universidad central del ecuador · vi agradecimientos a mi familia por apoyarme en todo momento. a...
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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
Evaluación de la aplicación intradérmica sin aguja de la prueba de tuberculina
comparativa para el diagnóstico in vivo de Tuberculosis en ganado bovino de la
provincia de Santo Domingo de los Tsáchilas.
Trabajo de titulación presentado como requisito previo a la obtención del Título de
Médico Veterinario Zootecnista
Autor: Aponte Sánchez Mayerli Laura
Tutor: Freddy Proaño Pérez, Ph.D.
Asesor Científico: Ing. Gustavo Echeverría
Quito, 2019
ii
© DERECHOS DEL AUTOR
Yo, MAYERLI LAURA APONTE SÁNCHEZ en calidad de autora y titular de los
derechos morales y patrimoniales del trabajo de titulación “EVALUACIÓN DE LA
APLICACIÓN INTRADÉRMICA SIN AGUJA DE LA PRUEBA DE
TUBERCULINA COMPARATIVA PARA EL DIAGNÓSTICO in vivo DE
TUBERCULOSIS EN GANADO BOVINO DE LA PROVINCIA DE SANTO
DOMINGO DE LOS TSÁCHILAS”, modalidad proyecto de investigación, de
conformidad con el Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA
SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E INNOVACIÓN, concedo
a favor de la Universidad Central del Ecuador una licencia gratuita, intransferible
y no exclusiva para el uso no comercial de la obra, con fines estrictamente
académicos. Conservo a mi favor todos los derechos de autor sobre la obra,
establecidos en la normativa citada.
Así mismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la
digitalización y publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual,
de conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación
Superior.
El autor declara que la obra objeto de la presente autorización es original en su
forma de expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo la
responsabilidad por cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta
causa y liberando a la Universidad de toda responsabilidad.
________________________
Mayerli Laura Aponte Sánchez
C.I.: 172551020-8
e-mail: [email protected]
iii
INFORME DEL TUTOR
En mi calidad de Tutor del Trabajo de Titulación, presentado por MAYERLI
LAURA APONTE SÁNCHEZ, para optar por el Grado de Médico Veterinario y
Zootecnista; cuyo título es: EVALUACIÓN DE LA APLICACIÓN
INTRADÉRMICA SIN AGUJA DE LA PRUEBA DE TUBERCULINA
COMPARATIVA PARA EL DIAGNÓSTICO in vivo DE TUBERCULOSIS EN
GANADO BOVINO DE LA PROVINCIA DE SANTO DOMINGO DE LOS
TSÁCHILAS, considero que dicho trabajo, reúne los requisitos y méritos
suficientes para ser sometido a la presentación pública y evaluación por parte
del tribunal examinador que se designe.
En la ciudad de Quito, a 29 días del mes de julio de 2019.
_________________________
Freddy Proaño Pérez, Ph.D.
TUTOR
C.I.: 1002081162
iv
APROBACIÓN DEL INFORME FINAL/TRIBUNAL
EVALUACIÓN DE LA APLICACIÓN INTRADÉRMICA SIN AGUJA DE LA
PRUEBA DE TUBERCULINA COMPARATIVA PARA EL DIAGNÓSTICO in vivo
DE TUBERCULOSIS EN GANADO BOVINO DE LA PROVINCIA DE SANTO
DOMINGO DE LOS TSÁCHILAS.
El Tribunal constituido por:
Presidente/Lector 1: Dr. Christian Albuja.
Lector 2: Dr. Gustavo Salgado.
Luego de Calificar el Informe Final de Investigación del trabajo de titulación
denominado “EVALUACIÓN DE LA APLICACIÓN INTRADÉRMICA SIN AGUJA
DE LA PRUEBA DE TUBERCULINA COMPARATIVA PARA EL DIAGNÓSTICO
in vivo DE TUBERCULOSIS EN GANADO BOVINO DE LA PROVINCIA DE
SANTO DOMINGO DE LOS TSÁCHILAS” previo a la obtención del título o grado
de Médico Veterinario y Zootecnista, presentado por la señorita Mayerli Laura
Aponte Sánchez.
Emite el siguiente veredicto: (aprobado/reprobado) / ordena que se hagan las
siguientes correcciones: ____________________________________________
Fecha: ____________________________________________
Para la constancia de lo actuado firman (Se detallan las calificaciones en el caso
de aprobación o reprobación, en el caso de ordenar correcciones, estas se
detallan en un documento anexo y no se consigna la calificación en el párrafo
que sigue)
DOCENTE CALIFICACIÓN FIRMA
Presidente / Lector 1 Dr. Christian Albuja __________ ____________
Lector 2 Dr. Gustavo Salgado __________ ____________
v
DEDICATORIA
A mis padres, Mariana y Luis por todo su apoyo, amor y confianza incondicional
que me han impulsado a seguir en este largo camino. ¡Gracias por todo!
Los amo.
A mi hija, Meylin porque sin ti mi vida no sería la misma.
Me haces infinitamente feliz.
A mis hermanas, Pamela, Esthela, Ana, Maya, Alva y Narcisa, por sus
consejos, su tiempo, su apoyo y los buenos momentos vividos.
Las quiero demasiado.
Mayerli Aponte Sánchez
vi
AGRADECIMIENTOS
A mi familia por apoyarme en todo momento.
A mi querida Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia por haberme permi-
tido formarme profesionalmente en ella y enriquecerme de conocimiento.
Al Centro de Investigación en Salud Pública y Zoonosis en especial al Ing. Gus-
tavo Echeverría, quien con su paciencia, tiempo y esfuerzo me ha guiado y apo-
yado durante la realización de este trabajo de investigación.
A mi tutor, Dr. Freddy Proaño, por su asesoramiento y orientación que permitió
la culminación de este trabajo de investigación.
A mis amigos, Dani, Kathy, Juan, Roger, Cata, sin ustedes la carrea no hubiese
sido la misma.
Y como olvidar a las personas que conocí al final de esta etapa: Andre, Yas,
Mateo y Erika, gracias por su apoyo desde que nos conocimos.
vii
ÍNDICE
CONTENIDO pág.
