Portainjerto injertadas injertadas

Valle de Huasco San Félix 22.Ago.12 Moscatel Moscatel Amarilla 10 Amarilla Moscatel Negra 10 Orange Muscat 10 Imperial Alto 23.Ago.12 Moscatel de Moscatel Amarilla 5 Alejandría Moscatel Negra 5 Orange Muscat 5

Valle de Elqui Monte Grande 26.Jul.12 Pedro Jiménez Moscatel Amarilla 10 y Moscatel Moscatel Negra 10 Rosada Orange Muscat 10 Vicuña 25.Jul.12 Moscatel Moscatel Amarilla 10 Rosada Moscatel Negra 10 Orange Muscat 10 El Almendral 27.Jul.12 Pedro Jiménez Moscatel Amarilla 5 Moscatel Negra 5 Orange Muscat 5

Valle de Limarí Tulahuén 16.Ago.12 Pedro Jiménez Moscatel Amarilla 10 y Moscatel Moscatel Negra 10 Rosada Orange Muscat 10 Canelilla Baja 02.Ago.12 Pedro Jiménez Moscatel Amarilla 10 Moscatel Negra 10 Orange Muscat 10 Camarico 01.Ago.12 Pedro Jiménez Moscatel Amarilla 10 Moscatel Negra 10 Orange Muscat 10

Valle de Choapa Chillepín 09.Ago.12 Pedro Jiménez Moscatel Amarilla 5 Moscatel Negra 5 Orange Muscat 5 Chuchiñi 08.Ago.12 Pedro Jiménez Moscatel Amarilla 10 Moscatel Negra 10 Orange Muscat 10

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Las Figuras 30 a 39 muestran las 10 localidades donde se esta-blecieron los ensayos.

Figura 30.San Félix.

Figura 31.Imperial Alto.

Figura 32.Monte Grande.

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Figura 33. Vicuña.

Figura 34.El Almendral.

Figura 35.Tulahuén.

55



Figura 36.Canelilla Baja.

Figura 37.Camarico.

Figura 38.Chuchiñi.

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Figura 39. Chillepín.

Una vez injertadas las variedades se monitoreó periódicamente el estado de las estacas hasta el momento en que éstas comenzaron a brotar (prendimiento).

En el Cuadro 14 se detallan los porcentajes de prendimiento de las estacas injertadas por cada variedad y lugar de estudio.

Los resultados muestran que el porcentaje promedio total de pren-dimiento de las estacas injertadas fue alto (88%), demostrando la eficacia de la técnica de injertación utilizada. En la localidad de Monte Grande se registraron los valores más bajos de prendi-miento de las estacas, debido principalmente a la falta de vigor de las plantas usadas como portainjerto. No obstante, las estacas que durante la primera temporada no brotaron, fueron injertadas nuevamente en el invierno de 2013.

Al comparar el porcentaje promedio de prendimiento entre las tres variedades, se puede observar que prácticamente no hubo diferencia entre ellas, según se aprecia en el Cuadro 15.

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Cuadro 14. Porcentaje de prendimiento de las variedades en cada localidad de estudio. Temporada 2012-2013.

Variedades %de Localidad injertadas prendimiento Valle de Huasco San Félix Moscatel Amarilla 80 Moscatel Negra 90 Orange Muscat 60 Imperial Alto Moscatel Amarilla 100 Moscatel Negra 60 Orange Muscat 100

Valle de Elqui Monte Grande Moscatel Amarilla 20 Moscatel Negra 70 Orange Muscat 40 Vicuña Moscatel Amarilla 100 Moscatel Negra 100 Orange Muscat 100 El Almendral Moscatel Amarilla 100 Moscatel Negra 100 Orange Muscat 100 Valle de Limarí Tulahuén Moscatel Amarilla 90 Moscatel Negra 70 Orange Muscat 90 Canelilla Baja Moscatel Amarilla 100 Moscatel Negra 100 Orange Muscat 100 Camarico Moscatel Amarilla 100 Moscatel Negra 100 Orange Muscat 100

