vériﬁcation de méthode en vue de l’accréditation : … · sur les 1 931 numérations...

Journal Identification = ABC Article Identification = 0892 Date: December 4, 2013 Time: 5:30 pm

doi:1

0.16

84/a

bc.2

013.

0892

Qualité-Accréditation

Ann Biol Clin 2013 ; 71 (6) : 717-30

Vérification de méthode en vue de l’accréditation :exemple de l’hémogramme automatisésur deux analyseurs LH750 Beckman-Coulterà l’Hôpital européen Georges Pompidou

Accreditation of automated complete blood count by the LH750 Analyzer(Beckman Coulter) in Georges Pompidou Hospital (Paris, France)

SPGVYÉBAV

AHP<

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Lg(dfitpld

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ylvain Robinet1,a

ierre Lemaire1,a

authier Louis1

incent Vieillefond1

olande Daigneau1

milie Gaillaud1

éatrice Vincent1

nne-Marie Fischer1,2

irginie Siguret1,2

1 Service d’hématologie biologique,ssistance publique-Hôpitaux de Paris,ôpital européen Georges Pompidou,aris, [email protected]>

2

Résumé. La vérification de méthode est une étape préalable indispensableà l’accréditation des analyses de biologie médicale selon les référentiels duComité francais d’accréditation et la norme européenne EN ISO 15189. Alorsqu’il existe des exemples publiés pour de nombreux paramètres biochimiquesou immunologiques, les références bibliographiques concernant l’hémogrammesont peu nombreuses. Nous rapportons ici notre expérience de vérification del’hémogramme automatisé au laboratoire d’hématologie de l’hôpital européenGeorges Pompidou. Nous présentons les résultats des performances obtenuessur deux analyseurs LH750 Beckman-Coulter utilisés en miroir, parmi les-quelles la répétabilité, la fidélité intermédiaire, la justesse, l’exactitude et lesincertitudes de mesures.

Mots clés : qualité, accréditation, hémogramme, contrôle

Abstract. Preliminary evaluation of quantitative clinical laboratory measure-ments is a prerequisite for the accreditation of clinical laboratories, according
Inserm UMR-S765, Université Paris
escartes, Paris, Franceaco-premiers auteurs.

to the French Committee of Accreditation guidelines following the Europeanreference Standard EN ISO 15189. Numerous papers have been published regar-ding biochemistry and immunology. However, data are lacking for automatedcomplete blood count accreditation. We report here our experience at Hôpital

es Pristiion,

lity,
rticle recu le 14 juin 2013,ccepte le 09 juillet 2013
européen Georgmance characteincluding precis

Key words: qua

’entrée dans la démarche d’accréditation est devenue obli-atoire pour tous les laboratoires de biologie médicaleLBM) en France. À l’hôpital européen Georges Pompi-

Pour citer cet article : Robinet S, Lemaire P, Louis G, Vieillefond V, Daigneau Y, Gaillaude l’accréditation : exemple de l’hémogramme automatisé sur deux analyseurs LH750 Beck71(6) : 717-30 doi:10.1684/abc.2013.0892

ou, la direction du pôle s’est engagée dans la démarchen 2010, avec comme calendrier prévisionnel une évalua-

ion par le Comité francais d’accréditation (Cofrac) en 2013our les analyses de la première portée. Pour chacun desaboratoires, ces analyses concernaient environ trois-quartses actes réalisés. Une cellule qualité a été créée au sein du

irés à part : V. Siguret

ompidou hematology laboratory and present the perfor-cs of two mirrored LH750 Beckman-Coulter analysers,accuracy and uncertainty of measurement.

accreditation, complete blood count, control

pôle, composée de biologistes, de cadres et d’une secrétaire.Elle est chargée de piloter et de coordonner l’assurancequalité en s’appuyant sur les référentiels existants dont leréférentiel NF EN ISO 15189 [1].Parmi les analyses de la première portée, le Serviced’hématologie biologique a retenu la numération-formule

717d É, Vincent B, Fischer AM, Siguret V. Vérification de méthode en vue

man-Coulter à l’Hôpital européen Georges Pompidou. Ann Biol Clin 2013 ;

sanguine (NFS) automatisée et la numération automatiséedes réticulocytes (Rétic). Les hémogrammes et numéra-tion des réticulocytes sont réalisés dans notre laboratoiresur deux automates LH750 en miroir mis en service enjuin 2006. Étape préalable indispensable à l’accréditation,la vérification de méthode selon la portée flexible stan-dard A pour ces deux analyses nous a posé quelques

dx.doi.org/10.1684/abc.2013.0892

mailto:[email protected]


7

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ualité-Accréditation

ifficultés de mise en œuvre et a suscité de nombreusesnterrogations [2]. Alors qu’il existe des exemples publiésour des paramètres biochimiques ou immunologiques,es références bibliographiques concernant l’hémogrammeont peu nombreuses [3, 4]. Les publications relatives

l’évaluation des performances d’automates neufs neépondent qu’incomplètement à la problématique posée [5].’est pourquoi il nous a semblé utile de rapporter notrexpérience, exposer la méthodologie que nous avons suivieinsi que les résultats obtenus pour constituer le dossier deérification. Conformément au guide technique SH GTA 042], différentes étapes ont été suivies, incluant notammentne étude de répétabilité, de fidélité intermédiaire, de jus-esse, d’exactitude, de contamination, de comparaison desésultats obtenus sur les deux automates et une analyse deslarmes. Enfin, une estimation des incertitudes de mesuresété réalisée selon les indications du document SH GTA

4 [6]. Conformément au référentiel SH Form 05 [7], leossier de vérification de méthode quantitative a été rédigéelon les exigences du document SH FORM 43 [8].

atériel et méthodes

es différentes évaluations ont été réalisées de septembre011 à septembre 2012.

ature des échantillons pour l’étude

talonnage’étalonnage est effectué selon les recommandations du

ournisseur et exclusivement par ce dernier à l’aide du cali-rateur S-CAL (Beckman Coulter) [9]. Ce dernier est uneréparation de sang stabilisé contenant des érythrocytesumains stabilisés et traités, et des éléments de la taille delaquettes dans un milieu isotonique. Des érythroblastesxés sont ajoutés pour simuler les leucocytes. Le S-CALontient au total des éléments d’origine humaine, aviaire,eptilienne et ongulée. Les paramètres globules blancsGB), globules rouges (GR), hémoglobine (Hb), volumelobulaire moyen (VGM), plaquettes et volume moyen pla-uettaire (VMP) du calibrateur S-CAL sont obtenus à partir’analyses répétées sur des appareils de référence calibréselon des méthodes recommandées par le Clinical and labo-atory standards institute (CLSI) et l’International councilor standardization in hematology (ICSH). Ce calibrateur

18

ermet la détermination des facteurs de calibration des ana-yseurs hématologiques Coulter.

ontrôles internes CIQ NFS et réticulocytesous utilisons trois niveaux de contrôles NFS du cons-

ructeur (« Control 5C Abnormal I », « Abnormal II »,Normal » - Beckman Coulter) et trois niveaux de contrôles

des réticulocytes (Rétic « Level I, II et III » Beckman Coul-ter), commercialisés sous la forme de tubes contenant 3,3mL de suspension globulaire. Avant usage, ils sont placésà température ambiante pendant au moins 15 minutes.

