UNIVERSIDAD SAN FRANCISCO DE QUITO

Colegio de Ciencias de la Salud

Identificación molecular y asociación causal de microorganismos

presentes en lesiones periapicales refractarias al tratamiento endodóntico

María Elisa Galárraga Vinueza

Valeri Paredes K., Dr., Director de Tesis

Gabriela Vasco, Dra., Directora de Tesis

Tesis de Grado presentada como requisito para la obtención del título de

Odontóloga

Quito, diciembre de 2014

Universidad San Francisco de Quito

Colegio de Ciencias de la Salud

HOJA DE APROBACIÓN DE TESIS

Identificación molecular y asociación causal de microorganismos presentes en

lesiones periapicales refractarias

María Elisa Galárraga Vinueza

Valeri Paredes K., Dr.

Director de Tesis _______________________________

Gabriela Vasco, Dra.

Directora de Tesis _______________________________

Iván Bedoya, Dr. _______________________________

Miembro del Comité de Tesis

José Maldonado, Dr. _______________________________

Miembro del Comité de Tesis

Fernando Sandoval, Dr.

Miembro del Comité de Tesis y _______________________________

Decano del Colegio de Odontología

Quito, diciembre de 2014

©Derechos de Autor:

Por medio del presente documento certifico que he leído la Política de Propiedad

Intelectual de la Universidad San Francisco de Quito y estoy de acuerdo con su contenido,

por lo que los derechos de propiedad intelectual del presente trabajo de investigación

quedan sujetos a lo dispuesto en la Política.

Asimismo, autorizo a la USFQ para que realice la digitalización y publicación de

este trabajo de investigación en el repositorio virtual, de conformidad a lo dispuesto en el

Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.

Firma: _____________________________________

Nombre: María Elisa Galárraga Vinueza

C. I.: 1716168339

Fecha: Quito, diciembre de 2014

5

DEDICATORIA

Dedicado a mi familia, amigos, compañeros y en especial a mis profesores quienes

me compartieron lo mejor que se puede dar en la vida, “el conocimiento”.

Esta investigación está dedicada sobre todo al amor que siento por la profesión.

Creía en infinitas series de tiempos, en una red creciente y vertiginosa

de tiempos divergentes, convergentes y paralelos. Esa trama de tiempos que se

aproximan, se bifurcan, se cortan o que secularmente se ignoran, abarca todas las

posibilidades. No existimos en la mayoría de esos tiempos; en algunos existe usted y no

yo; en otros, yo, no usted; en otros, los dos. En éste, que un favorable azar me depara

(Borges, 1944)

6

AGRADECIMIENTOS

Quiero agradecer a mis papás y hermana quienes me apoyaron en todos los

momentos de mi carrera profesional y han sido un ejemplo de amor, perseverancia e

inteligencia.

Agradezco a todos mis profesores también en especial a mis tutores Dr. Valeri

Paredes y Dra. Gabriela Vasco quienes me guiaron para realizar esta tesis y compartieron

todo su conocimiento.

Quiero expresar mi más sincera gratitud a todos quienes forman parte de la

facultad de odontología y laboratorio de microbiología de la USFQ, gracias a su apoyo y

confianza estoy culminando una de las etapas más importantes de mi vida.

7

Resumen

La periodontitis apical refractaria es una lesión periapical persistente en los tejidos

perirradiculares de una pieza dental tratada con endodoncia. El origen infeccioso de la

persistencia de las lesiones periapicales es un tema controversial y desafiante en

odontología. El punto de vista tradicional sobre este tema defiende la escasa presencia o

ausencia de microorganismos en los tejidos. Sin embargo existe evidencia de la presencia

de bacterias, levaduras y virus en dichas lesiones. El objetivo de esta investigación es

realizar un estudio de casos y controles para comprobar la presencia de microorganismos

viables en las lesiones y asociar esta presencia a la causalidad de las mismas. Utilizando

microscopia y métodos moleculares se pudo comprobar la presencia de microorganismos

en 16 o (80%) de 20 muestras de casos de lesión persistente (0R: 136, IC 95%: 14-317) y

en 1 o (3%) de 35 muestras de tejido sano (OR:0.074, IC 95%: 0.0008-0.071), de esta

manera asociando a los microorganismos identificados como un factor causal de la

fisiopatología de la periodontitis apical refractaria.

8

Abstract

Refractory apical periodontitis is a periradicular infection which persists in

periapical tissues even though root canal treatment is performed. . The infectious origin of

persistent periradicular disease is controversial and an important challenge in dentistry.

The traditional point of view regarding this theme defends that diseased tissues should be

free from microorganisms or sparsely populated by them. However, there is evidence of

presence of bacteria, viruses and fungi in periapical tissues of refractory cases. The aim of

this investigation is to perform a case and control study to corroborate the presence of

viable microorganisms and associate this presence as a causal factor. Through microscopy

and molecular methods, this investigation was able to prove the presence of

microorganisms in 16 or (80%) of 20 samples from refractory cases (0R: 136, IC 95%: 14-

317) and in 1 or (3%) of 35 samples corresponding to the control group (OR: 0.074, IC

95%: 0.0008-0.071). The results obtained in this study can associate the identified

microorganisms as a causal factor of persistent apical periodontitis.

9

Tabla de contenido

Resumen…………………………………………………………………………………….7

Abstract…………………………………………………………………………………..…8

1 INTRODUCCIÓN ....................................................................................................... 13

2 HIPÓTESIS ................................................................................................................. 14

3 OBJETIVOS ................................................................................................................ 14

4 JUSTIFICACIÓN ........................................................................................................ 15

5 MARCO TEÓRICO .................................................................................................... 16

5.1 Anatomía pulpar y perirradiculares ...................................................................... 16

5.2 Patología pulpar .................................................................................................... 19

5.3 Periodontitis Periapical ......................................................................................... 20

5.3.1. Fisiopatología de la periodontitis periapical ...................................................... 21

5.3.2.Factores de expansión quística……………………………………………...….23

5.4 Etiología de la enfermedad perirradicular persistente .......................................... 25

5.4.1 Fracaso de la endodoncia ................................................................................. 25

5.5. Cirugía Perirradicular………..…...………………………………………………..31

5.5.1. Manejo analgésico y antibiótico en la cirugía perirradicular…………………...34

5.5.2. Principio de desinfección del campo quirúrgico………………………………..36

5.5.3.Anestesia Local para la cirugía………………………………………………….36

5.5.4.Consideraciones Anatómicas……………………………………………………37

5.5.5. Instrumental requerido para cirugía perirradicular……………………………..40

5.5.6. Acceso Quirúrgico……………………………………………………………...41

5.5.7.Definición y Clasificación de Colgajos…………………………………………42

5.5.8. Acceso del tejido óseo………………………………………………………….49

5.5.9. Raspado de la lesión Periapical………………………………………………...50

5.5.10. Técnica y manejo del ápice radicular…………………………………………51

5.5.11. Sutura………………………………………………………………………….54

5.6. Relación de la regeneración tisular guiada con la cirugía perirradicular…………….55

5.7. Complicaciones posoperatorias de la cirugía perirradicular………………………….56

5.8. Principios Biológicos de regeneración y reparación………………………………….57

5.9. Microbiología de las lesiones periapicales refractariaal tratamiento endodóntico ....... 64

5.10. Candida albicans…………………………………………………………………….73

5.11. Enterococcus faecalis………………………………………………………………..74

5.12. Técnicas Moleculares para análisis microbiológico…………………………………76

5.12.1. Extracción de ADN ....................................................................................... 76

5.12.2. Amplificación de secuencias de ADN. Reacción en cadena de la polimerasa

(PCR) ………………………………………………………………………………79

10

5.12.3. Aplicación Microbiológica del 16 S………………….………………………...80

5.12.4. Electroforesis…………………………………….……………………………..81

5.12.5. Detección de ADN de células muertas por técnicas moleculares……………...83

5.13. Tinción Gram……………………………………...……………………………..83

6. METODOLOGÍA ........................................................................................................ 85

6.1. Tipo de estudio: .................................................................................................... 85

6.2. Muestra: ................................................................................................................ 85

6.2.1.Criterio de Inclusión de la muestra: ......................................................... 85

6.2.2.Criterio de Exclusión de la muestra ......................................................... 86

6.3. Materiales…………………………………………………………………………..88

6.4. Toma de muestras…………………………………………………………………...89

7.RESULTADOS .............................................................................................................. 100

8. DISCUSIONES ............................................................................................................ 152

9. CONCLUSIONES ......................................................................................................... 162

10. RECOMENDACIONES ............................................................................................. 164

11.Trabajos citados……………………………………………………………..…..…….165

Tabla de Figuras

Gráfico 1. Electroforesis b-Actina (297 pares de bases) muestras positivas en GC 3 4, 5, 6,

9 y en GE1, 2, 4, 5, 6, 7, 8, 10 ........................................................................................... 105

Gráfico 2. Beta-Actina Grupo control muestras positivas en GC 13, 16, 17, 18, 19, 20, 22,

24, 25, 26, 27, 28, 29, 31, 32, 33, 34 ................................................................................. 105

Gráfico 3. B-actina grupo experimental, muestras positivas en GE 11, 12, 13, 14,15, 16,

17, 18, 19 y 20 ................................................................................................................... 105

Gráfico 4. B-actina muestras diluidas del grupo control, positivas GC 1, 2, 7, 8, 10, 11, 12,

14, 15, 21, 23, 30 y grupo experimental positivas GE 5, 3, 9, 12 ..................................... 106

Gráfico 5. Grupo control resultados negativos de muestras GC 18, 19, 20, 21, 22, 23, 24,

25, 26, 27, 28, 29 para 16 s (1500 pares de bases) ............................................................ 106

Gráfico 6. Grupo control y experimental resultados positivos en muestras GE12, 14, 16,18,

19 y negativos en muestras GC12, 14, 16, 18 para el 16 s .............................................. 106

Gráfico 7. Grupo experimental resultados positivos en muestras GE2, 3, 4, 5, 6, 9, 11 para

16 s ..................................................................................................................................... 107

Gráfico 8. Grupo control muestra GC31 única positiva para 16 s y Grupo experimental

muestras GE 1,2,3,4,9, 10, 11 positivas para 16 s ............................................................. 107

Gráfico 9. Grupo Control, resultados negativos de muestras

GC1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17 para 16 s .................................................... 107

Gráfico 10. Grupo experimental: resultados positivos de muestras GE 5, 11, 12 y 16 para

Candida albicans (158 pares de bases) ............................................................................. 108

11

Gráfico 11. Grupo experimental: 4 muestras GE 5, 11, 12 y 16 positivas para Candida

albicans y grupo control: muestras negativas GC1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15 para el

mismo gen ......................................................................................................................... 108

Gráfico 12. Enterococcus faecalis, #2 muestras positivas GE2 y GE9 (310 pares de base

........................................................................................................................................... 108

Gráfico 13. Grupo Experimental: % Presencia Microorganismos Tinción Gram ............. 144

Gráfico 14. Grupo Control: % Presencia Microorganismos Tinción Gram ...................... 144

Gráfico 15. Grupo Experimental: % Microorganismos identificados en tinción Gram ... 145

Gráfico 16. PCR Grupo Control vs Grupo Experimental ................................................. 146

Imagen.1,2……………………………………………………………………………..…109

Imagen.3,4………………………………………………………………………………..110

Imagen.5,6………………………………………………………………………………..111

Imagen.7,8…………………………………………………………………………….….112

Imagen.9,10………………………………………………………………………………113

Imagen.11,12……………………………………………………………………………..114

Imagen.13,14……………………………………………………………………………..115

Imagen.15,16……………………………………………………………………………..116

Imagen.17,18……………………………………………………………………………..117

Imagen.19,20………………………………………………………………………….….118

Imagen.21,22……………………………………………………………………………..119

Imagen.23,24…………………………………………………………………………..…120

Imagen26,27………………………………………………………………………...……121

Imagen.28,29………………………………………………………………………..……122

Imagen.30,31………………………………………………………………………..……123

Imagen.32,33……………………………………………………………………………..124

Imagen.35,36……………………………………………………………………………..125

Imagen.37,38………………………………………………………………………..……126

Imagen.39,40……………………………,,………………………………………………127

Imagen.41,42……………………………..………………………………………………128

Imagen.43,44…………………………………………………..…………………………129

Imagen.45,46……………………………………………………………..………………130

Imagen.47……...…………………………………………………………………………131

Imagen.48,49……………………………………………………………………………..132

Imagen.50,51………………………………………………………………………..……133

Imagen.52,53………………………………………………………………………..……134

12

Imagen54,55……………………….………………………………………………..……135

Imagen.56……………………………………………………………………………...…136

Tabla 1. Principios de Colgajos quirúrgicos ........................................................................ 42

Tabla 2. Microorganismos asociados a la periodontitis periapical refractaria .................... 64

Tabla 3. Criterio Inclusión de la muestra ............................................................................ 85

Tabla 4. Criterio Exclusión de la muestra ........................................................................... 86

Tabla 5. Materiales de la Investigación ............................................................................... 88

Tabla 6. División de la muestra ........................................................................................... 90

Tabla 7. Primers utilizados para identificar ADN de microorganismos seleccionados en el

estudio .................................................................................................................................. 95

Tabla 8. Volumen y concentración utilizada para PCR beta-Actina ................................... 96

Tabla 9. Condiciones para PCR beta-Actina ....................................................................... 96

Tabla 10. Volumen y concentración utilizada para PCR 16s .............................................. 97

Tabla 11. Condiciones para PCR 16s .................................................................................. 97

Tabla 12. Volumen y concentración utilizada para Candida albicans ................................ 98

Tabla 13. Condiciones para PCR Candida albicans ........................................................... 98

Tabla 14. Volumen y concentración utilizada para Enterococcus faecalis ......................... 99

Tabla 15. Condiciones para PCR Enterococcus faecalis ................................................... 99

Tabla 16. Características del grupo Experimental #20 muestras (Tejido con lesión

periapical) .......................................................................................................................... 137

Tabla 17. Identificación de presencia de microorganismos del grupo Experimental en 1000

campos observados, #50 por cada muestra ........................................................................ 138

Tabla 18……………………………………………………………………………….…139

Tabla 19…………………………………………………………………………….……140

Tabla 20………………………………………………………………………………….141

Tabla 21………………………………………………………………………………….143

Tabla 22………………………………………………………………………………….147

Tabla 23…………………………………………………………………………….……148

Tabla 24………………………………………………………………………………….149

Tabla 25……………………………………………………………………………….…150

Tabla 26……………………………………………………………………………….…150

Tabla 27………………………………………………………………………….………151

13

1 INTRODUCCIÓN

La periodontitis periapical es una infección de alta prevalencia en el ser humano, los

estudios indican que alrededor del 20% de casos con lesión periapical previa al tratamiento

son persistentes o refractarios a la endodoncia. Esto señala que la presencia de periodontitis

periapical antes de realizar la endodoncia es un factor de riesgo para el fracaso del

tratamiento y la persistencia de la lesión. El proceso periapical empieza cuando la pulpa

dental es invadida por microorganismos y consecuentemente se producen una serie de

cambios fisiológicos y respuestas adaptativas en el cuerpo humano. Seguidamente a la

respuesta inflamatoria causada por la invasión de microbiota, se forma tejido de

granulación a nivel apical de la raíz que esta infiltrado por neutrófilos, linfocitos y

macrófagos los cuales actúan para combatir las bacterias causantes de la inflamación y

posteriormente de la infección periapical. Cabe recalcar que la meta de una terapia

endodóntica es eliminar todos los microorganismos que se encuentran dentro de los

conductos radiculares, sin embargo en ciertos casos las lesiones refractarias se manifiestan

y no ocurre la regeneración de los tejidos perirradiculares después de un tiempo

considerable de haber tratado al diente. El fracaso de la terapia endodóntica convencional

se atribuye a varios factores siendo uno de ellos la colonización de microorganismos en los

tejidos periapicales, en el que estos microorganismos tienen la facultad de adaptarse de tal

manera que se vuelven resistentes al tratamiento endodóntico, por lo que la lesión se hace

persistente y no cede (Fouad, 2009). Sin embargo este es un tema de gran controversia en

endodoncia ya que muchas teorías afirman que en la mayoría de casos los tejidos

perirradiculares con lesión están libres de microorganismos y que por lo tanto la presencia

de microbiota no debe ser considerada como uno de los principales factores causales de la

persistencia de la lesión (Zuolo, M. et al, 2012). Es importante tomar en cuenta que al no

14

ceder la lesión periapical con el tratamiento endodóntico conservador se remite la pieza

dental afectada a cirugía periapical el cual es el tratamiento indicado para eliminar el factor

etiológico causante de la de la lesión refractaria (Saber, 2012). En el momento de realizar

la cirugía perirradicular se puede tomar una muestra del tejido enfermo con el fin de

realizar un análisis molecular y poder verificar la presencia y qué tipo de microorganismos

son los causantes de la persistencia de la enfermedad. A pesar de que el punto de vista

tradicional establece que los tejidos perirradiculares no deben estar invadidos por

microorganismos, se ha reportado en investigaciones previas la presencia de virus,

levaduras y bacterias principalmente anaerobias Gram positivas en este tipo de lesiones.

2 HIPÓTESIS

Las lesiones periapicales refractarias al tratamiento endodóntico que han sido

resecadas en cirugía perirradicular si van a mostrar presencia de

microorganismos en los tejidos extraradiculares al momento de realizar la

tinción Gram y análisis molecular de ADN bacteriano, por el contrario los

tejidos que no presenten lesión no tendrán presencia de microorganismos.

3 OBJETIVOS

3.1. Objetivos Generales

Comprobar la presencia e identificar el tipo de microorganismos en las lesiones

periapicales refractarias al tratamiento endodóntico que han sido resecadas en

cirugías perirradiculares realizadas de marzo a octubre del 2014 en Quito-

Ecuador por medio de tinción Gram y análisis molecular de ADN bacteriano

extraído de las muestras tomadas de tejido.

15

3.2. Objetivos Específicos

Comparar la frecuencia de colonización bacteriana en los tejidos periapicales

entre pacientes con lesión y sin lesión periapical refractaria.

Comprobar que la presencia de los microrganismos identificados es un factor

causal para la persistencia de la lesión periapical refractaria.

Comprobar que el ADN de los microorganismos identificados en las muestras

es viable mediante la tinción Gram de las mismas.

Comparar el índice y presencia de microorganismos entre pacientes

sintomáticos y asintomáticos con lesión periapical refractaria.

Comparar el índice y presencia de microorganismos entre pacientes con

profilaxis antibiótica y antibiótico terapia de más de 24 horas.

Identificar en los tejidos perirradiculares enfermos la presencia de

microorganismos como Candida albicans y Enterococcus faecalis reportados

según varios estudios como principales causantes del fracaso endodóntico.

4. JUSTIFICACIÓN

Las investigaciones realizadas en la actualidad demuestran que alrededor del 10%

de tratamientos de endodoncia manejados correctamente y siguiendo los protocolos

establecidos presentan lesiones periapicales refractarias. La evidencia sugiere que los

microorganismos pueden colonizar los tejidos periapicales por su gran capacidad de

adaptación a diferentes ambientes y por lo mismo ser responsables de que la lesión

periapical persista. Antes se creía que los microorganismos solo estaban presentes en

los canales radiculares y que estos eran incapaces de invadir los tejidos periapicales,

16

pero en los últimos estudios se ha demostrado que al realizar un análisis molecular de

los tejidos tomados de la lesiones se ha presentado un gran índice de microorganismos

anaerobios y principalmente Gram positivos (Sunde, 2002).

Por medio de esta investigación será importante demostrar que ciertos

microorganismos son causantes de la periodontitis apical refractaria y la identificación

de ellos tendrá gran relevancia para el futuro tratamiento clínico y antibiótico de

pacientes que presenten este tipo de lesiones.

5. MARCO TEÓRICO

5.1. Anatomía pulpar y perirradicular

Se conoce que la anatomía pulpar es de gran complejidad y por esto su tratamiento

requiere precisión y minuciosidad. El sistema de conductos radiculares es aberrante y

presenta diversas características como: varios forámenes apicales en un mismo diente,

uniones entre conductos, deltas, asas, conductos en forma de C, conductos en furca y

adicionales. Cada pieza dental tiene un sistema único de conductos radiculares por lo que

cada diente se tratará de forma individualizada de acuerdo a la anatomía que presente

(Cohen, S. & Burns, R., 2011).

A nivel del ápice radicular existen varias partes anatómicas las cuales se han

clasificado según Kutter de la siguiente manera (Cohen, S. & Burns, R., 2011):

Constricción apical: es la parte del conducto con el diámetro más pequeño

en donde los vasos de la pulpa son estrechos y está situado de 0,5 mm a

1,5 mm del foramen apical.

17

Unión cemento dentina: es la parte del conducto donde el cemento y la

dentina se unen y donde termina el tejido pulpar para dar comienzo a los

tejido periodontales. Este está ubicado a 1 mm del foramen apical.

Foramen apical: se lo ve como un borde redondo que delimita la

terminación del conducto cementario y la parte externa de la raíz.

La pulpa dental es un tejido blando que cumple diversas funciones, su función

primaria es que en ella se encuentran y derivan los odontoblastos los cuales son los

responsables de formar la dentina y son precursores de la formación del esmalte en las

fases del desarrollo. Las otras funciones secundarias de la pulpa son la hidratación,

defensa y sensibilidad dada a los dientes mediante el complejo vásculo-nervioso que la

conforma. La pulpa dental está constituida por diferentes tipos de células que son los

odontoblastos, células progenitoras y de defensa. La pulpa también está compuesta por

elementos extracelulares que son las fibras de colágeno principalmente tipo I, fibroblastos,

matriz no colagenosa y calcificaciones pulpares. Además de lo mencionado la pulpa posee

vasos sanguíneos aferentes y eferentes, estos vasos son muy importantes en las etapas de

inflamación de la pulpa en la que los vasos pasan por una fase de vasoconstricción y

vasodilatación. En cuanto a la neuroanatomía de la pulpa esta contiene axones mielínicos y

amielínicos, tiene un sistema nociceptivo y su inervación principal sensitiva viene de la

segunda y tercera división del nervio trigémino (Torabinajed, 2010).

El periodonto se conoce como la estructura que rodea el diente y se compone de tres

partes las cuales son: cemento, ligamento periodontal y hueso alveolar. Estos tejidos se

forman del folículo dental que está alrededor del órgano del esmalte y su formación

empieza cuando se desarrolla la raíz del diente. La pulpa dental se conecta con el

18

periodonto en las partes en las que los vasos sanguíneos de la pulpa salen por el foramen

apical y se unen a la parte externa que es el periodonto (Torabinajed, 2010).

El cemento es un tejido de gran dureza que rodea toda la raíz del diente y donde se

anclan las fibras periodontales. Puede clasificarse en (Torabinajed, 2010):

Cemento fibroso intrínseco acelular primario

Cemento fibroso extrínseco acelular primario

Cemento fibroso intrínseco acelular secundario

Cemento fibroso mixto celular secundario.

Cemento fibrilar acelular.

El ligamento periodontal es un tejido conectivo especializado, que posee aces de

fibras colágenas las cuales distribuyen las fuerzas del diente absorbiéndolas y dando

soporte al diente dentro del alveolo. El espacio periodontal mide de 0,21 a 0,15 mm, éste

posee cementoblastos y osteoblastos. Entre la fibras antes mencionadas existe un tejido

conectivo laxo el cual está conformado por fibroblastos, células de defensa, vasos

sanguíneos y tejido nervioso (Torabinajed, 2010).

El hueso alveolar por otro lado da soporte a los dientes, es decir reviste al alveolo

y en él se anclan las fibras periodontales del LPD. Es de tipo laminar y su remodelación

(reabsorción y aposición) depende de las fuerzas dentales ejercidas. Este tipo de hueso es

más denso que el hueso esponjoso que lo rodea, aunque presenta agujeros para el paso de

los nervios, vasos y tejidos conectivos de revestimiento. Cuando este hueso es continuo en

una radiografía se puede decir que está saludable y cuando es irregular se puede detectar

enfermedad (Torabinajed, 2010)

19

5.2. Patología pulpar

El acúmulo de biofilm bacteriano en la superficie de los dientes es un factor causal

de la desmineralización de los mismos y consecuentemente la aparición de la caries. La

caries tiene un origen multifactorial, sin embargo una mala higiene oral puede ser uno de

los principales factores para la acumulación de biofilm en el medio oral y el desarrollo de

la caries. La caries es un foco infeccioso en el medio oral que va a degenerar los tejidos

con el tiempo, las bacterias que intervienen en la fisiopatología de la caries dental van a

entrar en los túbulos dentinarios e irritar de esta manera los tejidos pulpares subyacentes.

En ciertos casos la caries puede avanzar tanto que llegue a estar en íntimo contacto con la

pulpa dental lo cual desencadenará diversas patologías pulpares como: pulpitis reversible,

pulpitis irreversible y necrosis pulpar.