Valle de Choapa Chillepín Moscatel Amarilla 100 Moscatel Negra 100 Orange Muscat 80 Chuchiñi Moscatel Amarilla 100 Moscatel Negra 100 Orange Muscat 100 Porcentaje Promedio Total 88

58



4.2.2. Formación de plantas

Una vez brotadas las estacas se monitoreó periódicamente su crecimiento (cada 15 días aproximadamente) en cada una de las localidades. En las visitas se realizaron diversas labores como eliminación de malezas, amarre de brotes y aplicaciones de fungi-cidas y fertilizantes foliares para estimular el crecimiento sano de los brotes y llegar al final de la temporada con plantas formadas.Las Figuras 40 a 44 muestran una secuencia de crecimiento de los brotes desde el estado de brotación hasta la formación de la planta completa.

Cuadro 15. Porcentaje promedio de prendimiento de las estacas por variedad.

Temporada 2012-2013.

Variedad % de prendimiento

Moscatel Amarilla 89

Moscatel Negra 89

Orange Muscat 87

Figura 40.Brotación o prendimiento de las estacas. Septiembre de 2012.

59



Figura 41. Brote de 10 cm. Octubre de 2012.

Figura 42.Crecimiento normal

del brote principal de la estaca. En este

momento se deca-pita el brote por

debajo del alambre para estimular el

crecimiento de las yemas laterales, las cuales darán origen

a los brazos de la planta. Noviembre

de 2012.

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Figura 44.Planta formada a partir de una estaca con sus cuatro brazos. Febrero de 2013.

Figura 43. Formación de brazos en una planta de vid. Enero de 2013.

Cicatriz del brote principal decapitado

Brazo

Brazo

Brazo

61



Lamentablemente, el ensayo ubicado en la localidad de Canelilla Baja en el Valle de Limarí tuvo que ser abandonado en enero de 2013, debido a que el dueño del predio no contó con agua suficiente para regar las plantas.

4.3.3. Poda invernal de las variedades

Durante el mes de julio del año 2013 las plantas fueron podadas con el objetivo de obtener la primera producción de fruta. La poda consistió en dejar cuatro brazos de 4 ó 5 yemas cada uno por planta (Figura 45). Las yemas dejadas originaron los brotes productivos cuyos racimos fueron cosechados al final de la tem-porada (enero a abril de 2014).

Figura 45. Planta podada en julio de 2013.

Yema de vid

62



63



CARACTERIZACIÓN AGRONÓMICA DE LAS VARIEDADES ESTUDIADAS

CAPÍTULO 5

Uno de los principales objetivos del proyecto fue conocer la fenología y caracterizar el comportamiento vegetativo y productivo de las variedades en cada una de las loca-

lidades de estudio.

5.1. CARACTERIZACIÓN FENOLÓGICA

Para conocer el comportamiento fenológico de las variedades se registraron las fechas de ocurrencia de los estados fenológicos más importantes en las vides: brotación, floración, pinta y madurez de cosecha (Figuras 46 a 49).

Figura 46. Brotación.

Figura 47. Floración.

64



Figura 49. Madurez.

El Cuadro 16 detalla las fechas de ocurrencia de los distintos estados fenológicos de cada variedad por localidad.

La información del Cuadro 16 indica, en general, que indepen-diente de la localidad, las variedades siguieron un claro orden en cuanto a la fecha de brotación, siendo Orange Muscat la pri-mera variedad en brotar. Luego le siguió Moscatel Negra y por último Moscatel Amarilla. Considerando las nueve localidades de estudio se concluye que el intervalo de tiempo de brotación entre la primera variedad y la última fue de dos a cuatro semanas aproximadamente.

Sin embargo, el estado fenológico más importante de evaluar desde el punto de vista productivo es el momento de maduración de la fruta. En la industria pisquera, la cosecha se realiza cuando el jugo de las bayas alcanza una concentración de azúcares de 21oBrix, lo que equivale a 12 Grados de Alcohol Probable (GAP).

En este sentido, cabe destacar la temprana fecha en que alcanzan la madurez las variedades evaluadas en el presente proyecto, especialmente en las zonas altas de los valles. Como se puede

Figura 48. Pinta o envero.

