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VL SoSe 2016 “Zellbiologie und Physiologie der Pflanzen”
Prof. Dr. A. von Schaewen
Pflanzenzelle (Taiz/Zeiger: Kap.1, 3, 6, 15; und Buchanan et al.)
• „Sekretorisches System und Membran-Transport“
• „Zellwand: Struktur, Biosynthese & Dehnungswachstum der Zelle“
• „Cytoskelett“
Literatur:
Taiz & Zeiger „Physiologie der Pflanzen“ (Spektrum Verlag)Buchanan et al. “Biochemistry & Molecular Biology of Plants“ (American Society of Plant Physiologists, Rockville, MD, USA)Heldt & Pichulla “Pflanzenbiochemie” (Spektrum Verlag)Richter “Biochemie der Pflanzen” (Thieme Verlag)
Hauptunterschiede:• Plasmodesmata (ER verbindet alle Pflanzenzellen → Syncytium)• zentrale Vakuole (meist lytisch)• Zellwand (dynamisch)• Plastiden (verschiedene Typen)
Die tierische Zelle
Zellwand
Plasmo-desmata
Vakuole
Die pflanzliche Zelle
Chloroplast
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Primärwandaus Cellulose und Hemi-Cellulosen
Mittel-lamelle
Pektin-reiche Ecke
Die pflanzliche Zellwand
Apoplast
Cytosol
D) Haarzellen(bes. Epidermiszelle)
C) Xylem-Gefäß(ohne Protoplast)
Zellwände bestimmen die Form von PflanzenzellenBeispiele: Aufnahmen mit dem Raster-Elektronenmikroskop (REM)
A) Pollenkörner(einzelne Zellen)
B) Blütenblatt(Epidermiszellen)
Ohne Zellwand nehmen die Protoplasten einekugelige Form an (nach Inkubation mit Zellwand-auflösenden Enzymen in isotonischer Lösung, d.h. 0,5 M Mannitol, Sorbitol, oder künstl. Seewasser).
(ÜN in Pilz Enzym-Lösung)
Mesophyll-Protoplasten
Golgi-Apparat (GA) ER
GA + ER (überlagert) Chlorophyll
(CLSM-AufnahmenStephan Rips 2005, AG von Schaewen)
mit DNA transfizierte Protoplasten
Nach programmiertem
Zelltod
Blatt
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Cellulose-Fibrillen bestimmen die Wandtextur(„Armierung“ der Zellwandmatrix)
Jedes Jahr synthetisieren Pflanzen 1011 Tonnen Cellulose!
Vorlesung 2016
Abb. 15.6, Taiz/Zeiger „Physiologie der Pflanzen“
Struktur einer Cellulose-Mikrofibrille
Cellulose = β1�4 poly-Glucan
O-glykosidische Bindung des anomeren C1-(Aldehyd-) mit dem C4-Atom (OH-Gruppe) der nächsten Glc ⇒ gestrecktes Polymer!
Disaccharid Cellobiose (Wiederholungseinheit)
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Cellulose synthase proteins and their organization into complexes (CSCs)
Cellulose-Synthasen(CeS) bilden in der
Plasmamembran Komplexe aus je 6
Untereinheiten.
In Primärwänden: 2x CeS1, 2x CeS3, und
2x CeS6).
Diese geben nach außen Cellulose ab
(bilden parakristalline
Mikrofibrillen).
Dazu benötigen sie UDP-Glucose, welche
vom Cytosolenzymatisch
bereitgestellt wird (starke Senke für Kohlenhydrate).
Cellulose-Biosynthese an der Plasmamembran
Komplex aus 6 Cellulose-Synthase Untereinheiten
Cellulosefasern (β1→4-Polyglukane)
Kohlenhydrate Hexose- und Triose-Phosphate
(aus Plastiden)
UDP-Glc
Plasma-membran
„innen“
Cytosol
Zellwand
„außen“parakristalline Mikrofibrille
Saccharose-
Synthase
UDP-Glucose-
Pyrophosphorylase
Saccharose-
Phosphat-
Synthase
Import („sink“)
Export („source“)
engl.
