guia química orgánica
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Q u í m i c a Orgánica
Alejandro Fukusaki Yoshizawa Néstor Gomero Ostos
Lima – Perú
2014
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a
0
GUÍA DE PRÁCTICAS DE QUÍMICA ORGÁNICA
© Derechos Reservados 2012
© Área de Química
Segunda Edición
Primera reimpresión
Diseño, Diagramación e Impresión
Universidad Científica del Sur
Panamericana Sur Km. 19. Lima-Perú 610-6400
Tiraje 1500 ejemplares
IMPRESO EN PERÚ
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a
1
MBA Rolando Vallejo Cortéz Vicepresidente Ejecutivo Dr. José Amiel Pérez Rector Dra. Josefina Takahashi Vicerrectora Académica
Dra. María Pía Sirvent De Luca
Coordinadora General de Cursos Básicos Directora de Gestión Académica M Sc. Alejandro Fukusaki Coordinador de Cursos Básicos de Ciencias Q.F. Juan Salazar Sánchez Coordinador de Área Química Autor MSc Alejandro Fukusaki Yoshizawa Q.F. Néstor Gomero Ostos
Reservados todos los derechos: ningún material de este manual puede ser reproducido sin autorización expresa por escrita por los autores. La autorización será en hoja aparte y firmada y adosada a este material. Todo compromiso
suscrito aparte, no se refiere a este manual. Queda exento del compromiso, el fotocopiado interno en una cantidad
no mayor de 100, solo para uso con fines educativos y sin lucro
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CONTENIDO
Introducción
Normas de seguridad
Capítulo 1. Propiedades de los compuestos orgánicos
i
ii
6
Capítulo 2. Cristalización
19
Capítulo 3. Destilación
28
Capítulo 4. Extracción 36
Capítulo 5. Cromatografía 45
Capítulo 6. Propiedades químicas de los Hidrocarburos 58
Capítulo 7. Propiedades químicas de los Alcoholes 68
Capítulo 8. Propiedades químicas de los aldehídos y cetonas 78
Capítulo 9. Propiedades químicas de los Lípidos saponificables 86
Capítulo 10. Propiedades de químicas de los Carbohidratos 93
Capítulo 11. Propiedades químicas de los Aminoácidos y Proteínas 104
Bibliografía 117
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3
INTRODUCCIÓN
Este manual de prácticas de laboratorio de Química Orgánica está concebido de tal
manera que el lector tome conocimiento y pueda utilizar las técnicas más
importantes de laboratorio en lo que respecta al manejo de las sustancias
Orgánicas.
El uso de técnicas de reconocimiento, extracción, purificación y análisis de
compuestos orgánicos requiere de un conocimiento básico adquiridos en las aulas
universitarias Este manual le proporcionará los elementos necesarios para que el
estudiante tenga una gran riqueza intelectual práctica e incrementar su habilidad en
el manejo de materiales, equipos y reactivos. Éste les proporcionará los elementos y
conceptos fundamentales que deben conocer los estudiantes que siguen una carrera
en una escuela profesional de medicina, odontología, veterinaria, ciencias de los
alimentos, nutrición, ambiental, biología, química de productos naturales y otras
ciencias afines. Y está dirigido a estudiantes que tengan o no como competencia
principal la química pura.
El Manual cuenta con dos partes fundamentales: la primera corresponde a las
técnicas principales de uso y manejo de equipos de laboratorios y la segunda a la
reactividad de los compuestos orgánicos, según grupo funcional o estructura..
Este Manual ha sido plasmado de tal manera que la operatividad y el conocimiento
tengan una relación muy fluida y que al concluir cada experiencia, dentro de una
sesión de prácticas, el estudiante pueda autoevaluarse y ver si el objetivo trazado al
inicio de la experiencia se ha cumplido.
Cada experimento cuenta con una breve introducción, conceptos y fundamentos.
Algunas experiencias se han descrito en forma detallada para su adecuada
comprensión. Al final de cada práctica el estudiante tendrá que presentar una hoja
de reporte y las respuestas adecuadas a cada una de las preguntas, que dependerá
muchísimo de la observación y ejecución de las experiencias, utilizando el criterio
químico.
Es obligación para todos los estudiantes leer con anticipación la práctica de
Laboratorio a realizar, porque sin este requisito no podrá entender el porq ué de
cada uno de los pasos a seguir.
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Agradezco a todos y cada uno de los profesionales que han revisado y sugerido
algunas modificaciones a los escritos previos a este Manual de Prácticas.
Asimismo, a los doctores Pedro Cueva M. y Juan José León Cam coautores de las
anteriores ediciones del Manual de Prácticas de Laboratorio en Química Orgánica y que
muchas de las experiencias son tomadas de esa edición, cuyo registro se encuentra
actualmente en la Biblioteca Agrícola Nacional.
SISTEMA DE EVALUACION:
Evaluación Continua de laboratorio Número
de campos
Normal (%)
[Promedio de 10 pasos (Pasos cortos)(10%) + 10 10
Promedio de Informes (5%) + 12 5
Investigación en el laboratorio (5%)] 01 5
Primer examen parcial (cuarta semana) 10% 1 10
Examen final (séptima semana) 10% 1 10
Total Laboratorio
40
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NORMAS DE SEGURIDAD
El descuido o desconocimiento de las normas de seguridad del laboratorio, muy a
menudo pueden originar accidentes. Por lo tanto, el estudiante debe leer todas las
normas de seguridad que se encuentra en el laboratorio y estar atento a todas las
indicaciones que el profesor haga en clases.
1. Leer cuidadosamente y con anticipación las instrucciones que se dan en este
manual.
2. Evite las bromas y juegos en el laboratorio 3. No consumir alimentos ni bebidas en un laboratorio.
4. No llevar el cabello largo suelto. Éstos fácilmente se pueden quemar por acción
de los reactivos o mechero. 5. El estudiante en el laboratorio debe contar con un mandil o batas protectoras.
Mantener el mandil siempre abotonado.
6. Debe conocer la ubicación exacta del extintor y los caños de agua.
7. Jamás sentarse en la mesa del laboratorio. Trazas de soluciones cáusticas
pueden quemar la ropa y causar daños a la piel.
8. Si se produce un accidente, por ruptura del material, daños leves del material de vidrio u otros, avise de inmediato al profesor.
9. No calentar ningún material de vidrio dañado.
10. Tener conocimiento del encendido del mechero. Antes de abrir la llave general,
asegurarse que la llave del mechero se encuentre cerrada.
11. No encender el mechero en lugares cercanos a los reactivos inflamables, aun si éstos estuviesen cerrados.
12. Jamás calentar a fuego directo líquidos inflamables. Use el baño María o
planchas de calentamiento.
13. Nunca calentar recipientes cerrados.
14. Calentar el tubo de ensayo con la boca de salida dirigida a la pared o a un lugar
donde la posible proyección del líquido no dañe al compañero.
15. Al trasvasar algún solvente o reactivo a un tubo de ensayo, hágalo con cuidado y luego lavarse las manos, aun si cree no haber derramado su contenido.
16. Si hay derramamiento de algún contenido del recipiente avise de inmediato al
profesor.
17. Si algún contenido de un recipiente salpica o cae en algún lugar del cuerpo, de
inmediato lavarse con abundante agua y avise al profesor.
18. No intente llevar la boca de los frascos a la nariz. 19. Nunca inhale los vapores de los frascos, aun si éstos fueran de los sólidos.
20. Cuando intente introducir un tubo de vidrio a un tapón, hágalo utilizando una
franela.
21. No arrojar residuos de los tubos de ensayos al lavatorio. Consulte al profesor.
22. No arrojar residuos sólidos, ni papeles al lavatorio.
23. Antes de abandonar el laboratorio, lavarse las manos.
24. Otras indicaciones del profesor.
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PROPIEDADES DE LOS
COMPUESTOS ORGÁNICOS
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a
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INTRODUCCIÓN
La química orgánica es la ciencia que estudia las estructuras, nomenclaturas,
reacciones y propiedades de los compuestos del carbono. Inicialmente se pensaba
que los compuestos orgánicos deberían proceder de los organismos de plantas y
animales y se creyó que los sistemas vivos poseían una fuerza especial que actuaba
sobre el proceso de la producción de compuestos orgánicos, es decir de una fuente
vital, hasta que en 1828, el Químico alemán Friedrich Whöler demostró que esa
teoría era falsa, al sintetizar la urea a partir del cianato de amonio.
NH4CNO NH2CONH2
Cianato de amonio Urea
Asimismo, Whöler (1862) preparó el acetileno a partir del carburo de calcio
CaC2 + H2O C2H2 + Ca(OH)2
Carburo de calcio Acetileno
Las características de los compuestos no iónicos están determinadas por su
polaridad. Existe una regla empírica que compuestos similares en polaridad se
disuelven en solventes de las mismas características. El propano es soluble en
solventes no polares como el tetracloruro de carbono. Y el tetracloruro de carbono
no es miscible en agua (polar).
Una cantidad apreciable de compuestos orgánicos son insolubles en agua, y en
menor número son solubles en solventes polares, como el agua y para que suceda
esto deben tener grupos polares como OH, C=O, COOH, etc. y de cadena carbonada
corta de carbono. En cambio un mayor porcentaje de compuestos inorgánicos son
solubles en agua.
Otra de las características que diferencian un compuesto orgánicos de los
inorgánicos, es en el tipo de enlace, en los compuestos orgánicos predominan los
enlaces covalentes. Es por ello que la gran mayoría de las soluciones acuosas de los
compuestos orgánicos son pobres conductores de la electricidad, en cambio las
soluciones de los compuestos orgánicos son pobres conductores de la electricidad:
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una solución acuosa de alcohol etílico, el compuesto orgánico se encuentra
disociado en un bajo porcentaje. La ecuación es reversible.
La mayoría de las reacciones con compuestos orgánicos son lentas y necesitan de
catalizadores; en los compuestos inorgánicos, en su gran mayoría, son más rápidas
y fáciles de cuantificar.
1. Análisis elemental orgánico
Identificación de carbono e hidrógeno
En una muestra pura, frecuentemente, es necesario determinar los elementos
presentes en el compuesto. En forma cualitativa, se realiza calentando el compuesto
para ver si se carboniza o arde con llama de diferentes coloraciones. Es decir, es
suficiente calentar el compuesto orgánico, para ello se coloca unos miligramos de
compuestos en una cápsula o crisol limpio sobre una llama de un mechero. Y se
realiza la observación. Aquí existen dos posibilidades, una que deje un residuo
negro (presencia de carbono).
Combustión completa:
(*)
C3H8 + 5 O2 3 CO2 + 4 H2O
Combustión incompleta (deficiencia en oxígeno)
C3H8 + 3,5 O2 3 CO + 4 H2O
C3H8 + 2 O2 3 C + 4 H2O
y la otra que, si es una sustancia orgánica volátil o inorgánica, no dejan residuos. y
por lo tanto es necesario agregarle un compuesto que ayude a la combustión para
que se produzca el CO2.
Para este último caso, es necesario realizar una prueba confirmatoria y para ello se
coloca en un tubo de ensayo una pequeña cantidad de muestra y se le adiciona óxido
cúprico. En la boca de salida del tubo se le conecta un tubo de vidrio cuya salida se
sumerge en una solución de hidróxido de bario. Si la muestra es orgánica, libera
dióxido de carbono, éste reaccionará con el hidróxido de bario formando carbonato
de bario, que en un medio acuoso se notara una turbidez por su baja solubilidad del
carbonato en agua.
La aparición de gotas agua en el interior del tubo de ensayo indicará la presencia de
hidrógeno en el compuesto.
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En una combustión completa:
Esta combustión hace que libere CO2 que se combinará con el hidróxido de bario
para dar carbonato de bario.
Muestra orgánica + CuO CO2 + Cu
CO2 + Ba(OH)2 BaCO3 + + H2O
Es necesario anotar, que si la combustión no es completa libera CO y carbón.
Parte experimental
A. Reconocimiento de la presencia de carbono e hidrógeno
1. Prueba preliminar de la presencia de carbono
En una cápsula o crisol de porcelana se coloca una pequeña cantidad de una pastilla
de aspirina o ácido acetil salicílico o antalgina u otro compuesto orgánico,
previamente molida en un mortero, y se somete al calor del mechero. Después de
unos minutos de calentamiento, observe y llene el cuadro correspondiente.
Cápsula
Figura.1.1. Prueba preliminar
Nota: en esta prueba preliminar no se agrega el CuO (color negro) que se
confundiría con la presencia de carbono.
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2. Prueba definitiva
Colocar en un tubo de ensayo seco, pequeña cantidad ( 0.5 g ) de la muestra y añada
0,5 g de óxido de cobre (II) en polvo muy fino.
Coloque en la boca del tubo de ensayo un tapón con un tubo de desprendimiento,
cuya salida va sumergida en una solución de hidróxido de bario. Someterlo a la
acción de la llama de un mechero.
Si después de unos minutos la solución de hidróxido de bario (transparente), se
enturbia o existe la formación de un precipitado de color blanco nos indicará la
presencia de carbonato, que indirectamente nos indicará que el compuesto orgánico
tiene carbono.
Asimismo, si observa la presencia de gotas de líquido en la parte superior fría del
tubo, indicará la presencia de hidrógeno en la muestra.
Nota: La presencia de un residuo negro, en esta prueba confirmatoria, no indica
la presencia de carbono, debido a que el óxido de cobre añadido es de ese color.
CO2 Tubo con solución de
hidróxido bario
muestra
Figura.1.2 Equipo de
combustión para la
prueba definitiva del
compuesto orgánico
BaCO3
CO2 + Ba(OH)2
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B. COMBUSTIÓN
Coloque 15 gotas de muestra (indicada por el profesor) en una cápsula y llevar a
ignición, con un fósforo. No utilice mechero. Reporte los resultados: color de la
llama y residuo.
Figura .1. 3 Combustión de un
compuesto orgánico
C. SOLUBILIDAD O MISCIBILIDAD
Miscibilidad en Agua
Coloque 10 a 15 gotas (1mL) de muestra orgánica y añada 3 mL de agua. Agite y
observe si se forma una sola fase. En el caso de formar dos fases o si la "solución"
se torna lechosa nos indicará que es inmiscible. Nota: observe que si se forman dos
fases, la de mayor volumen corresponde al agua (depende de la densidad del líquido
orgánico)
Agua
A B
Figura 1. 4. Esquema representativo de dos líquidos inmiscibles A) El solvente orgánico
es más denso B) El solvente orgánico es menos denso
Miscibilidad del n-hexano en diferentes solventes orgánicos
Coloque en tres tubos de ensayo, 10 a 15 gotas de hexano y añada igual
cantidad de los solventes señalados por el profesor. Agite y observe.