Contrôles permettant l’évaluation externede la qualité (EEQ)Trois EEQ sont utilisés : un contrôle bimensuel Riqas(Randox®), préparation de sang stabilisé pour les para-mètres de la numération sans formule ; un EEQ bimestrielBiologie prospective, sang frais humain, incluant NFS avecFL automatisée et rétic ; le contrôle national de qualité(CNQ).

Étude de la répétabilité et de fidélitéintermédiaire – Justesse – Exactitude

Les essais de répétabilité ont été réalisés par les techniciensréférents de l’automate en utilisant le programme « répé-tabilité » prévu par le constructeur. L’effectif idéal est de30 pour une interprétation statistique et il est recommandéd’utiliser au minimum 2 niveaux de concentration avec sipossible un niveau proche de la zone décisionnelle (SH GTA04) [2]. Pour limiter le coût des analyses, 30 passages ontété réalisés en mode automatique et 11 passages, minimumrecommandé par le fournisseur, ont été effectués en modemanuel.Les essais de fidélité intermédiaire ont été réalisés par tousles techniciens du secteur. Les 3 niveaux de CIQ NFS dufournisseur et les 3 niveaux de CIQ des réticulocytes ontété passés chaque jour le matin à 7 heures. Les valeurs ontensuite été adressées, comme à la fin de chaque période,pour un traitement des données par le fournisseur (eIQAP)et comparaison inter-laboratoires (CIL) des CIQ.Les modes opératoires pour la réalisation des études derépétabilité et de reproductibilité ont été rédigés au préa-lable et mis à la disposition du personnel. Les donnéesissues de l’automate (format « csv ») ont été classéesen fichiers tableurs exploitables avant analyse. Les autresdonnées brutes ont été archivées dans un dossier spéci-fique. Les dates, le nom et les fonctions des opérateurs ontété systématiquement tracés. Pour les études de répétabi-lité et de reproductibilité, le numéro de lot pour chaqueniveau de CIQ, le nom des différents réactifs utilisés ainsique leur référence, leur date d’ouverture, leur date limited’utilisation après ouverture et leur date de péremption ont

Ann Biol Clin, vol. 71, n◦ 6, novembre-décembre 2013

été consignés dans un tableau de manière systématique pourchacun des automates.La justesse et l’exactitude ont été déterminées en utilisantles résultats des CIQ/CIL et des EEQ, respectivement. Lesrésultats ont été comparés avec les valeurs du fournisseur,quand elles existaient, et avec les seuils donnés par Ricoset al.[10].


A

C

DrmpcpctmcDddDt(tcmt

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SnreS1lsnr-u««-aaG

ontamination inter-échantillons

es essais de contamination inter-échantillons ont étééalisés en mode automatique et manuel pour les deux auto-ates. Dans la mesure où le volume de sang disponible par

rélèvement était limité à 3 mL, le protocole d’essai deontamination retenu a été le suivant : des échantillons deatients, soit hyperleucocytaires (GB > 70 G/L), soit leu-opéniques (GB < 1 G/L) présents le même jour ont étéestés dans un ordre précis en mode automatique puis enode manuel : patient leucopénique, puis patient hyperleu-

ocytaire (pathologies variées), puis patient leucopénique.ans 4 cas sur 5, les hyperleucocytoses étant constituées’une hyperlymphocytose et dans le dernier cas, il s’agissait’une blastose sanguine.e plus, des échantillons de patients, soit thrombocy-

hémiques (plaquettes > 700 G/L), soit thrombopéniquesplaquettes < 50 G/L) présents le même jour ont été sélec-ionnés. Ils ont alors été testés dans l’ordre suivant, pourhacun des deux LH, en mode automatique et en modeanuel : patient thrombopénique, puis patient thrombocy-

aire, puis patient thrombopénique.

omparaison des résultats inter-automatest mode à mode

rente échantillons de patients du jour ayant une NFS-éticulocytes sans alarme automate, couvrant le plusossible et de facon homogène l’étendue du domainehysiopathologique, ont été sélectionnés puis analysés enuelques heures sur chacun des automates, en mode auto-atique et manuel.

nalyse qualitative des alarmes/lectureu microscope

ur une période de quatre jours (7h-18h30), toutes les NFSécessitant la visualisation d’un frottis sanguin selon lesègles de décision appliquées au laboratoire depuis la misen service de l’automate ont été analysées.ur les 1 931 numérations réalisées pendant cette période,409 correspondaient à une demande de NFS avec formule

eucocytaire (FL) et 522 pour des demandes de numérationsans FL (27 %). Sur les 1 409 NFS avec FL, 351 (25 %)écessitaient la lecture d’un frottis au microscope selon nosègles de décision, intégrant les antécédents du patient :30 frottis (8,5 %) (soit 2,1 % des NFS totales) pour

nn Biol Clin, vol. 71, n◦ 6, novembre-décembre 2013

ne alarme ou anomalie isolée des GR (« microcytose »,macrocytose », « hypochromie », « dimorphic reds »,érythroblastes ») ;107 frottis (30,5 %), soit 7,6 % des NFS totales, pour une

larme « agrégat plaquettaire », « plaquettes géantes » ouutre anomalie des plaquettes avec ou sans anomalies desR ;

Vérification de méthode : l’hémogramme

- 214 frottis (61 %), soit 7,6 % des NFS totales, pour uneanomalie ou alarme de la formule leucocytaire : la FL aalors été systématiquement recomptée par les techniciensdu poste de travail (sur 100 cellules) ; pour les alarmes« blastes et variant lymph », la FL a été systématiquementrecomptée en sus par un biologiste.Les vrais positifs (VP), les faux-négatifs (FN) et les faux-positifs (FP) ont été déterminés. La sensibilité (VP/VP+FN)et la valeur prédictive positive (VP/VP+FP) des alarmes ontété évaluées. La spécificité n’a pas été déterminée du faitde la non-évaluation des vrais négatifs (NFS sans nécessitéde revue de lames).

Analyses statistiques

Les traitements statistiques ont été réalisés à l’aide d’untableur Excel® et les diagrammes de Bland-Altman à l’aidedu logiciel MedCalc®.

Résultats

Description de la méthode et maîtrise des risques

La figure 1 décrit les méthodes utilisées pour la mesuredes paramètres de l’hémogramme automatisé et des réti-culocytes. Les paramètres calculés (CCMH, TCMH ethématocrite) ne sont pas directement mesurés et donc n’ontpas fait l’objet d’une évaluation directe. Un tableau men-tionnant les intervalles de référence en fonction de l’âgeet du sexe disponibles auprès du fournisseur complétait lesdonnées. La figure 2 décrit la maîtrise des risques et renvoieà différents documents rédigés au laboratoire ou au niveaudu pôle.

