validierung ausgewählter koproskopischer
TRANSCRIPT
Aus dem Institut für Parasitologie
der Tierärztlichen Hochschule Hannover
___________________________________________________________________________
Validierung ausgewählter koproskopischer Untersuchungsmethoden zum
direkten Nachweis parasitärer Stadien verschiedener Parasitenspezies der
Haussäugetiere
INAUGURAL-DISSERTATION
zur Erlangung des Grades einer Doktorin
der Veterinärmedizin (Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von
Amelie Kraemer geb. Reese
aus
Düren
Hannover 2005
Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. med. vet. T. Schnieder
1. Gutachter: Prof. Dr. med. vet. T. Schnieder
2. Gutachter: Prof. Dr.med. vet. R. Mischke
Tag der mündlichen Prüfung: 14. November 2005
- II -
Meiner Familie
- III -
- IV -
ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS
Abkürzungsverzeichnis
Abb. Abbildung
A.c. Ancylostoma caninum
A.p. Anoplocephala perfoliata
A.s. Ascaris suum
bzw. beziehungsweise
ca. zirka
cm Zentimeter
C.o. Cooperia oncophora
Cyath. Cyathostominae
d.h. das heißt
EpG Eier pro Gramm Kot
et al. und andere
etc. und so weiter
evtl. eventuell
Fa. Firma
g Gramm
h Stunde
komb. Sed.-Flot. kombinierte Sedimentation–Flotation
LpG Larven pro Gramm Kot
µl Mikroliter
µm Mikrometer
M.e. Moniezia expansa
min Minute
ml Milliliter
mm Millimeter
neg. negativ
OR Odds Ratio
p Irrtumswahrscheinlichkeit bei der Analyse der Ähnlichkeit zweier
Datengruppen
- V -
ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS
pos. positiv
SD Standartabweichung (engl.)
s.o. siehe oben
syn. Synonym
T.c. Toxocara canis
T.ca. Toxocara cati
T.l. Toxascaris leonina
T.v. Trichuris vulpis
Tab. Tabelle
U/min Umdrehungen pro Minute
U.s. Uncinaria stenocephala
vgl. vergleiche
z.B. zum Beispiel
- VI -
INHALTSVERZEICHNIS
Inhaltsverzeichnis 1 EINLEITUNG .............................................................................................................................1
2 LITERATURÜBERSICHT........................................................................................................3
2.1 Methoden ................................................................................................................................3
2.1.1 Kombiniertes Sedimentations-Flotations-Verfahren .......................................................3
2.1.2 Eizählung nach McMaster ...............................................................................................9
2.1.3 Sedimentationsverfahren................................................................................................14
2.1.4 Auswanderverfahren nach Baermann ............................................................................18
2.1.5 Interpretation der durch Kotuntersuchungstechniken gewonnenen Ergebnisse ............24
3 MATERIAL UND METHODEN ............................................................................................29
3.1 Verwendete Parasiten und Eigewinnung ..............................................................................29
3.1.1 Übersicht über die verwendeten Parasiten .....................................................................29
3.1.2 Eigewinnung von Ancylostoma caninum, Uncinaria stenocephala, Cooperia
oncophora und den Cyathostominae ...........................................................................................30
3.1.3 Eigewinnung von Toxocara canis, Toxocara cati und Toxascaris leonina...................30
3.1.4 Eigewinnung von Trichuris vulpis, Moniezia expansa und Anoplocephala perfoliata .31
3.1.5 Eigewinnung von Ascaris suum .....................................................................................31
3.1.6 Eigewinnung von Fasciola hepatica..............................................................................32
3.2 Herstellung der Kotproben ...................................................................................................32
3.3 Durchführung der Methoden ................................................................................................33
3.3.1 Kombiniertes Sedimentations-Flotationsverfahren mit Zinksulfatlösung .....................33
3.3.2 Eizählung nach McMaster .............................................................................................34
3.3.3 Auswander- (Trichter-) verfahren nach Baermann........................................................35
3.3.4 Sedimentationsverfahren................................................................................................36
3.4 Statistik .................................................................................................................................37
4 ERGEBNISSE ...........................................................................................................................39
4.1 Kombinierte Sedimentation - Flotation ................................................................................39
4.1.1 Sensitivität......................................................................................................................39
4.1.1.1 Einzelne Parasiten...................................................................................................39
4.1.1.2 Parasitenordnungen ................................................................................................43
4.1.1.3 Durchschnittliche Sensitivität..................................................................................44
- VII -
INHALTSVERZEICHNIS
4.1.2 Effektivität .....................................................................................................................46
4.1.2.1 Einzelne Parasiten...................................................................................................46
4.1.2.2 Parasitenordnungen ................................................................................................49
4.1.2.3 Durchschnittliche Effektivität..................................................................................50
4.2 McMaster-Methode ..............................................................................................................51
4.2.1 Sensitivität......................................................................................................................51
4.2.1.1 Einzelne Parasiten...................................................................................................51
4.2.1.2 Parasitenordnungen ................................................................................................54
4.2.1.3 Durchschnittliche Sensitivität..................................................................................56
4.2.2 Effektivität .....................................................................................................................57
4.2.2.1 Einzelne Parasiten...................................................................................................57
4.2.2.2 Parasitenordnungen ................................................................................................60
4.2.2.3 Durchschnittliche Effektivität..................................................................................61
4.3 Sedimentationsmethode........................................................................................................63
4.3.1 Sensitivität......................................................................................................................63
4.3.2 Effektivität .....................................................................................................................63
4.4 Auswanderverfahren nach Baermann...................................................................................65
4.4.1 Sensitivität......................................................................................................................65
4.4.2 Effektivität .....................................................................................................................66
5 DISKUSSION ............................................................................................................................69
5.1 Kombiniertes Sedimentations-Flotationsverfahren ..............................................................69
5.2 McMaster-Methode ..............................................................................................................72
5.3 Unterschiede im Nachweis einzelner Parasiten und Parasitenordnungen ............................75
5.4 Sedimentationsmethode........................................................................................................77
5.5 Auswanderverfahren nach Baermann...................................................................................79
5.6 Schlussfolgerungen...............................................................................................................80
6 ZUSAMMENFASSUNG...........................................................................................................83
7 SUMMARY................................................................................................................................85
8 ANHANG ...................................................................................................................................87
8.1 Sensitivität der kombinierten Sedimentations-Flotationsmethode für einzelne Parasiten ...87
8.2 Effektivität der kombinierten Sedimentations-Flotationsmethode für einzelne Parasiten ...89
- VIII -
INHALTSVERZEICHNIS
8.3 Sensitivität der McMaster-Methode für einzelne Parasiten..................................................92
8.4 Effektivität der McMaster-Methode für einzelne Parasiten .................................................94
9 LITERATURVERZEICHNIS .................................................................................................97
10 TABELLEN- UND ABBILDUNGSVERZEICHNIS .......................................................121
- IX -
INHALTSVERZEICHNIS
- X -
EINLEITUNG
1 EINLEITUNG
Schon in der frühen Geschichte der Tierhaltung war man sich der Existenz und Problematik
gastrointestinaler Helminthen bewusst (Hoeppli, 1956). Mit der zunehmenden Nutzung und
Verbreitung mikroskopischer Techniken Mitte des 19. Jhd. entwickelte sich ein weitgehendes
Verständnis für deren Biologie und Fortpflanzung. Diese Erkenntnisse versetzten Mediziner und
andere Wissenschaftler fortan in die Lage, bestehende Infektionen anhand des Nachweises von
spezifischen parasitären Stadien aus den Fäzes des Wirtes exakt zu diagnostizieren. Vielen davon ist
auch heute noch eine große Bedeutung beizumessen. Sie können zu Erkrankungen sowie
wirtschaftlichen Verlusten führen und für den Menschen als Verbraucher und Tierhalter ein
gesundheitliches Risiko durch die Übertragung von Parasitenstadien darstellen. Die mikroskopische
Untersuchung von Kotproben gehört auch heute noch, trotz vielfältiger anderer diagnostischer
Möglichkeiten, zum festen Bestandteil medizinischer Diagnostik weltweit (Ward et al. 1997) und
wird in den meisten human- und veterinärmedizinischen Labors praktiziert. Die Suche nach
Möglichkeiten zum zuverlässigen, schnellen, qualitativen und quantitativen Nachweis parasitärer
Stadien hat eine Vielzahl verschiedener Methoden hervorgebracht, die sich in den direkten
Nachweis durch Schmierpräparate, Konzentrations- und Verdünnungstechniken klassifizieren
lassen. Bewährte Methoden sind z.T. schon Jahrzehnte alt und beruhen trotz unterschiedlicher
methodischer Abwandlungen auf dem prinzipiell gleichen Protokoll. Sie gehören zum festen
Repertoire parasitologischer Labors. Um so überraschender ist die Tatsache, dass eine Validierung
dieser Methoden vergleichsweise selten und nur in kleinem Rahmen durchgeführt und beschrieben
wurde. Aus Praktikabilitätsgründen wurde in diesen Arbeiten nur eine begrenzte Auswahl und
Anzahl an Parasiten verwendet, so dass eine umfassende, vergleichende Validierung zwischen
morphologisch unterschiedlichen und auch gleichen Gruppen bisher nicht bekannt ist. Der Mangel
an Validierungsdaten zur Sensitivität und Reproduzierbarkeit zusätzlich zur sicheren Detektion
wurde aufgrund der in letzter Zeit vermehrt verlangten Qualitätssicherungs- und -
managementsysteme in Labors zunehmend bewusst.
Im Rahmen der hier vorliegenden Arbeit soll ein Teil dieser Daten geliefert werden. Es werden das
Auswanderverfahren nach Baermann, das kombinierte Sedimentations-Flotationsverfahren mit
Zinksulfatlösung, die Eizählung nach McMaster sowie das einfache Sedimentationsverfahren
- 1 -
EINLEITUNG
untersucht. Erfasst werden die relevanten Haussäuger (Hund, Katze, Pferd, Schwein, Rind) und ein
Teil deren bedeutsamsten Parasiten (Ancylostoma caninum, Toxocara cati und Toxocara canis,
Trichuris vulpis, Ascaris suum, Monizia expansa, Toxascaris leonina, Anoplocephala perfoliata,
Uncinaria stenocephala, Cooperia oncophora, Dictyocaulus viviparus, Fasciola hepatica und
Arten der Unterfamilie Cyathostominae).
- 2 -
LITERATURÜBERSICHT
2 LITERATURÜBERSICHT
2.1 Methoden
2.1.1 Kombiniertes Sedimentations-Flotations-Verfahren
Diese Methode ergibt sich aus der Kombination des zentrifugalen Flotationsverfahrens mit dem
unten beschriebenen Sedimentationsverfahren.
Die Flotationsmethode wurde zum ersten Mal von Bass (1909) beschrieben und gehört zu den
sogenannten Konzentrationstechniken. Man nutzt dabei Lösungen hoher spezifischer Dichte, die
dem zu untersuchenden Kot beigefügt werden. Die Eier flotieren dann aufgrund ihres geringeren
spezifischen Gewichtes an die Oberfläche, schwerere Kotbestandteile sinken im Gegensatz zu
Boden. Bei der Flotation durch Gravitationskräfte wird die Kotsuspension über einen bestimmten
Zeitraum stehen gelassen, während dessen sammeln sich vorhandene Eier an der
Flüssigkeitsoberfläche, welche anschließend abgenommen werden können. Dies kann mittels
Pipette (Bass, 1909), Drahtöse (Kofoid und Barber, 1918) oder Deckglas (Willis, 1921; Lane, 1922)
erfolgen. Faust et al. (1939) verglichen die Abnahme von Eiern von der Flüssigkeitsoberfläche nach
zentrifugaler Flotation mit Zinksulfat mittels Deckglas, Drahtöse und bereits vor der Zentrifugation
aufgelegtem Deckglas. Sie empfehlen bei der Flotation (mit Zentrifugation und Zinksulfat als
Medium) die anschließende Abnahme der oberen Flüssigkeitsschicht mittels Drahtöse. Kofoid und
Barber (1918) mischten Kot und konzentrierte Kochsalzlösung im Verhältnis 1:2, wobei sie den
Detritus mittels einer Stahldrehspanscheibe niederzuhalten versuchten. Fülleborn (1920) erzielte mit
einer Kot-Kochsalzmischung von 1:20 bessere Ergebnisse. Er verzichtete auf die Scheibe und
schöpfte flotierende Kotbestandteile nach 15 min von der Oberfläche ab, erst nach weiteren 15 min
nahm er Eier mit Hilfe einer Drahtöse ab. Fülleborn (1920) gab ebenso wie Fehtkötter (1926) und
Woelk (1966) 20 min für das Aufsteigen von Eiern in konzentrierter Kochsalzlösung an. Nach
Seifert (1955) reichen 10 min aus, mit Ausnahme von Trichuris- und Capillaria-Eiern.
Schuchmann und Kiefer (1922) verglichen die Anreicherung von Wurmeiern in einem Zylinder und
in einem Erlenmeyerkolben und fanden in letzterem wesentlich mehr Eier. Zum gleichen Ergebnis
- 3 -
LITERATURÜBERSICHT
kamen auch Otten (1922), Nöller (1921) und Bauer (1923). Jaeger (1921) kann dagegen zwischen
beiden Gefäßen keinen Unterschied entdecken. Hobmaier und Taube (1921) beschreiben als erste
den Nutzen der Zentrifugalkraft, um das Aufsteigen der Eier an die Flüssigkeitsoberfläche zu
beschleunigen. Sie fanden direkt nach der Zentrifugation mehr Eier als nach 2 h einfacher Flotation.
Lane (1922) platzierte ein Deckglas unmittelbar auf dem Zentrifugenröhrchen, um dadurch ein
Anheften der Eier an das Glas nach dem Aufsteigen zu erreichen. Faust et al. (1939) empfiehlt die
Flotation (mit Zinksulfat als Medium) durch Zentrifugation als beste Methode zum Nachweis von
Oozysten und Helmintheneieren in humanen Fäzes. Durch die Nutzung einer Zentrifuge wird neben
einer Zeitersparnis außerdem ein genaueres Ergebnis erreicht (Soulsby, 1968). Zajac et al. (2002)
heben ebenfalls die signifikant besseren Ergebnisse der Flotation in Verbindung mit Zentrifugation
in der Diagnose von Parasitenstadien im Vergleich zur einfachen Flotation hervor. Besonders
deutlich ist dieser Unterschied bei Eiern von Trichuris spp.. Diese Eier haben ein höheres
spezifisches Gewicht (1,14) als andere üblicherweise durch Flotation detektierte Eier und flotieren
daher ohne Zentrifugation des Ansatzes in einem angemessenen Zeitraum nur sehr langsam und
unvollständig.
Die angewendeten Flotationslösungen variieren stark in ihrem spezifischen Gewicht. Jede Lösung
birgt Vor- und Nachteile (Stoll, 1930; Koutz, 1941; Ray, 1953; Levine et al. 1960; Gibson, 1965).
Lane (1925) untersuchte Kalziumchlorid-, Zinksulfat- und Kochsalzlösung als Flotationsmedien
und fand in einer Kotprobe mit ungefähr bekannter Eizahl mit Zinksulfat (spez. Gew. 1,2) 99 % der
Eier wieder. Diese Ergebnisse wurden durch Sawitz (1942) bestätigt. In den Untersuchungen von
Faust et al. (1939) stellte sich im Vergleich mit anderen Flotationslösungen und Methoden die
zentrifugale Flotation mit Zinksulfat (spez. Gew. 1,18) als die effektivste heraus. Dünnschalige
Helmintheneier und Protozoenoozysten wurden im Gegensatz zur Salzlösung von Zinksulfat nicht
verändert oder zerstört. Sie empfehlen deshalb die Zinksulfatlösung mit einem spez. Gew. von 1,18
als geeignetes Mittel zur Flotation von Protozoenoozysten und Helmintheneiern. Pesigan (1940)
untersuchte Zinksulfat- und Kupfersulfatlösungen als Flotationsmedien für Helmintheneier und
Protozoenoozysten und bestimmte für beide eine Effektivität (Wiederfindungsrate) von ungefähr
90 %. Farr und Luttermoser (1941) mischten bekannte Eizahlen von Ascaridia lineata und
Heterakis gallinae in Hühnerkot und zentrifugierten bei aufgelegtem Deckglas jeweils mit
Zinksulfat (spez. Gew. 1,2) und zwei Zuckerlösungen (spez. Gew. 1,2 und 1,27). Sie erhielten mit
Zinksulfat 78 % der Eier auf dem ersten Deckglas, mit der einen Zuckerlösung (spez. Gew. 1,27)
- 4 -
LITERATURÜBERSICHT
82 % und mit der anderen Zuckerlösung (spez. Gew. 1,2) 90 %. In Versuchen mit Oozysten
erreichten sie mit Zinksulfat die höchste Effektivität. Ihrer Meinung nach eignet sich Zuckerlösung
als Flotationsmedium besser, da sie nicht so schnell auskristallisiert, leichter herzustellen ist und auf
dem Deckglas die Eier gleichmäßiger verteilt liefert. Rebrassier (1940), Koutz (1941), Soifer
(1967), Wilkins (1973) und Alcaino und Baker (1974) stellten mittels Natriumnitratlösungen höhere
Nachweisraten von Eiern fest als mit Zucker-, Kochsalz-, Mangnesiumsulfat-, Zinksulfat- oder
Natriumdichromatlösungen. Vasters (1974) stellt diese Ergebnisse in Frage. Er untersuchte die
kombinierte Sedimentations-Flotationsmethode und fand, dass die wässrige Zinksulfatlösung bei
einer Dichte von 1,3 eine signifikant höhere Leistungsfähigkeit bei dem Nachweis von Spul-,
Haken- und Peitschenwurm sowie beschalten Taenienonkosphären, hat als eine wässrige
Natriumnitratlösung gleicher Dichte. Parfitt (1958) empfiehlt der gesättigten Kochsalzlösung zum
Nachweis von Nematoden, Moniezia spp. und Kokzidien den Vorzug vor gesättigter
Zinksulfatlösung zu geben, da diese in seinen Untersuchungen höhere und konstantere
Erfassungsraten ergab. Levine et al. (1960) konnten zwischen konzentrierter Zuckerlösung, 33
%iger (spez. Gew. 1,18) Zinksulfatlösung, gesättigter Zinksulfatlösung (45 %ig, spez. Gew. 1,24)
sowie gesättigter Natriumnitratlösung keine statistisch signifikanten Unterschiede finden. Sie
empfehlen aber die konzentrierte Zuckerlösung, da man mit dieser die saubersten Präparate erhält.
Mayhew (1962) befindet in 45 Vergleichsgängen die Zuckerlösung (spez. Gew. 1,15) der
Zinksulfatlösung (spez. Gew. 1,18) sowie einigen anderen Lösungen als überlegen, da er mit ihr die
größte Menge an Strongylideneiern flotierten konnte. Castelino und Herbert (1972) empfehlen
gesättigte Magnesiumsulfatlösung zum Nachweis von Hyostrongylus rubidus einer gesättigten
Zinksulfat- oder Natriumchloridlösung vorzuziehen. Henriksen und Aagaard (1977) verglichen
jeweils gesättigte Zinksulfat-, Kochsalz-, Natriumnitrat-, Kochsalz + Zinkchlorid- (2:1), sowie
gesättigte Kochsalzlösung mit differentem Glukosezusatz. Als bestes Medium erwies sich dort eine
gesättigte Kochsalzlösung, welche 50 g Glucose pro 100 ml enthielt. Raynaud et al. (1979)
berichten über die Gleichwertigkeit von Zinksulfat- und Kaliumjodomerkuratlösung. Sie plädieren
für den Ersatz der gebräuchlichen Kochsalzlösung durch Zinksulfat-, Magnesiumsulfat- oder
Zuckerlösung. Wade und Gaafar (1985) halten Natriumnitratlösung für effizienter als gesättigte
Zinksulfat-, gesättigte Kochsalz- oder Zuckerlösung. In Untersuchungen von Keferböck (1982),
Mayerhofer (1985), Supperer und Hinaidy (1985) und Schragner (1986) wurde konzentrierte
Zuckerlösung (spez. Gew. 1,26) als leistungsfähigstes Medium im Vergleich mit Zinksulfatlösung
- 5 -
LITERATURÜBERSICHT
(spez. Gew. 1,24) und anderen Lösungen herausgestellt. Untersucht wurden verschiedene
Flotationsmedien im Vergleich hinsichtlich Erfassungsraten und Anzahl parasitärer Objekte sowie
der Präparatequalität bei Schwein, Wildschwein, Rind, Hund und Katze. Zajac et al. (2002)
verglichen Zinksulfat- (spez. Gew. 1,18) mit Sheathers Zuckerlösung (spez. Gew. 1,25) und fanden
mit der Zinksulfatlösung mehr positive Proben als mit der Zuckerlösung, obwohl das geometrische
Mittel gezählter Eier in den Proben mit der Zuckerlösung in einigen Fällen höher lag. Die Resultate
ihrer Studie zeigten auch, dass sich die vergleichsweise schwer zu flotierenden Trichuris-Eier mit
Zuckerlösung nicht effektiver diagnostizieren lassen als mit Zinksulfatlösung. Sie empfehlen daher
Zinksulfatlösung als Routineflotationslösung, da es die beste Alternative für das einfache,
gleichzeitige Screening von Helmintheneiern und Protozoenoozysten ist.
Die direkte zentrifugale Flotation (DCF), welche Lane (1928) zur Diagnose von Hakenwurmeiern
in humanen Fäzes gebrauchte, wurde von Stoll (1930) für die Untersuchung von Schafkot
modifiziert. O´Grady und Slocombe (1980) untersuchten verschiedene Einflüsse auf eine
Flotationsmethode ohne Zentrifugierung. Bei dieser wurden 4 g Kot mit 60 ml einer
Natriumnitratlösung (spez. Gewicht 1,22-1,38) gemischt und durch ein Teesieb gegossen. Die
erhaltene Lösung wurde geschüttelt und in ein Röhrchen (24 ml) so überführt, dass sich darauf ein
Meniskus bildete, auf dem ein Deckglas platziert wurde. Nach einer bestimmten Flotationsdauer
wurde das Deckglas vertikal abgenommen und auf einem Objektträger mikroskopisch untersucht.
Mit dem verbleibenden Rest der durch das Sieb gespülten Lösung konnte ein zweites Röhrchen
befüllt werden, welches in gleicher Art untersucht wurde. Die Autoren untersuchten die Einflüsse
des spezifischen Gewichtes einer Natriumnitratflotationslösung, der Dauer der Flotationszeit und
der Maschenweite des verwendeten Siebes auf die beschriebene Methode. Für
Routineuntersuchungen empfehlen sie für die Flotationslösung ein spezifisches Gewicht von 1,22–
1,35. Bei einer Dichte von 1,27 ergaben ihre Untersuchungen keine Unterschiede in der
Eiwiederfindung nach vier, acht und zwölf Minuten Flotationszeit. Sie konnten nur 3–7 % der Eier
aus einer 4 g Kotprobe unter dem Deckglas wiederfinden, etwa 50 % der Eier verblieben in dem
Kotanteil auf dem Sieb. Des Weiteren gelangte nur die Hälfte der durch das Sieb gefilterten
Kotsuspension mit etwa 25 % der Eier zur Untersuchung. Von diesen wiederum konnten nur 16–29
% unter dem Deckglas gezählt werden. Sie empfehlen bei einer großen Menge Kottrümmer in der
Probe auf jeden Fall die Untersuchung eines zweiten Röhrchens. Die Verwendung feinerer Siebe als
- 6 -
LITERATURÜBERSICHT
zwischen 250 und 500 µm Maschenweite sowie die Zugabe geringer Mengen Detergens
verbesserten die Eizählungen nicht.
Egwang und Slocombe (1981) verglichen anhand von Kotproben mit 7, 30 und 60 Eiern pro
Gramm Kot (EpG) von Haemonchus contortus u.a. die Wisconsin Direct Centrifugal Flotation -
Methode (WDCF) (Rogar / STB 1978) und die leicht modifizierte Cornell Direct Centrifugal
Flotation - Methode (CDCF) (Georgi, 1969) unter Gebrauch eines Deckglases mit einer auf
Schwerkraft beruhenden Konzentrationstechnik, der Standard Vial Technik (O´Grady und
Slocombe, 1980). Bei 7 EpG konnten mit der WDCF- Methode im Mittel 4,3 und mit der CDCF-
Methode 4,2 EpG gefunden werden, es gab bei beiden keine falsch negativen Proben. Mit der
Standard Vial Technik ermittelten sie im Durchschnitt 0,13 EpG, 9 Proben wurden falsch negativ
bewertet. Bei 30 EpG ermittelten die WDCF- und die CDCF-Methode im Mittel 19,2 und 19,3
EpG, die Standard Vial Technik lag im Mittel bei 9 EpG, keine der Methoden lieferte ein falsch
negatives Ergebnis. Bei 60 EpG lagen die WDCF- und die CDCF-Methode bei im Schnitt 41,4 und
38,0 EpG, die Standard Vial Technik ermittelte 6,7 EpG, auch hier lagen keine falsch negativen
Ergebnisse vor.
Egwang und Slocombe (1982) evaluierten die Cornell-Wisconsin Centrifugal Flotation Methode
anhand von Eiern von H. contortus und stellten fest, dass weder der Mischungsmodus, die Zugabe
verschiedener Wasservolumina (15–60 ml) zur Herstellung der Kotsuspension, noch die spezifische
Dichte der Zuckerlösung (1,20–1,33) einen Einfluss auf die Wiederfindung der Eier hat. Optimale
Zentrifugationszeiten sind ihren Untersuchungen nach 3 bis 5 Minuten, erst von der Kot-Wasser-
Suspension und dann von der Kot-Zuckerlösung-Suspension. Unter diesen Bedingungen betrug die
Wiederfindungsrate für die eingerührten Eier 62,6 % und es liess sich eine lineare Beziehung
zwischen der Anzahl in die Fäzes eingerührter Eier und wiedergefundener Eier herstellen. In
Bereichen zwischen 3 und 70 EpG traten keine falsch negativen Proben auf, bei 1,44 EpG war eine
Probe von 14 falsch negativ. Etwa 30 % der nicht in der Probe gefundenen Eier wurden in den im
Sieb verbleibenden Kotresten gefunden, weitere 3–5 % gingen beim Abgießen des Überstandes
nach der ersten Zentrifugation oder anschließend in der Zuckerlösung verloren. Die Zugabe des
Detergens Triton X –100 führte zu einer verminderten Wiederfindungsrate.
Die von Proudman und Edwards (1992) validierte Zentrifugations-/Flotationstechnik zum Nachweis
von A. perfoliata ist eine modifizierte Form der Methode von Beroza et al. (1986) und Carmel
(1988). Die Autoren untersuchten mit der genannten Methode Kotproben von 80 Pferden mit
- 7 -
LITERATURÜBERSICHT
bekanntem Bandwurmstatus und ermittelten eine Sensitivität von 61 %. Viele der falsch negativen
Ergebnisse wurden bei Tieren mit geringen Bandwurmzahlen diagnostiziert. Williamson et al.
(1998) setzten eine bekannte Anzahl Eier von A. perfoliata einer definierten Menge Kot zu und
ermittelten die Wiederfindungsrate für zwei Flotations- (F1 und F2) und eine
Sedimentationsmethode, indem sie den Mittelwert aus jeweils drei untersuchten Proben je
Eierkonzentrationsstufe und Methode bildeten. Bei der F1-Methode wurden aus 50 g Kot mit
100 ml Wasser ein Sediment hergestellt, von dem 20 ml auf zwei Zentrifugenröhrchen verteilt und
zentrifugiert wurden. Der Überstand wurde abgegossen und das Sediment mit Zuckerlösung (Dichte
1,28) aufgefüllt, anschließend wurde erneut zentrifugiert. Von der Oberfläche wurde dann 1 ml
abgenommen, in ein Zentrifugenröhrchen überführt und mit 8 ml Wasser versetzt. Nach
Durchmischung wurde erneut zentrifugiert und der Überstand bis auf 2 ml abgenommen. Diese
wurden dann mikroskopisch untersucht. Bei der F2-Methode wurde aus 5 g Kot mit 50 ml Wasser
ein Sediment gewonnen, welches mit 8 ml Zuckerlösung (Dichte 1,28) versetzt und in ein
Zentrifugenröhrchen überführt wurde. Nach gründlicher Durchmischung wurde die Probe
zentrifugiert. Anschließend wurde 1 ml von der Oberfläche abgenommen und in einem frischen
Röhrchen mit 9 ml Leitungswasser verdünnt. Nach erneuter Durchmischung und Zentrifugation
wurde der Überstand entfernt und das Sediment in 500 µl Leitungswasser gelöst und mikroskopisch
untersucht. Für insgesamt 7 Eikonzentrationsstufen von 0–200 EpG wurde die Wiederfindungsrate
der Methoden ermittelt. Mit der F2-Methode wurden 0,6 von 1 EpG gefunden (60 %), die F1-
Methode war bei 1 EpG negativ; ab 2 EpG waren bei beiden Methoden die Befunde positiv (F1
0,18 Epg = 9,1 % und F2 1 EpG = 50 %). Bei 200 EpG wurden mit F1 im Mittel 3,9 Eier ( = 2 %)
gefunden und mit F2 31,9 Eier ( = 15,9 %). Auffallend ist, dass mit zunehmender Eizahl der
Prozentsatz an gefundenen Eiern sank.
- 8 -
LITERATURÜBERSICHT
2.1.2 Eizählung nach McMaster
Die Konzentration von Nematodeneiern in Fäzes (EpG) ist einer der wichtigsten Parameter in der
parasitologischen Diagnostik (Mes et al., 2001). Methoden zur quantitativen Bestimmung von
Parasiteneiern in Fäzes spielen daher in der experimentellen und epidemiologischen Parasitologie
eine große Rolle und werden vor allem zur Prüfung der Effektivität von Anthelminthika (Peters und
Leiper, 1940; Waller, 1989) und zur Bestimmung des korrekten Behandlungsintervalls mit
Anthelminthika zur Vermeidung zu starker Weidekontamination mit Wurmeiern (Herd, 1992)
eingesetzt. McKenna (1987) und McKenna und Simpson (1987) schreiben über den Nutzen der
nachfolgend beschriebenen McMaster-Methode zur Abschätzung der Wurmbürde von Jungschafen.
Die Bedeutung der Eizahl pro Gramm Kot in der Diagnostik parasitär bedingter Gastroenteritis bei
Rindern wird von Roberts et al. (1951) diskutiert. Besonders aber auch in der Routinediagnostik ist
die Bestimmung der EpG zur laufenden Überwachung von Tierbeständen hinsichtlich der
strategischen Erfassung und Kontrolle der parasitären Belastung, der Einleitung von
Bekämpfungsmaßnahmen und der Kontrolle des Therapieerfolges (Nicholls und Obendorf, 1994;
Heile und Schein, 2004) eine maßgebliche Größe. Gordon (1967) beschreibt die ermittelte Quantität
von Strongylideneiern in Schafkot als weit verbreitetes Mass zur Bestimmung der
Weidekontamination mit Helmintheneiern.
Viele der quantitativen Methoden, mit denen die Anzahl Eier pro Gramm Kot ermittelt werden, sind
Verdünnungstechniken. Die prinzipielle Vorgehensweise ist bei allen gleich und beruht darauf, dass
ein Aliquot einer Kotsuspension, welche durch gründliche Durchmischung einer bekannten Menge
Fäzes mit einer bestimmten Menge Lösung entsteht, mikroskopisch untersucht wird. Der EpG –
Wert wird durch Multiplikation der gezählten Eier im Aliquot mit dem Verdünnungsfaktor
errechnet. Bei hohen Eizahlen im Kot resultieren unter Anwendung anderer Methoden Tausende
von Eiern im Gesichtsfeld des Mikroskopes, welche es dem Untersucher unmöglich machen, die
Eier exakt zu zählen. Diese Schwierigkeit lässt sich mit Hilfe der Verdünnungstechniken umgehen
(Gibson, 1965; Peters und Leiper, 1940).