Susy
CeS6
CeS3CeS
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Abb. 15.9 B, Taiz/Zeiger „Physiologie der Pflanzen“
CeS-Komplexe (CSC) bilden in der PM „Rosetten“ (und Felder)
Cellulose-Synthase
EM-Aufnahmen(Gefrierbruch-
Technik)
engl.
Susy
Die Ausrichtung der Cellulose-Fibrillen in der Zellwand (Textur) wird durch randständige (d.h. kortikale) Mikrotubuli (MT) vorgegeben, zwischen/an denen sich die „Rosetten“-Komplexe vorwärts schieben („Schienen“-Modell).
Vorlesung 2016
Abb. 15.7 u. 15.8, Taiz/Zeiger, „Physiologie der Pflanzen“
Cellulose-Textur und Mikrotubuli (⇒ das Zytoskelett gibt die Richtung vor!)
Aufsicht
Mikrotubulus
Lipid-doppelschicht
Quer-schnitt
Cellulose-Mikrofibrille
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Biosynthese und Assemblierung von CeS-Komplexen
SmaCC/MASC = Small or microtubule-associated cellulose synthase compartments
Originally described in: Desprez et al. (2007) Organization of cellulose synthase complexes involved in primary cell wall synthesis in Arabidopsis thaliana. Proc. Nat. Acad. Sci. USA 104: 15572-77.
?
Arabidopsis-Mutanten mit Primärwand-Defekten
Typische Primärwand-Defekte zeigen:rsw1 = CeS1, Cellulose Synthase (PM)rsw2 = Kor1, β1,4-endo-Glucanase (PM)cob = Cobra, GPI-verankert (PM & Apoplast)
Aber auch:stt3a = OST-Untereinheit (ER)rsw3 = Glucosidase II (ERQC)cgl1 = GnTI, GlcNAc-Transferase I (Golgi)
⇒ Wie passt das zusammen?
Wildtyp
Mögliche Gemeinsamkeit:Defekt in N-Glykosylierung (einer sekretierten Protein-Komponente).
ABER welcher?!
(CeS nicht N-glykosyliert)
„radially swollen“
rsw-Phänotyp
der Wurzelspitze
rsw-Mutante(n)
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Cytosol
PM
Cellulose-Biosynthese startet an einem membrangebundenen Oligodextrin-Primer (= Sitosterol-β-Glucosid)
Korrigan (Kor1) ist eine β1,4-endo-Glucanase (8 N-Glykane)
Abb. verändert nach Read & Bacic; Peng et al. (2002), Science 295: 59-60 und 147-150.
Apoplast
UDP
UGT
UDP-
Sitosterol
Fru
CeScomplex
UDP
Saccharose + UDP
SuSy
CHO „sink“
Saccharose + UDP
UDP
CesAi
Fru
SuSy
KOR1
?
Typ I Typ II Typ IIITyp I Typ II Typ III
Typ IV Typ V Typ VITyp IV Typ V Typ VI
Sanger-Modell, modifiziert nach: Howell & Crine (1996). Trends in Biochemical Sciences 21: 171.
C
N
innen(Cytosol)
außen
N
C
außen
GPIP
N
Spaltstelle
innen(Cytosol)
Cobra ist ein GPI-verankertes Glykoprotein (9 mögliche N-Glykane)
• in Wurzelstreckungszone (polare Sekretion und Freisetzung?) • parallel zu kortikalen Microtubuli• Rolle bei anisotroper (gerichteter) Zellstreckung
• möglicherweise via Orientierung an Cellulose-Fibrillen
α-COB MT merge
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COBRA soll die Kristallisierung der Cellulose-Mikrofibrillen im Apoplasten erleichtern
From: Sorek et al. (2014) JBC 289(50):34911-34920.
Noch ist unklar, wie und wo Cobra rekrutiert wird
CTL1 (POM1) und CTL2 (je 3 N-Glykane)(Chitinase-like proteins)
CTL1 & CTL2 (funktionaläquivalent, wie KOR1 Typ II) beeinflussen die Cellulose-Biosynthese und sollen einewichtige Rolle für die Microfibrillen-Hemicellulose-Interaktion spielen.