Performances de l’automate

RépétabilitéLes études de répétabilité ont été réalisées sur des contrôlescommerciaux du fournisseur. En effet, les tubes EDTA avecun remplissage de 3 mL utilisés dans notre hôpital ne per-mettaient pas d’étude de répétabilité sur sang frais. De plus,le prélèvement volontaire de personnel pour cette étude a étéjugé non éthique par la direction du service et la contrainted’utiliser le sang prélevé dans un délai court ne permet pasd’observer la réglementation en vigueur (contrôles virolo-

®

719

giques à effectuer). Trois niveaux de contrôle Coulter 5Cet de réticulocytes ont été passés sur les deux automatesLH1 et LH2, avec au moins 30 passages en mode de prélè-vement automatique, puis 11 en mode manuel (tube ouvert).En effet, le fournisseur ne peut garantir avec ce modèled’automate l’équivalence entre le mode manuel et le modeautomatique.


720 Ann Biol Clin, vol. 71, n◦ 6, novembre-décembre 2013


Analyte/Mesurande 1/ Numération globulaire et plaquettaire : leucocytes, hématies, plaquettes2/ Volume globulaire moyen (VGM), volume plaquettaire moyen (VMP)3/ Hémoglobine4/ Formule leucocytaire : polynucléaires neutrophiles (PN), éosinophiles (PE), basophiles (PB), lymphocytes (L), monocytes (M)

Principe / méthodede la mesure

Méthode automatisée de type quantitatif et qualitatif1/ Impédancemétrie2/ Impédancemétrie3/ Photométrie après lyse des hématies à 525 nm4/ Après lyse des hématies, cytométrie en flux couplée à l’impédance pour le volume, conductivité pour la densité de la chromatine, diffraction lumineuse pour la granularité 5/ Calculs pour TCMH, CCMH et hématocrite

Type d'échantillonprimaire Sang total

Type de récipient,Additifs (tubes...)

Tube K3 EDTA

Prétraitement de l'échantillon (centrifugation, dilution...)

Homogénéisation automatique par au moins 10 retournements par le LH ou agitation manuelle (mode manuel)

Unités 1/ Leucocytes : G/L, hématies T/L, plaquettes G/L2/ VGM et VMP : fL3/ Hémoglobine : g/dL 4/ Tous les paramètres de la formule leucocytaire : % et G/L5/ Paramètres calculés : TCMH : pg ; CCMH : g/100 mL ;hématocrite : %

Marquage CE automate/réactif (Oui/Non)

Automate LH 750 : oui02/12/2003, révision 2.2 du 24/05/2011 (2011-901-0061)

Réactifs : oui (tous CE-IVD)

Codage C.N.Q.(s'il existe)

KNC8

InstrumentDénominationNom fournisseurN° série

Automate de cytologieLH750

Beckman CoulterN°1 : AK 13223 / N°2 : AK 12212

Référence du/des réactif(s)

LH Diluant (réf. 8547194) ; Lyse (S3Diff) (réf. 8448155) ;Pack Reagent kit (réf. 8547195) ; Coulter clenz (réf. 8448222). Tous CE-IVD.

Beckman Coulter

Raccordement métrologique des étalons (étalon de référence, méthode de référence...)

Les valeurs attendues ont été obtenues à partir d’analyses répétées sur des appareils utilisés et entretenus conformément aux instructions du fabricant. Les appareils de référence sont calibrés selon des méthodes manuelles de référence recommandées par le NCCLS et l’ICSH.Calibrations : calibrant : Coulter S-CAL Calibrator

Type d'étalonnage, nombre de niveaux et valeurs

Dernière calibration : 19/07/2012Calibrant Beckman Coulter Coulter S-CAL Calibrator, lot 115822F

(péremption 13/08/2012)Leucocytes [G/L]: 6,4 (IC 95 % : 1,8 %)

Erythrocytes [T/L] : 5,14 (IC 95 % : 0,6 %)Hémoglobine [g/dL] : 14,9 (IC 95 % : 1,0 %)

Volume globulaire moyen [fL] : 84,8 (IC 95 % : 0,9 %)Plaquettes (optique) [G/L] : 234 (IC 95 % : 6,0 %)

Figure 1. Description de la méthode (formulaire SH Form43) [8].


A


Données d'entrée Points critiques à maîtriser Modalités de maîtrise

(MO, type de vérification)

Type d'échantillon primaire (urine, sang...)Type de récipient (tubes...)

Tube de recueil recommandé : sang veineux sur EDTA tri-potassique ; acceptable : sang artériel sur EDTA tri-potassique Volume minimal de 1 mL pour passage en mode automatique ; 500 µL en mode manuel

MO prélèvement de sang veineux(manuel de prélèvement)

Guide des analysesMO passage des NFS sur LH

Horodatage étiquette tube et/ou feuillede demande d’analyses

Prétraitement de l'échantillon (centrifugation, dilution...)

Homogénéisation de l’échantillon pour le mode manuel

Habilitation du personnel et auditsinternes

Automate Automate en état de fonctionnement Document autoporteur

Main d'œuvre (habilitation du personnel) : préciser les références des procédures et enregistrements

Habilitation du personnel

Formulaires pour la formation etl’habilitation des techniciens

(HEM/FO/022), des internes et desbiologistes (LABM/FO/011/V1)

Conditions ambiantes requises (ex : température,organisation des locaux, éclairage...)

Plage de températures de fonctionnement :15,5 à 32,5 °C, humidité 0 à 95 % sanscondensation selon le fabricant pour la zonetechnique. Zone de stockage (magasin)

Climatisation (suivi de latempérature de la zone : sonde

demandée dans pland’amélioration de la qualité)

Référence du réactif

LH Diluent dernière révision : 772259-AB année 2011LH Pak dernière révision : 628755-AE année 2011LYSE S 4 dernière révision : 179486-AF année 2011LYSE S III Diff dernière révision : 179487-AE année 2011ISOTON 4 dernière révision : 179641-EB année 2011S-CAL Kit Calibrateur dernière révision : 623341-FCannée 2010Latron Contrôle dernière révision : 7508118-HB année2011Latron Primer dernière révision : 7508118-HB année 20115C Cell Control Tri Pack dernière révision : 7508147-FD année 2011LH CLEANER dernière révision : A40191-AA année 2010

Habilitation du personnel (cf supra) etaudits internes

MatérielEnceintes thermostastées dont une chambrefroide, pipettes de précision (P1000 µL et P200 µL)

Cartographies des enceintesthermostatées, traçabilité des

températures assurées par dessondes (Cobalt) étalonnées et une

station (Thermot client)Etalonnage des pipettes de précision

Matériau de références Calibrant S-Cal Raccordement aux méthodes de

référence

EquipementsExigences métrologiques(définir les paramètrescritiques)

Réfrigérateurs : températureMagasin : température Informatique LH, PGP, Netlab, DxCare ouSTARE (serveurs de résultats) : intégrité des

Suivi/traçabilité métrologique Jeux d’essais de résultats de patients

(impressions, copies d’écrans)

F rm43

Pltd«

Exigences informatiquesspécifiques

résultats d’analyses

igure 2. Description de la maîtrise des risques (formulaire SH Fo


our conclure sur les performances, nous avons utilisé lesimites acceptables de CV (%) fournies par le construc-eur. De plus, nous nous sommes référés aux coefficientse variation (CV %) de répétabilité dits « souhaitable » etminimal » selon Ricos et al. [10] en utilisant les formules

) [8].