Das Prinzip der Verdünnungstechnik wurde erstmals von Stoll (1923) für die Untersuchung
menschlicher Fäzes beschrieben. Er verbrachte 3 g Fäzes in ein Röhrchen, füllte dies mit
Natriumhydroxydlösung auf 45 ml auf und gab Glasperlen dazu. Diese Mischung wurde dann eine
- 9 -
LITERATURÜBERSICHT
Minute geschüttelt, wobei die Glasperlen die Homogenisierung der Fäzes verbessern sollten. Mit
Hilfe einer Pipette entnahm er der entstandenen Suspension 0,15 ml und verbrachte diese auf einen
Objektträger. Die Zahl der gezählten Eier multiplizierte er mit 100 und errechnete so die Eier pro
Gramm Kot in der Originalprobe. Später wurde sie von Monnig (1928) und Stoll (1930) zum
Gebrauch für Schafkot verändert. Stolls eigene Modifikation bestand darin, dass er die untersuchte
Kotmenge auf 10 g und die Lösungsmenge auf 300 ml erhöhte. Zschucke (1931) entwickelte eine
Zählkammer mit graduiertem Boden, um die Auszählung der Eier in der Verdünnungslösung nach
kurzer Sedimentationszeit zu erleichtern. Gordon und Whitlock (1939) modifizierten die Technik
von Stoll, indem sie Verdünnung und Flotation kombinierten und entwickelten die am weitesten
verbreitete Methode (Rossanigo und Gruner, 1991; Nicholls und Oberndorf, 1994) zur quantitativen
Bestimmung von Helmintheneiern in Fäzes, die nach dem Labor ihrer Entwicklung benannte
McMaster-Methode. Sie verwendeten 2 g Kot, welche sie in einem Becherglas mit 30 ml Wasser
für ca. 1 Stunde einweichten. Anschließend gaben sie 30 ml einer gesättigten Kochsalzlösung und
einige Stahlkugeln dazu und schüttelten die Mischung gründlich. Danach wurden Aliquots in
Zählkammern überführt. Gordon und Whitlock (1939) führten eine Zählkammer, die sogenannte
McMasterkammer, ein, bei der die Deckplatte über den Zählkammern graduiert ist. In ihr flotieren
vorhandene Eier in der Verdünnungslösung an die Oberfläche der Kammer, während andere,
schwerere Kotbestandteile nach unten sanken. Dem Untersuchenden wird durch die dadurch
verbesserte Sicht das Auszählen der Eier erleichtert. Aufgrund dieser Vorzüge sind die
Zählkammern nach McMaster ein fester Bestandteil jedes parasitologischen Labors geworden.
Wellensiek (1954) führte einen Vergleich zwischen der Zschucke- und McMaster-Kammer durch.
Schwierigkeiten ergaben sich im Nachweis der Trematoden-Eier, da diese aufgrund ihres hohen
spezifischen Gewichtes in der McMaster-Kammer schlecht flotieren. Seiner Meinung nach ist einer
Kombination des Verfahrens nach Telemann (1908) mit der Zschucke-Kammer im Hinblick auf die
Erfassung aller Eier der Vorzug zu geben. Er gibt jedoch zu Bedenken, dass die Untersuchungen
mittels der Zschucke-Kammer die dreifache Zeit in Anspruch nehmen als es mit der McMaster-
Kammer der Fall ist, jedoch sind mit ihr bei hohen Eizahlen auch Teilzählungen möglich. Gibson
(1965) empfiehlt, größere Kotbestandteile der Suspension durch eine Gazelage heraus zu filtern, da
sie in größerer Menge den Lichteinfall durch die Kammerunterseite vermindern und somit die Sicht
beeinträchtigen. Er weist ebenfalls daraufhin, dass die Methode mit Kochsalzlösung als
Flotationsmedium nicht dazu geeignet ist, die schweren Trematodeneier nachzuweisen, da jene
- 10 -
LITERATURÜBERSICHT
aufgrund ihrer hohen Dichte nicht in dieser flotieren. Whitlock (1941) entwickelte eine
Modifikation der Kammer, welche das Zählen besonders kleiner Eizahlen vereinfachen sollte. Eine
Modifikation der McMaster-Methode, die Cornell-McMaster-Methode beschreibt Georgi (1969).
Roberts und O´Sullivan (1951) beschrieben, dass bei Wurminfestationen geringen Ausmaßes häufig
nur 15 bis 50 EpG im Kot gefunden werden können und somit durch die bis dahin herkömmliche
Methode, deren Nachweislimit im Bereich von 66 EpG liegt, nicht erfasst werden. Sie etablierten
deshalb eine Modifikation der Methode, in der, statt 2 g, 4 g Kot verwendet werden, so dass die
Nachweisgrenze auf 33 Eier pro Gramm Kot gesenkt wird. Noch größere Probenmengen
beeinträchtigen nach ihren Erfahrungen die Qualität der Probe durch starke Trübung der
Suspension.
Dunn und Keymer (1986) beschrieben, dass unterschiedliche Flotationszeiten und
Probenverdünnungen die Zuverlässigkeit der Ergebnisse der McMaster-Methode maßgeblich
beeinflussen. So stieg die Zahl der gezählten Eier zwischen 0 und 30 min Flotationszeit
kontinuierlich an, während sie nach 40 min Flotationszeit wieder sank. Die Autoren führen dieses
Verhalten auf das langsame Aufsteigen der Eier in der Kammer, bzw. auf den osmotischen Effekt
der Kochsalzlösung, welcher die Eier verformt und sie so durch Wasserverlust zum Sinken bringt,
zurück. Ein ähnliches Ergebnis erhielten sie für unterschiedliche Grade der Probenverdünnung. Die
Eizahl stieg bis zu einer Verdünnung von 14-16 ml Kochsalzlösung pro Gramm Fäzes und sank
danach wieder ab. Dunn und Keymer (1986) empfehlen daher eine Flotationszeit von 30 min und
eine Probenverdünnung mit 15 ml 50 % gesättigter Salzlösung pro Gramm Fäzes (1:15). Die
Versuche wurden alle mit Heligmosomoides polygyrus durchgeführt, ein Vergleich mit anderen
Parasiten fand nicht statt. Cringoli et al. (2004) untersuchten den Einfluss der Flotationslösung, der
Probenverdünnung und des untersuchten Volumens auf die Auffindung von Strongylideneiern und
Eiern von Dicrocoelium dendriticum in Schafkot mittels der McMaster-Methode. Die verwendete
Flotationslösung beeinflusste die Menge an gefundenen Eiern signifikant, die meisten
Strongylideneier flotierten in Lösungen auf Zuckerbasis mit einer Dichte zwischen 1,2 und 1,35, die
meisten Eier von D. dendriticum flotierten in Kaliumiodomerkuratlösung (Dichte 1,44), hier
stimmen die Resultate mit denen von Rehbein (1999) überein. Die Zuverlässigkeit der Methode in
Bezug auf die Probenverdünnung war bei einem Verhältnis von 1:10 und 1:15 für beide Parasiten
am höchsten. Die Autoren untersuchten die Volumina unter einem Gitternetzbereich (0,15 ml),
unter zwei Gitternetzbereichen (0,3 ml), das Volumen einer kompletten Kammer (0,5 ml) und das
- 11 -
LITERATURÜBERSICHT
Volumen zweier kompletter Kammern (1,0 ml). Die besten Ergebnisse für beide Parasiten wurden
bei einem untersuchten Volumen von 1,0 ml ermittelt. Aus geringeren Volumina resultierte eine
falsch überhöhte Eizahl, welches die Autoren darauf zurückführen, dass sich die flotierten Eier
vermehrt im Zentrum der McMaster-Kammer sammeln, welches im (üblicherweise gezählten)
Gitternetzbereich liegt. Egwang und Slocombe (1981) untersuchten die Effektivität und Sensitivität
verschiedener Methoden, darunter einer modifizierten Cornell-McMaster- und einer modifizierten
McMaster-Methode, anhand von Kotproben mit 7, 30 und 60 H. contortus-Eiern pro Gramm Kot.
Bei 60 EpG wurde die Eizahl mit den untersuchten Verdünnungsmethoden tendenziell überschätzt
(Mittelwert 121) und mehr Eier wurden gefunden als mit anderen Techniken (88%). Die
modifizierte Cornell-McMaster-Methode fand Eier in 90 % und die modifizierte McMaster -
Methode in 100 % aller Proben. Bei 30 EpG waren alle untersuchten Techniken vergleichbar, mit
den Verdünnungstechniken wurden jeweils 67 % (modifizierte Cornell – McMaster - Methode) und
63 % (modifizierte McMaster - Methode) der Eier gefunden. Die modifizierte Cornell-McMaster-
Methode fand Eier in 40 % und die modifizierte McMaster-Methode in 100 % der Proben. Bei 7
EpG wurden mit der modifizierten Cornell-McMaster-Methode 94 % und mit der modifizierten
McMaster - Methode 16 % der Eier gefunden, erstere fand in 21 % der gesamten Proben Eier,
letztere in 11 %. Deplazes und Eckert (1988) validierten in einem Wiederauffindungsversuch die
McMaster-Methode nach Wetzel (1951) unter der Verwendung von 4 g Kot und 60 ml
Zinkchloridlösung (Dichte 1,4) anhand von Eiern von Taenia hydatigena. Sie mischten dazu
163.000 reife Eier in 15 ml Wasser in 80 g Kot homogen ein und erreichten so eine Eizahl von 1716
Eiern pro Gramm Kot. Aus den 80 g wurden 11 Stichproben gewonnen und untersucht. Die
wiedergefundene Eizahl in den 11 Proben betrug im Mittel 70 % (± 6) der eingerührten Eizahl. Der
Nutzen von Eizählungen im Kot von Tieren zur Abschätzung der Wurmbürde beruht auf der
Annahme einer Verhältnismäßigkeit zwischen gefundenen Eiern pro Gramm Kot und der Anzahl
der durch das Individuum beherbergten Helminthen. Männliche Würmer und immature Stadien
können aber aufgrund fehlender Eiausscheidung durch die Methode nicht erfasst werden.
Tatsächlich besteht daher vielmehr eine Korrelation zwischen adulten weiblichen Helminthen und
dem EpG-Wert (Gibson, 1965), welche allerdings durch den Einfluss unten genannter Kriterien sehr
starken Schwankungen unterliegt. Einzelne, individuelle Eizählungen haben wenig Aussagekraft,
die Höhe der Wurmbürde kann realistischer durch eine Serie von Zählungen über mehrere Tage
abgeschätzt werden, eine im Feld kaum zu erfüllende Maßgabe (Roberts et al., 1951). Trotz aller
- 12 -
LITERATURÜBERSICHT
Nachteile kann die McMaster-Methode eine wertvolle Hilfe in der Diagnostik sein, zum einen,
wenn ein ausführlicher Vorbericht der Krankengeschichte vorliegt und die Faktoren, welche die
Eiausscheidung beeinflussen, berücksichtigt werden (Gibson, 1965), zum anderen, wenn eine
genügend große Anzahl an Einzelproben aus einer Tiergruppe entnommen wird, bei der der
Wurmbefall ein Bestandsproblem darstellt (Roberts et al., 1951). Zu berücksichtigen ist hier, dass
oft nur eine geringe Anzahl der Tiere eine große Menge an Eiern ausscheidet, während der Großteil
eines Bestandes niedrige Eizahlen in den Fäzes aufweist (Borgsteede et al. 2000; Uhlinger, 1993).
- 13 -
LITERATURÜBERSICHT
2.1.3 Sedimentationsverfahren
Das Sedimentationsverfahren beruht prinzipiell darauf, dass Helmintheneier in Lösungen von
geringerer spezifischer Dichte absinken. In einer Kot-Wasser-Aufschwemmung sammeln sich die
Eier infolge dessen nach einer Sedimentationsphase am Grunde des Gefäßes. Die
Sedimentationszeit hängt dabei vor allem von dem spezifischen Gewicht der Eier ab. Durch
mehrmaliges Dekantieren der Wassersäule über dem Bodensatz können noch schwebende, leichtere
Kotbestandteile entfernt werden. Seiht man die Probe vor dem Sedimentieren zusätzlich durch ein
Sieb, werden größere Kotbestandteile zurückgehalten und die Suspension dadurch verfeinert. Dann
noch vorhandene Kotbestandteile im Sediment können die Beurteilung des Präparates erschweren.
Um die Eier optisch von ebenfalls sedimentierten Kottrümmern besser unterscheiden zu können,
können Färbemittel zugesetzt werden. Die reine Sedimentation hat sich nur zum Nachweis von
Trematodeneiern etabliert, die aufgrund ihrer hohen spezifischen Dichte sehr schwer sind und in
Wasser relativ schnell vor anderen Kotbestandteilen und Nematodeneiern sedimentieren. Außerdem
werden sie durch konzentrierte Flotationslösungen schnell zerstört oder so verändert, dass man sie
nur schwer diagnostizieren und differenzieren kann. (Van Someren, 1947, Happich und Boray,
1969).
Dieses Grundprinzip der Sedimentation wurde verschieden variiert:
Lutz (1893) siebte eine Kotaufschwemmung durch einen Gazefilter und ließ das Filtrat
sedimentieren. Dann spülte er das Sediment mit Wasser so oft aus, bis das Wasser klar blieb. In
dem so entstandenen Sediment wies er Leberegeleier in einem Objektträgerausstrich nach. Ehrlich
(1927) empfiehlt, 35–40 g Kot mit der 5–8 -fachen Menge Wasser aufzuschwemmen und durch ein
Sieb in eine Petrischale zu seihen. Abschließend soll die Suspension 10 min sedimentieren, danach
wird der Überstand so abgekippt, dass nur die am Boden haftende Schicht übrig bleibt, die dann
mikroskopisch untersucht werden kann. Benedek (1943) verrührte 5 g Kot mit 100 ml Wasser,
seihte die Suspension durch ein Sieb in ein Becherglas und ließ sie sedimentieren. Er stellte fest,
dass die Eier in einem 14 cm hohen Becherglas schon nach 2 min sedimentiert waren. Anschließend
wurde der Überstand dekantiert und 1–2 ml Bodensatz erneut mit 15 ml Wasser aufgeschwemmt.
Nach 3 Minuten wurde die Flüssigkeit wiederum bis auf 0,5 ml Sediment abgegossen, welches mit
1-2 Tropfen Karbolfuchsin versetzt wurde. Dieses Gemisch untersuchte er auf dem Objektträger.
- 14 -
LITERATURÜBERSICHT
Van Someren (1947) stellte eine spezielle Apparatur zum schnellen Nachweis von Fasciola- und
Paramphistomum-Eiern vor. Benedek und Nemeseri (1953) sedimentierten in einem Spitzglas,
dekantierten die Flüssigkeit, sedimentierten ein zweites Mal in einem Reagenzglas und untersuchten
anschließend das Sediment. Sie stellten fest, dass die Sedimentation nach 2 min beendet ist und sich
anschließend absetzende Fäzesteilchen die Eier wieder bedecken. Nach ihren Untersuchungen
bleiben ca. 35–45 % der Eier bei der Sedimentation in Spitzgläsern an den Wänden haften. Lechner
(1955) gab in seinen Untersuchungen der sog. Abschwemm-Methode vor anderen Methoden den
Vorzug. Er verrührte eine Menge zerkleinerten Kotes mit Wasser, seiht sie durch und läßt sie in
einer Petrischale 1 h sedimentieren. Der Überstand wird dekantiert. Nach seinen Untersuchungen ist
die Verwendung warmen Wassers nicht zu empfehlen. Er stellte fest, dass die Menge der Eier im
Kot annähernd im direkten Verhältnis zur Anzahl der Egel in der Leber des Wirtes stehen,
allerdings konnten 25 % der von ihm untersuchten egelbefallenen Schafe koprologisch nicht als
positiv erfasst werden. Er stellte eine starke jahreszeitliche Schwankung in der Ausscheidung der
Leberegeleier fest, so dass in den Monaten März/April der Einachweis bei 89 % der Probanden
gelang, während in den Monaten August/September nur 55,5 % der Fälle positiv waren. Teuscher
und Schuler (1959) favorisieren die von ihnen entwickelte Methode, welche auf Sedimentation und
Flotation in 44,4 %iger Zinksulfatlösung beruht. Diese eignet sich aber nur zum Nachweis von
Fasciola. Boray und Pearson (1960) schwemmten Kot auf und ließen ihn in einem Zylinder
sedimentieren, dessen Ende spitz ausgezogen war. Anschließend gossen sie das Wasser ab und
verbrachten den Bodensatz in ein Reagenzglas, wo er mit Wasser nochmals aufgeschwemmt wurde.
Nach 3 min Sedimentation wurde mittels einer Pipette ein Teil des Bodensatzes auf einen
Objektträger verbracht. Die Autoren bewiesen in Blindversuchen, dass Leberegeleier nach 3 min in
reinem Wasser zu 98 % am Boden des Zylinders sedimentiert sind. Bei natürlich infiziertem Kot
lagen die Ergebnisse nur geringfügig niedriger. Bei Einsatz eines Gefäßes, dessen Wände schräg
waren, blieben 35–45 % der Eier bei der Sedimentation an diesen hängen. Döbel (1963) untersuchte
26 Methoden zum Nachweis von F. hepatica–Eiern, darunter 10 Sedimentationsverfahren. Als
beste Methode für wissenschaftliche Untersuchungen befand sie die Methode nach Boray und
Pearson (1960). Mit ihr konnte sie im Mittel 98 % der zugefügten Eier nach einer
Sedimentationszeit von 3 min nachweisen und diese Methode lieferte sehr gute quantitative
Ergebnisse. Nemeseri und Gesztessy (1965) ließen 2 x à 5 min sedimentieren und verbrachten vom
letzten Sediment 0,15 ml auf einen Objektträger. Henrikson (1966) ließ 2 x 10 min sedimentieren
- 15 -
LITERATURÜBERSICHT
und brachte nach Aufschwemmen des Bodensatzes mit Färbemittel schwere Kotpartikel durch
leichtes Routieren zur Ablagerung. Die noch schwebenden Leberegeleier dekantierte er in ein
Reagenzglas und ließ sie dort 3–4 min sedimentieren. Happich und Boray (1969) verglichen die
Flotationsmethode nach Whitlock (1950) mit der Sedimentation nach Boray und Pearson (1960).
Sie stellten fest, dass in Fällen, in denen die Fäzes unter 1000 EpG enthielten, die
Sedimentationsmethode die sensitivere und genauere Methode zum Nachweis von Trematodeneiern
ist. Adulte Rinder wiesen aufgrund ihrer Immunitätslage eine gewisse Resistenz gegenüber der
Infektion mit Trematoden auf und scheiden deshalb in der Regel eine geringe Eizahl aus, so dass
die Sedimentationsmethode im Allgemeinen die zuverlässigere Methode in der Trematoden-
Diagnostik ist. Die Autoren zeigten, dass etwa ein Drittel der im Kot enthaltenen Eier durch die
Methoden gefunden wurde. Sie empfahlen daher, bei quantitativen Studien einen
Multiplikationsfaktor von 3 anzuwenden. Des Weiteren untersuchten sie den Zusatz von
Detergentien bei der Sedimentationsmethode, kamen aber zu dem Schluß, dass die dadurch erhöhte
Wiederfindungsrate durch die ebenfalls größere Menge an Kottrümmern, welche das Auszählen
sehr erschweren, nicht zum Vorteil gereicht.
Das Anfärben des Sedimentes erleichtert das Auffinden der Eier in den ebenfalls sedimentierten
Kottrümmern. Benedek (1943) nutzte zum Anfärben der Kotbestandteile Karbol-Fuchsin, welches
Kotteile rot anfärbt. Die Leberegeleier stellen sich dagegen im Kontrast gelbgrün dar. Pusch et al.
(1950) färbten die Eier mit 2 %iger wässriger Eosinlösung grün, wodurch sie sich gegen den rötlich
gefärbten Rest des Sedimentes abheben. Lechner (1955) färbte das Sediment seiner Abschwemm-
Methode mit einigen Tropfen Tinte. Boray und Pearson (1960) und McGaughey und Hatch (1964)
verwendeten wenige Tropfen Methylenblaulösung, welche die Kotbestandteile bläulich färben und
von denen sich die Leberegeleier dann goldgelb abheben. Henrikson (1966) färbte mit
Malachitgrün, welches den Kot grünblau färbt, während die Eier gelblich bleiben.
McCaughey und Hatch (1964) verglichen das Verfahren nach Boray und Pearson (1960) mit sechs
weiteren Methoden zum Nachweis von Fasciola-Eiern. Sie stellten fest, dass die Methode von
Boray und Pearson (1960) die sensitivste war, mit der sie die meisten positiven Ergebnisse bei einer
Eizahl von unter 2 EpG erreichten. Bei Eizahlen über 2 EpG erreichten sie auch mit
Modifizierungen der Methode nach Boray und Pearson (1960), mit der Methode nach Dennis, Stone
und Swanson (1954) und mit einer modifizierten einfachen Sedimentation durchgehend positive
Resultate. Nickel (1962) führte Untersuchungen durch, in denen er 10 g Kot mit einer vorher
- 16 -
LITERATURÜBERSICHT
abgezählten Menge Eier versetzte. Mit dem Sedimentationsverfahren nach Benedek und Nemeseri
(1953) erhielt er bei 11–20 Eiern in 10 g Kot (1,1–2 EpG) in 75 % der untersuchten Proben positive
Befunde. Ab 30 Eiern in 10 g Kot (3 EpG) waren alle Proben sicher positiv. Mit der quantitativen
Methode nach Stoll (1923) konnten von ihm bis 100 Eier in 10 g Kot (10 EpG) nicht nachgewiesen
werden. Bei 100–300 Eiern (10–30 EpG) wurden nur einzelne Proben als positiv erkannt. Erst ab
400 Eiern (40 EpG) in 10 g Kot konnten in allen Proben Eier nachgewiesen werden. Mit höherem
Eigehalt näherten sich die Befunde mehr und mehr den realen Werten. Eine längere
Sedimentationszeit als 3 min hält Nickel (1962) für ungünstig, da sich dann auch vermehrt
Kotbestandteile absetzen und mit den sedimentierten Eiern vermischen. Er untersuchte ebenfalls ein
kombiniertes Sedimentations-Wasserglas-Flotationsverfahren, mit welchem er gute Resultate
erzielte (ab 31 Eier in 10 g Kot waren alle Proben positiv), welches aber in Arbeitsmaterial und
Aufwand dem Sedimentationsverfahren unterlegen war. Six (1968) untersuchte eine Abwandlung
des Benedek´schen Verfahrens, bei dem er an Stelle von reinem Wasser eine schwache
Detergentienlösung verwendete. Mit dieser Modifikation waren in künstlich infiziertem Kot bei 4
Eiern in 40 g Kot (0,1 EpG) alle 5 untersuchten Proben negativ, und ab 35 Eiern in 40 g Kot (0,9
EpG) alle 5 Proben positiv. Conceicao et al. (2002) evaluierten eine modifizierte Methode der
Sedimentationsmethode nach Gonzalez-Lanza et al. (1989) zum Nachweis von boviner Fasciolose.
Die Sensitivität der Methode lag bei mehr als 1,5 EpG bei 100 %, bei weniger als 1,5 EpG bei
33,3 %. Bei geringen Eizahlen empfahlen sie deshalb, die zu untersuchende Kotmenge auf 30 g zu
erhöhen.
- 17 -
LITERATURÜBERSICHT
2.1.4 Auswanderverfahren nach Baermann
Beim Auswanderverfahren macht man sich die Eigenschaft lebender Nematodenlarven zu Nutze,
aus Kot- und Erdproben in umgebendes Wasser auszuwandern. Da diese nach dem Auswandern
aufgrund der Schwerkraft in Wasser absinken, kann man sie leicht in einem konisch zulaufenden
Gefäß anreichern.
Das Auswanderverfahren wurde erstmalig von Baermann (1917) zum Nachweis von
Hakenwurmlarven aus Erdproben beschrieben. Er nutzte einen Glastrichter, auf dessen Stutzen ein
Gummischlauchstück gestülpt war, das er mit einer Klemme verschloss. Der Trichter wurde bis
knapp unter den Rand mit gefiltertem, sterilisiertem Wasser gefüllt. Im oberen Teil des Trichters
platzierte er ein Sieb mit 1 mm Maschenweite, bedeckt durch ein grobes Tuch, im Wasser, in dem
sich die zu untersuchende Kot- oder Erdprobe befand. Proben wurden durch Lösen der Klemme aus
dem Gummistutzen entnommen und auf das Vorhandensein von Larven untersucht. Dieses
Verfahren hat sich seit dem als weit verbreitete Technik zur Auffindung von Larven parasitischer
Helminthen aus Kot-, Erd- und Grasproben etabliert.
Cort et al. (1922) untersuchten einige Variablen der Methode zur Diagnose von Hakenwurmlarven
aus Erdproben. Sie stellten fest, dass das verwendete Wasser mindestens 10° F (=5,5° C) wärmer
als die Erdprobe sein muss. Aus groben Erdproben konnten sie eine höhere Prozentzahl an Larven
anreichern als aus fein zerteilten. Eine geringfügig höhere Prozentzahl an Larven konnten sie aus
feuchter im Vergleich zu nasser Erde gewinnen. Nach ihren Untersuchungen wandern die meisten
Larven in den ersten 6 Stunden aus. Unter günstigen Bedingungen fanden die Autoren im
Durchschnitt 52 % der Larven aus den Proben, wobei der Prozentsatz der gefundenen Larven in den
einzelnen Proben großen Schwankungen unterlag. Stoll (1923) infizierte 100 g–Proben
unterschiedlicher Erdtypen künstlich mit einer bekannten Anzahl Hakenwurmlarven. Mit dem
Auswanderverfahren nach Baermann lag die Wiederfindungsrate aus den Humusproben bei 90–
95 %, aus Sand- und Lehmbodenproben bei 80 % und aus Tonerde bei 33–50 %. Cort et al. (1926)
beschreiben eine Wiederfindungsrate von 58,1±1,6 % nachdem sie 200 g-Proben eines Lehmbodens
mit 1900–3750 Larven von Ancylostoma und Necator infizierten. Die Wassertemperatur betrug
45° C, die Trichter wurden über Nacht inkubiert, die Lufttemperatur betrug 27–32° C. Parnell
(1936) isolierte Larven von Pferdestrongyliden mit der Apparatur nach Baermann und infizierte
- 18 -
LITERATURÜBERSICHT
dann mit den gewonnenen Larven in bekannter Menge 40 g-Proben sterilisierten Pferdekotes.
Anschließend bestimmte er die Wiederfindungsrate mit der Auswandermethode. Untersucht wurden
jeweils 500 ml eines Ansatzes. Bei Proben, die er mit 75–100 Larven infizierte, betrugen die
Wiederfindungsraten 12,5, 25 und 45 %. Bei den Proben, die er mit 700–1000 Larven infizierte,
fand er 35, 35 und 50 % wieder und bei den Proben der Infektionsdosis mit mehr als 10.000 Larven
betrug die Wiederfindungsrate 45, 65 und 90 %. Kauzal (1940) untersuchte verschiedene Einflüsse
auf die Effektivität der Methode. Er nutzte dazu Larven von H. contortus und Trichostrongylus spp.
Im Vergleich zu 37° C warmem Wasser konnte er mehr Larven wiederfinden, wenn das genutzte
Wasser Raumtemperatur hatte (15–22° C). Bei der Untersuchung verschiedener Probenmengen und
Trichtergrößen betrug die durchschnittliche Wiederfindungsrate eines 6-Inch-Trichters (1 Inch =
2,54 cm) mit einer 50 g-Erdprobe 33,6 %, mit einer 100 g-Erdprobe 17 %. Die Verwendung eines
9-Inch-Trichters mit einer 100 g-Erdprobe erbrachte eine durchschnittliche Wiederfindungsrate von
43 %. Die Inkubationszeit betrug bei allen Untersuchungen 48 Stunden. In weiteren Experimenten
erzielte er bei der Verwendung eines Drahtnetzes, auf dem die Probe platziert wurde, eine
Wiederfindungsrate von 36,7 %, ohne Drahtnetz 58,3 %. Generell zieht er das Fazit, dass mit dieser
Methode nur ein niedriger Prozentsatz der Larven entdeckt wird und dieser in individuellen
Experimenten stark schwankt. Dinaburg (1942) untersuchte die Effizienz der Baermann-Apparatur,
ebenfalls am Beispiel von H. contortus. Er bestimmte den Prozentsatz wiedergefundener
ausgewanderter Larven und schuf unterschiedliche Voraussetzungen, indem er Larven aus einer
Kultur entweder direkt auf ein Tuch über dem Sieb im Baermann-Trichter pipettierte oder auf dem
Tuch zuvor eine Schafkot- bzw. Lehmbodenprobe (100 g) platzierte, die dann mit den Larven
künstlich infiziert wurde. Aus derselben Kultur wurden zwei Fläschchen mit Kontrollproben befüllt.
Die Versuche wurden alle bei 40° C Wassertemperatur mit 7 5/8-Inch Glastrichtern unter gleichen
Rahmenbedingungen und mit gleichen sonstigen Materialien durchgeführt. Die Inkubationszeit
betrug 48 Stunden. In 7 Experimenten mit 150 bis 420 Larven betrug der durchschnittlich
wiedergefundene Prozentsatz nur durch das Tuch ausgewanderter Larven 24 %, aus der
Lehmbodenprobe 11 % und aus Schafkot 5 %. Die Ergebnisse schwankten bei den nur auf das Tuch
pipettierten Larven zwischen 3–45 %, bei der Bodenprobe zwischen 0–31 % und bei der Kotprobe
zwischen 0–23 %. In den Experimenten, bei denen mit 600 bis 95.400 Larven beimpft wurde,
betrug die durchschnittliche Wiederfindungsrate aus dem Tuch 69 %, aus Erde 34 % und aus
Schafkot 11 %. Todd et al. (1970) evaluierte die Methode nach Baermann mit infektiösen Larven
- 19 -
LITERATURÜBERSICHT
von H. contortus. Er untersuchte den Einfluß der Inkubationszeit, des Filtertypes, der Temperatur,
der Lösung, der Beleuchtung, der Trichtergröße, der Menge und Länge von Grasproben, des
Gewichtes und der Beschaffenheit von Erdproben auf die Wiederfindungsrate der Larven. Seine
Untersuchungen ergaben, dass bei der Verwendung von Mullgaze ein höherer Prozentsatz Larven
auswanderte als bei der Verwendung von Zellstoff. Ebenfalls mehr Larven wanderten bei einer
Wassertemperatur von 4, 10, 20 und 25° C aus als bei 30–50° C. Leitungswasser, physiologische
Kochsalzlösung, Ringerlösung und 0,2 %ige Salzsäure erwiesen sich als gleich gute Medien,
während ein nichtionisches und zwei anionische Detergentien als unzureichend eingestuft wurden
und in einigen Konzentrationen toxisch für die Larven waren. Zwischen den Lichtverhältnissen
(hell und dunkel) ergaben sich keine signifikanten Unterschiede in der Wiederfindungsrate.