INFORME DEL TUTOR ..................................................................................... iii
APROBACIÓN DEL INFORME FINAL/TRIBUNAL .......................................... iv
DEDICATORIA ................................................................................................... v
AGRADECIMIENTOS ........................................................................................ vi
LISTA DE TABLAS ........................................................................................... ix
LISTA DE FIGURAS ........................................................................................... x
RESUMEN ........................................................................................................ xii
ABSTRACT ...................................................................................................... xiii
CAPÍTULO I: INTRODUCCIÓN ......................................................................... 1
CAPÍTULO II: OBJETIVOS ............................................................................... 3
2.1. General ............................................................................................................................ 3
2.1.2. Específicos ................................................................................................................. 3
2.2. Hipótesis ......................................................................................................................... 3
CAPÍTULO III: REVISIÓN DE LITERATURA .................................................... 4
3.1. Antecedentes ................................................................................................................. 4
3.2. Clasificación taxonómica ........................................................................................... 4
3.3. Etiología .......................................................................................................................... 5
3.4. Hospedadores ............................................................................................................... 5
3.5. Epidemiología ................................................................................................................ 5
3.5.1. A nivel mundial ...................................................................................................... 6
3.5.2. América Latina ....................................................................................................... 7
3.5.3. Ecuador .................................................................................................................... 7
3.6. Transmisión ................................................................................................................... 7
3.7. Diagnóstico .................................................................................................................... 8
3.7.1. Clínico ...................................................................................................................... 8
3.7.2. Inmunológico.......................................................................................................... 9
3.7.3. Serológico ............................................................................................................. 10
3.7.4. Inspección Veterinaria ....................................................................................... 11
3.7.5. Identificación del agente ................................................................................... 12
3.8. Control y prevención de la enfermedad ............................................................... 14
CAPÍTULO IV: MATERIALES Y METODOLOGÍA .......................................... 15
4.1. Zona de estudio .......................................................................................................... 15
viii
4.2. Diseño de estudio ....................................................................................................... 15
4.3. Características de los animales .............................................................................. 15
4.4. Tamaño de muestra ................................................................................................... 16
4.5. MATERIALES ............................................................................................................... 16
4.5.1. Material de campo ............................................................................................... 16
4.5.2. Unidades experimentales .................................................................................. 16
4.5.3. Material biológico ................................................................................................ 16
4.6. Trabajo de campo ....................................................................................................... 16
4.6.1. Técnica de aplicación de IDTB comparativa (Jeringa con aguja) .......... 16
4.6.2. Técnica de aplicación IDTB comparativa (Jeringa sin aguja- Dermo jet)
............................................................................................................................................. 17
4.6.3. Lectura .................................................................................................................... 17
4.6.4. Interpretación ......................................................................................................... 17
4.7. Inspección Veterinaria .............................................................................................. 18
4.8. Análisis de datos ........................................................................................................ 19
CAPÍTULO V: RESULTADOS Y DISCUSIÓN ................................................. 20
5.1. Evaluación del método ......................................................................................... 20
5.2. Inspección Veterinaria .......................................................................................... 27
CAPÍTULO VI: CONCLUSIONES .................................................................... 29
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ................................................................ 30
ANEXOS .......................................................................................................... 38
ANEXO 1. Procedimiento para realización de la prueba cervical comparativa con
jeringa sin aguja. ................................................................................................................... 38
ANEXO 2. Inspección Post- mortem de los Bovinos faenados en la Empresa Pública
de Rastro y Plazas de Ganado de Santo Domingo de los Tsáchilas. ......................... 38
ANEXO 3. Gráfica de Interpretación Prueba de Tuberculina Cervical Comparada. . 39
ANEXO 4. Hoja de registro de las mediciones iniciales y finales de la prueba cervical comparativa con aguja y sin aguja. ................................................................................... 40
ix
LISTA DE TABLAS
CONTENIDO pág.
Tabla 1. Proceso de faenamiento en bovinos en Empresa Pública Municipal de
Rastro y Plazas de Ganado de la Provincia de Santo Domingo de los Tsáchilas
(EPMRPG –SD). .............................................................................................. 18
Tabla 2. Resultados de la CITT con aguja distribuido por edades ................... 40
Tabla 3. Resultados de la CITT sin aguja distribuido por edades .................... 41
Tabla 4. Resultados de la prueba ELISA IFN-γ ............................................... 42
Tabla 5. Compilación de resultados de las pruebas SITT, CITT, INF-γ e Inspec-
ción Veterinaria ................................................................................................ 20
Tabla 6. Resultados de la prueba t para la tuberculina bovina para medias de
dos muestras emparejadas .............................................................................. 21
Tabla 7. Resultados de la prueba t para la tuberculina aviar para medias de dos
muestras emparejadas ..................................................................................... 22
Tabla 8. Comparación de resultados de la tuberculinización con aguja y sin aguja
......................................................................................................................... 25
x
LISTA DE FIGURAS
CONTENIDO pág.
Figura 1. Mapa de distribución de Tuberculosis Bovina enero- junio 2018 ....... 7
Figura 2. Bovino con inflamación del ganglio linfático parotídeo. ...................... 8
Figura 3. Aplicación de tuberculina en la región ano-caudal del bovino ............ 9
Figura 4. Aplicación de tuberculinas bovina y aviar en las tablas del cuello del
bovino ............................................................................................................... 10
Figura 5. Formación granulomatosa en el ganglio mediastínico. ..................... 12
Figura 6. Bacilos ácido alcohol resistentes (BAAR) vistos en el microscopio óp-
tico. ................................................................................................................... 12
Figura 7. Crecimiento de colonias de Mycobacterium bovis en medio Stonebrink.
......................................................................................................................... 13
Figura 8. Mapa de la Parroquia Luz de América. ............................................ 15
Figura 9. Vista satelital de la Empresa Pública Municipal de Rastro y Plazas de
Ganado de la Provincia de Santo Domingo de los Tsáchilas (EPMRPG –SD)
......................................................................................................................... 15
Figura 10. Histograma que establece un punto de corte de 0.4 para la prueba de
ELISA IFN-γ ..................................................................................................... 23
Figura 11. Distribución de los animales positivos y negativos a la prueba cervical
comparativa sin aguja en relación con la prueba ELISA IFN-γ ........................ 24
Figura 12. Localización de lesiones granulomatosas encontradas en la inspec-
ción veterinaria ................................................................................................. 27
xi
ÍNDICE DE ABREVIATURAS
BAAR Bacilo alcohol ácido resistente
CITT Comparative intradermal tuberculin test
ELISA Enzyme-Linked ImmunoSorbent Assay
OIE Organización Mundial de Sanidad Animal
PPD Derivado proteico purificado
PCR Reacción en cadena de la polimerasa
Se Sensibilidad
SITT Single intradermal tuberculin test
Sp Especificidad
TBB Tuberculosis bovina
IFN-γ Interferón gamma
IDTB Intradermotuberculinización
ul microlitro
xii
TÍTULO: EVALUACIÓN DE LA APLICACIÓN INTRADÉRMICA SIN AGUJA DE
LA PRUEBA DE TUBERCULINA COMPARATIVA PARA EL DIAGNÓSTICO IN
VIVO DE TUBERCULOSIS EN GANADO BOVINO DE LA PROVINCIA DE
SANTO DOMINGO DE LOS TSÁCHILAS
Autora: Mayerli Laura Aponte Sánchez
Tutor: Freddy Proaño Pérez, Ph.D.
RESUMEN
Las pruebas tamizaje comúnmente empleadas para el diagnóstico en campo de
tuberculosis bovina presentan limitaciones, ya que principalmente por errores del
operario puede verse afectada la sensibilidad del método. El objetivo de esta
investigación fue evaluar una nueva metodología que realiza la inoculación
intradérmica sin aguja para minimizar los errores de aplicación. En este estudio
se utilizaron 45 bovinos con diagnóstico serológico positivo a IFN-γ, a quienes
se le aplicó la prueba comparativa a cada lado de la tabla del cuello con la jeringa
convencional y con la jeringa sin aguja. El análisis estadístico se realizó a través
de la prueba t-student para datos pareados y estadística bayesiana. Los
resultados mostraron que, al no utilizar agujas se mejoró la distribución de la
tuberculina en la dermis del animal y además permitió el depósito de la dosis
completa, obteniéndose una mejor respuesta inmunitaria en el animal. Además,
se realizó la confirmación de la enfermedad mediante inspección veterinaria,
encontrándose lesiones macroscópicas compatibles con tuberculosis en 88.9%
(40/45) de los animales; la correlación entre la prueba ELISA IFN-γ y el método
de aplicación de tuberculina sin aguja fue de 37.8% de animales reactores
positivos, mientras que con el método convencional se obtuvo el 26,7%. En
conclusión, la prueba cervical comparativa sin aguja permite una mejor
diferenciación entre animales positivos y negativos en relación con el IFN-γ.