3.1 Solubilidad de sólidos en agua
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Coloque, por separado, aproximadamente una pequeña cantidad de sacarosa y
urea en tubos de ensayo y agregue a cada uno de ellos 20 gotas de agua. Agite y
observe. En el caso de no disolverse, calentar en baño maría (b.m.).
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UNIVERSIDAD CIENTÍFICA DEL SUR
FACULTAD DE ..........................................
Nombre del laboratorio: Química CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA
Mesa N° PROFESOR:
Integrantes: 1) 2)
3) 4)
PRÁCTICA N° 1: CARACTERÍSTICAS DE LOS COMPUESTOS
ORGÁNICOS
COMPETENCIA: Verificación de las características de los compuestos
orgánicos
Reconocimiento de los compuestos orgánicos. Visualización de las
características más importantes de los compuestos orgánicos. Diseñar un
protocolo de determinación del compuesto del carbono
A. Reconocimiento de la presencia de carbono e hidrógeno
1. Prueba preliminar de la presencia de carbono
Muestra Prueba preliminar
(Residuo carbonoso)
Observación
Antalgina
Muestra problema N°
Conclusión sobre la muestra problema
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3. Prueba definitiva (con la muestra problema)
Muestra Confirmatoria Observación
CO2
(Formación de
BaCO3)
agua
Muestra
problema N°
Conclusión
Evaluación
Plantear las ecuaciones químicas de: combustión completa y la reacción del
dióxido de carbono con hidróxido de bario.
¿Todos los compuestos orgánicos tienen carbono?
¿La ausencia de residuos carbonosos es indicativo que una muestra sea
inorgánica?. ¿Por qué?
Plantear un procedimiento (diseño de un método) para comprobar que una muestra de piel o uña es orgánica.
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Muestra Confirmatoria Observación
CO2
(Formación de
BaCO3)
agua
Muestra
problema N°
Conclusión
B. COMBUSTIÓN
Muestras Orgánicas Color de la llama Color del residuo
1.
2
3.
4.
Evaluación
¿Todos los compuestos orgánicos son combustibles?
¿Qué indica el color de la llama?
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C. SOLUBILIDAD O MISCIBILIDAD
Miscibilidad en Agua (Solvente polar)
Muestra orgánica Miscibilidad en agua Observación
(formación de fases) 1.
2.
3.
4.
Miscibilidad en n-hexano (solvente no polar)
Solventes Orgánicos Miscibilidad en n-
hexano (sì o no)
Observaciones
1.
2.
3.
Solubilidad de compuestos orgánicos sólidos en agua
Sustancia orgánica Solubilidad en agua Observación
Frìo Caliente
Sacarosa
Acetanilida
Ùrea
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Evaluación
¿A qué atribuye las diferentes solubilidades de los compuestos
orgánicos?.
Sin utilizar las tablas de solubilidad y miscibilidad de los compuestos
orgánicos, ¿puede determinar, solo con las fórmulas estructurales, si
estos compuestos son solubles en determinados solventes ?. Comente
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CUESTIONARIO
1. Haga un cuadro comparativo de las características de compuestos orgánicos e
inorgánicos.
2. Plantear las ecuaciones químicas de: combustión completa e incompleta del 2-
Metil pentano y del pentano.
3. ¿A qué se debe que los compuestos orgánicos tengan un amplio rango de
solubilidad?
4. ¿Por qué algunos los compuestos orgánicos arden con llama de color azul?
5. ¿Por qué el n-heptano no es soluble en el agua?
6. ¿ Es el ácido acético es soluble en el agua?
7. ¿Es necesario conocer la geometría de la molécula para predecir la solubilidad
de los compuestos orgánicos?.
8. ¿Qué tipos de solventes se utilizan en un lavado en seco?
9. ¿Qué tipos de cambios (físicos /químicos) ocurren en la combustión?
10. Explique a qué se debe la solubilidad, en todas las proporciones, del alcohol
etílico en agua.
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CRISTALIZACIÓN
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INTRODUCCIÓN
La cristalización es uno de los métodos para purificar compuestos sólidos, es un
método que nos permite eliminar impurezas. Muchas veces, no es suficiente un solo
proceso de cristalización, debido a que existen las posibilidades que ciertas
impurezas queden atrapadas en la red cristalina y para ello es necesario realizar una
recristalización con el fin de obtener al compuesto con un alto grado de pureza. El
grado de pureza, puede ser monitoreado a través de métodos como el de punto de
fusión, cromatografía en capa fina, papel, etc.
Para conseguir buenos resultados en la purificación deberán tener en cuenta los
siguientes requisitos:
El compuesto a cristalizar debe ser muy soluble a temperatura elevada.
El soluto debe ser muy poco soluble a baja temperatura.
El compuesto no debe reaccionar con el solvente, sobre todo si se trabaja a altas
temperaturas.
El soluto no debe correr el riesgo de descomposición a la temperatura del proceso.
El solvente a emplear, además de cumplir los requisitos anteriores puedan ser
eliminados fácilmente.
Generalmente la solubilidad de un compuesto aumenta con la temperatura. La
solubilidad de un sólido en un líquido determinado es limitada y depende
fundamentalmente de la temperatura. Por ello es importante hacer un análisis de la
curva de solubilidad y para ello se trazan un sistema de coordenadas en el cual se
comparan las cantidades de sustancias disueltas en la abscisa y temperatura en la
ordenada.
100 90 80 70 60 50 40 30 20 10
0
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14
gram os / 100 m Lsol
F i g u r a . 2 1 . C u r v a d e s o l u b i l i d a d d e u n c o m p u e s t o e n u n d e t e r m i n a d o
s o l v e n t e .
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Parte experimental
1. Elección del solvente Colocar unos miligramos de la muestra indicada por el profesor en un tubo de
ensayo y tratar de disolverlas (frío y caliente) en los siguientes disolventes:
1. Solvente no polar
2. Cloroformo
3. Etanol
4. Agua destilada
Nota: Si la muestra es insoluble en frío calentarla en un baño maría
2. Cristalización
Una vez elegido el solvente ideal de cristalización, se colocan 5g de muestra
impura en un Erlenmeyer de 250 mL y se disuelve en 100 mL del solvente
elegido y se lleva a ebullición. Luego se enfría y se añade 0,2 g de carbón
activado y se calienta a ebullición, siempre con una constante agitación). La
solución se filtra por gravedad en caliente y se recibe en un vaso de 250 mL
(siempre mantenerlo en caliente) y el filtrado (que debe ser claro) se enfría en
un baño de agua y después en un baño de hielo. Cuando se requieren
temperaturas más bajas se utiliza el "hielo seco" (dióxido de carbono sólido) por
unos 15 minutos., no se debe forzar el enfriamiento. Se filtra a presión reducida
utilizando un embudo Büchner, con un papel filtro previamente pesado y se
lavan con unos mililitros de agua fría. Colocar el papel filtro y los cristales en
una luna de reloj y dejarlo en un desecador por 24 horas y pesar.
En el caso de tratar de recuperar al máximo el compuesto, es necesario que todo
el líquido filtrado se pase a un Erlenmeyer y se concentre por ebullición hasta
una cuarta parte de su volumen y se enfría obteniéndose una nueva porción de
cristales (mínima).
Varilla de vidrio
Solución
Asbesto
a) b)
Figura 2.2. a) Calentamiento, si el solvente NO ES INFLAMABLE, b) filtración por
gravedad, Utilice una plancha de calentamiento).
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Varilla de vidrio Bomba de vacío
Embudo Buchner
Cristales
Kitasato Trampa
Muestra a
secar
Desecador
Figura 2.3. Materiales y equipos para una cristalización
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UNIVERSIDAD CIENTÍFICA DEL SUR
FACULTAD DE ..........................................
Nombre del laboratorio: CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA
Mesa N° PROFESOR:
Integrantes: 1) 2)
3) 4)
PRÁCTICA N° 2: CRISTALIZACIÓN
COMPETENCIA: Destreza en la metodología de purificación de sólidos
COMPETENCIA ESPECÍFICA: Aplicar los conceptos de solubilidad y el efecto
de la temperatura en la purificación. Adquirir destreza en las operaciones y manejo
de equipos de filtración por gravedad y a presión reducida. Demostrar la propiedad
del carbón activado en capturar ciertas impurezas, como colorantes.
1. Elección del solvente para la acetanilida
n-Hexano Cloroformo Etanol Agua Ác. acético
frío calor frío calor frío calor frío calor frío calor
Conclusión
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Evaluación
¿Cuáles son las características de un buen solvente de purificación?
3. Cristalización de la acetanilida
Muestra
origina(g) Papel filtro (g) Cristales +
papel filtro(g) Cristales(g) Porcentaje del
cristales
Evaluación
Existe alguna diferencia al comparar muestras que utilizaron carbón activado y
otras que no la hicieron
¿Por qué es necesario filtrar en caliente y a gravedad en la primera operación?
¿En esta última operación, por qué fue necesario filtrar con embudo de Vástago corto y no largo?
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¿En la segunda operación de filtración, por qué fue necesario enfriar antes la
solución?. ¿A qué razones atribuye la necesidad de enfriar a temperatura
cercana a cero grados, antes de filtrar a presión reducida?
¿En qué medida le facilitó la filtración a presión reducida?
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CUESTIONARIO
1.¿Cuál fue el rendimiento práctico, que obtuvo en la cristalización de la sustancia
purificada?
2. Se tienen 7 g de una sustancia sólida "X", disuelta en 100 mL de agua a 100ºC y
se enfría hasta 20ºC ¿Qué cantidad de esta sustancia cristalizará? Observe la curva de solubilidad para la sustancia "X".
C ur v a d e s o l ub i l i d a d d e l a s us t a nc i a " X "
110 10 0 9 0 8 0 70 6 0 50 4 0 3 0 2 0 10 0
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9
g / 10 0 mL
3. Se tienen 3 g de la sustancia sólida "X", disuelta en 50 mL de agua a 100ºC y se
enfría hasta 20ºC ¿Qué cantidad de esta sustancia cristalizará? Observe la curva
de solubilidad para la sustancia "X".
4. Se tienen 3 gramos de sustancia “A” disueltas en 25 mL de acetato de etilo a
90 °C y se enfría durante toda la noche a 20°C , ¿qué cantidad de esta sustancia
“A” cristalizará, si se conoce la curva de solubilidad de “A “ en el solvente?
100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14
gramos / 100 mLsol
Curva de solubilidad de la sustancia “A” en acetato de etilo
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5. Si a Usted le entregan una muestra de ácido benzoico y se le pide encontrar el
porcentaje de pureza de este ácido, ¿qué haría primero?. Diseñe un esquema de
purificación del ácido benzoico que se encuentra mezclada con azúcar. Nota:
consulte su solubilidad en diferentes solventes.
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DESTILACIÓN
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INTRODUCCIÓN
La destilación es un método de purificación de líquidos o de líquidos con impurezas
no volátiles, se basa en la conversión de un líquido a vapor ebullición (vaporización)
y el enfriamiento de éste para retornar al estado líquido (condensación).
El método se basa en las diferentes volatilidades de los componentes que forman el
líquido a purificar o separar. Por ello hay varios tipos de destilación , siendo los más
importantes : Destilación Simple, destilación fraccionada, destilación a presión
reducida (al vacío) y Destilación por arrastre con vapor.
3. DESTILACIÓN DE LÍQUIDOS PUROS O CON IMPUREZAS NO
VOLÁTILES (DESTILACIÓN SIMPLE)
Si se calienta un líquido que tiene impurezas no volátiles (baja presión de vapor), el
vapor obtenido estará constituido únicamente por moléculas del líquido y, por
consiguiente, en el condensado no estarán presentes estas impurezas.
La purificación de este tipo de muestras puede hacerse mediante el proceso más
sencillo de destilación (destilación simple).
La presencia del material no volátil, disminuye la presión de vapor del líquido, lo
que trae como consecuencia un aumento en el punto de ebullición, con respecto al
líquido en estado puro.
Figura 3.1. Aparato de
destilación simple
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a
30
T°
Figura 3.2 . Gráfica obtenida en la
destilación simple de líquidos puros o
con impurezas no volátiles.
Vol
DESTILACIÓN DE MEZCLAS
En una mezcla de 2 o más sustancias volátiles, la PRESIÓN DE VAPOR TOTAL
estará en función de la presión de vapor de los componentes y de sus fracciones
molares (excepto cuando forman mezclas azeotrópicas).
Según la ley de Raoult: “La presión parcial de un componente (en una solución
ideal) es igual a su presión de vapor multiplicada por su fracción molar”.
Además, la presión de vapor total será igual a la suma de las presiones (de vapor)
parciales de los componentes. Para una mezcla de líquidos a,b,c, etc., esto se
representa así.
P = PaNa + PbNb + PcNc + .... + PnNn
Donde: P = presión de vapor total
Pa, Pb, Pc, etc. Son las presiones parciales de a, b, c, etc.
Na, Nb, Nc, etc. Son las fracciones molares de Na, Nb, Nc, etc.
Por consiguiente: Pa Na o Pb Nb, etc. Será la presión parcial de a,b,, etc.
respectivamente. La solución empezará a hervir cuando la presión de vapor total
(P) alcanza el valor de la presión atmosférica.
P = PaNa + PaNa + … + PnNn
La separación de mezclas formadas por componentes de presión de vapor similar
sólo podrá hacerse mediante una destilación fraccionada.
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a
31
DESTILACIÓN FRACCIONADA
Es una técnica que nos permite realizar una serie completa de vaporizaciones y
condensaciones pequeñas en una operación sencilla y continua, valiéndose para ello
de una columna de fraccionamiento cuyo principio es proporcionar una gran
superficie para el intercambio de calor entre el vapor ascendente (más caliente) y el
condensado descendente (más frío). La columna de fraccionamiento se coloca entre
el balón de destilación y el condensador o refrigerante.