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Cuadro 16. Fechas de estados fenológicos de las variedades introducidas.

Madurez Localidad Variedad Brotación Plena Flor Pinta 21oBrix-12 GAP

Valle de Huasco San Félix O. Muscat 1ª sem Sep 4ª sem Oct 4ª sem Dic 4ª sem Ene M. Negra 4ª sem Sep 2ª sem Nov 2ª sem Ene 4ª sem Ene M. Amarilla 1ª sem Oct 2ª sem Nov 1ª sem Ene 3ª sem Feb Imperial O. Muscat 1ª sem Sep 4ª sem Oct 1ª sem Ene 1ª sem Feb Alto M. Negra 2ª sem Sep 1ª sem Nov 3ª sem Ene 2ª sem Feb M. Amarilla 2ª sem Sep 2ª sem Nov 2ª sem Ene 1ª sem Mar

Valle de Elqui Monte O. Muscat 1ª sem Sep 4ª sem Oct 1ª sem Ene 1ª sem Feb Grande M. Negra 2ª sem Sep 2ª sem Nov 2ª sem Ene 4ª sem Ene M. Amarilla 3ª sem Sep 2ª sem Nov 2ª sem Ene 3ª sem Feb Vicuña O. Muscat 4ª sem Ago 4ª sem Oct 4ª sem Dic 1ª sem Feb M. Negra 1ª sem Sep 1ª sem Nov 1ª sem Ene 3ª sem Ene M. Amarilla 2ª sem Sep 1ª sem Nov 2ª sem Ene 3ª sem Feb El O. Muscat 4ª sem Ago 1ª sem Nov 2ª sem Ene 3ª sem Feb Almendral M. Negra 1ª sem Sep 2ª sem Nov 3ª sem Ene 1ª sem Mar M. Amarilla 1ª sem Sep 2ª sem Nov 3ª sem Ene 4ª sem Mar

Valle de Limarí Tulahuén O. Muscat 4ª sem Ago 4ª sem Oct 3ª sem Dic 2ª sem Ene M. Negra 2ª sem Sep 1ª sem Nov 1ª sem Ene 3ª sem Ene M. Amarilla 2ª sem Sep 1ª sem Nov 1ª sem Ene 2ª sem Feb Camarico O. Muscat 2ª sem Sep 2ª sem Nov 3ª sem Ene 2ª sem Mar M. Negra 4ª sem Sep 4ª sem Nov 4ª sem Ene 3ª sem Mar M. Amarilla 1ª sem Oct 4ª sem Nov 4ª sem Ene 3ª sem Abr

Valle de Choapa Chillepín O. Muscat 1ª sem Sep 1ª sem Nov 1ª sem Ene 1ª sem Feb M. Negra 4ª sem Sep 2ª sem Nov 3ª sem Ene 2ª sem Feb M. Amarilla 4ª sem Sep 2ª sem Nov 3ª sem Ene 1ª sem Mar Chuchiñi O. Muscat 2ª sem Sep 2ª sem Nov 3ª sem Ene 2ª sem Mar M. Negra 1ª sem Oct 4ª sem Nov 1ª sem Feb 3ª sem Mar M. Amarilla 1ª sem Oct 4ª sem Nov 4ª sem Ene 2ª sem Abr

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apreciar en el Cuadro 16, las variedades Moscatel Negra y Oran-ge Muscat fueron las primeras en madurar (desde fines de enero hasta mediados de febrero).

Si se agrupan las localidades en dos zonas climáticamente distin-tas: zona alta (localidades de San Félix, Monte Grande, Vicuña, Tulahuén y Chillepín) y zona baja (Imperial Alto, El Almendral, Camarico y Chuchiñi) se observa que la maduración de las va-riedades se produce primero en la zona alta.

En la Figura 50 se observa que la maduración de una variedad se alcanzó alrededor de un mes antes en la zona alta respecto de la zona baja.

Figura 50. Época de maduración de las variedades según zona climática.

Es interesante destacar que las tres variedades maduraron más temprano que otras variedades pisqueras tradicionales en la zona baja. Esta condición, si está asociada a altas producciones de fruta, permitiría considerarlas como alternativas económicas apropiadas para los productores.