PALABRAS CLAVE: TUBERCULOSIS BOVINA / IFN-γ /
TUBERCULINIZACIÓN SIN AGUJA / INSPECCIÓN VETERINARIA.
xiii
TITLE: EVALUATION OF THE INTRADERMAL COMPARATIVE TUBERCULIN
TEST APPLICATION WITHOUT NEEDLE FOR IN VIVO DIAGNOSIS OF
TUBERCULOSIS IN CATTLE FROM PROVINCE OF SANTO DOMINGO DE
LOS TSÁCHILAS-ECUADOR.
Author: Mayerli Laura Aponte Sánchez
Tutor: Freddy Proaño Pérez, Ph.D.
ABSTRACT
The screening tests commonly used for the diagnosis in the field of bovine
tuberculosis have limitations, since the sensitivity of the method can be affected
mainly by operator errors. The objective of this research was to evaluate a new
methodology that performs needleless intradermal inoculation to minimize
application errors. In this study, 45 cattle with a positive serological diagnosis
were used to IFN-γ, to whom the comparative test was applied to each side of
the neck table with the conventional syringe and with the needleless syringe.
Statistical analysis was performed through the t-student test for paired data and
Bayesian statistics. The results showed that, by not using needles, the distribution
of tuberculin in the animal's dermis was improved and also allowed the full dose
to be deposited, obtaining a better immune response in the animal. In addition,
confirmation of the disease was performed by veterinary inspection, finding
macroscopic lesions compatible with tuberculosis in 88.9% (40/45) of the
animals; the correlation between the ELISA IFN-γ and the needleless tuberculin
application method was 37.8% of positive reactor animals, while the conventional
method obtained 26.7%. In conclusion, the comparative cervical test without
needle allows a better differentiation between positive and negative animals in
relation to IFN-γ.
KEYWORDS: BOVINE TUBERCULOSIS / IFN-γ / WITHOUT NEEDLE
TUBERCULINIZATION / VETERINARY INSPECTION.
I CERTIFY that the above and foregoing is a true and correct translation of the original
document in Spanish.
Firma:
Certified Translator:
ID:
1
CAPÍTULO I: INTRODUCCIÓN
La tuberculosis bovina (TBB) es una enfermedad contagiosa y de curso crónico
causada por Mycobacterium bovis, la cual puede afectar tanto a animales
domésticos como salvajes (OIE, 2012; Thoen et al., 2014). Esta enfermedad es
considerada de gran importancia por la Organización Mundial de la Sanidad
Animal (OIE), por ser una zoonosis que además produce grandes pérdidas
económicas debido a la disminución de la producción láctea, pérdida de peso del
animal y por el decomiso de canales en el matadero (Suazo et al., 2003).
La TBB tiene una distribución mundial y es endémica en Asia, África, América
Latina y el Caribe. En países desarrollados como Estados Unidos, Nueva
Zelanda, Canadá y Reino Unido, gracias a los programadas de control y
erradicación ha podido ser controlada, sin embargo, la fauna silvestre sigue
siendo un importante foco de infección para los animales domésticos (CFSPH,
2010; OIE, 2011; Thoen et al., 2014).
En Ecuador al igual que en los países en vías de desarrollo, la TBB es endémica
y al no contar con un programa nacional de control y erradicación exclusivo, ha
llevado a producir importantes pérdidas económicas. Sin embargo, por los pocos
estudios realizados en el país no se ha podido establecer una prevalencia a nivel
nacional (Proaño-Pérez et al., 2011).
Para el diagnóstico en campo se utiliza la prueba de hipersensibilidad retardada
llamada intradermotuberculinización (IDTB). Esta prueba está reconocida a nivel
internacional por la Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE) como un
método estándar para la identificación de animales reactores positivos en el hato
(OIE, 2011). En nuestro país esta prueba se encuentra registrada dentro del
Programa de Certificación y Recertificación de predios libres de brucelosis y
tuberculosis bovina.
Existen pruebas complementarias en sangre que se realizan en el laboratorio
como es el diagnóstico serológico por Interferón gamma (IFN-γ), éste método es
mucho más sensible, pero así mismo presenta limitaciones en su uso ya que
puede dar falsos positivos por errores en manipulación durante el procesamiento
de las muestras e interpretación de resultados (OIE, 2012; Wood & Jones, 2001)
2
y en el caso de animales inmunocomprometidos estos van a disminuir la de
síntesis de IFN-γ dando como resultado falsos negativos (OIE, 2012). Otra
limitante es su elevado costo, por lo que solo es utilizada para reconfirmación de
animales que han sido reactores positivos a pruebas realizadas en campo
(Machado-Villarroel et al., 2015; OIE, 2012).
Hay otras pruebas de laboratorio que también se pueden realizar para el
diagnóstico de la enfermedad, como es la baciloscopia, PCR y cultivo
microbiológico, esta última es la prueba Gold estándar para la identificación del
agente (OIE, 2012). También se cuenta con la inspección veterinaria, la cual
debe formar parte de los programas de control y consiste en la búsqueda de
lesiones granulomatosas compatibles con la enfermedad principalmente de los
nódulos linfáticos y de órganos como el pulmón (Biffa et al., 2010; Corner, 1994)
Todas estas pruebas se encuentran registradas en el Manual de la OIE sobre los
animales terrestres (OIE, 2012).
Si bien es cierto que la prueba screening registrada en la OIE para el control y
erradicación de la tuberculosis en el ganado bovino es la IDTB, esta presenta
algunas limitaciones, debido a que los bovinos se estresan al momento de la
inoculación y pueden causar accidentes, viéndose afectada la dosis requerida,
ya que la tuberculina puede llegar a ser inoculada en las capas más profundas
de la piel o por el contrario puede ser colocado fuera de esta (Monaghan et al.,
1994). Así mismo existe el riesgo de transmisión de enfermedades si hay
laceración de vasos sanguíneos, ya que se usa la misma aguja para diferentes
animales (OIE, 2012).
Por todos estos inconvenientes en la utilización de las jeringas con agujas se
realizó una valoración de un nuevo método que nos permite aplicar la tuberculina
sin aguja de una forma más segura evitando la laceración de vasos y posterior
riesgo de transmisión de enfermedades entre animales.
3
CAPÍTULO II: OBJETIVOS
2.1. General
Evaluar la aplicación intradérmica sin aguja de la prueba de tuberculina
comparativa para el diagnóstico in vivo de Tuberculosis en ganado bovino de la
Provincia de Santo Domingo de los Tsáchilas.
2.1.2. Específicos
- Comparar la respuesta del bovino a la prueba intradérmica sin aguja
versus la prueba intradérmica convencional con aguja.
- Buscar lesiones macroscópicas compatibles con tuberculosis bovina
mediante la inspección post mortem de los bovinos muestreados.
2.2. Hipótesis
2.2.1. H0: No hay diferencia significativa entre la respuesta del bovino a la prueba
de tuberculina comparativa con aguja y sin aguja.