721

suivantes : CV (%) de répétabilité « souhaitable » = (1/1,33)x 0,5 x CVw ; CV (%) de répétabilité « minimal » = (1/1,33)x 0,75 x CVw ; où CVw désigne le CV « within individuals »sans que ne soit précisé le niveau pour lesquels ce CV a étéobtenu.


7


Tableau 1. Résultats obtenus pour la répétabilité pour le LH1.

Répétabilité LH-750 no1Mode automatique

Nombre Moyenne Écarttype

CV(%) CV(%) limitefournisseur

CV % limite(souhaitable)selon Ricos

ConclusionParamètreUnités

Niveaude contrôle

ErythrocytesT/L

Abnormal II 32 1,78 0,01 0,53 0,8 1,20 Conforme

Normal 31 5,27 0,02 0,30 0,8 1,20 Conforme

Abnormal I 31 4,07 0,01 0,32 0,8 1,20 Conforme

Hémoglobineg/dL


Normal 31 15,93 0,01 0,36 0,8 1,05 Conforme


VGMfL


Normal 31 87,31 0,21 0,23 0,8 0,525 Conforme


Indice dedistributiondes rouges%


Normal 31 15,42 0,18 1,16 2,2 1,31 Conforme


PlaquettesG/L


Normal 31 209,20 3,15 1,50 3,3 3,412 Conforme


Volume plaqfL


Normal 31 10,63 0,07 0,63 2,2 1,65 Conforme


LeucocytesG/L


Normal 31 8,94 0,06 0,66 1,7 4,087 Conforme


PNN%

Abnormal II 32 43,28 0,58 1,36 2 ET ≤ 3 6,075 Conforme

Normal 31 55,32 0,76 1,38 2 ET ≤ 3 6,075 Conforme

Abnormal I 31 64,87 0,68 1,05 2 ET ≤ 3 6,075 Conforme

PNEo%

Abnormal II 32 0,12 0,01 8,57 2 ET ≤ 1 11,812* Conforme

Normal 31 3,50 0,30 8,69 2 ET ≤ 1 11,812* Conforme

Abnormal I 31 5,18 0,31 6,09 2 ET ≤ 1 11,812* Conforme

PNB%

Abnormal II 32 0,14 0,05 41,99 2 ET ≤ 1 15,75* Conforme/Fournisseur

Normal 31 0,13 0,05 42,05 2 ET ≤ 1 15,75* Conforme/Fournisseur

Abnormal I 31 0,12 0,03 26,55 2 ET ≤ 1 15,75* Conforme/Fournisseur

Lymphocytes%



Abnormal I 31 15,37 0,40 2,63 2 ET ≤ 3 3,9 Conforme6,49

5,55

3,33

*

Lsep

Monocytes%

Abnormal II 32 5,61 0,36

Normal 31 8,14 0,45

Abnormal I 31 14,47 0,48

22

CV % limite minimal selon Ricos et al.

es résultats dont un exemple est présenté dans le tableau 1e sont avérés conformes aux spécifications de Ricos et al.t/ou à celles du fournisseur [9, 10]. À noter que seuls lesourcentages de la formule ont été pris en compte puisque

2 ET ≤ 2 6,675 Conforme




ce sont ces paramètres qui sont mesurés directement.Pour chaque paramètre mesuré, les moyennes, les écartstypes et les coefficients de variation sont homogènes pourLH1 mode automatique, LH1 mode manuel, LH2 mode


A

acp

FCrpm5sddCLsC(CLmt

J

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E

Lcp[tvTllmpmnn

utomatique et LH2 mode manuel. Une comparaison pré-ise des 4 modes a été effectuée avec 30 échantillons deatients (cf. infra).

idélité intermédiaireompte tenu de la péremption des lots de CIQ (1 mois envi-

on) et de la date de réception au laboratoire des contrôlesour l’étude, il n’a pas été possible de disposer de 30 valeursalgré un passage quotidien. Trois niveaux de CIQ Coulter

C® et de réticulocytes ont été étudiés en mode automatiqueur LH1 et LH2. Les limites de CV (%) de fidélité intermé-iaire ont été calculées comme suit pour chaque paramètreu fournisseur :V (%) de reproductibilité = 1,33 x CV (%) de répétabilité.es CV (%) limites selon Ricos et al. sont établis commeuit pour chaque paramètre mesuré [10] :V (%) de reproductibilité « souhaitable » = 0,5 x CVw

CVw étant donné par Ricos et al.[10]) ;V (%) de reproductibilité « minimal » = 0,75 x CVw.es résultats sont présentés dans le tableau 2. Les perfor-ances se sont avérées conformes à celles attendues pour

ous les paramètres sur les deux analyseurs.

ustesse

a justesse, quantifiée par le biais, a été estimée en compa-ant la moyenne obtenue lors de l’étude de la fidéliténtermédiaire établie sur des échantillons de CIQ, à laaleur cible attendue, assimilée à la valeur « vraie » (v) de’échantillon testé en utilisant les résultats du programme’externalisation des CIQ « eIQAP ». Selon le SH GTA 042], le calcul est le suivant : Biais (%) = [(m-v)/v]*100 où

= moyenne obtenue lors de l’étude de la reproductibilitét v = moyenne du groupe de pairs (IQAP).ar rapport aux biais souhaitables selon Ricos et al.[10], leserformances se sont avérées conformes pour les deux LHtableau 3).

xactitude

’inexactitude (erreur d’exactitude) est exprimée en pour-entage de la valeur cible à partir des résultats des EEQonctuels selon le calcul suivant d’après le SH GTA 0611] : inexactitude en % = [(m-v)/v]*100 ; avec m : valeurrouvée au laboratoire pour un échantillon d’EEQ et v :aleur cible.rois EEQ ont été utilisés : l’EEQ Riqas (paramètres de


a numération, sans FL), l’EEQ Biologie prospective ete contrôle national de qualité. Pour chaque paramètre, la

oyenne de comparaison a été déterminée par le groupe deairs (Npairs > 50). L’exactitude peut être également expri-ée par le calcul du « z-score » (SDI). Cette expression en

ombre d’écarts types indique l’écart entre le résultat deotre laboratoire et la moyenne du groupe de comparaison


(groupe de pairs). Un résultat est conforme si |z| score est< 2,0. Le tableau 4 montre l’exemple de l’exactitude pourun paramètre (VGM) avec les contrôles Riqas. Pour chaqueautomate, tous les paramètres ont été analysés.