Versuche, in denen verschiedene Trichtergrößen verwendet wurden, zeigten, dass mit
zunehmendem Trichterdurchmesser die Zahl der gefundenen Larven abnahm. Ebenso sank die
wiedergefundene Larvenzahl mit steigendem Gewicht einer Grasprobe. Walters und Andersen
(1973) stellten eine Modifikation der Baermann-Methode mit Einwegmaterialien vor. In ihrem
Artikel weisen sie auf die Komplikationen in der Diagnose von D. viviparus hin, wenn Larven
anderer Arten ebenfalls präsent sind. Um diese Schwierigkeiten zu minimieren, empfehlen sie den
zu untersuchenden Kot rektal zu entnehmen und frisch zu untersuchen (die Kontamination mit
Larven wie denen von Strongyloides papillosus, welche innerhalb von 12 h schlüpfen, soll
vermieden werden). Sollte eine sofortige Untersuchung nicht möglich sein, muss die Probe gekühlt
werden, welches die Zahl der Lungenwurmlarven zwar reduzieren kann, aber das Schlüpfen bzw.
die Embryonierung vorhandener Eier anderer Parasiten verzögert. Andersen und Walters (1973)
untersuchten die Effizienz der Baermann-Methode in der Wiederfindung von D. viviparus Larven
aus Rinderkot. Sie evaluierten die Methode bei 10 unterschiedlichen Temperaturen (5, 10, 15, 20,
25, 30, 35, 40, 45 und 50° C) und untersuchten die Proben am 1. Tag in vierstündigen Abständen,
danach für drei weitere Tage einmal täglich. Die maximale Wiederfindungsrate erreichten sie bei
25° C. Bei dieser Temperatur waren nach 8 h 42 % der insgesamt in 24 h ausgewanderten Larven
wiederzufinden, nach 12 h 79 % und nach 20 h 99 %. Nach einem Zeitraum von 24 h konnten keine
lebenden Larven mehr gefunden werden, wenige tote gefundene Larven fanden keinen Eingang in
die Bewertung. In zusätzlichen Experimenten fanden die Autoren im Dunkeln 91 % der unter
gleichen Bedingungen bei künstlichem Licht gefundenen Larven. Im Vergleich zu einer Lage
Zellstoff konnten bei Verwendung von einer Lage Mullgaze 82 % der mit Zellstoff ermittelten
- 20 -
LITERATURÜBERSICHT
Larven gefunden werden. Der Gebrauch von Einwegsektgläsern im Vergleich zu 3-Inch-
Glastrichtern verschlechterte die Ergebnisse ebenfalls, mit den Sektgläsern wurden 87 % der per
Glastrichter ermittelten Larven gefunden. Cremers (1981) untersuchte die Auswirkung der
Lagerung auf die Auswanderung der Larven von D. viviparus. Er stellte fest, dass bereits nach
einem Tag Lagerung der Kotprobe in einem Plastikbeutel bei Raumtemperatur die Anzahl
ausgewanderter Larven deutlich abnahm. Eine große Anzahl Larven ließ sich dagegen an den
Wänden des Plastikbeutels finden. Wurde die Kotprobe bei 4–6° C gelagert, so fanden sich mehr
Larven im Kot, welches der Autor auf die geringere Motilität der Larven bei niedrigeren
Temperaturen zurückführt, während die Larven bei Raumtemperatur in das an den Wänden des
Plastikbeutels kondensierte Wasser auswandern. Er empfahl deshalb, Kotproben immer sofort zu
untersuchen. Falls dies nicht möglich ist, sollte die Kotprobe bis zu ihrer Untersuchung in einem
Kühlschrank gelagert werden. Ist eine Lagerung bei Raumtemperatur unumgänglich (z.B. wenn die
Proben auf dem Postweg versendet werden), so sollte man das Behältnis, in dem die Kotprobe
eingeschickt wird, ebenso wie die Kotprobe auf Larven untersuchen. Wird die Kotprobe für eine
längere Zeit gelagert, so verfügen die Larven für das Auswanderverfahren nach Baermann nicht
mehr an ausreichend Motilität. Fox (1981) verbesserte die Anzahl an Larven, die mit der Methode
nach Baermann gefunden werden konnten, indem er die Kotproben bei 8° C für 1–2 Wochen
lagerte. Er beobachtete, dass sich im frisch gesammelten Kot nur Larven I befanden, während nach
6–7 Tagen Lagerung bei 8° C ein Teil der Larven gehäutet hatte. Eine weitere Woche später hatten
sich die meisten Larven gehäutet. Der Autor hält es für möglich, dass die gehäuteten Larven II von
D. viviparus über eine größere Motilität verfügen als die Larve I und aufgrund dessen eine größere
Anzahl Larven aus dem Trichter auswandert. Dies bedeutet eine gesteigerte Sensitivität des
Auswanderverfahrens nach Baermann nach einer Lagerung der Kotproben bei 8° C für 10 Tage.
Samuel und Gray (1982) evaluierten die Baermann-Methode mit Larven I von Parelaphostrongylus
odocoilei (vom Maultierhirsch, Odocoileus hemionus hemionus) und Protostrongylus spp. (vom
amerikanischen Mufflon, Ovis canadensis) hinsichtlich des Effektes der Kotbeschaffenheit und -
menge, der Zeit, der Trichtergröße und Wassermenge auf die Widerfindungsrate von Larven. Die
höchste Wiederfindungsrate von P. odocoilei resultierte aus 10 g frischem Kot mit 100 ml Wasser
in einem Glastrichter mit 10–15 cm Durchmesser nach 24 h. Die höchste Wiederfindungsrate von
Protostrongylus spp. Larven erhielten die Autoren mit 10 g leicht zerdrückten, trockenen
Kotbohnen mit 280 oder 490 ml Wasser in einem Glastrichter mit 15 cm Durchmesser nach 24 h.
- 21 -
LITERATURÜBERSICHT
Rode und Jorgensen (1989) untersuchten an rektal gewonnenen Kotproben von Kälbern (infiziert
mit D. viviparus), Lämmern (infiziert mit D. filaria) und Pferden oder Eseln (infiziert mit D.
arnfieldi) den Einfluss der Temperatur vor der Untersuchung der Proben und die Zeit, die die
unterschiedlichen Larven zur Auswanderung und Sedimentation aus einer 10 g-Probe benötigen.
Die Wiederfindungsrate für D. viviparus betrug bei 4° C oder 16° C nach 24 h ungefähr 80 %, bei
einer Temperatur von 20° C nur noch 40 %. Nach 48 Stunden bei 20° C konnten nur noch 20 %
wiedergefunden werden. Hier bestätigen die Autoren die Ergebnisse von Cremers (1981), nach
denen der diagnostische Wert einer im Baermann-Trichter untersuchten Probe rapide sinkt, wenn
die Probe länger als wenige Stunden bei Raumtemperatur gelagert wird. Larven von D. viviparus
verblieben nach Ansetzen einer Probe im Baermann-Trichter für ca. 10 h in den Fäzes. Jorgensen
(1980) geht davon aus, dass es sich bei dem Entwicklungsstadium in frischen Fäzes bereits um die
Larve II handelt, welche sich noch von der alten Scheide befreien muss, bzw. sich gerade häutet
oder um die Larve I in einem Stadium der Inaktivität, welches der Häutung vorausgeht. Deshalb
zeige sie bei der Untersuchung im Baermann-Trichter eine geringere Motilität als die Larven von D.
filaria und D. arnfieldi und wandere in Folge weniger schnell aus. Die Wiederfindungsraten für
Larven von D. filaria sanken innerhalb der ersten 12 h bei 4° C, 16° C und 20° C so ausgesprochen
deutlich, dass eine Lagerung, auch im Kühlschrank, nicht empfohlen werden kann, da sie zum
Verlust eines Großteils der Larven führt. Die Autoren postulieren deshalb, dass ein diagnostischer
Wert nur besteht, wenn die Probe sofort nach der Entnahme untersucht wird. Im Baermann-Trichter
angesetzt verlassen die Larven die Kotprobe innerhalb der ersten paar Stunden. In der
Wiederfindung von D. arnfieldi zeigten sich nach 48 h bei 4° C keine signifikanten Verluste, jedoch
bei 16° C und 20° C. Eine Untersuchung dieser Kotproben kann deshalb 1–2 Tage aufgeschoben
werden, vorausgesetzt, die Lagerung erfolgt in einem Kühlschrank. Diese Larven liegen in der
Auswanderungszeit zwischen den beiden erstgenannten. Diese Beobachtung stimmt mit der
Feststellung von Andersen und Fogh (1981) überein, dass die Larven von D. arnfieldi zum Großteil
im Dickdarm des Wirtes schlüpfen oder kurz darauf, so das es sich bei der Untersuchung im
Baermann-Trichter um frisch geschlüpfte erste Larven handelt. Diese wandern schnell aus,
allerdings langsamer als die Larven von D. filaria. Es ist anzunehmen, dass die Sedimentationszeit
der Larven durch einen kombinierten Effekt aus deren spezifischen Gewicht, Größe und Motilität
beeinflusst wird. In diesem Zusammenhang ist zu erklären, warum die relativ großen Larven von D.
filaria mit großer Motilität im Vergleich zu den kleineren Larven von D.viviparus und D. arnfieldi
- 22 -
LITERATURÜBERSICHT
schneller sedimentieren. Die Larven von D. arnfieldi sind von ähnlicher Größe wie die von D.
viviparus, verfügen aber über wesentlich lebhaftere Motilität, was ihre vergleichsweise schnelle
Sedimentation erklären könnte. Eysker (1997) infizierte 20 Kälber (3–4 Monate alt) experimentell
mit 20 D. viviparus Larven und stellte eine hohe Sensitivität (zwischen 5 und 7 Wochen nach der
Erstinfektion kann die Präsenz von nur einem weiblichen Wurm detektiert werden) der Baermann-
Methode für patente Infektionen (3,5–4 Wochen nach der Infektion und später) in Jungrindern bei
der Verwendung einer 30 g-Kotprobe fest. Er konnte bei max. 19 weiblichen Würmern/Kalb bis zu
300 Larven/30 g Kot finden. Die hohe Sensitivität erhält sich über ca. 3 Monate nach der
Erstinfektion und ist nur gültig für Erstinfektionen in jungen Tieren. Bei älteren Tieren liegt die
Sensitivität weitaus niedriger (1 Larve/30 g Kot, Eysker et al. 1994). Der Autor bestätigte die
Ergebnisse von Cremers (1981), Fox (1981) und Rode und Jorgensen (1989). Er sprach sich bei der
Untersuchung von Kotproben auf Lungenwürmer für den Gebrauch steil abfallender
Glasmaterialien, die frühestmögliche Untersuchung der Proben, falls dies nicht möglich ist für die
Kühlung, die Inkubation im Baermann-Trichter über Nacht und eine genügend große Probenmenge
aus. Hernández-Chavarria und Avendano (2001) verglichen die Standardmethode nach Baermann
mit der Agarplattenmethode, dem direkten Ausstrich und einer Modifikation der Baermann-
Methode anhand von Strongyloides stercoralis. In ihren Untersuchungen waren die Baermann-
Methode bzw. ihre Modifikation die sensitivsten Methoden.
- 23 -
LITERATURÜBERSICHT
2.1.5 Interpretation der durch Kotuntersuchungstechniken gewonnenen
Ergebnisse
Bei der Interpretation der durch Kotuntersuchungstechniken gewonnenen Ergebnisse sind einige
Faktoren, welche das Ergebnis beeinflussen, zu berücksichtigen. Diese ergeben sich zum einen aus
Schwankungen in der Eiausscheidung durch den Wirt und zum anderen aus Varianzen in der
Methode auch unter standardisierten Bedingungen.
Die Eiausscheidung durch den Wirt schwankt innerhalb eines Tages und von Tag zu Tag, selbst
unter kontrollierten Bedingungen (Roberts et al., 1951; Düwel und Reisenleiter, 1990), sowie
jahreszeitlich (Michel, 1968). Sie hängt zum einen von der Produktivität und Regelmäßigkeit des
Eiabsatzes durch die weiblichen Helminthen ab, welche maßgeblich durch Faktoren wie Alter und
Anzahl der Helminthen, Immunitätslage und Allgemeinzustand (Roberts et al.,1951; Michel, 1968;
Egwang, 1980), Genetik (Gasbarre et al., 2001) und Alter des Wirtes (Herlich, 1960; Waruiru et al.,
2000) sowie durch Umweltfaktoren (Dimander et al., 2003) und die Gabe von Anthelminthika
(Gibson, 1965) beeinflusst wird. So scheiden z.B. weibliche Würmer in Kälbern mehr Eier aus als
in adulten Tieren, weil erstere noch keine Immunität ausgebildet haben (Herlich, 1960) und in
Schafen und Schweinen einige Wochen prae und post partum, da der hohe Energiebedarf den
Körper unter Stress setzt, infolge dessen die Abwehrkräfte nachlassen (Field et al. 1960; Connan,
1967; Schillhorn van Veen et al., 1978). Dieses wird auch bei Rindern beobachtet, welche in der
späten Trächtigkeit und in der Laktation in ihrer Immunantwort gegen den Parasiten suprimiert sind
(Gutierres et al., 1979). Ein immunes Tier kann Träger einer großen Helminthenpopulation sein und
trotzdem eine geringe Anzahl an Eiern pro Gramm Kot ausscheiden und einige Anthelminthika
können die Ausscheidung von Eiern durch die Helminthen hemmen (Gibson, 1965). Zum anderen
beeinflussen auch Faktoren wie die Menge und Qualität des Futters und die Kotkonsistenz (Peters
und Leiper, 1940; Roberts et al., 1951; Kelley, 1955; Gibson, 1965) die Eiausscheidung durch den
Wirt. Nilsson et al. (1995) konnten für A. perfoliata zeigen, dass die Eier nicht in allen
Kotportionen gleichmäßig verteilt ausgeschieden werden. Der Möglichkeit aus der Anzahl
ausgeschiedener Wurmeier Rückschlüsse auf Befallsintensität oder Behandlungsnotwendigkeit zu
ziehen, sollte daher mit Vorsicht begegnet werden. Proudman und Edwards (1992) zeigten, das die
ausgeschiedene Zahl von Eiern von A. perfoliata nicht mit der vorhandenen Wurmbürde korreliert.
- 24 -
LITERATURÜBERSICHT
Nazzaro (1979) konnte für T. vulpis zeigen, dass die Eizahl pro Gramm Kot zwar mit zunehmender
Wurmbürde steigt, aber nicht proportional. Michel (1968) zeigte anhand von mit Ostertagia
ostertagi infizierten Kälbern, dass die ausgeschiedene Eizahl pro Gramm Kot bei allen Tieren
gleich war, unabhängig vom Grad der Wurmbürde. Herd (1992) mass der gemessenen Eizahl pro
Gramm Kot bei Pferden geringe Bedeutung zu, da hier ebenfalls die Eizahl pro Gramm Kot nicht
mit der Wurmbürde des Wirtes korrelieren. Jungersen et al. (1997) zeigten für A. suum, dass falsch
negative Ergebnisse dadurch entstehen können, dass bei Infektionen mit nur einem Wurmgeschlecht
oder mit immaturen Würmern keine Eier ausgeschieden werden. Das gleiche gilt für alle anderen
Parasiten. Die Ausscheidung nur geringer Eizahlen wird durch die koproskopischen Methoden nicht
sicher erfasst und kann ebenfalls zu falsch negativen Ergebnissen führen. Falsch positive
Ergebnisse bei der koproskopischen Untersuchung auf A. suum können aus der Aufnahme und
intestinalen Passage unembryonierter Eier, welche von infizierten Schweinen ausgeschieden
wurden, durch nicht infizierte Tiere im gleichen Stall resultieren. Die Anzahl falsch positiver
Eizählungen beruht dann auf Kontakten mit A. suum-positiven Fäzes infizierter Tiere (Eriksen et al.,
1992) und somit auf Haltungsform und -hygiene (Boes et al., 1997).
Die Ausscheidung der Larven von D. viviparus unterliegt ähnlichen Faktoren. Die meisten Larven
werden im Frühjahr ausgeschieden, erstinfizierte Jungrinder scheiden größere Larvenmengen pro
Gramm Kot aus als ältere Tiere (Eysker et al., 1994). Die Menge der ausgeschiedenen Larven hängt
auch von der Schwere der Infektion, der Regelmäßigkeit, mit der ein infiziertes Tier hustet und der
Anzahl der dabei abgeschluckten Larven ab. So werden, unabhängig vom Zeitpunkt der
Probennahme, in den meisten Fällen bei weniger als 30 % der Tiere einer infizierten Herde
Lungenwurmlarven von D. viviparus gefunden (Walters und Andersen, 1973). Duffy et al (1999)
beschrieben die Entstehung falsch positiver Ergebnisse in der Diagnose der Protostrongylose bei
Cerviden mit der Methode nach Baermann. Sie konnten zeigen, dass die Larven I von
Parelaphostrongylus tenuis, welche durch Regenwasser gut aus dem Kot infizierter Tiere
ausgewaschen werden, die Magen-Darm-Passage nach oraler Aufnahme durch ein nicht infiziertes
Tier unbeschadet lebend überstehen und anschließend in dessen Kot nachgewiesen werden können.
Schwankungen in den Ergebnissen von Eizählungen und Unterschiede in der qualitativen Diagnose
von Helminthosen können neben Varianzen aufgrund falscher Probennahme oder Laborfehler
- 25 -
LITERATURÜBERSICHT
(Ward, 1997) auch in der Methode begründet sein, zum einen durch die Varianz innerhalb einer
Methode, zum anderen durch Modifikationen in der Durchführung.
Die Varianzbreiten innerhalb der oben beschriebenen Methoden sind bisher nur bei der McMaster-
Methode untersucht worden. Peters und Leiper (1940) untersuchten die Schwankungsbreite in
Eizählungen mittels der Verdünnungsmethode nach Stoll. Sie werteten die Ergebnisse
aufeinanderfolgender Zählungen derselben Kotsuspension aus und stellten fest, dass der
Variationskoeffizient (std/meanX100) zwischen 10 % bei hohen und 80 % bei niedrigen Eizahlen in
der Suspension variiert. Andererseits nimmt die Standardabweichung mit zunehmender
Durchschnittseizahl zu. Diese starken Schwankungen stellen Resultate der Untersuchungen zur
Effektivität von Anthelminthika und Resistenzstudien in Frage, da nicht differenziert werden kann,
ob die Reduktion der gefundenen Eier im Kot durch eine tatsächliche Eizahlreduktion verursacht
oder nur Folge der großen Schwankungsbreite innerhalb der Methode ist. Sie liegen allen
Experimenten, die sich der Verdünnungstechniken bedienen, zu Grunde. Peters und Leiper (1940)
untersuchten weitere Faktoren, welche die Ergebnisse einer Studie beeinflussen könnten, nämlich
die Schwankungen der Ergebnisse in Kotportionen von Tag zu Tag und in unterschiedlichen Proben
derselben Kotportion. Ebenfalls untersucht wurden Unterschiede in den Ergebnissen gleicher
Proben, welche zum einen mit der Stoll- und zum anderen mit der McMaster-Methode untersucht
wurden. Für letztere Untersuchung wurde für den Vergleich ein Standardergebnis mittels einer
Methode zur Eikonzentration (Flotation mit Zuckerlösung) formuliert. Es wurde gezeigt, dass die
Schwankungen von einem Tag auf den anderen und von einer Probe zur nächsten der gleichen
Kotportion signifikant größer waren als die Schwankungen der Eizahl in unterschiedlichen
Zählungen der gleichen Suspension. Die Schwankung der Ergebnisse aus Kotproben welche zu
unterschiedlichen Tageszeitpunkten gewonnen wurden, unterschieden sich an den meisten Tagen
signifikant, während die Unterschiede von Probe zu Probe der gleichen Portion bis auf eine
Ausnahme nicht signifikant waren. Mit der McMaster Methode ließen sich signifikant höhere
Eizahlen nachweisen als mit der Methode nach Stoll. Im Vergleich mit den durch die
Konzentrationsmethode ermittelten Ergebnissen konnte jedoch keine Aussage getroffen werden,
welche der beiden Methoden genauer arbeitet. Peters und Leiper (1940) konnten zeigen, dass die
Ergebnisse der Methode nach Stoll sowie die Ergebnisse, welche mit der McMaster-Methode erzielt
wurden, der Poissonverteilung entsprechen und somit als zuverlässig zu beurteilen sind. Sie weisen
jedoch darauf hin, dass in Experimenten, in welchen Verdünnungstechniken verwendet werden,
- 26 -
LITERATURÜBERSICHT
unbedingt die Probleme der Variation innerhalb der Methode berücksichtigt werden müssen, so
dass etwaig auftretende signifikante Unterschiede zwischen Proben eingeschätzt werden können.
Deshmukh et al. (1980) verglich ebenfalls die Stoll- mit der McMaster-Methode. Beide Methoden
ergaben ähnliche Ergebnisse, welche sich nicht signifikant unterschieden. Er kam jedoch zu der
Schlussfolgerung, dass die Methode nach Stoll sensitiver ist als die McMaster-Methode, da durch
sie in allen Proben Eier nachgewiesen wurden, während mit der McMaster-Methode 4 von 25
Fällen nicht erkannt wurden.
Rossanigo und Gruner (1991) verglichen die Effizienz der McMaster-Methode modifiziert nach
Raynaud (1970) mit einer Extraktionsmethode für Helmintheneier (EE), welche die mehrfache
Zentrifugation mit MgSO4--Lösung beinhaltet. Verwendet wurden acht verschiedene Nematoden
von Schafen, Rindern und Rotwild. Nur 16,5 % der Eier wurden mit der McMaster-Methode
unabhängig von der Helminthenart und der Eianzahl gezählt. Der durchschnittliche
Variationskoeffizienz lag bei 24,4 %, bei der EE-Methode nur bei 8,9 % . Wie auch Peters und
Leiper (1940) und Mes (2003) stellten die Autoren fest, dass die Variabilität bei geringen Eizahlen
besonders groß ist. Uhlinger (1993) untersuchte die Spannweite der mit McMaster ermittelten
Ergebnisse mittels zehn Untersuchungen der gleichen Kotprobe. Sie mischte in der McMaster-
Methode 1g Kot mit 30 ml gesättigter NaCl-Lösung, schüttete die Lösung durch ein Sieb und füllte
die Zählkammer mit 0,15 ml der erhaltenen Lösung. Das Ergebnis berechnete sie, indem sie die
gezählten Eier mit 100 multiplizierte. Sie stellte eine schlechte Reproduzierbarkeit der Ergebnisse
fest. Ihre statistischen Erhebungen ergaben eine geringe Zuverlässigkeit der Methode, welche sich
durch Unterschiede zwischen den Ergebnissen der gleichen Probe von bis zu 50 % darstellte. Dem
Problem der technischen Variabilität und der erforderlichen Probenzahl zur Detektion signifikanter
Unterschiede zwischen zwei Gruppen widmet sich Mes (2003). Er kritisiert ebenso wie Peters und
Leiper (1940), dass bei den meisten parasitologischen Studien die Variabilität der verwendeten
Methode als Fehlerquelle nicht berücksichtigt wird. Durch die technische Variabilität einer
Methode wird klar die Menge der zu untersuchenden Proben (z.B. um Differenzen zwischen zwei
Gruppen zu detektieren) definiert. Mes (2003) verglich die McMaster-Methode mit einer leichten
Modifizierung der von ihm entwickelten (Mes et al., 2001) Salz-Zucker-Flotation (SSF-Methode)
und dokumentierte die Auswirkung technischer Variabilität. Er zeigte, dass die Varianz der
ermittelten Eizahl bei der McMaster-Methode signifikant größer war als bei der verwendeten SSF-
Methode. Übereinstimmend mit Peters und Leiper (1940) war die Variation in Fäzes mit wenigen
- 27 -
LITERATURÜBERSICHT
Eiern am größten. Er empfiehlt deshalb die Verwendung der SSF-Methode. Morrison (2004)
wertete die Daten von Mes (2003) neu aus und kam zu dem Schluss, dass die statistische
Auswertung der Daten nicht korrekt durchgeführt worden war und sich in der Varianz zwischen der
McMaster– und der SSF–Methode keine nennenswerte Unterschiede ergeben.
- 28 -
MATERIAL UND METHODEN
3 MATERIAL UND METHODEN
3.1 Verwendete Parasiten und Eigewinnung
3.1.1 Übersicht über die verwendeten Parasiten
Tabelle 1: Übersicht über die Zugehörigkeit der untersuchten Parasiten zu Klassen, Ordnungen und
Familien (modifizierter Auszug aus Eckert. Friedhoff, Zahner, Deplazes 2005)
KLASSE CESTODA KLASSE SECERNENTA KLASSE ADENOPHOREA
Ordnung Cyclophyllida Ordnung Strongylida Ordnung Enoplida
Familie Anoplocephalidae Familie Strongylidae Familie Trichuridae
- M. expansa Unterfamilie Cyathostominae Unterfamilie Trichurinae
- A. perfoliata - T. vulpis
Ordnung Echinostomida Familie Ancylostomidae
Familie Fasciolidae - A. caninum
- F. hepatica - U. stenocephala
Familie Trichostrongylidae
- C. oncophora
Familie Dictyocaulidae
- D. viviparus
Ordnung Ascaridida
Familie Ascarididae
Unterfamilie Ascaridinae
- A. suum
- T. leonina
Unterfamilie Toxocarinae
- T. cati
- T. canis
- 29 -
MATERIAL UND METHODEN
3.1.2 Eigewinnung von Ancylostoma caninum, Uncinaria stenocephala, Cooperia
oncophora und den Cyathostominae
Die Eier von A. caninum und U. stenocephala wurden aus gesammeltem Kot, welcher nicht älter als
24 h war, gewonnen. Die Eier von den Cyathostominae und C. oncophora wurden aus vom Pferd
bzw. Rind rektal frisch entnommenem Kot gewonnen. Die Tiere wurden experimentell infiziert und
waren im Tierhaus des Institutes für Parasitologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover so
untergebracht, dass sie sich nicht sekundär mit anderen Parasiten infizieren konnten. Der frische
Kot wurde in einer Plastikschüssel mit gesättigter NaCl-Lösung (spez. Gew. 1,24) aufgeschwemmt
und gut durchgerührt, so dass er eine breiig-wäßrige Konsistenz annahm. Anschließend wurde er
mit NaCl-Lösung portionsweise durch ein Haarsieb in einen 10-Liter-Eimer gespült. Der Eimer
wurde bis zum Rand mit NaCl-Lösung aufgefüllt und 30 min stehen gelassen, so dass die Eier
flotieren konnten. Die aufgestiegenen Eier wurden mit einer großen Mehrfachöse in einen 1-Liter-
Plastikmaßbecher abgeöst, welcher mit Leitungswasser gefüllt war. Trübte sich das Wasser des
Maßbechers bevor die komplette Oberfläche des Eimers abgeöst war, wurde ein weiterer
Maßbecher verwendet. Nach 30 min Sedimentationszeit wurde der Überstand aus dem Maßbecher
dekantiert, falls mehrere Maßbecher verwendet wurden, wurde der Inhalt jetzt in einen
zusammengegossen, mit Leitungswasser aufgefüllt und erneut 30 min stehen gelassen. Der
Überstand wurde dekantiert, das Sediment in ein Becherglas verbracht und nach dem Auffüllen mit
Leitungswasser nochmals 30 min sedimentieren gelassen. Der Überstand wurde anschließend ein
letztes Mal dekantiert. Die Ermittlung der Eizahl in 10 µl erfolgte, indem auf zwei Objektträger je
6x je 10 µl getropft und in jeder Portion die vorhandenen Eier mikroskopisch ausgezählt werden.
Aus der Summe aller Eier beider Objektträger wurde der Mittelwert gebildet und so die
durchschnittliche Anzahl Eier/10 µl Lösung bestimmt.
3.1.3 Eigewinnung von Toxocara canis, Toxocara cati und Toxascaris leonina
Der eihaltige Kot mit T.canis, T.cati oder T. leonina stammte von experimentell infizierten Hunden
bzw. Katzen des Institutes für Parasitologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover. Der
gesammelte Kot war nicht älter als 24 h. Er wurde ca. 1 h mit lauwarmem Wasser eingeweicht und
- 30 -
MATERIAL UND METHODEN
anschließend mit Wasser durch ein Sieb von 200 µm Maschenweite in einen 5-Liter-Eimer gespült,
um grobe Kotbestandteile zurück zu halten. Der Inhalt dieses Eimers wurde mit einem Wasserstrahl
durch ein Sieb mit 50 µm Maschenweite gespritzt, welches seinerseits die Eier zurückhält. Durch
gründliches Durchspülen mit Leitungswasser wurden die Eier von kleineren Kotbestandteilen
gereinigt. Die auf dem Sieb verbleibenden Eier wurden vorsichtig in ein Becherglas gespült,
welches mit Leitungswasser aufgefüllt wurde. Anschließend sedimentierten die Eier 30 min, danach
wurde der Überstand abgegossen und das Sediment ausgezählt (s.o.).
3.1.4 Eigewinnung von Trichuris vulpis, Moniezia expansa und Anoplocephala
perfoliata
Aus einem im Institut für Pathologie der Tierärztlichen Hochschule frisch entnommenem
Darmstück eines Hundes bzw. Schafes oder Pferdes mit adulten Exemplaren von T. vulpis,
M. expansa oder A. perfoliata wurden die Würmer herausgespült und in einen Mörser verbracht.
Bei den Cestoden wurden vorher die hinteren, reifen Proglottiden vorsichtig abgetrennt und nur
diese weiter verwendet. Die Würmer bzw. Proglottiden wurden im Mörser mit etwas Wasser fein
zerrieben. Die entstandene Suspension wurde dann durch ein feines Sieb in einen Glasstandzylinder
gegossen, der bis zum oberen Rand mit Wasser aufgefüllt wurde. Die Eier wurden über Nacht im
Standzylinder sedimentieren gelassen und der Überstand am nächsten Tag mit einer
Wasserstrahlpumpe abgesogen. In der verbleibenden Flüssigkeit wurde die Eizahl wie oben
beschrieben bestimmt, bei zu hoher Eidichte wurde mit Leitungswasser verdünnt. Unreife Eier
wurden in der Zählung nicht berücksichtigt.
3.1.5 Eigewinnung von Ascaris suum
Die Eier von A. suum wurden aus adulten Weibchen entnommen, welche aus Darmteilen frisch
geschlachteter Schweine stammten. Der Wurm wurde im Kopfbereich mit einer Pinzette
festgehalten und der hintere Abschnitt mit einem Scherenschlag abgetrennt. Sodann wurde mit einer
zweiten Pinzette der Inhalt von Darm und Uterus in eine Petrischale ausgestrichen, wo er mit etwas
- 31 -
MATERIAL UND METHODEN
Wasser gerührt und homogenisiert wurde. Das weitere Vorgehen entsprach dem bei T. vulpis
beschriebenen.
3.1.6 Eigewinnung von Fasciola hepatica
Die Gallenblasen von mit F. hepatica befallenen Lebern frisch geschlachteter Rinder wurden in ein
großes Becherglas entleert. Anschließend wurden je ca. 10 ml Gallenflüssigkeit in zum Ende hin
spitz zulaufende Plastikgefäße verbracht, mit Leitungswasser aufgefüllt und sedimentieren gelassen,
bis der Überstand nur noch leicht getrübt war (ca. 30 min). Der Überstand wurde dekantiert und das
Gefäß mit dem verbleibenden Sediment erneut mit Wasser aufgefüllt und zur Sedimentation stehen
gelassen. Dieser Vorgang wurde so lange wiederholt, bis der Überstand klar war, die Lösung
wässrig (vorher durch Galle etwas schleimig) und die Gallestoffe ausgewaschen (vorher durch
Eiweiß schaumig). Dann wurde das erhaltene Sediment aller Gefäße in einem Becherglas
zusammengeführt und ausgezählt (s.o.).
3.2 Herstellung der Kotproben
Kot wurde von der entsprechenden Tierart entweder aus dem Stall gesammelt (nicht älter als 24 h)
oder rektal entnommen. Die Tiere waren im Institut für Parasitologie untergebracht, es handelte sich
um für den zu untersuchenden Parasiten negative Tiere. Eine Kotprobe der zur Verwendung
bestimmten Portion wurde zusätzlich mittels der unten beschriebenen kombinierten Sedimentation-
Flotation auf parasitologische Stadien untersucht, um eine Kontamination mit den zu
untersuchenden oder davon schwer zu unterscheidenden Parasiten weitgehend auszuschließen. Mit
Hilfe einer Pipette wurde die benötigte Anzahl Eier enthaltende Eilösung (max. Volumen 16 ml) in
eine so bemessene Kotmenge einpipettiert, dass sie später in 15 Einzelproben (für die kombinierte
Sedimentation-Flotation und das Sedimentationsverfahren in 5 g-Portionen, für die McMaster-
Methode in 4 g-Portionen und für das Auswanderverfahren nach Baermann in 2 g-Portionen)
aufgeteilt werden konnte. Anschließend wurde die Eilösung gründlich mit dem Kot vermischt. Der
Kot wurde dann in 15 Einzelportionen abgewogen. Bei Herstellung der Proben mit D. viviparus
wurden zwei Titrationsreihen aus infiziertem Kot und larvenfreiem Kot (welcher am Tage vorher
- 32 -
MATERIAL UND METHODEN
mit dem Auswanderverfahren nach Baermann untersucht worden war) hergestellt, indem zu einer
definierten Menge positiven Kotes eine bestimmte Menge negativen Kotes zugerührt wurde. Der
verwendete positive Kot der ersten Titrationsreihe blieb vor Herstellung der Proben unbehandelt,
der für die zweite Titrationsreihe verwendete positive Kot wurde vor der Verarbeitung 3 min mit
einem Handmixer gerührt. Eine Versuchsreihe wurde mit dem unverdünnten positiven Kot als
Kontrolle und zur Errechnung der Larvenzahl pro Gramm Kot in der positiven Ausgangskotprobe
der Titrationsreihe angesetzt.