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5.1.1. Relación clima y desarrollo de las plantas

Las localidades ubicadas en diferentes altitudes y latitudes pueden diferir significativamente en la condición climática. Las varia-ciones locales son muy importantes pues tienen una influencia marcada en la calidad de la fruta, en la época de maduración, en las prácticas culturales, en la elección de las variedades y en general en los costos y retornos de la industria.

El factor climático de mayor importancia para el desarrollo de las vides es la temperatura. Otros factores, como la lluvia, la hu-medad, la neblina y la radiación, pueden tener efectos, pero son mucho más limitados que el efecto de la suma de calor.

La suma de calor se expresa como grados-día (GD) y se utiliza para relacionar el desarrollo de las plantas con una temperatura umbral que es diferente para cada especie. En el caso de las vi-des se utiliza la temperatura base de 10 grados Celsius, debido a que el crecimiento de los brotes no ocurre o es muy lento bajo esa temperatura.

Figura 51.Sensor de

temperatura.

Para relacionar el desa-rrollo de las plantas de cada variedad con la tem-peratura, al comienzo de la temporada 2013-2014 se instalaron sensores de temperatura (Figura 51) en las localidades de estudio.

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El objetivo fue registrar la temperatura diaria durante todo el ciclo de desarrollo de las vides para cuantificar, al final de la tempora-da, los requerimientos térmicos necesarios para la maduración de cada una de las variedades desde su brotación y para comparar la suma de calor durante el ciclo vegetativo de las vides en cada una de las localidades en estudio.

En el Cuadro 17 se presentan los valores de grados-día requeridos para la maduración de los racimos de cada una de las variedades por localidad. Se puede observar, en general, que Moscatel Negra es la variedad que requiere menos suma de temperatura para alcanzar la madurez de cosecha. Por otro lado, si se promedia la cantidad de grados-día de las nueve localidades, se tiene que Moscatel Negra presenta el menor requerimiento térmico para la maduración de sus racimos con 1176 grados-día, seguido de Orange Muscat y Moscatel Amarilla con 1284 y 1374 grados-día, respectivamente.

Cuadro 17. Grados-día (base 10oC) desde brotación hasta madurez de cosecha por variedad y localidad.

Temporada 2013-2014.

Grados Día Localidad Altitud Variedad (base 10oC)

Valle del Huasco San Félix 1.162 Orange Muscat 1386 Moscatel Negra 1238 Moscatel Amarilla 1426

Imperial Alto 501 Orange Muscat 1242 Moscatel Negra 1198 Moscatel Amarilla 1349

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Continuación Cuadro 17.

Grados Día Localidad Altitud Variedad (base 10oC)

Valle de Elqui Monte Grande 1.128 Orange Muscat 1320 Moscatel Negra 1184 Moscatel Amarilla 1376 Vicuña 655 Orange Muscat 1289 Moscatel Negra 1066 Moscatel Amarilla 1299

El Almendral 387 Orange Muscat 1250 Moscatel Negra 1216 Moscatel Amarilla 1397 Valle de Limarí Tulahuén 1.003 Orange Muscat 1275 Moscatel Negra 1104 Moscatel Amarilla 1302 Camarico 239 Orange Muscat 1315 Moscatel Negra 1335 Moscatel Amarilla 1490

Valle de Choapa Chillepín 933 Orange Muscat 1204 Moscatel Negra 1137 Moscatel Amarilla 1324

Chuchiñi 385 Orange Muscat 1276 Moscatel Negra 1108 Moscatel Amarilla 1403

Asimismo, se pudo determinar que las localidades que se en-cuentran a mayor altitud (zonas altas) acumularon una mayor suma de calor en relación a las localidades ubicadas a menor altitud (zonas bajas) para un mismo lapso de tiempo (Figura 52). Esto explica el por qué una misma variedad alcanza primero la madurez en localidades de zonas altas de los valles que en lo-calidades de zonas bajas.