En primer lugar va a ocurrir una pulpitis reversible, es decir cuando la pulpa se

inflama ya que responde a los mecanismos de defensa como los factores de complemento,

las inmunoglobulinas y procesos de la inflamación que están actuando frente a la agresión

bacteriana que penetra los túbulos dentinarios. Cuando la pulpa se ve afectada e inflamada

por los agentes bacterianos se produce una pulpitis irreversible, esta condición provoca un

gran dolor y precisa de tratamiento endodóntico. La inflamación empieza por la liberación

de ciertos mediadores químicos los cuales van actuar en los vasos sanguíneos causando

una vasoconstricción inicial para después provocar una vasodilatación. Durante la

vasodilatación va hacerse más lento el flujo sanguíneo, se van acumular los hematíes en la

parte central de los vasos y después va a ocurrir la emigración de los leucocitos a la parte

periférica. El endotelio vascular consecuentemente va a presentar fisuras por las cuales va

a ocurrir una “extravación plasmática” hacia el tejido conectivo. Esta extravación es la

20

causante del edema y aumento de presión en los tejidos provocará dolor por la

comprensión de las terminaciones nerviosas. Posteriormente a esta serie de cambios

mediados por la inflamación, se producirá infiltrado inflamatorio constituido por

macrófagos, linfocitos y células plasmáticas. Cabe recalcar que en la fase aguda de la

inflamación predominaran los PMN o polimorfonucleares los cuales enfrentaran a las

agresiones bacterianas y productos metabólicos. Por otro lado en la fase crónica de la

inflamación, ocurrirá la fase proliferativa la cual intenta regenerar los tejidos periapicales

por medio de la formación de tejido de granulación. Es importante mencionar que en el

caso de no ser tratada la afección pulpar a tiempo, la contaminación bacteriana avanzará

en los tejidos pulpares hasta producir la necrosis de los tejidos es decir que estos ya no

presentan su propiedades de vaascularidad e inervación y se ha producido muerte celular

en ellos (Cohen, 2011).

5.3. Periodontitis apical

La periodontitis apical es una enfermedad de gran prevalencia en el ser humano, en

un estudio epidemiológico realizado en América del Norte se presentó que en adultos de

20 a 30 años de edad la prevalencia de la enfermedad es del 33%, en adultos de 30 a 40

años la prevalencia es del 40%, en adultos de 40 a 50 años es del 48%, de 50 a 60 años es

del 57% y de 60 años en adelante es del 62%. En 1990 se estimó que en Estados Unidos se

hicieron 14 millones de tratamientos de conducto debido a esta enfermedad por lo que se

puede considerar prevalente y de importancia en el ser humano (Cohen, S. & Burns, R.,

2011).

La etiología de la periodontitis apical puede ser provocada por factores exógenos y

endógenos. Los factores exógenos son: bacterias, toxinas, traumatismos y cuerpos

21

extraños, mientras que los factores endógenos son los productos metabólicos del huésped

como los cristales de colesterol y uratos que activan la función de los osteoclastos. Estos

factores son los que inician “la respuesta inmuno-inflamatoria innata y adaptativa” (Cohen,

2011).

5.3.1. Fisiopatología de la periodontitis periapical

La fisiopatología de las lesiones periapicales comienza a partir de la afección de la

pulpa dentaria por diversos factores que pueden ser una caries, trauma u otra condición del

paciente como el bruxismo que puede alterar la vitalidad de la pulpa dentaria provocando

su necrosis. Por lo general, la invasión de la pulpa se da por los microorganismos presentes

en la cavidad oral los cuales provocan previamente la caries en la pieza dentaria. Una vez

que la pulpa se encuentra invadida por los microorganismos de la flora oral normal, se

generan varios fenómenos inflamatorios como el aumento de la permeabilidad capilar y

flujo sanguíneo pulpar. La pulpa dentaria está rodeada por dentina la cual no es distensible,

por lo que consecuentemente se incrementa la presión tisular del tejido pulpar y continua la

colonización bacteriana en el tejido necrótico. En respuesta a todos estos fenómenos que

ocurren en la pulpa afectada, se da la respuesta inmunitaria del paciente para defenderse

del proceso infeccioso. La respuesta inmunitaria será celular y humoral, para primeramente

frenar la propagación de la infección en los tejidos pulpares y posteriormente en los

tejidos periapicales. Cuando el proceso inflamatorio se extiende hacia el ápice y tejidos

perirradiculares, se desarrollan mecanismos de defensa inmunológicos en los que las

interleucinas, factores que activan los leucocitos y el factor de necrosis tumoral actúan

como mediadores que activan a los osteoclastos y macrófagos. La activación de estas

células provocará consecuentemente la osteolisis de los tejidos que rodean a la pieza

dentaria afectada y rizólisis de la misma. Adicionalmente, la necrosis pulpar genera

22

detritos celulares, fibrina, anticuerpos y células inflamatorias que se liberaran hacia los

tejidos periapicales, lo cual inicialmente podrá ser contrarrestado por los mecanismos

inmunitarios del paciente. Sin embargo cuando la proliferación de microorganismos es

mayor e incrementa la producción de detritos, el sistema inmunológico del paciente

delimita el proceso infeccioso formando un granuloma primario que localiza la agresión.

No obstante si la virulencia, patogenicidad y cantidad de detritos producidos en la pulpa

necrótica sobrepasa los mecanismos de defensa inmunológicos, se desarrollará un absceso

periapical agudo el cual requiere de drenaje en la mayoría de casos acompañado de terapia

antibiótica (Cohen, S. & Burns, R., 2011).

El granuloma primario antes mencionado puede desarrollarse y convertirse en

diferentes entidades patológicas como un quiste periapical, que se forma principalmente a

partir de la proliferación de los restos embrionarios epiteliales de Malassez localizados en

el periodonto radicular. Un quiste periapical es definido por Sapp como un “Quiste

odontógeno de origen inflamatorio derivado de los restos de Malassez, los cuales

proliferan en respuesta a la inflamación” de una infección bacteriana en la pulpa necrótica.

(J. Sapp, L. Eversole, G. Wysocki, 2005). Este tipo de quiste está cubierto por epitelio

estratificado escamoso, su cavidad está revestida de epitelio plano no queratinizado,

contiene neutrófilos en su revestimiento epitelial y posee un infiltrado con histocitos,

linfocitos y células plasmáticas. Cuando ocurre una “sobre infección” del quiste formado

por la propagación de microorganismos, se puede provocar un absceso periapical agudo o

generar una reacción inmunológica hacia el cuerpo extraño lo cual dará como consecuencia

la formación de un granuloma secundario (Cohen, S. & Burns, R., 2011).

Existen diferentes fases de crecimiento de los quistes, estas se dividen en: fase

inicial en la cual se lleva a cabo la proliferación de los restos epiteliales de Malassez. Estos

23

son estimulados por la respuesta inflamatoria. Después comienza la fase de formación del

quiste en la que se forma una cavidad con recubrimiento epitelial por medio de la muerte

celular y degeneración de los epitelios. Continúa a esta fase la de crecimiento del quiste, en

la cual ocurren cambios en la presión osmótica provocando que existan diferencias entre la

presión interna hidrostática de 70 mm en la cavidad (quiste) y la presión osmótica

sanguínea capilar exterior que es menor. Simultáneamente ocurre la reabsorción ósea en

los tejidos que rodean la cavidad lo cual está mediado por las prostaglandinas y la

destrucción del tejido conectivo adyacente que está inducida por las colagenasas. De esta

forma los quistes crecen lentamente expandiéndose ya que la presión intersticial aumenta

en su interior y al expandirse se da la reabsorción ósea en la periferia. Los quistes

contienen un fluido mucopurulento compuesto de proteínas séricas, inmunoglobulinas,

cristales de colesterol, glucosaminoglicanos y otras proteínas plasmáticas. Otro factor

importante en el progreso de la lesión es el tipo de bacterias presentes en la misma, ya que

ciertas bacterias poseen factores de virulencia con efectos citotóxicos capaces de liberar

enzimas y acelerar este proceso (Leyva, E., Tapia, J., Quezada, D. Ortiz, E., 2006).

5.3.2. Factores de expansión quística:

Entre los mecanismos de expansión quística, esta primero la proliferación epitelial

en la que el factor de crecimiento KFG que es producido por los fibroblastos estromales,

estimula el crecimiento y proliferación epitelial de los restos de Malassez, cambia el pH y

la tensión del CO2. El siguiente factor de expansión quística es la acumulación de

contenidos celulares en el que se establece una teoría que dicta que un quiste incrementa su

volumen por el acúmulo de queratina, células y líquido dentro de la cavidad lo cual

aumenta la presión osmótica dentro del quiste y con eso produce la entrada de líquido en el

como resultado de la osmosis y diferencia entre los gradientes de concentración internos y

24

externos. Aparte de lo mencionado, se ha reportado que la interleucina-6 encontrada en el

líquido interno de los quistes es importante para el crecimiento y expansión también. Otro

factor de expansión quística es el crecimiento hidrostático, el factor de crecimiento

endotelial vascular VEGF que es una citosina que aumenta la permeabilidad vascular y

produce la angiogénesis con lo que se acumulan células inflamatorias en la luz del quiste

por lo que después se producirá la entrada de líquido al quiste debido a la osmolaridad de

los fluidos y la búsqueda del equilibrio entre ellos. El factor de reabsorción ósea es otro

mecanismo de crecimiento del quiste, en este varias interleucinas principalmente la IL-1, el

interferón gamma y el factor de necrosis tumoral aumentan la actividad de los osteoclastos

lo cual aumenta la reabsorción ósea alrededor del sitio de la lesión y como resultado el

quiste se puede expandir en los tejidos. Las prostaglandinas, leucotrienos y colagenasas

también producen reabsorción de los tejidos perirradiculares. Se conoce que la IL-1 “es la

citosina más activa que actúa en las expansión quística a través de su acción en un amplio

espectro de funciones celulares como proliferación de fibroblastos, producción de

prostaglandinas en la cápsula quística y osteolísis” (Leyva, E., Tapia, J., Quezada, D. Ortiz,

E., 2006). Otro factor importante es la actividad enzimática dentro del quiste la cual

favorece al crecimiento del mismo. Además de lo mencionado, también aumenta el número

de células cebadas en el quiste, con esto incrementa el contenido de ácido hialurónico

haciendo el pH más ácido e induciendo la entrada de mayor líquido dentro del quiste. El

último mecanismo de expansión quística es la reacción de defensa del huésped, al

defenderse de las endotoxinas bacterianas libera mediadores inflamatorios lo cual produce

un incremento del AMPc que estimula a los restos epiteliales induciendo el crecimiento

quístico también (Oliveira, R., Carvalho, B., Soares, L. , 2004).

25

5.4. Etiología de la enfermedad perirradicular persistente

5.4.1. Fracaso de Endodoncia con conductos tratados adecuadamente

El éxito del tratamiento endodóntico ha demostrado ser muy alto, las investigaciones

señalan que tiene un índice de éxito del 90 a 95% en piezas dentales sin lesión periapical,

sin embargo este índice baja considerablemente cuando el tratamiento fue efectuado en una

pieza con lesión periapical previa, siendo el índice de éxito en estos caso del 75 al 80%.

Esto indica que alrededor de 2 de cada 10 dientes con lesión periapical previa al

tratamiento no van a responder a la endodoncia convencional (Fouad, 2009).

El fracaso del tratamiento endodóntico es un tema muy investigado y discutido en la

endodoncia, en algunos casos a pesar de que se realiza el tratamiento endóntico bajo los

mayores cuidados persiste la lesión periapical lo cual se conoce como “periodontitis apical

refractaria”. En estas situaciones los métodos conservadores de instrumentación e

irrigación endodónticos quedan debilitados y sin posibilidades frente al “fracaso” del

tratamiento. Han surgido diversas teorías sobre las razones por las que el tratamiento

endodóntico no funcionó y en la mayoría de ellas la solución propuesta para lograr el éxito

del tratamiento tiene que dejar de ser conservadora y pasar a ser invasiva para poder

eliminar el agente causal de la persistencia de la enfermedad.

La persistencia de la periodontitis periapical después del tratamiento endodóntico se

puede dar por diversos factores, la principal causa es asociada a la proliferación microbiana

en los conductos radiculares ya que por su anatomía aberrante es posible que ciertas zonas

no puedan ser alcanzadas por la conformación e irrigación durante la instrumentación de

los conductos. Por lo antes mencionado, una de las principales causas del fracaso de la

endodoncia es la presencia de microorganismos en los conductos radiculares después de

26

ser tratado el diente. Muchas veces se puede intentar un segundo tratamiento endodóntico

es decir un retratamiento con el fin de eliminar el contenido microbiano de los conductos,

sin embargo los microorganismos pueden persistir en los conductos radiculares aún en

tratamiento endodónticos realizados con todas las medidas y protocolos adecuados. Esto

puede ocurrir porque la endodoncia convencional tiene limitaciones de acceso a ciertas

partes de los conductos radiculares como los deltas apicales, ramificaciones, istmos y

ciertos túbulos dentinarios los cuales pueden albergar microorganismos.

Consecuentemente la enfermedad perirradicular puede persistir si los microorganismos

que sobreviven las condiciones adversas de los conductos radiculares obturados tienen

capacidad y patogenicidad suficiente para acceder a los tejidos circundantes de la pieza

dental e invadirlos aunque la disponibilidad de nutrientes sea escasa. El fracaso

endodóntico se relacionaba a la presencia de uno o dos microorganismos causales de la

enfermedad los cuales se detectaban mediante cultivos, sin embargo las técnicas

moleculares avanzadas de hibridación de ADN demuestran la presencia de “filiotipos

múltiples” de bacterias tanto dentro de los conductos como en los tejidos periapicales, los

cuales en el pasado no pudieron ser cultivados (Zuolo, M. et al, 2012). Por lo mencionado

anteriormente, se ha establecido según diversas investigaciones que la periodontitis apical

persistente es de origen polimicrobiano. Adicionalmente, es relevante recalcar que la

presencia de hongos y virus en los conductos radiculares también es considerada un factor

causal de importancia en los fracasos endodónticos (Cohen, 2009). Entre los virus

encontrados en los tejidos perirradiculares se ha detectado el Epstein-Barr (EPV) y el

citomegalovirus (HCMV) (Zuolo, M. et al, 2012).

Además de lo mencionado, vale la pena resaltar que el biofilm bacteriano tiene un

papel importante en el fracaso endodóntico. El biofilm que se define como “una

27

comunidad microbiana inmóvil caracterizada por células adheridas a un sustrato orgánico o

inorgánico, embebida en una matriz de sustancias poliméricas extracelulares “ (Zuolo, M.

et al, 2012) puede estar formado tanto dentro de los conductos radiculares como en la

superficie externa radicular de las piezas tratadas endodónticamente siendo uno de los

factores principales que se asocian al fracaso del tratamiento y persistencia de la lesión

perirradicular. Estas colonias de microorganismos organizadas que componen el biofilm

son más resistentes a la respuesta de defensa del huésped y a los antimicrobianos ya que se

forma una biopelícula protectora sobre las colonias bacterianas que es un gel polisacárido

hidratado que no permite que las líneas de defensa del sistema inmune como los

anticuerpos, complementos y las células fagocitarias puedan acceder a la zona colonizada

por los microorganismos. Esta biopelícula limita de una manera semejante el acceso de los

compuestos antimicrobianos (Zuolo, M. et al, 2012).

Existe una gran controversia y diversas teorías que se enfrentan en cuanto a la

presencia de microorganismos en los tejidos perirradiculares. La presencia bacteriana en

los tejidos circundantes a la raíz de la pieza dental afectada es sin duda uno de los temas

más polémicos en endodoncia (Zuolo, M. et al, 2012). En la actualidad varios estudios

realizados con técnicas avanzadas de biología molecular han confirmado la presencia

microbiana en los tejidos perirradiculares, sin embargo muchos estudios son cuestionados

por sus técnicas, selección de casos y contaminación de muestras (Sunde, 2002).

Citando a Zuolo et al. , se establece que la “presencia de bacterias en lesiones

apicales crónicas y asintomáticas es todavía uno de los temas más polémicos en

endodoncia.” (Zuolo, M. et al, 2012). Adicionalmente, Cohen en Vías de la pulpa,

menciona que en la actualidad hay controversia sobre la presencia de colonias bacterianas

extrarradiculares a pesar de que algunas investigaciones lo comprueban (Cohen, S. &

28

Burns, R., 2011). Muchos autores todavía convalidan el concepto antiguo sobre que un

granuloma es un lugar donde las bacterias son destruidas y eliminadas por lo que no

pueden vivir ni fijarse en el mismo. Un granuloma desde el mismo punto de vista es una

reacción del sistema inmunológico para evitar la propagación de la infección a los tejidos

perirradiculares de la pieza dental infectada (Fouad, 2009). A pesar de que esta teoría es

sostenida por muchos profesionales en la actualidad, como ya se mencionó anteriormente

las últimas investigaciones que han realizado técnicas moleculares de hibridación de ADN

han confirmado la presencia de microorganismos en los tejidos que rodean al diente en

casos de enfermedad periapical refractaria. A pesar de que las investigaciones confirman la

presencia de microorganismos en los tejidos perirradiculares, se ha cuestionado estas por

deficiencias en la realización de los protocolos durante los procesos investigativos. Entre

los cuestionamientos y deficiencias destacadas de estos estudios están: la recolección de

muestras sin ningún cuidado previo para evitar la contaminación de la muestra con las

bacterias presentes en el medio oral, la selección inadecuada de los casos en los que se

incluyen pacientes con fístulas o fracturas radiculares y las limitaciones de los análisis de

ADN bacteriano los cuales no puede establecer si el ADN identificado pertenece a

microorganismos viables o muertos. Por lo anteriormente expuesto, Nair en su artículo “On

the causes of persistent apical periodontitis: a review” (2006) expone su posición en que

los tejidos perirradiculares de casos asintomáticos no son invadidos por microorganismos

en la mayoría de los casos y que estos solo pueden hacerlo en las siguientes situaciones

(Zuolo, M. et al, 2012):

Infección provocada por Actinomyces y Propionibacterium ya que estas

bacterias tienen la habilidad de colonizar los tejidos periapicales y

establecerse extrarradicularmente (Nair, 2006).

29

Por restos de dentina o materiales que estén contaminados y se transporten a

la región apical durante el tratamiento endodóntico (Nair, 2006).

Por la presencia de quistes que tengan comunicación abierta con el interior

de los conductos contaminados (Nair, 2006).

Por agudizaciones de las lesiones crónicas en las que se da paso a un

absceso dentoalveolar-agudo (Nair, 2006).

Por el acceso de bacterias a los tejidos perirradiculares por medio de bolsas

periodontales, fístulas y fractura (Nair, 2006) .

Siendo la presencia microbiana uno de los factores más importantes por los que el

tratamiento endodóntico fracasa, existen otros factores causales descritos en la literatura

que es la formación de quistes periapicales. En la mayoría de los casos se espera que

después del tratamiento endodóntico convencional los quistes evolucionen hacia la

reparación. Sin embargo en el caso de que se forme un quiste verdadero, el cual es una

lesión quística definida y rodeada por una capa epitelial que separa al quiste por completo

de la raíz dental, se puede dar que el quiste continúe expandiéndose a pesar de estar tratada

la pieza dental con endodoncia. Estos quistes son independientes del estado de los

conductos radiculares, por lo que es necesaria la intervención quirúrgica para extirparlos

(Zuolo, M. et al, 2012).

Otra causa de fracaso del tratamiento de endodoncia no quirúrgico puede ocurrir

cuando las células de defensa desprenden moléculas de colesterol durante el proceso de

desintegración en los tejidos perirradiculares. En este proceso se provoca la lisis de las

membranas plasmáticas de los plasmocitos, leucocitos, linfocitos y lípidos del plasma por

lo que los cristales de colesterol pueden depositarse y precipitarse en los tejidos

perirradiculares. La acumulación de estos cristales impide a las células gigantes de defensa

30

y macrófagos degradarlos por lo que se retrasa consecuentemente la reparación de los

tejidos perirradiculares (Zuolo, M. et al, 2012).

Finalmente las causas extrínsecas también son las responsables del fracaso

endodóntico, entre estas están la extrusión en sentido apical de materiales de obturación,

restos alimenticios y otros componentes de algodón, papel o gasas a los tejidos

periapicales. Los materiales extruidos a los tejidos son considerados por el sistema de

defensa como cuerpos extraños por lo que es probable que se mantenga la lesión

periapical impidiendo la reparación y en muchos casos se intensifique la respuesta tecidual

inflamatoria con la presencia de células gigantes y macrófagos (Zuolo, M. et al, 2012).

El periodo de regeneración de los tejidos es un factor importante a tomar en cuenta

para valorar el fracaso o éxito del tratamiento endodóntico. Por lo general la literatura ha

establecido que se debe esperar un periodo de 12 meses después del tratamiento para poder

verificar mediante controles radiográficos si la lesión está disminuyendo en tamaño y

consecuentemente si el tratamiento está funcionando. En el caso de que esté ocurriendo la

regeneración de tejidos, se llevará a cabo una migración y diferenciación celular hacia la

zona del defecto a fin de restablecer los tejidos perdidos por la enfermedad, sin embargo la

restauración de los tejidos se puede observar en las radiografías como zonas radiolúcidas.

Al desarrollarse diferentes tipos de reparación, no siempre se consigue una regeneración de

la estructura original de los tejidos por lo que se forma tejido de cicatrización que se ve

radiográficamente como lesiones radiolúcidas de tamaño menor con cierta malformación

ósea. Es esencial distinguir el tejido de cicatrización postratamiento endodóntico para no

confundirlo con la persistencia de la lesión periapical. Para poder determinar el éxito o

fracaso de la endodoncia y establecer la persistencia de la lesión se han establecido los

siguientes criterios tanto para casos sintomáticos como asintomáticos (Zuolo, M. et al,

31

2012):

Valorar la presencia de signos y síntomas de la inflamación como edema,

fístula y dolor los cuales indican el fracaso del tratamiento.

Reparación completa de la lesión periapical después de un año del tratamiento

es considerado éxito en pacientes asintomáticos.

Reparación incompleta de la lesión en el que se observe tejido de cicatrización

después de un año del tratamiento se considera también éxito en pacientes

asintomáticos.

Una reparación de los tejidos incierta hasta después de cuatro años de realizado

el tratamiento endodóntico en pacientes asintomáticos se considera como

posible fracaso y de acuerdo al criterio clínico se debe realizar la reintervención

ya sea conservadora o quirúrgica.

La presencia de una reparación insatisfactoria después de un año del

tratamiento en la que la lesión no haya disminuido de dimensión y se haya

mantenido de igual o mayor tamaño en pacientes asintomáticos se considera el

fracaso del tratamiento endodóntico y la indicación de una intervención.

5.5. Cirugía Perirradicular

A pesar de que el tratamiento endodóntico convencional es una opción de tratamiento

para afecciones pulpares y periapicales con gran índice de éxito, existen diversos motivos

por los que el tratamiento convencional endodóntico puede fallar y dar paso a una lesión

periapical refractaria. En casos en los que los tejidos perriradiculares no respondan al

tratamiento endodóntico conservador, se debe dar paso a la cirugía perirradicular la cual

tiene como intención eliminar la etiología de la persistencia de la enfermedad periapical

32

(Cohen, 2012). Sin duda alguna la cirugía perirradicular es una extensión y complemento

preciso del tratamiento no quirúrgico endodóntico ya que los dos procedimientos tienen

como objetivo principal la prevención o eliminación de la periodontitis periapical (Cohen,

2011).

Raspall establece que esta cirugía se compone “de un conjunto de técnicas quirúrgicas

cuyo objetivo es el abordaje de las raíces de los dientes y de los tejidos adyacentes, la

remoción y biopsia de tejidos patológicos a este nivel y la realización de procedimientos

terapéuticos en el ápice de la raíz dentaria” como el sellado retrógrado del conducto.

Consecuentemente el principal objetivo de la cirugía es eliminar el agente causal de la

persistencia de la enfermedad y de esta manera complementar la endodoncia convencional

(Raspall, 2006).

Es importante recalcar que las lesiones periapicales refractarias se diagnostican

principalmente por medio radiográfico, las radiografías presentan por lo general una zona

radiolúcida alrededor de las raíces de la pieza afectada. Para que un defecto se pueda

observar en una radiografía debe haber por lo menos una pérdida ósea del 30 al 60%. La

sombra radiolúcida puede tener varias interpretaciones por lo que la clínica y radiografía

serán herramientas para establecer un diagnóstico presuntivo. Posterior a la extirpación de

la lesión periapical se podrá confirmar el diagnóstico por medio de un estudio

histopatológico del mismo (Raspall, 2006).

En general el tratamiento endodóntico quirúrgico está indicado principalmente en

lesiones periapicales refractarias que se presentan en dientes con postes radiculares largos,

en dientes con instrumentos fracturados, en dientes con conductos bloqueados o

desplazados, en dientes tratados con materiales previos de obturación duros, en dientes en

los que ha fallado el retratamiento previo, en dientes en los cuales se haya sobre obturado o

33

desplazado material hacia los tejido periapicales, en dientes con fractura vertical y en

piezas en los que se sugiera realizar una biopsia de los tejidos perirradiculares. Cabe

recalcar que se ha establecido según Cohen que el “pronóstico del tratamiento quirúrgico

es aproximadamente igual que el del tratamiento no quirúrgico” (Cohen, S. & Burns, R.,

2011). Sin duda el pronóstico de la cirugía periapical también dependerá de diversos

factores clínicos como la edad del paciente, enfermedades sistémicas que posea el

paciente, la zona que este afectada en la cavidad oral, el tipo de hueso involucrado, el

soporte periodontal de la pieza dental afectada, la cantidad de tejido dentario residual,

resistencia de la pieza dental a la fractura, entre otras variables (Cohen, S. & Burns, R.,

2011)).