3.3 Durchführung der Methoden
3.3.1 Kombiniertes Sedimentations-Flotationsverfahren mit Zinksulfatlösung
Aus der hergestellten Kotmenge wurden 15 Proben à 5 g jeweils in ein Teesieb (positioniert auf
einem Becherglas) abgewogen und mittels eines scharfen Wasserstrahles durch das Teesieb in das
Becherglas (250 ml) gespritzt, bis dieses vollständig gefüllt war. Die im Sieb zurückbleibenden
groben Kotbestandteile wurden verworfen. Die Suspension wurde anschließend 30 min stehen
gelassen, damit vorhandene Eier sedimentieren konnten. Der Überstand wurde dann ohne Absetzen
dekantiert, 2–3 ml des Sediments wurden in ein Zentrifugenröhrchen (15 ml) verbracht. Das
Zentrifugenröhrchen wurde bis ca. 5 mm unter den oberen Rand mit Zinksulfat-Lösung (ZnSO4,
spezifisches Gewicht 1,3) gefüllt und anschließend 5 min bei 1.500 U/min zentrifugiert (Megafuge
1.0, Fa. Heraeus). Mit einer Drahtöse (rechtwinkelig gebogen, Durchmesser ca. 4 mm) wurde die
Flüssigkeitsoberfläche vollständig auf einen Objektträger überführt und ein Deckglas aufgelegt. Die
Probe wurde sofort unter dem Mikroskop bei mittlerer Vergrößerung (63fach oder 160fach)
durchgemustert und alle Eier erfasst.
Die verwendete Zinksulfatlösung wurde wie folgt hergestellt:
76 g ZnSO4 (ZnSO4-Heptahydrat, 5 kg, Fa. Merck) werden in 100 ml Wasser mit Hilfe eines
Magnetrührers so lange gerührt, bis eine klare Lösung entstanden ist (Dichte 1,3). Die Dichte wurde
anschließend mit einem entsprechenden Densitometer überprüft.
- 33 -
MATERIAL UND METHODEN
Zur Bestimmung der Sensitivität der kombinierten Sedimentation-Flotation wurden
Konzentrationsstufen mit jeweils 1, 5, 10, 20, 40, 60 und 80 EpG untersucht. Von A. caninum
wurden insgesamt 155 Proben untersucht, in den Konzentrationsstufen 5 und 80 EpG je 15 Proben,
in allen anderen Konzentrationsstufen je 25 Proben. Von T. canis wurden insgesamt 125 Proben
untersucht, davon je 25 in den Konzentrationsstufen 10 und 20 EpG, in allen anderen
Konzentrationsstufen je 15 Proben. Bei allen anderen Parasiten wurden pro Parasit 105 Proben
untersucht, je 15 pro Konzentrationsstufe. Die Konzentrationsstufen zur Berechnung der
Effektivität beziehen sich bei dem kombinierten Sedimentations-Flotationsverfahren auf die
zugefügte Eizahl/Probe und umfassten die folgenden Werte: 5, 25, 50, 100, 200, 300 und 400
Eier/Probe. Es wurden die gleichen Probenzahlen pro Parasit untersucht wie zur Bestimmung der
Sensitivität der Methode.
3.3.2 Eizählung nach McMaster
Aus der hergestellten Kotmenge wurden 15 Proben á 4 g jeweils in einen Mörser abgewogen und
dann mit etwa 10 ml Natriumchloridlösung (NaCl, spezifisches Gewicht 1,24) mittels Pistill
verrührt. Die Kot-Kochsalz-Suspension wurde dann durch ein Teesieb und einen Trichter in einen
Standzylinder (100 ml) gegossen und mit Kochsalzlösung auf 60 ml aufgefüllt. Die entstandene
Lösung wurde in eine Schliffstopfenflasche (100 ml) überführt. Nach gründlicher Durchmischung
der Suspension durch Schwenken und Einblasen von Luft durch eine Transferpipette (3,5 ml, Fa.
Sarstedt), wurden mit Hilfe der Pipette jeweils drei Abteilungen von Zählkammern nach McMaster
in der Modifikation nach Wetzel beschickt. Dabei wurde für jede Abteilung die Pipette neu gefüllt,
nachdem vorher erneut Luft in die Schliffstopfenflasche geblasen wurde, um eine ausreichend
gleichmäßige Durchmischung der Probe zu gewährleisten. Nach der Befüllung wurden die
Kammern drei Minuten liegen gelassen, damit vorhandene Eier an die Oberfläche flotieren konnten.
Anschließend wurden die Kammern bei 63facher oder 25facher Vergrößerung unter dem
Mikroskop durchgemustert und alle gefundenen Eier pro Probe vermerkt. Beim Auszählen wurden
die Linienflächen der Zählfelder links und unten mitgezählt. Die Berechnung der Eizahl pro Gramm
Kot wurde wie folgt vorgenommen:
Eizahl pro Gramm Kot = Eizahl aus 3 Zählfeldern x 100 / 3
- 34 -
MATERIAL UND METHODEN
Die verwendete NaCl-Lösung wurde wie folgt hergestellt:
Siede-Speisesalz (25 kg, Fa. European Salt Company) wurde solange in einen mit 10 Liter Wasser
gefüllten Eimer auf einem Magnetrührer eingerührt, bis kein Salz mehr in Lösung ging und die
Lösung klar war. Die entstandene NaCl-Lösung besaß eine Dichte von 1,18-1,20. Die Dichte wurde
anschließend mit einem entsprechenden Densitometer überprüft.
Zur Bestimmung der Sensitivität der McMaster-Methode wurden je 15 Proben untersucht, die
jeweils 1, 30, 50, 80, 100, 500 und 1000 EpG umfassten. Pro Parasit wurden 105 Proben untersucht
(7 Konzentrationsstufen à 15 Proben) außer bei A. perfoliata, hier gelangten nur 90 Proben zur
Untersuchung (6 Konzentrationsstufen à 15 Proben). Bei der Untersuchung der Effektivität der
McMaster-Methode beziehen sich die Konzentrationsstufen auf die zugefügte Eizahl/g Kot, da mit
der McMaster-Methode und anderen quantitativen Verfahren die Eizahl/g Kot erfasst wird und sich
die Effektivität unterschiedlicher quantitativer Verfahren so leichter vergleichen lässt. Zur
Bestimmung der Effektivität der McMaster-Methode wurden die gleichen Probenzahlen pro Parasit
untersucht wie zur Bestimmung der Sensitivität der Methode. Pro Parasit und Konzentrationsstufe
waren dies 15 Proben.
3.3.3 Auswander- (Trichter-) verfahren nach Baermann
15 am unteren Ende mit einem Schlauchstück versehene Trichter wurden in ein Metallgitter über
ein Waschbecken gehängt. Die spitzwinkelig zulaufenden Schlauchenden wurden mit
Schlauchklemmen parallel zur Schnittkante so verschlossen, dass der Klemmgriff zum Boden
zeigte. Dann wurden die Trichter bis 1–2 cm unter den Rand mit Wasser gefüllt. Anschließend
wurden sie sorgfältig auf ihre Dichtheit überprüft und über Nacht stehen gelassen. Am nächsten Tag
wurde nochmals die Dichtheit kontrolliert und dann in den Trichter ein Sieb so eingesetzt, dass die
Unterseite in das Wasser eintauchte. Aus der hergestellten Kotprobe wurden 15 Proben à 2 g
abgewogen und in die Siebe verbracht. Die Proben wurden über Nacht bei Raumtemperatur stehen
gelassen. Am nächsten Tag wurden die Klemmen langsam gelöst und so einige Tropfen aus der
Schlauchspitze auf eine Zählkammer entnommen. Die Zählkammer wurde bei einer 25fachen
Vergrößerung unter dem Mikroskop durchgemustert. Die Anzahl gefundener Larven wurde
dokumentiert und in Beziehung zu der Verdünnungsreihe gesetzt. Die Sensitivität des
- 35 -
MATERIAL UND METHODEN
Auwanderverfahrens nach Baermann wurde ebenfalls nur für einen Parasiten bestimmt und zwar für
D. viviparus , da die Methode im Nachweis der Larven dieses Parasiten die bedeutsamste Rolle
spielt.
Hier wurde die Sensitivität mit einer Titrationsreihe positiven Kotes ermittelt, welcher durch die
Zugabe bestimmter Mengen negativen Kotes zu verschiedenen Verdünnungsstufen aufbereitet
wurde. Eine Versuchsreihe wurde mit dem unverdünnten Kot als Kontrolle und zur Errechnung der
Larven der Titrationsreihe angesetzt. Die Errechnung der ursprünglich in den Konzentrationsstufen
enthaltenen Larvenzahlen erfolgte, indem die im rein positiven Kot gefundene Larvenzahl im Maße
der erfolgten Verdünnung mit negativem Kot in Beziehung gesetzt wurde. Es wurden insgesamt
zwei Versuchsansätze durchgeführt. Im ersten wurde der zur Probenherstellung verwendete Kot
vorher nicht gerührt, im zweiten wurde er über drei Minuten möglichst homogen gemischt. Der
erste Versuchsansatz umfasst fünf Konzentrationsstufen und zwar 0,7, 3,4, 6,7, 10,1 und 13,4 LpG,
der zweite drei und zwar 1,6, 3,2 und 6,3 LpG. Pro Konzentrationsstufe wurden 15 Proben
untersucht. Die Ergebnisse wurden wie zuvor als negativ bewertet, wenn keine Larve zu finden war
und als positiv, wenn mindestens eine Larve gefunden wurde. Zur Ermittlung der Effektivität des
Auswanderverfahrens nach Baermann wurden die gleichen Versuchsansätze, Probenzahlen und
Konzentrationsstufen herangezogen wie zur Ermittlung der Sensitivität. Wie bei den oben
aufgeführten Ergebnissen anderer Methoden wurde dabei der durchschnittliche prozentuale Anteil
wiedergefundener Larven (statt bei anderen Verfahren Eier) von den in verschiedenen
Konzentrationsstufen zugefügten Eizahlen der Proben errechnet. Die Spannweiten der einzelnen
Konzentrationsstufen wurden ebenfalls in Standardabweichungen und Variationskoeffizienten
ausgedrückt.
3.3.4 Sedimentationsverfahren
Aus der hergestellten Kotprobe wurden 15 Proben à 5 g jeweils in ein Teesieb auf einem Becherglas
(250 ml) abgewogen. Anschließend wurde die Probe mittels eines scharfen Wasserstrahles durch
das Sieb in das Becherglas gespritzt, bis dieses vollständig gefüllt war. Der zurückbleibende Rest
im Sieb wurde verworfen. Die Lösung wurde 30 min stehen gelassen, anschließend wurde der
Überstand ohne Absetzen dekantiert und das Sediment in ein trichterförmig zulaufendes
- 36 -
MATERIAL UND METHODEN
Plastikgefäß (500 ml, Fa. Brand) verbracht, welches mit Wasser aufgefüllt wurde. Die Lösung
wurde drei Minuten stehen gelassen und erneut dekantiert. Diese Prozedur wurde so lange
wiederholt, bis der Überstand klar war. Das nach der letzten Dekantierung übrig gebliebene
Sediment wurde mit einem Tropfen Methylenblau-Lösung (1 %) versetzt und sodann in eine
Zählkammer überführt und unter dem Mikroskop bei 63facher Vergrößerung untersucht. Alle
gefundenen Eier wurden dokumentiert.
Die Sensitivität der Sedimentationsmethode wurde nur für F. hepatica bestimmt, da die Methode
primär zum Nachweis dieses Parasiten eingesetzt wird. Die Eikonzentrationen umfassten Eizahlen
von 1, 5, 10, 15, 20, 25 und 30 EpG. Pro Konzentrationsstufe wurden 15 Proben untersucht. Zur
Ermittlung der Effektivität der Sedimentationsmethode wurden die gleichen Probenzahlen und
Konzentrationsstufen herangezogen wie bei der Ermittlung der Sensitivität. Wie bei den oben
aufgeführten Ergebnissen anderer Methoden wurde dabei der durchschnittliche prozentuale Anteil
wiedergefundener Eier von den in verschiedenen Konzentrationsstufen zugefügten Eizahlen der
Proben errechnet. Die Spannweiten der einzelnen Konzentrationsstufen wurden ebenfalls in
Standardabweichungen und Variationskoeffizienten ausgedrückt.
3.4 Statistik
Zur Ermittlung der Sensitivität wurden künstlich mit einer bestimmten Anzahl Eier eines Parasiten
infizierte Kotproben untersucht. Dabei wurden sieben Konzentrationsstufen gebildet, die jeweils 15
bzw. 25 Proben umfassten. Die Ergebnisse wurden in negativ (kein Ei/Probe) und positiv
(mindestens ein 1 Ei/Probe) klassifiziert. Die Sensitivität wurde für die einzelnen Parasiten in
verschiedenen Konzentrationsstufen und für die Parasiten zusammengefasst nach ihren Ordnungen
bestimmt. Die signifikanten Unterschiede zwischen den Parasiten wurden zur Erhöhung der
Testgüte aus den mittleren zusammengefassten Konzentrationsstufen (5, 10, 20, 40, 60 Eier/g Kot)
durch den χ2 – Test ermittelt. Bei der Darstellung der Ergebnisse wurde zwischen geringer,
mittlerer und hoher Signifikanz differenziert. Um die durchschnittliche Sensitivität der Methode
angeben zu können, wurden die für alle Parasiten bestimmten Sensitivitätswerte einer
Konzentrationsstufe gemittelt.
- 37 -
MATERIAL UND METHODEN
Die Sensitivität (P) einer Methode wurde folgendermassen errechnet:
P(+/+) = Anzahl positiv getesteter Proben / Gesamtanzahl untersuchter positiver Proben
Die Bestimmung der Effektivität (Wiederfindungsrate) erfolgte ebenfalls über die Untersuchung
künstlich mit Eiern eines Parasiten infizierter Kotproben in sieben verschiedenen
Konzentrationsstufen. Die Klassifizierung der Ergebnisse erfolgte hier jedoch nach dem
prozentualen Anteil wiedergefundener Eier aus der ursprünglich in der Kotprobe vorhandenen
Menge. Die Effektivität wurde für die einzelnen Parasiten in den verschiedenen
Konzentrationsstufen und für die Parasiten zusammengefasst nach ihren Ordnungen bestimmt. Die
durchschnittliche Effektivität der Methode wurde in Form der Durchschnittswerte aller Parasiten
pro Konzentrationsstufe ermittelt.
Die Effektivität (E) einer Methode wurde wie folgt berechnet:
E = Anzahl wiedergefundener Eier aus einer Probe x 100 / Anzahl in die Probe eingerührter Eier
Die Varianz (V) wurde aus der Summe der Abweichungsquadrate, dividiert durch den um eins
verminderten Umfang der Probe bestimmt. Die Standardabweichung (SD) wurde durch das Ziehen
der Wurzel aus der Varianz berechnet, der Variationskoeffizient (Vk) errechnet sich aus
100 x SD / M.
- 38 -
ERGEBNISSE
4 ERGEBNISSE
4.1 Kombinierte Sedimentation - Flotation
4.1.1 Sensitivität
4.1.1.1 Einzelne Parasiten
In den Abbildungen 1-4 ist für jeden Parasiten der prozentuale Anteil positiver Proben pro
Konzentrationsstufe dargestellt. In einer Konzentration von einem EpG waren bei den
Cyathostominae bereits 6,6 % der Proben positiv, bei allen anderen Parasiten waren bei einem EpG
alle Proben negativ. Ab 5 EpG ließen sich außer bei A. suum bei allen Parasiten in wenigen Proben
(zwischen 6,7 und 46,6 %) bereits Eier nachweisen. A. suum bildete eine Ausnahme, hier waren
auch bei 5 EpG alle Proben negativ. Ab einer Eikonzentration von 10 EpG war bei jedem Parasiten
ein Anteil positiver Proben zu erhalten, der zwischen 12 und 86,6 % schwankte. In der
Konzentration von 20 EpG schwankten die prozentualen Anteile positiver Proben zwischen 20 und
86,6 %. Bei einer Konzentration von 40 EpG ergaben bei den Cyathostominae bereits 100 % der
Proben ein positives Ergebnis, bei allen anderen Parasiten mehr als 50 % der Proben (zwischen 53,3
und 93,3 %). In der Konzentrationsstufe 60 EpG waren bei T. vulpis, den Cyathostominae, und C.
oncophora 100 % der Proben positiv, bei den anderen Parasiten zwischen 86 % und 96 % der
Proben. Bei 80 EpG waren alle Proben aller Parasiten positiv (100 %).
- 39 -
ERGEBNISSE
0102030405060708090
100
0 20 40 60 80 1
zugefügte Eizahl/g Kot
Anz
ahl p
ositi
ver P
robe
n [%
]
00
A. caninum U. stenocephala Cyathostominae C. oncophora
Abbildung 1: Sensitivität des kombinierten Sedimentations-Flotationsverfahrens für die
Strongylida: A. caninum, U. stenocephala (Hund), C. oncophora (Rind) und den Cyathostominae
(Pferd) für verschiedene Eikonzentrationen/g Kot
0102030405060708090
100
0 20 40 60 80 10
zugefügte Eizahl/g Kot
Anz
ahl p
ositi
ver P
robe
n [%
]
0
T. canis T. cati A.suum T. leonina
Abbildung 2: Sensitivität des kombinierten Sedimentations-Flotationsverfahrens für die
Ascaridida: T. cati, T. leonina (Katze), T. canis (Hund) und A. suum (Schwein) für verschiedene
Eikonzentrationen/g Kot
- 40 -
ERGEBNISSE
0
20
40
60
80
100
0 20 40 60 80 10
zugefügte Eizahl/g Kot
Anz
ahl p
ositi
ver P
robe
n [%
]
0
M. expansa A. perfoliata
Abbildung 3: Sensitivität des kombinierten Sedimentations-Flotationsverfahrens für die
Cyclophyllida: M. expansa (kleiner Wiederkäuer) und A. perfoliata (Pferd) für verschiedene
Eikonzentrationen/g Kot
0102030405060708090
100
0 20 40 60 80 10
zugefügte Eizahl/g Kot
Anz
ahl p
ositi
ver P
robe
n [%
]
0
T. vulpis
Abbildung 4: Sensitivität des kombinierten Sedimentations-Flotationsverfahrens für die Enoplida:
T. vulpis (Hund) für verschiedene Eikonzentrationen/g Kot
- 41 -
ERGEBNISSE
Besonders auffallende, meistens hochsignifikante, Unterschiede im Nachweis einzelner Parasiten
wurden im Vergleich der Cyathostominae mit den anderen untersuchten Parasiten festgestellt, sowie
zwischen einigen Strongyliden und Ascariden. U. stenocephala und A. caninum unterschieden sich
in ihrem Nachweis hochsignifikant.
Tabelle 2: Sensitivität der einzelnen Parasiten in den Konzentrationsstufen 1, 40 und 80 EpG (%)
und signifikante Unterschiede in der Sensitivität zwischen den Parasiten aus zusammengefassten
Konzentrationsstufen (5, 10, 20, 40, 60 EpG) in der kombinierten Sedimentatios-Flotationsmethode
A.c. U.s. C.o. Cyath. A.s. T.l. T.c. T.ca. T.v. M.e. A.p.
Sensitivität
bei 1, 40, 80
EpG (%)
0
92
100
0
60
100
0
93
100
7
100
100
0
67
100
0
53
100
0
67
100
0
67
100
0
80
100
0
93
100
0
80
100
A.c. 0, 92, 100 +++ − + ++ +++ ++ − + − −
U.s. 0, 60, 100 ++ +++ − − − − − + +
C.o. 0, 93, 100 + + +++ + + + − −
Cyath. 7, 100, 100 +++ +++ +++ +++ +++ ++ ++
A.s. 0, 67, 100 − − − − − −
T.l. 0, 53, 100 − + − ++ ++
T.c. 0, 67, 100 − − − −
T.ca. 0, 67, 100 − − −
T.v. 0, 80, 100 − −
M.e. .0, 93, 100 −
A.p. 0, 80, 100
+++ : p < 0,001 ++: p < 0,01 + : p < 0,05 − : p > 0,05
A.c.= A. caninum, U.s.= U. stenocephala, C.o.= C. oncophora, Cyath.= Cyathostominae, A.s.=
A. suum, T.l.= T. leonina, T.c.= T. canis, T.ca.= T. cati, T.v.= T. vulpis, M.e.= M. expansa, A.p.=
A. perfoliata
- 42 -
ERGEBNISSE
4.1.1.2 Parasitenordnungen
In Abbildung 5 ist der arithmetische Mittelwert des prozentualen Anteils positiver Proben aller
Parasiten einer Ordnung zu sehen. Zusätzlich ist der Anteil positiver Proben an insgesamt
untersuchten Proben für jeden Parasiten in Prozent dargestellt. Die Ordnung der Cyclophyllida
umfasst die Ergebnisse von M. expansa und A. perfoliata, von denen insgesamt 210 Proben
untersucht wurden, 122 Proben davon waren positiv. Die Ordnung der Strongylida umfasst die
Cyathostominae, A. caninum, U. stenocephala und C. oncophora. Insgesamt wurden in dieser
Ordnung 470 Proben untersucht, 286 davon waren positiv. Aus der Ordnung der Ascaridida wurden
Eier von A.suum, T. leonina, T. canis und T. cati untersucht. Von insgesamt 440 untersuchten
Proben konnten 218 als positiv klassifiziert werden. In der Ordnung der Enoplida wurde die
Sensitivität von T. vulpis bestimmt. Aus einem Umfang von 105 Proben waren 55 positiv. Für die
Cyclophyllida besitzt die kombinierte Sedimentations-Flotationsmethode eine gemittelte
Sensitivität von 58 % , für die Strongylida von 61 %, für die Ascaridida von 51 % und für die
Enoplida von 52 %. Nach Berechnung mit dem χ2–Test war die Sensitivität für den Nachweis der
Cyclophyllida (p<0,05) und Strongylida (p<0,005) signifikant höher als die Sensititivität für den
Nachweis derAscaridida. Alle anderen unterschieden sich nicht signifikant (p>0,05).
- 43 -
ERGEBNISSE
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%M
. exp
ansa
A. p
erfo
liata
C. n
assa
tus
A.c
anin
um
U. s
teno
ceph
ala
C. o
ncop
hora
A. s
uum
T. le
onin
a
T. c
anis
T. c
ati
T. v
ulpi
s
Cyclophyllida Strongylida Ascaridida Enoplida
Parasiten in Ordnungen
Anz
ahl p
ositi
ver P
robe
n
Mittel
Abbildung 5: Sensitivität des kombinierten Sedimentations-Flotationsverfahrens für verschiedene
Parasiten, gemessen an dem Anteil positiver Proben an der Gesamtzahl positiver Proben, mit
arithmetischem Mittel der Parasitenordnungen
4.1.1.3 Durchschnittliche Sensitivität
Um die durchschnittliche Sensitivität der Methode angeben zu können, wurden die für alle Parasiten
bestimmten Sensitivitätswerte einer Konzentrationsstufe gemittelt und in Abbildung 6 dargestellt.
Die auftretenden Spannweiten zwischen den Parasiten wurden durch Berechnung der
Standardabweichungen und der Variationskoeffizienten für die jeweilige Konzentrationsstufe
quantifiziert und sind in Tabelle 2 zu sehen. In den Konzentrationsstufen 1 und 5 EpG kamen 175
bzw. 165 Proben zur Untersuchung, davon waren bei 1 EpG 0 % und bei 5 Epg 18 % der Proben
positiv. Bei 10 und 20 EpG wurden je 185 Proben untersucht, davon waren bei 10 EpG 38 % und
bei 20 EpG 61 % positiv. In den Konzentrationsstufen 40 und 60 EpG gelangten je 175 Proben zur
- 44 -
ERGEBNISSE
Untersuchung, bei 40 EpG wurden davon 78 % und bei 60 EpG 94 % als positiv klassifiziert. In der
Konzentrationsstufe 80 EpG wurden 165 Proben untersucht, davon waren 100 % positiv.
0102030405060708090
100
0 10 20 30 40 50 60 70 80
zugefügte Eizahl/g Kot
Anz
ahl p
os. P
robe
n [%
]
Abbildung 6: Arithmetischer Mittelwert der Sensitivität des kombinierten Sedimentations-
Flotationsverfahrens: alle in Konzentrationsstufen zusammengefassten Parasiten und die
Spannweite zwischen verschiedenen Parasiten in den verschiedenen Konzentrationsstufen.
Tabelle 3: Standardabweichungen (SD) und Variationskoeffizienten (Vk) der einzelnen
Konzentrationsstufen, zusammengefasst aus allen untersuchten Parasiten, für die durchschnittliche
Sensitivität der kombinierten Sedimentations-Flotationsmethode
zugefügte
Eizahl /g Kot
1
5
10
20
40
60
80
SD 2,0 13,7 20,0 22,1 15,7 5,3 0
Vk % 332 75 55 37 20 7 0
- 45 -
ERGEBNISSE
4.1.2 Effektivität
4.1.2.1 Einzelne Parasiten
In den Abbildungen 7–10 sind für jeden Parasiten der prozentuale Anteil wiedergefundener Eier aus
den Proben verschiedener Konzentrationsstufen dargestellt. In einer Konzentration von 5
Eiern/Probe konnten lediglich bei den Cyathostominae 1,2 % der zugefügten Eier wiedergefunden
werden, in den Proben aller anderer Parasiten wurden gar keine Eier gefunden. Ab 25 Eiern/Probe
ließen sich außer bei A. suum bei allen Parasiten in einigen Proben Eier in sehr geringen
Prozentzahlen der ursprünglichen Menge finden. Der höchste Prozentsatz wurde hier bei den
Cyathostominae gefunden (2,1 %). Ab 50 zugefügten Eiern/Probe konnten ohne Ausnahme in
einigen Proben aller Parasiten ein gewisser Anteil Eier wiedergefunden werden, die Werte
schwankten hier zwischen 0,3 (T. canis) und 3,5 % (Cyathostominae). In der Konzentration von 100
Eiern/Probe schwankten die Anteile wiedergefundener Eier zwischen 0,3 % (T. leonina) und 2,0 %
(Cyathostominae). Bei einer zugefügten Eizahl von 200 Eiern/Probe wurden bei den
Cyathostominae ein Maximum an 4,1 % der Eier wiedergefunden, am wenigsten Eier wurden bei
T. leonina mit 0,2 % ermittelt. In der Konzentrationsstufe 300 Eier/Probe schwankten die
wiedergefundenen Anteile zwischen 2,8 % (C. oncophora) und 0,8 % (U. stenocephala). Bei 400
zugefügten Eiern/Probe wurden die wenigsten bei T. vulpis wiedergefunden (0,6 %) und die
meisten bei den Cyathostominae (3,5 %).
- 46 -
ERGEBNISSE
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
0 100 200 300 400 500
zugefügte Eizahl/Probe
durc
hsch
nittl
ich
gefu
nden
e Ei
zahl
[%
]
A. caninum U. stenocephala Cyathostominae C. oncophora
Abbildung 7: Effektivität des kombinierten Sedimentations-Flotationsverfahrens für die
Strongylida: A. caninum, U. stenocephala (Hund), C. oncophora (Rind) und den
Cyathostominae(Pferd) für verschiedene Eikonzentrationen/g Kot
00,5
11,5
22,5
33,5
44,5
0 100 200 300 400 500
zugefügte Eizahl/Probe
durc
hsch
nittl
ich
gefu
nden
e Ei
zahl
[%]
T. canis T. leonina T. cati A. suum
Abbildung 8: Effektivität des kombinierten Sedimentations-Flotationsverfahrens für die
Ascaridida: T. cati, T. leonina (Katze), T. canis (Hund) und A. suum (Schwein) für verschiedene
Eikonzentrationen/g Kot
- 47 -
ERGEBNISSE
00,5
11,5
22,5
33,5
44,5
0 100 200 300 400 500
zugefügte Eizahl/Probe
durc
hsch
nittl
ich
gefu
nden
e Ei
zahl
[%]
M. expansa A. perfoliata
Abbildung 9: Effektivität des kombinierten Sedimentations-Flotationsverfahrens für die
Cyclophyllida: M. expansa (kleiner Wiederkäuer) und A. perfoliata (Pferd) für verschiedene
Eikonzentrationen/g Kot
00,5
11,5
22,5
33,5
44,5
0 100 200 300 400 500
zugefügte Eizahl/Probe
durc
hsch
nittl
ich
gefu
nden
e Ei
zahl
[%]
T. vulpis
Abbildung 10: Effektivität des kombinierten Sedimentations-Flotationsverfahrens für die Enolpida:
T.vulpis (Hund) bei verschiedenen Eikonzentrationen/g Kot
- 48 -
ERGEBNISSE
4.1.2.2 Parasitenordnungen
In Abbildung 11 ist der arithmetische Mittelwert des prozentualen Anteils wiedergefundener Eier
aller Parasiten einer Ordnung zu sehen. Zusätzlich ist der in allen Konzentrationsstufen
durchschnittlich wiedergefundene prozentuale Anteil der zugefügten Eizahl/Probe einzelner
Parasiten dargestellt. Die Ordnungen umfassen hier die gleichen Parasiten und Probenzahlen wie
bei der Sensitivität aufgeführt (siehe Kapitel 4.1.1.2.). In der Ordnung der Cyclophyllida wurde im
Mittel eine Effektivität der kombinierten Sedimentation-Flotation von 1,0 %, in der Ordnung der
Strongylida 1,4 % und in den Ordnungen der Ascaridida und Enoplida von je 0,7 % der
ursprünglich in der Probe vorhandenen Eizahl ermittelt.
0,0%
0,5%
1,0%
1,5%
2,0%
2,5%
3,0%
M. e
xpan
sa
A. p
erfo
liata
C. n
assa
tus
A.c
anin
um
U. s
teno
ceph
ala
C. o
ncop
hora
A. s
uum
T. le
onin
a
T. c
anis
T. c
ati
T. v
ulpi
s
Cyclophyllida Strongylida Ascaridida Enoplida
Parasiten in Ordnungen
durc
hsch
nittl
ich
gefu
nden
e Ei
er
Mittel
Abbildung 11: Arithmetischer Mittelwert der Effektivität des kombinierten Sedimentations-
Flotationverfahrens für verschiedene Parasiten mit arithmetischem Mittel der Parasitenordnungen
- 49 -
ERGEBNISSE
4.1.2.3 Durchschnittliche Effektivität
Zur Angabe der durchschnittlichen Effektivität des kombinierten Sedimentations-
Flotationsverfahrens wurden die für alle Parasiten bestimmten Werte einer Konzentrationsstufe
gemittelt und in Abbildung 12 dargestellt. Die Spannweiten zwischen den Parasiten wurden wie bei
der Ermittlung der durchschnittlichen Sensitivität durch die Berechnung der Standardabweichungen
und der Variationskoeffizienten für die jeweilige Konzentrationsstufe quantifiziert und sind in
Tabelle 3 aufgeführt. In den Konzentrationsstufen von 5 und 25 Eiern/Probe kamen 175 bzw. 165
Proben zur Untersuchung, davon waren bei 5 Eiern/Probe im Durchschnitt 0 % der Eier
wiederzufinden und bei 25 Eiern/Probe 0,9 %. Bei 50 und 100 Eiern/Probe wurden je 185 Proben
untersucht, davon wurden bei 50 Eiern/Probe 1,2 % und bei 100 Eiern/Probe 1 % der
ursprünglichen Eizahl gefunden. In den Konzentrationsstufen 200 und 300 Eier/Probe gelangten je
175 Proben zur Untersuchung, die Wiederfindungsraten betrugen für beide je 1,3 %. Bei 400
Eiern/Probe wurden 165 Proben untersucht, der durchschnittlich wiedergefundene Anteil an Eiern
lag hier bei 1,5 %.