„in“ Cytosol
„out“ Apoplast
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„innen“
GPI-Anker
Cellulose-Bindedomäne
„außen“
CobKOR1CTL1
Mikrotubuli (bedingen)
- Wandtextur
- Dehnungsrichtung
(wachsender Zellen)
cortikale Microtubuli(am Zellrand)
Plasma-Membran
Zell-wand
Cytosol
Cellulose-Mikrofibrillen
„Rosetten“-Komplex
�„guidance“
anisotrope Zellstreckung
Schienenmodell
Interaktion mitHemicellulose
ältere Cellulose-Mikrofibrille
Figure 2. Computational Modeling of CSI1 Protein Structure.A) Model of CSI1 protein colored by regions investigated in this article and specified on the bar.B) Putative interaction mode of CSI1 with CSC complex and microtubule. Within the CSI1 protein, the α-helices are red and the β-sheets are green.
From: Lei et al. (2015) The Plant Cell 27: 2926-2940.
Im Cytosol - CELLULOSE SYNTHASE INTERACTIVE1 (CSI1) (schnelles Recycling der CeS Komplexe an der PM)
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CSI1 verbindet CeS-Komplexe mit cortikalen Microtubuli
Figure 7. A Snapshot of the Localization and Trafficking Pathways of CSCs. The CSCs are believed to be assembled in the Golgi apparatus and then secreted to the PM through the TGN/EE. It is largely unknown how secretory vesicles (SV) containing CSCs fuse to the PM, an exocytosis process that may involve actin. Microtubules are involved in docking the secretory vesicle, as SmaCCs/MASCs were often observed to be associated with microtubules. CSI1 mediates the CSC-microtubule interaction. CSCs are internalized through AP2/CME. Newly endocytosed vesicles containing CSCs are predicted to be recycled to the PM through SmaCC-mediated fast recycling and TGN/EE-mediated slow recycling. From: Lei et al. (2015) The Plant Cell 27: 2926-2940.
?
AP2/CME = Assembly protein 2/ clathrin-mediated endocytosis
CSC = Cellulose synthase complex
PM = Plasma membrane
Wm = Wortmannin (Inhibitor)
Hemi-CellulosenQuervernetzer („crosslinker“) der Cellulose-Fibrillen
Hemi-Cellulosen sind komplexe, z.T. verzweigte Polysaccharide (bestehen überwiegend aus Glucose, Mannose, Xylose und Galaktose)
Hemi-Cellulosen sind direkt mit den Cellulose-Mikrofibrillen assoziiert.
A. (Galakto)-Gluco-Mannan
B. Galakto-MannanHemi-
Cellulose-Fibrillen
Vorlesung 2016
Abb. aus: Taiz/Zeiger, Physiologie der Pflanzen (li.) & Buchanan et al. (2000) „Biochemistry & Mol. Biology of Plants“, ASPP (re.).
Verzweigungen: α1→6
Rückgrad (linear): β1→4
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Vorlesung 2016
Abb. aus: Taiz/Zeiger, Physiologie der Pflanzen (li.) & Buchanan et al. (2000) „Biochemistry & Mol. Biology of Plants“, ASPP (re.).
• Hydratisierung (durch Bindung von Wasser) via nicht-veresterte Carboxyl-Gruppen (saure Polygalakturonane)
• Gel-artige Netzwerke (durch Salzbrücken zwischen benachbarten Carboxyl-Gruppen: -COO-…+Ca+…-OOC-)
• Methyl-veresterte Carboxyl-Gruppen (unpolare Region)
• Seitenketten („Bürstenstruktur“) verhindern auch die Ausbildung von Netzwerken � so entstehen Poren/Kanäle
Pektine bilden die Zellwand-Matrix
sekretierte Strukturproteine (hier: Extensine)interagieren mit
Kohlenhydrat-Komponenten der
Zellwand (wahrscheinlich über
O-Glykane)
Pektine
-CH3
-CH3
-CH3
-CH3
Ca2+
Ca2+
Gel-artige Region
Ca2+
Ca2+
Vorlesung 2016
Abb.: Buchanan et al. (2000) „Biochemistry & Molecular Biology of Plants“, Am. Soc. of Plant Physiologists.
Zellwand-BiosyntheseResultat des Zusammenspielsmehrerer Einzelvorgänge
• Synthese von sekretierten und Membran-ständigen Proteinen erfolgt am „rauen“ ER (N-/O-Glykosylierung, Faltung, Vesikel-Transport), N-Glykan-Modifikationen im Golgi-Apparat.