5.5.1. Indicaciones específicas de cirugía periapical según Raspall (2006):

Si existen muchas posibilidades de fracaso con un tratamiento no quirúrgico

exclusivamente:

a) Cercanía del ápice con el seno maxilar y canal dentario

b) Dientes con falsas vías o perforaciones

c) Pacientes que no puedan ser controlados y asistir a revisiones

regulares

Imposibilidad de tratamiento endodóntico no quirúrgico

a) Ápices con curvaturas marcadas o calcificadas

b) Conducto radicular al cual no hay como acceder por postes, pernos,

calcificación e impactación de materiales obturadores.

Fracasos de endodoncia no quirúrgica previa

a) Sintomatología clínica persistente de la pieza tratada

b) Persistencia de drenaje a través del canal

34

c) Fractura de instrumento

d) Sobre obturación del conducto lo cual puede exacerbar la lesión

periapical.

e) Piezas dentales tratadas correctamente pero que demuestran en los

controles radiográficos aumento progresivo de la dimensión de la

lesión perirradicular.

Confirmación de una biopsia

5.5.1. Manejo analgésico y antibiótico en la cirugía perirradicular

Los estudios han reportado que suministrar un AINE al paciente media hora antes o

después de la intervención quirúrgica es de gran ayuda para disminuir los síntomas de

dolor. En comparación al placebo y utilización de paracetamol se ha establecido en varios

estudios que los AINES son más eficaces para el dolor postoperatorio. Adicionalmente a la

administración de un AINE antes de la cirugía se puede infiltrar la zona intervenida con un

anestésico local de larga duración con el fin de reducir el dolor después de la intervención

(Cohen, S. & Burns, R., 2011).

Durante esta cirugía es probable que ocurra una bacterteriemia transitoria, por lo que es

indicado que los pacientes que tengan factores de riesgo para desarrollar una endocarditis

bacteriana reciban profilaxis antibiótica. La AHA o American Health Association establece

que ya no se debe indicar profilaxis antibiótica en pacientes que presenten (Cohen, S. &

Burns, R., 2011):

Cardiopatía reumática

Antecedentes de prolapso de la válvula mitral

35

Estenosis aórtica

Cardiopatías congénitas

Enfermedad valvular bicuspídea

Por lo que solo se recomienda la profilaxis antibiótica para tratamientos

odontológicos que involucren la manipulación de los tejidos periapicales, gingivales y de

la mucosa oral en pacientes que pertenezcan al grupo de mayor riesgo. Es decir en

pacientes que presenten una valvulopatía la cual tiene riesgo de desarrollar una

endocarditis infecciosa, también en pacientes que porten una válvula cardíaca, pacientes

que tengan antecedentes de endocarditis infecciosa y pacientes que presenten historial de

abuso de drogas por medio intravenoso. En el caso de los pacientes con una prótesis

articular, se debe hacer interconsulta con el cirujano ortopédico ya que pueden tener

mayor posibilidad de desarrollar una infección “articular hematógena” después de la

cirugía oral (Cohen, S. & Burns, R., 2011).

En el caso específico de la cirugía perirradicular, no se indica el uso de profilaxis

antibiótica de rutina. Se considera que el uso inadecuado de los antibióticos puede traer

más desventajas que beneficios para el paciente (Torabinajed, M. & Machnick, T.K, 2005).

En general, la cirugía oral menor en pacientes sin enfermedad tiene una incidencia de

infección bastante baja. Un estudio demostró que en pacientes sin ninguna alteración

sistémica significativa, el porcentaje de infección pos-extracción de terceros molares fue de

tan solo el 1% (Cohen, S. & Burns, R., 2011).

En el tema de los pacientes comprometidos sistémicamente es diferente la

indicación de profilaxis antibiótica, por ejemplo se debe indicar en pacientes que sean

inmunodeprimidos o que sufran de diabetes la cual es una condición que altera y retrasa la

curación de los tejidos perirradiculares tanto en tratamientos conservadores como invasivos

36

que es el caso de la cirugía periapical (Cohen, S. & Burns, R., 2011).

5.5.2. Principio de desinfección del campo quirúrgico

La cirugía perirradicular indica el uso de gluconato de clorhexidina al 0,12% para

disminuir el número de microorganismos en el medio oral y principalmente en la zona que

será intervenida (Sunde, 2002). El gluconato de clorhexidina se debe utilizar como

colutorio oral antes de la incisión y elevación del colgajo con el objetivo principal de

reducir el riesgo de infección posquirúrgica. Se ha reportado también el uso de este

colutorio después de la cirugía para disminuir la carga bacteriana en la sutura y bordes de

la herida, sin embargo podría afectar el proceso de curación de la herida a nivel de la

reinserción de los fibroblasto (Cohen, S. & Burns, R., 2011).

5.5.3. Anestesia Local para la cirugía

La técnica anestésica dependerá de la pieza dental que será sometida a cirugía y su

localización, por lo general se debe realizar un bloqueo regional e infiltración local con el

objetivo de lograr una anestesia local profunda y hemostasia para mejorar la visibilidad

del área quirúrgica. Para la hemostasia se recomienda el uso de anestésico con

vasoconstrictor, con adrenalina 1:50.000 o 1:100,000. Se debe colocar el anestésico con

vasoconstrictor de manera cuidadosa y lenta en el área vestibular correspondiente a la

mucosa alveolar del ápice la raíz y también en las zonas adyacentes a esta área que es de

tres dientes a cada lado. Después de infiltrar el área vestibular es necesario hacerlo por

palatino a este nivel, sin embargo la cantidad de anestésico depositado será menor. Una vez

colocado el anestésico se espera por lo menos 10 diez minutos para lograr un efecto

anestésico y de vasoconstricción en la zona que será intervenida. Después de los diez

minutos transcurridos se puede hacer prueba en los tejidos con un instrumento afilado para

37

verificar el efecto anestésico en los tejidos. Una vez concluida la cirugía se puede infiltrar

el área con un anestésico de acción prolongada para reducir el dolor después de la cirugía

(Cohen, S. & Burns, R., 2011).

5.5.6. Consideraciones Anatómicas para la cirugía perirradicular

Es de extrema importancia planificar el acceso quirúrgico de manera que se

preserven todas las estructuras anatómicas cercanas. En el caso de la cirugía periapical, se

debe tomar en cuenta la posición de la pieza a tratar con las estructuras anatómicas

relevantes ya que esto dictaminará si la cirugía es viable. Diferentes parámetros

anatómicos pueden dificultar esta cirugía como un hueso vestibular denso y ancho,

músculos faciales muy activos, cercanía de la lesión al seno maxilar, un vestíbulo poco

profundo, entre otros (Signoretti, F. et al, 2011).

En la cirugía perirradicular, la región mandibular posterior es muy importante ya

que se debe tomar en cuenta al paquete vasculo-nervioso que sigue el trayecto por el

conducto mandibular y sale por el agujero mentoniano a fin de no lesionarlo durante la

incisión o levantamiento del colgajo. El conducto mandibular se puede visualizar en

radiografías, sin embargo ciertas veces no se puede observar y se debe precautelar no

lesionar el paquete vasculonervioso al realizar el acceso quirúrgico entre los ápices

radiculares de las piezas posteriores mandibulares y el borde superior del canal

mandibular. Un estudio establece que la distancia promedio entre el ápice de la raíz distal

del segundo molar inferior y el borde superior del conducto mandibular es de 3,5 mm, la

cual incrementa en distancia a medida que las piezas se acercan a la línea media. Aparte de

lo mencionado generalmente el hueso a nivel radicular del segundo molar inferior es más

38

grueso y sus raíces se inclinan hacia lingual por lo que tanto por su cercanía al canal

mandibular, posición de las raíces y característica de hueso es compleja la realización de

esta cirugía en los segundos molares inferiores y se debe valorar siempre el riesgo versus el

beneficio de la intervención mencionando al paciente todos los tratamientos alternativos

que se pueden realizar (Cohen, S. & Burns, R., 2011).

El agujero mentoniano se encuentra entre los dos premolares inferiores a nivel de

sus ápices y por esta cercanía es una de las mayores dificultades que se presentan al

realizar la cirugía perirradicular de estas piezas ya que se requiere de una técnica

quirúrgica muy minuciosa para no lesionar esta estructura anatómica. El agujero

mentoniano debe ser observado previamente en una radiografía panorámica y periapical

para realizar cualquier intervención cercana a esta zona (Von Arx, T., Peñarrocha, M.,

Jensen, S., 2010). Adicionalmente, a fin de no lesionar el paquete vasculo-nervioso que se

encuentra en el agujero mentoniano se puede realizar diferentes técnicas quirúrgicas para

acceder a los ápices de los premolares inferiores sin realizar la incisión cercana al agujero,

por ejemplo se puede realizar la incisión distal de descarga vertical entre el primer y

segundo molar inferior para tener acceso al ápice de los premolares y de esta manera

preservar la integridad de este agujero y sus estructuras anatómicas asociadas. Al realizar

la incisión y desbridamiento del colgajo también es esencial tener cuidado de tocar la

arteria facial la cual se encuentra inferior al fondo de saco del vestíbulo justamente a nivel

del primer molar inferior (Cohen, S. & Burns, R., 2011).

Otro factor de importancia es la profundidad del vestíbulo, por ejemplo un fondo de

saco del vestíbulo que no sea profundo es señal de que el hueso alveolar subyacente es de

mayor grosor y por lo tanto el acceso quirúrgico al ápice será más complejo (Cohen, S. &

Burns, R., 2011).

39

En la región posterior del maxilar, se debe considerar principalmente la proximidad

de los ápices que deben ser tratados con el seno maxilar. La distancia entre los ápices

radiculares de los molares superiores y la membrana del seno maxilar es de alrededor de

1mm. Por esta cercanía al realizar la apicectomía de las piezas maxilares superiores, un

estudio reportó que la perforación de la membrana que recubre al seno maxilar tiene una

incidencia del 10 al 50% (Von Arx, T., Peñarrocha, M., Jensen, S., 2010).

Afortunadamente la membrana sinusal suele regenerarse sin repercutir perjudicialmente en

el paciente, sin embargo la curación y proceso de maduración del tejido óseo tiende

retardarse. Se puede tener efectos secundarios si tejido contaminado del ápice o la lesión

entra en la cavidad del seno maxilar al ser expuesta, pudiendo provocar posteriormente una

infección o sinusitis de origen ontogénico. Por lo anteriormente mencionado se debe tener

especial cuidado en no dejar que ningún resto de raíz o tejido entre en el seno maxilar y

también realizar las descargas verticales para el acceso quirúrgico por lo menos a una

distancia de un diente distal y uno mesial de la pieza afectada para que en el caso de que

ocurra la perforación de la membrana del seno maxilar se pueda realizar un colgajo

mucoperióstico que permita el cierre de la zona expuesta y consecuentemente una

regeneración adecuada. Además, se debe realizar la apicectomía de manera que el ápice se

pueda extraer como un solo cuerpo y no en pequeños pedazos que puedan contaminar la

cavidad (Cohen, S. & Burns, R., 2011).

Sin duda las raíces palatinas de los molares superiores también son un desafío en la

cirugía perirradicular, no está contraindicada la cirugía periapical de estas piezas no

obstante se debe valorar si los beneficios de la cirugía justifican su ejecución. Se puede

realizar el acceso quirúrgico por vía vestibular o palatina, en la técnica realizada por medio

de una incisión vestibular puede haber la necesidad de resecar los ápices las raíces

40

vestibulares para llegar a la palatina. Nuevas técnicas describen el uso del microscopio

quirúrgico dental el cual ayuda a tener una mayor visibilidad e iluminación durante el

procedimiento, logrando así un mejor acceso quirúrgico a las raíces afectadas. Se puede

realizar también un abordaje palatino el cual dificulta la técnica y proporciona poca

visibilidad del área intervenida, en el caso de un paladar profundo se puede favorecer la

técnica por presentar menor grosor de hueso pero en caso de un paladar no profundo con

mayor grosor óseo será aún más difícil llegar al ápice afectado (Von Arx, T., Peñarrocha,

M., Jensen, S., 2010).

En el área anterior del maxilar y mandíbula la técnica se simplifica, ya que hay

menos complicaciones y riesgos de lesionar las estructuras anatómicas importantes. Las

complicaciones principales que pueden darse en los dientes anteriores son en piezas que

tengan raíces muy largas, inclinación radicular hacia lingual y fondo de saco vestibular

poco profundo (Signoretti, F. et al, 2011).

5.5.7. Instrumental requerido para cirugía perirradicular

Carpul

Mango de bisturí

Hoja de bisturí #15

Legra

Periostótomo

Separador de tejidos

Tijera de tejidos

Tijera de material

Pinza quirúrgica

Pinza adson

41

Pinza de tejidos y microtisular

Espejo bucal

Sonda periodontal

Instrumental para retrobturación del ápice

o Espátula de cemento

o Obturador

o Microbruñidor

Succión quirúrgica

Pinza porta agujas

Sutura

5.5.8. Acceso quirúrgico

Los objetivos más importantes de la cirugía perirradicular son: lograr un correcto

acceso al área afectada para lograr la remoción completa de los tejidos con lesión, valorar

la circunferencia de la raíz y sistema de conducto radicular, realizar la apicectomía o

resección del ápice de la raíz y lograr la obturación del ápice radicular con un material que

estimule la regeneración del periodonto (Von Arx, T., Peñarrocha, M., Jensen, S., 2010).

El acceso quirúrgico de la cirugía perirradicular debe basarse en los siguientes

principios (Cohen, S. & Burns, R., 2011):

1. Conocimiento de las estructuras anatómicas musculares, óseas, vasculares,

nerviosas, dentales y su correlación.

2. Disminuir al máximo el traumatismo causado por la intervención quirúrgica,

preservando el diente involucrado y sus estructuras de soporte.

42

3. La manipulación de tejidos e instrumentos debe realizarse de manera que se

preserven los tejidos sanos y se eliminen por completo los tejidos con lesión.

5.5.9. Definición y Clasificación de Colgajos

El acceso quirúrgico requiere del diseño de un colgajo el cual es “una porción de

tejido que es separado del área donante con la finalidad de facilitar el acceso a una lesión o

para recubrir algún defecto. Se mantiene vital debido a la existencia de un puente de unión,

a través del cual le llega aporte vascular que es conocido como pedículo” (Raspall, 2006).

Existen tres tipos de colgajos los cuales son:

1. Colgajo de grosor parcial

2. Colgajo de grosor total

3. Colgajo óseos pediculados

Los colgajos también se clasifican según su posición es decir en tres grupos: el

primer grupo son los colgajos en los que se hace la incisión horizontal por el margen

gingival, el segundo grupo cuando se realiza la misma incisión en la encía adherida y el

tercer grupo en los que se realiza la incisión sobre la mucosa oral (Raspall, 2006).

Raspall resume en la siguiente tabla los principios básicos del diseño de colgajo en

la cavidad oral (2006):

Tabla 1. Principios de Colgajos quirúrgicos

1 Deben evitarse en lo posible las principales estructuras vasculo

nerviosas de la cavidad oral.

2 La incisión no debe cruzar el defecto óseo subyacente previo a la

43

cirugía o como consecuencia de ella, para así favorecer la curación de

los tejidos

3 Las incisiones verticales deben efectuarse en las concavidades entre

las eminencias óseas, evitando realizarlas sobre cualquier resalte o

irregularidad del hueso.

4 La base del colgajo siempre debe ser más ancha que su borde libre

para asegurar su correcta vascularización.

5 En los colgajos de grosor total el periostio debe elevarse en bloque con

el resto de tejidos que componen el colgajo.

6 El colgajo debe extenderse lo necesario para permitir la visualización

adecuada de la lesión. Su tamaño no afecta la cicatrización,

precisándose como norma general, que abarque entre uno y dos dientes

a cada lado de la lesión.

Los colgajos que se clasifican según su posición van a presentar diversas

características tanto positivas como negativas, los colgajos que se realizan a partir de una

incisión horizontal en el margen gingival tienen varias ventajas como facilitar el raspado

radicular, reposicionamiento del colgajo fácil ya que cuenta con puntos de referencia,

permite la alveoloplastia y por lo general esta incisión no cruza la lesión prexistente. Por

otro lado sus desventajas principales son: dificultad en el momento de elevar el colgajo,

sutura interdentaria de mayor complejidad, arrancamiento de fibras periodontales lo cual

provoca una aparición secundaria de retracción del margen gingival y bolsas periodontales

y por último una cicatrización menos rápida. Por lo antes mencionado no se recomienda

44

realizar este tipo de colgajo en piezas dentales con prótesis fija ya que la retracción

gingival afectará el sellado marginal y estética de la misma (Gay Escoda, C. & Berini, L.,

2004).

Los colgajos en el margen gingival son: colgajo triangular, colgajo de Neumann y colgajo

gingival o en sobre. A continuación se describe cada uno (Gay Escoda, C. & Berini, L.,

2004):

a) Colgajo triangular: su diseño se compone de una incisión horizontal sobre la

cresta marginal que está unida a una liberatriz o descarga única vertical. La

descarga debe estar entre las eminencias radiculares de los dientes y solo se puede

aplicar este colgajo en dientes con raíces cortas. Este colgajo mantiene la mejor

vascularización de los tejidos (Raspall, 2006).

b) Colgajo de Neumann o mucoperióstico interpapilar completo: su diseño se

compone de un trapecio invertido, la incisión horizontal se realiza de la misma

manera a través de la cresta gingival que está unida a dos descargas verticales

superiores. En este tipo de colgajo se da la elevación completa de las papilas

interdentarias, encía insertada y mucosa alveolar. Este colgajo da gran visibilidad

del área quirúrgica, el sangrado es menor porque es casi en su totalidad

subperióstico, permite el acceso necesario para curetaje periodontal y cualquier

tratamiento en hueso, también su cicatrización es óptima. Sin embargo tiene

desventajas como el compromiso vascular en el reborde gingival y exposición de

márgenes coronarios alterando la estética (Raspall, 2006).

c) Colgajo gingival o en sobre (envolvente): la incisión horizontal se realiza por el

surco gingival, esta debe ser amplia involucrando una extensión de 4 a 5 dientes

para permitir la elevación del tejido subgingival y la papila y de esta manera dar

45

una buena visualización. Este colgajo se realiza principalmente en el paladar y zona

lingual inferior, pero no se recomienda en dientes con raíces largas. Es un tipo de

colgajo que provoca gran sangrado y genera más tensión en el tejido con los

separadores (Raspall, 2006).

Los colgajos que se diseñan con una incisión horizontal sobre la encía adherida

precisan una técnica quirúrgica más simple y facilitan una higiene oral buena después de la

cirugía. Por otro lado el principal inconveniente es que el acceso al campo de intervención

no es bueno, también hay mayor probabilidad de que la línea de incisión este cerca del

defecto, se provoca mayor sangrado, la reposición del colgajo tiene mayor dificultad ya

que no hay puntos de referencia específicos, también las inserciones musculares y frenillos

alteran el trayecto de la incisión y en cuanto a la cicatrización esta es alterada por el

constante movimiento labial lo que puede dar como resultado cicatrices poco estéticas. Los

colgajos que tienen una incisión horizontal sobre la encía adherida son (Gay Escoda, C. &

Berini, L., 2004):

a) Colgajo Semilunar de Partsch: su diseño es simple ya que no afecta el

reborde marginal, la incisión comienza desde el pliegue muco-gingival

dibujando una línea en forma de medialuna hacia la encía. La parte más

convexa de la medialuna debe estar a 5-10 mm de los extremos de la incisión.

Se utilice principalmente para tener acceso a ápices únicos aunque el sangrado

es mayor y el campo de visualidad es reducido. Otra desventaja es que puede

provocar retracciones cicatrízales. No se indica este colgajo si hay que acceder

a más de una raíz en la pieza afectada o si se tiene que incidir sobre el frenillo

labial, inserciones musculares y otras eminencias como la canina.

46

b) Colgajo trapezoidal de Luebke-Ochsebein: este colgajo tiene un diseño en

forma de trapecio, en el que su borde inferior se realiza de forma festoneada

siguiendo la morfología del reborde gingival sobre la encía adherida. Es

indicado en piezas con prótesis fija ya que previene la retracción gingival

posterior a la cirugía. Este colgajo debe ser realizado respetando siempre como

mínimo 4 mm de encía adherida. Entre sus desventajas están que la sutura es

compleja, el campo quirúrgico presenta un mayor sangrado, forma cicatrices, se

pueden necrosar los vértices y se debe limitar a la parte anterior del maxilar.

c) Colgajo semilunar de Wassmund: este colgajo es modificado del colgajo

trapezoidal en sus vértices ya que se realiza la incisión de forma que sean

curvos y no agudos para prevenir la necrosis en estas áreas propensas.

d) Colgajo en arco de Harnish: es también un colgajo en forma de trapecio con

una base mucho más ancha que el borde libre y presenta las incisiones

verticales con cierta convexidad hacia el colgajo.

e) Colgajo de ángulo de Haven-Stein-Reinmoller: es semejante al colgajo

triangular con la única diferencia que se realiza la incisión horizontal sobre la

encía adherida.

f) Colgajo Vertical de Eskici: se realiza una única incisión vertical adyacente al

diente que será tratado, es decir se accede al ápice por medio del “ojal” que se

crea a partir de la incisión. Este tipo de colgajo respeta los tejidos sin embargo

no permite una buena visibilidad ni acceso al campo operatorio.

Los colgajos que se realizan con incisión en la encía libre y mucosa oral son (Gay

Escoda, C. & Berini, L., 2004):

47

a) Colgajo labial: se realiza a partir de una incisión horizontal en la mucosa

labial que esta adyacente al pliegue mucobucal, esta se debe extender de 1 a

2 dientes de la pieza con el defecto. De esta manera se levanta un colgajo

muco-perióstico a fin de tener acceso al ápice, se pueden realizar descargas

o hacer la incisión de forma semilunar si se requiere.

b) Colgajo semilunar invertido de Pichler: este colgajo es semilunar pero su

convexidad está hacia apical y sus extremos llegan hasta la encía adherida.

Después de mencionar todos los diseños de colgajos caracterizados por su

localización, diseño, ventajas y desventajas es imprescindible que la técnica de elevación

de estos sea realizada de manera correcta a fin de preservar los tejidos lo mejor posible

durante y después de la cirugía perirradicular. Es importante recalcar que si la técnica de

elevación del colgajo no se realiza de manera cuidadosa se puede causar dilaceraciones en

los tejidos provocando hemorragia, mayor riesgo de infección, complejidad en sutura, mala

cicatrización y mal resultado estético (Gay Escoda, C. & Berini, L., 2004).

El despegamiento mucoso o mucoperióstico para elevar un colgajo se debe

realizar de manera que el mismo mantenga su vitalidad, funciones y pueda reposicionarse

en su lugar original adecuadamente. Después de realizar la incisión con hoja de bisturí

número 15 con un trazo único y firme, se procede a elevar el colgajo de la manera menos

traumática posible para evitar la necrosis tisular y desgarros en el tejido lo cual afectaría a

la cicatrización posterior y podría tener complicaciones posoperatorias como infección o

dolor. La incisión debe tener la profundidad suficiente para la posterior elevación del

colgajo, en el caso de no ser así este no se podrá elevar y el hueso subyacente tendrá restos

de periostio. Estos restos deben ser seccionados con el bisturí antes de seguir con la

elevación del colgajo. Cuando se separa inadecuadamente el periostio de la capa mucosa

48

se hace más lento el proceso de cicatrización. En el caso de realizarse una incisión

mucoperióstica adecuada, se prepara un colgajo de espesor completo y se realiza el

despegamiento del mismo con un periostótomo o legra. El periostótomo se debe apoyar en

el hueso subyacente y de esta manera levantar el periostio de la inserción ósea. Ciertas

veces pueden interferir en la elevación del colgajo las inserciones musculares o frenillos

los cuales se pueden legrar y despegar de hueso para que se puedan liberar conjuntamente

con el colgajo (Raspall, 2006).

A continuación se describe el uso del periostótomo según Gay Escoda (2043):

Colocar el extremo romo más ancho del periostótomo o legra entre los

labios de la incisión justamente entre el hueso y mucoperiostio, se empieza

en la encía adherida en la zona del ángulo formado entre la incisión vertical

y horizontal del colgajo.

Se debe siempre colocar el lado cóncavo del periostótomo hacia hueso y la

parte convexa contra el tejido blando para evitar provocar desgarros o

perforaciones en el colgajo.

Los tres movimientos que se realizan en la elevación del colgajo son:

empujar, levantar y retirar, se pueden hacer movimientos laterales pero con

mucho cuidado.

La forma de coger el periostótomo es como la de coger un lápiz y al realizar

los movimiento mencionados se gira al instrumento sobre su mayor eje.

Se debe desprender el colgajo en toda la extensión del mismo. Cuando se

eleva el colgajo se retrae este con un separador de Minnesota o Farabeuf de

manera constante, delicada y sin ejercer presión o tracción excesiva que

pueda lesionar los tejidos. El separador ayuda a dar una correcta

49

visualización y facilitar el acceso a la zona quirúrgica. Siempre el extremo

del separador debe estar firme y en contacto con hueso cortical, nunca

puede apoyarse en los tejidos blandos (Gay Escoda, C. & Berini, L., 2004).