2.2.2. H1: Hay una diferencia significativa entre la respuesta del bovino a la
prueba de tuberculina comparativa con aguja y sin aguja.
4
CAPÍTULO III: REVISIÓN DE LITERATURA
3.1. Antecedentes
El Centro de Vigilancia Sanitaria Veterinaria de la Universidad Complutense de
Madrid, en 2011 se realizó una valoración en el laboratorio de la jeringa sin aguja
(DERMO JET) donde se determinó que tiene una buena precisión a partir del
tercer disparo con un volumen de 10-20 ul más de los 100 ul teóricos, por lo cual
esta diferencia no origina cambios significativos en la respuesta inmunitaria
frente a la tuberculina.
Otro estudio que se hizo por la misma institución fue la valoración en campo con
53 animales de raza lechera y 108 animales de raza cárnica por medio de 5
personas Médicos Veterinarios, los cuales dieron puntuaciones en escala del 1-
10 puntos de acuerdo con ciertos parámetros (facilidad de manejo, bienestar de
los animales, correcta aplicación de la tuberculina, reacciones adversas y
ventajas e inconvenientes respecto a los métodos tradicionales). Al final de esta
evaluación la jeringa DERMO JET en el ítem que tuvo mayor puntuación fue de
6.6 puntos donde se dice asegurar una correcta administración intradérmica
respecto a los métodos tradicionales, teniendo como resultado la formación de
la pápula después de la aplicación de la tuberculina.
Como conclusión de este estudio se tuvo que cuatro de los cinco evaluadores
dieron una puntuación superior en relación con los métodos tradicionales,
mientras que el quinto evaluador le dio una puntuación igual. La puntuación total
que se obtuvo de la jeringa sin aguja fue de 5.5 puntos con lo que se consideró
apta para su uso en la aplicación intradérmica de tuberculinas (Centro de
Vigilancia Sanitaria Veterinaria, 2011).
3.2. Clasificación taxonómica
De acuerdo con Karlson & Lessel, 1970, Mycobacterium se clasifica de la
siguiente manera:
Dominio: Bacteria
Filo: Actinobacteria
Orden: Actinomycetales
Suborden: Corynebacterineae
Familia: Mycobacteriaceae
5
Género: Mycobacterium
Especies del Complejo Mycobacterium tuberculosis:
M. tuberculosis
M. bovis (Karlson & Lessel, 1970).
M. bovis BCG (Thoen et al., 2006).
M. africanum (de Jong, Antonio, & Gagneux, 2010).
M. microti (Van Soolingen et al., 1998).
M. canettii (Van Soolingen et al., 2009).
M. caprae (Aranaz et al., 2003).
M. pinnipedii (Cousins et al., 2003).
M. mungi (Alexander et al., 2010).
3.3. Etiología
La tuberculosis bovina es una enfermedad producida por Mycobacterium bovis
la cual es una bacteria ácido-alcohol resistente perteneciente al complejo
Mycobacterium tuberculosis (Thoen et al., 2014). Por otro lado están las
micobacterias ambientales o no tuberculosas, donde la más importante en
bovinos es M. avium subsp paratuberculosis, ya que es causante de diarreas
crónicas e interfiere en el diagnóstico de Tuberculosis Bovina (CFSPH, 2010).
De estos dos grupos de micobacterias las más importantes por ser zoonóticas
son M. bovis, M. caprae y M. avium subsp paratuberculosis (Shakespeare, 2009).
3.4. Hospedadores
Mycobacterium bovis tiene una amplia variedad de hospederos y ha sido aislada
de mamíferos domésticos y silvestres entre los cuales tenemos ovejas, cabras,
caballos, camellos, cerdos, perros, gatos, llamas, tapires, alces, elefantes,
rinocerontes, zarigüeyas, ardillas de tierra, nutrias, focas, liebres, topos,
mapaches, coyotes, león, tigre, leopardo, etc. (Biet et al., 2005; OIE, 2011).
3.5. Epidemiología
Esta enfermedad es una importante zoonosis que en algunos países la
prevalencia puede llegar hasta el 15 %, esto debido a que en algunas zonas no
hay una pasteurización de la leche, dando como resultado una tuberculosis
extrapulmonar en la mayoría de los casos (G. Ameni, Desta, & Firdessa, 2010;
6
Biet et al., 2005). Otras formas de contagio de la TBB es generalmente por la
inhalación de aerosoles y al ser una enfermedad de tipo ocupacional en los
mataderos los trabajadores pueden adquirir la enfermedad por medio de la
manipulación de carne contaminada (CFSPH, 2010).
En 2016, se reportaron 147 000 casos de TBB en seres humanos a nivel mundial;
los continentes con un mayor número de casos reportados fueron: África con
72700 seguido del sudeste asiático con 46700 y en menor cantidad América con
822 casos (OIE; FAO, 2017)
3.5.1. A nivel mundial
Las TBB gracias a los programas de control en varios países del mundo ha sido
erradicada (Australia, Islandia, Dinamarca, Suecia, Noruega, Finlandia, Austria,
Suiza, Luxemburgo, Letonia, Eslovaquia, Lituania, Estonia, República Checa,
Canadá, Singapur, Jamaica, Barbados e Israel), mientras que en otros países
sigue siendo notificada según el Sistema Mundial de Información Zoosanitaria
(WAHID) de la OIE (Figura 1)(CFSPH, 2010; Thoen et al., 2006).
Además de su importancia zoonótica es importante porque produce pérdidas
económicas para los ganaderos. Según un estudio realizado en Irlanda mostró
que las pérdidas de leche por lactancia van desde los 120 kg hasta 573 kg en
vacas que han sido reactores positivos a las pruebas de IDTB en relación con
las que no tuvieron reacción (Boland et al., 2010). También se evidenció una
disminución de peso, llegando a perder el 15% del peso normal del animal y al
momento del sacrificio también provoca pérdidas ya que puede haber un
decomiso total o parcial de los animales (Boland et al., 2010; de Waard, 2010).
7
Figura 1. Mapa de distribución de tuberculosis bovina enero- junio 2018
Fuente: OIE, 2019
3.5.2. América Latina
Está distribuida principalmente en el ganado lechero de la mayoría de los países
de América Latina y el Caribe. Sin embargo, en los países que se cuenta con un
programa de control y vigilancia epidemiológica adecuado permitió que Cuba,
Costa Rica, Panamá y Uruguay se encuentren en una etapa de erradicación de
la enfermedad (de Kantor et al., 2011; López et al., 2006).
3.5.3. Ecuador
En nuestro país no se ha reportado una prevalencia a nivel nacional debido a
que existen pocos estudios y registros de casos positivos, además de una
insuficiente inspección veterinaria en los diferentes camales del país (de Kantor
et al., 2011). De los reportes publicados en el Cantón Mejía se mostró una
prevalencia real del 7.13% en fincas grandes y una tasa de incidencia anual de
1.7%, mientras que a nivel de matadero se evidenció una prevalencia de 2.3 %
en 2008 y de 2.4 % en 2009. También se pudo estimar que las pérdidas
producidas por esta enfermedad ascienden a los 460 mil dólares anuales
(Proaño-Pérez et al., 2011).