• Oligosaccharid-Synthese von Pektin-und Hemicellulose-Vorstufen erfolgt im Golgi-Apparat (Verknüpfung erst nach Sekretion, im Apoplasten)
• Synthese von Cellulose-Fibrillen erfolgt DIREKT an der Plasma-membran (via CeS „Rosetten“-Komplexe/Felder, gelenkt durch kortikale Mikrotubuli (�„guidance“)
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Die Textur wird im Wesentlichen durch die Zellwand-Architektur vorgegeben und ändert sich z.B. bei der Fruchtreife
Beispiele:
Vorlesung 2016
Abb.: Buchanan et al. (2000) „Biochemistry & Molecular Biolology of Plants“, ASPP.
Speziell: Änderung der Wand-Textur
• Die mehlige Textur überreifer Äpfel resultiert aus einer „Zementierung“ der Mittellamellen (Pektin-Verfestigung) und gleichzeitigem Verlust von Zell-Zell-Kontakten.
• Die Wände des Pericarps reifender Pfirsiche schwellen an und werden weich (Synthese spezieller Enzyme durch hormonale Umsteuerung), während die der Samenhülle durch Lignin-Einlagerung verfestigt werden (sklerotisieren).
• Die Zellwände im reifenden Tomaten-Pericarp schwellen an und werden weich (desintegrieren enzymatisch).
Phenolisches Makromolekül aus Zimtsäuren und Zimtalkoholen (die im Sekundärmetabolismus gebildet werden). Nach gezielter Radikal-Bildung im Apoplasten (via reaktive Sauerstoff-Spezies, ROS) entsteht Lignin, verknüpft über diverse Ester- und Äther-Bindungen (polymerisiert autokatalytisch).
Lignin (Zellwand-Imprägnierung, u.a. des Xylems � „Holz“)
Sekundär-stoffwechsel
PAL
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Vorlesung 2015
Abb.: Buchanan et al. (2000) „Biochemistry & Molecular Biology of Plants“, Amer. Soc. of Plant Physiologists.
Lignin wird durch Phloroglucin-HCl „pink“ angefärbt !
Der Polymerisationsgrad der Phenolbausteine (sowie die kovalente Vernetzung des Lignins mit Cellulose und Hemi-Cellulosen) kann sehr unterschiedlich sein.
Dementsprechend variieren Struktur und mechanische Eigenschaften von Holz!
Vorlesung 2015Abb.: Buchanan et al. (2000) „Biochemistry & Molecular Biology of Plants“, Amer. Soc. of Plant Physiologists.
Funktion von Zellwänden über den Tod hinaus (vgl. programmierter Zelltod im Xylemgewebe)
Samen-Verbreitung
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• die dicke Zellwand besteht fast ausschließlich aus Cellulose-Fibrillen
• bei Reifung kollabiert die restliche Zellwand (⇒ helikale Baumwollfaser)
Baumwolle ist ein Cellulose-Produkt (wie Papier)
Quelle: Wikipedia
Vorlesung 2016
Abb.: Buchanan et al. (2000) „Biochemistry & Molecular Biology of Plants“, Amer. Soc. of Plant Physiologists.
AUSNAHME: „polares“ Spitzenwachstum (in Pflanzen selten)(nur bei Pollenschläuchen und Wurzelhaaren)
„Polares“ Wachstum (kaum
Cellulose) beruht auf:
• gerichtetem Vesikel-
Transport (Cytoskelett)
• Vesikel-Fusion am Pol
(lokal begrenzte Region)
• Aushärten der Flanken
(hauptsächlich Pektin)
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Zellstreckung IMMER quer zu den Mikrofibrillen
Vakuolen fusionieren (nehmen aktiv Teilchen
auf), Wasser strömt passiv nach � Osmose (auch bei Schließzellen)
Vorlesung 2016
Abb.: Buchanan et al. (2000) „Biochemistry & Molecular Biology of Plants“, Amer. Soc. of Plant Physiologists.