La elevación del colgajo en ciertos casos se puede complicar, por ejemplo cuando

existen lesiones de gran tamaño en las que se ha perdido la cortical ósea y el tejido de

granulación está fuera de hueso. En estos caso se da una adherencia entre el tejido de

granulación y tejido submucoso, también se puede provocar una fibrosis por una

inflamación crónica del tejido lo cual afectará a la elevación del colgajo dificultando el

procedimiento. Si la unión entre la mucosa y hueso es estrecha o si se da una adherencia a

los planos profundos patológicos con la mucosa es recomendado utilizar bisturí o tijeras

finas para separar y levantar el colgajo. Por otro lado si hay la presencia de una fístula o

trayecto de drenaje el cual estar rodeado de tejido granuloso y fibroso se debe intentar

hacer la incisión de tal manera que la fístula este dentro de la línea de incisión a fin de que

no se desgarre el colgajo en la parte afectada por la fístula. Si duda en todos los casos

mencionados es más difícil definir el plano de disección y se pueden dar perforaciones en

el colgajo afectando su aporte vascular (Gay Escoda, C. & Berini, L., 2004).

5.5.9. Acceso del tejido óseo

Es esencial considerar los principios biológicos para remover hueso y tener un acceso

adecuado a los ápices de las piezas afectadas. En primer lugar, se debe preservar el tejido

óseo sano adyacente a la lesión y controlar la generación de calor en hueso durante la

cirugía. Se ha reportado que el incremento de la temperatura en hueso que sobrepase la

temperatura corporal normal puede alterar la curación de los tejidos óseos afectando la

formación de hueso, inactivando la fosfatasa alcalina y lesionando las células

irreversiblemente de tal manera que se afecte la osteogénesis. Es muy importante

50

considerar el tiempo de generación de calor y el grado de aumento del mismo para

determinar la magnitud en la que se puede afectar el tejido óseo. Para evitar una

generación de calor excesiva se debe utilizar una fresa apropiada que es en este caso una

redonda la cual tiene una forma para resecar más tejido óseo, se debe utilizar un

refrigerante también que penetre en toda la superficie de corte y no se debe presionar los

tejidos excesivamente con la fresa sino al contrario hacerlo de manera suave con una

técnica de golpe de cepillo. Con lo mencionado anteriormente se producirá menos

inflamación posoperatoria, una curación adecuada y se disminuirá cualquier riesgo de

provocar necrosis en el tejido óseo (Cohen, S. & Burns, R., 2011).

5.5.10. Raspado de lesión periapical

Las lesiones periapicales son por lo general clasificados histológicamente como

granulomas o quistes, estos como ya se mencionó anteriormente son formados por tejido

de granulación, fibras de tejido conectivo, infiltrado inflamatorio, células de defensa y

epitelio estimulado. Las lesiones periapicales se desarrollan ya que responden a la

inflamación provocada por los microorganismos presentes en el conducto radicular y

tejidos circundantes. El objetivo principal de la cirugía perirradicular es consiguientemente

resecar todo el tejido enfermo e irritante relacionado con el ápice de la raíz del diente

afectado. Para resecar este tejido se puede usar varias técnicas, una de ellas es separar el

tejido enfermo de su cripta ósea por sus bordes laterales con una letra. La legra debe tener

su parte cóncava dirigido hacia la pared interior de la cripta ósea. Una vez separados los

bordes de la lesión se puede proceder a separarla de la pared medial de la cripta ósea y así

resecarla por completo de la cavidad con una cureta o legra. Después de remover el tejido

enfermo se realiza el raspado perirradicular de la superficie de la raíz afectada con el fin de

eliminar cualquier irritante restante y dar un mejor acceso para el posterior tratamiento de

51

conducto apical (Cohen, S. & Burns, R., 2011).

5.5.11. Técnica y manejo del ápice radicular

El ápice radicular debe ser tratado de tal manera que su manipulación garantice la

regeneración futura del periodonto que lo rodea, con el fin de lograr la remodelación del

hueso alveolar, LPD y cemento alrededor del ápice resecado y el material de obturación

apical. Para la regeneración es esencial la presencia de células inducibles, sustancias

mineralizadoras y factores de crecimiento, sin embargo si la manipulación del ápice no

crea un ambiente propicio para la regeneración del periodonto, puede ocurrir la reparación

tisular la cual no regenera los tejidos y no tiene la misma curación esperada (Signoretti, F.

et al, 2011).

Siguiendo los objetivos de la cirugía perirradicular, se debe eliminar en primer lugar el

factor etiológico que es por lo general la presencia bacteriana a nivel del ápice radicular y

después impedir que se re-contaminen los tejidos perirradiculares tras haber resecado el

factor causal de la lesión. Para prevenir la extrusión de cualquier irritante intraconducto

hacia los tejidos perirradiculares se debe realizar la obturación apical del ápice resecado a

fin de conseguir sellado apical y que no persista la enfermedad (Von Arx, T., Peñarrocha,

M., Jensen, S., 2010).

En la mayoría de casos la lesión no cede debido a la presencia bacteriana a nivel de las

ramificaciones del ápice de la raíz con lo que la única manera de eliminar esto es resecando

un mínimo de 3 mm del ápice. Se ha establecido que alrededor del 75% de los dientes

poseen la mayor cantidad de aberraciones de conductos laterales y accesorios en los 3 mm

apicales de la pieza dental por lo que se recomienda resecar por lo menos esta longitud

para erradicar de la pieza la mayoría de aberraciones que tengan presencia bacteriana. En

el momento de la resección se debe conservar las estructuras de soporte y traumatizarlas lo

52

menos posible. Se puede tener un mejor acceso al ápice con un microscopio, lo cual mejora

la visualización del área intervenida y ayuda a la preparación del acceso del ápice en el que

se debe colocar una obturación (Von Arx, T., Peñarrocha, M., Jensen, S., 2010).

Después de mencionar longitud de resección del ápice es también importante

mencionar que el ángulo resección debe ser perpendicular al eje longitudinal del diente.

Esto debe realizarse así ya que siguiendo los fundamentos anatómicos del diente se

consigue (Cohen, S. & Burns, R., 2011):

Incluir la mayor presencia de ramificaciones apicales

Disminuir el número de túbulos dentinarios que comuniquen el conducto y el

tejido perirradicular.

Disminuir la cantidad de irritantes que puedan movilizarse desde el conducto a

los tejidos perirradiculares.

Facilita la preparación de la cavidad del ápice resecado para su posterior

obturación.

Reduce el riesgo de producir facturas apicales durante la resección.

En cuanto a la preparación del ápice radicular resecado, debe ser realizado de tal

manera que se produzcan las condiciones adecuadas para la regeneración del LPD

alrededor del ápice resecado. Es de extrema importancia que cemento sano esté

presente en el ápice radicular ya que el cemento posee diversos factores que ayudan a

la migración, desarrollo y adherencia de los fibroblastos del LPD a la superficie

radicular tratada, con lo que se logra la regeneración del periodonto (Cohen, S. &

Burns, R., 2011).

El acondicionamiento del ápice de la raíz también se ha reportado como

53

beneficioso para disminuir el barrillo dentinario producido y generar una superficie

que estimule la unión de células periodontales para la regeneración. Este

acondicionamiento se ha realizado principalmente con ácido cítrico el cual ayuda al

desarrollo de la cementogénesis, sin embargo se han reportado desventajas como

afecciones a los tejidos adyacentes por el pH tan bajo de la solución. Existen otras

sustancias para acondicionar las superficies como el EDTA y la tetraciclina, sin

embargo no se ha probado en estudios sus beneficios con exactitud. Adicionalmente a

lo mencionado la superficie del ápice tratado debe ser lo más lisa posible después de la

resección para que no existan bordes ni espolones que puedan interferir en la curación

de los tejidos (Von Arx, T., Peñarrocha, M., Jensen, S., 2010).

Después de la preparación del ápice, se debe proceder a realizar el acceso apical

para efectuar la obturación del ápice resecado. La cavidad tiene que tener por lo menos

3 mm de profundidad dentro del conducto siguiendo el eje largo del diente para lograr

un sellado apical satisfactorio. La preparación se puede efectuar con puntas de

ultrasonido lo cual disminuye el riesgo de perforación del diente, estas deben siempre

ser utilizadas con abundante irrigación ya que el calor generado puede afectar los

tejidos periodontales adyacentes e impedir la regeneración del periodonto deseada

(Cohen, S. & Burns, R., 2011).

Una vez creada la cavidad y acceso adecuados para la obturación apical se puede

proceder a colocar el material escogido para sellar el conducto. El material obturador

ideal debe tener las siguientes características: biocompatibilidad, ser reabsorbible,

impedir la salida de bacterias hacia los tejidos perirradiculares, tener estabilidad

dimensional, inducir a las células para la regeneración del periodonto y ser de fácil

preparación y manipulación (Signoretti, F. et al, 2011).

54

Existen diversos materiales para la obturación apical, sin embargo el agregado de

trióxido mineral también conocido como MTA continua siendo el material de elección

para estimular la regeneración del periodonto. El MTA fue elaborado específicamente

para obturar el ápice radicular y presenta las siguientes características (Apaydin, E.,

Shabahang, S. & Torabinajed, M., 2004):

Impide la filtración

Su fraguado no es afectado en presencia de líquidos como la sangre.

Radiopaco

Presenta menor toxicidad que los otros materiales de obturación.

Provoca menor inflamación perirradicular

Permite la aposición de cemento junto a la obturación del ápice, los

cementoblastos son capaces de unirse al MTA y formar cemento sobre el

mismo.

Inductor celular: induce a los cementoblastos para la formación de tejido

duro.

5.5.12. Sutura

Una vez concluida la obturación apical, se puede proceder a tomar una radiografía para

verificar la calidad de la obturación efectuada en términos de densidad y profundidad. Si

esta satisface estos requisitos se procede a irrigar la cavidad con suero salino para eliminar

restos de tejido o material y se puede reposicionar el colgajo. Al colocar el colgajo en su

posición original se puede comprimir de manera suave el tejido y proceder primeramente a

suturar con una sutura tamaño 5-0 en los ángulos del colgajo con puntos simples. Después

se puede suturar los bordes restantes del colgajo aproximándolos íntimamente a los tejidos

blandos fijos sin generar mucha tensión en los puntos de sutura ya que pueden afectar la

55

vascularización de los tejidos. Al finalizar la sutura se puede presionar el colgajo

levemente con una gasa para dar estabilidad a la primera fase de fibrina en la que se forma

el coágulo ayudando de esta manera a la hemostasia. El material de sutura indicado la

cirugía perirradicular tiene que tener una superficie lisa para que no se adhieran las

bacterias, debe ser flexible, presentar resistencia a la torsión y tener un precio razonable.

Se puede utilizar seda, suturas con cubierta de Teflón, suturas sintéticas de monofilamento,

suturas de gortex, entre otras. Las suturas de materiales reabsorbibles no están indicadas

en la cirugía perirradicular ya que su velocidad de reabsorción es muy versátil y esto

podría afectar al proceso de curación de los tejidos. A pesar de lo mencionado se podría

usar una sutura reabsorbible en ciertos casos específicos que presente el paciente (Cohen,

S. & Burns, R., 2011).

Al concluir la sutura, se debe indicar al paciente que permanezca sentado durante

quince minutos y verificar que no haya hemorragia después del tiempo indicado para dar

de alta al paciente (Cohen, S. & Burns, R., 2011).

5.6. Relación de la regeneración tisular guiada con la cirugía perirradicular

El pronóstico de la cirugía perirradicular va a depender de diversos factores como el

diámetro de la lesión periapical, cantidad de hueso vestibular perdido, problemas

periodontales de la pieza tratada y ausencia de tejido óseo sobre la raíz del diente. Si el

diámetro de la lesión es mayor de 10 mm o si la pérdida de hueso vestibular es muy

significativa, la curación de los tejidos perirradiculares se puede retrasar e incluso puede

fallar el tratamiento ya que en lugar de formarse tejido óseo en la cavidad intervenida, se

formará tejido epitelial y no osteógeno dando como resultado el fracaso de la cirugía

perirradicular. Consecuentemente en lesiones periapicales extensas que afecten y

reabsorban el hueso circundante se deberá controlar la proliferación del tejido epitelial para

56

que este no se reemplace la formación de tejido óseo. Para controlar la proliferación del

tejido epitelial sobre el tejido óseo se debe recurrir a la regeneración tisular guiada. La

regeneración tisular guiada (RTG) se basa en que diversos tipos de células se dirigen hacia

la herida para proliferar en ella a diferentes velocidades en el proceso de curación. Con este

principio mencionado es importante tomar en cuenta que las células de los tejidos blandos

proliferan con mayor velocidad y son más móviles que las células pertenecientes a los

tejidos duros, esto resulta en que la herida es repoblada más rápidamente por tejido

epitelial que por tejido óseo. Para evitar esto se debe recurrir a la colocación de barreras la

cuales separen el tejido gingival del hueso alveolar y superficie radicular a fin de que las

células del tejido blando no puedan colonizar la herida y en su lugar proliferen células

selectivas del LPD y del tejido óseo que provoquen la regeneración de los tejidos. Varios

estudios han reportado que la colocación de membranas reabsorbibles para la RTG en

cirugía perirradicular de casos con defectos óseos vestibulares ha dado resultados muy

positivos en el proceso de curación de los tejidos y regeneración de tejido óseo

favoreciendo así el pronóstico de la cirugía. Cabe a recalcar que las membranas requieren

un soporte para que no se colapsen sobre el defecto, este apoyo puede ser un injerto óseo el

cual también puede ayudar a formación de hueso dependiendo de sus características de

osteoinducción y osteoconducción (Von Arx, Peñarrocha & Jensen, 2010).

5.7. Complicaciones posoperatorias de la cirugía perirradicular

Entre las complicaciones principales de la cirugía perirradicular están (Cohen, S. &

Burns, R., 2011):

Perforación y exposición de la membrana del seno maxilar en la que se debe

indicar antibióticos y descongestionantes nasales.

57

Parestesias

Traumatismos de los fascículos neurovasculares

Tumefacción

Hemorragia

Hematoma

Infección

Equimosis

Dolor el cual puede ser controlado con la prescripción de AINES como el

ibuprofeno y en el caso de ser un dolor fuerte se puede combinar con

paracetamol en un régimen de hora fija para las dosis.

5.8. Principios Biológicos de regeneración y reparación

La cirugía tiene como objetivo lograr la regeneración de los tejidos después de la

intervención con el fin de que estos puedan recuperar su función normal y micro-

estructura. Sin embargo la reparación también puede llevarse a cabo la cual forma un tejido

cicatrización después de la intervención, en lo cual no se recupera la función ni estructura

original del tejido. Las heridas deben pasar por las tres fases de curación que son:

inflamatoria, proliferativa y de maduración, de acuerdo a estas fases se podrá determinar su

evolución. Es importante mencionar que tomando en cuenta la cirugía perirradicular, en el

cual se afectan varios tejidos simultáneamente, las fases de la curación se desarrollaran a

diferentes ritmos de acuerdo a cada tejido (Cohen, S. & Burns, R., 2011).

La curación de los tejidos blandos empieza con la formación del coágulo en la que

en primer lugar se da una vasoconstricción y desgranulación de las plaquetas con lo que se

libera serotonina. La serotonina ejerce un efecto sobre las células endonteliales que

58

provoca el aumento de permeabilidad del vaso por lo que puede ingresar en la herida un

exudado con gran contenido de proteínas. Seguido a este fenómeno se da la agregación

intravascular de plaquetas y consiguientemente la formación de un tapón. Después de los

dos fenómenos se activaran tanto la vía intrínseca como extrínseca de la coagulación.

Mientras esto ocurre, se activaran también “el sistema de las cininas, el complemento, la

fibrinólisis y formación de plasmina” (Cohen, S. & Burns, R., 2011). Estos fenómenos

estabilizan la hemostasia, comienzan la producción de mitógenos y factores

quimiotácticos e inician el proceso de descontaminación de la herida. Todo el proceso

tendrá como objetivo formar un coágulo de hebras de fibrina que contenga exudado sérico,

eritrocitos y células de la inflamación. Al cerrar el colgajo en el caso de la cirugía

perirradicular, se debe comprimirlo con una gasa inmediatamente con el fin de reducir el

grosor del coágulo de fibrina para una mejor curación de la herida (Cohen, S. & Burns, R.,

2011).

Después de la formación del coágulo se va a llevar a cabo la inflamación temprana

en la que se da la organización de los neutrófilos polimorfonucleares o PMN. Los PMN

migraran hacia el área de la herida mediado por la producción previa de los factores

quimiotácticos. Entre las 24 y 48 horas después de la lesión, los PMN llegarán a su número

máximo. Esta migración de los PMN hacia el lugar de la herida se establecerá en tres

etapas que son (Cohen, S. & Burns, R., 2011):

1. Pavimentado: en esta etapa los eritrocitos provocan la

aglutinación intravascular con lo que los PMN pueden

adherirse a las células endoteliales

2. Emigración: cuando los PMN atraviesan de forma activa la

pared vascular.

59

3. Migración: cuando los PMN van hasta los tejidos lesionados

por medio de su movimiento ameboide y la influencia de los

mediadores quimiotácticos. Los PMN fagocitan las bacterias

presentes en la herida por lo que su principal función es

evitar la infección posoperatoria de la misma.

Después del tercer día de la lesión, la concentración de PMN bajará

significativamente y se llevará a cabo la inflamación tardía en la que ocurre la organización

de los macrófagos. Los macrófagos llegaran al área de la herida y su concentración

máxima será entre el tercer y cuarto día en esta zona. Los macrófagos son inicialmente

monocitos que circulan en el torrente sanguíneo y salen a la zona de la herida por la

influencia de los factores quimiotácticos de la inflamación. En el momento que el

monocito es atraído y llega a la zona afectada se convierte macrófago. Sin embargo en

contraste con los PMN, los macrófagos tienen mayor esperanza de vida ya que estos se van

a quedar en la herida para realizar fagocitosis de microorganismos, desechos y restos de

tejidos hasta que la curación de la misma sea completa. Los macrófagos son también

bioactivos es decir que parte de su función es secretar diversas citocinas las cuales

influencian de manera significativa para que empiece la fase proliferativa en la curación de

las heridas, esto ocurre porque se acelera la formación del tejido de granulación. Los

macrófagos son indispensables para que la curación de la herida se lleve a cabo, es decir

que si reduce el número de estos en la zona afectada sin duda el proceso de curación se

retrasará. Aparte de lo mencionado, los macrófagos también tienen como función la

ingestión y proceso de los antígenos, los cuales serán después presentados a los linfocitos

T que llegaran al lugar de la lesión posteriormente (Cohen, S. & Burns, R., 2011).

Seguida a esta fase viene de la fase proliferativa de los tejidos blandos, en esta fase

60

se da principalmente la formación de tejido de granulación en el lugar de la herida. En esta

fase los fibroblastos y células endoteliales serán las principales precursoras de la

formación del tejido de granulación. Este tejido es descrito como “una matriz extracelular

de fibrina, fibronectina, glucosaminoglicanos, células endoteliales en proliferación, nuevos

capilares y fibroblastos mezclados con macrófagos inflamatorios y linfocitos” (Cohen, S.

& Burns, R., 2011). En esta fase ocurre la fibroplasia, los fibroblastos y las células

ectomesenquimatosas van hacia el área de la herida y llegan a su número máximo en

alrededor de siete días. La migración de los fibroblastos y células ectomesenquimatosas es

influenciada por las citocinas en las que se destacan el factor de crecimiento derivado de

plaquetas, el factor de crecimiento de los fibroblastos y el factor de crecimiento similar a

la insulina 1 (Von Arx, T., Peñarrocha, M., Jensen, S., 2010). Todos los factores

mencionados se producen en las plaquetas, macrófagos y linfocitos. Durante este proceso

el tejido granulomatoso de la herida se convierte en tejido de granulación ya que aumenta

el número de fibroblastos y disminuye el de macrófagos en el área de la herida. Los

fibroblastos son los precursores de la curación de la herida ya que producen colágeno el

cual se deposita en fibras formando una red mientras las células musculares lisas y

endoteliales migran a la zona afectada. Posteriormente las fibras de colágeno se organizan

formando enlaces que se cruzan de forma alineada a fin de resistir la tensión de la herida.

Los miofibroblastos serán muy importantes en el proceso ya que se encargaran de contraer

la herida existente posicionándose de forma alineada y paralela en su superficie para

contraerse y de esta manera acercar los bordes opuestos logrando su cierre. Los

miofibroblastos al concluir el cierre serán eliminados de por medio de apoptosis (Cohen, S.

& Burns, R., 2011).

La angiogenia también será indispensable para proporcionar vascularización a la

61

herida y lograr su proceso de curación. Los capilares se forman el toda la periferia de los

vasos de la herida desde los primeros tres días y estos se organizan en una red de asas o

plexos capilares alrededor de la misma. Los factores principales que influencian la

formación de vasos sanguíneos son el factor de crecimiento endotelial vascular, el factor de

crecimiento y transformación alfa y beta, el factor de crecimiento básico de los

fibroblastos, el factor de necrosis tumoral, el FGF acídico y el ácido láctico (Cohen, S. &

Burns, R., 2011).

Seguidamente se llevará a cabo el proceso de curación del epitelio el cual en primer

lugar comienza formando un sello epitelial encima del coágulo de fibrina en la herida. La

curación se da porque las células basales y espinosas suprabasales localizadas en los

bordes de las heridas se reproducen por mitosis y migran atravesando el coágulo de fibrina

hasta entrar en contacto con las células epiteliales del borde opuesto que también migraron.

Se forma como resultado una mono-capa celular encima del coágulo de fibrina y de esta

manera se alcanza un sellado epitelial de la herida. En el caso de las heridas que se curan

por primera intensión, este proceso demora de 21 a 28 horas. A continuación se llevará a

cabo la fase de maduración en la que la monocapa celular va a pasar por mitosis y

diferenciación para formar una capa de epitelio escamoso estratificado que actuará

finalmente como una barrera de protección de la herida frente a los microorganismos de la

cavidad oral y le dará una resistencia a la tracción significativa. Esta barrera se forma entre

las 36 y 42 horas después de realizarse la sutura de la herida (Cohen, S. & Burns, R.,

2011).

La fase de maduración en la curación de los tejidos duros se desarrolla de manera

distinta a la de los tejidos blandos. Las heridas óseas causadas por escisión de alrededor de

1 cm de diámetro van a seguir un proceso de curación parecido al de un hueso largo

62

fracturado. Esta curación se da de la siguiente manera: empieza como hematoma, pasa por

la inflamación, elimina los desechos producidos, se forma el tejido de granulación, se

desarrolla el callo, se transforma el hueso reticular en laminar y por último ocurre la

remodelación ósea. En todo el proceso los osteoclastos toman un papel muy importante ya

que son “la unidad organizativa” (Cohen, 2011) que se encarga de desbridar el tejido óseo

necrótico que se encuentra en los extremos de la herida. Primeramente entre los 2 y 4 días

después de la resección del ápice radicular, prolifera el tejido de granulación en el

ligamento periodontal afectado. El tejido formado rodea el nuevo ápice radicular y ocurre

al mismo tiempo una “proliferación endóstica hacia el coágulo desde la superficie profunda

del borde de la herida ósea” (Cohen) por lo que consecuentemente se transforma el coágulo

en tejido de granulación. En este momento se da la migración de células como los pre-

osteoblastos, osteoblastos y células osteoprogenitoras las cuales son las precursoras de la

formación de hueso reticular en la masa formada anteriormente por tejido de granulación.

Después de seis días de la apicectomía empieza la formación de nuevo hueso en la herida

(Cohen, S. & Burns, R., 2011).

Los tipos de formación de hueso se dividen en dos:

Basado en una vesícula de matriz: que forma el hueso reticular

Basado en la secreción de osteoide que forma el hueso laminar

Las dos maneras de formación de hueso se van a basar principalmente en la acción

de los osteoblastos para formar la matriz ósea por medio de la secreción de la sustancia

fundamental que contiene colágeno el cual es imprescindible para la mineralización del

tejido. En el proceso de formación de tejido óseo intervienen también varios factores de

crecimiento importantes como el BMP (Bone Morphogenetic Protein), TGF-Beta, IGF,

FGF Y PDGF (Cohen, S. & Burns, R., 2011).

63

Después de cuatro semanas posteriores a la resección del ápice, se puede observar

que la herida en el tejido óseo está nuevamente compuesta en un 80% por trabéculas,

células osteoides y osteoblastos activos. El nuevo periostio tiene gran contenido celular y

se forma sobre la superficie exterior de la herida. Al pasar cuatro semanas más es decir

ocho semanas en total, las trabéculas óseas son más densas, hay menos células osteoides

relacionadas a la maduración, la actividad de los osteoblastos disminuye

considerablemente y el periostio ya está formado, el cual recubre el nuevo hueso. Sin

embargo hay que esperar 16 semanas después de la cirugía para que la herida ósea

finalmente este ocupada de hueso nuevo. Es importante mencionar que después de cuatro

meses la placa cortical no estará formada completamente y el proceso continuará por

varios meses por medio de la maduración y remodelación ósea (Cohen, S. & Burns, R.,

2011).

Simultáneamente a la regeneración de los tejidos, se va a provocar la formación de

nuevo cemento alrededor del ápice que fue intervenido por cirugía. Esta formación de

cemento conocida también como cementogénesis ocurre después de diez días de la

resección del ápice y es esencial ya que previene la reabsorción asociada a la pieza dental

porque los osteoclastos no actúan sobre el cemento al no tener afinidad por el mismo.

Transcurridos 28 días de la cirugía, el cemento formado rodea toda la raíz intervenida y se

forman las fibras del ligamento periodontal reorientadas al nuevo ápice (Cohen, S. &

Burns, R., 2011).