3.6. Transmisión
Una de las principales vías de contagio de la TBB es la vía respiratoria, al
momento de inhalar gotículas contaminadas con M. bovis y por vía digestiva
8
mientras los terneros son amamantados con leche cruda de animales enfermos
(Menzies & Neill, 2000; OIE, 2012), en este caso generalmente se da lugar a una
enfermedad no-pulmonar (Cosivi et al., 1998). Otra vía de transmisión que ha
sido descrita es a través de la placenta, pero esta es muy rara y solo se ha
reportado en el 1% de los casos (Phillips et al., 2003).
Los bovinos con TBB diseminan la bacteria a través de sus secreciones
respiratorias, heces, orina, descargas vaginales, semen y por la glándula
mamaria a través de la leche y estas a su vez llegan a contaminar el agua de
bebida, el alimento, los pastos y establos (CFSPH, 2010; Phillips et al., 2003;
Szewzyk et al., 1995).
3.7. Diagnóstico
3.7.1. Clínico
Este tipo de diagnóstico es limitado ya que los animales pueden estar pasando
por una fase subclínica (Budka et al., 2004) o presentar signos cuando la
enfermedad ya está en etapas muy avanzadas (Acha & Szyfres, 2001). Sin
embargo, ciertos animales pueden presentar algunos signos que no son
específicos como: tos, disnea, fiebre fluctuante, pérdida del apetito, emaciación
progresiva y baja la producción láctea (OIE, 2012).
En algunos animales se pueden observar los ganglios linfáticos regionales
inflamados y en otros casos los bovinos pueden ser portadores asintomáticos o
anérgicos como en el caso de terneros que fueron amamantados de vacas
enfermas (Budka et al., 2004; CFSPH, 2010).
Figura 2. Bovino con inflamación del ganglio linfático parotídeo.
Fuente: Aponte, 2019
9
3.7.2. Inmunológico
El método estándar para detección de animales reactores positivos es la IDTB,
la cual se basa en la aplicación intradérmica de derivado proteico purificado
(PPD) y después la observación de la reacción cutánea a las 72 horas
(Shakespeare, 2009).
La sensibilidad (Se) de estas pruebas va desde el 51-80% (de la Rua-Domenech
et al., 2006; Clegg et al., 2011), por lo que podemos decir que la prueba tiene un
porcentaje de falsos negativos que al permanecer dentro del hato se convierten
en un importante foco de infección para el resto de rebaño (Karolemeas et al.,
2011). Por otro lado este método tiene una buena especificidad (Sp) que puede
ir del 97 a 99 % (Bezos et al., 2014; Monaghan et al., 1994). Estos datos de Se
y Sp van a variar de acuerdo a la experiencia que tiene la persona que aplica la
prueba, al estado general del animal, a la dosis administrada y si ha tenido el
animal contacto previo con micobacterias ambientales no tuberculosas (O’Hagan
et al., 2018).
Intradermotuberculinización simple ano-caudal
La inoculación intradérmica de 0.1 ml de PPD bovino (20 000 UI / ml) se realiza
en el tercio medio del pliegue ano-caudal interno a unos 6 centímetros de la base
de la cola y en el centro del pliegue. La medición se realiza a las 72 horas (+/- 6
horas) y se considera que un animal es reactor positivo, cuando en el punto de
inyección haya una hinchazón con una diferencia de espesor de 4 mm en
relación con la medición inicial (OIE, 2012).
Figura 3. Aplicación de tuberculina en la región ano-caudal del bovino.
Fuente: Servicios Veterinarios del Ecuador, 2016
10
Intradermotuberculinización simple cervical
Consiste en la aplicación de 0.1 ml de PPD bovino en el tercio medio del cuello,
previamente rasurado en una superficie de 5 cm. La lectura se realiza a las 72
horas (+/- 6 horas) y los animales que presenten una reacción de más de 4 mm
comparada con la medición inicial serán considerados como reactores positivos
(OIE, 2012).
Este sitio de inoculación es mucho más sensible y menos sucio que la región
ano-caudal, dando como resultado reacciones más marcadas (Centro de
Vigilancia Sanitaria Veterinaria, 2011)
Intradermotuberculinización comparativa cervical (CITT)
Esta prueba se utiliza para diferenciar animales infectados con M. bovis de los
que han sido sensibilizados con otras micobaterias. El procedimiento consiste en
inocular en el tercio medio del cuello 0.1 ml de PPD bovino (20 000 UI / ml) y 10
cm por detrás de este se inocula 0.1 ml de PPD aviar (25 000 UI / ml). En la
interpretación se observa si la reacción en el punto de inyección del PPD bovino
es superior a 4 mm de la observada en el punto de inyección del PPD aviar (OIE,
2012).
Figura 4. Aplicación de tuberculinas bovina y aviar en las tablas del cuello del bovino.
Fuente: Aponte, 2019
3.7.3. Serológico
Técnica de interferón gamma
Este método fue descrito por Wood en 1991 para complementar el diagnóstico
de la IDTB y aumentar la detección de animales infectados (Wood et al., 1991).
11
Esta prueba es bastante sensible pero su eficacia puede verse afectada por los
animales inmunocomprometidos, debido a que disminuyen la síntesis de IFN-γ
por lo que puede dar falsos negativos (OIE, 2012). Tiene una sensibilidad que
va desde el 70-90% y una especificidad del 85-98% en relación con las lesiones
visibles (de la Rua-Domenech et al., 2006; Machado-Villarroel et al., 2015).
En esta técnica se utiliza sangre completa heparinizada, la cual debe ser
transportada hasta el laboratorio en un periodo máximo de 8 horas, donde va ser
incubada durante 16-24 horas con antígenos específicos de las micobacterias
(PPD bovino y PPD aviar) y posterior a esta incubación se mide la respuesta
inmunológica producida por los linfocitos T del animal (IFN-γ) (OIE, 2012). La
detección de IFN-γ se realiza con un ELISA sándwich que utiliza dos anticuerpos
monoclonales (Wood & Jones, 2001).
3.7.4. Inspección Veterinaria
Este método diagnóstico tiene una sensibilidad (Se) de 28% y una especificidad
(Sp) de 99% (Biffa et al., 2010). Las lesiones que se encuentran en la inspección
post mortem son granulomas con una cápsula bien definida que encierra una
masa caseosa que contiene un centro calcificado de coloración amarilla y estos
se ubican principalmente en los nódulos linfáticos del animal (Whipple et al.,
1996).
El diagnóstico en el matadero se basa principalmente en la inspección de los
nódulos linfáticos: submandibulares, retrofaríngeos, traqueobronquiales,
mediastínicos, bronquiales, hepáticos, mesentéricos y supramamarios. Todos
estos linfonodos deben observarse separando cabeza, canal y vísceras.
Además, se debe revisar órganos como: pulmón, hígado, ubre e intestinos
(Corner, 1994; OIE, 2012).
En el caso de animales que han sido positivos a la IDTB e IFN-γ y que durante
su inspección no se encuentren lesiones visibles es necesario que se tomen
muestras para cultivo microbiológico de los nódulos linfáticos de la cabeza y
tórax (OIE,2012).
12
Figura 5. Formación granulomatosa en el ganglio mediastínico.