Abbildung 12: Arithmetischer Mittelwert der Effektivität des kombinierten Sedimentations-
Flotationsverfahrens: alle in Konzentrationsstufen zusammengefassten Parasiten und die
Spannweite zwischen verschiedenen Parasiten in den Konzentrationsstufen
00,5
11,5
22,5
33,5
44,5
5
0 50 100 150 200 250 300 350 400zugefügte Eizahl / Probe
durc
hsch
nittl
ich
gefu
nden
e Ei
zahl
[%
]
- 50 -
ERGEBNISSE
Tabelle 4: Standardabweichungen (SD) und Variationskoeffizienten (Vk) der einzelnen
Konzentrationsstufen, zusammengefasst aus allen untersuchten Parasiten, für die durchschnittliche
Effektivität des kombinierten Sedimentations-Flotationsverfahrens
zugefügte
Eizahl /Probe
5
25
50
100
200
300
400
SD 0,4 0,7 0,9 0,6 1,2 0,6 0,9
Vk % 331 77 73 59 91 48 62
4.2 McMaster-Methode
4.2.1 Sensitivität
4.2.1.1 Einzelne Parasiten
In den Abbildungen 13–16 sind für jeden Parasiten der prozentuale Anteil positiver Proben pro
Konzentrationsstufe dargestellt. In der Konzentration von 1 EpG konnte in keiner der Proben aller
Parasiten eine positive Probe gefunden werden. Bei 30 EpG ließen sich außer bei T. canis bei allen
Parasiten positive Proben finden, ihr prozentualer Anteil schwankte zwischen 12 (M. expansa) und
47 % (U. stenocephala). Ab einer Eikonzentration von 50 EpG waren bei allen Parasiten
ausnahmslos positive Proben zu finden, ihr Anteil schwankte hier zwischen 67 (T. vulpis) und 27 %
(A. perfoliata). In der Konzentration von 100 EpG schwankten die prozentualen Anteile positiver
Proben zwischen 94 % (T. cati, U. stenocephala) und 54 % (T. canis, A. caninum, A. suum). Ab 500
EpG waren die Proben aller Parasiten zu 100 % positiv.
- 51 -
ERGEBNISSE
0
20
40
60
80
100
120
0 200 400 600 800 1000 1200
zugefügte Eizahl/g Kot
Anz
ahl p
ositi
ver P
robe
n [%
]
A. caninum U. stenocephala Cyathostominae C. oncophora
Abbildung 13: Sensitivität der McMaster-Methode für die Strongylida: A. caninum,
U. stenocephala (Hund), C. oncophora (Rind) und den Cyathostominae (Pferd) für verschiedene
Eikonzentrationen/g Kot
0
20
40
60
80
100
120
0 200 400 600 800 1000 1200
zugefügte Eizahl/g Kot
Anz
ahl p
ositi
ver P
robe
n [%
]
A. suum T. leonina T. cati T. canis
Abbildung 14: Sensitivität der McMaster-Methode für die Ascaridida: T. cati, T. leonina (Katze),
T. canis (Hund) und A. suum (Schwein) für verschiedene Eikonzentrationen/g Kot
- 52 -
ERGEBNISSE
0
20
40
60
80
100
120
0 200 400 600 800 1000 1200
zugefügte Eizahl/g Kot
Anz
ahl p
ositi
ver P
robe
n [%
]
A. perfoliata M. expansa
Abbildung 15: Sensitivität der McMaster-Methode für die Cyclophyllida: M. expansa (kleiner
Wiederkäuer) und A. perfoliata (Pferd) für verschiedene Eikonzentrationen/g Kot
0
20
40
60
80
100
120
0 200 400 600 800 1000 1200
zugefügte Eizahl/g Kot
Anz
ahl p
ositi
ver P
robe
n [%
]
T. vulpis
Abbildung 16: Sensitivität der McMaster-Methode für die Enoplida: T. vulpis (Hund) für
verschiedene Eikonzentrationen/g Kot
- 53 -
ERGEBNISSE
Tabelle 5: Sensitivität der einzelnen Parasiten in den Konzentrationsstufen 1, 80 und 500 EpG (%)
und signifikante Unterschiede in der Sensitivität zwischen den Parasiten aus zusammengefassten
Konzentrationsstufen (30, 50, 80, 100 500 EpG) in der McMaster-Methode
A.c. U.s. C.o. Cyath. A.s. T.l. T.c. T.ca. T.v. M.e. A.p.
Sensitivität
bei 1, 80,
500 EpG
(%)
0
60
100
0
47
100
0
60
100
0
60
100
0
53
100
0
73
100
0
53
100
0
93
100
0
53
100
0
47
100
0
60
100
A.c. 0, 60, 100 - - - - - + + - - -
U.s. 0, 47, 100 - - − − ++ − − + -
C.o. 0, 60, 100 - - - + + - - -
Cyath. 70 60, 100 - - + + - - -
A.s. 0, 53, 100 - - ++ - - -
T.l. 0, 73, 100 ++ - - + -
T.c. 0, 53, 100 +++ + - -
T.ca. 0, 93, 100 - +++ ++
T.v. 0, 53, 100 − −
M.e. .0, 47, 100 −
A.p. 0, 60, 100
+++ : p < 0,001 ++: p < 0,01 + : p < 0,05 − : p > 0,05
A.c.= A. caninum, U.s.= U. stenocephala, C.o.= C. oncophora, Cyath.= Cyathostominae, A.s.=
A. suum, T.l.= T. leonina, T.c.= T. canis, T.ca.= T. cati, T.v.= T. vulpis, M.e.= M. expansa, A.p.=
A. perfoliata
4.2.1.2 Parasitenordnungen
In Abbildung 17 ist der arithmetische Mittelwert des prozentualen Anteils positiver Proben aller
Parasiten einer Ordnung zu sehen. Zusätzlich ist der Anteil positiver Proben an insgesamt
untersuchten Proben für jeden Parasiten in Prozent dargestellt. Die Ordnungen umfassen die
gleichen Parasiten wie in Kapitel 4.1.1.2 aufgführt. Von den Cyclophyllida wurden insgesamt 195
Proben untersucht, 96 Proben davon waren positiv. Bei den Strongylida wurden 420 Proben
- 54 -
ERGEBNISSE
untersucht, 253 davon waren positiv. In der Ordnung der Ascaridida wurden von insgesamt 420
untersuchten Proben 249 als positiv klassifiziert. Die Ordnung der Enoplida umfasste einem
Umfang von 105 Proben, 65 davon waren positiv. Für die Cyclophyllida besitzt die McMaster-
Methode eine gemittelte Sensitivität von 49 % , für die Strongylida von 60 %, für die Ascaridida
von 59 % und für die Enoplida von 62 %. Die Sensitivität für den Nachweis der Strongylida
unterschied sich nicht signifikant von der der Enoplida (p>0,05) und der Ascaridida (p>0,05). Alle
anderen Ordnungen unterschieden sich in der Sensitivität ihres Nachweises mit mittlerer
Signifikanz (p<0,01).
0,0%
10,0%
20,0%
30,0%
40,0%
50,0%
60,0%
70,0%
80,0%
M. e
xpan
sa
A. p
erfo
liata
C. n
assa
tus
A.c
anin
um
U.
sten
ocep
hala
C. o
ncop
hora
A. s
uum
T. le
onin
a
T. c
anis
T. c
ati
T. v
ulpi
s
Cyclophyllida Strongylida Ascaridida Enoplida
Parasiten in Ordnungen
Anz
ahl p
ositi
ver P
robe
n
Mittel
Abbildung 17: Sensitivität der McMaster-Methode für verschiedene Parasiten, gemessen an dem
Anteil positiver Proben an der Gesamtzahl positiver Proben, mit arithmetischem Mittel der
Parasitenordnungen
- 55 -
ERGEBNISSE
4.2.1.3 Durchschnittliche Sensitivität
In Abbildung 18 wird die durchschnittliche Sensitivität der McMaster-Methode dargestellt, die
Standardabweichungen und Variationskoeffizienten für die einzelnen Konzentrationsstufen sind in
Tabelle 5 zu sehen. In den Konzentrationsstufen 1-500 EpG kamen je 165 Proben zur
Untersuchung, bei 1000 EpG 150 Proben. Während bei 1 EpG 0 % der Proben positiv waren, waren
bei 30 EpG 29 % positiv. In den Konzentrationsstufen 50 und 80 EpG waren 49 bzw. 60 % der
Proben positiv, bei 100 EpG waren es 73 %. Ab 500 EpG waren 100 % der Proben positiv.
010
2030
40
5060
7080
90
100
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000
zugefügte Eizahl/g Kot
Anz
ahl p
ositi
ver P
robe
n [%
]
Abbildung 18: Arithmetischer Mittelwert der Sensitivität der McMaster-Methode: alle in
Konzentrationsstufen zusammengefassten Parasiten und die Spannweite zwischen verschiedenen
Parasiten in den verschiedenen Konzentrationsstufen
Tabelle 6: Standardabweichungen (SD) und Variationskoeffizienten (Vk) der einzelnen
Konzentrationsstufen, zusammengefasst aus allen untersuchten Parasiten, für die durchschnittliche
Sensitivität der McMaster-Methode zugefügte
Eizahl /g Kot
1
30
50
80
100
500
1000
SD 0 15,5 14,7 13,3 15,3 0 0
Vk % 0 57 30 22 21 0 0
- 56 -
ERGEBNISSE
4.2.2 Effektivität
4.2.2.1 Einzelne Parasiten
In den Abbildungen 19–22 sind für jeden Parasiten der prozentuale Anteil wiedergefundener Eier
aus den Proben verschiedener Konzentrationsstufen dargestellt. In einer Konzentration von 1 EpG
konnten in keiner Probe der unterschiedlichen Parasiten Eier gefunden werden. Ab 30 EpG ließen
sich außer bei T. canis bei allen Parasiten Eier in einigen Proben finden. Der höchste Prozentsatz
wurde hier bei T. leonina gefunden (74 %). Ab 50 EpG konnten ohne Ausnahme in einigen Proben
aller Parasiten ein gewisser Anteil Eier wiedergefunden werden, die Werte schwankten hier
zwischen 62 % (T. vulpis) und 18 % (T. canis). In der Konzentration von 80 EpG schwankten die
Anteile wiedergefundener Eier zwischen 28 % (T. canis) und 166 % (T. cati). Bei einer zugefügte
Eizahl von 100 EpG wurden bei T. cati 138 % der Eier wiedergefunden, am wenigsten Eier wurden
bei A. suum mit 22 % ermittelt. In der Konzentrationsstufe 500 EpG schwankten die
wiedergefundenen Anteile zwischen 15 % (A. perfoliata) und 76 % (U. stenocephala). Bei 1000
EpG wurden die wenigsten Eier bei T. canis wiedergefunden (33 %) und die meisten bei T. leonina
(91 %).
- 57 -
ERGEBNISSE
0102030405060708090
100
0 200 400 600 800 1000 1200
zugefügte Eizahl/g Kot
durc
hsch
nittl
ich
gefu
nden
e Ei
zahl
[%
]
A. caninum U. stenocephala Cyathostominae C. oncophora
Abbildung 19: Effektivität der McMaster-Methode für die Strongylida: A. caninum, U.
stenocephala (Hund), den Cyathostominae (Pferd) und C. oncophora (Rind) für verschiedene
Eikonzentrationen/g Kot
0102030405060708090
100
0 200 400 600 800 1000 1200
zugefügte Eizahl/g Kot
durc
hsch
nittl
ich
gefu
nden
e Ei
zahl
[%]
A. suum T. leonina T. cati T. canis
Abbildung 20: Effektivität der McMaster-Methode für die Ascaridida: T. cati, T. leonina (Katze),
T. canis (Hund) und A. suum (Schwein) für verschiedene Eikonzentrationen/g Kot
- 58 -
ERGEBNISSE
0102030405060708090
100
0 200 400 600 800 1000 1200
zugefügte Eizahl/g Kot
Anz
ahl p
ositi
ver P
robe
n [%
]
M. expansa A. perfoliata
Abbildung 21: Effektivität der McMaster-Methode für die Cyclophyllida: M. expansa (kleiner
Wiederkäuer) und A. perfoliata (Pferd) für verschiedene Eikonzentrationen/g Kot
0102030405060708090
100
0 200 400 600 800 1000 1200
zugefügte Eizahl/g Kot
Dur
chsc
hnitt
lich
gefu
nden
e Ei
zahl
[%]
T. vulpis
Abbildung 22: Effektivität der McMaster-Methode für die Enoplida: T. vulpis (Hund) für
verschiedene Eikonzentrationen/g Kot
- 59 -
ERGEBNISSE
4.2.2.2 Parasitenordnungen
In Abbildung 23 ist der arithmetische Mittelwert des prozentualen Anteils wiedergefundener Eier
aller Parasiten einer Ordnung zu sehen. Zusätzlich ist der in allen Konzentrationsstufen
durchschnittlich wiedergefundene prozentuale Anteil der zugefügten Eizahl/Probe einzelner
Parasiten dargestellt. In der Ordnung der Cyclophyllida wurde im Mittel eine Effektivität der
McMaster-Methode von 38 %, in der Ordnung der Strongylida 44 % und in den Ordnungen der
Ascaridida und Enoplida je 47 % und 48 % der ursprünglich in der Probe vorhandenen Eizahl
ermittelt.
0,0%
10,0%
20,0%
30,0%
40,0%
50,0%
60,0%
70,0%
80,0%
90,0%
M. e
xpan
sa
A. p
erfo
liata
C. n
assa
tus
A.c
anin
um
U.
sten
ocep
hala
C. o
ncop
hora
A. s
uum
T. le
onin
a
T. c
anis
T. c
ati
T. v
ulpi
s
Cyclophyllida Strongylida Ascaridida Enoplida
Parasiten in Ordnungen
durc
hsch
nittl
ich
gefu
nden
e Ei
zahl
Mittel
Abbildung 23: Effektivität der McMaster-Methode für verschiedene Parasiten mit arithmetischem
Mittel der Parasitenordnungen
- 60 -
ERGEBNISSE
4.2.2.3 Durchschnittliche Effektivität
In Abbildung 24 ist die durchschnittliche Effektivität der McMaster-Methode dargestellt, die
Standardabweichungen und Variationskoeffizienten der einzelnen Konzentrationsstufen sind
Tabelle 6 zu entnehmen. In allen Konzentrationsstufen wurden 165 Proben untersucht, mit
Ausnahme der Konzentrationsstufe 1000 EpG, dort gelangten nur 150 Proben zur Untersuchung.
Bei 0 EpG konnten gar keine Eier nachgewiesen werden, bei 30 EpG wurden im Schnitt 45 % der
Eier gefunden. In den Konzentrationsstufen 50 und 80 EpG konnten im Mittel 44 % und 53 % der
Eier wiedergefunden werden, bei 100 EpG waren dies 52 %. Bei einer zugefügte Eizahl von 500
bzw. 1000 EpG betrugen die durchschnittlichen Werte 46 % und 52 %.
0
20
4060
80
100
120140
160
180
0 200 400 600 800 1000zugefügte Eier/g Kot
durc
hsch
nittl
ich
gefu
nden
e Ei
zahl
[%
]
Abbildung 24: Arithmetischer Mittelwert der Effektivität der McMaster-Methode: alle in
Konzentrationsstufen zusammengefassten Parasiten und die Spannweite zwischen verschiedenen
Parasiten in den verschiedenen Konzentrationsstufen
- 61 -
ERGEBNISSE
Tabelle 7: Standardabweichungen (SD) und Variationskoeffizienten (Vk) der einzelnen
Konzentrationsstufen, zusammengefasst aus allen untersuchten Parasiten, für die durchschnittliche
Effektivität der McMaster-Methode
zugefügte
Eizahl /Probe
1
30
50
80
100
500
1000
SD 0 18,8 14 39,1 32,1 18,2 18,8
Vk % 0 38 32 73 61 39 36
- 62 -
ERGEBNISSE
4.3 Sedimentationsmethode
4.3.1 Sensitivität
Bei 1 EpG war keine der untersuchten Proben positiv. In den Konzentrationsstufen 5 und 10 EpG
waren 27 % bzw. 73 % der Proben positiv, bei 15 EpG wurden bereits 93 % der Proben als positiv
klassifiziert. Ab 20 EpG waren durchgängig 100 % der Proben positiv (Abbildung 25).
0102030405060708090
100
0 5 10 15 20 25 30
zugefügte Eizahl/g Kot
Anz
ahl p
ositi
ver P
robe
n [%
]
Abbildung 25: Sensitivität der Sedimentationsmethode für F. hepatica (Rind) in Abhängigkeit von
der Eikonzentration/g Kot
4.3.2 Effektivität
Bei 1 EpG waren alle Proben negativ und somit keine Eier nachzuweisen. Bei 5 EpG waren im
Schnitt 7 % der Eier zu finden, bei 10 und 15 EpG 12 bzw. 16 %. Bei 20 EpG wurde eine maximale
- 63 -
ERGEBNISSE
Wiederfindungsrate von 20% ermittelt. In den Konzentrationsstufen 25 und 30 EpG fanden sich 19
bzw. 18 % der zugefügten Eier einer Probe wieder.
0
10
20
30
40
50
60
70
0 5 10 15 20 25 30 35
zugefügte Eizahl/g Kot
durc
hsch
nittl
ich
gefu
nden
e Ei
zahl
/g
Kot
[%]
Abbildung 26: Effektivität der Sedimentationsmethode für F. hepatica (Rind) in Abhängigkeit von
der Eikonzentration/g Kot
Tabelle 8: Standardabweichungen (SD) und Variationskoeffizienten (Vk) der einzelnen
Konzentrationsstufen für die Effektivität der Sedimentationsmethode für F. hepatica
Zugefügte
Eier/g Kot
1
5
10
15
20
25
30
SD 0 0,6 0,9 1,3 2,2 1,4 2,1
Vk % 0 185 78 53 56 29 38
- 64 -
ERGEBNISSE
4.4 Auswanderverfahren nach Baermann
4.4.1 Sensitivität
Die Sensitivität der Methode für die ungerührte Kotprobe lag für 0,7 LpG bei 46,7 %, für 3,4 LpG
bei 86,7 % und für 6,7 LpG bei 93,3 %. Ab 10,1 LpG waren 100 % der Proben positiv. (Abbildung
27). Die Sensitivität für die gerührte Kotprobe lag bei 46,7 % für 1,6 LpG, bei 80 % für 3,2 LpG
und bei 100 % für 6,3 LpG (Abbildung 28).
0
20
40
60
80
100
0 5 10
Larvenzahl/g Kot
Anz
ahl p
ositi
ver P
robe
n [%
]
15
Abbildung 27: Sensitivität des Auswanderverfahrens nach Baermann für D. viviparus in einer
ungerührten Kotprobe in Abhängigkeit von der Larvenkonzentration/g Kot
- 65 -
ERGEBNISSE
0
20
40
60
80
100
0 5 10 15
Larvenzahl/g Kot
Anz
ahl p
ositi
ver P
robe
n [%
]
Abbildung 28: Sensitivität des Auswanderverfahrens nach Baermann für D. viviparus in einer
3 min gerührten Kotprobe in Abhängigkeit von der Larvenkonzentration/g Kot
4.4.2 Effektivität
Die Effektivität der Methode in Bezug auf die ungerührte Kotprobe (Abbildung 29) stellt sich
folgendermaßen dar: Bei einer Konzentration von 0,67 LpG wurden im Schnitt 64 % der Larven
wiedergefunden. Bei den Verdünnungsstufen 3,36 und 6,72 LpG konnten mit der Methode ein
durchschnittlicher Anteil von 91 % und 96 % der Larven gefunden werden. Bei 10,08 und 13,44
LpG wurden 254 % bzw. 220 % der Larven ermittelt.
Bei der Untersuchung der Effektivität der Methode für die gerührte Kotprobe (Abbildung 30)
wurden folgende Werte ermittelt: In den Konzentrationsstufen 1,6 und 3,2 LpG wurden 27 % bzw.
39 % der Larven gefunden. In einer Konzentration von 6,3 LpG wurden mit der Methode im Schnitt
67 % der Larven wiedergefunden.
- 66 -
ERGEBNISSE
05
101520253035404550
0,67 3,36 6,72 10,08 13,44
Larvenzahl/g Kot
durc
hsch
nittl
ich
gefu
nden
e La
rven
zahl
/g K
ot
Abbildung 29: Effektivität des Auswanderverfahrens nach Baermann für D. viviparus aus einer
ungerührten Kotprobe in Abhängigkeit von der Larvenkonzentration/g Kot
Tabelle 9: Standardabweichungen (SD) und Variationskoeffizienten (Vk) der einzelnen
Konzentrationsstufen für die Effektivität des Auswanderverfahrens nach Baermann für D. viviparus
aus einer ungerührten Kotprobe
Zugefügte
Larven/g Kot
0,67
3,36
6,72
10,08
13,44
SD 1,1 10 6,2 30,4 52,9
Vk % 130 78 101 59 89
- 67 -
ERGEBNISSE
05
101520253035404550
1,58 3,15 6,3
Larvenzahl/g Kot
durc
hsch
nittl
ich
gefu
nden
e La
rven
/g K
ot
Abbildung 30: Effektivität des Auswanderverfahrens nach Baermann für D. viviparus aus einer
3 min gerührten Kotprobe in Abhängigkeit von der Larvenzahl/g Kot
Tabelle 10: Standardabweichungen (SD) und Variationskoeffizienten (Vk) der einzelnen
Konzentrationsstufen für die Effektivität des Auswanderverfahrens nach Baermann für D. viviparus
aus einer 3 Minuten gerührten Kotprobe Zugefügte
Larven/g Kot
1,6
3,2
6,3
SD 1,1 2,2 4,5
Vk % 129 89 54
- 68 -
DISKUSSION
5 DISKUSSION
Ziel dieser Arbeit war die Gewinnung von Daten zur Validierung des kombinierten Sedimentations-
Flotationsverfahrens wie in Kapitel 3.3.1 beschrieben, der McMaster-Methode nach Wetzel, der
Sedimentationsmethode nach Benedek und dem Auswanderverfahren nach Baermann. Dabei
wurden bei den beiden erstgenannten Methoden möglichst viele verschiedene, mit diesen Methoden
üblicherweise nachgewiesene, Parasiten berücksichtigt. Dies geschah, um einen repräsentativen
Querschnitt für die Methode sowie Daten zur Beurteilung von unterschiedlichem Verhalten
einzelner Parasiten innerhalb der Methode zu erhalten.
Die Aussagekraft einer koproskopischen Methode lässt sich anhand zweier Kriterien bewerten:
Erstens an der Anzahl falsch negativer Proben (Sensitivität) und zweitens an dem Anteil in der
Probe wiedergefundener Eier (Effektivität) (Egwang und Slocombe, 1981). Unterschiede zwischen
einzelnen Parasitenstadien ergeben sich aus den gleichen Kriterien.
5.1 Kombiniertes Sedimentations-Flotationsverfahren
Das kombinierte Sedimentations-Flotationsverfahren wird fast ausschließlich in der qualitativen
Routinediagnostik von Kotproben einzelner oder weniger Tiere angewendet. Der Schwerpunkt liegt
hier darin, dass ein positives Tier mit größtmöglicher Sicherheit auch als solches erkannt werden
soll, die Sensitivität dieser Methode ist deshalb von besonderer Bedeutung. Die vorliegenden
Untersuchungen wurden mit geringen Eimengen pro Gramm Kot durchgeführt, um verlässliche
Daten für die Grenze der Sensitivität der Methode zu erhalten, da der Aspekt der Effektivität im
Vergleich zur Sensitivität von untergeordneter Bedeutung ist und in der Routinediagnostik die
gefundene Eizahl nur semiquantitativ klassifiziert wird.
Den vorliegenden Ergebnissen zufolge kann für alle in dieser Arbeit untersuchten Parasiten ab einer
Eizahl von 80 EpG eine 100 %ige Sensitivität der kombinierten Sedimentation-Flotationsmethode
(also keine falsch negativen Proben) erwartet werden, darunter schwankt die Menge der falsch
negativ getesteten Proben in Abhänigkeit von dem untersuchten Parasiten. Die Spannweite ist für
die mittleren Konzentrationsstufen besonders groß. Sie und der Variationskoeffizient zeigen, dass
- 69 -
DISKUSSION
sich Unterschiede in der Nachweisbarkeit durch die Methode zwischen den Parasiten mit
zunehmender Eizahl pro Gramm Kot relativieren bzw. ab 80 EpG unrelevant sind. Egwang und
Slocombe (1981) (vgl. Kapitel 2.2.1) erreichten mit der Cornell DCF- und der Wisconsin-DCF-
Methode, bei denen es sich ebenfalls um Konzentrationsmethoden handelt, die die Zentrifugation
und Flotation beinhalten, deutlich höhere Sensitivitäten, welche für 7, 30 und 60 EpG bei 100%
lagen. Die Effektivität der hier verwendeten kombinierten Sedimentation-Flotation erweist sich in
den untersuchten Konzentrationsstufen als gering, sie liegt in der Konzentration 60 EpG bei 1,3 %,
der Variationskoeffizient ist erheblichen Schwankungen unterworfen. Mit zunehmender Eizahl pro
Gramm Kot ist allerdings eine kontinuierliche Steigerung der Effektivität der Methode zu
verzeichnen. Egwang und Slocombe (1981) erreichten mit der Cornell-DCF- und der Wisconsin-
DCF-Methode eine höhere Effektivität, welche in der Konzentration 60 EpG bei 63 % bzw. 69 %
lag, der Variationskoeffizient lag bei ihren Untersuchungen bei 19 % bzw. 10,6 %, in vorliegenden
Untersuchungen betrug er bei 60 EpG 48 %. Die durch Egwang und Slocombe (1981) mit den von
ihnen untersuchten Methoden deutlich besseren erreichten Ergebnisse lassen sich allerdings nicht
direkt mit den hier vorliegenden Ergebnissen vergleichen, da sich die Methoden in wesentlichen
Punkten von der kombinierten Sedimentations-Flotattionsmethode unterscheiden (z.B. im
Verhältnis von Wasser zur Kotprobe, Flotationslösungen und Zentrifugation) und die Autoren die
Methoden anhand eines anderen, als in vorliegender Arbeit verwendeten, Parasiten, nämlich H.
contortus in Rinderkot untersuchten. Die höhere Sensitivität bzw. Effektivität der Cornell-DCF-
und der Wisconsin-DCF-Methode kann sowohl in den Unterschieden in den Modifikationen der
Methoden als auch in unterschiedlichem Verhalten des Parasiten begründet sein.
Die Auswirkungen verschiedener Methodenmodifikationen wurden von Egwang und Slocombe
(1982) anhand der Cornell-Wisconsin Centrifugal Flotation Methode ebenfalls unter der
Verwendung von H. contortus untersucht (vgl. Kapitel 2.2.1). Sie stellten in ihren Untersuchungen
fest, dass die zweifache Zentrifugation, erst der Kot-Wasser-Suspension und anschließend der Kot-
Zuckerlösung-Suspension, die Sensitivität (zwischen 3 und 7 EpG traten keine falsch negativen
Proben auf) und die Effektivität (sie lag dann für die untersuchte Methode bei 62,6 %) verbesserte.
Williamson et al. (1998) ermittelte die Effektivität von zwei Flotationsmethoden anhand von dem in
vorliegender Arbeit ebenfalls untersuchten Parasiten A. perfoliata (vgl. Kapitel 2.2.1) und erreichte
ab 2 EpG mit beiden Methoden positive Befunde, das entspricht einer höheren Sensitivität als in
vorliegenden Untersuchungen mittels der kombinierten Sedimentation-Flotation. Die Effektivität
- 70 -
DISKUSSION
betrug 9,1 % bzw. 50 % und lag für diesen EpG-Bereich ebenfalls höher. Bei der Durchführung der
Methoden wurden drei bzw. zwei Zentrifugationen durchgeführt. Eine deutliche Verbesserung der
hier beschriebenen Methode hinsichtlich ihrer Sensitivität könnte evtl. durch die von Egwang und
Slocombe (1982) beschriebene zusätzliche Zentrifugation der Kot-Wasser-Suspension erreicht
werden, da auch Williamson et al. (1998) mit mehreren Zentrifugationen ebenfalls bessere
Ergebnisse erzielten. Die Praktikabilität der Methode würde durch den damit verbundenen
Mehraufwand allerdings eingeschränkt. Egwang und Slocombe (1982), konnten keinen Einfluss des
Kot-Wasser-Verhältnisses bei Verhältnissen zwischen 1:3 und 1:12 auf die Sensitivität bzw.
Effektivität einer Methode nachweisen, in der Arbeit von Williamson et al (1998) betrug das
Verhältnis von Kot zu Wasser 1:2 bzw. 1:10. Beide Autoren erreichten mit der, im Gegensatz zu
der in der kombinierten Sedimentation-Flotation verwendeten (1:50), geringen Verdünnug der
Kotprobe mit Wasser, höhere Sensitivitäten und Effektivitäten. Deshalb kann eine Verbesserung der
Sensitivität und Effektivität der kombinierten Sedimentation-Flotation evtl. auch mit einer
geringeren Verdünnung der Kotprobe erreicht werden. Egwang und Slocombe (1982) fanden in
ihren Untersuchungen, dass bei Gebrauch eines Siebes zum Rückhalt grober Kotbestandteile immer
ein Eianteil von ca. 30 % im Sieb bzw. den zurückgehaltenen Kotbestandteilen und dem darin
enthaltenen Rest an Flüssigkeit hängen bleibt. Eine Erhöhung der Eiausbeute und damit verbesserte
Sensitivität der hier vorgestellten Methode könnte auch durch das Ausdrücken der Flüssigkeit aus
den Kotresten im Sieb z.B. mittels eines Spatels versucht werden. Proudman und Edwards (1992)
validierten eine Zentrifugations-/Flotationstechnik ebenfalls zum Nachweis von A. perfoliata. Sie
ermittelten eine Sensitivität von 61 %, welche aber nicht in Vergleich zu den vorliegenden Daten
gesetzt werden kann, da die von den Autoren verwendten Kotproben von infizierten Pferden mit
unterschiedlicher Befallsintensität stammten und daher die genaue Eizahl in den Kotproben nicht
bekannt war.
Keferböck (1982), Mayerhofer (1985) und Schragner (1986) ermittelten in umfangreichen Arbeiten
eine konzentrierte Zuckerlösung (spez. Gewicht 1,26) als effektivstes Flotationsmedium für die Eier
verschiedener Parasitenarten bei verschiedenen Tierarten. Auch Williamson et al. (1998)
verwendeten Zuckerlösung als Flotationsmedium (spez. Gewicht 1,28) und erreichten bessere
Ergebnisse als die in vorliegender Arbeit unter der Verwendung von Zinksulfatlösung gewonnenen.
Bei der hier zur Verwendung gekommenen Methode könnte möglicherweise ebenfalls mit
konzentrierter Zuckerlösung anstelle von Zinksulfatlösung eine bessere Sensitivität erreicht werden.
- 71 -
DISKUSSION
Keferböck (1982), Mayerhofer (1985) und Schragner (1986) verwendeten im Vergleich allerdings
eine Zinksulfatlösung mit einer Dichte von 1,24, die darin deutlich unter der Dichte der hier
verwendeten Lösung (spez. Gewicht 1,3) liegt und deshalb vorhandene Eier evtl. schlechter
flotieren ließ. Auch wird die Zuckerlösung nach ihrer Herstellung schnell mit Pilzen besiedelt,
weshalb eine Vorratshaltung ungünstig ist. Dies sowie die klebrige Verunreinigung des
Arbeitsplatzes durch Zuckerlösung stellen gegenüber Zinksulfat einen Nachteil dar. Zajac (2002)
verglich ebenfalls eine Zinksulfatlösung (spez. Gewicht 1,18) mit einer Zuckerlösung (spez.
Gewicht 1,25) und konnte mit der Zinksulfatlösung mehr positive Proben ermitteln. Inwiefern mit
den vorgeschlagenen Änderungen tatsächlich eine höhere Sensitivität der Methode erreicht werden
kann, müsste mit einer ausreichenden Probenzahl unterschiedlicher Parasiteneier und Wirtstierarten
experimentell ermittelt werden.
5.2 McMaster-Methode
Die McMaster-Methode wird in ihrer Eigenschaft als Verdünnungsmethode primär zu der
Erfassung hoher Eizahlen in Kotproben in der epidemiologischen und experimentellen Parasitologie
eingesetzt. Ihre Effektivität ist daher von maßgeblicher Bedeutung. Obwohl die McMaster-Methode
kaum in qualitativen Untersuchungen mit mäßigen Eizahlen Verwendung findet, wurde hier neben
ihrer Effektivität auch ihre Sensitivität untersucht, da diese in Abhängigkeit von der Eizahl pro
Gramm Kot auch bei quantitativen Untersuchungen eine Rolle spielen kann.