64

5.9. Microbiología de las lesiones periapicales refractarias al tratamiento

endodóntico

Existen más de 700 especies de microorganismos en la flora oral de las cuales tan

solo el 50% han podido ser identificadas por medio de cultivos. Actualmente las nuevas

técnicas moleculares son una gran herramienta para detectar las especies involucradas en

la flora oral y en este caso específicamente en la fisiopatología de la periodontitis apical.

Las nuevas técnicas moleculares de análisis de ADN bacteriano reflejan que las

infecciones endodónticas son más complejas de lo que antiguamente se pensaba ya que

tienen una naturaleza poli-microbiana, estas investigaciones también demuestran que la

gran mayoría de bacterias asociadas a la periodontitis periapical refractaria son Gram

positivas y anaerobias facultativas. A continuación se detalla en una tabla los

microorganismos asociados a la persistencia de la enfermedad periapical, en la que se

clasifica cada microorganismo según los estudios que lo refieren, el porcentaje en el que se

ha encontrado, sus factores virulencia y si pertenece a la flora oral normal:

Tabla 2. Microorganismos asociados a la periodontitis periapical refractaria

Microorganismo Referencias

que lo asocian

a Periodontitis

Periapical

Refractaria

% de la

incidencia

Factores de

Virulencia

Presencia en

Flora normal

Enterococcus faecalis Socransky,

2002

Siqueira, 2005

Stewart, 2001

Rocas et al.

2004

Sedgley et al

2006

Subramanian &

Mickel

75%

74%

75%

64%

-adhesina a

colágeno:

ACE

-Produce

proteína

extracelular:

serina para

adherirse a la

dentina.

-produce

gelatinasa:

si

65

asociada a la

supervivencia

en los

conductos

obturados.

-Produce super

oxido

extracelular

capaz de causar

lísis de los

eritrocitos.

-Plásmidos:

transfieren

copias de ellos

de una bacteria

a otra: causan

diseminación

de la

resistencia

antibiótica.

-sobrevive a

pH altos de los

agentes

antimicrobiano

s

Candida albicans Socransky,

2002

Zang, 2010

Stewart 2001

Sunde, 2002

75%

80%

75%

56%

Puede

colonizar casi

todos los

tejidos

humanos.

-puede

coagregarse

con otros

streptococcos.

-Secretan

proteasas que

causan

degradación de

las proteínas

humanas.

-afectan a las

membranas de

los huéspedes.

-se adapta a

diferentes

condiciones

ecológicas.

si

66

Fusobacterium nucleatum

Sunde, 2000a

Gatti, 2000

Siqueira, 2005

Saber, 2010

70%

70%

21%

-Se coagrega

con casi todos

los

microorganism

os de la flora

oral

-Productor LPS

o endotoxinas:

produce una

respuesta

inmune rápida.

Si, encontrado

especialmente

en el biofilm

bacteriano

Peptostreptococcus Siqueira, 2005 10% -capacidad

proteolítica y

de diseminarse

-pueden tener

sinergismo con

otros

microoganismo

s.

Si

Actinomyces israelli Sunde, 2000ª

Gatti, 2000

Ximenez-

Fyvie, 2006

Sunde, 2002

70%

Gránulos

de biofilm

-Colonizadores

importantes de

lo gránulos de

biofilm.

-Pioneros en la

formación de la

estructura del

biofilm.

-Crean

condiciones

para que otras

bacterias sean

atraídas y

puedan

establecerse en

la lesión.

Si, causante de

procesos

infecciosos.

Actinomyces viscosus Sunde, 2000ª

Gatti, 2000

Ximenez-

Fyvie, 2006

Zang, 2010

70%

Gránulos

de sulfuro

-Colonizadores

importantes de

lo gránulos de

biofilm.

-Pioneros en la

formación de la

si

67

estructura del

biofilm.

-Crean

condiciones

para que otras

bacterias sean

atraídas y

puedan

establecerse en

la lesión.

Actinomyces spp. Happonen,

1986

Wang, 2012

Siqueira, 2005

Saber, 2012

84.6%

5.8%

-Colonizadores

importantes de

lo gránulos de

biofilm.

-Pioneros en la

formación de la

estructura del

biofilm.

-Crean

condiciones

para que otras

bacterias sean

atraídas y

puedan

establecerse en

la lesión.

si

Actinomyces odontylyticus Sunde, 2000

Sunde, 2000ª

Gatti, 2000

50%

-Colonizadores

importantes de

lo gránulos de

biofilm.

-Pioneros en la

formación de la

estructura del

biofilm.

-Crean

condiciones

para que otras

bacterias sean

atraídas y

puedan

establecerse en

la lesión.

si

68

Actinomyces meyer Ximenez-

Fyvie, 2006

Signoretti,

2011

Gránulos

de biofilm

-Colonizadores

importantes de

lo gránulos de

biofilm.

-Pioneros en la

formación de la

estructura del

biofilm.

-Crean

condiciones

para que otras

bacterias sean

atraídas y

puedan

establecerse en

la lesión.

si

Actinomyces naeslundi Sunde, 2000ª

Ximenez-

Fyvie, 2006

Signoretti,

2011

20-30%

Gránulos

de sulfuro

-Posee fimbriae

para unirse a

las células

epiteliales e

inflamatorias.

-Colonizadores

importantes de

los gránulos de

biofilm.

-Pioneros en la

formación de la

estructura del

biofilm.

-Crean

condiciones

para que otras

bacterias sean

atraídas y

puedan

establecerse en

la lesión.

si

Propionibacterium

propionicum

Happonen,

1986

Socransky,

2002

Wang, 2012

Signoretti,

2011

Gránulos

de biofilm

61.5%

-Formadores de

biofilm

(patógenos

oportunistas)

-Fimbrae: se

si

69

Siqueria, 2005 adhieren a la

dentina, a las

células de

defensa y

hospederas. Se

adhieren al

ápex de la raíz.

-Se coagregan

con otras

bacterias.

Propionibacterium acnes Sunde, 2000

Socransky,

2002

Gránulos

de biofilm

61.5%

-Formadores de

biofilm

(patógenos

oportunistas)

si

Porphymorona gingivalis Sunde, 2000ª

Gatti, 2000

Loy, 2003

Zang, 2010

70%

7%

-Posee

fimbriade tipo

II el cual les

hace muy

adherente a las

células

epiteliales

-Produce

vesículas

extracelulares:

le ayuda a

integrarse con

otros

microorganism

os.

-produce

proteínas

extracelulares

(collagenasa)

si

Porphymorona

endodontalis

Porphymoronas

Sunde, 2000ª

Gatti, 2000

Sundqvist,

1979

Wang, 2012

Zang, 2010

Siqueria, 2005

Saber, 2012

50%

50%

50%

6%

-Mantiene la

infección

porque provee

nutrientes a los

patógenos

principales.

-Sintetiza y

degrada

polisacáridos

extracelulares

en el biofilm.

si

Tannerella forsythia

Sunde, 2000ª

Gatti, 2000

Loy, 2003

70%

7%

- –

70

Siqueria, 2005 14%

Treponema socranskii ssp.

Socranskii

Sunde, 2000ª

Gatti, 2000

70% -Se adhieren a

las superficies

celulares.

-Producen

enzimas

destructoras de

tejido.

-Varios

factores de

virulencia

–

Aggregatibacter

actinomycetemcomitans

Sunde, 2000ª

Gatti, 2000

Da silva, 2002

70%

90%

-Leucotoxina:

destruye las

células

inmunes del

huésped.

-Adhesinas: se

puede adherir

fácilmente e

invadir/

reproducirse en

las células

eucariotas.

-Se ha

encontrado en

otras

infecciones no

orales.

si

Treponema denticola Sunde, 2000ª

Gatti, 2000

Siqueira, 2005

60% --Se adhieren a

las superficies

celulares.

-Producen

enzimas

destructoras de

tejido.

-Varios

factores de

virulencia

si

Eikenella corrodens Sunde, 2000ª

Gatti, 2000

40% -Posee fimbriae

para aherirse a

la superficies

celulares e

interactuar con

otras bacterias.

–

Peptostreptococcus prevotti Socransky,

2002

Gránulos

de sulfuro

-Formadores de

biofilm

(patógenos

si

71

oportunistas)

Gemella morbillorum Socransky,

2002

Gránulos

de sulfuro

--Formadores

de biofilm

(patógenos

oportunistas)

si

Clostridium sordelli Socransky,

2002

Gránulos

de sulfuro

-Formadores de

biofilm

(patógenos

oportunistas)

-Productoras de

esporas,

soportan

condiciones

extremas.

-Secretan

exotoxinas

+/-

Menos del 5%

Clostridium difermentas Socransky,

2002

Gránulos

de sulfuro

-Formadores de

biofilm

(patógenos

oportunistas)

+/-

Leptotrichia buccalis Socransky,

2002

Gránulos

de sulfuro

-Formadores de

biofilm

(patógenos

oportunistas)

–

Staphylococcus

chromegenes

Socransky,

2002

Socransky,

2002

Gránulos

de sulfuro

-Formadores de

biofilm

(patógenos

oportunistas)

–

Staphylococcus epidermidis Socransky,

2002

Gránulos

de sulfuro

-Formadores de

biofilm

(patógenos

oportunistas)

–

Vibrio metschnicovii Socransky,

2002

Gránulos

de sulfuro

-Formadores de

biofilm

(patógenos

oportunistas)

–

Aerococcus viridians Socransky,

2002

Gránulos

de biofilm

-Formadores de

biofilm

(patógenos

oportunistas)

–

Pseudomona aureginosa Socransky,

2002

Gránulos

de biofilm

-Formadores de

biofilm

(patógenos

oportunistas)

+/-

Pseudomonas Socransky,

2002

75% -posee pilis

-LPS

Produce

exotoxina y

+/-

72

* +/- : Presente en un 50% de casos de la flora oral normal.

* - : Presencia negativa en la flora oral normal.

5.10. Candida albicans

exoenzima s

-produce

proteasas

Staphylococcus Socransky,

2002

75% -posee cápsula

-Posee ácido

teicoicos

-Factor de

coagulación

-produce

citotoxinas

Si

Prevotella intermedia Loy, 2003 7% -posee fimbraie

-productora

endotoxinas

-productora de

ácidos

lipoteicos

Si

Prevotella sp. Wang, 2012

Saber, 2012

7.5%

-productora de

endotoxinas

Si

Streptococcus spp.

anginosus

gordonii

Siquiera, 2005

Saber, 2012

Sunde, 200b

70%

21%

8%

-Produce

proteínas

bacterianas:

contribuyen a

expandir la

infección

-produce

capsulas para

bloquear las

respuesta

inmune del

huésped.

-Pared celular

posee PG Y

LTA.

-Posee

adhesinas en

superficie

celular.

Si

73

El género de Candida corresponde a levaduras unicelulares aerobias, sus especies

son casi 200 y se consideran patógenas y oportunistas ya que tienen el potencial de

colonizar e infectar casi todos los tejidos humanos. Candida albicans entre otras especies

son capaces de reproducirse en condiciones anaerobias a pesar de su naturaleza aerobia.

Estos microorganismos pueden secretar proteasas las cuales degradan las proteínas

humanas del huésped. Las proteínasas SAP (Secreted Aspartyl Protease) que son

secretadas por Candida albicans en los tejidos lesionados actúan de diversas formas

digiriendo moléculas y células de defensa del huésped, alterando las membranas celulares

del huésped y evitando la fagocitosis por parte de las mismas. Las SAPs degradan

proteínas como la hemoglobina, queratina e inmunoglobulinas. Adicionalmente, Candida

albicans es polimórfica lo cual significa que existe como blatospora en forma de levadura,

como hifas o como pseudohifas las cuales son la forma de crecimiento filamentoso de la

levadura. Esta cualidad de presentarse en diversas formas le da un mayor potencial para

adaptarse a diferentes condiciones y ambientes en los tejidos. Las hifas son esenciales para

la invasión de tejidos ya que en su punta se secretan enzimas como las fosfolipasas las

cuales degradan los componentes celulares del huésped y así penetran las barreras

tisulares. Se reportó en el estudio de Mostefaoui (2004) que el contacto de hifas con las

células epiteliales incrementó la expresión de inmunoglobulinas y factor de necrosis

tumoral (TNF). Además de lo mencionado, Candida albicans tiene la facultad de

coagregarse con otras bacterias como los Streptococcus y Actinomyces. Candida también

tiene la habilidad de formar biofilm en diversos tipos de superficies y coagregarse con las

bacterias mencionadas lo cual la hace resistente a la anfotericina B e incrementa su

patogenicidad. Se ha reportado que cuando las levaduras existen en la forma de biofilm son

74

8 veces más resistente a los agentes antifúngicos como el fluconazol ya que se hace más

difícil la penetración de los medicamentos por la matriz de biofilm formada (Fouad, 2009).

La adherencia es un factor esencial para que estas levaduras puedan invadir y

colonizar los tejidos orales, Candida albicans se adhiere con mayor potencial que otras

especies a los tejidos lo cual es esencial en el proceso patógeno. Los mecanismos para la

adherencia son: interacciones entre receptores y ligandos, fuerzas electrostáticas y la

agregación. Al conocer el gran potencial de adherencia de Candida, es esencial que en el

tratamiento endodóntico se generen mecanismos como la irrigación intraconducto con

EDTA para inhibir o disminuir la adherencia de la levadura a las superficies de los tejidos.

5.11. Enterococcus faecalis

El género Enterococcus pertenece a los cocos Gram + anaerobios facultativos, las

células de este género son ovoides y por lo general se disponen en parejas o cadenas cortas.

La temperatura en la cual los Enterococcus crecen va de un rango de 10 a 45 grados

Celsius. Se ha reportado que las especies de Enterococcus más comunes que afectan al ser

humano son Enterococcus faecalis y Enterococcus faecium, siendo E. faecalis causante de

la endocarditis bacteriana (Fouad, 2009).

Las investigaciones presentan que E. faecalis es una de las principales bacterias

causantes del fracaso endodóntico (Rocas, 2004), (Sedgley, 2006), (Fabricius et al, 2006),

(Fouad, A. et al, 2002) ya que resiste a altos niveles de pH que tienen los medicamentos

antimicrobianos que se utilizan en el tratamiento endodóntico. Se ha demostrado que la

capacidad del Enterococcos de resistir a pHs altos es gracias al gen ftsZ el cual actúa en la

división celular, sin embargo no se ha establecido el mecanismo exacto. Adicionalmente el

75

Enterococcus tiene alta patogenicidad y potencial de adaptarse y sobrevivir a diversos

medios ya que posee varios factores de virulencia como (Fouad, 2009):

Proteínas de superficie del Enterococco (Esp)

Serina Proteasa que intervienen en la unión al colágeno de la dentina.

Proteínas de unión al colágeno (Ace) la cual favorece a la adhesión bacteriana

de la dentina.

Substancia de agregación (AS) lo cual le hace resistente frente a la acción de

los neutrófilos del huésped.

Factores que favorecen la secreción de proteasas como la gelatinasa, la cual se

asocia a la supervivencia de E. faecalis en los conductos obturados.

Factores que favorecen la secreción de toxinas como la citolisina.

Producción de radicales libres como el super óxido celular que provoca la lisis

de los eritrocitos.

La producción de superóxido extracelular favorece también a las infecciones

mixtas con especies como Bacteroides fragilis.

Un aspecto genético de la virulencia del E. faecalis es que poseen plásmidos

que transfieren copias de sí mismo de una célula bacteriana a otra por medio de

péptidos que se denominan feromonas sexuales. La presencia de estos

plásmidos son importantes ya que están involucrados en la diseminación de la

resistencia antibiótica. El estudio de Sedgey et al (2008) reveló la

76

transferencia bidireccional de un gen resistente a la azitromicina por medio de

plásmidos entre E. faecalis y S. gordonii.

Los estudios también han demostrado que en lesiones periapicales de mayor tamaño

se ha encontrado la presencia de E. faecalis con otras especies de microorganismos, no

obstante cuando esta bacteria ha sido identificada como única, las lesiones no presentaron

tamaño significativo (Fouad, 2009).

5.12. Técnicas Moleculares para análisis microbiológico

5.12.1. Extracción de ADN

Existen diversos procedimientos preparativos de ácidos nucleicos que son realizados

para obtener una cantidad determinada de material genético, este debe estar en un estado

lo suficientemente puro para realizar los análisis requeridos ( Perera J., Tormo A.,

García J., 2002).

Las etapas en el procedimiento de preparación generalmente son:

1. Lisis

2. Separación

3. Purificación

Los ácidos nucleicos son moléculas que se encuentran en estructuras organizadas por

lo que la fase de lisis consta de romper estas estructuras que pueden ser membranas,

cápsulas o paredes con el propósito de acceder a los ácidos nucleicos antes mencionados (

Perera J., Tormo A., García J., 2002).

77

Los diferentes métodos de lisis pueden clasificarse en: ( Perera J., Tormo A.,

García J., 2002).

a) Físicos: en donde se realiza la ruptura directa de las estructuras por medio de

diferentes técnicas como:

Abrasión: se realiza en un mortero en el cual se macera el tejido o

células mezcladas con bolas de vidrio, alúmina o arena

Compresión: con sistemas de compresión-descompresión y en prensas

Sonicación: por medio de ultrasonido

Cizallamiento: con homogenizadores de émbolo

Congelación y descongelación: colocando a las células en ciclos

sucesivos de congelación y descongelación

Choque osmótico: se realiza mediante suspensión en medios

hipotónicos

b) Químicos: este tipo de método rompe las interacciones moleculares que

mantienen a la membrana

c) Enzimáticos: este método degrada compuestos específicos de las membranas

y paredes celulares

Después de causar la ruptura de las estructuras en la fase de lisis, se va a presentar la

molécula objetivo en una solución mezclada con otros tipos de moléculas variadas. La

segunda fase del proceso la cual es la más complicada, consiste en fraccionar la mezcla que

se mencionó es decir el aislamiento. En esta etapa se aplican técnicas de bioquímica para la

separación y purificación. Al ser los ácidos nucleicos de mayor tamaño que las otras

moléculas, además de hidrofílicos y de naturaleza ácida, las técnicas aprovechan estas

características para separar a los ácidos nucleicos del resto de los componentes de la

78

mezcla. Sin embargo se sabe que en estado natural los ácidos nucleicos se asocian a

proteínas básicas lo cual hace que estas macromoléculas sean contaminantes naturales de

los ácidos nucleicos ( Perera J., Tormo A., García J., 2002).

Entre las técnicas de bioquímica que más se utilizan para el proceso de separación

están ( Perera J., Tormo A., García J., 2002):

a) La sedimentación especialmente en gradientes de sales de cesio, la cual

permite separar moléculas de proteínas, el RNA, DNA circular plasmídico y

el DNA lineal cromosómico.

b) La cromatografía la cual retiene moléculas con doble hélice

c) La electroforesis en gel agarosa o de poliacrilamida que permite separar

moléculas de ácidos nucleicos por medio de su capacidad de desplazarse en

una retícula de gel. La capacidad de moverse es decir la “movilidad

electroforética” depende de varios factores, entre estos están las

características propias de las moléculas como la forma de los ácidos

nucleicos y su tamaño.

d) La diálisis a través de membranas que elimina pequeñas moléculas como

sales presentes en la disolución del ácidos nucleicos.

e) Extracción con disolventes orgánicos por medio de fenol, el cual extrae las

proteínas presentes en la disolución de ácidos nucleicos.

f) La precipitación de ácidos nucleicos con alcoholes

g) La digestión enzimática la cual elimina de las proteínas unidas a los ácidos

nucleicos las cuales son las contaminantes universales.

79

Después de realizar la separación se debe tener precauciones generales ya que los

ácidos nucleicos pueden ser degradados por ciertas actividades de las enzimas que se

encuentran en la fuente biológica de partida. Por esto es importante anular la degradación

causada por las nucleasas (enzimas) trabajando en condiciones de pulcritud, con los

equipos limpios e incluir inhibidores de las nucleasas como el EDTA en todas las etapas

del procedimiento que se realice extracción de ADN ( Perera J., Tormo A., García J.,

2002).

5.12.2. Amplificación de secuencias de ADN. Reacción en cadena de la polimerasa

(PCR)

La técnica del PCR ha cambiado el mundo de la biología molecular desde los años

ochenta descrita por primera vez por Kary Mullis. Esta técnica resolvió uno de los

principales problemas en el campo molecular el cual era aislar secuencias puras de ADN

del genoma. El PCR logra la amplificación de una secuencia determinada de ADN, con la

cual se puede producir muchas copias de la misma secuencia sin tener que realizar un

clonaje de la secuencia( Perera J., Tormo A., García J., 2002).

La técnica del PCR se realiza in vitro tomando una secuencia exacta de ADN para

su posterior amplificación, este proceso de repetición consta de tres etapas que son ( Perera

J., Tormo A., García J., 2002):

– Desnaturalización del ADN molde lo cual se realiza sometiendo al fragmento

de ADN contenido en la disolución a altas temperaturas, se coloca el

recipiente de reacción a 94 grados Celsius por un minuto.

– Hibridación de cebadores que se logra bajando la temperatura a 50 grados

Celsius por dos minutos para producir la unión de cebadores o primers a las

80

zonas complementarias del ADN que fueron desnaturalizadas previamente.

Un cebador es un oligonucleótido monocatenario que es una fiel copia de una

secuencia corta de las dos hebras del ADN que está ubicada en los extremos

de la región escogida para amplificar. Los cebadores se unen a su secuencia

complementaria en el ADN produciendo una estructura monocatenaria

cebada que es el sustrato de las polimerasas.

– Elongación la cual ocurre cuando se pone a la disolución a una temperatura

adecuada que es a 72 grados Celsius por tres minutos. Por presencia de los

cuatro DNTPS, la polimerasa elonga el sustrato cebado y se repite este

proceso por varios ciclos hasta obtener el producto el cual es una

amplificación de un “fragmento de ADN cuyos extremos corresponden a los

terminales 5´ de los cebadores utilizados y cuya longitud está definida por la

posición de éstos en la secuencia del ADN original” ( Perera J., Tormo A.,

García J., 2002).

5.12.3. Aplicación microbiológica del 16S

De acuerdo a las relaciones filogenéticas que existen entre los seres vivos, se han

desarrollado diversos métodos para la clasificación e identificación de los mismos. Carl

Woese en el año de 1970 propuso la aplicación del ARN ribosómico 16S como cronómetro

molecular de la presencia bacteriana. Los siguientes parámetros la establecen como el

cronómetro molecular más aceptado y aplicado (Rodicio, M. & Mendoza, M., 2004):

Es una molécula antigua que está presente en todas las bacterias que existen

en la actualidad.

Presenta una estructura y función que se han conservado constantes durante

81

un largo periodo de tiempo.

Posee un tamaño largo (1500nt) lo cual ayuda a disminuir las fluctuaciones

estadísticas.

Es fácil de secuenciar por lo que existe mucha investigación y bases de

datos

Consecuentemente, “El ARN ribosómico 16S es la macromolécula más

ampliamente utilizada en estudios de filogenia y taxonomía bacteriana” (Rodicio, M. &

Mendoza, M., 2004). . Las bacterias poseen genes que codifican los ARN ribosomales los

cuales se organizan en operones, cada operón ribosómico tiene “genes para los ARNr 23S,

16S y 5S” (Rodicio, M. & Mendoza, M., 2004). El ARN 16S es “un polirribonucleótido

de aproximadamente 1500 pares de bases, codificado por el gen rrs, también denominado

ADN ribosomal 16S (ADNr 16s)” (Rodicio, M. & Mendoza, M., 2004).

Al comparar las secuencias de los genes que codifican el 16S, se puede determinar

las relaciones existentes entre los organismos procariotas y de esta manera reconocer de

manera más eficaz la presencia bacteriana en los estudios microbiológicos para proceder a

realizar un correcto diagnóstico y desarrollo de tratamiento. La identificación del ARN 16S

es un técnica molecular que trae ventajas en tiempo y precisión, por lo que en situaciones

en las que se requiere de mayor tiempo o es difícil identificar fenotípicamente la muestra,

está indicado este método como uno de los más favorables

5.12.4. Electroforesis

El genoma y secuencia genética son esenciales para poder reconocer desde la

familia, el tipo y cepa a la que pertenecen ciertos microorganismos. El reconocimiento de

82

los mismos se puede dar por medio de la identificación de su ADN o de fragmentos del

mismo los cuales se forman cuando actúan las enzimas de restricción específicas. Estas

atacan a la molécula de ADN y consecuentemente ocurre la escisión del ADN generando

longitudes diferentes por la acción de las endonucleasas de restricción. El polimorfismo

de longitud de fragmento de restricción es el resultado de “las diferencias en la longitud de

fragmentos de ADN entre las diferentes cepas de un microorganismo específico producidas

por la restricción con una o más endonucleasas” (Murray, P., Rosenthal, K. & Pfaller, M.,

2009).

Como resultado de lo mencionado anteriormente, el ADN presenta diversos

tamaños en sus estructuras las cuales se pueden identificar de acuerdo a su movilidad

electroforética en un gel conformado por agarosa. La electroforesis se basa en “el

movimiento de las macromoléculas disueltas en un determinado medio, a través de una

matriz y como resultado de la acción de un campo eléctrico” ( Perera J., Tormo A., García

J., 2002). Es decir que las “diferentes formas de la misma secuencia de ADN y las

diferentes longitudes de ADN se mueven a través de una estructura laberíntica de un gel de

agarosa a diferentes velocidades, lo que permite su separación” (Murray, P., Rosenthal, K.