Incertitudes de mesure

Les incertitudes ont été calculées selon la méthodeCIQ/CIQ externalisés (SH GTA 14) [6] avec le programme« IQAP ». Ainsi, l’incertitude sur le résultat d’analyse estobtenue en prenant la racine carrée de la somme des carrésdes composantes de l’incertitude issues du CIQ et du CIQexternalisé : uc =

√(u2(CIQ) + u2(CIQ externalisé)) ; avec

u2(CIQ) : la variance de l’ensemble des résultats du CIQ, etu2(CIQ externalisé) : variance liée à la justesse (biais), et quiest égale à la somme de deux composantes u2

2= E2Biais/3

et u32= �Ebiais

2 déterminées à partir de la série des résultatsCIQ externalisés. L’évaluation de l’erreur de justesse EBiaisse base sur l’estimation d’un biais obtenu entre la moyennedes résultats de mesure et la valeur de référence.Un test de comparaison de variances (test F de Fischer) nousa permis de montrer que les variances u2 (CIQ) (fidélitéintermédiaire), u2

2 et u32 (justesse) ne sont pas significa-

tivement différentes pour les deux automates et pour unmême niveau de contrôle, au seuil de confiance de 95 %. Ladistribution des résultats de mesures est supposée normale.Puis, nous avons calculé u2(CIQ)Moy, u2

2Moy et u3

2Moy

comme suit : u2Moy= ((nLH1)x(sLH12)+(nLH1)x

(sLH12))/(nLH1 + nLH2 -2), avec n = nombre d’échanti-llons LH1 ou LH2 et s = écart type LH1 ou LH2.Les résultats figurent dans le tableau 5 où nous avonsprésenté les résultats de l’incertitude composée uc et del’incertitude élargie U (k = 2) proposée pour le compterendu d’analyses.Soulignons qu’il est possible de calculer l’incertitude desparamètres de la formule leucocytaire exprimés en valeurabsolue (G/L). Pour cela, les incertitudes peuvent être cal-culées selon la loi de propagation des incertitudes [12].En effet, pour les modèles impliquant un produit où y= a*Z, l’incertitude-type composée est donnée par uc(y)/y=

√((u(a)/a)2+(u(Z)/Z)2) ; u(a)/a et u(Z)/Z sont les incer-

titudes des paramètres exprimés sous forme d’écarts typesrelatifs. Les grandeurs a et Z doivent être indépendantes[13].

Essais de contamination

723

En plus du comptage des valeurs résiduelles, réalisé selonles recommandations du fournisseur, nous avons réalisédes essais de contamination inter-échantillons très patho-logiques.Les différentes études réalisées, en première intention enmode automatique puis en mode manuel, montrent unecontamination inter-échantillons après passage de patients


7


Tableau 2. Résultats obtenus pour la fidélité intermédiaire pour le LH1.

Fidélité intermédiaireLH-750 no122/09/11 au20/10/2011 Nombre Moyenne Écart

typeCV(%)

CV(%)limite four-nisseur

CV % limite(souhaitable)selon Ricos

Conclusion

ParamètreUnités

Niveaude contrôle

ErythrocytesT/L


Normal 27 5,29 0,02 0,38 1,064 1,600 Conforme


Hémoglobineg/dL


Normal 27 15,90 0,06 0,40 1,064 1,400 Conforme


VGMfL


Normal 27 88,50 0,73 0,83 1,064 0,700 Conforme


Indice dedistributiondes rouges%


Normal 27 15,69 0,25 1,57 2,93 1,75 Conforme


PlaquettesG/L


Normal 27 211,00 2,96 1,40 4,389 4,550 Conforme


Volume plaqFl


Normal 27 10,80 0,07 0,68 2,926 2,200 Conforme


LeucocytesG/L


Normal 27 8,93 0,10 1,15 2,261 5,450 Conforme


PNN%




PNEo%

Abnormal II 28 3,56 0,42 11,90 2 ET ≤ 1 10,500 Conforme/Fournisseur



PNB%

Abnormal II 28 0,17 0,08 49,00 2 ET ≤ 1 14,000 Conforme/Fournisseur

Normal 27 0,12 0,05 39,30 2 ET ≤ 1 14,000 Conforme/Fournisseur

Abnormal I 29 0,12 0,03 25,00 2 ET ≤ 1 14,000 Conforme/Fournisseur

LymphocytesAbnormal II 28 47,10 0,60 1,27 2 ET ≤ 3 5,200 Conforme


26

4

tpnd

%Abnormal I 29 15,30 0,34

Monocytes%

Abnormal II 28 5,66 0,35

Normal 27 7,99 0,39

24

Abnormal I 29 14,70 0,40 2

rès hyperleucocytaires. Ainsi, les échantillons de patientsarticulièrement leucopéniques (< 1 G/L) sont contami-és par l’échantillon précédent si celui-ci contient pluse 100 G/L de leucocytes. Les formules leucocytaires

,25 2 ET ≤ 3 5,200 Conforme,24 2 ET ≤ 2 8,900 Conforme

,85 2 ET ≤ 2 8,900 Conforme


,74 2 ET ≤ 2 8,900 Conforme

sont également faussées. Un rincage avec du diluant aprèsle passage de patients ayant plus de 100 G/L est doncnécessaire pour ne pas invalider l’analyse de l’échantillonpassé immédiatement après. En revanche, il n’existe pas de


A


Tableau 3. Évaluation de la justesse du LH1.

Évaluation de lajustesse LH-750 no122/09/11 au20/10/2011

Nombred’échantillonslaboratoire

Moyennelaboratoire(m)

Nombred’échantillonsGroupe depairs

CibleGroupe depairs (v)

Biais(%)parrapport auGroupe depairs

Biais(%)souhaitableselonC.RICOS(valeurabsolue)

Conclusion

ParamètreUnités

Niveau decontrôle

ErythrocytesT/L

Abnormal II 28 1,80 137 1,80 0,00 1,70 Conforme/Ricos

Normal 27 5,29 173 5,29 0,00 1,70 Conforme/Ricos

Abnormal I 29 4,09 184 4,09 0,00 1,70 Conforme/RicosHémoglobineg/dL

Abnormal II 28 4,96 137 5,00 -0,80 1,80 Conforme/Ricos

Normal 27 15,90 173 16,00 -0,62 1,80 Conforme/Ricos

Abnormal I 29 12,70 184 12,70 0,00 1,80 Conforme/RicosVGMfL



Abnormal I 29 89,00 184 88,20 0,91 1,20 Conforme/RicosPlaquettesG/L



Abnormal I 29 419,00 184 414,00 1,21 5,90 Conforme/RicosVolume plaqfL



Abnormal I 29 10,80 184 10,80 0,00 2,30 Conforme/RicosLeucocytesG/L



Abnormal I 29 19,90 184 20,10 -1,00 5,60 Conforme/RicosPNN%

Abnormal II 28 43,60 137 43,70 -0,23 9,10 Conforme/Ricos


Abnormal I 29 64,80 184 65,10 -0,46 9,10 Conforme/RicosPNEo%



Abnormal I 29 5,11 184 5,10 0,20 19,80 Conforme/RicosPNB%

Abnormal II 28 0,17 137 0,20 -15,00 23,00* Conforme/Ricos

Normal 27 0,12 173 0,10 20,00 23,00* Conforme/Ricos

Abnormal I 29 0,12 184 0,10 20,00 23,00* Conforme/RicosLymphocytes%



Abnormal I 29 15,30 184 15,00 2,00 7,40 Conforme/Ricos

*

ca

C

Le

Monocytes%

Abnormal II 28 5,66 137

Normal 27 7,99 173

Abnormal I 29 14,7 184

biais minimal selon Ricos et al.