Die Verwendung der McMaster-Methode hinsichtlich der Sensitivität ist nach vorliegenden
Ergebnissen nur sinnvoll, wenn höhere Eizahlen als 500 EpG in einer Probe zu erwarten sind. Für
Eizahlen unter 500 EpG liefert sie keine zuverlässig positiven Ergebnisse. Als
Verdünnungsmethode ist die McMaster-Methode dafür entwickelt worden, sehr hohe Eizahlen zu
einer für den Untersucher quantitativ erfassbaren Menge aufzubereiten (Gibson 1965). In dieser
Eigenschaft ist ihre geringe Sensitivität in unteren Eizahlen pro Gramm Kot nicht relevant, da sie
bei sachgemäßer Anwendung erst ab hohen Eizahlen (über 1000 EpG) zum Einsatz kommt. Als
Methode zur Diagnostik ist sie aufgrund der geringen Sensitivität grundsätzlich nicht geeignet. Die
errechnete untere Nachweisgrenze der Methode liegt bei 33 EpG. In diesem Fall ist in einer der drei
- 72 -
DISKUSSION
Zählkammern ein Ei zu finden. Dass es sich hierbei um einen rein theoretischen Wert handelt,
zeigen die vorliegenden Ergebnisse. Die Effektivität der Methode für die untersuchten Eizahlen pro
Gramm Kot schwankt von Konzentration zu Konzentration (excl. 1 EpG, hier traten keine
Schwankungen auf) gering und beträgt im Mittel 49 %. Sie zeigt mit zunehmender Eizahl pro
Gramm Kot keine Tendenz zur Erhöhung. In Anbetracht der Tatsache, dass es sich bei der
McMaster-Methode um ein quantitatives Verfahren handelt, ist diese Effektivität als gering
einzustufen. Die untersuchten Eizahlen pro Gramm Kot sind allerdings niedrig gewählt (die
McMaster-Methode wurde zur Untersuchung hoher Eizahlen entwickelt und ist in ihrer Eigenschaft
als Verdünnungsmethode erst ab 1000 EpG sinnvoll einzusetzen), über eine Verbesserung der
Effektivität in höhern Eizahlbereichen kann deshalb nur spekuliert werden. Hunter und Quenouille
(1952) postulierten, dass bei der Verwendung einer Verdünnungstechnik wie der McMaster-
Methode die Genauigkeit der Zählung steigt, je mehr Eier gezählt werden. Deplazes und Eckert
(1988) (vgl. Kapitel 2.2.2) validierten die McMaster-Methode in deutlich höheren
Eikonzentrationen pro Gramm Kot (1716 EpG) und erreichten eine höhere Effektivität (im Mittel
70,4 %) als in den vorgestellten Ergebnissen und als Egwang und Slocombe (1981)(s.u.). In der
Literatur findet man häufig Angaben über niedrige gefundene Eizahlen pro Gramm Kot (unter 500
EpG), welche mit der McMaster-Methode oder einer modifizierten McMaster-Methode ermittelt
wurden (z.B. Borgsteede et al., 2000). Solche niedrigen mit der McMaster-Methode ermittelten
Eizahlen, die von den Autoren o.a. Studien als zuverlässig angesehen wurden, müssen nach
vorliegenden Ergebnissen wahrscheinlich als falsch niedrig interpretiert werden, da die
Wahrscheinlichkeit tatsächlich wesentlich höherer Eizahlen in der Ausgangskotprobe sehr groß ist.
Die Problematik bestünde dabei nicht in zu niedrigen bestimmten Eizahlen pro Gramm Kot, wenn
der vorhandene Fehler immer der gleiche wäre. Schwierigkeiten in der Beurteilung ergeben sich aus
den vorhandenen Schwankungen, so dass kein allgemein gültiger Fehler angegeben werden kann.
Peters und Leiper (1940) bestimmten mit einer Verdünnungsmethode für hohe Eizahlen einen
wesentlich geringeren Variationskoeffizienten als für niedrige. Aufbauend auf jene und die
vorliegende Arbeit sollten weitere Untersuchungen angestrebt werden, um die Effektivität und die
Varianz der Methode besser eingrenzen zu können und darauf beruhende Fehleinschätzungen zu
vermeiden.
Egwang und Slocombe (1981) konnten mit zwei modifizierten McMaster-Methoden eine höhere
Effektivität in niedrigen Eizahlbereichen (vgl. Kapitel 2.2.2) als in den hier vorliegenden
- 73 -
DISKUSSION
Ergebnissen erreichen, die sich auch in denen von ihnen beschriebenen höheren Sensitivitäten
wiederspiegelt. Sie verwendeten eine modifizierte McMaster-Methode und eine Modifizierung der
Cornell-McMaster-Methode und erreichten bei 60 EpG Sensitivitäten von 100 % bzw. 90 %,
während die Effektivität der Methode bei 80 % bzw. 121 % lag. Bei 30 EpG wurde mit der
modifizierten McMaster-Methode immer noch eine 100 %ige Sensitivität erreicht und eine
Effektivität von 63 %. Die Ergebnisse sind mit den hier vorliegenden Daten nicht direkt
vergleichbar, da die Autoren u.a. Eier eines anderen Parasiten, nämlich H. contortus, eine andere
Korrelation von Fäzes zu Wasser (z.B. 1:7,5 bei der Cornell-McMaster-Methode) und eine mit 5g
größere Probenmenge zur Validierung einsetzten. Auch die Ergebnisse von Deplazes und Eckert
(1988) sind in ihrer Vergleichbarkeit sehr eingeschränkt, da die Autoren Zinkchloridlösung als
Flotationsmedium (spez. Gewicht 1,4) und Eier von Taenia hydatigena verwendeten, weshalb die
Ergebnisse weder mit den in dieser Arbeit vorliegenden noch mit denen von Egwang und Slocombe
(1981) direkt verglichen werden können. Verschiedene Autoren untersuchten diverse Faktoren,
welche die Ergebnisse der McMaster-Methode beeinflussen. Cringoli et al. (2004) zeigten, dass die
verwendete Flotationslösung die Menge an gefundenen Eiern signifikant beeinflusst. Sie empfehlen
für Strongylideneier eine Zuckerlösung mit einer Dichte zwischen 1,2 und 1,35 als
Flotationsmedium. Auch in vorliegender Arbeit stellte die gesättigte NaCl-Lösung (spez. Gewicht
1,18-1,2) nicht das ideale Flotationsmedium für alle untersuchten Eier dar. So wurden die Eier von
T. vulpis mit ZnSO4-Lösung (spez. Gewicht 1,3) flotiert, da aufgrund ihres hohen spezifischen
Gewichtes eine Flotation mit NaCl nur unzureichend stattfindet. Die Zuckerlösung weist allerdings
die schon beschriebenen Nachteile in der Anwendung auf (s.o.).
Eine weitere Verbesserung der McMaster-Methode kann den Untersuchungen genannter Autoren
zufolge durch das Auszählen der gesamten McMaster-Kammer anstelle einer Beschränkung auf die
markierten Zählfelder erreicht werden. Das untersuchte Volumen einer Kammer wird somit auf 1,0
ml erhöht. Nach Dunn und Keymer (1986) könnten die Ergebnisse durch eine auf 30 min
verlängerte Flotationszeit verbessert werden, länger als 40 min dürfen sie jedoch nicht flotieren. Die
aufgeführten Möglichkeiten sind mit einem vergleichsweise hohen Zeitaufwand verbunden, ihre
Nachteile liegen daher in der Praktikabilität, besonders bei einer großen Anzahl zu untersuchender
Proben.
- 74 -
DISKUSSION
5.3 Unterschiede im Nachweis einzelner Parasiten und Parasitenordnungen
In den vorliegenden Untersuchungen lässt sich keine offensichtliche Gesetzmäßigkeit in der
Nachweisbarkeit von Eiern unterschiedlicher Parasiten erkennen. Die bestehenden signifikanten
Unterschiede im Nachweis zwischen einzelnen Parasiten und Parasitenordnungen sind daher z.T.
schwer zu interpretieren. In der kombinierten Sedimentations-Flotationsmethode ist die gute
Nachweisbarkeit (sowohl in der Sensitivität als auch in der Effektivität) der Strongyliden der
Pflanzenfresser (C. oncophora und den Cyathostominae, siehe Abb. 1und 7) am auffälligsten. Die
Strongylida unterscheiden sich hier in ihrer Nachweisbarkeit ebenso wie die Cyclophyllida
signifikant von den Ascaridida (vgl. Kapitel 4.1.1.2), für deren Nachweis die Methode
vergleichsweise schlechter abschnitt. Die Sensitivität der McMaster-Methode ist ab 500 EpG für
alle untersuchten Parasiten gleich (s.Abb. 13–16) , während in der Effektivität große Unterschiede,
vor allem innerhalb der Ascaridida, festgestellt wurden (s. Abb. 20).
Die signifikanten Unterschiede zwischen Eiern innerhalb einer Ordnung und zwischen den
Ordnungen hinsichtlich ihrer Sensitivität könnten in unterschiedlicher Kotbeschaffenheit der Proben
und Unterschieden in den Flotationseigenschaften der Eier, welche jede Methode, die sich das
Prinzip der Flotation zu Nutze macht, stark beeinflussen, bedingt sein. Diese können in
unterschiedlicher Oberflächenbeschaffenheit, Dichte (Sawitz, 1942; David und Lindquist 1982),
verschiedenen Reifezuständen (Sasaki 1927), unterschiedlicher elektrostatischer Oberfläche der
Eier (Bailenger 1979) und unterschiedlicher Interaktion des Flotationsmediums mit den Eiern
begründet liegen. So war das negative Kotausgangsmaterial der Hunde trotz gleicher Fütterungs-
und Haltungsbedingungen zum Teil von unterschiedlicher Konsistenz (weicher oder fester
geformter Kot), die Kotbeschaffenheit zwischen den Tierarten entsprach den natürlichen
Unterschieden. Es ist anzunehmen, dass sich Eier aus dem zum Teil sehr grobfaserigen Kot der
Pflanzenfresser besser auswaschen und damit nachweisen lassen als aus dem feinen Kot der
Fleischfresser. Dieses Phänomen kann aber auch im Versuchsaufbau begründet sein, der zwingend
erfordert, die Eier in den negativen Kot einzurühren: So lässt sich die Eisuspension in den feinen
Hundekot einfacher einrühren als in den groben Pferde- oder extrem klebrigen Katzenkot. Gerade
die beiden letztgenannten wiesen in den Versuchen eine vergleichsweise gute Sensitivität auf,
welches auf eine artifizelle ungenügende Haftung der Eier im Kot hinweisen könnte, die sich unter
natürlichen Bedingungen vor allem bei der Katze anders darstellt. Es ist anzunehmen, dass die
- 75 -
DISKUSSION
Kotbeschaffenheit (sowohl innerhalb einer Tierart als auch zwischen den Tierarten) in der
Routinediagnostik eine maßgebliche Rolle spielt, aber nicht berücksichtigt werden kann.
Verschiedene Autoren (Ewer und Sinclair, 1951; Southcott, 1955; Riek et al.,1958; Mettrick, 1961;
Scott, 1938) haben Versuche zur Anwendung von Korrekturfaktoren hinsichtlich unterschiedlichen
Kotkonsistenzen gemacht. Ewer und Sinclair (1951) z.B. schlagen verschiedene Korrekturfaktoren
für Schafkot mit normaler, weich geformter, weicher, sehr weicher und wässriger Konsistenz vor.
Scott (1938) untersuchte Korrekturfaktoren für die Konsistenz humaner Fäzes und zog den Schluss,
dass diese unnötig sind. Im Allgemeinen wird von solcherlei Korrekturfaktoren kaum Gebrauch
gemacht. In der Regel werden in der Literatur Resultate aus Kotuntersuchungen qualitativ,
semiquantitativ oder quantitativ angegeben, ohne Angabe der Kotkonsistenz oder anderer Faktoren
wie der Fütterung.
Die deutlichen Unterschiede der Eier innerhalb einer Parasitenordnung weisen zum Teil sehr große
Unterschiede in ihrer Oberflächenbeschaffenheit und Form auf. Besonders fällt dies am Beispiel der
Ascaridida auf, bei denen sich nur T. cati und T. canis ähneln. Die Oberfläche der Eier von T.
leonina ist glatt, die Eier von A. suum besonders rau und knotig, die Oberfläche von T. cati und T.
canis ist rau alveoliert. Die Dichte der Eier verschiedener Parasiten wurde von einigen Autoren
bestimmt. So stellte Sawitz (1942) mit Hilfe von Zinksulfatlösungen die Dichten von Eiern von
Enterobius vermicularis, Trichuris trichuria, T. vulpis, A. caninum und Ascaris lumbricoides fest
und David und Lindquist (1982) mit Hilfe von Zuckerlösung die Dichte von T. canis, T. leonina, A.
caninum, T. vulpis, Physaloptera sp., Taenia sp., T. cati (embryoniert), A. suum, Trichuris suis und
Parascaris equorum.
In den hier vorgenommenen Versuchen wurden ausschließlich unembryonierte, möglichst frisch
ausgeschiedene und gewonnene Eier genutzt. Die Eier wurden in Wasser bei 4° C aufbewahrt und
innerhalb weniger Tage verwendet. Trotzdem kann für den von Hunden gesammelten Kot nicht
ausgeschlossen werden, dass die Eier sich unter Umständen in unterschiedlichen Stadien der
Zellteilung befunden haben, da der Kot bis zu 24 h im Zwinger gelegen haben kann und sich die
Eier, insbesondere die der Strongyliden, bei günstigen Außentemperaturen schnell weiter
entwickeln. Sawitz (1942) zeigte für A. lumbricoides, dass die Dichte dieser Eier sich sowohl
innerhalb des Einzellstadiums als auch zwischen fruchtbaren und unfruchtbaren Eiern unterschied.
Sasaki (1926) untersuchte ebenfalls fruchtbare Eier von Ascaris und stellte fest, das weniger reife
Eier schwerer sind als reifere Eier. Überträgt man diese Erkenntnisse auch auf Eier anderer
- 76 -
DISKUSSION
Parasiten, kann dies ein Grund für das unterschiedliche Verhalten morphologisch gleicher oder
ähnlicher Eier in der Flotation sein. Bailenger (1979) zieht ein unterschiedliches Flotationsverhalten
verschiedener Eier infolge elektrostatischer Oberflächenunterschiede in Betracht. Sawitz et al.
(1939) stellten fest, dass Eier von Trichuris in unterschiedlichen Flotationsmedien gleichen spez.
Gewichtes unterschiedlich gut flotieren. Sie postulierten deshalb, dass die Dichte eines biologischen
Objektes bestimmt durch seinen Auftrieb in einer Flüssigkeit nicht in zwingender Weise identisch
mit seiner tatsächlichen Dichte sein muss. Sie führten die gefundenen Unterschiede auf
Interaktionen der Ionen des Flotationsmediums mit der Eioberfläche zurück. Diese These würde
auch begründen, warum David und Lindquist (1982) für die gleichen Parasiten, untersucht mit einer
anderen Flotationslösung, z.T andere Werte ermittelten als Sawitz (1942). Nicht zuletzt spielt in der
vorliegenden Arbeit der für diese spezielle statistische Auswertung noch immer geringe Umfang der
Probenzahlen (zwischen 105 und 155) pro Parasit eine Rolle in der Beurteilung von Unterschieden.
Hier wären weitere Untersuchungen mit den verwendeten Methoden sowohl zu den bereits
untersuchten als auch zu anderen Parasiten wünschenswert.
5.4 Sedimentationsmethode
Ab einem Eigehalt von 20 EpG können mit der hier untersuchten Sedimentationsmethode für
F. hepatica falsch negative Ergebnisse nahezu ausgeschlossen werden.
McCaughey und Hatch (1964), Nickel (1962), Döbel (1963), Six (1968) und Conceicao et al.
(2002) erreichten mit anderen Sedimentationsverfahren eine deutlich bessere Sensitivität (vgl.
Kapitel 2.2.3). Da die Methoden in ihrer Durchführung aber von der hier verwendeten Methode
differieren, ist kein direkter Vergleich möglich. So verwendeten die Autoren u.a. eine Probenmenge
von 10 g bzw. 30 g Kot, so dass die Eizahlen in der gesamten Probe über den hier untersuchten
Eizahlen der gesamten Probe lagen. Conceicao et al. (2002) zeigten, das die Sensitivität bei
geringen Eizahlen pro Gramm Kot mit Erhöhung der Probenmenge zu verbessern ist. Eine
Möglichkeit zur Verbesserung der Sensitivität der in vorliegender Arbeit verwendeten Methode
wäre daher, die Probenmenge von 5 g auf 10 g oder ggf. sogar auf 30 g zu erhöhen. Mit
zunehmendem Ausgangsmaterial steigt allerdings auch der Bestandteil an feinen Kottrümmern,
- 77 -
DISKUSSION
welche ebenfalls mitsedimentieren und das Auszählen sehr erschweren können. Häufigeres
Auffüllen des Sediments mit Wasser und erneutes Sedimentieren und Dekantieren kann den Anteil
an Kottrümmern reduzieren, bedeutet aber für den Untersuchenden gerade bei einer größeren
Probenzahl einen Mehraufwand. Eine weitere Möglichkeit zur Verbesserung der Werte wäre die
Verwendung von Glasgefäßen mit parallelen Wänden, welche nur am unteren Ende spitz
ausgezogen sind, anstelle von den hier verwendeten Spitztrichtern. Boray und Pearson (1960)
konnten zeigen, dass ein Großteil der Eier beim Sedimentationsvorgang an den schrägen Wänden
eines Spitztrichters haften blieben und nicht ins Sediment gelangten. Dieser Eiverlust lässt sich
ihren Untersuchungen nach durch die Verwendung eines Zylinders, der nur am Ende spitz
ausgezogen ist, minimieren. Wie auch durch andere Autoren wurden in vorliegenden
Untersuchungen Leberegeleier verwendet, die aus den Gallenblasen frisch geschlachteter Rinder
gewonnen wurden. Döbel (1963) gibt zu bedenken, dass die Trennung der Eier von der zähflüssigen
Galle mitunter schwierig ist und dass an den Eiern haftende Gallereste deren Eigenschaften und
Verhalten in einer Methode beeinflussen können, welches den Vergleich der gewonnenen
Ergebnisse mit denen aus natürlich infizierten Kotproben unmöglich macht. Die Effektivität der
Methode steigt mit zunehmender Eizahl pro Gramm Kot bis zu 20 EpG. Hier stagniert sie auf dem
Niveau, an dem die Sensitivität 100 % erreicht. Ob die Effektivität bei höheren Eizahlen pro
Gramm Kot dennoch weiter zu steigern ist, muss in weiteren Untersuchungen geklärt werden. Der
Variationskoeffizient zeigt für die untersuchten Konzentrationsstufen eine unstete, aber sinkende
Tendenz von 185 % auf 29 %. Wahrscheinlich werden bei noch höheren Eizahlen pro Gramm Kot
niedrigere Variationskoeffizienten erreicht. Döbel (1963) erreichte mit einer anderen
Sedimentationsmethode eine Effektivität von 98 %, die genaue ursprüngliche Eizahl in der Probe ist
aber nicht bekannt, da sie die Proben nur semiquantitativ nach hoher, mittlerer und geringer Eizahl
eingestuft hatte. Conceicao et al. (2002) erreichten mit ihrer Methode eine deutlich bessere
Effektivität bei einem niedrigeren Variationskoeffizient. Nickel (1962) stellte bei seinen
Untersuchungen mit einer Sedimentationsmethode fest, dass sich mit höherem Eigehalt die Funde
mehr und mehr den realen Werten nähern. Happich und Boray (1969) ermittelten mit einer
Sedimentationsmethode eine ähnliche Effektivität wie sie in vorliegender Arbeit festgestellt wurde.
Die Autoren verwendeten bei Schaffäzes Probenmengen von 3 g und bei Rinderfäzes von 6 g. Auch
in Hinblick auf die Effektivität wäre zu untersuchen, ob die Erhöhung der Probenmenge auf 10 g
oder mehr eine Verbesserung bringen würde. Auffällig ist, dass die Autoren, die mit größeren
- 78 -
DISKUSSION
Probenmengen arbeiteten, bessere Ergebnisse erzielten als die, welche kleinere Probenmengen
verwendeten wie Happich und Boray (1969) oder die vorliegender Arbeit. Des Weiteren könnte aus
dem Ersatz von Spitztrichtern durch Gefäße mit parallelen Wänden (s.o.) eine deutlich höhere
Effektivität resultieren.
5.5 Auswanderverfahren nach Baermann
Die gemischte Kotprobe erreichte eine 100 %ige Sensitivität bei niedrigeren Larvenzahlen pro
Gramm Kot als die ungemischte. Das Ergebnis weist auf eine ungleichmäßige Verteilung der
Larven in der Fäzesportion hin. Im Generellen kann ab 10 LpG mit einer 100 %igen Sensitivität
gerechnet werden, unabhängig davon, ob die zu beprobende Kotmenge vorher gemischt wurde oder
nicht. Andere Autoren untersuchten an wesentlich höheren Larvenzahlen pro Gramm Kot die
Effektivität der Methode. Zur Sensitivität im hier definierten Sinne liegen keine Untersuchungen
vor. Die Schwäche der hier vorliegenden Daten besteht darin, dass die in einer Probe vorhandene
Larvenzahl nur aus der Larvenzahl der ursprünglichen Kotprobe, ermittelt ebenfalls mit dem
Auswanderverfahren nach Baermann, unter Berücksichtigung des Verdünnungsfaktors errechnet
werden konnte. Geht man davon aus, dass ein bestimmter Prozentsatz an Larven in der Methode
verloren geht, so bedeutet dies, dass die hier ermittelte Sensitivität zu hoch angesetzt ist und die
tatsächliche 100 %ige Sensitivität erst bei höheren Larvenzahlen pro Gramm Kot erreicht wird.
Nimmt man des Weiteren an, dass der Prozentsatz etwaig verlorener Larven einer gewissen Varianz
unterliegt, so bedeutet das für die vorliegenden Ergebnisse eine in Abhängigkeit von der Größe
dieser Varianz mehr oder weniger große Ungenauigkeit. Trotz dieser Ungenauigkeiten hat die
Feststellung Bestand, dass die Sensitivität der Methode durch gründliches Mischen der ganzen
Kotportion vor ihrer Untersuchung zunimmt. Die Effektivität der Methode steigt mit zunehmender
Larvenzahl pro Gramm Kot. Sie ist für die gemischte Probe deutlich niedriger als für die
ungemischte. Die Spannweite wird mit zunehmender Larvenzahl größer und ist für die ungemischte
Kotprobe deutlich größer als für die gemischte. Auch diese Daten deuten auf eine natürliche
ungleichmäßige Verteilung der Larven in einer Kotprobe hin, die durch gründliches Mischen
verbessert werden kann. Unterlässt man das Mischen und gewinnt aus einer Kotmenge nur eine
Probe, die zur Untersuchung gelangt, so erhält man unter Umständen ein falsch negatives Resultat
- 79 -
DISKUSSION
oder eines mit relativ zu wenig Larven oder aber eines, in dem die Larvenzahl falsch überhöht ist.
Auch im Variationskoeffizienten für die genannten Verdünnungsstufen zeigt sich der Effekt der
Mischung einer Kotmenge vor der Verarbeitung zu Proben. Er liegt bei der gemischten Probe
deutlich niedriger als bei der ungemischten Kotprobe. Andere Autoren wie Cort et al. (1922),
Parnell (1936) und Dinaburg (1942) (vgl. Kapitel 2.2.4) untersuchten ebenfalls die Effektivität der
Baermann-Methode, verwendeten aber die Larven anderer Parasiten und einen anderen
Versuchsaufbau, weshalb ein direkter Vergleich der Daten nicht möglich ist. Außerdem
untersuchten sie vor allem die Effektivität im Hinblick auf Modifikationen der Methode und setzten
die mit verschiedenen Modifikationen gefundene Larvenmenge gleicher Kotproben in Vergleich
und nicht, wie vorliegend, die Effektivität der Methode für verschiedene Larvenmengen pro Gramm
Kot. So konnte Dinaburg (1942) aus künstlich mit H. contortus infizierten Schafkotproben nur 11
% der Larven wiederfinden, obwohl er mit vergleichsweise hohen Dosen infiziert hatte (zwischen
600 und 95.400 Larven). Parnell (1936) erreichte mit künstlich infiziertem Kot ebenfalls
vergleichsweise schlechte Ergebnisse. Im Hinblick auf diese Untersuchungen sind die in
vorliegender Arbeit gewonnenen Daten, trotz eingeschränkter direkter Vergleichbarkeit, vorsichtig
zu bewerten.
5.6 Schlussfolgerungen
Die vorliegende Arbeit zeigt, dass durch die verwendete kombinierte Sedimentations-
Flotationsmethode positive Proben ab einem Eigehalt von 80 Eiern pro Gramm Kot eines der hier
verwendeten Parasiten zuverlässig detektiert werden, durch die McMaster-Methode ab 500 Eiern
pro Gramm Kot. Unterschiede in der Sensitivität der Methode zwischen einzelnen Parasiten
existieren nur unterhalb dieser Grenzen. Die Effektivität und damit quantifizierte Aussagen über
den Eigehalt einer Probe ist für die kombinierte Sedimentations-Flotationsmethode sehr gering, die
McMaster-Methode erreicht bei 1000 EpG eine Effektivität von 52 %, welche im Hinblick auf ihren
quantitativen Nutzen unzureichend ist. Mit der McMaster-Methode gewonnene Ergebnisse in
niedrigen Eizahlbereichen sind daher nicht als zuverlässig zu bewerten. Unterschiede zwischen den
Parasiten beeinflussen zusätzlich die Ergebnisse im Hinblick auf die Effektivität auch bei hohen
Eizahlen pro Gramm Kot. Für die Anwendung der Methoden bedeutet dies, dass die kombinierte
- 80 -
DISKUSSION
Sedimentations-Flotationsmethode für qualitative Untersuchungen, bei denen eine Eizahl von unter
500 EpG erwartet wird, sowohl in der Diagnostik als auch bei epidemiologischen Arbeiten die
Methode der Wahl ist. Für den diagnostischen Wert der Methode ist eine Erhöhung der Sensitivität
durch verschiedene Modifikationen (wie zusätzliche Zentrifugation der Kot-Wasser-Suspension,
Ausdrücken der Flüssigkeit aus der Kotmasse im Sieb oder Zuckerlösung als Flotationmittel , siehe
Kapitel 5.1.1) anzustreben und muss in weiteren Untersuchungen geprüft werden. Nach den
vorliegenden Ergebnissen zur Sensitivität der, vergleichsweise aufwändigen und genauen,
kombinierten Sedimentation-Flotation ist der diagnostische Wert z.T. in der Praxis gebräuchlicher
einfacher Tests wie der direkte Ausstrich einer Kotprobe, der Ovassay®- oder der Fecalyzer®-
Methode infolge ihrer noch geringeren Konzentrationkraft für Eier von Endoparasiten und kleineren
Probengröße als wesentlich geringer einzustufen. Zu ähnlichen Ergebnisse kamen auch Egwang und
Slocombe (1981). Für den Umgang mit quantitativen Erhebungen bei niedrigen Eizahlen pro
Gramm Kot, wie sie z.B. Wirksamkeits- oder Resistenzstudien erfordern, muss in Betracht gezogen
werden, die Methode durch Modifizierungen als im Vergleich zur McMaster-Methode sensitivere
quantitative Technik zu etablieren. Mes (2001) unternahm ein solche Etablierung für eine Salz-
Zucker-Flotationsmethode mit dem Hinweis auf die schwierige Überwachung von Tieren, welche
nur niedrige Eizahlen ausscheiden. Diese enthält ebenfalls mehrere Schritte zur Konzentration der
Eier und ihre Ergebnisse sind quantifiziert. Gutierres et al. (1979) stellten in ihren Untersuchungen
fest, dass Kühe, welche mit 200.000 infektiösen Larven infiziert wurden, nur eine sehr geringe
Eiausscheidung entwickelten. In anschließenden Sektionen beherbergten aber 83,3 % der infizierten
Tiere adulte Würmer. Da subklinische Parasitosen mit nur geringer Eiausscheidung bei einem
Großteil der Tiere, z.B. nach Anthelminthikagaben oder bei adulten Tieren mit gutem Immunstatus,
auftreten, muss in diesen Fällen eine Methode zur sicheren quantitativen und qualitativen Detektion
von niedrigen Eizahlen (im Vergleich zu McMaster unter 1000 EpG) etabliert und genutzt werden.
Die Sensitivität des Sedimentationsverfahrens für Eier von F. hepatica ist in der qualitativen
Diagnostik gut, in quantitativen Erhebungen als mäßig zu beurteilen. Wie weit sich die Methode mit
Maßnahmen wie in Kapitel 5.3.1 beschrieben besonders hinsichtlich ihrer Effektivität aber auch
hinsichtlich ihrer Sensitivität verbessern lässt, bleibt Gegenstand weitergehender Untersuchungen.
Das Auswanderverfahren nach Baermann bietet dem Untersucher eine gute Sensitivität, die sich
durch gutes Mischen der Ausgangskotmenge vor ihrer Beprobung noch verbessern lässt. Die
Effektivität ist besonders bei vorher nicht gemischten Kotproben sehr großen Schwankungen
- 81 -
DISKUSSION
unterworfen, die sowohl in falsch zu geringe als auch falsch stark überhöhte Larvenzahl pro Gramm
Kot resultieren können. Auch in dieser Hinsicht können die Ergebnisse durch gutes Mischen der
Ausgangsprobe deutlich verbessert werden. Die hier vorliegenden Ergebnisse lassen den Schluss
zu, dass die Larven in einer Kotportion sehr ungleichmäßig verteilt sind und ein gründliches
vorheriges Mischen der Ausgangsprobe unumgänglich ist, besonders in der qualitativen Diagnostik.
Dies wiederum erfordert in praxi die Entnahme einer genügend großen Kotmenge.
Im Allgemeinen können zu der Validierung von koproskopischen Methoden folgende Aussagen
getroffen werden: Eier endogener Parasiten verhalten sich innerhalb derselben Methode zu ihrem
Nachweis unter Umständen sehr unterschiedlich. Ergebnisse, die bei der Untersuchung eines
Parasiten gewonnen wurden, können nicht ohne weiteres und ohne detaillierte Quantifizierung auf
andere, auch nicht auf andere Parasiten der gleichen Ordnung, übertragen werden. Die Validierung
einer Methode kann also nicht an nur einem Parasiten erfolgen, wenn mit der Methode auch andere
untersucht werden sollen, da die Sensitivitätsgrenzen für niedrige Eizahlen pro Gramm Kot und die
Effektivität zwischen den Parasiten teilweise stark variieren. Faktoren wie Reifezustand der Eier,
Konsistenz und Textur der Kotprobe und unterschiedliche Flotationsmedien trotz gleichen spez.
Gewichtes haben unter Umständen Einfluss auf ein Ergebnis und sollten daher in den
Untersuchungen so homogen und ähnlich wie möglich sein.
- 82 -
ZUSAMMENFASSUNG
6 ZUSAMMENFASSUNG
Amelie Kraemer (2005)
Validierung ausgewählter koproskopischer Untersuchungsmethoden zum direkten Nachweis
parasitärer Stadien verschiedener Parasitenspezies der Haussäugetiere
Mit zunehmenden Anforderungen an parasitologische Labors durch Qualitätssicherungs- und
-managementsysteme ist die Validierung der dort verwendeten Methoden unabdingbar.
Ziel dieser Arbeit war es, mit der Gewinnung relevanter Daten einen Beitrag zur Validierung der in
der veterinärparasitologischen Diagnostik gebräuchlichen koproskopischen Methoden unter den
hier beschriebenen Bedingungen zum Nachweis parasitärer Stadien hinsichtlich ihrer Sensitivität,
Effektivität und des Variationskoeffizienten zu leisten. Die Validierung wurde für die kombinierte
Sedimentations-Flotations – und die McMaster-Methode anhand von Eiern von Ancylostoma
caninum, Uncinaria stenocephala, Cooperia oncophora, Anoplocephala perfoliata, Ascaris suum,
Toxascaris leonina, Toxocara canis, Toxocara cati, Trichuris vulpis, Moniezia expansa und
verschiedener Cyathostominae durchgeführt. Die Sedimentation und das Auswanderverfahren nach
Baermann wurden als spezielle Nachweisverfahren für Fasciola hepatica bzw. Dictyocaulus
viviparus mit Eiern bzw. Larven dieser Parasiten validiert.