DESTILACIÓN A PRESION REDUCIDA
Pra separar o purificar compuestos que tengan puntos de ebullición superiores a
200°C o que se descompongan a temperaturas menores o próximas a su punto de
ebullición es conveniente tomar en cuenta que el p.e. depende de la presión
circundante; por lo tanto, se le puede disminuir reduciendo la presión a la que se efectúa la destilación.
AZEOTROPO O MEZCLA AZEOTRÓPICA
Un azeotropo es una mezcla de líquidos que destilan sin cambios en su temperatura
de destilación o en la composición del destilado. Es decir, no pueden ser separados
por destilación porque se comportan como un líquido puro. Ello se debe a que al
vaporizar parcialmente esta mezcla, el vapor obtenido tendrá siempre la misma
composición. No cumple la ley de Raoult.
El punto de ebullición del azeotropo es, generalmente, mas bajo que el de ambos
componentes. En algunos casos es más alto que el de ellos y casi nunca es
intermedio entre ambos.
Por ejemplo, la destilación de una mezcla de alcohol etílico y agua (cualquiera sea
la proporción de ellos) nunca producirá un alcohol etílico de una concentración
superior al 95,5% (v/v). Es decir la mezcla de 95.5% de alcohol y el 4.5% de agua
es una mezcla azeotrópica cuyo p.e. ( 78.1°C) es inferior al de ambos (78.5° y
100°C).
El alcohol etílico absoluto (100% de pureza) se puede obtener a partir de este
alcohol de 95.5%, adicionándole benceno y destilando la solución. En estas
condiciones pueden formarse 2 azeotropos:
Etanol – benceno – agua (18.5; 74.1; 7.4), P.E. 64.8° (Azeotropo ternario)
Etanol – benceno (19.2; 80.2) P.E. 68.2° (Azeotropo binario)
Primero destilará el de menor p.e., o sea el azeotropo ternario (64.8°C) hasta que se
elimine el agua, luego destilará el azeotropo binario (68.2°C) hasta que se elimine el
exceso de benceno y finalmente destilará el etanol absoluto (78.5°C).
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a
32
PROCEDIMIENTO
APLICACIÓN DE LA DESTILACIÓN SIMPLE EN LA DETERMINACIÓN
DEL GRADO ALCOHÓLICO DEL VINO
a) Si el vino está ácido (avinagrado) neutralizarlo con 0,1 g de CaCO3 u otro
álcali, hasta neutralidad.
b) Colocar 100 mL de vino y támaras de ebullición al balón de destilación
simple y proceder a la destilación según lo indicado anteriormente . Ir
recogiendo el destilado en una probeta graduada.
c) Colectar 50 mL del destilado incoloro y aromático. Completar hasta el
volumen inicial del vino(100 mL) con agua destilada.
d) Determinar el grado alcohólico (% en volumen) introduciendo el
alcolímetro de Gay Lussac. Estya mezcla hidroalcohólica contiene el
mismo grado alcohólico que el vino inicial.
e) Si se desea el porcentaje en peso de alcohol etílico, acudir a la tabla
alcoholimétrica.Ej.: si ha obtenido una lectura de 15° G.L. (grados Gay
Lussac), el vino tendrá el 15% en volumen de alcohol y según la tabla
corresponde a 12,13% en peso.
Volumen de
destilado
(mL)
5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
Temperatura
(°C)
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a
33
TABLA 5. MEZCLAS HIDROALCETANÓLICAS
Porcentaje de Etanol Gravedad
específica
vo l/vol Peso/peso Peso/vol
11,0 12,0
13,0
14,0
15,0
16,0
17.0
18,0
19,0
20,0
21,0
22,0
23,0
24,0
25,0
26,0
27,0
28,0
29,0
30,0
35,0
40,0
45,0
50,0
55,0
60,0
65,0
70,0
75,0
80,0
85,0
90,0
95,0
100,0
8,86
9,67
10,49
11,31
12,13
12,95
13,78
14,60
15,43
16,26
17,09
17,92
18,76
19,59
20,43
21,27
22,11
22,96
23,81
24,66
28,96
33,35
37,84
42,47
47,23
52,16
57,21
62,45
67,84
73,54
79,40
85,66
92,41
100,0
8,73
9.52
10,31
11,11
11,90
12,69
13,49
14,28
15,08
15,87
16,66
17,46
18,26
19,04
19,84
20,63
21,43
22,22
23,01
23,81
27,78
31,74
35,71
39,69
43,66
47,63
51,59
55,56
59,53
63,51
67,47
71,44
75,41
79,39
0,98546
0,98435
0,98326
0,98219
0,98114
0,98011
0,97909
0,97808
0,97708
0,97608
0,97507
0,97406
0,97304
0,97201
0,97097
0,96991
0,96883
0,96772
0,96658
0,96541
0,95910
0,95185
0,94364
0,9344
0,9244
0,9136
0,9021
0,8900
0,8773
0,8639
0,8496
0,8339
0,8161
0,7939
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FACULTAD DE
Nombre del laboratorio: CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA
Mesa N° PROFESOR:
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3) 4)
PRÁCTICA N° 3: DESTILACION
COMPETENCIA: Verifica la separación y purificación de un liquido
compuesto y su aplicabilidad
COMPETENCIA ESPECÍFICA: Explica los métodos para la purificación de
líquidos.
Evaluación:
¿Utilizaría una destilación simple para purificar el agua potable?. ¿Dónde se
quedarían las impurezas?. ¿cuáles serian las impurezas en el agua potable?
¿Por qué el volumen del liquido para destilar no debe sobrepasar la mitad de la capacidad del recipiente?.
¿Cuánto fue el grado alcohólico?. ¿Coincide con lo reportado en la literatura de la
bebida alcoholica?. Comente.
¿A cuántos gramos de alcohol es equivalente el contenido de alcohol de su
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35
muestra?.
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36
CUESTIONARIO
1. Graficar la curva de destilación de A (p.e. 50 °C) y B (p.e. 100 °C) para
cada una de las siguientes situaciones:
a. A y B no forman azeotropo
b. A y B forman azeotropo : A. está presente en gran exceso en
la mezcla inicial.
c. A y B forman azeotropo; B está presente en gran exceso en la
mezcla inicial.
2. Calcular la presión de vapor total a 100 °C de una solución ideal que consta
de 0,6 moles del compuesto “X” y 0,4 moles del compuesto “Y”. La
presión de vapor de X puro a 100 °C es de 600 mm, y el de Y puro a 100
°C es de 80 mm Hg. ¿Cuál es la presión parcial de cada componente en el
vapor?.
3. Diferencias entre evaporación y ebullición
4. Fundamento y aplicaciones de la destilación por arrastre con vapor de agua.
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37
EXTRACCIÓN
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38
La extracción es la técnica más usada para separar un producto orgánico de una
mezcla de reacción o de sus fuentes naturales. Puede definirse como la separación
de un compuesto de una mezcla por medio de un disolvente.
Según el estado físico de la muestra a extraer la extracción puede ser básicamente
de dos tipos: extracción liquido-sólido y extracción líquido-líquido.
EXTRACCION LÍQUIDO-SÓLIDO
Para ello se hace uso de equipos adecuados, siendo el mas utilizado el extractor
SOXHLET, que consta de 3 partes fundamentales: El matraz inferior; que contiene
el solvente de extracción, la parte central o extractor propiamente dicho, donde se
coloca la muestra sólida a extraer (Aquí se realiza la extracción) y un refrigerante
superior.
Figura 4.1. Extractor Soxhlet
1 1
El proceso presenta muchas ventajas, siendo las principales:
a) Es continuo y automático, no requiere la presencia permanente del
operador.
b) Con cantidades relativamente pequeñas de solventes se puede extraer
exhaustivamente la muestra.
c) Puede usarse para cuantificaciones si previamente se tara el matraz y se vuelve
a pesar al terminar la extracción y recuperar (por destilación) el solvente. Por
ejemplo, se usa para determinar el porcentaje de grasa de alimento, harina de
pescado, etc.
EXTRACCIÓN LÍQUIDO-LÍQUIDO
Se aplica cuando la muestra a extraer es líquida y la extracción se realiza con otro
líquido o solventes que reúna ciertas características. Generalmente uno de estos
líquidos es el agua
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39
los principios se encuentran en medio acuoso y los disolventes empleados son
inmiscibles en este medio.
En algunos casos es suficiente una sola extracción, pero hay compuestos orgánicos
que por su parcial solubilidad en agua es necesario varias extracciones para
aislarlo.
COEFICIENTE DE REPARTO
Cuando se agita una solución acuosa de una sustancia con un solvente orgánico
(por ejemplo éter), el compuesto se distribuye parcialmente en ambos solventes. Esta distribución se realiza hasta que alcanza el equilibrio, el que se logra cuando la
relación entre las concentraciones de la sustancia en la capa orgánica y acuosa sea
igual a una constante, llamada Coeficiente de reparto o Coeficiente de
distribución (Kd) que es específica del soluto, del par de solventes y la temperatura
de trabajo.
A su vez, este coeficiente es proporcional a la solubilidad del compuesto en el
solvente orgánico y en el agua.:
Kd = Co/Ca = So/Sa
Co = Concentración en la capa orgánica
Co = Concentración en la capa acuosa
So = Solubilidad en el solvente orgánico
Sa= solubilidad en agua
Por ejemplo, si la solubilidad de un compuesto en éter es de 0,6 g/100 mL y en
agua es de 0,12 g/100 mL, su Kd para el sistema éter/agua es: :
Kd = 0,60/0,12 = 5
Conociendo la concentración de la sustancia en la solubilidad acuosa y su Kd,
puede calcularse la cantidad que se puede extraer con un volumen determinado de
solvente, o la cantidad del solvente que se necesita para extraer una cantidad del
compuesto.
Puede también comprobarse que si se hacen varias extracciones con cantidades
pequeñas del líquido exactamente (extracción múltiple) se puede extraer mayor
cantidad de sustancia que haciendo una extracción con el mismo volumen total del
solvente.
Por ejemplo: si se tiene una solución de 40 mg de ácido butírico en 50 mL de agua:
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40
a) ¿Cuántos miligramos de este ácido se extraerá con 50 mL de benceno?
(Extracción simple).
b) ¿Cuántos miligramos se extraerán con 2 porciones de 25 mL c/u de benceno?.
(extracción múltiple). El Kd del ác. butírico en el sistema benceno/agua a 20 °C
es de 3.
Solución:
Sea “X” la cantidad extraída, tendremos:
a) Extracción simple: X
50
Kd = Co/Ca = 3 = X = 30 mg de ác. Butírico extraído
40-X
50
b) Extracción múltiple:
1ra. Extracción (25 mL de benceno)
X´/25
3 = X´ = 24 mg extraídas con 25 mL de
(40-X`)/50 benceno (quedan en la fase acuosa
40-24 = 16 mg de ác. Butírico)
2 da. Extracción (25 ml de benceno)
X´´/25
3 = X´ ´ = 9,6 mg extraídas con esta segunda
(16-X´´)/50 porción del benceno (quedan en la
fase acuosa 16-9,6 = 6,4 mg de ác.
Butírico
CONCLUSIÓN
Como se puede deducir, en la extracción múltiple se extrae más (24 + 9.6 =33.6
mg) que en la extracción simple (30 mg) habiéndose utilizado en ambos casos un
volumen total de 50ml de Benceno.
EQUIPO Y SOLVENTE DE EXTRACCIÓN
La extracción líquido-líquido se puede hacer manualmente en un embudo de
separación o pera de bromo. En algunos casos es necesario usar equipos de
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a
41
extracción continua que funciona que funciona en forma automatizada similares al
extractor Soxhlet.
Un buen solvente de extracción debe reunir las siguientes características:
a) Debe disolver fácilmente la sustancia a extraer.
b) Debe extraer poco o nada de las otras sustancias presentes (impurezas o
sustancias indeseables).
c) Debe ser fácilmente separado después de la extracción. Generalmente se usan
solventes volátiles que pueden ser eliminados por destilación o evaporización.
d) Debe ser inerte con las sustancias a extraer.
Figura. 4.2. Embudo de
separación
PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL
EXTRACCIÓN LÍQUIDO – SÓLIDO. Extracción de grasas de harina de
pescado o extracción de grasa de harina de maíz.
Tarar el matraz y armar el equipo Soxhlet sobre la plancha eléctrica de
calentamiento o baño maría, como se indica en la figura.
Colocar en el cartucho de extracción 10 g de harina de pescado y cubrirlo con un
pedazo de algodón. Agregar éter de petróleo o n-hexano por la parte superior del
refrigerante (use un embudo) hasta que el líquido sifone. Adicione unos 30 mL
más de solvente.
Haga circular agua por el refrigerante e inicie el calentamiento de tal manera que el
solvente hierva suavemente. Continúe la operación hasta que el extracto sifone de
color claro, casi incoloro.
EXTRACCIÓN LÍQUIDO-LÍQUIDO DE UN COLORANTE
1. ELECCIÓN DE UN SOLVENTE
Agregar a 4 tubos de prueba 10 gotas de solución de cristal violeta, añadir a
cada tubo 20 gotas de etanol, cloroformo, n-hexano y agua, respectivamente.
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42
Agitar a fin de poner en contacto los diferentes solventes con la solución del
colorante, dejar en reposo y observe la densidad y color de la capa orgánica.
(agregar NaCl si se formase emulsión). Observe y compare los resultados.
2. EXTRACCIÓN SIMPLE
Elegido el solvente que reúne las condiciones necesarias para una buena extracción, se procede a poner en un embudo de separación 15 mL de la
solución de cristal violeta y se añaden 15 mL del solvente elegido. Recoger la
fase orgánica en un tubo de ensayo y la acuosa en otro tubo, tapar los tubos y
guardarlos para una observación y comparación posterior.
3. EXTRACCIÓN MÚLTIPLE
Tomar 15 mL de la solución acuosa de cristal violeta elegido y proceder a
extraer con porciones de 5 mL por tres veces, reunir los extractos en un tubo de
ensayo y recoger la solución acuosa remanente en un cuarto tubo. Comparar la
intensidad del color de las soluciones orgánicas y de las dos acuosas. Anotar los
resultados.
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43
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Nombre del laboratorio: Lab- CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA
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Integrantes: 1) 2)
3) 4)
PRÁCTICA N° 4: EXTRACCIÓN
COMPETENCIA: Verifica la separación y purificación de un compuesto
contenido en una mezcla.