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5.2. PRODUCTIVIDAD DE LAS VARIEDADES

Cuando los racimos de las variedades alcanzaron el índice de madurez apropiado (21oBrix), se procedió a cosechar y pesar para evaluar los kilos de fruta producidos por planta. El perio-do de cosecha estuvo comprendido entre la última semana de enero y la tercera semana de abril de 2014. En el Cuadro 18 se muestran los valores promedio de las producciones por planta y por localidad de estudio.

Se puede observar que las producciones fueron heterogéneas, con una fuerte dependencia de la localidad. En Tulahuén, Vicuña y El Almendral se obtuvieron las menores producciones debido principalmente a la baja calidad de las plantas usadas como por-tainjertos. Por otro lado, las mayores producciones se alcanzaron en Chillepín, Imperial Alto y San Félix. Las demás localidades obtuvieron producciones intermedias. Sin embargo, a pesar de la heterogeneidad en los rendimientos, es importante destacar que el potencial productivo de las variedades se manifiesta al tomar en cuenta las producciones más altas. Así, al considerar una distancia de plantación de 3x2 m (1.667 plantas por hec-

Figura 52. Suma de calor por localidad. Período agosto 2013 a abril 2014.

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tárea) se tiene una primera producción potencial superior a 25 toneladas por hectárea en las variedades Moscatel Negra y Moscatel Amarilla cuando se injertan sobre plantas adultas sanas con alto vigor.

5.3. CARACTERIZACIÓNDE LOS RACIMOS

Para llevar a cabo la caracteri-zación de la fruta, se evaluó un total de 12 racimos por varie-dad y localidad en el Labora-torio de Viticultura del Centro Experimental del INIA en Vicu-ña. Se realizó una descripción morfológica de los racimos de acuerdo con estándares esta-blecidos internacionalmente, se evaluó la susceptibilidad a enfermedades y se determi-naron diversos parámetros de calidad como peso, presencia de semillas, peso y calibre de bayas y en el jugo de las bayas se midió el porcentaje de aci-dez y el valor pH.

La descripción morfológica de los racimos de las tres varieda-des se presenta a continuación:

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MOSCATEL NEGRAForma de racimo: cónico corto

Tamaño de racimo: pequeño a medioGrado de compacidad: compacto a muy

compactoLongitud de pedúnculo: medio

Tamaño de baya: medioForma de baya: esférica

Color baya: rojo violeta oscuroColor pulpa: verde cristalina

Sabor: leve moscatel

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MOSCATEL AMARILLAForma de racimo: cilíndrico a cilíndrico con alas

Tamaño de racimo: medio a grandeGrado de compacidad: medioLongitud de pedúnculo: medio

Tamaño de baya: medio a grandeForma de baya: esférica

Color baya: verde amarillaColor pulpa: blanca cristalina


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ORANGE MUSCATForma de racimo: cónico corto a cilíndrico

Tamaño de racimo: pequeño a medioGrado de compacidad: medio a muy compacto

Longitud de pedúnculo: cortoTamaño de baya: medioForma de baya: esférica

Color baya: verde amarillaColor pulpa: blanca cristalina


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La producción de uva para elaboración de pisco se realiza bajo diversas condiciones climáticas y los problemas sanitarios más severos, especialmente las pudriciones por hongos (Botrytis cine-rea), ocurren en condiciones de clima húmedo en zonas cercanas a la costa. De las variedades estudiadas solo Orange Muscat se mostró sensible a la pudrición (Figura 53). La variedad Moscatel Negra destacó por su alta resistencia a las enfermedades, inde-pendiente de la condición climática en que se desarrolló.

Figura 53. Racimo de la variedad Orange Muscat afectado por pudrición.

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En el Cuadro 19 se muestran los resultados de la evaluación de diversos parámetros de calidad de racimos en las tres variedades estudiadas.

Cuadro 19. Resultados de parámetros de calidad de racimos por variedad y localidad.