Interkalares Wachstum nach Zellwand-Dehnung
Spiralmodell:
Pflanzenzellen lassen sich nur quer zur ihrer Wand-Textur dehnen. Das „Ausdünnen“ bestehender Cellulose-Mikrofibrillen wird durch Biosynthese und Einlagerung von neuem Zellwandmaterial ausgeglichen
(Phytohormon gesteuerter Prozess ⇒ Auxin).
Plasma-membran
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Vorlesung 2016
Abb.: Buchanan et al. (2000) „Biochemistry & Molecular Biology of Plants“, Amer. Soc. of Plant Physiologists.
1. Aufbrechen der Quervernetzungen:
H+-ATPasen an der Plasmamembran werden aktiviert ⇒ pH-Abfall im Apoplasten:
• Expansine werden aktiv (Optimum im stark Sauren!) und brechen die Verbindungen zwischen Hemi- und Cellulose-Mikrofibrillen auf.
• XET (Xyloglucan-endo-Transglykosylase) spaltet Hemicellulose-Polymere hydrolytisch, bleibt danach gebunden und speichert einen Teil der frei werdenden Energie zwecks Verknüpfung nach dem Auseinanderweichen (fibrillar creep).
2. Neusynthese von Wandmaterial:
Verstärkte sekretorische Aktivität führt zur Neusynthese von Wandmaterial: Bildung von Cellulose-Synthase („Rosetten“-Komplexe) sowie Hemi-Cellulose- und Pektin-Vorstufen.
Mechanismus der Zellwand-Dehnung
„Triebkraft“ der Wanddehnung ist der Zell-Innendruck (Turgor)
Pflanzenhormone beeinflussen:
1. Richtung der Wanddehnung (Richtungsänderungen) durch Re-Orientierung von kortikalen Mikrotubuli (z.B. durch Ethylen)
2. Rate und Beginn der Wanddehnung durch Aufbrechen der Quervernetzungen (z.B. vermittelt durch Auxine, Gibberelline)
Phytohormone steuern die Zellwand-Dehnung
Auxine
• induzieren Zellstreckung (in bestimmten Zonen)
• Wachstumsbewegungen (von Pflanzenorganen)
z.B. bei Phototropismus, Gravitropismus, Suchbewegungen (Ranken)
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Vorlesung 2016 Abb. aus: Campbell „Biologie“, Spektrum-Verlag.
Protonen-Pumpen an der PM (H+-ATPasen) werden aktiviert.
Expansine arbeiten erst nach lokal starker Ansäuerung der Zellwand.
„Säure“-Streckungshypothese: Auxin-induzierte H+-Pumpen an der PM
„langsame“ Auxin-Wirkung
� induzierte Gen-Expression
Expansine
„schnelle“
Auxin-Wirkung
Zusammenfassung:
Stationen der Zellstreckung
• Initiation hormonelles Signal (Auxin)
• Ansäuerung des Apoplasten (Aktivierung von H+-ATPasen an der PM)
• Lösen von Quervernetzungen (zwischen Mikrofibrillen & Hemicellulosen)
• Zellstreckung quer zu den Mikrofibrillen (mehr Ionenpumpen ⇒ Osmose, auch Vakuolenfusion)
• Neusynthese von Wandmaterial (Einlagerung zwischen Mikrofibrillen)
Vorlesung 2016
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Zellwand-Bruchstücke als Signalmoleküle Bei der Infektion von Pflanzen mit pathogenen Pilzen lösen Hydrolasen (Cellulasen, Pektinasen) einen partiellen Abbau der Zellwände aus.
• Diese Wandfragmente werden von der Pflanze als Signalmoleküle (Elicitoren) wahrgenommen und lösen Abwehrprozesse aus (u.a. stimuliert dies die sekretorische Aktivität).
• Elicitoren werden durch spezielle Rezeptoren in der PM registriert und mithilfe von Signal-
kaskaden in den Zellkern weitergeleitet (spezifische Erkennung auf beiden Seiten).
Vorlesung 2016
Abb. 15.27 aus: Taiz/Zeiger „Physiologie der Pflanzen“, Spektrum Verlag.
Pilz-
zellwand
Pflanzen-
Zellwand
Cellulasen,
Pektinasen
Chitinasen &
Glukanasen„Plant wars“
fremder
Elicitor
eigener
Elicitor
WICHTIG:
Zeitliche Komponente
der Freisetzung/
Wahrnehmung