COMPETENCIA ESPECÍFICA: Explica los diferentes métodos de extracción
para la obtención de compuestos orgánicos, dependiendo su estado físico.
Elección del solvente
MUESTRA ETANOL CLOROFORMO n-HEXANO
¿Forman dos fases? ¿El líquido extractante se colorea?
Evaluación:
¿Es necesario que en una extracción líquido-líquido, se formen las dos
fases?.¿Por qué?
¿Cómo visualizó que el solvente orgánico es un buen extractante?.
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44
Extracción Simple
Evaluación
¿Cómo pudo comprobar que en la solución acuosa queda muy poco de la
sustancia extraída?.
¿Cómo demostró que el solvente orgánico extrajo una buena cantidad de
compuestos?.
Evaluación
¿Cómo demuestras que la extracción múltiple es más eficiente que la
simple?.
¿La extracción por el método de Soxhlet se asemeja más a una extracción
simple o múltiple?. ¿Por qué?.
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CUESTIONARIO
1. Teniendo en cuenta la densidad y solubilidad en agua de los siguientes
solventes, indicar cuáles de ellos ocuparán la capa superior en una
extracción acuosa utilizando el embudo de separación:
a. Tetracloruro de carbono b. Alcohol etílico
c. Ácido aradquidónico d. Ácido láurico
e. Alcohol isopropílico f. Acetona
2. Si una solución de 50 mg de una sustancia “Y” en 50 mL de agua se extrae
con dos porciones de 25 mL de éter cada una. ¿Cuál es la cantidad total de
sustancia “Y”, que se extraerá si se sabe que el Kd = 5 (éter/agua)?.
3. El coeficiente de distribución del ácido isobutírco en el sistema éter
etílico/agua a 25 °C es 3. Si tenemos una solución de 40 g de ácido
isobutírico en 1 L de agua y la extraemos con 800 mL de éter etílico (una
sola extracción). ¿Cuántos gramos del ácido pasarán a la capa orgánica y
cuántos permanecerán en la capa acuosa?. ¿Cuántos gramos de ácido se
extraerán , si se realizarán dos extracciones con 400 mL de éter etílico cada
una?. ¿Cuál de los dos casos la extracción es más eficiente?.
4. En una extracción líquida, se obtienen 60 mg de ácido salicílico utilizando
X mL de benceno. ¿Que cantidad de benceno fue necesaria para la
extracción, si se sabe que la solución inicial era de 100 mg de ácido
salicílico en 100 mL de agua, conociendo además que el Kd = 0.02
(H2O/Benceno)?
5. El Kd del ácido salicílico en el sistema éter/agua es de 40. ¿Cuánto de éter
se necesitará para extraer el 60 % del ácido contenido en 100 mL de agua,
con una sola extracción?
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CROMATOGRAFÍA
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INTRODUCCIÓN
La cromatografía es la separación de una mezcla de dos o más compuestos por
distribución diferencial entre dos fases (una fija o estacionaria y otra móvil ) l, que
se encuentran en íntimo contacto. Y según sean la naturaleza de las fases sólido-
líquido, líquido-líquido y gas- líquido. También puede definirse como un método de
separación basado en la distribución o en la diferencia velocidad con que se
desplazan los compuestos entre 2 fases.
En la separación cromatográfica, la fase móvil (disolvente o eluyente), la fase fija y
los componentes de la mezcla que se está separando o analizando, interaccionan
entre sí constituyendo un SISTEMA CROMATOGRÁFICO.
a) Vista frontal
b) Vista transversal(corte)
Fija o estacionaria
(Silicagel, alúmina
almidón, celulosa, etc.)
S o p o r t e (v i d r i o ,
P l á s t i c o f i b r a s , ,
m e t a l )
F a s e m ó v i l
M u e s t r a
F i g u r a . 5 . 1 E s q u e m a d e u n s i s t e m a c r o m a t o g r á f i c o
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a
48
TIPOS DE CROMATOGRAFÍA
Según el fenómeno físico predominante y el estado físico de las fases involucradas,
existen 3 tipos básicos de cromatografía: de adsorción, de partición y de
intercambio iónico.
Por ello, es más común clasificarla en: Cromatografía sobre papel, en capa fina
(c.c.f.), en columna (c.c.), en fase gaseosa (c.g.), Cromatografía de alta
performancia (HPLC) según la técnica empleada y la naturaleza de las fases.
1. CROMATOGRAFIA DE ADSORCIÓN
Es aquel sistema cromatográfico en que la fase fija es un sólido y la separación o
desplazamiento depende del equilibrio adsorción-desorción entre el compuesto y las
fases fija y móvil.
La adsorción es un fenómeno físico de superficie que consiste en que las moléculas
de una sustancia (adsorbato) se adhieren o concentran en la superficie de un sólido
finamente dividido (adsorbente). El proceso inverso, o sea la separación de las
moléculas adsorbidas se denomina desorción.
Solvente
Muestra
Fase estacionaria
soporte
Figura 5.2 . Adsorción de la muestra en la superficie
Fase móvil (solvente)
Figura 5.3 . Esquema de la fuerza del solvente sobre la muestra
Por consiguiente, la velocidad con que se desplaza un compuesto depende de la
polaridad de sus moléculas, de la actividad del adsorbente y de la polaridad de la
fase móvil o solvente.
2. CROMATOGRAFÍA DE REPARTO O PARTICIÓN
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a
49
En este método la fase fija es un líquido (generalmente agua) colocado sobre un
soporte inerte sólido. La fase móvil es otro líquido o un gas. Existirán 2 tipos de
separación: líquido-líquido y gas-líquido. El único factor que influye en el
desplazamiento de un compuesto, es la solubilidad relativa de éste en las fases. Las
sustancias que son solubles sólo en la fase móvil o solvente, se desplazarán a la
misma velocidad que éste, mientras que aquellas solubles únicamente en la fase fija
no se desplazarán de donde fueron depositadas.
Solvente Figura 5.4. Esquema del proceso
Muestra de separación de dos compuestos
Fase estacionaria
(líquida)
Sembrado Secado Desarrollo
Figura 5.4. Procedimiento de la técnica de la cromatografía en capa fina y papel
revelado del cromatograma
Si las sustancias son coloreadas, no hay ninguna dificultad pues se visualizan
directamente; pero, la mayoría de compuestos son incoloros o blancos, por lo que
no son visibles directamente y necesitaremos de un "revelador" para su localización.
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a
50
Los métodos físicos tienen la ventaja de no modificar la sustancia, pudiendo
recuperarse para usarla en otro análisis. Los más comúnmente usados son la
fluorescencia (emisión de radiación visible al absorber rayos ultravioleta) y la
radiactividad (cuando se trabaja con compuestos marcados por isótopos
radiactivos). Son pocas las sustancias que pueden revelarse con estos métodos.
Los métodos químicos utilizan un reactivo químico (revelador) que se aplican o
pulverizan sobre el cromatograma y al reaccionar con la sustancia dan productos
coloreados o fluorescentes (visibles a la luz ordinaria o UV).
RELACION DE FRENTE o Rf. Es una constante usada especialmente en el caso
de la cromatografía sobre papel y en capa fina. Estos métodos pueden servir para intentar la identificación de un compuesto ya que el desplazamiento de una
sustancia respecto al desplazamiento del disolvente es constante y característico de ella (siempre que todas las condiciones permanezcan constantes), conociéndose
como Rf. Se obtiene al dividir la distancia recorrida por la sustancia entre la distancia recorrida por el solvente:
Rf =
Distancia recorrida por la sustancia
Distancia recorrida por el disolvente
B Frente
b c
A a
Origen
Rf de A = a/c y Rf de B = b/c
Figura 5.5 .Esquema de un cromatograma desarrollado y el cálculo de Rf
CROMATOGRAFIA EN COLUMNA (c.c.)
Es útil en la separación de una cantidad apreciable de mezclas de sustancias y
puede hacerse por adsorción, reparto o intercambio iónico.
Se rellena cuidadosamente la columna cromatográfica (tubo de vidrio con una llave
en el extremo inferior) con la fase fija. Si el método es de adsorción el adsorbente
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a
51
debe estar pulverizado y seco. Si es de partición, las partículas sólidas deben estar
cubiertas de una capa líquida.
Se deposita o siembra la muestra a separar (en solución) por la parte superior de la
columna y luego se va adicionando la fase móvil (elución).
El eluyente tratará de arrastrar las sustancias hacia abajo, mientras que la fase fija
tratará de retenerlas. Según el equilibrio adsorción desorción o según el coeficiente
de solubilidad de cada compuesto, algunos serán desalojados (eluidos) más
rápidamente que otros, y los recibiremos primero.
El método consta de 3 etapas: llenado de la columna, aplicación de la muestra y
elución.
El llenado tiene por objeto preparar una columna uniformemente compacta, sin
rajaduras ni burbujas de aire. Puede hacerse de 2 maneras:
a) Suspender el adsorbente agitándolo con un solvente adecuado y verter poco a
poco esta suspensión. El adsorbente va sedimentando y formando una columna
uniforme.
b) Añadir el adsorbente seco, en pequeñas porciones y dando golpes a la columna
para que el adsorbente se deposite en forma uniforme.
Solvente de desarrollo
Adsorbente Columna
cromatográfica
eluato
Figura 5.6. . Elusión de la columna cromatográfica.
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a
La cantidad de adsorbente y tamaño de la columna depende de la cantidad de
muestra a separar. Generalmente se requiere unos 20 a 30g de adsorbente por cada
gramo de muestra, aunque en algunos casos puede necesitarse relaciones mucho
mayores (1:100).
También es importante la relación entre diámetro de la columna y su altura. Si la
columna es demasiado corta, la distancia recorrida por la muestra no es suficiente
para permitir una separación adecuada. La relación diámetro-altura suele ser de
1÷8 y 1÷ 10.
PARTE EXPERIMENTAL
1. CROMATOGRAFÍA SOBRE PAPEL
Sobre una cinta de papel Whatman N° 1 de 3 x 10 cm se realizan las siguientes
operaciones:
a) A 1,5 cm de un extremo de la tira de papel de filtro, marque una tenue línea
recta con lápiz (línea de partida). No use tinta.
b) Doble la tira longitudinalmente, quedando dividida en 2 mitades. En cada
mitad, y sobre la línea de partida, señale el punto medio o lugar de siembra.
c) En uno de estos puntos y con la ayuda de un capilar, deposite unas gotitas
(2 ó 3) de la mezcla a analizar (azul de metileno y anaranjado de metilo).
En el otro punto sembrar, uno de los colorantes (cualquiera) en solución.
Espere que cada gota seque antes de sembrar la siguiente.
d) Deje unos minutos para que se evapore el solvente de siembra (puede
ayudarse con corriente de aire) y luego introduzca la tira en un tubo de
ensayo de 2 x 15 cm en cuyo interior se ha colocado el solvente de
desarrollo (1-propanol - butanona - Agua 4:1:1) (La zona de siembra no
debe quedar sumergida en el solvente). No mueva hasta que haya
terminado el desarrollo.
e) Cuando la fase móvil haya ascendido unos 8-10 cm, retire el papel, marque
el frente del solvente (con lápiz) y déjelo secar.
f) Observe y compare las 2 muestras sembradas y calcule el Rf de cada
sustancia.
2. CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 53
53
a) Las placas se preparan introduciendo 2 láminas portaobjeto (juntas) en una
suspensión preparada al agitar 35g de Silicagel G. (ó 60 g de alúmina) en
100 mL de una mezcla cloroformo-metanol (2:1). Esta suspensión puede
conservarse en recipientes bien cerrados.
b) Se separan los portaobjetos, se dejan secar y se señalan 2 puntos
(equidistantes de los bordes y del centro) que se encuentren en una
imaginaria "línea de partida" a 1 cm del borde inferior (Use únicamente
lápiz).
c) En uno de los puntos se siembra (en solución y con un capilar) unas 2 ó 3
gotas de la mezcla anaranjado de metilo-azul de metileno y en el otro uno
de ellos. Dejar secar el solvente.
d) Introducir la placa en una cámara de desarrollo que contiene la fase móvil
(1-Propanol-butanona-Agua 4:1:1).
e) Cuando el solvente esté por llegar al borde superior de la plaquita, retire
ésta, marque el frente del solvente, dejar secar y calcule el Rf.
3. CROMATOGRAFIA EN COLUMNA.- Aplicaremos esta técnica para
separar la misma mezcla (Azul de metileno-Anaranjado de metilo) que
utilizamos para la Cromatografía sobre papel y en capa fina.
a) Preparación de la Columna.- Introducir un trozo de algodón hasta el
fondo de la columna. Adicionarle unos 10 cc de etanol y luego agregar una
suspensión formada al agitar 10 g de Silicagel (o alúmina) en unos 20 mL
de etanol. Abrir la llave de la columna hasta que la altura del solvente sea
de 1 mm por encima de la superficie del adsorbente.
b) Siembra: Depositar 1 ó 2 mL de la mezcla de colorantes a separar (en
solución alcohólica), abrir la llave hasta que todo el colorante sea
adsorbido por la fase fija.
c) Elución: Adicionar más etanol (eluyente) y observar que uno de los
colorantes se desplaza más que el otro. Ir agregando etanol hasta que se
eluya este colorante. Cambie de recipiente y eluya el segundo colorante. Si
fuera necesario, cambie el etanol por agua acidulada para eluir este
segundo colorante.
d) Análisis de los eluatos por Cromatografía en capa fina al portaobjetos.
Para este análisis se aplicará la técnica de la c.c.f. al portaobjeto,
sembrando los eluatos. El sistema de desarrollo será el mismo que se
empleó en c.c.f. o cromatografía sobre papel.
54
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 54
UNIVERSIDAD CIENTÍFICA DEL SUR
FACULTAD DE
Nombre del laboratorio: CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA
Mesa N° PROFESOR:
Integrantes: 1) 2)
3) 4)
PRÁCTICAS N° 5: CROMATOGRAFÍA
COMPETENCIA: Conocimiento de un método de identificación y purificación
de mezclas de compuestos.
COMPETENCIA ESPECÍFICA: Verificación de un método de separación
basado en la distribución o en la diferencia velocidad con que se desplazan los
compuestos entre 2 fases en íntimo contacto. Identificación de compuestos en una
mezcla. Conocimiento de la versatilidad de las técnicas cromatográficas.