ontamination inter-échantillons après passage de patientsvec une numération plaquettaire jusqu’à 1 000 G/L.

omparaisons des deux automates

es comparaisons ont été effectuées en mode automatiquet manuel pour les paramètres mesurés suivants : GB, GR,

5,80 -2,41 13,20 Conforme/Ricos

8,20 -2,56 13,20 Conforme/Ricos

14,6 0,68 13,20 Conforme/Ricos

725

Hb, VGM, indice de dispersion des rouges, plaquettes,volume moyen plaquettaire, et les paramètres de la FLen pourcentage. Ces comparaisons sont intervenuesaprès vérification de la répétabilité, fidélité intermédiaire,justesse et exactitude pour l’ensemble des paramètresmesurés. Les résultats ont été examinés et nous avons vérifié


726 Ann Biol Clin, vol. 71, n◦ 6, novembre-décembre 2013


Tableau 4. Résultats d’exactitude obtenus avec les EEQ Riqas, pour le VGM, sur le LH1.

Exactitude LH-750 no131/10/11 au 06/08/2012

NombreMoyenneLabora-toire

Cible(groupede pairs)

Moyennegénérale(toutestechniques)

Biais(%)/groupede pairs

Biais(%)/moyennegénérale

Biais (%)limite(souhaitable)selon Ricos

Conclusion

ParamètreUnités

ÉchantillonsEEQ Riqas

VGMfL

No 5/34du 14/11/2011

1 575 93,2 90,68 89,644 2,779 3,967 1,20 SDI = 1,47 (CVpairs = 1,9 % ;N pairs = 81)Conforme

No 6/34du 28/11/2011


No 7/34du 19/12/2011

1 496 89 88,692 85,765 0,347 3,772 1,20 Conforme

No 8/34du 26/12/2011

1 493 91,3 91,663 89,52 -0,396 1,988 1,20 Conforme

No 9/34du 09/01/2012

1 472 89,7 89,708 86,25 -0,009 4,000 1,20 Conforme

No 10/34du 23/01/2012

1 622 93,3 92,838 90,514 0,498 3,078 1,20 Conforme

No 11/34du 06/02/2012

1 590 90,8 90,872 87,936 -0,079 3,257 1,20 Conforme

No 12/34du 20/02/2012

1 484 92,6 91,602 88,965 1,089 4,086 1,20 Conforme

No 1/35du 21/03/2012

1 162 88 87,868 83,869 0,150 4,925 1,20 Conforme

No 2/35du 02/04/2012

1 284 90,7 90,747 89,833 -0,052 0,965 1,20 Conforme

No 3/35du 16/04/2012

1 341 - 87,814 84,645 - - 1,20 -

No 4/35du 30/04/2012

1 423 88,7 88,856 85,346 -0,175 3,930 1,20 Conforme

No 5/35du 14/05/2012


No 6/35du 28/05/2012

1 437 89,7 89,297 86,411 0,451 3,806 1,20 Conforme

No 7/35du 11/06/2012

1 243 90,3 89,603 89,627 0,778 0,751 1,20 Conforme

No 8/35du 09/07/2012

1 435 89,3 88,921 84,188 0,426 6,072 1,20 Conforme

No 9/35du 25/06/2012

1 406 87,7 86,967 84,006 0,843 4,397 1,20 Conforme

No 10/35du 23/07/2012

1 487 94,7 93,191 93,271 1,619 1,532 1,20 Conforme

No 11/35du 06/08/2012

1 392 90,7 90,461 86,264 0,264 5,142 1,20 Conforme

Tous les résultats « conformes » sans autres précisions ont un |z-score| (SDI) < 2.


A


Tableau 5. Incertitudes de mesure pour les deux LH.

Evaluation del’incertitudeLH-750 (no 1 et 2)21/09/11 au20/10/2011

Nombred’échantillonsNEchantillon

Incertitude dueà la fidélité

Incertitude due à la justesseU(justesse) =

√(u2

2+u32)

Incertitude-typesur le résultatd’analyse

Incertitudeélargie U(k = 2)

u1 u2 = EBiais/√

3 u3 = �E u(c) = ±√(u1

2+u22+u3

2)

ÉrythrocytesTera/L

Abnormal II : 57 0,010 0,002 0,013 ± 0,017± 0,1Normal : 55 0,025 0,017 0,036 ± 0,047

Abnormal I : 57 0,016 0,009 0,023 ± 0,030

Hémoglobineg/dL

Abnormal II : 57 0,065 - 0,015 0,061 ± 0,090± 0,3Normal : 55 0,065 0,209 0,140 ± 0,260

Abnormal I : 57 0,071 - 0,006 0,070 ± 0,100

VGMfL


Abnormal I : 57 0,973 0,506 1,008 ± 1,490

PlaquettesG/L


Abnormal I : 57 6,879 4,131 7,063 ± 10,690

Volume plaqfL

Abnormal II : 57 0,075 0,018 0,076 ± 0,108± 0,3Normal : 55 0,075 - 0,024 0,076 ± 0,109

Abnormal I : 57 0,075 0,031 0,081 ± 0,115

LeucocytesG/L


Abnormal I : 57 0,130 - 0,032 0,173 ± 0,219

PNN%

Abnormal II : 57 0,665 - 0,006 0,725 ± 0,984± 2,1Normal : 55 0,720 - 0,015 0,720 ± 1,018

Abnormal I : 57 0,712 0,012 0,758 ± 1,040

PNEo%


Abnormal I : 57 0,381 0,036 0,374 ± 0,535

PNB%

Abnormal II : 57 0,085 - 0,025 0,083 ± 0,121± 0,3Normal : 55 0,045 0,014 0,045 ± 0,065

Abnormal I : 57 0,035 0,012 0,035 ± 0,051

Lymphocytes Abnormal II : 57 0,647 0,012 0,698 ± 0,952± 2,084

,004,037,01073

sl±stCPeCddfgcc�c

% Normal : 55 0,600 0,0Abnormal I : 57 0,432 - 0

Monocytes%

Abnormal II : 57 0,321 - 0Normal : 55 0,370 - 0Abnormal I : 57 0,502 0,0

i les écarts entre 2 méthodes Y et X sont supérieurs auximites préétablies calculées comme suit : Limites de suivi =√