Mit der hier beschriebenen kombinierten Sedimentations-Flotationsmethode unter der Verwendung
von ZnSO4-Lösung konnten die hier untersuchten Parasiten ab einer Eizahl von 80 Eiern pro
Gramm Kot sicher (Sensitivität 100 %) detektiert werden. In niedrigeren Eizahlen unterliegt die
Sensitivität der Methode zum Teil großen Schwankungen. Die Effektivität der Methode stieg mit
zunehmender Eizahl. Bei 80 Eiern pro Gramm Kot wurden 1,5 % der Eier wiedergefunden, die
Effektivität unterlag in allen Konzentrationsstufen starken Schwankungen. Da diese Methode aber
vorrangig zur qualitativen und semiquantitativen Diagnostik angewandt wird, ist diese
vergleichsweise geringe Effektivität von untergeordneter Bedeutung. Mit der McMaster-Methode
konnten von den hier untersuchten Parasiten ab einer Eizahl von 500 Eiern pro Gramm Kot keine
falsch negativen Proben mehr gefunden werden. Die Varianz in der Sensitivität der Methode nahm
mit zunehmender Eizahl pro Gramm Kot ab. Die Effektivität der Methode betrug im Mittel 49 %
und unterlag relativ hohen Schwankungen. Die Untersuchung der Unterschiede sowohl zwischen
- 83 -
ZUSAMMENFASSUNG
den Parasiten als auch zwischen den Parasitenordnungen ergab zum Teil sehr schwer zu
interpretierende Ergebnisse, so dass davon ausgegangen werden kann, dass verschiedene
Einflussfaktoren wie unterschiedliche Oberflächenbeschaffenheit, Dichte, Reifezustände,
elektrostatische Oberfläche der Eier und unterschiedliche Interaktion des Flotationsmediums mit
den Eiern sowie die für statistische Auswertungen immer noch geringe Probenzahl eine größere
Rolle spielen als bisher angenommen. Es konnte jedoch für die Sensitivität der untersuchten
Methoden gezeigt werden, dass sich die Parasiten nur im unteren Grenzbereich der Sensitivität
unterscheiden. Ab einer bestimmten Eizahl pro Gramm Kot ist die Sensitivität für alle Parasiten
immer 100 %. Mit der einfachen Sedimentationsmethode nach Benedek konnten Eier von F.
hepatica ab 20 Epg sicher nachgewiesen werden. Die Effektivität unterlag starken Schwankungen,
die maximale Wiederfindungsrate betrug 20 %. Mit dem Auswanderverfahren nach Baermann
wurde für D. viviparus ab einer Larvenzahl von 6,3 pro Gramm Kot aus einer vorher gründlich
vermengten Kotprobe eine 100 %ige Sensitivität ermittelt. Der höchste Prozentsatz an Larven
wurde in der ungerührten Kotprobe gefunden, er unterlag aber großen Schwankungen und war zum
Teil falsch überhöht, was auf die ungleichmäßige Verteilung der Larven in der Probe schließen
lässt.
Die Ergebnisse zeigen, dass von den hier untersuchten Methoden die beschriebene kombinierte
Sedimentations-Flotationsmethode für die qualitative Diagnostik der hier untersuchten Parasiten die
Methode der Wahl ist und für die Untersuchung niedriger Eizahlen in epidemiologischen Studien
quantifiziert werden sollte. Ob die Methode weiter verbessert werden kann und wie sich andere als
die hier untersuchten Parasiten in der Methode verhalten, sollte in weiteren Untersuchungen
ermittelt werden. Zur Bestimmung der in einer Probe enthaltenen Eizahl pro Gramm Kot eignet sich
die McMaster-Methode nicht für Eizahlbereiche bis 1000 EpG, da hier die Effektivität der Methode
für eine zuverlässige quantitative Bestimmung. nicht ausreichend ist. Ab welcher Eizahl pro Gramm
Kot sich die Ergebnisse den realen Werten annähern, sollte Gegenstand weiterer Untersuchungen
sein. Zur Verbesserung und Standardisierung der Effektivität der McMaster-Methode wurden von
verschiedenen Autoren Vorschläge gemacht. Sowohl die Sedimentationsmethode als auch das
Auswanderverfahren nach Baermann sind wie hier beschrieben für die mit diesen Methoden
untersuchten Parasiten von guter Sensitivität und daher Methoden der Wahl zur qualitativen
Diagnostik.
- 84 -
SUMMARY
7 SUMMARY
Amelie Kraemer (2005)
Investigations in the validation of selected coproscopic methods for the direct detection of
parasitic stages using different parasite species of domestic mammals.
Increasing demand on quality assurance and management systems in parasitological laboratories
makes new and standardised validation of the methods used in those laboratories necessary.
The goal of this project is to yield relevant data to contribute toward the validation of coproscopic
methods used in veterinary-parasitological diagnostics for detecting parasitic stages according to
their sensitivity, efficiency and variability. The validation of the combined Sedimentation-Flotation-
method using zinc sulfate as flotation medium and the modified McMaster-method was performed
by using eggs of A. caninum, U. stenocephala, C. oncophora, Cyathostominae, A. suum, T. leonina,
T. canis, T. cati, T. vulpis, M. expansa and A. perfoliata. For the validation of the sedimentation
method and the Baermann larval migration method eggs and larvae respectively of F. hepatica and
D. viviparus were used as those methods are the special analytical procedures for them.
With an egg count of 80 epg feces all parasites could be reproducibly detected, using the combined
sedimentation-flotation method. The method sensitivity lacks measurably in variances when
performed with lower numbers of eggs. The method efficiency improves with increasing egg
numbers. The efficiency showed significant deviation at all concentration levels, e.g. at 80 epg,
1.5 % of eggs were retrieved. Since this method is used primarily for qualitative and semi-
quantitative detection this comparatively low efficiency is of less importance. Using the McMaster-
method no false-negative samples were detected, in egg counts of 500 epg. The variance in
sensitivity of the method decreases with increasing egg count per gram feces. The method
efficiency resulted in a mean of 49 % and showed relatively large variances. It can be assumed from
the literature, that the method efficiency can be markedly improved with larger egg counts, such as
1000 epg, leading to a decrease in variance. Differences among parasites as well as parasitic groups
led to results that were in hard to interpret. Various complicating factors could have contributed to
this situation, such as variations in the characteristics of the eggs – surface conditions (e.g.
electrostatic charge), density, maturity, interaction with flotation media – as well as the small
- 85 -
SUMMARY
sample sizes of some subpopulations. Differences in the sensitivity of the different methods exist
between species at lower dilution levels near the detection limit. All parasites showed a 100 %
sensitivity at certain concentrations of epgs used in this investigation. Employing the sedimentation
method, eggs of F. hepatica, starting at 20 epg, could be reproducibly found. The efficiency was
highly variable, and the maximum re-collection rate increased to 19,7 %. According to the
Baermann migration method detecting D. viviparous, a 100 % detection rate was observed
beginning with 6,3 larvae per gram feces in a thoroughly mixed-feces sample. The examination of
unmixed fecal samples resulted in lower sensitivity, though sample sizes have been too low for
statistically proven statements (n=120). The highest larval count was found in the unmixed fecal
sample but showed large variation and (partly high inhomogeneous) readings, suggesting an uneven
distribution of larvae in the sample. The results show that the combined sedimentation-flotation
method is the method of choice for the qualitative diagnosis of the parasites investigated and also
should be used as a quantified modification for low concentration egg counts in epidemiological
studies. Whether or not this method can be improved and what properties other parasites may show
is substance for further study. The McMaster-method shows little validity for egg counts below
1000 epg due to the method´s low efficiency for a reliably quantitative determination in this range.
A number of authors have made suggestions for improving and standardizing the efficiency of the
McMaster-method. Both, sedimentation and Baermann migration are methods of choice with
sufficient sensitivity in qualitative diagnostics for the detection of trematode stages and nematode
larvae, respectively.
- 86 -
ANHANG
8 ANHANG
8.1 Sensitivität der kombinierten Sedimentations-Flotationsmethode für
einzelne Parasiten Art Eizahl /g Kot Probenzahl Anzahl positiver Proben
absolut prozentual
A. caninum 1 25 0 0
5 15 1 6,7
10 25 11 44
20 25 21 84
40 25 23 92
60 25 24 96
80 15 15 100
U. stenocephala 1 15 0 0
5 15 1 6,66
10 15 4 26,66
20 15 5 33,33
40 15 9 60
60 15 13 86,66
80 15 15 100
T. canis 1 15 0 0
5 15 4 26,7
10 25 3 12
20 25 16 64
40 15 10 66,7
60 15 14 93,3
80 15 15 100
T. vulpis 1 15 0 0
5 15 4 26,76
10 15 4 26,76
20 15 5 33,33
40 15 12 80
60 15 15 100
- 87 -
ANHANG
80 15 15 100
T. leonina 1 15 0 0
5 15 2 13,33
10 15 2 13,33
20 15 3 20
40 15 8 53,33
60 15 14 93,33
80 15 15 100
T. cati 1 15 0 0
5 15 4 26,67
10 15 5 33,33
20 15 11 73,33
40 15 10 66,6
60 15 14 93,3
80 15 15 100
A. suum 1 15 0 0
5 15 0 0
10 15 6 40
20 15 9 60
40 15 10 66,6
60 15 13 86,66
80 15 15 100
Cyathostominae 1 15 1 6,66
5 15 7 46,66
10 15 13 86,66
20 15 13 86,66
40 15 15 100
60 15 15 100
80 15 15 100
A. perfoliata 1 15 0 0
5 15 4 26,66
10 15 8 35,33
20 15 9 60
40 15 12 80
60 15 13 86,66
- 88 -
ANHANG
80 15 15 100
C. oncophora 1 15 0 0
5 15 1 6,66
10 15 8 35,33
20 15 12 80
40 15 14 93,3
60 15 15 100
80 15 15 100
M. expansa 1 15 0 0
5 15 2 13,33
10 15 7 46,66
20 15 9 60
40 15 14 93,3
60 15 14 93,3
80 15 15 100
8.2 Effektivität der kombinierten Sedimentations-Flotationsmethode für
einzelne Parasiten
Art Eizahl / Probe Probenzahl Mean SD ∅ gef. Eier in % Vk % Range
A. caninum 5 25 0 0 0 0
25 15 0,067 0,26 0,27 387 1
50 25 0,64 0,81 1,28 126 3
100 25 1,36 1,11 1,36 82 5
200 25 1,48 0,91 0,74 62 3
300 25 2,61 1,4 0,87 65 5
400 15 6,06 4,54 1,5 75 18
U. stenocephala 5 15 0 0 0 0
25 15 0,06 0,3 0,24 387 1
50 15 0,26 0,5 0,52 171 1
100 15 0,33 0,5 0,33 146 1
200 15 0,86 0,8 0,43 96 2
300 15 2,26 1,9 0,75 86 8
400 15 3,13 1,5 0,78 48 5
- 89 -
ANHANG
T. canis 5 15 0 0 0 0
25 15 0,33 0,62 1,32 185 1
50 25 0,16 0,58 0,32 288 2
100 25 0,84 0,69 0,84 82 2
200 15 1,66 1,83 0,83 110 6
300 15 3,13 2,3 1,04 73 8
400 15 4,66 3,5 1,17 75 13
T. vulpis 5 15 0 0 0 0
25 15 0,26 0,46 1,04 172 1
50 15 0,4 0,8 0,8 207 3
100 15 0,6 1,0 0,6 164 3
200 15 1,6 1,4 0,8 88 5
300 15 3,4 1,9 1,13 55 6
400 15 2,5 1,4 0,62 56 4
T. leonina 5 15 0 0 0 0
25 15 0,13 0,4 052 263 1
50 15 0,2 0,6 0,4 280 2
100 15 0,26 0,6 0,26 222 2
200 15 0,6 0,6 0,2 105 2
300 15 2,9 2,3 0,96 77 9
400 15 2,86 2,1 0,71 70 5
T. cati 5 15 0 0 0 0
25 15 0,33 0,6 1,32 185 2
50 15 0,4 0,63 0,8 158 2
100 15 1,66 1,8 1,66 107 6
200 15 1,8 1,6 0,9 90 5
300 15 3,66 2,3 1,22 62 9
400 15 6,33 3,6 1,58 59 15
A. suum 5 15 0 0 0 0
25 15 0 0 0 0
50 15 0,53 0,7 1,06 139 2
100 15 0,6 0,6 0,6 93 2
200 15 1,66 1,6 0,83 98 5
300 15 3,2 2,6 1,06 81 8
- 90 -
ANHANG
400 15 5,13 2,1 1,28 42 7
Cyathostominae 5 15 0,06 0,3 1,2 387 1
25 15 0,53 0,6 2,12 120 2
50 15 1,73 1,3 3,46 77 4
100 15 2,0 1,5 2,0 73 5
200 15 8,26 4,9 4,13 59 18
300 15 6,66 3,2 2,22 48 10
400 15 14,06 5,0 3,51 36 18
A. perfoliata 5 15 0 0 0 0
25 15 0,4 0,7 1,6 184 2
50 15 0,66 0,7 1,32 108 2
100 15 0,8 0,9 0,8 107 3
200 15 1,8 1,5 0,9 82 5
300 15 2,73 2,0 0,91 74 6
400 15 4 2,0 1 52 6
C. oncophora 5 15 0 0 0 0
25 15 0,13 0,5 0,52 387 2
50 15 0,8 0,9 1,6 117 3
100 15 1,73 1,5 1,73 86 5
200 15 5,4 4,0 2,7 74 17
300 15 8,26 5,9 2,75 71 17
400 15 12,13 6,7 3,0 55 22
M. expansa 5 15 0 0 0 0
25 15 0,13 0,4 0,52 264 1
50 15 0,8 0,9 1,6 117 2
100 15 0,87 1,0 0,87 122 4
200 15 2,86 1,3 1,43 49 5
300 15 4,13 2,2 1,37 54 8
400 15 5,6 2,7 1,4 48 10
- 91 -
ANHANG
8.3 Sensitivität der McMaster-Methode für einzelne Parasiten
Art Eizahl/ g Kot Probenzahl Anzahl positiver Proben
absolut prozentual
A. caninum 1 15 0 0
30 15 6 40
50 15 9 60
80 15 9 60
100 15 8 53,33
500 15 15 100
1000 15 15 100
U. stenocephala 1 15 0 0
30 15 7 46,66
50 15 8 53,33
80 15 7 46,66
100 15 14 93,33
500 15 15 100
1000 15 15 100
T. canis 1 15 0 0
30 15 0 0
50 15 4 26,66
80 15 8 53,33
100 15 8 53,33
500 15 15 100
1000 15 15 100
T. vulpis 1 15 0 0
ZnSO4 30 15 5 26,67
50 15 10 66,7
80 15 8 53,33
100 15 12 80
500 15 15 100
1000 15 15 100
T. leonina 1 15 0 0
30 15 6 40
50 15 7 46,66
- 92 -
ANHANG
80 15 11 73,33
100 15 12 80
500 15 15 100
1000 15 15 100
T. cati 1 15 0 0
30 15 6 40
50 15 10 66,66
80 15 14 93,33
100 15 14 93,33
500 15 15 100
1000 15 15 100
A. suum 1 15 0 0
30 15 5 26,67
50 15 8 53,33
80 15 8 53,33
100 15 8 53,33
500 15 15 100
1000 15 15 100
Cyathostominae 1 15 0 0
30 15 2 13,33
50 15 9 60
80 15 9 60
100 15 12 80
500 15 15 100
1000 15 15 100
A. perfoliata 1 15 0 0
30 15 2 13,33
50 15 4 26,66
80 15 9 60
100 15 12 80
500 15 15 100
C. oncophora 1 15 0 0
30 15 6 40
50 15 7 46,66
80 15 9 60
- 93 -
ANHANG
100 15 11 73,33
500 15 15 100
1000 15 15 100
M. expansa 1 15 0 0
30 15 3 12
50 15 5 33,33
80 15 7 46,66
100 15 9 60
500 15 15 100
1000 15 15 100
8.4 Effektivität der McMaster-Methode für einzelne Parasiten
Art Eizahl / g Kot Probenzahl Mean SD
∅
gef. Eier in % Vk % Range
A. caninum 1 15 0 0 0 0 0
30 15 17,8 27,8 59,2 156 100
50 15 28,9 27,7 57,7 96 66,6
80 15 31 32 38,9 103 100
100 15 57,8 82,1 39,9 142 133,3
500 15 226,6 72,6 45,3 32 266,7
1000 15 437,7 106,8 43,8 24 866,7
U. stenocephala 1 15 0 0 0 0 0
30 15 22,2 27,1 74 122 66,6
50 15 22,2 24,1 44,4 109 66,6
80 15 26,6 31,3 33,3 118 66,6
100 15 37,7 36,6 37,7 63 133,3
500 15 379,9 128,3 75,9 34 500
1000 15 406,6 140,9 40,7 35 433,3
T. canis 1 15 0 0 0 0 0
30 15 0 0 0 0 0
50 15 8,9 15,2 17,8 172 33,3
80 15 22,2 24,1 27,7 109 66,6
100 15 35,5 42,6 35,35 120 133,3
- 94 -
ANHANG
500 15 184,4 69,9 36,9 38 200
1000 15 331,0 154,5 33,1 47 500
T. vulpis 1 15 0 0 0 0 0
mit ZnSO4 30 15 8,8 15,2 37 171 66,6
50 15 31 29,4 62,2 95 100
80 15 28,8 37,4 36 130 133,3
100 15 82,2 60,2 79,9 73 233,3
500 15 245,1 94,5 43,3 39 233,4
1000 15 766,6 209,3 76,7 27 700
T. leonina 1 15 0 0 0 0 0
30 15 22,2 32,5 74 146 100
50 15 24,4 29,4 48,8 121 66,6
80 15 39,9 33,7 52,7 85 133,3
100 15 59,6 43,9 59,9 73 133,3
500 15 246,5 85,2 49,3 35 266,6
1000 15 906,6 161,4 90,7 18 566,7
T. cati 1 15 0 0 0 0 0
30 15 17,7 24,7 59,2 139 66,6
50 15 31 26,6 62,2 86 66,6
80 15 133,3 71,2 166,2 53 233,3
100 15 133,3 67,8 137,7 51 266,6
500 15 379,9 117,3 75,9 31 400
1000 15 602,1 207,1 60,9 34 833,3
A. suum 1 15 0 0 0 0 0
30 15 13,3 21 44,4 158 66,6
50 15 24,4 26,6 48,8 109 66,6
80 15 39,9 55,1 41,6 138 100
100 15 22,2 27,2 22,2 122 100
500 15 191 84,9 38,2 44 266,7
1000 15 355,5 108,8 34,4 31 333,3
Cyathostominae 1 15 0 0 0 0 0
30 15 6,6 18,6 22,2 280 66,6
50 15 22,2 20,5 44,4 93 66,6
80 15 48,8 46,9 61 96 133,3
100 15 37,7 24,7 37,7 65 66,6
- 95 -
ANHANG
500 15 215,5 78,5 43,1 36 233,3
1000 15 511 217,7 51,1 43 900
A. perfoliata 1 15 0 0 0 0 0
30 15 6,6 18,6 22,2 280 66,6
50 15 13,3 24,4 26,6 184 66,6
80 15 24,4 23,4 30,5 96 66,6
100 15 39,9 25,7 39,9 65 66,6
500 15 148,8 46,9 14,9 32 133,3
C. oncophora 1 15 0 0 0 0 0
30 15 17,7 24,7 59,2 139 66,6
50 15 19,9 24,5 39,9 123 66,6
80 15 48,8 45,1 61 92 100
100 15 48,8 41,5 48,9 85 133,3
500 15 288,8 115,9 57,8 40 366,7
1000 15 531,0 230,4 53,1 43 766,7
M. expansa 1 15 0 0 0 0 0
30 15 13,3 27,5 44,4 207 66,6
50 15 17,7 27,7 35,5 156 66,6
80 15 26,6 33,7 33,3 127 100
100 15 39,7 42,1 35,7 105 133,3
500 15 182,1 90,7 29,7 50 333,4
1000 15 397,7 101 39,8 25 366,7
- 96 -
LITERATURVERZEICHNIS
9 LITERATURVERZEICHNIS
ALCAINO, H.A.; N.F. BAKER (1974)
Comparison of two flotation methods for detection of parasite eggs in feces.
J. Am. Vet. Med. Assoc. 164 (6): 620-622
ANDERSEN, F.L.; G.T. WALTERS (1973)
Efficacy of the Baermann technique for recovery of Dictyocaulus viviparus larvae from bovine
feces.
Am. J. Vet. Res., 34: 39-40
ANDERSEN, S.; J. FOGH (1981)
Forekomst af lungeorm Dictyocaulus arnfieldi (Cobbold 1884) hos aesler i Danmark.
Nord. Veterinaermed., 33: 484-491
BAERMANN, G. (1917)
Eine einfache Methode zur Auffindung von Ankylostomum (Nematoden) Larven in Erdproben.
Geneesk. Tidjschr. Nederl.-Indie. 57: 131-137
BAILENGER, J. (1979)
Mechanisms of parasitic concentration in coprology and their practical consequences.
J. Am. Med. Tech. 41: 65-71
BASS, C.C. (1909)
Mild uncinariais infection.
Arch. Int. Med. 3: 446-450
BAUER, T. (1923)
Untersuchungen über neuere Methoden zum Nachweis der Parasiteneier im Kote der Pferde.
Tierärztl. Rundsch. 29: 647-650
- 97 -
LITERATURVERZEICHNIS
BENEDEK, L. (1943)
Untersuchungen auf Leberegeleier durch Sedimentation.
Állatorvosi Lapik 66: 139
BENEDEK, L.; L. NEMESÉRI (1953)
Die mikroskopische Diagnose der Leberegelseuche.
Acta Vet. Acid. Sci. Hung. 3: 415-422
BEROZA, G.A.; R. WILLIAMS; L.C. MARCUS; S.M. BAUER (1986)
Prevalence of tapeworm infection and associated large bowel disease in horses.
Proc. Am. Ass. Equ. Pract. 32: 435
BOES, J.; P. NANSEN; L.S. STEPHENSON (1997)
False positive Ascaris suum egg counts in pigs.
Int. J. Parasitol. 27: 833-838
BORAY, J.C.; J.G. PEARSON (1960)
The anthelmintic efficiency of tetrachloro-difluorethane in sheep infested with Fasciola hepatica.
Aust. Vet. J. 36: 331-337
BORGSTEEDE, F.H.M.; J. TIBBEN; J.B.W.J. CORNELISSEN; J. AGNEESSENS; C.P.H.
GAASENBEEK (2000)
Nematode parasites of adult dairy cattle in the Netherlands.
Vet. Parasitol. 89: 287-296
CALAMEL, M.; C. SOULE (1975)
Contribution on diagnostic coproscopique des maladies parasitaires par amelioration de la technique
de flotaison a l´iodomercurate de potassium.
Rec. Med. Vét. Ecole d´Alfort 151: 299-303
- 98 -
LITERATURVERZEICHNIS
CARMEL, D. K. (1988)
Tapeworm infection in horses.
Equ. Sci. Update 8: 343
CASTELINO, J.B.; I.V.HERBERT (1972)
Investigation of the accuracy of the Clayton-Lane faecal egg flotation technique for estimating the
numbers of Hyostrongylus rubidus eggs in pig faeces.
J. Helminth. 46: 387-397
CONCEICAO, M.A.P.; R.M. DURAO; I.H. COSTA; J.M. CORREIA DA COSTA (2002)
Evaluation of a simple sedimentation method (modified McMaster) for diagnosis of bovine
fasciolosis.
Vet. Parasitol. 105: 337-343
CONNAN, R.M. (1967)
Observations on the epidemiology of parasitic gastroenteritis due to Oesophagostomum spp. and
Hyostrongylus rubidus in the pig.
Vet. Rec. 80: 420-429
CORT, W. W.; J.E. ACKERT; D.L. AUGUSTINE; F.K. PAYNE (1922)
Investigations on the control of hookworm disease. II. The description of an apparatus for isolating
infective hookworm larvae from soil.
Am. J. Hyg. 2: 1-16
CORT, W. W.; N. R. STOLL; J.B. GRANT (1926)
Researches on Hookworm in China. I. Problems and methods of attack.
Am. J. Hyg. Monogr. Ser. 7: 1-32
- 99 -
LITERATURVERZEICHNIS
CREMERS, H.J.W.M. (1981)
The correct handling of faecal samples used for examination of Dictyocaulus viviparus larvae.
In: P. Nansen, R.J. Jorgensen and E.J.L. Soulsby (Editors) Epidemiology and Control of
Nematodiasis in Cattle. Curr. Top. Vet. Med. Anim. Sci., 9: 11-14
CRINGOLI, G.; L. RINALDI; V. VENEZIANO; G. CAPELLI; A. SCALA (2004)
The influence of flotation solution, sample dilution and the choice of McMaster slide area (volume)
on the reliability of the McMaster technique in estimating the fecal egg counts of gastrointestinal
strongyles and Dicrocoelium dendriticum in sheep.
Vet. Parasitol. 123: 121-131
DAVID, E.D.; W.D. LINDQUIST (1982)
Determination of the specific gravity of certain helminth eggs using sucrose density gradient
centrifugation.
J. Parasitol. 68: 916-919
DENNIS, W.R.; W.M. STONE; L.E. SWANSON (1954)
A new laboratory and field diagnostic test for fluke ova in feces.
J. Am. Vet. Med. Ass. 124: 47-50
DEPLAZES, P.; J. ECKERT (1988)
Untersuchungen zur Infektion des Hundes mit Taenia hydatigena.
Schweiz. Arch. Tierheilk. 130: 289-306
DESMUKH, V.A.; B.J. VAKIL; N.J. DALAL; P.N. SHAH (1981)
A comparative evaluation of Stoll and McMaster methods for quantitative diagnosis of helminth
infections.
Ind. J. Parasitol. 5 (1): 33-34
- 100 -
LITERATURVERZEICHNIS
DIMANDER, S.-O.; J. HÖGLUND; A. UGGLA; E. SPÖRNDLY; P.J. WALLER (2003)
Evaluation of gastro-intestinal nematode parasite control strategies for first-season grazing cattle in
Sweden.
Vet. Parasitol. 111: 193-209
DINABURG, A.G. (1942)
The efficiency of the Baermann apparatus in the recovery of larvae of Haemonchus contortus.
J. Parasitol. 28: 433-440
DÖBEL, D. (1963)
Vergleichende Prüfung von Nachweismethoden für Fasciola-Eier.
Diss. Med. Vet. Hannover
DÜWEL, D.; R. REISENLEITER (1990)
Fasciola hepatica: Koproskopische Diagnostik im Vergleich zur Wurmbürde bei Schaf und Rind.
Angew. Parasitol. 31: 211-217
DUFFY, M.S.; N.J. KEPPIE; M.D.B. BURT (1999)
The potential for false-positive diagnosis of Protostrongyliasis by extraction of larvae from faeces.
J. Wildl. Diseas. 35: 783-785
DUNN, A.; A. KEYMER (1986)
Factors affecting the reliability of the McMaster technique.
J. Helminth. 60: 260-262
DUNN, A.M. (1969)
Veterinary Helminthology
Lea and Febiger; Philadelphia, pp. 275-276
- 101 -
LITERATURVERZEICHNIS
ECKERT, J.; K.T. FRIEDHOFF; H. ZAHNER; P. DEPLAZES (2005)
Lehrbuch der Parasitologie für die Tiermedizin.
1. Auflage, Enke Verlag Stuttgart
EGWANG, T.G. (1980)
Evaluation of techniques for recovering nematode eggs from feces.
M. Sc. Thesis, University of Guelph
EGWANG, T.G.; J.O.D. SLOCOMBE (1981)
Efficiency and sensitivity of techniques for recovering nematode eggs from bovine feces.
Can. J. Comp. Med. 45: 243-248
EGWANG, T.G.; J.O.D. SLOCOMBE (1982)
Evaluation of the Cornell-Wisconsin centrifugal flotation technique for recovering trichostrongylid
eggs from bovine feces.
Can. J. Comp. Med. 46: 133-137
EHRLICH, C. (1927)
Eine praktische Methode, Leberegeleier im Kote nachzuweisen.
Tierärztl. Rundschau 33: 254-574
ERIKSEN, L.; P. NANSEN; A. ROEPSTOR; P. LIND; O. NILSSON (1992)
Response to repeated inoculations with Ascaris suum eggs in pigs during the fattening period. I.
Studies on on worm population kinetics.
Parasitol. Res. 78: 241-246
EWER, T.K.; D.P. SINCLAIR (1951)
Internal parasitism in Canterbury sheep.
N. Zeal. J. Sci. Tech., Sec.A 32, 5: 35-48
- 102 -
LITERATURVERZEICHNIS
EYSKER, M.; E.W. CLAESSENS; T.J.G.M. LAM; M.J. MOONS; A. PIJPERS (1994)
The prevalence of patent lungworm infections on herds of dairy cows in the Netherlands.
Vet. Parasitol. 53: 263-267
EYSKER, M. (1997)
The sensitivity of the Baermann method for the diagnosis of primary Dictyocaulus viviparus
infection in calves.
Vet. Parasitol. 69: 89-93
FARR, M.M.; G.W. LUTTERMOSER (1941)
Comparative efficiency of zinc sulfate and sugar solutions for the simultaneous flotation of
coccidial oocysts and helminth eggs.
J. Parasitol. 27: 417-424
FAUST, E.C.; J.S. D´ANTONI; V. ODOM; M.J. MILLER; C. PERES; W. SAWITZ; L.F.
THOMEN; J.TOBIE; J.H. WALKER (1938)
A critical study of clinical laboratory technics for the diagnosis of protozoan cysts and helminth
eggs in feces.
Am. J. Trop. Med. 18: 169-183
FAUST, E.C.; W. SAWITZ; J. TOBIE; V. ODOM; C. PERES; D.R. LINCICOME (1939)
Comparative efficiency of various techniques for the diagnosis of protozoa and helminthes in feces.
J. Parasit. 25: 241-262
FEHTKÖTTER, H. (1926)
Die Kochsalzmethode beim Nachweis von Wurmeiern, insbesondere bei Nebelkrähen.
Vet. Med. Diss. Berlin
FIELD, A.C., M. R. BRAMBELL; J.A. CAMPBELL (1960)
Spring rise in fecal worm egg counts of housed sheep and its importance in nutritional experiments.
Parasitol. 50: 378-399
- 103 -
LITERATURVERZEICHNIS
FOX, M.T. (1981)
Some effects of storage on the recovery of Dictyocaulus viviparus larvae from faeces.
In: P. Nansen, R.J. Jorgensen and E.J.L. Soulsby (Editors), Epidemiology and Control of
Nematodiasis in Cattle. Curr. Top. Vet. Med. Anim. Sci. 9: 17-20
FÜLLEBORN, F. (1920)
Neuere Methoden zum Nachweis von Helmintheneiern.
Arch. Schiffs- u. Tropenhyg. 24: 174
GASBARRE, L.C.; E.A. LEIGHTON; T. SONSTEGARD (2001)
Role of bovine immune system and genome in resistance to gastrointestinal nematodes.
Vet. Parasitol. 98: 51-64
GEORGI, J.R. (1969)
Parasitology for Veterinarians.
Philadelphia, London, Toronto: W.B. Saunders 1969: pp. 3-4, 36 – 38, 167
GIBSON, T.E. (1965)
Examination of feces for helminth eggs and larvae.
Vet. Bulletin 35: 403-410
GONZALEZ-LANZA, C.; Y. MANGA-GONZALEZ; P. DEL-POZO-CARNERO; R. HIDALGO-
ARGUELLO (1989)
Dynamics of elimination of the eggs of Fasciola hepatica in in the faeces of cattle in the Porma
Basin, Spain.
Vet. Parasitol. 34: 35-43
GORDON, H. MCL. (1967)
The diagnosis of helminthosis in sheep.
Vet. Med. Rev. 67: 140-168
- 104 -
LITERATURVERZEICHNIS
GORDON, H.M.L.; H.V. WHITLOCK (1939)
A new technique for counting nematode eggs in sheep faeces.
J. Counc. Sci. Ind. Res. Aust. 12: 50-52
GUTIERRES, V.; A.C. TODD; J.W. CROWLEY (1979)
Natural populations of helminthes in Wisconsin dairy cows.
Vet. Med. Small Anim. Clin. 74: 369-374
HAPPICH, F.A.; J.C. BORAY (1969)
Quantitative diagnosis of chronic fasciolosis.
1. Comparative studies on quantitative faecal examinations for chronic Fasciola hepatica infection
in sheep.