& Pfaller, M., 2009). Es importante recalcar que el movimiento electroforético depende del

tamaño, carga y forma de la molécula, por lo que dos moléculas que presenten diferente

movilidad pueden ser separadas, identificadas, caracterizadas y cuantificadas por medio de

la comparación con los controles respectivos. Al ocurrir este movimiento del ADN a

través del gel, se puede ver las bandas de ADN por la tinción dada por el bromuro de

etidio. Los fragmentos de ADN de menos de 20.000 pares de bases que por lo general son

los plásmidos bacterianos o virus son los que se pueden separar y visualizar por medio de

este método electroforético (Murray, P., Rosenthal, K. & Pfaller, M., 2009).

83

5.12.5. Detección de ADN perteneciente a células muertas o viables por técnicas

moleculares

Las técnicas moleculares actuales como la reacción en cadena de la polimerasa son

capaces de identificar tanto material genético de células vivas como muertas de las

bacterias presentes en los tejidos enfermos, lo cual puede ser considerado una ventaja y

desventaja a la vez. En cuanto a la ventaja de reconocer ADN que proviene de células

muertas, es de gran utilidad cuando las bacterias recolectadas en la muestra han sido

afectadas por la transportación, aislamiento y manipulación con lo cual a pesar de morir en

este proceso son reconocidas por medio del análisis de su ADN. No obstante reconocer

ADN de células muertas en el tejido enfermo puede sugerir de manera falsa que la

presencia bacteriana está involucrada en la fisiopatología de la enfermedad y no

necesariamente ser así ya que las bacterias identificadas ya están muertas. A pesar de lo

mencionado anteriormente el hecho de encontrar la presencia bacteriana de ciertas especies

en los tejidos perirradiculares, es de gran importancia clínica ya que da un parámetro para

seguir en cuanto al tratamiento tanto clínico como antibiótico que será más eficaz de

acuerdo a las bacterias identificadas.

5.13. Tinción GRAM

La tinción Gram es un tipo de tinción microscópica que se utiliza en el laboratorio

de microbiología clínica. Es una de las formas de tinción más utilizada la cual divide y

diferencia las bacterias en Gram positivas y Gram negativas de acuerdo a la estructura

que presente su pared celular. La pared celular perteneciente a las bacterias Gram

positivas (+) tiene una capa gruesa de peptidoglicanos y dos clases de ácidos teicoicos.

Por otro lado las bacterias Gram negativas (–) poseen una capa de peptidoglicanos

84

delgada en su pared celular la cual está junta a una membrana plasmática exterior. La

tinción diferencial entre estas dos clases de bacterias es definida por el grosor de la

capa de peptidoglicanos en la pared celular. Las Gram negativas (–) poseen una

membrana externa que es soluble en los solventes orgánicos y además como ya se

mencionó tienen una capa muy delgada de peptidoglicanos la cual no puede retener el

complejo formado por el cristal violeta y yodo provocando consecuentemente que estas

no se tiñan de color azul en el momento de la tinción. En contraste las Gram + tienen

una pared celular de un grosor alto de peptidoglicanos lo cual hace que no actué sobre

ellas el solvente orgánico como el alcohol o cetona. El solvente tiene el efecto de

deshidratación en las Gram + por lo que se cierran los poros de las pared celular con lo

que no se permite que el complejo de cristal violeta y yodo salga de las células y de

esta manera estas células mantienen el pigmento azul (Murray, P., Rosenthal, K. &

Pfaller, M., 2009).

Esta tinción se realiza de la siguiente manera (Murray, P., Rosenthal, K. & Pfaller,

M., 2009):

1. Se fija la muestra en el portaobjetos de cristal con calor o alcohol.

2. Se coloca cristal violeta a la muestra por un minuto.

3. Se coloca yodo o alcohol iodado sobre la muestra por un minuto para formar un

complejo con el cristal violeta.

4. Se decolora la muestra con acetona o alcohol por 15 segundos, en este proceso las

bacterias Gram + van a retener el complejo y por esto presentan un pigmento azul-

violeta. Por otro lado las bacterias Gram – pierden el complejo.

5. Finalmente, se coloca safranina como contracolorante por 1 minuto en la muestra,

el cual es retenido por las bacterias Gram – y por esto presentan una coloración

85

rojiza.

6. METODOLOGÍA

6.1. Tipo de estudio:

Es un estudio de casos y controles el cual es epidemiológico, analítico y observacional.

En este tipo de estudio los individuos que participan son escogidos en función de que

presenten o no una enfermedad específica. En el caso de tener la enfermedad formaran

parte del grupo de casos y si no la tienen serán parte del grupo de control.

6.2. Muestra:

Las muestras provinieron de pacientes intervenidos en cirugía perirradicular (grupo

experimental) y de pacientes intervenidos por extracción de piezas sanas sin enfermedad

(grupo control) como terceros molares o premolares en el consultorio del Dr. Valeri

Paredes.

6.2.1. Criterio de Inclusión de la muestra:

Tabla 3. Criterio Inclusión de la muestra

o Grupo Experimental

o Grupo Control

• Pacientes asintomáticos y

sintomáticos remitidos por el

especialista en endodoncia que

Pacientes remitidos a extracción de

piezas dentales superiores que no

presenten ninguna alteración ni

86

presenten lesión periapical

refractaria a un tratamiento

endodóntico.

• Pacientes con tratamiento antibiótico

previo.

• Pacientes mayores de 18 años.

• Pacientes de género masculino y

femenino.

• Pacientes sin alteraciones

inmunológicas.

lesión periapical y se realice su

extracción por motivos ortodónticos,

quirúrgicos, entre otros

Pacientes con tratamiento antibiótico

previo.

Pacientes mayores de 18 años

Pacientes de género masculino y

femenino

6.2.2. Criterio de Exclusión de la muestra

Tabla 4. Criterio Exclusión de la muestra

o Grupo Experimental

o Grupo Control

• Pacientes sin tratamiento

endodóntico previo adecuado.

• La pieza dental con lesión

periapical refractaria que

• Pacientes con lesión periapical en la

pieza dental de la que se tomará la

muestra.

• Pacientes con lesión periapical en piezas

87

presente:

– Conductos radiculares sin

tratar

– Enfermedad periodontal

– Bolsas periodontales

– Fracturas

– Restauraciones

defectuosas

– Caries

– fístulas

• Pacientes con alteraciones

inmunológicas

• Pacientes que tomen

medicamentos que alteren su

respuesta inmunológica.

adyacentes a la pieza dental de la que se

tomará la muestra al momento de

extraerla.

• Piezas dentales inferiores debido al

mayor riesgo de contaminación con

saliva durante la toma de muestra.

• Pacientes que presenten en la pieza de la

cual se tomará la muestra:

– Caries

– Fracturas

– Restauraciones defectuosas

– Enfermedad periodontal

– Pericoronaritis

Pacientes con alteraciones

inmunológicas o que presenten

enfermedades sistémicas que alteren su

sistema inmune.

Pacientes que tomen medicamentos que

alteren su respuesta inmunológica.

88

6.3. Materiales

A continuación se detallan los materiales que se utilizarán para esta investigación

en cada una de sus fases:

Tabla 5. Materiales de la Investigación

Fase Quirúrgica Fase en Laboratorio

1. Cureta estéril

(Maillefer)

Instrumentos:

1. Pipetas (Labnet)

2. Puntas para pipetas (Rainin)

3. Tubos de muestra

(Eppendorf)

4. Reactivos (Promega),

(Invitrogen)

2. Hisopo estéril (Remel) 5. Congeladora (LG)

3. Tubos de muestra

(Eppendorff)

6. Centrifugadora (Eppendorf)

4. Placas Petri (Alfalab) 7. Incubadora (Labnet)

5. Etanol molecular

(medio de transporte)

8. Agitador (Sensaur)

9. Termocicladora (BioRad

T100)

10. Cámara de electroforesis

(Fisher Biotec)

89

11. Cámara oscura de luz

ultravioleta (Kodak)

12. Tinciones cristal violeta y

safranina (BD)

13. Microscopio (Olympus)

6.4. Toma de muestras

En el momento de realizar la cirugía perirradicular se toma una muestra del tejido

infectado periapical, el cual es colocado en un tubo eppendorf con etanol molecular que

tiene la cualidad de preservar los tejidos. Este tejido es sometido a un posterior análisis

molecular a fin de identificar el ADN bacteriano y otros microorganismos presentes.

Simultáneamente a la remoción del tejido perirradicular infectado que es por lo general un

quiste o granuloma, se realiza un frotis justamente de la muestra para después hacer la

tinción Gram. Por medio de la tinción Gram, se establece si los microorganismos están

vivos y qué tipo de microorganismos están presentes en la lesión. Para asociar la

presencia de microorganismos a la causalidad de la lesión refractaria, se tomará muestras

de tejidos completamente sanos al realizar extracciones de piezas dentales superiores con

el fin de comparar la presencia e índice de microorganismos entre el tejido con lesión

periapical refractaria al tratamiento endodóntico y el tejido sano el cual será el grupo

control. Se ha descrito la siguiente metodología para realizarlo:

90

Los 55 que pacientes participaron en este estudio divididos de la siguiente forma:

Tabla 6. División de la muestra

o Grupo experimental

o Grupo Control

20 pacientes con lesión periapical refractaria

al tratamiento endodóntico: consultorio Dr.

Valeri Paredes y área de cirugía oral USFQ

Se dividirán en:

– Asintomáticos o sintomáticos

35 pacientes: consultorio Dr. Valeri

Paredes y área de cirugía oral USFQ

-Pacientes sin lesión periapical, se

tomará la muestra de tejidos sanos

provenientes de piezas dentales superiores

remitidas a extracción que estén sanas y

no posean ningún tipo de infección

I. Protocolo pre quirúrgico para grupo control y experimental

1. Se presenta el consentimiento informado aprobado por el comité de bioética

de la USFQ a todos los pacientes participantes. Una vez aprobado se procede a realizar un

cuestionario y el protocolo para la toma de muestra.

91

2. Se realiza un enjuague oral antes del procedimiento quirúrgico con

gluconato de clorhexidina al 0.12%;

3. Se realiza la limpieza de la zona quirúrgica antes de realizar la incisión con

gaza estéril con gluconato de clorhexidina 0.2%

II. Protocolo Quirúrgico para grupo experimental

1. Se anestesia la zona involucrada de forma regional e infiltrativa

2. Se hace las incisiones correspondientes de acuerdo al diseño del colgajo

indicado.

2. Se levanta el colgajo muco-periostico de manera muy cuidadosa en la que no se

contamine el campo quirúrgico con saliva y los microorganismos del medio oral.

3. Se expone la lesión periapical

4. Se coloca succión en alta potencia con el fin de evitar la contaminación de la

zona de la cual se tomará la muestra.

5. Se evita contacto de la lengua y labios del paciente con el área quirúrgica para

evitar la contaminación del medio oral a la lesión.

6. Se toma una muestra de la lesión periapical con una cureta estéril y se coloca la muestra

de tejido en un tubo (estéril) con solución de etanol al 70% (grado molecular).

7. Se procede a la resección del ápice afectado y a la remoción de la lesión periapical por

medio de curetaje hasta eliminarla por completo.

8. Simultáneamente a la remoción del tejido infectado se realiza un hisopado de la lesión,

92

con el que se realiza un frotis en un porta-objetos el cual debe ser fijado con calor para la

posterior tinción.

9. Se realiza la retrobturación del ápice que fue intervenido con MTA.

10. Se reposiciona el colgajo elevado en su lugar original y se sutura.

11. Se conserva las muestras tomadas de los tejidos enfermos a -20 grados Celsius.

III. Protocolo Quirúrgico para grupo control

1. Se anestesia la zona involucrada de formar regional e infiltrativa

2. Se procede a la extracción de la pieza dental con la técnica quirúrgica de acuerdo

al caso presentado.

4. Se coloca succión alta potencia con el fin de evitar la contaminación de la zona

de la cual se tomará la muestra.

5. Se evita contacto de la lengua y labios del paciente con el área quirúrgica para

evitar la contaminación del medio oral.

6. Simultáneamente a la extracción se realiza un hisopado del alveolo y con el

mismo se realiza un frotis en un porta-objetos el cual debe ser fijado con calor para la

posterior tinción.

7. Se toma la muestra del tejido sano que rodea a la raíz del diente que fue extraído

sin ser contaminado con el medio oral

8. Se coloca la muestra de tejido en un tubo (estéril) con solución de etanol al 70%

(grado molecular).

93

9. Se conserva la muestra de tejido sano a -20 grados Celsius.

IV. Protocolo Post-Quirúrgico en el laboratorio para grupo control y

experimental

1. Se realiza la tinción Gram del frotis de cada muestra.

2. Se observa con el microscopio la tinción Gram en los porta-objetos pertenecientes

a cada muestra, se divide cada muestra en 50 campos de observación y se realiza un

conteo de la presencia de microorganismos en cada campo. El conteo se realizó en

base a los siguientes parámetros:

o Presencia de Microorganismos

Cocos Gram +

Cocos Gram –

Bacilos Gram +

Bacilos Gram –

Levaduras

o Ausencia de Microorganismos

3. Se procede a la extracción de ácidos nucleicos (ADN) contenidos en la muestra de

tejido por medio de la técnica CTAB.

4. Se realiza la cuantificación de ácidos nucleicos.

5. Se realiza la identificación molecular de ADN, ADN bacteriano y ADN de

Candida albicans y Enterococcus faecalis presente en las muestras a través de la

amplificación de genes específicos correspondientes a lo mencionado con

protocolos de Reacción en Cadena de la Polimerasa conocido como PCR. La

94

selección de los microorganismos para ser identificados en este estudio se basó en

los siguientes criterios:

o Factores de virulencia y patogenicidad que presenta el microorganismo.

o Número de estudios que asocian al microrganismo con la persistencia de la

periodontitis apical y el fracaso endodóntico.

o Porcentaje del microorganismo encontrado en los estudios realizados.

6. Los productos de amplificación se someten a electroforesis en gel de agarosa al

1.5% con buffer 1X TBE y 0.5mg/mL de bromuro de etidio para ser fotografiados

en un fotodocumentador de luz UV y posteriormente visualizar las bandas.

V. Análisis de Datos

Se analizan los resultados entre los diferentes parámetros clínicos involucrados y la

frecuencia de microorganismos presentes en las muestras por medio de asociaciones con

el análisis OR (odds ratio), Prueba T y Prueba exacta de Fisher. P < 0.05 fue considerado

estadísticamente significativo. Los programas de estadística utilizados fueron Epininfo y

SPSS.

95

En la siguiente tabla se exponen los primers para PCR utilizados para la

identificación de ADN y microorganismos presentes en las lesiones periapicales

refractarias:

Tabla 7. Primers utilizados para identificar ADN de microorganismos seleccionados

en el estudio

Primer Pair o

Micoorganismo

Secuencia (5´ a 3´) Amplicón

(bp)

Beta Actina F: CGG AAC CGC TCA TTG CC

R:ACC CAC ACT GTG CCC ATC TA

297

16S Universala

(Bacteriano)

27F:AGA GTT TGA TCC TGG CTC AG

1429R:GGT TAC CTT GTT ACG ACTT

1,500

Candida albicansa

F:GCC GGT GAC GAC GCT CCA AGA GCT G

R: CCG TGT TCA ATT GGG TAT CTC AAG

GTC

158

Enterococcus

faecalisb

F: GTT TAT GCC GCA TGG CAT AAG AG

R: CCG TCA GGG GAC GTT CAG

310

a Primers utilizados en el estudio de Siqueira y Rocas (2005)

b Primers utilizados en el estudio de Fouad et al (2002)

96

A continuación se detallan las concentraciones de los reactivos y condiciones

utilizadas para realizar el PCR y amplificar los genes para Beta actina, 16s, Cándida

albicans y Enterococcus faecalis:

Tabla 8. Volumen y concentración utilizada para PCR beta-Actina

PCR BETA ACTINA

Concentración Stock Concentración Final

Volumen 1 rxn (25

µl)

H2O 6,7 µl

BUFFER 5X 1 X 4 µl

MgCl2 25 mM 1.5 mM 1.2 µl

dNTPs 2 mM 0.2 mM 2 µl

Primer F 10 µM 1 µM 2 µl

Primer R 10 µM 1 µM 2 µl

Taq 5 U 0.50 U 0,1 µl

ADN 7,5 µl

Tabla 9. Condiciones para PCR beta-Actina

Temperatura (oC) Tiempo Número de ciclos

94 2:00

92 0:50

45 0:50 X 35

72 0:50

72 2:00

97

Tabla 10. Volumen y concentración utilizada para PCR 16s

PCR 16 S

Concentración Stock Concentración Final

Volumen 1 rxn (25

µl)

H2O 12,88 µl

BUFFER Promega 5X 1 X 2,5 µl

MgCl2 25 mM 2.5 mM 2,2 µl

dNTPs 2 mM 0.25 mM 1,5 µl

Primer 27F 10 µM 0.2 µM 0,4 µl

Primer 1429 R 10 µM 0.2 µM 0,4 µl

Taq 5 U 2,5 U 0,12 µl

ADN 7, 5 µl

Tabla 11. Condiciones para PCR 16s

Temperatura (oC) Tiempo Número de ciclos

94 4:00

94 1:00

57 0:30 X 30

72 2:00

72 8:00

98

Tabla 12. Volumen y concentración utilizada para Candida albicans

Tabla 13. Condiciones para PCR Candida albicans

Temperatura (oC) Tiempo Número de ciclos

95 3:00

95 0:30

59 0:30 X 35

57 0:30

72 10:00

PCR Candida albicans

Concentración Stock Concentración Final

Volumen 1 rxn (25

µl)

H2O PCR 7,25 µl

BUFFER Promega 5X 1 X 5 µl

MgCl2 25 mM 2.5 mM 1,5 µl

dNTPs 2 mM 0.2 mM 2,5 µl

Primer F 0.2 µM 0,5 µl

Primer R 0.2 µM 0,5 µl

Taq 5 U 1,25 U 0,25 µl

ADN 7,5 µl

99

Tabla 14. Volumen y concentración utilizada para Enterococcus faecalis

Tabla 15. Condiciones para PCR Enterococcus faecalis

Temperatura (oC) Tiempo Número de ciclos

95 3:00

95 0:30

59 0:30 X 25

57 0:30

72 10:00

PCR Enterococcos faecalis

Concentración Stock Concentración Final

Volumen 1 rxn (25

µl)

H2O PCR 9,3 µl

BUFFER Promega 5X 1 X 5 µl

MgCl2 25 mM 2.5 mM 1,5 µl

dNTPs 2 mM 0.2 mM 2,5 µl

Primer F 0.2 µM 0,8 µl

Primer R 0.2 µM 0,8 µl

Taq 5 U 1,25 U 0,125 µl

ADN 5 µl

100

7. RESULTADOS

En este estudio participaron 55 pacientes, el grupo experimental estuvo conformado

por 20 pacientes que presentaron periodontitis periapical refractaria al tratamiento

endodóntico y el grupo control estuvo conformado por 35 pacientes que fueron sometidos

a extracción de piezas saludables.

De los 20 pacientes con enfermedad, 16 (80%) fueron de género femenino y 4 (20%)

fueron de género masculino (Tabla 16). En cuanto a la presencia de síntomas como

consecuencia de la periodontitis periapical refractaria, 6 (30%) de ellos fueron sintomáticos

y 14 (70%) fueron asintomáticos (Tabla 18). Los 20 (100%) pacientes de este grupo

recibieron sultamicilina antes de la cirugía periapical, de los cuales 6 (30%) la tomaron de

forma profiláctica y 14 (70%) recibió una dosis por un tiempo igual o mayor a 24horas

previa a la cirugía (Tabla 16.).

De los 35 pacientes correspondientes al grupo control, 18 (51.4%) fueron de género

femenino y 17 (48.6%) fueron de género masculino. En este grupo ningún paciente

presentó síntomas previo a la extracción de la pieza dental ya que se trataba de piezas

totalmente sanas sin ninguna alteración. En cuanto a la suministración de sultamicilina

como antibiótico previo a la extracción, 6 (17.1%) no recibió ninguna dosis, 17 (48.5%)

recibió profilaxis antibiótica y 12 (34%) recibió una dosis por un tiempo igual o mayor a

24 horas (Tabla 19).

La observación de la tinción Gram de 50 campos por muestra, es decir 1000 campos

en el grupo experimental y 1750 campos en el grupo control dio los siguientes resultados:

En las muestras de tejidos con periodontitis periapical refractaria se observó presencia de

microorganismos en 539 campos de 1000 es decir el 54%, de los cuales 104 campos

101

(10%) revelaron la presencia de cocos Gram -, 504 campos (50%) de cocos Gram +, 5

campos (1%) de bacilos Gram -, 129 campos (13%) de bacilos Gram + y un campo

(0.1%) de levaduras. De las 20 muestras observadas pertenecientes al grupo experimental,

16 (80%) reveló presencia de microorganismos en la tinción, mientras que 4 (20%) no

presentó evidencia de ningún microorganismo. Las presencia de cocos Gram + fue

observada en 16 muestras lo que equivale al (80%), se encontraron cocos Gram – en 14 de

las muestras (70%), bacilos Gram – en 3 (15%) de las muestras, bacilos Gram + en 13

(65%) de las muestras y levaduras en 1 (5%) de las muestras (Tabla 17). Por otro lado en

las muestras de tejido sano pertenecientes al grupo control, se observó la presencia de

microorganismos en 4 campos de 1750 es decir el 0,23%, de los cuales 3 campos (0,3%)

mostraron la presencia de coco Gram + y 1 campo (0,1%) de cocos Gram -. De las 35

muestras observadas pertenecientes a este grupo, solo la muestra SPE31 reveló presencia

de microorganismos, es decir 1 de 35 lo que equivale al 3% (Tabla 20).

En el análisis molecular del ADN, en 55 muestras recolectadas se realizó la

amplificación de beta-Actina para corroborar la presencia de ADN en los tejidos tanto

sanos como enfermos, el 100% de las muestras dieron como resultado beta-Actina positivo

en la electroforesis. Consiguientemente se realizó el PCR para la amplificación del gen 16s

el cual determina la presencia de ADN bacteriano en los tejidos. En el grupo experimental

16 (80%) de la muestras SPE1, SPE2, SPE3, SPE4, SPE5, SPE6, SPE8, SPE9, SPE10,

SPE11, SPE12, SPE14, SPE16, SPE18, SPE19 Y SPE20 dieron positivo mientras que en el

grupo control una muestra SPE31 (3%) dio positivo para esta amplificación (Tablas 18 y

21).

102

Se realizó posteriormente el PCR para la amplificación del gen correspondiente a la

bacteria Enterococcos faecalis en todas las muestras que dieron positivo en el 16s, de las

cuales SPE2, SPE 9 y SPE12 es decir 3 muestras o el 15% correspondientes al grupo

experimental dieron positivo. La única muestra que dio positivo para el 16s del grupo

control SPE31 dio resultado negativo para la amplificación del gen de esta bacteria (Tablas

18 y 21).

Se procedió después a realizar el PCR para la amplificación del gen perteneciente a

Candida albicans en las 55 muestras de tejidos sanos y enfermos. En el grupo

experimental, las 4 muestras SPE5, SPE11, SPE12 Y SPE16 o 20% dieron positivo para

esta amplificación mientras que en el grupo control 0% de las muestras presentaron

resultados positivos para Candida albicans (Tablas 18 y 21).

En cuanto al número de tipo de microorganismos identificados en cada muestra. En el

grupo experimental se estableció que 4 (20%) correspondiente a las muestras SPE7,

SPE13, SPE15 y SPE17 no presentó microbiota, 4 o 20% correspondientes a las muestras

SPE2, SPE9, SPE18 y SPE20 presentó dos tipos de microorganismos, 8 o 40% de las

muestras SPE1, SPE3, SPE4, SPE5, SPE6, SPE8, SPE10 y SPE19 presentó 3 tipos de

microorganismos, 2 o 10% correspondiente a las muestras SPE12 y SPE14 presentó 4 tipos

de microorganismos y 2 o 10% de las muestras SPE11 y SPE16 reveló 5 tipos de

microorganismos. Por otro lado el grupo control presentó en una única muestra (3%)

correspondiente a SPE31, 2 tipos de microorganismos (Tabla 22).

Los resultados obtenidos en base al análisis OR fueron los siguientes: se determinó

que la presencia bacteriana en los tejidos perirradiculares aumenta la probabilidad o riesgo

en 136 veces de desarrollar la persistencia de la lesión perirradicular (p<0.05) (OR=136)

103

(IC95%=14,6-317), siendo estadísticamente significativo. En cuanto al OR de

microorganismos específicos asociados a la persistencia de la lesión se estableció que la

presencia de C. albicans en los tejidos aumenta en 19.36 veces la probabilidad (p<0.05)

(OR=19.36), la presencia de E. faecalis aumenta en 14.22 veces la probabilidad de

desarrollar la misma enfermedad (p=0.0.043) (OR=14.22), consiguientemente la presencia

de cocos Gram + incrementa en 136 la probabilidad (p<0.05) (OR=136), de cocos Gram –

aumenta la probabilidad en 79 veces (p<0.05) (OR=79), de bacilos Gram + aumenta la

probabilidad en 127.8 veces (p<0.05) (OR=1127.8) y de bacilos Gram – incrementa en

14.22 veces la probabilidad (P=0.043)(OR=14.22) de desarrollar la periodontitis

perirradicular refractaria. Siendo P<0.05 en todos los casos mencionados, hace que sean

estadísticamente significativos. Se asoció también que la probabilidad de que los tejidos

sanos presenten microorganismos es de 0.0074 veces ((p<0.05) (OR=0.0074)

(IC95%=0.0008-0.0712) lo cual también es estadísticamente significativo (Tabla 22, 23).