((3x�Fidélité Intermédiaire (x))2+(3x�Fidélité Intermédiaire (y))2),elon SH GTA 04 [2]. Avec �Fidélité Intermédiaire : écartype de la fidélité intermédiaire obtenue à partir desIQ.ar ailleurs, nous avons testé la concordance des méthodesn réalisant des diagrammes de Bland et Altman (figure 3).ette méthode permet de déterminer le biais et les limitese concordances qui représentent les écarts des valeurs’une technique Y par rapport à une technique X. La dif-


érence entre les deux méthodes de mesure est expriméeraphiquement en fonction de la moyenne obtenue avechacune des deux. Le désaccord entre 2 méthodes se cal-ule par le biais, estimé par la moyenne d et l’écart-typed. Au seuil de confiance de 95 %, les écarts entre chaqueouple de points sont compris entre d ± 1,96*�d. Nous sup-

0,616 ± 0,8640,544 ± 0,6950,322 ± 0,456

±1,560,408 ± 0,5510,492 ± 0,707

posons une distribution normale des différences entre les2 méthodes.Enfin, pour chaque comparaison de méthode, nous avonsrecherché l’équation de la droite de régression selon lemodèle Y = aX + b (a désignant la pente et b l’ordonnéeà l’origine). Nous avons choisi la méthode de Passinget Bablok plutôt que la régression linéaire simple pourles raisons suivantes : les deux variables Y et X sontsupposées comme comportant une part d’aléatoire et lavariance de l’erreur n’est pas constante. Par ailleurs, lesvaleurs extrêmes peuvent fortement pénaliser ou influen-

727

cer le modèle. Les données pertinentes sont apportéespar l’équation de la droite de régression dont la pente etl’ordonnée à l’origine expriment la similitude des méthodescomparées. La similitude optimale par rapport à 1 pour lapente et par rapport à 0 pour l’ordonnée à l’origine a ététestée au seuil de confiance de 95 %.


7


A B

C D

E F

100 200 300 400 500 600-30

-20

-10

0

10

20

30

40

50

60

Mean of LH1 auto and LH2 auto

LH

1 au

to -

LH

2 au

to

Mean

3,5

-1.96 SD

-21,3

+1.96 SD28,3

100 200 300 400 500 600 700-40

-30

-20

-10

0

10

20

30

40

Mean of LH1 auto and LH1 manuel

LH

1 au

to -

LH

1 m

anu

el

Mean

-0,8

-1.96 SD

-26,4

+1.96 SD

24,8

100 200 300 400 500 600 700-40

-30

-20

-10

0

10

20

30

40


LH

1 au

to -

LH

2 m

anu

el

Mean

-0,9

-1.96 SD

-26,8

+1.96 SD25,0

100 200 300 400 500 600 700-40

-30

-20

-10

0

10

20

30


LH

2 au

to -

LH

2 m

anu

el

Mean

-4,4

-1.96 SD

-28,9

+1.96 SD

20,1

100 200 300 400 500 600 700-40

-30

-20

-10

0

10

20

30


LH

2 au

to -

LH

1 m

anu

el

Mean

-4,3

-1.96 SD

-27,4

+1.96 SD

18,8

100 200 300 400 500 600 700-40

-30

-20

-10

0

10

20

30

40

Mean of LH1 manuel and LH2 manuel

LH

1 m

anu

el -

LH

2 m

anu

el

Mean

-0,1

-1.96 SD

-23,1

+1.96 SD

22,9

F la nud 1 diffC ur 30p ent pld

A

Ll

igure 3. Représentation de Bland-Altman pour la comparaison deeux automates. Dans ce cas, les limites de suivi sont ± 29 G/L. A// 2 différences sur 30 ; D/ 2 différences sur 30 ; E/ 1 différences sar une hyperagrégation plaquettaire (le plus souvent, se produis

28

’équation de régression selon Passing et Bablock déterminée, la pentee 1 et 0 respectivement au seuil de confiance de 95 %.

utres spécificités

es intervalles de mesure et les interférences n’ont pas fait’objet de tests particuliers puisqu’il s’agit d’une valida-

mération des plaquettes selon les deux modes de passage sur lesérence sur 30 est hors des limites de suivi ; B/ 3 différences sur 30 ;; F/ 1 différences sur 30. Ces différences peuvent être expliquéesour des patients avec thrombocytose). Pour chaque diagramme,


et l’ordonnée à l’origine ne sont pas significativement différentes

tion de méthode en portée standard A. Ce sont celles duconstructeur qui ont été présentées.Bien que seule la NFS automatisée ait été présentée àla première portée d’accréditation, une analyse qualitative


A

db[raL[ddvcmoté6laobpÉtlca

D

HrnpEeserpCpmqméPlsédac

es alarmes a été réalisée notamment pour vérifier la sensi-ilité de certaines alarmes et leur valeur prédictive positive9]. Les règles de décision propres au laboratoire pour laelecture des frottis ont été établies lors de l’installation desutomates, en tenant compte de l’évaluation de l’analyseurH 750 Beckman Coulter réalisée par Amouroux et al.

5], de critères clinico-biologiques pertinents et de laemande des services cliniques. En cas de suspicion’une hémopathie (lymphome, leucémie aiguë, etc.) auu de l’hémogramme ou en fonction de renseignementslinico-biologiques, la FL est systématiquement relue auicroscope par un technicien et/ou biologiste, qu’il y ait

u non une alarme qualitative. Après analyse sur 351 frot-is, nous avons pu confirmer que certaines alarmes critiquestaient peu spécifiques (immatures granuleux : sensibilité6 %, VPP 53 %), d’autres peu sensibles (blastes : sensibi-ité 38 %, VPP 18 %), justifiant ainsi les règles de décisionvec décompte systématique au microscope telles qu’ellesnt été établies au laboratoire en 2006. Pour les érythro-lastes, l’alarme est spécifique mais peu sensible lorsque leourcentage est < 3 % comme annoncé par le constructeur.tant donné un manque de sensibilité pour des alarmes cri-

iques (blastes, « variant lymph »), ces résultats confirmenta nécessité d’effectuer manuellement des formules sur desritères clinico-biologiques en complément des alarmesutomates (neutropénies, hyper-lymphocytoses, etc.).

iscussion

istoriquement, et pour faciliter le suivi de la justesse desésultats, le choix des CIQ s’est porté sur ceux du four-isseur malgré une durée d’utilisation de chaque lot d’àeine un mois. Parallèlement, nous avons choisi plusieursEQ pour l’évaluation de l’exactitude : Riqas (Randox),t celui de Biologie prospective [11]. En effet, Riqas pré-ente l’avantage d’être constitué de sang humain stabilisét de permettre une évaluation bimensuelle, pour détecterapidement un éventuel biais. Toutefois, cet EEQ ne permetas d’évaluer la FL, ce qui est une obligation réglementaire.’est pourquoi nous avons fait le choix de l’EEQ proposéar Biologie prospective, constitué de sang humain frais,ais dont l’inconvénient est d’avoir une fréquence qui n’est

ue bimestrielle. Pour compléter le suivi du biais recom-andé par SH GTA 06, le programme eIQAP propose une

valuation mensuelle externalisée à partir de nos CIQ.