1. CROMATOGRAFÍA SOBRE PAPEL
Comp. A Comp. B Mezcla Comp. A Comp. B
Distancias
(Muestra, cm)
Distancia
(solvente, cm)
Rf
55
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 55
2. CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA
Comp. A
Comp. B
Mezcla comp. A comp.B
Distancias B
(Muestra, cm)
Distancia (solvente, cm)
Rf
EVALUACIÓN
¿Cuáles son las partes de un cromatograma desarrollado?.
¿Las fases fijas o estacionaria son iguales para la cromatoigrafía en papel
y capa fina ?
¿Cuál de los dos compuestos tiene mayor afinidad por la fase fija
o estacionaria?
¿Pudo identificar el número de compuesto en la mezcla?.
¿Si un compuesto “X” tiene mayor Rf que “Y”, es indicativo que tiene
mayor afinidad por la fase móvil?
56
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 56
Complete los diagramas (dibuje) y haga el cálculo respectivo de los Rf
Papel
Rf A =
Rf B =
C.C.F
Rf A =
Rf B =
3. CROMATOGRAFIA EN COLUMNA
Evaluación
¿Hubo diferencia en cuanto a la cantidad de muestra sembrada?
¿Cuál de los compuestos eluyó primero y por qué?
57
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 57
¿Cómo comprobaría Usted que los compuestos eluídos están puros?
¿Es importante la longitud y diámetro de la columna en la separación de
mezclas?
58
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 58
CUESTIONARIO
1. Haga un esquema de un cromatograma desarrollado e indique cada una de las
partes.
2. ¿Cuáles son las diferencias entre la c.c.f. y la de papel?
3. ¿Cómo ubicarías las posiciones de las sustancias incoloras en un
cromatograma?
4. ¿Cómo encuentras el solvente ideal de separación cromatográfica para una
muestra desconocida?.
5. Cite algunas aplicaciones de la cromatografía en su especialidad.
6. Interprete los valores de Rf 0,05; 0,5 y 0,98
7. Si al realizar el desarrollo de un cromatograma y encuentra el Rf de 0,1, lo
escogería como un buen solvente de desarrollo. ¿Por qué?.
8. Explique algún método para localizar las bandas de adsorción cuando se trabaja
con sustancias incoloras en una columna.
9. ¿Dé algunas aplicaciones prácticas de la cromatografía en columna?.
10. Haga un breve resumen del la Cromatografía líquida de alta performance.
59
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 59
PROPIEDADES QUÍMICAS
DE HIDROCARBUROS
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 60
60
INTRODUCCIÓN
La familia más simple de los compuestos orgánicos son los hidrocarburos.
Estos se encuentran constituidos por átomos de carbono e hidrógeno.
Los ALCANOS, son prácticamente inertes y generalmente insolubles no sólo
en disolventes polares corrientes (agua) sino también en ácido sulfúrico
concentrado en frío. En condiciones específicas estos hidrocarburos sufren
algunas reacciones, la mayoría de las cuales no son de carácter preparativo en
el laboratorio.
En los ALQUENOS y ALQUINOS, el doble y triple enlace respectivamente,
hace que las moléculas sean mucho más reactivas que un alcano y capaces de
dar reacciones de ADICION antes que de SUSTITUCION.
En el caso de los hidrocarburos AROMÁTICOS, se diferencian de los
hidrocarburos NO SATURADOS porque generalmente no sufren las
reacciones de ADICIÓN sino de SUSTITUCIÓN.
ALCANOS Y ALQUENOS
Las siguientes pruebas sirven para distinguir las propiedades características de
los hidrocarburos SATURADOS y NO SATURADOS, y con ellas poder
diferenciarlos. En esta primera parte se hará uso del bromo disuelto en
tetracloruro de carbono y permanganato de potasio en medio acuoso, reactivos
con los cuales se podrá visualizar la ausencia o presencia de insaturaciones en
la cadena hidrocarbonada, sea por desprendimiento del bromuro de hidrógeno
(HBr) o por cambio de coloración.
Ejemplo: bromación de un hidrocarburo saturado (sustitución):
1-Bromobutano
2-Bromobutano
61
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 61
El doble enlace en un alqueno hace que la molécula sea más reactiva y presente
reacciones de ADICIÓN. Frente al bromo disuelto en tetracloruro de carbono, da
derivados dihalogenados adyacentes.
Ejemplo: reacción de un alqueno con bromo (Adición):
1-Buteno 1,2-dibromobutano
Otro ensayo de reconocimiento de un doble enlace es la PRUEBA DE BAEYER
que consiste en agregarle permanganato de potasio acuoso (color púrpura) al
compuesto insaturado. Una vez producida la reacción se forma un precipitado de
color marrón, desapareciendo el color púrpura. Con los compuestos saturados y
aromáticos no se produce esta reacción y la coloración del permanganato se
mantiene (púrpura).
Ejemplos de la reacción de Baeyer
Eteno
Butano
1,2-Etanodiol
No hay reacción
No hay reacción
Benceno
Otro ensayo para doble enlace C = C, es la reacción con ácido sulfúrico (H2SO4).
Los hidrocarburos saturados y aromáticos al medio ambiente no reaccionan, mientras que los instaurados adicionan H2SO4.
Ejemplo de reacción con H2SO4
62
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 62
HIDROCARBUROS AROMÁTICOS
En ausencia de energía y catalizadores el bromo no ataca a los compuestos
aromáticos (el anillo básico), pero cuando se le añade limaduras de fierro
(catalizador) y se calienta suavemente tiene lugar la reacción produciéndose
derivados bromados con desprendimiento del bromuro de hidrógeno (HBr).
Obsérvese que resulta una reacción de SUSTITUCIÓN y no de ADICIÓN.
Ejemplo de bromación del benceno
Br
+ Br2 + HBr
Benceno Bromobenceno
También reaccionan con el ácido nítrico dando un aceite amarillo de olor
característico.
Ejemplo de nitración Calor
+ HNO3 - NO2 + H2O
PARTE EXPERIMENTAL
1. Ensayo con solución de bromo en tetracloruro de carbono (Br2/CCl4)
Tome 5 tubos de ensayo y numérelos. A los tubos Nº 1 y 2 colocarle 15 gotas
de n-Hexano, al Nº 3 15 gotas de un alqueno, al Nº4, 15 gotas de benceno, al
Nº 5, 15 gotas de la muestra problema.
A cada uno de los tubos agréguele 4 gotas de Br2/CCl4. Guardar el tubo Nº1 en
un cajón (oscuridad).
Observe las diferencias en la coloración. Después de 10’ retirar el tubo N°1 del cajón y comparar con el tubo N°2. Explique
2. Ensayo de Baeyer (Solución acuosa de KMnO4)
63
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 63
Tome 4 tubos de ensayo y numérelos. Agregue 15 gotas de cada tipo de hidrocarburo antes mencionado y la muestra problema. Adicione a cada tubo 5 gotas de KMnO4 acuoso. Observe y anote, si se produce cambio de color
púrpura y formación de un p.p. marrón (reacción positiva).
3. Ensayo con ácido sulfúrico
Adicionar en cada uno de los 4 tubos de ensayos 10 gotas de hidrocarburos
saturados, insaturados, aromáticos y la muestra problema y adicionarle 10
gotas de ácido sulfúrico concentrado (no calentar). Observe y anote.
4. Ensayo con ácido nítrico
Mezcle 10 gotas de benceno y 10 gotas de HNO3 concentrado en un tubo de
prueba. Hacer hervir la mezcla por 5 minutos. Verter la solución sobre hielo molido o picado en un vaso de precipitado. La formación de un líquido aceitoso amarillento de olor aromático determina la reacción positiva de nitración.
64
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 64
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Nombre del laboratorio: CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA
Mesa N° PROFESOR:
Integrantes: 1) 2)
3) 4)
PRÁCTICAS N° 6: REACCIONES GENERALES CON
HIDROCARBUROS
COMPETENCIA: Verificación y diferenciación de la diferente reactividad
química de los tipos de enlace y la influencia de las condiciones del medio de
reacción.
COMPETENCIA ESPECÍFICA: Verificación de la reactividad de los
compuestos hidrocarbonados y los factores que influyen una reacción mediante la
visualización en el cambio de color, formación de precipitado u otros parámetros
de medida tangibles que demuestren que la reacción se ha llevado a cabo, de
manera que se puedan diferenciar los tipos de hidrocarburos.
1. ENSAYO CON SOLUCIÓN DE BROMO EN TETRACLORURO
DE CARBONO (Br2/CCl4)
Reactivos
Hidrocarburos
Bromo disuelto en CCl4
Observación Luz Oscuridad
Alcano Alqueno Aromáticos Muestra problema N°
65
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 65
Evaluación ¿Es necesaria la presencia de luz, en la reacción de halogenación, para que
reaccionen los alcanos?. ¿Cómo verificó la necesidad de luz en la reacción?
¿De qué manera comprobó que la velocidad de reacción en los alquenos fue
superior a los otros hidrocarburos?
¿El compuesto aromático tiene el mismo comportamiento que los insaturados?
¿A qué conclusión llegó con su muestra problema?
2.ENSAYO DE BAEYER (Solución acuosa de KMnO4)
Reactivo
Hidrocarburos
KMnO4 / H2O Observación
Alcanos Alquenos Aromáticos Muestra Problema N°
66
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 66
Evaluación:
¿Cómo verificó que la reacción se llevó a cabo?
Plantear una ecuación general para esta reacción.
¿A qué se debe la formación de un precipitado de color marrón?
¿A qué conclusión llegó con su muestra problema?
3.ENSAYO CON ACIDO SULFÚRICO
Reactivos
Hidrocarburos
H2SO4
Observación
Alcanos (enlaces simples)
Alquenos (enlaces dobles)
Aromáticos
Muestra Problema N°
67
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 67
Evaluación:
¿Cómo visualizó que la reacción ha procedido?
¿Por qué se formó una sola fase?
¿Es la reacción exotérmica?
¿A qué conclusión llegó con su muestra problema?
4.ENSAYO CON ACIDO NÍTRICO
Reactivos
Hidrocarburos
HNO3
Observación
Alcanos (enlaces simples)
Alquenos (enlaces dobles)
Aromáticos
Muestra Problema N°
68
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 68
CUESTIONARIO
1. Se tiene cuatro frascos con muestra de hidrocarburos (saturados,
insaturados y aromáticos) y de cada uno de los frascos se toman muestras
para realizar las pruebas químicas para identificarlos. El siguiente cuadro
muestra los resultados de las pruebas.
En la columna de “identificación” coloque el tipo de hidrocarburos
Muestras Bromo/CCl4 Baeyer H2SO4 Identificación
1 - - - 2 ++++ +++ +++ 3 + - -
(a mayor número de cruces “+” es más rápida la reacción . El signo “–“ no
reacciona)
2. ¿Qué productos monobromados se producen, si el neohexano reacciona con
el bromo? ¿Cuál es la explicación del por qué uno de ellos se producirá en
mayor porcentaje?
3. Complete (con estructuras y nombres) las siguientes ecuaciones químicas de
reacción (si es que producen en cada uno de ellos, más de un producto,
señale cuál de ellos es el principal):
Luz
a) Isopentano + Br2 /CCl4
b) 1-penteno + KMnO4 + H2O
c) CH3 CH2 CH=CH CH3 + KMnO4 + H2O
d) Fenantreno + H2SO4
e) 2-Buteno + Ácido sulfúrico
4. ¿Proponga dos métodos para determinar la presencia de insaturaciones en
una muestra de lípidos?
5. Si 60 gramos de un compuesto (peso molecular 240), consume 40 gramos
de bromo, ¿cuántos enlaces dobles tiene 1 mol del compuesto?
6. Haga un breve resumen sobre el índice de octanaje.
69
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 69
PROPIEDADES QUÍMICAS
DE ALCOHOLES
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 70
70
INTRODUCCIÓN
Los alcoholes son compuestos orgánicos que tienen el grupo hidroxilo unido
directamente a un carbono saturado y los fenoles a un anillo aromático.
CH3 CH3
CH3 - CH2 - OH CH – OH CH3 C - OH
CH3 CH3 Alcohol etílico
(Primario) Alcohol isopropílico
(Secundario) Alcohol t-butílico
(Terciario)
Fenol 1-Naftol 2-Naftol
(-Naftol) (-Naftol)
Los alcoholes son menos ácidos que los fenoles. La diferencia de la acidez relativa
entre el alcohol y fenol se debe a: por el efecto inductivo de los grupos alquilos
que refuerza el enlace O-H y por estabilidad por resonancia del anillo aromático,
que debilita el enlace O-H en los fenoles.
Los ensayos experimentales que realizaremos para alcoholes están orientados a
reconocer el grupo funcional HIDROXILO y a la vez diferenciar su reactividad.
Así, utilizaremos sodio metálico (Naº) para diferenciar los alcoholes:
2R - OH + Naº 2R - O - Na+
+ H2
Alcohol alcóxido Hidrógeno (gas)
Los alcoholes tienen diferente reactividad o velocidad de reacción, siendo los
alcoholes primarios los que reaccionan más velozmente en esta reacción.
EL ENSAYO DE LUCAS, diferencia los alcoholes terciarios, secundarios y primarios por la velocidad de reacción. El reactivo es una solución de ZnCl2 en
HCl concentrado.
71
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 71
Se forman cloruros de alquilo, enturbiamiento u opacidad en forma inmediata
(terciarios), luego de varios minutos o algunas horas (secundarios) o en varias
horas (primarios).
ZnCl2
Reacción con R. de Lucas: R - OH + HCl R - Cl + H2O
Reactividad o velocidad de reacción: 3 ° > 2 ° > 1°
La oxidación de alcoholes permite obtener aldehídos, cetonas o ácidos carboxílicos.
Así, los alcoholes primarios pueden oxidarse a aldehídos y éstos son muy
fácilmente oxidables a ácidos.
[O] [O]
R - CH2OH R - CHO R - COOH
[H] [H]
Alcohol primario aldehído ácido
Los alcoholes secundarios son fácilmente oxidables a cetonas y éstas normalmente
no sufren oxidaciones posteriores.