Fuente: Aponte, 2019
3.7.5. Identificación del agente
Baciloscopia
Debido a que las micobacterias son bacilos ácido-alcohol resistentes (BAAR)
solo se pueden observar en el microscopio por medio de tinción de Ziehl-Neelsen
o por tinción acidorresistente fluorescente (OIE, 2012). La primera tinción cuenta
con un colorante primario que es carbol fucsina que va teñir la pared celular y
uno secundario con el que se va contrastar, que es el azul de metileno (Harada,
1976; PAHO, 2008).
Esta técnica a pesar de ser rápida y económica no permite diferenciar entre las
distintas micobacterias que se encuentran en la familia Mycobacteriaceae (Ayele
et al., 2004; Vitale et al., 1998).
Figura 6. Bacilos ácido alcohol resistentes (BAAR) vistos en el microscopio
óptico.
Fuente: Aponte, 2019
13
Cultivo bacteriológico
Esta es la prueba Gold standar para el diagnóstico de tuberculosis bovina, tiene
una sensibilidad del 94% y una especificidad del 88%, estos porcentajes pueden
variar ya que se requieren al menos ≥ 10 bacilos ml para la identificación del
agente (Corner, 1994; Filho et al., 2019).
Para el cultivo se utiliza muestras de tejido pulmonar y de ganglios linfáticos los
cuales deben ser homogenizados correctamente para posteriormente ser des-
contaminadas con Hidróxido de sodio (NaOH al 2-4%) y Cloruro de hexadecilpi-
rimidinio (HPC al 0.365- 0.75%) (Gelalcha et al., 2019; OIE, 2012). Para su ais-
lamiento se puede sembrar en medio de cultivo Lowenstein-Jensen, Stonebrick
o Coletsos, los cuales contiene piruvato de sodio (Gallagher & Jenkins, 1998).
Mycobacterium bovis al ser de crecimiento lento necesita de al menos 8 semanas
y debe incubarse a una temperatura de 37 OC en oscuridad y como resultado
tendremos colonias lisas, redondeadas y de un color hueso (Levy-Frebault &
Portaels, 2009; OIE, 2012).
Figura 7. Crecimiento de colonias de Mycobacterium bovis en medio
Stonebrink.
Fuente: Aponte, 2019
PCR
Esta es una técnica muy sensible y se basa en la amplificación de secuencias
de ácido nucleico del gen 16S rRNA que están presentes en todos los
microrganismos procariotas (Boddinghaus et al., 1990). En esta técnica se
utilizan cebadores que van dirigidos a este gen específico y va identificar
14
bacterias que pertenecen al género Mycobacterium (Hsiao et al., 2003; OIE,
2012).
3.8. Control y prevención de la enfermedad
Se basa específicamente en la detección de bovinos infectados por medio de la
IDTB y si hay reactores positivos, estos serán eliminados del hato por medio del
sacrificio sanitario. En el caso de los animales con diagnóstico sospechoso o
negativo se correrán nuevamente las pruebas cutáneas con un intervalo de 60
días hasta obtener un predio libre de tuberculosis (OIE, 2012).
También se debe manejar medidas de bioseguridad como es la limpieza y de-
sinfección de las instalaciones y evitar el ingreso de animales de otros predios
donde no se tenga un control de la enfermedad (CFSPH, 2010). El manejo de
los animales es otra de las actividades que deben ser consideradas, ya que se
debe evitar el hacinamiento por periodos prolongados (Ameni et al., 2010; Poirier
et al., 2019).
La inspección veterinaria en los mataderos también forma parte del control epi-
demiológico de tuberculosis bovina ya que nos permite identificar canales conta-
minadas y así evitar su consumo (FAO, 2017). Otra medida importante es la
pasteurización de la leche para evitar la diseminación de la enfermedad en po-
blaciones humanas (Ayele et al., 2004).
En bovinos no se realiza vacunación como se lo hace en humanos, ya que estas
no son eficaces e interfieren con el diagnóstico de las pruebas que se utilizan en
los programas de control (López et al., 2006; OIE, 2012).
15
CAPÍTULO IV: MATERIALES Y METODOLOGÍA
4.1. Zona de estudio
El estudio se llevó a cabo en tres haciendas de la Provincia de Santo Domingo
de los Tsáchilas, Cantón Santo Domingo de los Colorados, Parroquia Luz de
América, la cual tiene una altitud de 327 msnm y una temperatura que oscila
entre los 23°C a 26°C (Ver Figura 8) (GAD Parroquial Luz de América, 2018).
La Inspección Veterinaria de todos los animales estudiados se llevó a cabo en el
Empresa Pública Municipal de Rastro y Plazas de Ganado de la Provincia de
Santo Domingo de los Tsáchilas (EPMRPG –SD) (Ver Figura 9) (GAD Municipal
de Santo Domingo de los Colorados, 2018).
Figura 8. Mapa de la Parroquia Luz
de América.
Fuente: GAD Municipal de Santo
Domingo de los Tsáchilas, 2019
Figura 9. Vista satelital de la Empresa
Pública Municipal de Rastro y Plazas
de Ganado de la Provincia de Santo
Domingo de los Tsáchilas (EPMRPG –
SD).
Fuente: Google Maps, 2019.
4.2. Diseño de estudio Se realizó un estudio comparativo observacional.
4.3. Características de los animales Bovinos: hembras seropositivas a tuberculosis mediante ELISA INF-γ,
considerando un punto de corte de 0.1 para esta prueba, de acuerdo con
la interpretación del Kit utilizado.
Edad: mayores a 3 años.
16
Raza: mestizas (Jersey, Sahiwal).
Estado productivo: en producción láctea.
Tipo de pastoreo: extensivo
4.4. Tamaño de muestra Para la evaluación de la jeringa sin aguja se utilizaron 45 animales de 3
haciendas con diagnóstico seropositivo a tuberculosis por ELISA IFN-γ (Casal et
al., 2015).
4.5. MATERIALES
4.5.1. Material de campo Jeringa sin aguja
Jeringa con aguja
Agujas intradérmicas
Cutímetro
Hojas de afeitar
Rasuradora
Jeringas de 5 ml
Guantes de manejo
Botas
Overol
4.5.2. Unidades experimentales Bovinos mayores a 3 años seropositivos a SITT y confirmados
por ELISA IFN-γ.
4.5.3. Material biológico Tuberculina cepa AN5 derivado (PPD-Bovino) 20 000 UI / ml.
Tuberculina aviar cepa D4 ER (PPD-Aviar) 25 000 UI / ml.
4.6. Trabajo de campo A todos los animales se les realizó la prueba cervical comparativa con tuberculina
bovina cepa AN5 de la marca Observe (30 000 UI/ml) y tuberculina aviar cepa
D4 ER de la marca Synbiotics (25 000 UI / ml) como se describe a continuación:
4.6.1. Técnica de aplicación de IDTB comparativa (Jeringa con aguja) 1. Se sujetó al animal en la manga, dejando visible las tablas del cuello.
2. Se depiló el lado derecho en el tercio anterior y medio de la tabla del
cuello, alrededor de 5 cm de diámetro y la otra depilación se realizó 10 cm
por detrás de la primera para indicar el lugar donde se aplicó las
inyecciones.
3. Posteriormente se midió con un cutímetro el espesor de la piel y fue
anotado en el protocolo de medida (Anexo 4).
17
4. Finalmente se inoculó 0.1 ml de la tuberculina bovina y por detrás de esta
se colocó la tuberculina aviar con una misma dosis.