Nº Nº Nº Peso bayas bayas semillas Calibre Peso racimo con sin por baya baya Acidez Variedad (g) semilla semilla baya (mm) (g) (%) pH

San Félix O. Muscat 241,0 106 6 2,4 16,3 2,2 0,50 3,4 M. Negra 172,0 86 11 1,3 15,1 1,8 0,58 3,2 M. Amarilla 397,0 174 6 1,4 15,6 2,2 0,55 3,1

Imperial Alto O. Muscat 228,1 73 61 1,3 16,8 1,7 0,66 3,4 M. Negra 244,8 130 53 1,1 17,2 1,3 0,82 3,2 M. Amarilla 494,7 139 77 1,3 18,5 2,3 0,67 3,3

Monte Grande O. Muscat 206,4 92 5 2,1 15,9 2,1 0,58 3,5 M. Negra 172,4 100 11 1,3 14,4 1,6 0,54 3,6 M. Amarilla 219,3 135 10 1,3 14,7 1,5 0,48 3,4

Vicuña O. Muscat 198,9 84 11 2,0 15,7 2,1 0,49 3,6 M. Negra 91,0 63 28 1,2 15,1 1,0 0,80 3,3 M. Amarilla 311,4 153 11 1,3 15,3 1,9 0,53 3,3

El Almendral O. Muscat 161,2 65 27 1,6 16,5 1,8 0,62 3,4 M. Negra 245,5 113 6 1,6 16,2 2,1 0,56 3,1 M. Amarilla 248,3 94 45 1,4 16,1 1,8 0,52 3,2

Tulahuén O. Muscat 195,6 83 30 1,3 16,2 1,7 0,66 3,5 M. Negra 217,1 94 31 1,1 16,1 1,7 0,68 3,2 M. Amarilla 468,7 169 30 1,4 16,8 2,4 0,51 3,0

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5.4. ANÁLISIS DE FERTILIDAD DE YEMAS

Con el propósito de incrementar el conocimiento técnico de las variedades se les realizó un análisis de fertilidad de yemas. Este análisis busca estimar el porcentaje de fructificación que tendrá una planta en la temporada siguiente. Con este antecedente se pueden establecer los criterios de poda de una variedad con respecto al número y largo de los cargadores.

Para ello, a fines de junio y principios de julio del año 2014, se recolectaron muestras de 10 cargadores de 12 yemas cada uno por variedad en las localidades de Camarico y San Félix, las que fueron analizadas en el laboratorio de Centro Experimental Vi-cuña. Mediante el uso de una lupa estereoscópica se procedió a analizar las yemas, según se observa en la Figura 54.

Continuación Cuadro 19.

Nº Nº Nº Peso bayas bayas semillas Calibre Peso racimo con sin por baya baya Acidez Variedad (g) semilla semilla baya (mm) (g) (%) pH

Camarico O. Muscat 156,4 63 13 2,1 17,5 2,1 0,69 3,4 M. Negra 292,8 148 6 1,3 15,6 1,9 0,61 3,2 M. Amarilla 307,8 152 9 1,6 14,9 1,9 0,76 3,0

Chillepín O. Muscat 248,7 92 13 1,9 16,6 2,4 0,61 3,8 M. Negra 336,7 146 7 1,6 16,1 2,2 0,73 3,2 M. Amarilla 380,3 166 9 1,8 17,0 2,2 0,56 3,4

Chuchiñi O. Muscat 196,2 72 15 2,0 17,5 2,3 0,56 3,6 M. Negra 361,1 161 6 1,6 16,3 2,2 0,57 3,3 M. Amarilla 430,2 173 8 1,5 16,0 2,4 0,61 3,2

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En los Cuadros 20 y 21, se presentan los porcentajes promedio de fructificación de las yemas por variedad en dos localidades, una representativa de la zona baja (Camarico) y otra representativa de la zona alta (San Félix).

Los resultados muestran que las tres variedades presentaron altos porcentajes de fertilidad en todas las yemas a lo largo del carga-dor. Esto significa que las plantas pueden ser podadas tanto en sistemas de poda larga como de poda corta.

Figura 54. Análisis de fertilidad de yemas en laboratorio.

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5.5. VIGOR DE LAS PLANTAS

Con el propósito de cuantificar el vigor de las plantas de cada variedad se determinó el peso de poda de cada una de ellas en el mes de julio de 2014 (Figuras 55 y 56).