Los alcoholes terciarios no son fácilmente oxidables, a menos que se usen
oxidantes enérgicas que rompan enlaces carbono-carbono. OXI
R- CHOH - R´ R - CO - R´ RED
El ensayo de BordwelL-Wellman o de oxidación con ácido crómico, también sirve
para diferenciar los alcoholes. El reactivo es CrO3 en H2SO4 diluido (color naranja rojizo). La oxidación de los alcoholes (1rio ó 2rio) produce la simultánea reducción
del reactivo a Cr+3
que es de color verde azulado.
OXI
Alcohol 1° R - CH2OH RCOOH Ácido carboxílico
OXI
Alcohol 2° R2CHOH R2C = 0 Cetona
OXI
Alcohol 3° R3COH No reacciona
Reacción de fenoles con tricloruro de fierro
Los fenoles los reconoceremos con el ensayo de cloruro férrico, con el cual dan
colores violeta o azulado.
PARTE EXPERIMENTAL
1. Ensayo de Lucas
72
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 72
Colocar a c/u de 3 tubos de prueba 15 gotas de reactivo de Lucas
Agregar 5 gotas de alcohol a ensayar
Agitar y medir el tiempo que demora en enturbiarse la solución
Ensayar: Alcohol primario, secundario, terciario y muestra problema.
2. Ensayo con sodio metálico
Colocar 10 gotas de alcohol primario, secundario y terciario en 3 tubos de
ensayo.
Agregue un pequeño trozo de sodio metálico a cada tubo y observe lo que
sucede.
Adicione algunas gotas de fenolftaleína a la solución final
NOTA: Antes de descartar el contenido de cada tubo cerciórese que todo el
sodio ha reaccionado. Si existe remanente agregue suficiente cantidad
de etanol para destruirlo. ¡No arrojar al caño!
3. Ensayo de Bordwell-Wellman
Agregue 10 gotas de alcohol a estudiar (primario, secundario y terciario)
Adicionar 10 gotas de reactivo. Observe los resultados.
4. Ensayo con cloruro férrico
Agregar a cada uno de 2 tubos de ensayo 10 gotas de solución al 0.1 % de
Resorcinol u otro fenol y un alcohol, respectivamente.
Adicionar a cada tubo 1 o 2 gotas de una solución de cloruro férrico.
Agitar, observar y anotar los resultados
Efectuar el ensayo con su muestra problema, simultáneamente
73
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 73
UNIVERSIDAD CIENTÍFICA DEL SUR
FACULTAD DE……………………………
Nombre del laboratorio: CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA
Mesa N°
PROFESOR:
Integrantes: 1) 2)
3) 4)
PRÁCTICAS N° 7: REACCIONES GENERALES CON ALCOHOLES Y
FENOLES
COMPETENCIA: Reconoce el grupo hidroxilo en compuestos orgánicos y
Su reactividad en los tipos de alcoholes.
COMPETENCIA ESPECÍFICA: Verifica la reactividad de los grupos hidroxilo
mediante ensayos experimentales. Identifica en forma rápida los fenoles mediante
reacciones simples y visualizables.
1. ENSAYO CON SODIO METÁLICO
Reactivos
Compuestos
Sodio
Observación
Alcohol primario
Alcohol secundario
Alcohol terciario
Fenol
Muestra problema N°
74
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 74
Evaluación
¿Cómo verificó que los compuestos reaccionaban con el sodio metálico?
¿ Cuál de los alcoholes reaccionó rápidamente?
¿Cómo fue el comportamiento del fenol?
¿ Cómo comprobó la basicidad del producto formado?
¿ Cuál fue el comportamiento de su muestra problema?
75
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 75
2. ENSAYO DE LUCAS
Reactivos
Compuestos
Alcohol primario
Alcohol secundario
Alcohol terciario
Muestra problema N°
ZnCl2/HCl Observación
Evaluación:
¿Cómo verificó que se produjo la reacción?
¿De los tres alcoholes, cuál de ellos reaccionó rápidamente?
¿Cuál sería el orden de reactividad decreciente de los alcoholes frente al reactivo de Lucas?
¿Cómo fue el comportamiento de su muestra problema?
76
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 76
3. ENSAYO DE BORDWELL-WELLMAN
Reactivos
Compuestos
H2SO4/CrO3
Observación
Alcohol primario
Alcohol secundario
Alcohol terciario
Muestra problema N°
Evaluación:
¿ Cómo reconoció que hubo reacción?
¿Cuál o cuáles de los tres alcoholes reaccionaron con el reactivo de Bordwell-
Wellman?
¿ Cuál fue el comportamiento de su muestra problema?
¿Qué esperaría Usted, si al 2-metil-2-pentanol se le somete a la misma
reacción?
77
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 77
4. ENSAYO CON CLORURO FÉRRICO
Reactivos
Compuestos
FeCl3
Observación
Alcohol primario
Alcohol secundario
Alcohol terciario
Fenol
Muestra problema N°
Evaluación:
¿Cómo verificó que solamente los fenoles reaccionan con el reactivo?
¿Cuál fue el comportamiento de su muestra problema?
¿Qué esperaría si el siguiente flavonoide se le somete a la reacción con el
FeCl3?
OH
78
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 78
CUESTIONARIO
1. ¿Proponga, al menos dos reacciones químicas que demuestren el
comportamiento diferenciados entre los alcoholes y los fenoles?
2. ¿Que utilidad tiene la reacción de los alcoholes con el reactivo de Bordell-
Wellman con los alcoholes?. Explique
3. ¿Cómo comprobar, mediante reacciones químicas, que la muestra recibida es
un fenol o derivado de éste?.
4. Dibuje las estructuras de los alcoholes y los reactivos que se necesitan para
producir:
a) Cloruro de t-butilo b) 2-buteno
Incluya las reacciones para producir estos compuestos a partir del alcohol que
eligió.
5. Se tienen 3 muestras de compuestos orgánicos hidroxilados: “X”, “Y” y “Z” y
se realizan las siguientes pruebas:
Compuesto “X”: Reacciona muy lentamente con el reactivo de Lucas
(horas) y rápidamente con el CrO3/H+
(producto orgánico formado
ácido carboxílico) y no reacciona con FeCl3.
Compuesto “Y”: Reacciona lentamente con el sodio metálico.
Reacciona rápidamente con el R. de Lucas
Compuesto “Z”: Reacciona lentamente con el reactivo de Lucas y con el
CrO3/H+, (Producto formado una cetona). Indicar el tipo de compuestos
hidroxilados.
6. ¿Con cuál de los reactivos utilizados en esta práctica , podemos afirmar que una
infusión de té tiene derivados fenólicos.
79
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 79
PROPIEDADES QUÍMICAS
DE ALDEHÍDOS Y CETONAS
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 80
80
INTRODUCCIÓN
El grupo carbonilo es un grupo polar. Así los aldehídos y cetonas tienen el punto de
ebullición más alto que los hidrocarburos de similar peso molecular.
CH3CH2CH3 CH3CH2CHO CH3COCH3 CH3CH2CH2OH Propano
p.e. (ºC) -44 Propanal 48
Acetona 56
Propanol 97,1
Aldehídos
H R Ar
C = O C = O C = O
H H H
Cetonas R R Ar
C = O C = O C = O
R Ar Ar
Los aldehídos y cetonas por tener el mismo grupo funcional presentan numerosas
reacciones químicas comunes. Entre ellas tenemos las de adición (Bisulfito de
sodio), condensación (formación de fenilhidrazonas, 2-4-dinitrofenilhidrazonas)
etc.
Sin embargo, otras reacciones permiten diferenciarlos por ejemplo las cetonas se
caracterizan por ser muy estables y son oxidadas solamente en condiciones
enérgicas mientras que los aldehídos son oxidados fácilmente a ácidos. Es por ello
que los aldehídos reducen el licor de Fehling y la solución de nitrato de plata
amoniacal (ensayo Tollens) con formación de óxido cuproso y plata metálica,
respectivamente. Estas dos primeras pruebas nos permiten diferenciar los aldehídos
de las cetonas (ensayos de diferenciación).
Ecuación de reacción con el reactivo de Fehling
_
_
R - CHO + 2 Cu+2
+ 5OH R - COO + Cu2O + 3H2O
Aldehído R. de Fehling p.p. Rojo ladrillo
Ecuación de reacción con el reactivo de Tollens
81
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 81
3 2 4 3 2
R - CHO + 2Ag(NH ) OH
R - COONH + 3 NH + 2 Agº + H O
Aldehído R. de Tollens Plata Metálica
(Espejo)
Otros ensayos se basan en la formación de derivados sólidos a partir de aldehídos y
cetonas líquidas. Son importantes la formación de fenil-hidrazonas y 2,4-
dinitrofenilhidrazonas. Estos derivados son de gran importancia para purificar e
identificar dichas sustancias ya que se caracterizan por ser sólidos de punto de
fusión definidos (Ensayo de identificación).
Ecuación de reacción con la fenilhidracina
R - C=O + H2N - NH R - C = N - NH + H2O
| | H H
Aldehído Fenilhidracina Fenilhidrazona (sólido)
(de aldehído o cetona)
Ecuación de reacción con 2,4-dinitro-fenilhidracina
C = O + H2N- NH - - NO2 C = N - NH - - NO2 + H20
NO2 NO2
Aldehído o 2,4-D.N.F.Hidracina 2,4-D.N.F. Hidrazona del Aldehído o Cetona Cetona (sólido)
Algunos aldehídos pueden ser obtenidos por oxidación de alcoholes primarios,
aunque este método es poco útil, por la facilidad con que se oxidan los aldehídos a
ácidos: Ej.
[O]
CH3 - CH2 - CH2 OH CH3 - CH2 – CHO CH3 - CH2 - COOH Alcohol n-propílico propionaldehído
Las cetonas son fácilmente obtenidas por oxidación del correspondiente alcohol
secundario por ej.
OH O
[O]
Ciclohexanol Ciclohexanona
82
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 82
La reducción de ácidos para producir aldehídos es poco utilizada como método de
preparación ya que los pocos reactivos capaces de reducir ácidos los reducen al
alcohol primario correspondiente.
PARTE EXPERIMENTAL
1. Ensayo de Fehling
En cada uno de 3 tubos de ensayo colocar 10 gotas de solución de Fehling A y
10 gotas de Fehling B, adicionar 5-6 gotas de las muestras a ensayar (Aldehído,
cetona y muestra problema). Calentar los tubos en b.m. por 5 minutos. Se
considera la reacción positiva en todos aquellos tubos en donde se haya
formado un p.p. rojo ladrillo (por el exceso de reactivo de Fehling que se usa,
también queda en los tubos una solución azul).
2. Formación de 2,4-dinitrofenilhidrazonas.
Colocar 10 gotas del aldehído, cetona y muestra problema en 3 tubos de prueba
y adicionar 10 gotas del reactivo. Observar si se forma un precipitado. Si el
precipitado no se forma inmediatamente se debe calentar a b.m. por 5 minutos.
Enfriar y observar si se forma un p.p. amarillo naranja.
3. Reconocimiento de aldehídos . Ensayo de Schiff
En cada uno de tres tubos colocar 15 gotas de aldehído, cetona y su muestra
problemas y luego adicionar 5 gotas del reactivo Schiff decolorada y luego
agregarle 3 gotas ácido clorhídrico concentrado y si es un aldehído se torna de
color violeta.
83
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 83
UNIVERSIDAD CIENTÍFICA DEL SUR
FACULTAD DE …………………………..
Nombre del laboratorio: CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA
Mesa N° PROFESOR:
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3) 4)
PRÁCTICAS N° 8: REACCIONES GENERALES CON ALDEHÍDOS
Y CETONAS
COMPETENCIA: Identificar y caracterizar a los compuestos carbonílicos.
COMPETENCIA ESPECÍFICA: Reconocer a los grupos carbonílicos mediante
reacciones químicas fácilmente visualizables. Diferenciar mediante la reactividad
los grupos formilo y cetónico.
Reconocimiento del grupo carbonilo
2,4-Dinitrofenilhidracina
Discusión
Aldehído
Cetona
Muestra N°
84
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 84
Evaluación ¿Cómo verificó la presencia de los grupos carbonílicos de aldehídos y cetonas?
¿Cuál fue el comportamiento de su muestra problema frente al reactivo?
Proponga una reacción general de los compuestos carbonílicos y el 2,4-
Dinitro fenilhidracina.
3. Ensayo de diferenciación entre aldehídos y cetonas
Fehling Obsevación Aldehído
Cetona Muestra N°
Evaluación: ¿Cómo verificó que la reacción de Fehling dio positiva?
¿ Es necesario que el medio sea básico?
¿A qué conclusión llegó con su muestra problema?
85
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 85
3. Ensayo con el reactivo de Schiff
Evaluación:
¿Cómo verificó que la reacción fue positiva?.
¿Con esta reacción pudo verificar que su muestra problema es un aldehído?
Schiff Observación
Aldehído
Cetona
Muestra Problema No
86
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 86
CUESTIONARIO
1. Marque con una “X” los compuestos que se pueden oxidar con el reactivo de
Tollens
( ) Gliceraldehído ( ) Pelargonaldehído ( ) Dietilcetona
( ) 2- metil pentano ( ) Formol ( )Valeraldehído
2. Se tiene una muestra "M" con grupo carbonilo, a la cual se le ha realizado las
siguientes pruebas:
Reactivos
Fehling
Tollens
2,4-DNF
Hidracina
Resultado
-
-
+
Señalar a qué familia pertenece la muestra "M" ¿Y por qué?
3. ¿Por qué es necesario agregarle tartrato de sodio y potasio al reactivo de
Fehling?.
4. ¿Por qué el reactivo de Fehling se debe preparar en el momento de la reacción?.
87
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 87
PROPIEDADES QUÍMICAS
LÍPIDOS SAPONIFICABLES
88
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 88
INTRODUCCIÓN
Las grasas de origen animal o vegetal están constituidas principalmente por
glicéridos o triglicéridos. El término de glicérido es un nombre especial para
designar los ésteres del glicerol (1,2,3-propanotriol) con ácidos monocarboxílicos,
generalmente de elevado peso molecular (ácidos grasos), saturados o instaurados.
Como cualquier éster, los glicéridos pueden ser hidrolizados, obteniéndose el
glicerol y los correspondientes ácidos grasos.