5. Para verificar que la inyección fue bien aplicada, se evidenció la formación
de una pápula (OIRSA, 2015; Trabattoni, 2013).
4.6.2. Técnica de aplicación IDTB comparativa (Jeringa sin aguja- Dermo jet)
1. Se sujetó correctamente el animal en la manga, dejando visible las tablas
del cuello.
2. Se depiló el lado izquierdo en el tercio anterior y medio de la tabla del
cuello, alrededor de 5 cm de diámetro y la otra depilación se realizó 10 cm
por detrás de la primera para indicar el lugar donde fueron aplicadas las
inyecciones.
3. Posteriormente se medió con el cutímetro el espesor de la piel y se anotó
en el registro de medidas (Anexo 4).
4. Finalmente se inoculó 0.1 ml de la tuberculina bovina y por detrás de esta
la tuberculina aviar con una misma dosis. Para la aplicación se eliminó las
dos primeras dosis, aplicando a partir de la tercera. La jeringa debe ser
colocada ligeramente vertical y cerca de la piel del animal (Anexo 1).
5. Para verificar que la inyección fue bien aplicada, se evidenció la formación
de una pápula (Anexo 1) (Centro de Vigilancia Sanitaria Veterinaria, 2011;
OIRSA, 2015; Trabattoni, 2013).
4.6.3. Lectura 1. La lectura se realizó a las 72+/- 6 horas después de la inoculación.
2. Se midió con el cutímetro el espesor de la piel de cada una de las
inoculaciones y fue anotado en el registro de medidas (Anexo 4).
Posteriormente se comparó con la lectura previa de los pliegues (OIE,
2012).
4.6.4. Interpretación Se realizó por diferencia en milímetros anterior y posterior a las inoculaciones
para determinar la respuesta final de cada tuberculina. Estas mediciones finales
se ubicaron en el gráfico oficial de interpretación de la prueba cervical
18
comparativa y se clasificaron como animales reactores positivos, negativos y
sospechosos (Anexo 3) (Paredes, 2009).
Reacción negativa: aumento máximo de 2 mm de espesor en la región de
inoculación con ausencia de signos clínicos como exudado, necrosis, dolor a la
palpación o reacción inflamatoria de los ganglios regionales.
Reacción dudosa: aumento del espesor del pliegue superior a 2 mm e inferior a
4 mm con ausencia de signos clínicos.
Reacción positiva: aumento en el espesor del pliegue de más de 4 mm o
presencia se signos clínicos (OIE, 2012).
4.7. Inspección Veterinaria Se faenaron todos los animales muestreados en la Empresa Pública Municipal
de Rastros y Plazas de Ganado de Santo Domingo de los Tsáchilas (EPMRPG-
SD) y se buscó lesiones macroscópicas de tipo granulomatoso, caseoso o
mineralizado compatibles con la enfermedad (Corner, 1994). Los animales con
lesiones visibles fueron identificados como positivos o negativos a tuberculosis
bovina (Anexo 4).
La inspección post mortem se realizó principalmente de los ganglios linfáticos,
pulmón, ubre y canal de acuerdo con el Tabla 1.
Tabla 1. Proceso de faenamiento en bovinos en Empresa Pública Municipal de
Rastro y Plazas de Ganado de la Provincia de Santo Domingo de los Tsáchilas
(EPMRPG –SD).
1. Recepción de bovinos
Recepción de los animales de
acuerdo con la guía de movilización emitido por AGROCALIDAD (Bovi-nos con diagnóstico seropositivo a Tuberculosis)
2. Corralaje
Hidratación y descanso para relaja-
ción muscular.
3. Arreo y duchado 4. Insensibilización o aturdimiento 5. Izado 6. Sangrado y degüello 7. Desollado
19
8. Eviscerado 9. Fisurado
Inspección Veterinaria
Inspección minuciosa de:
Pulmones Ubre Canal Ganglios linfáticos inspeccionados:
submandibulares, retrofaríngeos, tra-queobronquiales, mediastínicos, bronquiales, pre-crural y suprama-marios.
Toma de muestras y envío al Laboratorio
Dictamen Final
Positivo con lesiones macroscópi-cas:
DECOMISO TOTAL de la canal y sus órga-nos (Anexo 2).
Positivo sin lesiones macroscópicas: Canal: APROBADA para uso industrial. Vísceras: DECOMISO TOTAL.
Fuente: (AGROCALIDAD, 2016; FAO, 2004)
4.8. Análisis de datos Para evaluar si hay o no diferencia significativa entre el método de inoculación
intradérmica con aguja y sin aguja los datos obtenidos de la aplicación de las
tuberculinas fueron puestos en una hoja de cálculo del software Microsoft Excel®
2016 como se presenta en la Tabla 2 y 3 y posteriormente se analizaron los
resultados con la Prueba t- student para datos pareados (Reinaldo, 2015).
También se realizó una segunda prueba utilizando estadística bayesiana con el
programa R-Studio (versión 3.4.2), donde se pudo analizar los resultados de
ELISA IFN-γ y establecer un nuevo punto de corte para luego analizarlo con los
resultados positivos y negativos de la aplicación de tuberculina cervical
comparativa sin aguja y poder decidir si hay o no dependencia entre estas
pruebas (Clegg et al., 2011).
20
CAPÍTULO V: RESULTADOS Y DISCUSIÓN
5.1. Evaluación del método
Los animales que fueron tomados para el estudio tenían una edad comprendida
entre 3 y 14 años, se encontraban en producción láctea y su pastoreo era de tipo
extensivo. En total se muestrearon 45 bovinos positivos, escogidos mediante
tuberculinización simple cervical y ELISA IFN-γ, producto de un proyecto de
investigación en tuberculosis bovina, elaborado por el Instituto de Investigación
en Salud Pública y Zoonosis-CIZ; a los animales seleccionados se realizó la
prueba de tuberculina comparativa con aguja (Tabla 2) y sin aguja (Tabla 3) de
las tres haciendas de la Parroquia Luz de América.
Tabla 5. Compilación de resultados de las pruebas SITT, CITT, INF-γ e
Inspección Veterinaria.