Los resultados de peso de poda se indican en el Cuadro 22. En general, se observó una relación directa entre el vigor y la producción de las variedades. Cabe destacar el alto vigor que presentó Moscatel Negra en relación a las otras dos variedades independiente de la localidad.

Figura 55.Poda y colecta del material podado por planta para la determinación de su peso.

Figura 56.Determinación del

peso de poda por planta mediante

el uso de balanza electrónica.

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82



83



CONCLUSIONES

CAPÍTULO 6

Según el Decreto 521 (1999) del SAG, existen 13 variedades de uva autorizadas para la elaboración de pisco. De ellas, se usan cinco en forma comercial: Moscatel Rosada, Moscatel

de Alejandría, Moscatel de Austria, Torontel y Pedro Jiménez, las que ocupan la casi totalidad de las 10.000 hectáreas plantadas. De las variedades restantes solo Moscatel Amarilla está presen-te en la estructura productiva con una pequeña superficie no cuantificada. Plantas de las variedades Moscatel Negra, Moscatel Blanca o Temprana, Moscatel de Frontignan, Moscato de Canelli, Moscatel de Hamburgo, Orange Muscat y Chasselas Musque Vrai no han sido establecidas en la zona pisquera.

Los estudios de identificación genética asociados a la búsqueda en bases de datos internacionales para vides realizados en el presente proyecto, permitieron determinar que los nombres de las variedades Moscatel Blanca o Temprana, Moscatel de Fron-tignan y Moscato de Canelli corresponden a una sinonimia de la variedad Muscat a Petits Grains. También se verificó que la variedad conocida en nuestro país como Chasselas Musque Vrai es idéntica con Muscat Fleur D’Oranger, que a su vez tiene como sinonimia a Orange Muscat. Por otra parte, se corroboró que las variedades Moscatel Negra y Moscatel Amarilla son variedades criollas.

La evaluación agronómica de las variedades no cultivadas co-mercialmente demostró que Moscatel Negra y Moscatel Amarilla se presentan como excelentes variedades alternativas para la

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producción de pisco. Esto debido a su alto potencial producti-vo, tolerancia a enfermedades y plagas y maduración temprana, incluso en las zonas bajas de los valles.

Al realizar la comparación genética de las variedades pisqueras chilenas con el catálogo de variedades internacionales del ICVV, se pudo determinar coincidencias e identidades con variedades argentinas, lo cual permite confirmar el intercambio de materiales que históricamente ha existido entre ambos países. Los materiales coincidentes fueron Moscatel Amarilla con Torrontés y Torrontés Riojano; Moscatel Negra con Canela; Moscatel de Austria con Torrontés Sanjuanino; Moscatel Rosada con Moscatel Rosado; Pedro Jiménez con Pedro Giménez, las cuales pueden ser con-sideradas y denominadas variedades criollas, ya que a través de este análisis se pudo confirmar que no coincidían con ningún otro material proveniente de España, Italia o Francia presente en la base de datos del ICVV.

Desde el punto de vista de la estructura varietal, se propone poten-ciar el concepto de variedades denominadas “criollas” como base para la elaboración de pisco en Chile. A la luz del conocimiento actual, este grupo incluye a Moscatel de Alejandría, Moscatel Rosada, Moscatel de Austria, Torontel, Pedro Jiménez, Moscatel Negra y Moscatel Amarilla. Aunque Moscatel de Alejandría no es una variedad criolla, ella se incluye en el grupo debido a que fue introducida por los misioneros Jesuitas a principios del siglo XVIII, es una de las progenitoras de la mayoría de las variedades criollas y puede ser considerada, junto con la variedad País (sinonimia Listán Prieto, Misión), como una de las fundadoras de la antigua viticultura americana, de acuerdo a diversos estudios genéticos.

Criollas es un término dado a plantas de vides generadas en América y descendientes de padres europeos. Se cultivan sólo en el continente americano y se destacan por su vigor, alta producti-vidad, y su mayor capacidad para adaptarse a condiciones desfa-vorables (sequía, salinidad) respecto de las variedades europeas.

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CAPÍTULO 7

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