Adicionalmente, se realizó el análisis OR para asociar la presencia bacteriana en pacientes

sintomáticos del grupo experimental. Se determinó que la presencia bacteriana

determinada por el 16 S positivo en los tejidos perirradiculares aumenta la probabilidad en

2 veces para que los pacientes presenten síntomas (p=0.51) (OR=2) (IC95%= 0.12-22,95),

lo cual no fue estadísticamente significativo. Adicionalmente se realizó un análisis OR

para la asociación de los microorganismos identificados con la manifestación de síntomas

en los pacientes. La presencia de C. albicans aumentó en 0.733 veces la probabilidad

(p=0.65) (OR=0.733) (IC95%= 0.06-8.9) de presentar síntomas, de E. faecalis aumentó en

6.5 veces la probabilidad (p=0.201) (OR=6.5) (IC95%= 0.46-91.9) para desarrollar

síntomas, de cocos Gram + aumentó en 1.36 veces la probabilidad (p=0.0.657) (OR=1.36)

(IC95%=0.11-16.57), de cocos Gram – aumentó en 0.27 veces la probabilidad (p=0.0.225)

104

(OR=0.27) (IC95%=0.035-211), de bacilos Gram + aumentó en 1.11 veces la probabilidad

(p=0.66) (OR=1.11) (IC95%= 0.14-8.36) y de bacilos Gram – aumentó en 1.2 veces la

probabilidad (p=0.68) (OR=1.2) (IC95%= 0.082-16.4). De los valores de p mencionados

todos fueron mayores a 0.05 por lo que no fueron estadísticamente significativos (Tabla

22, 23).

Se asoció de la misma manera la presencia bacteriana con la dosis antibiótica que

recibieron los pacientes previo a la intervención quirúrgica. En este análisis se determinó

que los pacientes con profilaxis antibiótica presentan 1.36 veces más probabilidad de

presentar microorganismos en los tejidos perirradiculares enfermos que los pacientes que

recibieron una dosis igual o mayor a 24 horas, sin embargo (P=0.65) (OR=1.36) ) (IC95%=

0.11-16.57) por lo que esta asociación no fue estadísticamente significativa (Tabla 23).

Se calculó la media de tipo de microorganismos identificados en entre las muestras de

tejido enfermo y sano. El promedio en tejidos sanos fue 2.5 y en tejido sano fue 0.057 lo

cual analizado con la prueba T presentó (P=0.000001) siendo estadísticamente

significativo. Se calculó también la media de tipo de microorganismos entres las muestras

de pacientes asintomáticos y sintomático, la cual fue 2,53 y 2,47 respectivamente. P=0.7

por lo que no fue estadísticamente significativo (Tabla 25 y 26).

Además se calculó la sensibilidad especificidad de los métodos realizados en este

estudio para identificar la presencia de microbiota, en cuanto a la presencia bacteriana

reconocida en la tinción Gram y en el análisis molecular por medio de PCR, se estableció

una sensibilidad de 80% y especificidad del 97%. Por otro lado al comparar la

identificación de levaduras por medio de la tinción Gram y el análisis molecular de C.

albicans se estableció 5% de sensibilidad y 100% de especificidad (Tabla 27).

105

7.1.Gráficos de las electroforesis más representativas del estudio, se presentan los

resultados de muestras del grupo experimental y grupo control. L: Ladder

(+) : control positivo, (-) : control negativo y pb: número de pares de bases

Gráfico 1. Electroforesis b-Actina (297 pares de bases) muestras positivas en GC 3 4,

5, 6, 9 y en GE1, 2, 4, 5, 6, 7, 8, 10

Gráfico 2. Beta-Actina Grupo control muestras positivas en GC 13, 16, 17, 18, 19, 20,

22, 24, 25, 26, 27, 28, 29, 31, 32, 33, 34

Gráfico 3. B-actina grupo experimental, muestras positivas en GE 11, 12, 13, 14,15,

16, 17, 18, 19 y 20

Muestras Grupo Control

Muestras Grupo Experimental

Muestras Grupo Experimental

Muestras Grupo Control

L + -

L + -

L + - 1 2 3 4 5 6 7 8 9

L + - 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34

11 12 13 14 15 16 17 18 19 20

Muestras Grupo Control

297 pb

297 pb

297 pb

297 pb

Grupo Experimental

106

Gráfico 4. B-actina muestras diluidas del grupo control, positivas GC 1, 2, 7, 8, 10, 11,

12, 14, 15, 21, 23, 30 y grupo experimental positivas GE 5, 3, 9, 12

Gráfico 5. Grupo control resultados negativos de muestras GC 18, 19, 20, 21, 22, 23,

24, 25, 26, 27, 28, 29 para 16 s (1500 pares de bases)

Gráfico 6. Grupo control y experimental resultados positivos en muestras GE12, 14,

16,18, 19 y negativos en muestras GC12, 14, 16, 18 para el 16 s

1500 pb

1500 pb

Grupo Control Grupo Experimental

Muestras Grupo Control

Grupo Control Grupo Experimental

1 2 14 16 18 1 2 14 16 18 19

L + -

18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 L + -

L + - 1 2 7 8 10 11 12 14 15 21 23 30 5 3 9 12

297 pb

107

Gráfico 7. Grupo experimental resultados positivos en muestras GE2, 3, 4, 5, 6, 9, 11

para 16 s

1500 pb

GC31

Gráfico 9. Grupo Control, resultados negativos de muestras

GC1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17 para 16 s

Gráfico 8. Grupo control muestra GC31 única positiva para 16 s y Grupo experimental

muestras GE 1,2,3,4,9, 10, 11 positivas para 16 s

Grupo Experimental

1500 pb

Muestras Grupo Control

Muestras Grupo Experimental

GC31 1 2 3 4 9 10 11

L + -

L + -

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17

L + -

2 3 4 5 6 9 10 11

Grupo Experimental

1500 pb

108

Gráfico 10. Grupo experimental: resultados positivos de muestras GE 5, 11, 12 y 16

para Candida albicans (158 pares de bases)

Gráfico 11. Grupo experimental: 4 muestras GE 5, 11, 12 y 16 positivas para Candida

albicans y grupo control: muestras negativas GC1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15

para el mismo gen

Gráfico 12. Enterococcus faecalis, #2 muestras positivas del grupo experimental GE2

y GE9 (310 pares de bases)

Grupo Experimental

158 pb

Grupo Experimental Grupo Control

158 pb

310 pb

GE2 GE9

5 11 12 16 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 22 23 24 25 26

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 16 13 14 15 16 17 18 19 20 L + - +

L + -

L + -

109

7.1.Imágenes de la Tinción Gram: ausencia y presencia de microorganismos

pertenecientes al grupo experimental, se muestran los campos más relevantes de

los #1000 observados siendo #50 campos por cada muestra.

Imagen 1. SPE#11 grupo experimental, campo #4: presencia de bacilos Gram –

Imagen 2. SPE#8 grupo experimental, campo #8: presencia cocos Gram + y bacilos Gram

+

110

Imagen 3. SPE#2 grupo experimental, campo #3: presencia de bacilos Gram +, cocos

Gram + y cocos Gram -

Imagen 4. Magnificación de SPE#6 grupo experimental, campo #3: presencia de cocos

Gram + y Bacilos Gram +

111

Imagen 5. Magnificación de SPE#5 grupo experimental, campo #30: presencia de

cocos Gram + y cocos Gram -

Imagen 6. SPE#10 grupo experimental, campo #40: presencia de cocos Gram +,

bacilos Gram +

112

Imagen 7. SPE#16 grupo experimental, campo #38: presencia de cocos Gram +,

bacilos Gram + y bacilos Gram -

Imagen 8. Magnificación SPE#11 grupo experimental, campo #50: presencia de

cocos Gram +, cocos Gram -

113

Imagen 9. SPE#14 grupo experimental, campo #44: presencia de cocos Gram +,

bacilos Gram +

Imagen 10. SPE#19 grupo experimental, campo #46: presencia de cocos Gram +,

bacilos Gram +

114

Imagen 11. Magnificación SPE#19 grupo experimental, campo #46: presencia de

cocos Gram +, bacilos Gram +

Imagen 12. SPE#19 grupo experimental, campo #46: presencia de cocos Gram +,

bacilos Gram +

115

Imagen 13. SPE#7 grupo experimental, campo #34, ausencia de microorganismos en

todos los campos

Imagen 14. SPE#14 grupo experimental, campo #46: presencia de cocos Gram +, bacilos

Gram -

116

Imagen 15. Magnificación SPE#14 grupo experimental, campo #46: presencia de cocos

Gram +, bacilos Gram –

Imagen 16. Magnificación SPE#12 grupo experimental, campo #28: presencia de cocos

Gram +, bacilos Gram +

117

Imagen 17. SPE#16 grupo experimental, campo #23: presencia de cocos Gram +, bacilos

Gram +

Imagen 18. Magnificación SPE#16 grupo experimental, campo #23: presencia de cocos

Gram +, bacilos Gram + (Actinomyces)

118

Imagen 19. SPE#13 grupo experimental, campo #34, ausencia de microorganismos,

presenta artefacto en la tinción que sugiere que se provocó por el pus en el momento de

realizar el frotis

Imagen 21. SPE#17 grupo experimental, campo #18: ausencia de microorganismos

119

Imagen 22. Magnificación SPE#17 grupo experimental, campo #18: ausencia de

microorganismos, presencia varios polimorfoonucleares PMN

Imagen 23. SPE#20 grupo experimental, campo #18: presencia cocos Gram +

120

Imagen 24. SPE#14 grupo experimental, campo #13: presencia de cocos Gram +, cocos

Gram –

Imagen 25. SPE#19 grupo experimental, campo #43: bacilos Gram +

121

Imagen 26. Magnificación SPE#19 grupo experimental, campo #43: presencia de bacilos

Gram +

Imagen 27. SPE#18 grupo experimental, campo #23: presencia de cocos Gram +, cocos

Gram +

122

Imagen 28. SPE#2 grupo experimental, campo #22: presencia de cocos Gram +, bacilos

Gram +

Imagen 29. SPE#10 grupo experimental, campo #36: presencia de cocos Gram +, bacilos

Gram +

123

Imagen 30. Magnificación SPE#10 grupo experimental, campo #36: presencia de cocos

Gram +, bacilos Gram +

Imagen 31. SPE#11 grupo experimental, campo #18: presencia de cocos Gram +, bacilos

Gram +

124

Imagen 32. SPE#11 grupo experimental, campo #18: presencia de cocos Gram +, bacilos

Gram +

Imagen 33. Magnificación SPE#11 grupo experimental, campo #18: presencia de cocos

Gram +, presencia de gránulo azufre rodeado por bacilos Gram +

125

Imagen 34. SPE#3 grupo experimental, campo #4: presencia de cocos Gram +, bacilos

Gram +

Imagen 35. SPE#11 grupo experimental, campo #3: presencia de cocos Gram +, bacilos

Gram +

126

Imagen 36. SPE#8 grupo experimental, campo #2: presencia de cocos Gram +

Imagen 38. SPE#4 grupo experimental, campo #19: presencia de cocos Gram +

127

Imagen 39. SPE#19 grupo experimental, campo #15: presencia de cocos Gram +, bacilos

Gram + y células de defensa

Imagen 40. Magnificación SPE#19 grupo experimental, campo #15: presencia de cocos

Gram +, bacilos Gram +

128

Imagen 41. SPE#19 grupo experimental, campo #11: presencia de cocos Gram +, bacilos

Gram +

Imagen 42. Magnificación SPE#19 grupo experimental, campo #11: presencia de cocos

Gram +, bacilos Gram +

129

Imagen 43. SPE#11 grupo experimental, campo #7: bacilos Gram +

Imagen 44. Magnificación SPE#11 grupo experimental, campo #7: bacilos Gram +, cocos

Gram +

130

Imagen 45. Magnificación SPE#11 grupo experimental, campo #8: bacilos Gram +, cocos

Gram +

Imagen 46. Magnificación SPE#11 grupo experimental, campo #8: bacilos Gram +,

levaduras

131

Imagen 47. SPE#20 grupo experimental, campo #6: cocos Gram +, presencia de artefacto

posiblemente pus.

7.2.Tinción Gram: imágenes de campos con ausencia y presencia de microorganismos

132

del grupo control, se muestran los campos más relevantes de los 1750 campos

observados, #50 por cada muestra.

Imagen 48. SPE#31 grupo control, campo #22: presencia de cocos Gram – y cocos Gram

+

Imagen 49. Magnificación SPE#31 grupo control, campo #22: presencia de cocos Gram –

133

Imagen 50. SPE#6 grupo control, campo #14: ausencia de microorganismos en todos los

campos

Imagen 51. SPE# 19 grupo control, campo #12: ausencia de microorganismos en todos los

campos

134

Imagen 52. SPE# 24 grupo control, campo #45: ausencia de microorganismos en todos los

campos

Imagen 53. SPE# 26 grupo control, campo #9: ausencia de microorganismos en todos los

campos

135

Imagen 54. SPE# 29 grupo control, campo #47: ausencia de microorganismos en todos los

campos, presencia de células de defensa

Imagen 53. SPE# 30 grupo control, campo #10: ausencia de microorganismos en todos los

campos

136

Imagen 54. SPE#34 grupo control, campo #39: ausencia de microorganismos en todos los

campos observados

137

7.3.Tablas y gráficos de los resultados de la investigación

Tabla 16. Características del grupo Experimental #20 muestras (Tejido con lesión

periapical)

*B-Actina: corresponde al PCR realizado para verificar la presencia de ADN

a Tiempo del antibiótico ≥ 24h : igual o más de 24 horas

SPGE # Pieza Género Edad Antibiótico

Tipo

antibiótico

tiempo

antibiótico B- Actina *

SPE1 4.4 M 64 SI sultamicilina ≥ 24h a

positivo

SPE2 2.2 F 28 SI sultamicilina profiláctica positivo

SPE3 1.2 F 28 SI sultamicilina profiláctica positivo

SPE4 1.3 F 21 SI sultamicilina ≥ 24h a

positivo

SPE5 1.2 F 21 SI sultamicilina ≥ 24h a

positivo

SPE6 1.5 F 28 SI sultamicilina ≥ 24h a

positivo

SPE7 2.5 F 30 SI sultamicilina ≥ 24h a

positivo

SPE8 2.5 M 26 SI sultamicilina ≥ 24h a

positivo

SPE9 1.2 M 43 SI sultamicilina ≥ 24h a

positivo

SPE10 1.1 M 42 SI sultamicilina ≥ 24h a

positivo

SPE11 2.4 F 58 SI sultamicilina ≥ 24h a

positivo

SPE12 2.4 F 65 SI sultamicilina profiláctica positivo

SPE13 2.1 F 58 SI sultamicilina profiláctica positivo

SPE14 4.4 F 60 SI sultamicilina ≥ 24h a

positivo

SPE15 2.5 F 60 SI sultamicilina ≥ 24h a

positivo

SPE16 3.1 F 61 SI sultamicilina ≥ 24h a

positivo

SPE17 3.2 F 61 SI sultamicilina ≥ 24h a

positivo

SPE18 3.3 F 61 SI sultamicilina profiláctica positivo

SPE19 1.5 F 62 SI sultamicilina profiláctica positivo

SPE20 2.5 F 29 SI sultamicilina ≥ 24h a

positivo

Porcentaje

F=80%

(16)

Positivo=100%

(20)

M= 20%

(4)

138

Tabla 17. Identificación de presencia de microorganismos del grupo Experimental en

1000 campos observados, #50 por cada muestra

SPGE #

Presencia

Micro

Ausencia

Micro

Cocos

G -

Cocos

G +

Bacilos

G-

Bacilos

G + Levaduras

SPE1 35 15 5 33 0 2 0

SPE2 11 39 0 12 0 3 0

SPE3 25 25 25 22 0 3 0

SPE4 24 26 1 24 0 1 0

SPE5 26 24 3 26 0 0 0

SPE6 27 23 1 24 0 2 0

SPE7 0 50 0 0 0 0 0

SPE8 49 1 2 49 0 3 0

SPE9 37 13 0 33 0 4 0

SPE10 50 0 13 50 0 34 0

SPE11 29 21 3 23 2 5 1

SPE12 49 1 10 46 0 45 0

SPE13 0 50 0 0 0 0 0

SPE14 48 2 11 48 2 3 0

SPE15 0 50 0 0 0 0 0

SPE16 50 0 17 48 1 13 0

SPE17 0 50 0 0 0 0 0

SPE18 26 24 2 26 0 0 0

SPE19 35 15 8 24 0 11 0

SPE20 18 32 3 16 0 0 0

Total

campos 539 461 104 504 5 129 1

Porcentaje 54% 46% 10% 50% 1% 13% 0,1%

139

Tab

la18. G

rup

o E

xp

erim

enta

l: r

esu

ltad

os

y a

soci

aci

ón

de

mic

roorg

an

ism

os

pre

sen

tes

en t

inci

ón

Gra

m y

PC

R

(+)

: res

ult

ad

o p

osi

tivo, (-

) :

res

ult

ad

o n

egati

vo, # M

* :

nú

mer

o d

e m

icro

org

an

ism

os

iden

tifi

cad

os

140

Tabla 19. Características del grupo control #35 muestras (Tejido sin lesión periapical)

*B-Actina: corresponde al PCR realizado para verificar la presencia de ADN

a Tiempo del antibiótico ≥ 24h : igual o más de 24 horas

SPGC # Pieza Género Edad Antibiótico

Tipo

Antibiotico

tiempo

Antibiótico Beta Actina *

SPE1 1.8 F 21 si sultamicilina ≥ 24h a

positivo

SPE2 2.8 F 21 si sultamicilina ≥ 24h a positivo

SPE3 2.8 F 18 no ninguno ninguno positivo

SPE4 1.8 M 22 si sultamicilina profiláctica positivo

SPE5 2.8 M 22 si sultamicilina profiláctica positivo

SPE6 1.8 F 22 si sultamicilina profiláctica positivo

SPE7 2.8 F 24 si sultamicilina profiláctica positivo

SPE8 1.8 M 20 si sultamicilina profiláctica positivo

SPE9 2.8 M 20 si sultamicilina profiláctica positivo

SPE10 2.8 F 19 si sultamicilina profiláctica positivo

SPE11 1.8 F 19 si sultamicilina profiláctica positivo

SPE12 1.8 M 21 SI sultamicilina profiláctica positivo

SPE13 2.8 M 21 SI sultamicilina profiláctica positivo

SPE14 1.8 M 31 SI sultamicilina profiláctica positivo

SPE15 2.8 M 31 SI sultamicilina profiláctica positivo

SPE16 2.8 F 22 si sultamicilina ≥ 24h a positivo

SPE17 2.8 M 21 SI sultamicilina ≥ 24h a positivo

SPE18 1.8 F 31 si sultamicilina ≥ 24h a positivo

SPE19 2.8 M 20 SI sultamicilina ≥ 24h a positivo

SPE20 1.8 M 18 SI sultamicilina ≥ 24h a positivo

SPE21 2.8 M 18 SI sultamicilina ≥ 24h a positivo

SPE22 1.8 F 18 no ninguno ninguno positivo

SPE23 1.8 F 18 si amoxicilina ≥ 24h a positivo

SPE24 2.8 F 18 si amoxicilina ≥ 24h a positivo

SPE25 1.8 M 19 SI sultamicilina profiláctica positivo

SPE26 2.8 M 19 si sultamicilina profiláctica positivo

SPE27 2.8 M 18 si sultamicilina profiláctica positivo

SPE28 2.8 M 22 SI sultamicilina profiláctica positivo

141

SPE29 1.4 F 18 NO ninguno ninguno positivo

SPE30 2.4 F 18 NO ninguno ninguno positivo

SPE31 1.4 F 20 no ninguno ninguno positivo

SPE32 2.4 F 20 no ninguno ninguno positivo

SPE33 2.8 M 20 si sultamicilina ≥ 24h a positivo

SPE34 1.8 F 22 SI sultamicilina ≥ 24h a positivo

SPE35 2.8 F 23 si sultamicilina profiláctica positivo

Porcentaje

F=

51.4%

(18)

Positivo=100%

(35)

M=

48.6%

(17)

Tabla 20. Tinción Gram: Identificación de presencia de microorganismos del grupo

control en 1750 campos observados, #50 por cada muestra

SPGC #

Presencia

Micro

Ausencia

Micro Cocos G -

Cocos G

+ Bacilos G - Bacilos G + Levaduras

SPE1 0 50 0 0 0 0 0

SPE2 0 50 0 0 0 0 0

SPE3 0 50 0 0 0 0 0

SPE4 0 50 0 0 0 0 0

SPE5 0 50 0 0 0 0 0

SPE6 0 50 0 0 0 0 0

SPE7 0 50 0 0 0 0 0

SPE8 0 50 0 0 0 0 0

SPE9 0 50 0 0 0 0 0

SPE10 0 50 0 0 0 0 0

SPE11 0 50 0 0 0 0 0

SPE12 0 50 0 0 0 0 0

SPE13 0 50 0 0 0 0 0

SPE14 0 50 0 0 0 0 0

SPE15 0 50 0 0 0 0 0

SPE16 0 50 0 0 0 0 0

142

SPE17 0 50 0 0 0 0 0

SPE18 0 50 0 0 0 0 0

SPE19 0 50 0 0 0 0 0

SPE20 0 50 0 0 0 0 0

SPE21 0 50 0 0 0 0 0

SPE22 0 50 0 0 0 0 0

SPE23 0 50 0 0 0 0 0

SPE24 0 50 0 0 0 0 0

SPE25 0 50 0 0 0 0 0

SPE26 0 50 0 0 0 0 0

SPE27 0 50 0 0 0 0 0

SPE28 0 50 0 0 0 0 0

SPE29 0 50 0 0 0 0 0

SPE30 0 50 0 0 0 0 0

SPE31 4 46 1 3 0 0 0

SPE32 0 50 0 0 0 0 0

SPE33 0 50 0 0 0 0 0

SPE34 0 50 0 0 0 0 0

SPE35 0 50 0 0 0 0 0

Total

Campos 4 1746 1 3 0 0 0

Porcentaje 0,23% 99,8% 0,1% 0,3% 0% 0% 0%

143

Tab

la21. G

rup

o C

on

trol:

res

ult

ad

os

y a

soci

aci

ón

de

mic

roorg

an

ism

os

pre

sen

tes

en t

inci

ón

Gram

y P

CR

(+)

: res

ult

ad

o p

osi

tiv

o, (-

) :

res

ult

ad

o n

egati

vo, # M

* :

nú

mer

o d

e m

icro

org

an

ism

os

iden

tifi

cad

os

144

Gráfico 13. Grupo Experimental: % Presencia Microorganismos Tinción Gram

Gráfico 14. Grupo Control: % Presencia Microorganismos Tinción Gram

80%

20%

Grupo Experimental: Presencia Microorganismos

Tinción Gram

PresenciaMicroorganismos

AusenciaMicroorganismos

3%

97%

Grupo Control: Presencia Microorganismos Tinción Gram

PresenciaMicroorganismos

AusenciaMicroorganismos

145

Gráfico 15. Grupo Experimental: % Microorganismos identificados en tinción Gram

14%

68%

1%

17% 0,1%

Grupo Experimental: % Microorganismos identificados en tinción Gram

cocos gram -

cocos gram +

bacilos gram -

bacilos gram +

levaduras

146

0%10%20%30%40%50%60%70%80%90%

100%

B-actina+

16 s + C.albicans

E.faecalis

G. Control 100% 3% 0% 0%

G. Experimental 100% 80% 20% 15%

PCR: Grupo Control vs Grupo Experimental

Po

rcen

taje

de

mu

estr

as +

Gráfico 16. PCR Grupo Control vs Grupo Experimental

147

Tabla 22. Análisis OR: asociación de presencia de bacteriana (16 s positivo) con

diferentes parámetros clínicos

Asociación con: OR

(Intervalo de

confianza IC95%)

Prueba exacta de

Fisher

Estadísticamente

significativo

P < 0.05

Periodontitis

periapical refractaria

136

IC= 14.6-317

0.0000000025 0.0000000025< 0.05

+

Pacientes

sintomáticos

2

IC=0.12-22,95

0.51 0.51 >0.05

*

Pacientes

asintomáticos

0.5

IC=0.043-5.73

0.51 0.51 >0.05

*

Profilaxis antibiótica 1.36

IC= 0.11-16.57

0.65 0.65 >0.05

*

Dosis antibiótica

≥ 24h

0.733

IC= 0.06-8.9

0.65 0.65 >0.05

*

Tejidos sanos 0.0074

IC= 0.0008-0.0712

0.0000000025 0.0000000025< 0.05

+

+ Significativo estadísticamente

*No significativo estadísticamente

148

Tabla 23. Análisis OR: asociación de los microrganismos indentificados como factor

causal de la periodontitis periapical refractaria

Microorganismo OR

(Intervalo de

confianza IC95%)