O
||
O CH2 - OC - R1
|| |
R2 - CO - CH O
CH2OH R1 - COOH
H+ | CH - OH + R2 - COOH
| CH2OH R3 - COOH
GLICEROL ÁCIDOS
GRASOS
Los tres radicales ácidos unidos a la molécula de glicerol pueden ser iguales o
diferentes en este último caso se conoce como glicérido mixto y por hidrólisis
obtendremos una mezcla de varios ácidos grasos diferentes.
La hidrólisis de un glicérido puede ser catalizada por ácidos, álcalis o enzimas.
Cuando la hidrólisis se realiza en medio alcalino, el proceso se denomina
saponificación, (del latín sapo = jabón) porque en vez de obtenerse el ácido graso
libre se obtiene una sal de éste, que tiene propiedades detergentes y se denominan
comúnmente como JABON ejemplo.
89
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 89
El procedimiento clásico para la obtención de ácidos grasos consiste en una
saponificación, y el jabón obtenido es transformado por una simple acidificación en
el ácido graso correspondiente.
PARTE EXPERIMENTAL
1. Saponificación de una grasa
En un vaso de 250 mL colocar 10 g de sebo. En otro vaso se disuelve 3 g de
hidróxido de sodio en 12 mL de agua. se adicionan 5 mL de esta solución al
vaso que contiene el sebo y se calienta en baño maría a 60-70ºC durante unos
20 minutos con constante agitación.
Añadir 3 ó 4 mL de la solución de hidróxido de sodio y 5 mL de etanol. Cubrir
el vaso con una luna de reloj y seguir calentando (con agitación) por unos 15
minutos. Luego añadir el resto de la solución de hidróxido de sodio y dejar que
la temperatura suba a unos 90-95ºC manteniéndola por unos minutos más.
Para comprobar que la saponificación se ha completado, sacar unas gotas de la
solución y verterlas en unos mL de agua; si aparecen gotitas de aceite la
saponificación aún no es completa. En este caso retirar el b.m., añadir unos 5
mL de agua y 5 mL de alcohol y calentar el vaso con llama pequeña de un
mechero de Bunsen (utilizar rejilla de amianto) manteniendo a ebullición por
unos minutos, hasta completar la saponificación.
Añadir 50 mL de agua caliente y agitar hasta tener una mezcla homogénea.
Luego verter con agitación sobre 250 mL de agua fría en la que se ha disuelto
20g de sal común.
El jabón que se separa es filtrado con succión y se lava con 10 mL de agua fría
y luego realice los siguientes ensayos:
a) Reacción.- Disolver un trocito de jabón en etanol absoluto calentando si es
necesario. Dejar enfriar y ensayar la reacción con una gota de fenolftaleina.
No debe dar reacción alcalina.
Al diluir esta solución con agua, aparecerá una coloración roja (Explique
este fenómeno).
b) Precipitación con sales de calcio, magnesio, etc.- Disuelva un trocito de
jabón en unos 5 mL de agua destilada, calentando si es necesario. Divida la
solución de jabón en 2 partes: adicionar gotas de solución de cloruro de
calcio (a una parte) y de cloruro de magnesio (a la otra). Observar y
explicar.
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 90
90
c) Preparación de una pastilla de jabón.- Disolver esta mitad de jabón en
un pequeño volumen de agua en un vaso de 50 mL calentando
cuidadosamente y con agitación (calentar en b.m. o con una llama muy
pequeña). Realizar esto hasta que la mezcla quede muy espesa y la
agitación proceda con dificultad. Deje enfriar el jabón y luego puede
cortarse como pequeñas pastillas.
91
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 91
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PRÁCTICAS N° 09 : Propiedades generales de los Lípidos-Triglicéridos
COMPETENCIA: Dar a conocer las características más importantes de los
aciles gliceroles.
COMPETENCIA ESPECÍFICA : Reconocimiento de insaturaciones. Reacción
de saponificación-Jabón . Características.
1. Saponificación de una grasa
Evaluación: ¿Cómo comprobó que la saponificación fue completa?
¿Cómo verificó la alcalinidad de los jabones?
¿Qué sucedió cuando agregó sales de cloruro de calcio y de magnesio a una
solución de jabón?
Dar las características organolépticas de la pastilla de jabón.
92
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 92
2. Características del triglicéridos
¿Cómo comprobó la existencia de insaturaciones en la grasa o aceite?
93
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 93
CUESTIONARIO
1. Sugiera un método para recuperar la glicerina que queda como subproducto
e n l a f a b r i c a c i ó n d e j a b o n e s .
2. ¿Qué sucede cuando se utiliza un jabón con las llamadas "aguas duras"?
3. ¿Por qué un jabón que aparece como neutro en soluciones alcohólicas resulta
alcalino en solución acuosa?
4. ¿A qué se llama índice de saponificación e índice de yodo? ¿cuál es su
utilidad?
5. Formule la ecuación entre un jabón sódico y los iones calcio.
6. ¿En qué consiste y para qué sirve la hidrogenación de aceites?
7. ¿Qué diferencias existen entre un jabón sódico y uno potásico?
94
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 94
PROPIEDADES QUÍMICAS
DE CARBOHIDRATOS
95
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 95
INTRODUCCIÓN
Los carbohidratos, glúcidos o azúcares, son los componentes más abundantes de la
mayoría de las plantas, siendo los productos naturales más oxigenados. Como
azúcares simples proveen de una rápida y suplementaria fuente de energía para
animales y plantas.
Los de mayor peso molecular (polisacáridos, polímeros naturales) cumplen
importante rol en los organismos vivos, sea como almacén de energía (almidón y
glucógeno) o formando el material estructural de las paredes celulares, cumpliendo
la función de sostén del vegetal (celulosa).
ENSAYO DE MOLISH
Es una prueba que nos permite reconocer azúcares de otras sustancias. Los
monosacáridos por acción de un ácido fuerte se deshidratan produciendo furfural o
derivados del furfural, que por acción del -naftol forma un complejo coloreado
(Azul). Los di y polisacáridos son hidrolizados a monosacáridos, por acción del
ácido fuerte y luego son convertidos a furfural o derivados del furfural.
CHO CHO
| |
CHOH C
| ||
CHOH CH
| H+ | O CHOH CH | ||
CHOH C
HOCH2 O CH+O 3 H2O
| | 5-hidroximetilfurfural
CH2OH CH2OH
PODER REDUCTOR: ENSAYO DE FEHLING Y TOLLENS
La presencia del grupo aldehído en las aldosas les proporciona poder reductor. El
grupo cetona (usualmente no reductor) también será reductor si presenta un grupo
hidroxilo en su carbono adyacente (alfa) como ocurre en las cetosas. Esto hace que
las Reacciones de Fehling y Tollens no sean útiles para diferenciar aldosas de
cetosas.
El carácter reductor de las cetosas ha sido explicado como un efecto del medio
alcalino en que se encuentran estos reactivos. Se ha encontrado que los álcalis
diluidos producen en estas moléculas una parcial ISOMERIZACIÓN que
transforma moléculas de cetosa en aldosa.
96
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 96
CH2OH
| C = O Cetosa
|
H - C - OH
CHO CHOH CHO
HO - C - H C - OH H - C - OH
| | |
H - C - OH H - C - OH H - C - OH
(A) "ENO-DIOL" (A´)
(A) y (A´) = ALDOSAS Epímeras en C-2
Son estas aldosas las causantes del poder reductor. Los azúcares no reductores
serán aquellos cuyo grupo carbonilo está enlazado (formando acetales) y no
contienen grupo carbonilo libre ni potencial.
FENILOSAZONAS
Los azúcares reductores en solución reaccionan con la Fenilhidracina formando
sólidos cristalinos que por tener forma definida y punto de fusión característicos,
son muy utilizados en la identificación de un azúcar desconocido.
CHO CH = N - NH -
N - NH -
H2N - NH NH2
+ 3 + + NH3 + 2H2O
CH2OH CH2OH
D-Glucosa Glucosazona Anilina
97
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 97
HIDRÓLISIS DE Di Y POLISACÁRIDOS
Los di, oligo y polisacáridos pueden ser degradados o hidrolizados hasta
transformarlos en las unidades - monosacáridos - que los constituyen. La hidrólisis
puede realizarse por métodos químicos (en el laboratorio) o mediante enzimas (en
los organismos vivos). La hidrólisis química requiere, generalmente, de
catalizadores (por ej. ácidos minerales) y calor. La hidrólisis enzimática tiene
carácter selectivo.
La hidrólisis de un disacárido como la sacarosa, puede representarse así:
C12H22O11 + H2O C6H12O6 + C6H12O6 Sacarosa D-Glucosa D-Fructosa
La Hidrólisis de un polisacárido como el almidón produce azúcares de peso
molecular cada vez menor, hasta convertirse íntegramente en monosacárido:
PARTE EXPERIMENTAL
1. Ensayo de Molish: Reconocimiento de Glúcidos
Este ensayo es positivo con todos los carbohidratos solubles.
Colocar en un tubo de ensayo 15 gotas de glucosa al 0.1% y añada 2 gotas de
solución de -naftol. Agregar cuidadosamente H2SO4 concentrado de tal
manera que resbale lentamente por la pared interna del tubo de ensayo (adición "en zona"). La formación de un anillo de color púrpura en la interfase nos indica que la reacción es positiva. Repita con la sacarosa, solución de almidón y muestra problema.
2. Ensayo de Fehling: Determinación del Poder reductor
Muestras: Soluciones acuosas al 10% de: Glucosa, Fructosa, Sacarosa, y
Almidón.
En cada uno de los cinco tubos de ensayo mezcle 15 gotas de solución Fehlig A
con 15 gotas de solución Fehling B. Adicionarle 15 gotas de solución de los
azúcares indicados y la muestra problema. Agite para homogenizar. Introduzca
los tubos en un baño previamente calentado, y continúe el calentamiento.
Observe si hay cambios de color y formación de precipitado rojizo caliente un
máximo de 5 minutos.
3. Formación de osazonas
Aproximadamente 0.2g de glucosa y 0.4g de clorhidrato de fenilhidracina y 0.6
g de acetato de sodio y añada 5 cc de agua. Sumérjalo en un baño de agua
98
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 98
caliente por 1.5´, saque y agite. Continúe calentando. Después de los 20´de
calentamiento aparecen los cristales de osazona.
4. Hidrólisis de la sacarosa
Colocar en 2 tubos de ensayo 20 gotas de sacarosa al 5% a uno de ellos
agregarle 3 gotas gotas de HCl concentrado, caliente ambos tubos en b.m. por
5´. Enfríe y agregue una solución saturada de carbonato de sodio hasta
neutralizar. Hacer prueba de Fehling en los 2 tubos de ensayo. Anote y
explique lo ocurrido.
5. Hidrólisis de almidón
Agite 1 g de almidón en unos 10 mL de agua fría y vierta esta suspensión
lechosa en 150 mL de agua a ebullición. Se formará una solución coloidal.
Saque 1 mL de esta solución, enfríela y adicione 1 ó 2 gotas de Lugol, observar
la coloración intensamente azul característica del almidón con este reactivo
(guarde el tubo en su gradilla).
Al resto de la solución adiciónele 30 gotas de ácido clorhídrico concentrado y
manténgala a ebullición con llama baja. Cada 3 minutos tome dos muestras de
la solución (de 1 cc c/u) en tubos de prueba: En uno de ellos realice el ensayo
de Fehling y al otro tubo enfriarlo y agréguele 1 gota de LUGOL. Coloque los
2 tubos en su gradilla, observe y anote la coloración con Lugol y si hay
precipitado rojo en el ensayo de Fehling.
Estos ensayos deben realizarse hasta que la coloración con el lugol y el ensayo
de Fehling nos indiquen que todo el almidón se ha transformado en glucosa.
99
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 99
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3) 4)
PRÁCTICAS N° 10: Propiedades generales de los carbohidratos o
glúcidos
COMPETENCIA: Dar a conocer las características más importantes de los
glúcidos o carbohidratos.
COMPETENCIA ESPECÍFICA : Reconocimiento de los glúcidos en general.
Mostrar el poder reductor de algunos azúcares. Verificar por métodos químicos la
hidrólisis de la sacarosa y almidón.
1. Reconocimiento de los glúcidos. Ensayo de Molish
Molish Observación
Glucosa
Fructosa
Sacarosa
Almidón
Muestra problema N°
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 100
100
Evaluación:
¿Cómo verifica que los compuestos dados son carbohidratos o glúcidos?.
Proponga una reacción general de identificación de glúcidos utilizando un
polisacárido.
¿A qué conclusión llegó con su muestra problema, por qué?
2. Poder reductor: ensayo de Fehling y Tollens. Formación de osazonas
Fehling Fenilihidracina Observación
Glucosa
Fructosa
Sacarosa
Almidón
Muestra problema N°
101
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 101
Evaluación:
¿Cómo se comprueba el poder reductor de un glúcido?.
¿Por qué se dice que un glúcido es reductor?
¿ A qué se debe que un glúcido no tiene poder reductor?
¿ Su muestra problema es un glúcido reductor?. Explique
¿Existe alguna correlación entre la formación de osazonas y el poder
reductor?
102
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 102
3. Hidrólisis de la sacarosa
R. Fehling
Observación
Sacarosa
Sacarosa hidrolizada
Evaluación :
¿Cómo comprobó que la sacarosa se encuentra hidrolizada?.
¿Existirá algún cambio en sus propiedades físicas y químicas en la
sacarosa hidrolizada?.
Hidrólisis de almidón
Tiempo (min)
0 3 6 9 12 15 18 21
Lugol
Fehling
103
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 103
Evaluación
¿Cómo visualizas la hidrólisis del almidón?.
¿Cómo es el comportamiento del reactivo de Lugol durante el proceso de
hidrólisis?.
¿Cuáles fueron las condiciones de hidrólisis?.
104
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 104
CUESTIONARIO
1. Indique cuáles de los siguientes glúcidos son reductores
a) D-Alosa e) Lactosa b) D-Arabinosa f) Maltosa c) Glucógeno g) Sacarosa d) Celulosa h) D-Ribosa
2. ¿Cuál es la principal utilidad de los siguientes ensayos?
a) Reacción de Fehling
b) Reacción de Schiff
c) Formación de osazonas
d) Determinación de la rotación óptica
3. Dibujar las estructuras de los glúcidos que dan la misma osazona que la
D-Ribosa.