our la réalisation des essais de répétabilité, la possibi-ité de les réaliser à partir de sang frais d’un volontaire’est posée, mais s’est rapidement heurtée à des difficultésthiques et pratiques (contrôles virologiques). Pour l’étudee fidélité intermédiaire, il n’est pas possible de travaillerutrement qu’à partir d’une matrice stabilisée, telle queelle des CIQ. Selon SH GTA 04 (paragraphe 11.2) [2], « la


fidélité intermédiaire est établie sur au moins 15 jours avec30 déterminations et à 2 niveaux minimum ». Nous avonsréalisé ces essais de fidélité sur 3 niveaux, avec un nombrede valeurs de 27 à 29 en fonction des niveaux, compte tenudes délais de péremption des lots. Selon le SH Form 43 [8],il est demandé de comparer les résultats obtenus par rap-port aux limites du fournisseur (CV ou écarts types) ainsiqu’aux « CV% limites hors fournisseurs (sociétés savantes,publications) ». Pour l’ensemble des paramètres mesurés dela NFS, nous avons comparé nos résultats aux seuils « sou-haitables » de Ricos et al. [10], qui proposent égalementdes seuils minima et optimaux calculés à partir du CVw(cf supra). A noter que nous avons déterminé les seuils deCV% limites hors fournisseur de répétabilité à partir de laformule suivante : répétabilité = fidélité intermédiaire/1,33[14]. Les résultats se sont avérés conformes aux limitesfournisseurs. Pour les éléments de la formule dont le pour-centage est faible (éosinophiles < 8 %, basophiles < 1 %),nos résultats dépassent les seuils (CV%) définis par Ricoset al. [10], mais sont conformes aux spécifications du four-nisseur qui s’expriment par rapport à l’écart type, critèreplus pertinent pour ces faibles niveaux de valeurs. Le biaisde justesse, évalué à partir des résultats du groupe de pairsgrâce à l’externalisation des CIQ, est apparu conforme pourtous les paramètres d’après Ricos et al. [10].L’exactitude désigne l’étroitesse de l’accord entre unevaleur mesurée et la valeur vraie d’un mesurande (éta-lon primaire et/ou matériaux de référence certifiés). Dansla pratique en biologie médicale, la valeur de référenceacceptée remplace la valeur vraie. Nous avons ainsi évaluél’erreur d’exactitude à partir des données des EEQ Riqaset Biologie prospective, selon deux critères proposés parSH GTA 04 [2]. D’une part, le biais a été exprimé ennombre d’écarts types du groupe de comparaison (z scoreou SDI) pour chaque paramètre mesuré de la NFS et, d’autrepart, nous avons comparé nos résultats aux biais « souhai-tables » donnés par Ricos et al. [10]. Tous les résultatsétaient conformes.Par ailleurs, l’analyse préliminaire de 30 patients sur lesdeux modes, manuel et automatique, de chaque automatea été réalisée. La comparaison des résultats deux à deuxa permis de montrer qu’une corrélation plus fine des 4modes était nécessaire pour être en conformité avec les exi-gences d’accréditation (respect des limites de suivi selon SHGTA04) [2]. Le réglage a été optimisé grâce à une calibra-tion en un point et simultanée des deux analyseurs en mode

729

automatique puis optimisation des coefficients de calibra-tion pour le mode manuel. Une comparaison des résultatsà partir de 30 nouveaux patients dans les mêmes condi-tions nous a permis de valider la corrélation entre les deuxanalyseurs. Dans la pratique, nous avons choisi de passerquotidiennement chaque niveau de contrôle systématique-ment en mode automatique et en mode manuel, selon un


7

Q

seEltGgddBepdduAnqcltrfgllcLcrs

C

LdlNrdpclcrh

RD

ualité-Accréditation

chéma déterminé de passage à 7h et à 16h, avec un bilanffectué chaque semaine pour le suivi de cette corrélation.nfin, les incertitudes types ont été estimées à partir de

’incertitude liée à la fidélité intermédiaire et à la jus-esse selon la méthode CIQ/EEQ (paragraphe 10.1 du SHTA 14) [6]. Nous avons ensuite calculé l’incertitude élar-ie (U) en multipliant l’incertitude type par un facteur’élargissement (k = 2) pour un intervalle de confiance’environ 95 %.ien que les automates aient fait l’objet d’une évaluationxterne de la performance des alarmes dans un service hos-italier [5], nous avons réalisé sur site une étude qualitativees alarmes pour valider les conduites à tenir en présencee critères d’alerte qualitatifs et/ou quantitatifs résumés surne fiche disponible au poste de travail et de validation.près envoi du dossier au Cofrac, plusieurs précisionsous ont été demandées dans un rapport d’expertise recuuelques jours avant l’audit initial. Nous avons dû expli-iter la composition du matériau de référence, ainsi quee mode de calibration des analyseurs effectué systéma-iquement par le fournisseur. Concernant la maîtrise desisques, nous avons dû apporter la preuve que les automatesonctionnaient dans une zone contrôlée en température mal-ré une large plage d’utilisation (15,5-32 ◦C) annoncée pare fournisseur. Enfin, il nous a été demandé de démontrere respect de l’intégrité des transmissions de données, yompris des alarmes, au moyen de différents jeux d’essais.es preuves ont été apportées au moyen d’impressions deopies d’écran, d’impressions de comptes rendus aux diffé-entes étapes (automate, middleware PGP®, SIL-Netlab®,erveurs de résultats).

onclusion

a vérification de méthodes de ces automates a permis’améliorer les connaissances des techniciens et des bio-ogistes sur les performances et les limites des analyseurs.ous avons pu optimiser le suivi technique des automates :

esserrement des seuils d’alarmes et des seuils d’action,étermination des valeurs cibles à l’issue d’une périoderobatoire de deux jours pour l’établissement des cartes deontrôles, corrélations, suivi de la fidélité intermédiaire, de’exactitude et des incertitudes de mesure. Enfin, certaines

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onduites à tenir ont été affinées comme la prévention desisques de contamination après passage d’échantillons trèsyperleucocytaires.

emerciements. Nous remercions M.G. Biziou, F.esvard, P. de Guétonny, L. Garcia, A. Habrias, P. Jovet, G.

Petit et B. Vuaflart pour leur aide technique, A.S. Daubieet V. Planche pour l’interprétation des données, et tous lesbiologistes du secteur.

Liens d’intérêts : aucun.

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vériﬁcation de méthode en vue de l’accréditation : … · sur les 1 931 numérations...

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