Prueba exacta de

Fisher

Estadísticamente

significativo

P < 0.05

C. albicans 19.36 0.014 0.014< 0.05

+

E. faecalis 14.22 0.043 0.043< 0.05

+

Cocos Gram + 136

IC=14-317

0.0000000025 0.0000000025< 0.05

+

Cocos Gram - 79

IC=8,7-720

0.000000115 0.000000115< 0.05

+

Bacilos Gram + 127.8 0.000000053 0.000000053< 0.05

+

Bacilos Gram - 14.22 0.043 0.0435< 0.05

+

+ Significativo estadísticamente

149

Tabla 24. Análisis OR: asociación de microorganismos identificados con presencia de

síntomas

Microorganismo OR

(Intervalo de

confianza IC95%)

Prueba exacta de

Fisher

Estadísticamente

significativo

P < 0.05

C. albicans 0.733

IC=0.06-8.9

0.65 0.65 >0.05

*

E. faecalis 6.5

IC=0.46-91.9

0.201 0.201>0.05

*

Cocos Gram + 1.36

IC= 0.11-16.57

0.657 0.657 >0.05

*

Cocos Gram - 0.27

IC=0.035-211

0.225 0.22>0.05

*

Bacilos Gram + 1.11

IC= 0.14-8.36

0.664 0.66 >0.05

*

Bacilos Gram - 1.2

IC= 0.082-16.4

0.68 0.68>0.05

*

*No significativo estadísticamente

150

Tabla 25. Media microorganismos identificados en Grupo experimental y control

Media microorganismos

identificados: muestras del

grupo experimental

Media microorganismos

identificados: muestras del

grupo control

Prueba T

P<0.05

2.5 0.057 0.0000001<0.05

(significativo)

Tabla 26. Media microorganismos identificados en pacientes sintomáticos y

asintomáticos

Media microorganismos

identificados: muestras de

pacientes sintomáticos

Media microorganismos

identificados: muestras de

pacientes asintomáticos

Prueba T

P<0.05

2.47 2.53 0.7769

(no significativo)

151

Tabla 27. Análisis de sensibilidad y especificidad de PCR vs tinción Gram

Análisis sensibilidad vs

especificidad

PCR 16S (Prueba estándar

de oro)

Tinción Gram presencia

bacteriana

Enfermos Sanos Totales + y -

Positivos 16 1 17

Negativos 4 34 38

Total 20 35

Sensibilidad 80%

Especificidad 97%

PCR Candida albicans

(Prueba estándar de Oro)

Tinción Gram presencia

levaduras

Enfermos

Sanos

Totales + y -

Positivos 1 0 1

Negativos 19 35 54

Total 20 35

Sensibilidad: 5%

Especificidad: 100%

152

8. DISCUSIONES

Cabe recalcar que a pesar de la controversia existente sobre la presencia de microbiota

en los tejidos perirradiculares reportada por autores como Nair, Zuolo, Waltimo, Cohen,

ente otros, este estudio corrobora la presencia positiva de microorganismos en el 80% es

decir la mayoría de las muestras de tejidos periapicales con lesión de pacientes tanto

sintomáticos como asintomáticos con dosis antibiótica previa. De la misma manera

evidencia la presencia de C. albicans en el 20% de las muestras de tejidos enfermos y en

el 15% la presencia de E. faecalis de los mismos tejidos. La presencia de microorganismos

en el 80% de muestras de este estudio corrobora la observación de estudios anteriores

sobre la presencia de microorganismos similares en los mismos tipos de lesión. Por

ejemplo Stewart y Corteson, 2001 aplicando tecnologías moleculares tales como la

reacción en cadena de la polimerasa (PCR) reportan microorganismos en 35 de 36

muestras (97%) tomadas de tejido con lesión. Por su lado, Subramanian y Mickel, 2009

encuentran que 27 de 33 muestras de tejido enfermo (81%) revelan presencia de

microbiota, además Sunde et al, 2000 reporta que 34 de las 34 muestras (100%) de

lesiones asintomáticas presentan microorganismos y Saber et al, 2012 por medio de la

técnica de pirosecuenciamiento 454 lo reporta en 7 de las 15 muestras (54%) de lesiones

sintomáticas y asintomáticas. Cabe resaltar que todos los estudios mencionados no

contaron con un grupo control de tejidos sanos por lo cual solo revelaron la presencia de

microbiota pero no la pudieron establecer como factor causal de la enfermedad. En general

los otros estudios establecen la frecuencia de microorganismos encontrados pero en los

mismos se detalla que no se ha establecido el rol de la microbiota encontrada con la

etiopatogenia de la enfermedad. Al ser uno de los objetivos de este estudio identificar la

presencia de bacterias y levaduras en los tejidos enfermos para asociarla como un factor

153

causal de la lesión, se optó por agregar el grupo control de tejidos sanos a fin de dar el

parámetro de comparación para realizar el análisis OR y establecer el factor de riesgo de la

enfermedad. El análisis de los resultados de este estudio demuestra que al comparar la

presencia de microorganismos entre las muestras de tejido sano y tejido enfermo se pudo

establecer que la microbiota en los tejidos perirradiculares lesionados es un factor causal

de la enfermedad. Esto se revela en el análisis OR que asocia la presencia bacteriana y de

Candida albicans en los tejidos enfermos con el incremento de riesgo para la persistencia

de la lesión. Se estableció consiguientemente que la presencia bacteriana aumenta en 136

veces la probabilidad de desarrollar la periodontitis periapical refractaria. Además, la

presencia bacteriana específica aumentó la probabilidad de desarrollar la enfermedad de la

siguiente manera: E. faecalis en 14.22 veces, cocos Gram + en 136 veces, cocos Gram – en

79 veces, bacilos Gram + en 127.8 veces, bacilos Gram – en 14.22 veces y C. albicans que

es una levadura en 19.36 veces. Como se detalló anteriormente en los resultados todas

estas asociaciones fueron estadísticamente significativas ya que P<0.05. Con lo

mencionado anteriormente se puede establecer que la presencia de microorganismos en los

tejidos perirradiculares es un factor de riesgo para la persistencia de la periodontitis

periapical, esto involucra a los microorganismos encontrados en la fisiopatología de la

enfermedad. En estudios similares no se comparó la presencia de microbiota entre tejidos

sanos y enfermos, es decir no se tomó en cuenta un grupo control por lo que no se

estableció la relación causal antes mencionada.

154

Al comparar las muestras de tejido sano con las de tejido enfermo también se consiguió

verificar que el protocolo seguido a fin de evitar la contaminación de la muestra con la

microbiota del medio oral fue correcta ya que 97% de las muestras de tejido sano no

mostraron presencia de microorganismos tanto en la tinción Gram como en la

identificación molecular con PCR. El 3% o 1 muestra de las 35 del grupo control reveló la

presencia de microorganismos, esto de acuerdo a los otros resultados de la investigación se

puede deducir que fue por un error en el momento de tomar la muestra en la que pudo

contaminarse al tener contacto con saliva, dientes, lengua o mucosa del paciente.

Se hizo también un análisis sobre la toma de antibiótico previo a la cirugía, uno de los

objetivos del estudio fue determinar si la dosis de antibiótico recibido ya sea profilaxis

antibiótica o una dosis igual o mayor a 24 horas podría afectar la presencia e índice de

microorganismos en las muestras. En 20 o 100% de las muestras de tejido enfermo los

pacientes recibieron antibiótico antes de la cirugía, de las cuales 16 presentaron

microorganismos. Se hizo un análisis de la dosis antibiótica frente a la presencia bacteriana

y se determinó que la toma profiláctica de antibiótico tiene una probabilidad 1.36 veces

mayor de presentar bacterias en las muestras de tejidos enfermos que la toma de antibiótico

por un tiempo mayor o igual a 24 horas. Sin embargo esta probabilidad no fue

estadísticamente significativa. En varios estudios similares, el criterio de exclusión de la

muestra fueron pacientes que hayan recibido dosis antibiótica previa a la cirugía

perirradicular (Saber, 2012), (Signoretti, 2013), sin embargo el presente estudio incluyó

pacientes con toma de antibiótico y como los resultados lo demuestran igual se pudo

identificar presencia bacteriana en los tejidos enfermos de todos los pacientes que tomaron

sultamicilina antes de la intervención. Estos resultados se ven apoyados en otros estudios

semejantes que también incluyeron en la muestras pacientes con toma de antibiótico

155

previa como el de Sunde (2002) y el mencionado por Fouad (2009) lo cuales presentaron

presencia de microbiota.

La identificación de E. faecalis en las lesiones periapicales refractarias es referida por

otros estudios como el de Subramanian & Mickel, 2009 que reportó que E. faecalis fue la

especie de mayor incidencia en las muestras con el 14.6%, también el estudio de Siqueira

y Rocas señaló a E. faecalis como el mayor responsable de la persistencia de la lesión

periapical y fue identificado en 64% de la muestras (2004). Igualmente, otros estudios

reportan la presencia de esta bacteria en el 75% (Socransky, 2002), en el 64% (Stewart,

2001), en el 75% (Sunde, 2012) y en el 74% de las muestras (Sedgley et al, 2006).

En cuanto a la presencia de C. albicans, esta especie también está identificada en

varias investigaciones de lesiones periapicales refractarias. En el estudio de Zang (2010)

se manifiesta en 80% de las muestras, en el estudio de Sunde (2002) en el 75%, en el

estudio de Socransky (2002) en el 75% de las muestras, en el estudio de Peciuliene (2001)

en el 50% y en el 9% de las muestras en el estudio de Siquiera & Rocas (2004). A pesar de

los estudios mencionados, otros como el de Baumgartner (2000) y Waltimo (2003) no

encontraron presencia de esta levadura en las muestras de lesiones periapicales refractarias.

Esto se contradice con el presente estudio en el que se identificó en el 20% de las muestras

presencia de C. albicans. Aparte de lo mencionado, la presencia de C. albicans y E.

faecalis en este tipo de lesión es referida por el estudio de Stewart y Corterton (2001) que

manifiesta que en 5 de 8 muestras de tejidos periapicales de pacientes que recibieron

antibiótico previo a la cirugía se identificaron C. albicans, E. faecalis, especies de

Pseudomonas y Estafilococcos (Fouad, 2009). Esto hace referencia a la investigación

presente ya que todas las muestras positivas tanto para E. faecalis como para C. albicans

156

fueron tomadas de pacientes que recibieron antibiótico previo a la intervención quirúrgica.

Además de las referencias que enfatizan y mencionan el rol de C. albicans y E. faecalis en

la persistencia de la lesión periapical refractaria, es importante destacar que su presencia y

resistencia se debe a sus factores de virulencia por lo que también fueron seleccionados

para ser identificados en este estudio. Entre las características de C. albicans se destacan su

capacidad de adaptarse en diferentes medios incluso anaerobios a pesar de su naturaleza

aerobia, la producción de proteasas, producción de proteinasas SAPS (Secreted Aspartyl

Proteases), secreción de fosfolipasas, su polimorfismo, su habilidad de adherencia a

diversas superficies epiteliales, su capacidad de coagregarse con otros microorganismos lo

cual se corrobora también en este estudio ya que las cuatros muestras positivas para C.

albicans se asocian con la presencia de cocos Gram + y cocos Gram -. Aparte de lo

mencionado, también tienen la facultad de formar biofilm con diversos microorganismos

lo cual hace más difícil la penetración de los medicamentos y acción de las células de

defensa hacia el organismo. Por otro lado las características de E. faecalis que le hacen uno

de los principales candidatos para la persistencia de la lesión es su capacidad para estar en

pHs altos que le hace resistente a los medicamentos utilizados en el tratamiento, también

presenta diversos factores de virulencia como: proteínas de superficie, serina proteasa,

proteínas de unión al colágeno y de adherencia. Además secreta gelatinasa y citolisinas,

produce super-óxido lo cual favorece a las infecciones mixtas y tiene la facultad de

transferir copias de sí mismos de una célula bacteriana a otra por medio de péptidos los

cuales están involucrados en la diseminación de la resistencia antibiótica (Fouad, 2009).

Esto también se puede ver reflejado en este estudio ya que se presentó E. faecalis en 3

muestras de tejido enfermo a pesar de que los pacientes recibieron antibiótico y también se

asoció esta especie con la presencia de bacilos Gram + en todas las muestras lo cual

157

verifica su capacidad de coagregarse con otra microbiota. Adicionalmente, una muestra del

estudio correspondiente a tejido enfermo (SPE12) dio resultados positivos para C. albicans

y E. faecalis en el análisis molecular y la tinción Gram reflejó la asociación de estos

microorganismos con cocos Gram ´+, cocos Gram – y bacilos Gram + demostrando

nuevamente la capacidad de coagregarse de las dos especies (tabla 21).

Por otro lado, 4 o el 20% de muestras de tejido enfermo no amplificaron para el 16 S

ni para el gen de C. albicans, tampoco revelaron presencia de microorganismos en la

tinción Gram lo cual puede deberse a que la persistencia de la lesión se haya provocado por

otros factores que no involucren microorganismos en los tejidos periapicales. Estos como

se mencionan anteriormente pueden ser por la presencia de cristales de colesterol en los

tejidos apicales, por la presencia de un quiste verdadero o por la presencia microbiana

dentro de los conductos obturados lo cual causa el fracaso del tratamiento endodóntico

(Zuolo, M. et al, 2012).

Para determinar el número de microorganismos identificados en las muestras, se

calculó también la media de tipos de microorganismos en los tejidos enfermos la cual fue

2.57. Este valor fue estadísticamente significativo con lo que se puede establecer que en las

lesiones periapicales refractarias se presentó más de un tipo microorganismo y se observó

de 2 a 5 tipos de microrganismos, pertenecientes a la familia de cocos Gram +, cocos Gram

-, bacilos Gram +, bacilos Gram – y levaduras. De estos predominó la presencia de cocos

Gram + en 80% de los casos, cocos Gram – en el 70%, bacilos Gram + en el 65%, bacilos

Gram - en el 15% y C. albicans en 15% de los casos. De acuerdo a lo anterior, 40% de las

muestras asoció 3 tipos de microorganismos, 20% presentó 2 tipos, 10% presentó 4 tipos y

10% reveló 5 tipos de microorganismos. Lo establecido anteriormente determina la

158

naturaleza poli-microbiana de la lesión periapical refractaria lo cual tiene una gran

relevancia clínica tanto en el tratamiento intaconducto como en el antibiótico. Se calculó

también la media de microorganismos en pacientes asintomáticos y sintomáticos, las cuales

fueron 2,53 y 2,47 respectivamente. Sin embargo, estos valores no fueron estadísticamente

significativos ya que p>0.05

En cuanto a los pacientes sintomáticos, se realizó un análisis OR para establecer la

asociación de los microorganismos identificados con la presencia de síntomas. Todos los

microorganismos aumentaron la probabilidad de presentar síntomas, sin embargo ninguna

de estas probabilidades fue estadísticamente significativa con lo que no se pudo establecer

que la presencia de microbiota específica es un factor causal de síntomas.

Se analizó también la especificidad y sensibilidad de las técnicas utilizadas en este

estudio para identificar los microorganismos, se relacionó la tinción Gram con el análisis

molecular por medio de PCR y se estableció que la tinción Gram en cuanto a la presencia

bacteriana presentó una sensibilidad de 80% lo cual demuestra la capacidad de la tinción

Gram de identificar la presencia de bacterias en tejidos enfermos es decir los verdaderos

positivos. La especificidad del 97% demuestra la capacidad de la técnica de identificar los

tejidos sanos es decir los verdaderos negativos. Al ser los dos valores altos se puede decir

que la validez de la tinción Gram frente al PCR es aceptada como prueba de identificación

de bacterias. Por otro lado al comparar la identificación de levaduras por medio de la

tinción Gram con el análisis molecular de C. albicans se estableció 5% de sensibilidad y

100% de especificidad. Esto demuestra que la capacidad de la técnica de identificar

levaduras en los tejidos enfermos fue baja es decir no identificó adecuadamente los

verdaderos positivos. Sin embargo la sensibilidad de la técnica fue del 100% lo cual

demuestra la alta capacidad de identificar los tejidos sanos sin presencia de levaduras es

159

decir los verdaderos negativos. La sensibilidad tan baja en cuanto al reconocimiento de

levaduras en los tejidos enfermos puede deberse a que el observador no identificó la

presencia de este microorganismo en las muestras, como se conoce C. albicans es

polimórfica lo cual hace que no sea tan fácil determinar una forma constante de la

levadura. Esto hace que se pueda presentar de diversas maneras dificultando el

reconocimiento de la misma en el estudio.

Con lo discutido anteriormente, a pesar de que en el año 1939 el investigador

Kronfeld mencionó que “un granuloma no es un área donde las bacterias viven, sino un

lugar en el que son destruidas” (Fouad, 2009), en la actualidad las avanzadas técnicas

moleculares han logrado identificar no solo un tipo de microorganismo sino varios en las

lesiones refractarias con lo que se determina la naturaleza polimicrobiana de la persistencia

de la lesión. Sin embargo, a pesar de los estudios que corroboran la presencia bacteriana en

los tejidos enfermos y consecuentemente su capacidad de adaptación y de causar

inflamación en los tejidos, varios autores se niegan a aceptar estos resultados sosteniendo

su posición en que los estudios que muestran presencia de microorganismos no

seleccionaron los casos adecuadamente, contaminaron las muestras con el medio oral, no

se diferenciaron microorganismos viables con las técnicas moleculares y que ciertas

bacterias pudieron ser trasladadas del interior de los conductos hacia los tejidos durante la

intervención quirúrgica. Entre estos autores se destacan Iwy, Wasfy, Vigil, Abou-Rass,

Bogen, Zuolo y Nair. Nair publica en varios artículos su posición e incluso es citado por

autores como Zuolo en su libro “Reintervención en Endodoncia” en el que destaca que

Nair “considera válido aun el concepto de que generalmente las lesiones apicales no

albergan bacterias en su interior” (Zuolo, M. et al, 2012). Se establece en esta posición que

solo en las siguientes situaciones se puede encontrar presencia de microorganismos en los

160

tejidos periapicales: contaminación de los tejidos perirradiculares por fístulas o bolsas

periodontales, casos de exacerbaciones en las que el proceso crónico se agudiza

presentando síntomas, por materiales extruidos en la región apical y por presencia de

Actinomices y Propionibacterium por su habilidad de adaptarse y colonizar los tejidos

perirradiculares. Con lo establecido según la posición de Nair se enmarca aún más la

controversia sobre este tema, en el que diversos autores y estudios tienen posiciones

diferentes en cuanto a la presencia de microorganismos en los tejidos perirradiculares y su

rol fisiopatológico con la enfermedad. Por lo tanto el presente estudió se realizó con los

siguientes criterios para comprobar la presencia de microbiota en los tejidos periapicales y

darle a esta una relación causal con la enfermedad:

• Se excluyó de las muestras piezas dentales con caries, fracturas, restauraciones

inadecuadas, lesiones periodontales, materiales extruidos en la región apical y

fístulas lo cual puede contaminar la muestra como lo establece Nair.

• Los pacientes realizaron enjuagues con gluconato de clorhexidina al 0.12% y

también se realizó limpieza de la zona quirúrgica con la misma substancia al 0.2%

a fin de evitar la contaminación de la muestra con el medio oral como establecen

otros autores que fue la falla en la toma de muestras.

• Se incluyó las muestras de pacientes tanto asintomáticos como sintomáticos a fin de

comprobar que no hay presencia bacteriana solo en exacerbaciones o

agudizaciones de la enfermedad.

• Se determinó la viabilidad de los microorganismos identificados con el PCR por

medio de la tinción Gram la cual revela microorganismos vivos ya que conservan

sus membranas celulares, esto se hizo a fin de contrarrestar la posición que las

técnicas moleculares no puede identificar entre el ADN de microorganismos vivos

161

y muertos.

• Se identificó molecularmente microorganismos específicos como C. albicans y E.

faecalis para comprobar que no solo especies como Actinomyces y

Propionibacterium son lo suficientemente patógenas para adaptarse y establecerse

en un medio como los tejidos perirradiculares.

• Se incluyó en el estudio un grupo control de tejidos sanos con el objetivo de

compararlos con los tejidos enfermos y establecer así que la presencia microbiana

en estos tejidos es un factor de riesgo para el desarrollo y persistencia de la

enfermedad.

Con lo anteriormente expuesto se demuestra que a pesar de que todos los parámetros

de Nair fueron respetados y que se modificó el protocolo del estudio en base a las críticas

de varios autores en la toma de muestra y proceso de las mismas, se reconoció la presencia

de microorganismos en la mayoría de casos periapicales refractarios tanto sintomáticos

como asintomáticos. Adicionalmente, se identificó la naturaleza polimicrobiana de esta

infección y se estableció que la presencia de microbiota es un factor causal para la

persistencia de la lesión. Cabe recalcar que varias investigaciones de autores como Saber,

Signoretti, Siqueira, Wang entre muchos otros apoyan los resultados y análisis de este

estudio. La controversia sobre este tema seguramente continuará, sin embargo más

relevante que defender una posición es seguir con la investigación en este campo por

medio de las nuevas técnicas moleculares las cuales nos presentaran un nuevo panorama

sobre la verdadera microbiología relacionada a las infecciones de origen endodóntico.

162

9. CONCLUSIONES

En el presente estudio “Análisis molecular y asociación causal de microorganismos

presentes en lesiones periapicales refractarias al tratamiento endodóntico”, se comprobó la

hipótesis planteada que establece que las lesiones periapicales refractarias al tratamiento

endodóntico que han sido resecadas en cirugía perirradicular si van a mostrar presencia de

microorganismos en los tejidos extra radiculares al momento de realizar la tinción Gram y

análisis molecular de ADN bacteriano, por el contrario los tejidos que no presenten lesión

no tendrán presencia de microorganismos.

La verificación de la hipótesis se hizo cumpliendo con el objetivo general que fue

demostrar la presencia e identificar el tipo de microorganismos en las lesiones periapicales

refractarias al tratamiento endodóntico. Los objetivos específicos de esta investigación

también fueron alcanzados ya que se comparó la frecuencia de presencia bacteriana en los

tejidos periapicales entre pacientes con lesión y sin lesión periapical refractaria, se

comprobó que la presencia de los microrganismos identificados es un factor causal para la

prevalencia de la enfermedad, se estableció que el ADN de los microorganismos

identificados en las muestras es viable mediante la tinción Gram, se comparó el índice y

presencia de microorganismos entre pacientes sintomáticos y asintomáticos con lesión

periapical refractaria, también se comparó el índice y presencia de microorganismos entre

pacientes con profilaxis antibiótica y antibiótico terapia mayor o igual a 24 horas y

finalmente se identificó en los tejidos perirradiculares enfermos la presencia de

microorganismos como Candida albicans y Enterococcus faecalis reportados según varios

estudios como principales causantes del fracaso endodóntico.

163

En conclusión a pesar de que el punto de vista tradicional de la endodoncia establece

que en la mayoría de casos las lesiones perirradiculares principalmente asintomáticas no

deben manifestar presencia de microbiota, esta investigación revela la presencia de una

infección de naturaleza polimicrobiana en la que predominan los cocos Gram +, cocos

Gram – y bacilos Gram + en casos tanto asintomáticos como sintomáticos de lesiones

refractarias, lo cual al comparar con la presencia casi nula de microorganismos en tejidos

sanos se puede establecer que es un factor causal de la persistencia de la lesión. Al

comprobar que la presencia de microorganismos es un factor predisponente para las

lesiones periapical refractarias, es indispensable que se tome en cuenta la naturaleza poli-

microbiana de este tipo de infección y su relevancia clínica para los pacientes. Al

establecerse que tan solo el 50% de la flora oral puede ser cultivaba, es esencial que las

técnicas de investigación en microbiología oral se expandan y recurran a las técnicas

moleculares más avanzadas las cuales nos ayudaran a identificar varias especies de

microorganismos que antes no se tomaban en cuenta dando como resultado que los

especialistas puedan desarrollar mejores tratamientos tanto clínicos como antibióticos.

Todo esto a fin de contrarrestar la proliferación de microorganismos en los tejidos

perirradiculares y prevenir la enfermedad.

164

10. RECOMENDACIONES

Los futuros estudios de los factores etiológicos de la periodontitis periapical refractaria

deben tener un universo de muestras más amplio. Es importante también que en los

próximos estudios se realice un análisis molecular del ADN de otros microorganismos

relacionados con el fracaso del tratamiento endodóntico para tener un mejor panorama de

la naturaleza poli-microbiana de la infección persistente. Se recomienda

consecuentemente para estudios similares realizar pirosecuenciamiento de las muestras a

fin de identificar de una forma más exacta el tipo de microorganismos y virus involucrados

en la persistencia de la lesión perirradicular. Las investigaciones destacan entre ellos a:

Fusobacterium nucleatum, Streptococcos sp., Prevotella intermedia, Porfimorona

gingivalis, Porfimorona endodontalis, Treponema denticola, Actinomyces israelli,

Actinomyces naeslundi, Actinomyces viscosus, Propionibacterium acnés y virus como el

citomegalovirus (HGMV) y Epstein Barr (EBV).

Sería interesante también tomar muestras de tejidos enfermos durante la cirugía de

pacientes que no han recibido ningún tipo de terapia antibiótica para comparar con los

pacientes que si la recibieron y poder analizar diferencias entre la presencia bacteriana de

los tejidos de los dos grupos.

Finalmente otra recomendación trascendental para este estudio es que se realice un

estudio histopatológico de las lesiones periapicales refractarias simultáneamente al análisis

molecular de los tejidos a fin de buscar correlaciones entre el tipo de patología con la

presencia de microorganismos en la misma y de esta manera poder asociar esta al fracaso

de la endodoncia.

165

11. Trabajos citados

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