4 . E x p l i q u e p o r q u é l a s c e t o s a s d a n r e a c c i ó n p o s i t i v a c o n e l
r e a c t i v o d e F e h l i n g .
5. Dar las nomenclaturas y estructuras de los productos orgánicos de la reacción
entre el reactivo de Fehling y los siguientes glúcidos:
a) D-Arabinosa c) D-Altrosa
b) D-manosa d) D- Sacarosa
6 . E x p l i q u e , a l m e n o s t r e s r e a c t i v o s , q u e s e u t i l i z a n p a r a
r e c o n o c e r a l o s a z ú c a r e s r e d u c t o r e s .
105
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 105
PROPIEDADES QUÍMICAS
AMINOÁCIDOS Y PROTEÍNAS
106
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 106
2
INTRODUCCIÓN
Las proteínas, junto con los carbohidratos y los lípidos constituyen los 3 grupos de
compuestos de mayor importancia en los sistemas biológicos.
Químicamente las proteínas, son polímeros naturales (su peso molecular puede ser
de varios millones) cuyas unidades (monómeros) son los aminoácidos. Son mucho
más complejos que los polisacáridos porque, a diferencia de éstos, las unidades
que forman las proteínas no son idénticas.
Se diferencian casi siempre por la estructura diferente del grupo -R, el que puede
ser alifático, alicíclico, aromático, heterocíclico, etc., pudiendo además contener
otros grupos funcionales o grupos amino o carboxilo adicionales.
Los aminoácidos se unen mediante un enlace tipo amida (conocido como ENLACE
PEPTÍDICO) entre el carboxilo de una unidad y el grupo amino de la otra,
formando así los: dipéptidos, tripéptidos, etc., cuando el peso molecular es mayor
se llaman polipéptidos (PM hasta unos 10,000). Si la cadena es aún más grande,
toman el nombre de proteínas.
R O R´ O H R O H R´ O
H | || H | || -H |O | || | | || N-CH-C-OH + N - CH - C - OH -N-CH -C-N-CH-C-
H H
Enlace peptídico
R - CH - COOH
|
NH2
-OH H+
R - CH - COO-
R - CH - COO-
R - CH - COOH
| | |
NH2 H+
+NH3 -OH +NH3
Forma Sal interna Forma
Aniónica "Zwitterion" Catiónica
o básica o ácida
Desnaturalización de proteínas
Se da este nombre a todo proceso que, sin ruptura o formación de enlaces químicos
o de valencia, determina una modificación en las propiedades de la proteína nativa;
107
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 107
es decir, en este proceso no se alteran los enlaces peptídicos, manteniéndose
también la secuencia u orden en que están unidos los aminoácidos. Se modifican
únicamente el ordenamiento espacial de la cadena por destrucción (principalmente)
de los numerosos puentes de hidrógeno que mantienen esta disposición geométrica.
Las proteínas desnaturalizadas son químicamente más reactivas y más fácilmente
hidrolizadas por enzimas. Si se trata de proteínas con actividad biológica, ésta
desaparece por la desnaturalización. Para muchas proteínas, el aspecto más visible
de su desnaturalización es la disminución de su solubilidad en agua produciéndose
la coagulación.
La desnaturalización puede realizarse por acción del calor y al colocar la proteína a
un pH muy alto (mayor que 10) o muy bajo (menos que 3) por adición de ácidos o
álcalis concentrados.
También puede ser producida por algunos solventes orgánicos como alcohol o
cetona. Si la acción de estos agentes es prolongada, el proceso se hace irreversible,
no pudiendo la proteína volver a su estado primitivo.
REACCIONES DE COLORACIÓN
Reacción con ninhidrina
Los aminoácidos en solución acuosa, calentados con ninhidrina (Hidrato de
tricetohidrindeno) dan un producto de condensación de color violeta o violeta
azulado. Con esta reacción podemos identificar grupos aminos libre en posición .
Reacción xantoproteica
Esta reacción se debe a la presencia de grupos bencénicos en ciertos aminoácidos.
El ácido nítrico en presencia de esos grupos aromáticos da lugar a la formación de
derivados nitrados de color amarillo que por alcalinización intensifican su color.
Prueba de Millon
Es una prueba característica para restos fenólicos, dando una coloración rosa
salmón: el reactivo de Millón es una mezcla de mercurio y ácido nítrico (nitrato
mercurioso y mercúrico)
Prueba para aminoácidos azufrados
Todos los aminoácidos azufrados o proteínas que tengan restos de estos
aminoácidos reaccionan con el acetato de plomo en medio alcalino formándose el
sulfuro de plomo,
108
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 108
tomando la solución un color marrón o gris oscuro. Esto se debe a que el azufre se
libera en medio alcalino y a ebullición, formando la sal de plomo.
Reacción de Biuret
Las proteínas y péptidos que contienen por lo menos 3 unidades aminoácidos (2
enlaces peptídicos) dan una coloración violeta característica al reaccionar (en
medio alcalino) con una solución de sulfato cúprico.
Esta prueba es muy sensible, utilizada para detectar la presencia de enlaces
peptídicos y también en la determinación cuantitativa de proteínas. Es negativa con
los dipéptidos y con los aminoácidos libres.
PARTE EXPERIMENTAL
1. Reacción de ninhidrina
Tomar 3 tubos de ensayo y agregar por separado 15 gotas de Glicina ,
albúmina y muestra problema agregar a cada uno de ellos 2 gotas de la
solución de ninhidrina al 0.3%. Calentar a baño maría, unos minutos y
observar. Se considera positiva la reacción si la solución toma un color violeta.
2. Reacción xantoproteica
En 4 tubos de ensayo colocar 15 gotitas de tirosina, glicina, albúmina y
muestra problema. Añadir 1 mL de ácido nítrico concentrado. Calentar por
unos minutos y observar. Agregue a cada uno de los tubos 1 mL de hidróxido
de sodio al 20%, observe.
3. Prueba de Millon
En cuatro tubos de prueba colocar 15 gotas de glicina, tirosina, albúmina y
de muestra problema y agregar a cada uno de ellos 5 gotas del reactivo de
Millón, calentar por unos minutos y observar. La aparición de un color rosa
salmón o rojo nos indica que la prueba es positiva.
4. Prueba para aminoácidos azufrados
En 4 tubos de prueba colocar 15 gotas de glicina, cisteína, albúmina y su
muestra problema. Luego agregar ocho gotas de NaOH al 40% y calentar.
Añadir V gotas de acetato de plomo al 10%. Observar si cambia de color.
109
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5. Reacción de Biuret
En cada uno de 4 tubos ensayos se le adiciona por separado 15 gotas de
glicina, cisteína de solución de albúmina y la muestra problema. Añadir 10
gotas de
hidróxido de sodio al 10%, luego dos gotas de solución de sulfato de cobre al
1%. Observar el color que se forma. Repetir el ensayo con un aminoácido y su
muestra problema.
6. Desnaturalización de la albúmina
En cada uno de 5 tubos de ensayo colocar 20 gotas de solución de albúmina.
Uno se calienta poco a poco observando la temperatura aproximada a la que
tiene lugar de la coagulación.
Al segundo tubo se adiciona 30 gotas de alcohol (etílico)
Al tercer tubo adicionar unas gotas de ácido clorhídrico concentrado
Al cuarto tubo añadir ácido nítrico concentrado
Al quinto tubo, solución concentrada de hidróxido de sodio
Anotar en qué casos se produce la coagulación
7. Precipitación de proteínas mediante cationes
A seis tubos adicionar las siguientes soluciones:
a) 20 gotas de agua
b) 20 gotas de solución de albúmina
c) 20 gotas de agua más 3 gotas de ácido clorhídrico 10%
d) 20 gotas de solución de albúmina más 3 gotas de ácido clorhídrico al 10%
e) 20 gotas de agua más 3 gotas de solución de NaOH al 10%
f) 20 gotas de solución de albúmina más 3 gotas de solución de NaOH al
10%.
Observe que los 6 tubos constituyen 3 parejas: a con b; c con d y e con f. Los
miembros de cada pareja se diferencian únicamente en que mientras un tubo
tiene solución de proteína, en el otro ésta se ha sustituido por agua destilada.
Los tubos con agua (a,c y e) constituyen el "blanco" o patrón de comparación
de aquellos que tienen proteína. Una de las parejas están en medio neutro, la
otra en medio alcalino y la otra en medio ácido. Los ensayos en blanco (sin
proteína) son necesarios para determinar si el efecto observado se debe
realmente a la precipitación de la proteína o es el hidróxido metálico el que
está precipitando.
A continuación, adicione a cada tubo 2 mL de solución de sulfato de cobre al
10%, agite los tubos y observe los resultados, haciendo las comparaciones por
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 110
110
parejas. Anote los tubos en los que se cree ha habido precipitación de la
proteína.
8. Precipitación de proteínas mediante aniones
En este ensayo no se necesita preparar o hacer pruebas con blancos o patrones,
porque acá no hay las interferencias del caso anterior. Por ello, se prepara
únicamente 3 tubos idénticos a los tubos b,d y f del ensayo anterior. A cada
uno se adiciona 2 gotas de solución de Ferricianuro de potasio, observe el tubo
que presente precipitado de proteína.
111
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UNIVERSIDAD CIENTÍFICA DEL SUR
FACULTAD DE …………………………..
Nombre del laboratorio: CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA
Mesa N° PROFESOR:
Integrantes: 1) 2)
3) 4)
PRÁCTICAS N° 11: Propiedades generales de los aminoácidos y
proteínas
COMPETENCIA: Dar a conocer las características más importantes de los
aminoácidos y proteínas
COMPETENCIA ESPECÍFICA : Reconocimiento de los -aminoácidos.
Determinación de los grupos R en aminoácidos y proteínas. Mostrar el carácter
anfotérico mediante reacciones químicas.
1. Identificación de - aminoácidos libres. Reacción de ninhidrina
Ninhidrina Observación
-Aminóacido Albúmina Muestra Problema N°
Evaluación:
¿Cómo verificó la presencia de -aminoácidos libres?
¿Por qué la albúmina , no tuvo el mismo comportamiento?
112
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Millon Observación
Tirosina
Glicina
Albúmina
Muestra problema N°
2- Reconocimiento de R: anillos aromáticos. Reacción Xantoproteica
Xantoproteica Observación
Tirosina
Glicina
Albúmina
Muestra problema N°
Evaluación:
¿De qué manera identificó que el aminoácido y la proteína cuenta con restos
bencénicos?.
¿La albúmina tiene restos bencénicos?
¿A qué conclusión llegó con su muestra problema?.
2. Reconocimiento de restos fenólicos. Prueba de Millon
113
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 113
Evaluación:
¿Cómo verificó la presencia de restos fenólicos?
¿Si en la prueba xantoproteica dio positiva la reacción,
necesariamente la misma muestra tiene que dar positiva la prueba de Millon?
¿Si una muestra da positiva la prueba de Millon, necesariamente tiene que dar
positiva la prueba Xantoproteica?
¿A qué conclusión llegó con su muestra problema?
4. Prueba para aminoácidos azufrados
Acetato de plomo/
NaOH Observación
Cisteína
Glicina
Albúmina
Muestra problema N°
114
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Evaluación:
¿De qué manera verificó la presencia de restos azufrados en aminoácidos y proteínas?.
¿A qué se debe el color marrón-gris característico de esta prueba?.
¿A qué conclusión llegó con su muestra problema?.
5. Reconocimiento de enlaces peptídico. Reacción de Biuret
Biuret Observación
Cisteína
Glicina
Albúmina
Muestra problema N°
115
G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 115
Evaluación:
¿En las pruebas realizadas con el reactivo de Biuret, encontró alguna
diferencia con cada una de las muestras ensayadas?. ¿Cómo lo diferenció?.
¿Su muestra problema tiene enlaces peptídico?
Desnaturalización de la albúmina
Temperatura (°C)
Alcohol etílico
Ácido clorhídrico
(concentrado)
Ác. Nítrico (Concentrado)
Soluc. Conc. de NaOH
Precipitación de proteínas mediante cationes y aniones
Cu2+
[Fe(CN)6]3-
20 gotas de agua
20 gotas de sol. de albúmina
20 gotas de agua más 3 gotas de HCl (10%)
20 gotas de sol. de albúmina más 3 gotas de HCl (10%)
20 gotas de agua más 3 gotas de NaOH (10%)
20 gotas de sol. de albúmina + 3 gotas de NaOH (10%.)
116
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Evaluación:
¿En cuál de los tubo precipitó la proteína con : el Cu2+
?
¿En tubo precipitó la proteína con el anión ferricianuro?
¿Qué ocurrió en el quinto tubo de ensayo?
Formule una ecuación química, para cada uno, que explique estas reacciones.
117
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CUESTIONARIO
1. ¿Con cuál de los reactivos empleados en la práctica se utiliza para verificar la
presencia de -aminoácidos en una hidrólisis de la proteína?.
2. ¿Cuál es el grupo responsable de la reacción positiva con la prueba
Xantoproteica?
3. ¿Cómo comprobaría que la albúmina de huevo contiene aminoácidos con
restos fenólicos?
4. ¿Cuál o cuáles de los siguientes aminoácidos dan positiva con el reactivo de
Xantoproteica?
a) Triptófano d) Fenilalanina
b) Tirosina e)Metionina
c) Histidina f) Glicina
5. ¿Con qué prueba reconocería, los enlaces peptídicos de una proteína?
6. Si se tiene una solución neutra de proteína y se le añade algunos mL de soda al
10%. Indicar si precipita la proteína al añadir unos mL de: a) Ferricianuro de
potasio
b) Sulfato de cobre (II)
7. Explique a qué se debe el fenómeno de la desnaturalización de las proteínas.
8. ¿Por qué el ácido nítrico produce una coloración amarilla cuando se pone en
contacto con un pedazo de cabello o piel?
9. ¿Cómo separaría Ud. a los aminoácidos contenidos en una mezcla?
10. Aplicación de la reacción con la ninhidrina en la cromatografía. Explique.
118
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Bibliografía
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3. Mc Murray, John Química Orgánica. Ed. IBEROAMÉRICA. México.
2007
4. Morrison, Robert y Boyd, RQuímica Orgánica. Ed. ADDISON-
WESLEY IBEROAMERICANA. EUA. .2006.
5. S olomons, T.W. Química Orgánica. Ed. LIMUSA. México. 2000
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