Aust. Vet. J. 45: 326-328
HEILE, C.; E. SCHEIN (2004)
Wichtige Parasitosen beim Pferd und deren strategische Bekämpfung.
Ein Überblick Teil 1: Endoparasiten.
Prakt. Tierarzt 85 (12): 890-897
HELLE, O. (1964)
The epidemiology of nematode parasitism of sheep in Norway.
Proc. 1st Int. Congr. Parasitol. Symp. pp. 144-145
HENRIKSEN, S.A.; K. AAGAARD (1977)
Eine einfache Flotations- und McMaster Methode.
Tierärztl. Prax. 5: 401-406
HENRIKSON, S.A. (1966)
Ein verbessertes Nachweisverfahren von Leberegeleiern in Kotproben.
Nord. Vet. Med. Kop. 18: 226-270
- 105 -
LITERATURVERZEICHNIS
HERLICH, H. (1960)
Age resistance of cattle to nematodes of the gastrointestinal tract.
J. Parasitol. 46: 392-397
HERNÁNDEZ – CHAVARRÍA, F.; L. AVENDANO (2001)
A simple modification of the Baermann method for diagnosis of Strongyloidiasis
Mem. Inst. Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro Vol. 96 (6): 805-807
HOBMAIER, M.; P. TAUBE (1921)
Die Kochsalzmethode bei der Untersuchung auf Haustierparasiten.
Berl. Tierärztl. Wschr. 37: 521
HOEPPLI, R. (1956)
The knowledge of parasites and parasitic infections from ancient times to the seventeenth century.
Exp. Parasitol. 5: 398-419
HUBERT, J. (1977)
Comparative assessment of two coproscopological methods in the pig. Study of different dense
solutions.
Rec. Med. Vét. Ecole d´Alfort 153: 923-929
HUNTER, G.C.; M.H. QUENOUILLE (1952)
Statistical examination of the worm egg count sampling technique for sheep.
J. Helminth. 26: 157-170
JACKSON, F. (1974)
New technique for obtaining nematode ova from sheep feces.
Lab. Prac. 23: 65-66
- 106 -
LITERATURVERZEICHNIS
JAEGER, C. (1921)
Beiträge zur Anreicherung der Parasiteneier im Kot der Haustiere.
Vet. Med. Diss. München
JORGENSEN, R.J. (1980)
Dictyocaulus viviparus: Migration in agar of larvae subjected to a variety of physicochemical
exposures.
Exp. Parasitol., 49: 106-115
JUNGERSEN, G.; L. ERIKSEN; P. NANSEN; H.P. FAGERHOLM (1997)
Sexmanipulated Ascaris suum infections in pigs: implications for reproduction.
Parasitol. 115: 439-442
KAUZAL, K.C. (1940)
Experiments on the recovery of sheep nematode larvae from pastures.
J. Counc. Sci. Ind. Res. Aust. 13: 95-106
KAUZAL, K.C.; H. MCL. GORDON (1941)
A useful mixing apparatus for the preparation of suspension of feces for helminthological
examinations.
J. Counc. Sci. Ind. Res. Aust. 14: 304-305
KEFERBÖCK, F. (1982)
Vergleichende Untersuchungen verschiedener Flotationsmedien zum Nachweis der Magendarm-
Parasiten des Rindes.
Diss. Med. Vet. Wien
KELLY, G.W. (1955)
The effect of roughage on the number of eggs of Haemonchus contortus per gram feces from
experimentally infected calves.
J. Am. Vet. Med. Ass. 127: 449-450
- 107 -
LITERATURVERZEICHNIS
KOFOID, C.A.; M.A. BARBER (1918)
Rapid method for detection of ova of intestinal parasites in human stools.
J. Am. Med. Ass. 71: 1557-1561
KOUTZ, F.R. (1941)
A comparison of flotation solutions in the detection of parasite ova in feces.
Am. J. Vet. Res. 1-2: 95-100
LANE, C. (1922)
The mass diagnosis of ankylostome infestation. Part I.
Transac. Roy. Soc. Trop. Med. Hyg. 16: 274-315
LANE, C. (1925)
The mass diagnosis of ankylostome infestation. Part XIV.
Trans. Roy. Soc. Trop. Med. Hyg. 19: 156-176
LANE, C. (1928)
The mass diagnosis of hookworm infection.
Am. J. Hyg. 8: 1-148
LECHNER, G. (1955)
Vergleichende koprologische Untersuchungen zum Nachweis des Leberegelbefalls bei Schafen.
Diss. Med. Vet. München
LEONHARD, G.; NICKEL S. (1977)
Entwicklung und Erprobung einer Zählkammer zum quantitativen Nachweis von Helmintheneiern
und Kokkzidienoozysten.
Sonderdruck aus Monatshefte für Veterinärmedizin 23: 902-904
- 108 -
LITERATURVERZEICHNIS
LEVINE, N.D.; K.N. MEHRA; D.T. CLARK; I.J. AVES (1960)
A comparison of nematode egg counting techniques for cattle and sheep feces.
Am. J. Vet. Res. 21: 511-515
LUTZ, A. (1893)
Weiteres zur Lebensgeschicht von Distomum hepaticum.
Zentr. Bl. Bakt. 12: 320
MALONADO, J.F.; J. ACOSTA-MATIENZO; F. VELEZ-HERRERA (1954)
Comparative value of fecal examination procedure in the diagnosis of helminth infections.
Exp. Parasitol. 3: 403-416
MAYERHOFER, J. (1985)
Vergleichende Untersuchungen über die Brauchbarkeit verschiedener Medien zum Nachweis der
Intestinalparasiten von Hund und Katze mittels Kotflotationstechnik.
Diss. Med. Vet. Wien
MAYHEW, R.L. (1962)
Studies on bovine gastrointestinal parasites XXVI. A flotation method for the recovery of parasitic
eggs using cane sugar.
Trans. Am. Micr. Soc. 81: 264-267
MCCAUGHEY, W.J.; C. HATCH (1964)
Routine faecal examination for the detection of fluke (Fasciola hepatica) eggs.
Irish Vet. J. 18 (10): 181-187
MCKENNA, P.B. (1987)
The estimation of gastrointestinal strongyle worm burdens in young sheep flocks: a new approach
in the interpretation of faecal egg counts. I. Development.
N. Zeal. Vet. J. 35: 94-97
- 109 -
LITERATURVERZEICHNIS
MCKENNA, P.B.; B.H. SIMPSON (1987)
The estimation of gastrointestinal strongyle worm burdens in young sheep flocks: a new approach
to interpretation of fecal egg counts II. Evaluation.
N. Zeal. Vet. J. 35: 98-100
MEANA, A.; M. LUZON; J. CORCHERO; M. GÓMEZ-BAUTISTA (1998)
Reliability of coprological diagnosis of Anoplocephala perfoliata infection.
Vet. Parasitol. 74 (1): 79-83
MES, T.H.M.; H.W. PLOEGER; M. TERLOU; F.N.J. KOOYMAN; M.P.J. VAN DER PLOEG;
M. EYSKER (2001)
A novel method for isolation of gastro-intestinal nematode eggs that allows automated analysis of
digital images of egg preparations and high throughput screening.
Parasitol. 123: 309-314
MES, T.H.M.; (2003)
Technical variability and required sample size of helmith egg isolation procedures
Vet. Parasitol. 115 (4): 311-320
METTRICK, D.F. (1961)
An attempt to adjust fecal worm egg counts from sheep based on fecal dry matter content, age and
body weight of the host.
Rhod. Agric. J. 58: 178-180
MICHEL, J.F. (1968)
Faecal egg counts in infections of gastro-intestinal nematodes in cows.
Vet. Rec. 82: 132-133
MICHEL, J.F. (1969)
Some observations on the worm burdens of calves infected daily with Ostertagia ostertagi.
Parasitol. 59: 575-595
- 110 -
LITERATURVERZEICHNIS
MONNIG, H.O. (1928)
Dilution egg counting on sheep feces.
Am. J. Hyg. 8: 902-909
MORRISON, D.A. (2004)
Technical variability and required sample size of helminth egg isolation procedures: revisited.
Parasitol. Res. 94: 361-366
NAZZARO, W. (1979)
Survey of Trichuris vulpis Infection in pound dogs from central texas.
Southwest. Vet. 32 (2): 105-107
NEMESÉRI, L.; T. GESZTESSY (1965)
Contribution to the knowledge of the coprologic diagnosis and therapy of dicrocoeliosis in sheep.
Act. Vet. Acid. Sci. Hung. 15: 441-446
NICHOLLS, J.; D.L. OBENDORF (1994)
Application of a composite faecal egg count procedure in diagnostic parasitology.
Vet. Parasitol. 52: 337-342
NICKEL, S. (1962)
Experimentelle Untersuchungen zur Prüfung der Brauchbarkeit einiger koprologischer Verfahren
zum Nachweis der Leberegeleier (Fasciola hepatica) für die Herdendiagnostik.
Arch. Exp. Vet.-Med. 16: 945-959
NILSSON, O.; B.-L. LJUNGSTRÖM; J. HÖGLUN; H. LUNDQUIST; A. VOGGLA (1995)
Anoplocephala perfoliata in horses in Sweden: prevalence, infection levels and intestinal lesions.
Acta Vet. Scan. 3: 319-328
- 111 -
LITERATURVERZEICHNIS
NÖLLER, W. (1921)
Die Kochsalzmethode bei der Untersuchung der Haustierkokzidiose.
Berl. Tierärztl. Wschr. 37: 481-483
O´GRADY, M.R.; J.O.D. SLOCOMBE (1980)
An investigation of variables in a fecal flotation technique.
Can. J. Comp. Med. 44 (2): 148-57
OTTEN, L. (1922)
Die Kochsalzmethode bei der Untersuchung der Haustierkokzidiose.
Vet. Med. Diss. Berlin
PARFITT, J.W. (1958)
A technique for the enumeration of helminth eggs and protozoan cysts in feces from farm animals
in Britain.
Lab. Prac. 7: 353-355
PARNELL, I.W. (1936)
Studies on the bionomic and control of the bursate nematodes of horses and sheep. II. Technique.
Can. J. Res. 14 (D):71-81
PESIGAN, T.P. (1940)
Comparative efficiency of zinc sulfate and cupric nitrate technics for the diagnosis of the helminth
ova and protozoan cysts in feces.
Ibid. 7: 305-317
PETERS, B.G.; J.W.G. LEIPER (1940)
Variations in dilution-counts of helminth eggs.
J. Helminth. 18: 117-142
- 112 -
LITERATURVERZEICHNIS
PROUDMAN, C. J.; G.B. EDWARDS (1992)
Validation of a centrifugation/flotation technique for the diagnosis of equine cestodiasis.
Vet. Rec. 131: 71-72
PUSCH, J.; J.I. SENNE; W. BEYER (1950)
Ein verbessertes einfaches Verfahren zum Nachweis von Parasiteneiern in Kotproben.
Tierärztl. Umsch. 5: 54-55
RAY, D.K. (1953)
Etude de l´efficacite d´une technique de coproscopie quantitative pour la diagnostic routine et le
controle des infections parasitaires des ovines, caprines, equines and porcines.
Ann. Parasitol. Hum. Comp. 45: 321-342
RAYNAUD, J.P. (1970)
Efficacy of a routine technique for coprological examinations and control of parasitological
infection in cattle, sheep, horses and pigs.
Ann. Parasitol. 45: 321-342
RAYNAUD, J.-P., J.-C. LEROY, M. VIRAT, J.-A. NICOLAS (1979)
Une technique de coproscopie quantitative polyvalente par dilution et sedimentation en eau,
flottaison en solution dense (D.S.F.) et numeration en lame de McMaster.
Rev. Méd. Vét. 130: 377-404
REBRASSIER, R.E. (1940)
Methods of diagnosis and treatment of intestinal parasites of small animals.
Corn. Vet. 30: 133-140
REHBEIN, S.; S. KOKOTT; T. LINDNER (1999)
Evaluation of techniques for the enumeration of Dicrocoelium eggs in sheep faeces.
J. Vet. Med. 46: 133-139
- 113 -
LITERATURVERZEICHNIS
RIEK, R.F.; H.N. TURNER; M. MCKEVETT; T.S.H. ROBERTS (1958)
Adjustments for fecal worm egg counts from cattle based on fecal consistency and on age and body
weight of host.
Aust. J. Agric. Res. 9: 391-402
RITCHIE, L.S. (1948)
An ether sedimentation technique for routine stool examinations.
Bull. Unit. Stat. Arm. Med. Dep. 8: 326
ROBERTS, F.H.S.; P.J. O´SULLIVAN; R.F. RIEK (1951)
The significance of fecal egg counts in the diagnosis of parasitic gastro-enteritis of cattle.
Aust. Vet. J. 27: 16-18
RODE, B.; R.J. JORGENSEN (1989)
Baermannization of Dictyocaulus spp. from faeces of cattle, sheep and donkeys.
Vet. Parasitol. 30: 205-211
ROGAR/STB (1978)
Anthelmintics – Cattle and Sheep: Wisconsin egg counting technique.
Technical Reference Manual, May 5, 1978
ROSSANIGO, C.E.; L. GRUNER (1991)
Accuracy of two methods for counting eggs of sheep nematode parasites.
Vet. Parasitol. 39: 115-121
SAMUEL, W.M.; J.B. GRAY (1982)
Evaluation of the Baermann technique for recovery of lungworm (Nematoda, Protostrongylidae)
larvae from wild ruminants.
Bienn. Symp. North. Wild Sheep Goat Counc. 3: 232-243
- 114 -
LITERATURVERZEICHNIS
SASAKI, R. (1927)
On the oscillation of specific gravity of the Ascaris eggs which are manifested by their growth.
Jap. Med. World 7: 115
SAWITZ, W.; J.E. TOBIE; G. KATZ (1939)
The specific gravity of hookworm eggs.
Am. J. Trop. Med. 19: 171-179
SAWITZ, W. (1942)
The buoyancy of certain nematode eggs.
J. Parasitol. 28: 95-102
SCHILLHORN VAN VEEN, T.W. und R.A.A. OGUNSUSI (1978)
Periparturient and seasonal rise in the trichostrongylid egg output of infected ewes during the dry
season in Northern Nigeria.
Vet. Parasitol. 4: 377-383
SCHOLTEN, T.H.; J. YANG (1974)
Evaluation of unpreserved and preserved stool for the detection and identification of intestinal
parasites.
Am. J. Clin. Pathol. 62: 563-567
SCHRAGNER, S. (1986)
Vergleichende Untersuchungen über die Brauchbarkeit verschiedener Medien zum Nachweis der
Endoparasiten des Haus- und Wildschweines mittels Kotflotationstechnik.
Diss. Med. Vet. Wien
SCHUCHMANN, K.; L. KIEFFER (1922)
Über den Nachweis von Parasiteneiern im Kot unserer Haustiere.
Berl. Tierärztl. Wschr. 38: 357-359
- 115 -
LITERATURVERZEICHNIS
SCOTT, J.A. (1938)
Studies in Egypt on the correction of helminth egg count data for the size and consistency of stools.
Am. J. Hyg. 27: 176-195
SEIFERT, L. (1955)
Untersuchungen über das Verhalten von parasitären Eigebilden in konzentrierter Kochsalzlösung.
Wiss. Zschr. Humboldt-Univ. Berlin 4: 209-212
SIX, F. (1968)
Zur Diagnose des Leberegels Fasciola hepatica.
Tierärztl. Umsch. 23: 412-418
SOIFER, F.K. (1967)
Practical parasitology and diagnostic methods.
Reprint from Texas Vet. Med. J. May-June, pp. 4
SOMEREN, V.D. VAN (1947)
A sedimentation method for the detection and counting of Fasciola eggs in faeces of animals.
J. Comp. Pathol. 57: 240-244
SOULSBY, E.J.L. (1968)
Helminths, arthropods and protozoa of domesticated animals.
Bailliere, Tindall and Cassell: London, 6. Ed., pp.788-791
SOUTHCOTT, W.H. (1955)
Observations on the removal of Oesophagostomum columbianum curtice from sheep grazing on
green oats and pastures.
Aust. J. Agric. Res. 6: 456-465
- 116 -
LITERATURVERZEICHNIS
STOLL, N.R. (1923)
Investigation on the control of hookworm disease. XV. An effective method of counting hookworm
eggs in feces.
Am. J. Hyg. 3: 58-70
STOLL, N.R. (1930)
On methods of counting nematode ova in sheep dung.
Parasitol. 22: 116-136
SUPPERER, R.; H.K. HINAIDY (1985)
Möglichkeiten und Grenzen der koproskopischen Untersuchungsmethoden in der Veterinärmedizin.
Symp. Fort. Diagn. Parasit. Humb. Univ. Berl. Mai 1985
TARANCHION, P.; A. APPERT; J. FOIX (1971)
Observations sur les principales techniques de diagnostic parasitologique au laboratoire.
Rec. Méd. Vét. Ecole d´Alfort 147: 369-384
TELEMANN, W. (1908)
Eine Methode zur Erleichterung der Auffindung von Parasiteneiern in den Faeces.
Dtsch. Med. Wschr. 34: 1510-1511
TEUSCHER, E.; G. SCHULER (1959)
Weitere Untersuchungen zur koprologischen Diagnose der Fasciolose bei Wiederkäuern.
Schw. Arch. Tierheilk. 101: 331-336
TODD, K.S.; N.D. LEVINE; F.L. ANDERSEN (1970)
An evaluation of the Baermann technic using infective larvae of Haemonchus contortus.
Proc. Helminth. Soc. Washing. 37, 1: 57-63
- 117 -
LITERATURVERZEICHNIS
UHLINGER, C.A. (1993)
Uses of fecal egg count data in equine practice.
Comp. Cont. Educ. Pract. Vet. 15(5): 742-748
VASTERS, G. (1974)
Ein Beitrag zum Endoparasitenbefall des Haushundes.
Diss. Med.Vet. Leipzig
WADE, W.F.; S.M. GAAFAR (1985)
Internal parasites.
In: P.W. PRATT: Laboratory Procedures for animal health technicians.
Am. Vet. Publ., Inc., Santa Barabara
WALLER, P.J. (1989)
Anthelmintic Resistance
SCA Tech. Rep. Ser. 28: 26
WALTERS, G.T.; F.L. ANDERSEN (1973)
Modification of the Baermann technique as a diagnostic aid of lungworm disease in cattle.
Am. J. Vet. Res. 34: 131-132
WARD, M.P.; M. LYNDAL-MURPHY; F.C. BALDOCK (1997)
Evaluation of a composite method for counting helminth eggs in cattle faeces.
Vet. Parasitol. 73: 181-187
WARUIRU, R.M.; N.C. KYVSGAARD; S.M. THAMSBORG; P. NANSEN; H.O. BOGH; W.K.
MUNYUA; J.M. GATHUMA (2000)
The prevalence and intensitiy of helminth and coccidial infections in dairy cattle in central Kenya.
Vet. Res. Com. 24: 39-53
- 118 -
LITERATURVERZEICHNIS
WELLENSIEK, U. (1954)
Vergleichende Untersuchungen mit der Helmintheneier-Zählkammer von Zschucke und der sog.
McMaster-Zählkammer unter besonderer Berücksichtigung ihrer Anwendung im
chemotherapeutischen Versuch.
Z. Tropmed. Parasit. 5: 296-301
WETZEL, R. (1951)
Verbesserte McMaster-Kammer zum Auszählen von Wurmeiern.
Tierärztl. Umsch. 6: 209-210
WHITLOCK, J.H. (1941)
A practical dilution egg count procedure.
J. Am. Vet. Med. Ass. 98: 466-469
WHITLOCK, J.H. (1950)
A technique for counting trematode eggs in sheep faeces.
J. Helminth. 24: 47-52
WILKINS, R.J. (1973)
A simplified method of standardized fecal analysis for small animal practice.
Vet. Med. Small Anim. Clin. 68: 249-254
WILLIAMSON, R.M.C.; I. BEVERIDGE; R.B. GASSER (1998)
Coprological methods for the diagnosis of Anoplocephala perfoliata infection of the horse.
Aust. Vet. J. 76 (9) : 618-21
WILLIS, H.H. (1921)
A simple levitation method for the detection of hookworm ova.
Med. J. Aust. 2: 375-376
- 119 -
LITERATURVERZEICHNIS
WOELK, M. (1966)
Koprologische Untersuchungen zur Leistungsfähigkeit des NaCl- Flotationsverfahrens unter
verschiedenen Bedingungen.
Vet. Med. Diss. Berlin
ZAJAC, A.M.; J. JOHNSON; S.E. KING (2002)
Evaluation of the importance of centrifugation as a component of zinc sulfate fecal flotation
examinations.
J. Am. Anim. Hosp. Ass. 38: 221-224
ZIEDT, W.S. (1978)
A simple device for concentration of parasite eggs, larvae and protozoa.
Am. J. Clin. Pathol. 70: 89-93
ZSCHUCKE, J. (1931)
Eine Kammer für die mikroskopische Zählung von Helmintheneiern und –larven.
Arch. Schiffs- u. Tropenhyg. 35: 357-363
- 120 -
TABELLEN- UND ABBILDUNGSVERZEICHNIS
10 TABELLEN- UND ABBILDUNGSVERZEICHNIS
Kapitel
3.1.1 Tabelle 1: Übersicht über die Zugehörigkeit der untersuchten Parasiten
zu Klassen, Ordnungen und Familien (modifizierter Auszug aus Eckert.
Friedhoff, Zahner, Deplazes 2005)
4.1.1.1 Abbildung 1: Sensitivität der kombinierten Sedimentations-
Flotationsmethode für A. caninum, U. stenocephala, Cyathostominae und
C. oncophora in verschiedenen Eikonzentrationen/g Kot
Abbildung 2: Sensitivität der kombinierten Sedimentations-
Flotationsmethode für T. cati, T. canis, T. leonina und A. suum in
verschiedenen Eikonzentrationen/g Kot
Abbildung 3: Sensitivität der kombinierten Sedimentations-
Flotationsmethode für M. expansa und A. perfoliata in verschiedenen
Eikonzentrationen/g Kot
Abbildung 4: Sensitivität der kombinierten Sedimentations-
Flotationsmethode für T. vulpis in verschiedenen Eikonzentrationen/g
Kot
4.1.1.1 Tabelle 2: Signifikante Unterschiede in der Sensitivität zwischen den
Parasiten aus zusammengefassten Konzentrationsstufen (5, 10, 20, 40,
60 Eier/g Kot) in der kombinierten Sedimentatios-Flotationsmethode
4.1.1.2 Abbildung 5: Sensitivität der kombinierten Sedimentations-
Flotationsmethode für verschiedenen Parasiten mit arithmetischem
Mittel der Parasitenordnungen
- 121 -
TABELLEN- UND ABBILDUNGSVERZEICHNIS
4.1.1.3 Abbildung 6: Durchschnittliche Sensitivität der kombinierten
Sedimentations- Flotationsmethode für alle, in Konzentrationsstufen
zusammengefasste, Parasiten und deren Spannweite
Tabelle 3: Standardabweichungen (SD) und Variationskoeffizienten
(Vk) der einzelnen Konzentrationsstufen für die durchschnittliche
Sensitivität der kombinierten Sedimentations-Flotationsmethode
4.1.2.1 Abbildung 7: Effektivität der kombinierten Sedimentations-
Flotationsmethode für A. caninum, U. stenocephala, Cyathostominae und C.
oncophora in verschiedenen Eikonzentrationen/g Kot
Abbildung 8: Effektivität der kombinierten Sedimentations-
Flotationsmethode für T. cati. T. canis, T. leonina und A. suum in
verschiedenen Eikonzentrationen/g Kot
Abbildung 9: Effektivität der kombinierten Sedimentations-
Flotationsmethode für M. expansa und A. perfoliata in verschiedenen
Eikonzentrationen/g Kot
Abbildung 10: Effektivität der kombinierten Sedimentations-
Flotationsmethode für T.vulpis in verschiedenen Eikonzentrationen/g
Kot
4.1.2.2 Abbildung 11: Effektivität der kombinierten Sedimentations-
Flotationsmethode für verschiedene Parasiten mit arithmetischem
Mittel der Parasitenordnungen
- 122 -
TABELLEN- UND ABBILDUNGSVERZEICHNIS
4.1.2.3 Abbildung 12: Durchschnittliche Effektivität der kombinierten
Sedimentations- Flotationsmethode für alle, in Konzentrationsstufen
zusammengefasste, Parasiten und deren Spannweite
4.1.2.3 Tabelle 4: Standardabweichungen (SD) und Variationskoeffizienten
(Vk) der einzelnen Konzentrationsstufen für die durchschnittliche
Effektivität der kombinierten Sedimentation-Flotation
4.2.1.1 Abbildung 13: Sensitivität der McMaster-Methode für A. caninum, U.
stenocephala, Cyathostominae und C. oncophora in verschiedenen
Eikonzentrationen/g Kot
Abbildung 14: Sensitivität der McMaster-Methode für T. cati, T.
canis, T. leonina und A. suum in verschiedenen Eikonzentrationen/g
Kot
Abbildung 15: Sensitivität der McMaster-Methode für M. expansa und
A. perfoliatain verschiedenen Eikonzentrationen/g Kot
Abbildung 16: Sensitivität der McMaster-Methode für T. vulpis in
verschiedenen Eikonzentrationen/g Kot
4.2.1.1 Tabelle 4: Signifikante Unterschiede in der Sensitivität zwischen den
Parasiten aus zusammengefassten Konzentrationsstufen (30, 50, 80,100,
500 EpG) in der McMaster-Methode
4.2.1.2 Abbildung 17: Sensitivität der McMaster-Methode für verschiedene
Parasiten mit arithmetischem Mittel der Parasitenordnungen
- 123 -
TABELLEN- UND ABBILDUNGSVERZEICHNIS
4.2.1.3 Abbildung 18: Durchschnittliche Sensitivität der McMaster-Methode
für alle, in Konzentrationsstufen zusammengefasste, Parasiten und
deren Spannweite
4.2.1.3 Tabelle 5: Standardabweichungen (SD) und Variationskoeffizienten
(Vk) der einzelnen Konzentrationsstufen für die durchschnittliche
Sensitivität der McMaster-Methode
4.2.2.1 Abbildung 19: Effektivität der McMaster-Methode für A. caninum, U.
stenocephala, Cyathostominae und C. oncophora in verschiedenen
Eikonzentrationen/g Kot
Abbildung 20: Effektivität der McMaster-Methode für T. cati, T. canis,
T. leonina und A. suum in verschiedenen Eikonzentrationen/g Kot
Abbildung 21: Effektivität der McMaster-Methode für M. expansa und
A. perfoliata in verschiedenen Eikonzentrationen/g Kot
Abbildung 22: Effektivität der McMaster-Methode für T. vulpis in
verschiedenen Eikonzentrationen/g Kot
4.2.2.2 Abbildung 23: Effektivität der McMaster-Methode für verschiedene
Parasiten mit arithmetischem Mittel der Parasitenordnungen
4.2.2.3 Abbildung 24: Durchschnittliche Effektivität der McMaster-Methode
für alle, in Konzentrationsstufen zusammengefasste Parasiten und deren
Spannweite
4.2.2.3 Tabelle 6: Standardabweichungen (SD) und Variationskoeffizienten
(Vk) der einzelnen Konzentrationsstufen für die durchschnittliche
Effektivität der McMaster-Methode
- 124 -
TABELLEN- UND ABBILDUNGSVERZEICHNIS
4.3.1 Abbildung 25: Sensitivität der Sedimentationsmethode für F. hepatica
4.3.2 Abbildung 26: Effektivität der Sedimentationsmethode für F. hepatica
Tabelle 7: Standardabweichungen (SD) und Variationskoeffizienten
(Vk) der einzelnen Konzentrationsstufen für die Effektivität der
Sedimentationsmethode für F. hepatica
4.4.1 Abbildung 27: Sensitivität des Auswanderverfahrens nach Baermann
für D. viviparus in einer ungerührten Kotprobe
4.4.1 Abbildung 28: Sensitivität des Auswanderverfahrens nach Baermann
für D. viviparus in einer 3 Minuten gerührten Kotprobe
4.4.2 Abbildung 29: Effektivität des Auswanderverfahrens nach Baermann
für D. viviparus aus einer ungerührten Kotprobe
4.4.2 Tabelle 8: Standardabweichungen (SD) und Variationskoeffizienten
(Vk) der einzelnen Konzentrationsstufen für die Effektivität des
Auswanderverfahrens nach Baermann für D. viviparus aus einer
ungerührten Kotprobe
4.4.2 Abbildung 30: Effektivität des Auswanderverfahrens nach Baermann
für D. viviparus aus einer 3 Minuten gerührten Kotprobe
4.4.2 Tabelle 9: Standardabweichungen (SD) und Variationskoeffizienten
(Vk) der einzelnen Konzentrationsstufen für die Effektivität des
Auswanderverfahrens nach Baermann für D. viviparus aus einer 3
Minuten gerührten Kotprobe
- 125 -
ERKLÄRUNG
Danksagung
Herrn Professor Dr. Thomas Schnieder danke ich herzlich für die Überlassung des Themas und die
Bereitstellung eines Arbeitsplatzes sowie die unkomplizierte und zügige Mitarbeit bei der
Fertigstellung dieser Arbeit.
Herrn Dr. Christian Epe danke ich sehr für die jeder Zeit gewährte Gesprächsbereitschaft und
motivierende Unterstützung in immer humorvoller Art und Weise.
Allen Mitarbeitern und Doktoranden des Institutes möchte ich herzlich für ihre ausgesprochene
Hilfsbereitschaft und die freundliche Aufnahme danken. Im Labor bewiesen Petra Thomas und
Anne Ohrdorf besonders gute Nerven und waren mir durch ihre immer gewährten Unterstützung
eine große Hilfe. Marion Czapp danke ich besonders für die kritische Durchsicht dieser Arbeit sehr.
Frau Jessica Wisniewski möchte ich für ihre unkomplizierte, freundschaftliche Unterstützung bei
den Berechnungen zur Statistik danken.
Meinem Bruder Friedrich – Wilhelm Reese danke ich sehr für die immer schnelle und wirksame
Hilfe bei allen Kämpfen mit dem Computer.
Inniger Dank gilt meiner Mutter, meiner Großmutter, meiner Tante Hilla Wirtz und meinem Onkel
Heinrich Schoeller, die immer regen Anteil an meinem Leben und meiner beruflichen Zukunft
genommen haben und ohne deren Rückhalt und Unterstützung mir das Studium und die Promotion
nur unter sehr schweren Bedingungen möglich gewesen wäre.
Ganz besonders möchte ich meinem Mann Dr. Christian Kraemer danken, der mich während der
gesamten Zeit immer liebevoll unterstützte und mir durch angeregte Diskussionen das
zielorientierte Arbeiten und Schreiben sehr erleichtert hat.
- 126 -
ERKLÄRUNG
Erklärung
Hiermit erkläre ich, dass ich die Dissertation mit dem Titel „Validierung ausgewählter
koproskopischer Untersuchungsmethoden zum direkten Nachweis parasitärer Stadien verschiedener
Parasitenspezies der Haussäugetiere“ selbstständig verfasst habe. Bei der Anfertigung wurden
folgende Hilfen Dritter in Anspruch genommen:
- Materialien und Geräte wurden vom Institut für Parasitologie der Tierärztlichen Hochschule
Hannover bereitgestellt.
- Die statistische Auswertung erfolgte mit Hilfe von Herrn Dr. Beyerbach, Institut für
Biometrie, Epidemiologie und Informationsverarbeitung der Tierärztlichen Hochschule
Hannover
Ich habe keine entgeltliche Hilfe von Vermittlungs- bzw. Beratungsdiensten (Promotionsberater
oder andere Personen) in Anspruch genommen. Niemand hat von mir unmittelbar oder mittelbar
entgeltliche Leistungen für Arbeiten erhalten, die im Zusammenhang mit dem Inhalt der
vorgelegten Dissertation stehen.
Ich habe die Dissertation an folgender Institution angefertigt:
Institut für Parasitologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover
Die Dissertation wurde bisher nicht für eine Prüfung oder Promotion oder für einen ähnlichen
Zweck zur Beurteilung eingereicht.
Ich versichere, dass ich die vorstehenden Angaben nach bestem Wissen vollständig und der
Wahrheit entsprechend gemacht habe.
_____________________________
(Amelie Kraemer)
Wedemark, 22.07.2005
- 127 -