Número de animal
Edad (Años)
SITT CITT (ca) CITT(sa) IFN-γ
(inicial) IFN-γ (final)
IV
1 3 3 2 2 0,155 0,155 Positivo
2 3 6 2 -1 1,288 1,288 Positivo
3 4 4 0 0 0,179 0,179 Negativo
4 4 2 0 -1 0,281 0,281 Negativo
5 4 7 -3 -2 0,208 0,208 Negativo
6 4 2 0 2 0,127 0,127 Positivo
7 5 3 2 5 1,364 1,364 Positivo
8 5 7 4 3 0,114 0,114 Positivo
9 5 4 10 4 0,172 0,172 Positivo
10 5 14 20 23 0,722 0,722 Positivo
11 5 2 -1 0 0,1 0,1 Negativo
12 5 7 0 1 0,164 0,164 Positivo
13 6 12 2 4 0,247 0,247 Positivo
14 6 2 1 3 0,177 0,177 Positivo
15 6 2 0 2 0,155 0,155 Positivo
16 6 7 0 -1 0,32 0,32 Negativo
17 6 5 -2 -7 0,25 0,25 Positivo
18 6 2 2 2 0,116 0,116 Positivo
19 6 17 2 6 0,408 0,408 Positivo
20 7 5 7 4 0,217 0,217 Positivo
21 8 7 3 5 0,653 0,653 Positivo
22 9 5 3 5 0,244 0,244 Positivo
23 9 4 4 2 0,138 0,138 Positivo
24 9 4 5 2 0,176 0,176 Positivo
25 9 8 3 3 0,186 0,186 Positivo
21
26 9 5 3 11 0,269 0,269 Positivo
27 10 3 2 -7 0,221 0,221 Positivo
28 10 7 10 12 0,15 0,15 Positivo
29 10 6 -5 -7 0,213 0,213 Positivo
30 10 5 0 1 0,191 0,191 Positivo
31 10 8 -1 4 0,103 0,103 Positivo
32 10 6 7 6 1,117 1,117 Positivo
33 10 5 6 4 0,305 0,305 Positivo
34 11 7 3 1 0,843 0,843 Positivo
35 11 14 -2 -2 0,142 0,142 Positivo
36 11 2 3 5 0,147 0,147 Positivo
37 11 5 11 7 2,18 2,18 Positivo
38 11 3 1 -6 0,111 0,111 Positivo
39 12 5 0 1 0,118 0,118 Positivo
40 12 9 6 3 0,138 0,138 Positivo
41 12 6 5 4 1,65 1,65 Positivo
42 13 2 0 1 0,125 0,125 Positivo
43 14 5 3 1 0,644 0,644 Positivo
44 14 5 3 5 0,436 0,436 Positivo
45 14 3 0 -1 0,128 0,128 Positivo
SITT= Single Intradermal Tuberculin Test, CITT= Comparative Intradermal Tuberculin, Test IV= Inspección
Veterinaria, INF= Interferon gamma ca=con aguja, sa= sin aguja
*Celdas rojas= reactores positivos mayor o igual a 4mm
*Celdas amarilas= positivos a la prueba ELISA INF-γ
IFN-γ (inicial)= Positivo = mayor o igual a 0,1
IFN-γ (final)= Positivo = mayor o igual a 0,4
Fuente: Aponte, 2019; CIZ, 2019
Del análisis estadístico con la prueba t-Student se obtuvieron los siguientes
resultados: p valor de 0.000 (Tabla 6) para la tuberculina bovina y 0.003 (Tabla
7) para la tuberculina aviar.
Tabla 6. Resultados de la prueba t para la tuberculina bovina para medias de
dos muestras emparejadas.
Variable
(CA) Variable
(SA)
Media 3,333 4,9111
Varianza 17,273 26,0374
Observaciones 45 45
Grados de libertad 44
Estadístico t -4,880
P(T<=t) dos colas 0,000
CA= con aguja, SA= sin aguja, P= probabilidad
22
* Si la probabilidad obtenida P-valor = < α=0.05 Rechace Ho (Se Acepta H1)
*Si la probabilidad obtenida P-valor = > α=0.05 No rechace Ho (Se Acepta H0)
Fuente: Aponte, 2019
Tabla 7. Resultados de la prueba t para la tuberculina aviar para medias de dos
muestras emparejadas.
Variable
(CA) Variable
(SA)
Media 2,511 4,911
Varianza 8,926 26,037
Observaciones 45 45
Grados de libertad 44
Estadístico t -3,172
P(T<=t) dos colas 0,003
CA= con aguja, SA= sin aguja, P= probabilidad
* Si la probabilidad obtenida P-valor = < α=0.05 Rechace Ho (Se Acepta H1)
*Si la probabilidad obtenida P-valor = > α=0.05 No rechace Ho (Se Acepta H0)
Fuente: Aponte, 2019
Por lo tanto, a partir de estos resultados aceptamos la hipótesis alternativa (H1),
diciendo que hay una diferencia significativa bien marcada entre la respuesta del
bovino a la prueba de tuberculina comparativa con aguja y sin aguja, con
tendencia a un mayor número de reactores positivos el método sin aguja.
Tomando en cuenta que la población de bovinos escogida eran animales
serológicamente positivos a tuberculosis (Tabla 4), con estos resultados vemos
que, al no utilizar agujas minimizamos los errores de aplicación por parte del
operador, ya que según Monaghan et al., (1994) el uso de agujas dificulta la
aplicación adecuada de tuberculina, puesto que se puede llegar a inocular en
las capas más profundas de la piel o por el contrario aplicar una dosis
insuficiente, debido a que ésta puede salirse durante la inoculación.
Además, estos resultados coinciden con el estudio realizado por el Centro de
Vigilancia Sanitaria Veterinaria de la Universidad Complutense de Madrid, en
2011, en el cual se demostró que al utilizar jeringas sin agujas se mejora la
distribución de la tuberculina en la dermis del animal, evidenciándose un correcta
formación de la pápula (Anexo 1), teniendo como resultado una excelente
reacción, sin dejar de lado el bienestar animal, dado que se observó que durante
23
la prueba el animal permanecía tranquilo, lo que no ocurre al utilizar jeringas con
agujas ya que el animal se estresa y se mueve constantemente llegando a
romper las agujas.
Por otro lado, también se realizó una valoración de este nuevo método en
relación con la prueba ELISA IFN-γ utilizando estadística bayesiana. Primero se
estableció un punto de corte para los resultados de IFN-γ (Tabla 5), teniendo
como resultado un punto de corte de 0.4 para ser considerados animales
serológicamente positivos a tuberculosis bovina (Figura 10).
Figura 10. Histograma que establece un punto de corte de 0.4 para la prueba
de ELISA IFN-γ.
Fuente: Aponte, 2019
Este punto de corte se tuvo que establecer, para posteriormente poder analizar
los animales reactores positivos y negativos de la prueba CITT sin aguja (Tabla
3). A partir de este resultado se realizó un gráfico de distribución (Figura 11) de
los datos de los animales reactores positivos (rojo) y reactores negativos (azul),
donde se puede observar que se encuentran ligeramente separados. Por lo
24
tanto, el método de inoculación sin aguja nos permite discriminar entre animales
positivos y negativos de una manera más segura, lo que significaría que, si un
animal es reactor positivo a la prueba cervical comparativa, también será
seropositivo a la prueba ELISA IFN-γ y si por el contrario es reactor negativo
también tendrá un resultado seronegativo a ELISA IFN-γ. Estos resultados van
relacionados con el estudio de Clegg et al., (2011) donde se realizó un análisis
con estadística bayesiana y se estableció una dependencia de la prueba CITT
con IFN-γ.
Figura 11. Distribución de los animales positivos y negativos a la prueba
cervical comparativa sin aguja en relación con la prueba ELISA IFN-γ.
Fuente: Aponte, 2019
A partir de estos resultados descartamos la posibilidad de que el método de
inoculación sin aguja tienda a dar más reactores positivos por el tipo de
metodología que utiliza.
25
También, tenemos que de la aplicación de las tuberculinas con aguja el 26,7%
(12/45) y sin aguja el 37,8% (17/45) de animales fueron reactores positivos
(Tabla 8).
Tabla 8. Comparación de resultados de la tuberculinización con aguja y sin
aguja.
Reactivos No Reactivos Sospechosos
Método n % n % n %
Con aguja 12 26,7 25 55,6 8 17,8
Sin aguja 17 37,8 24 53,3 4 8,9
Fuente: Aponte, 2019
Estos resultados son bajos, ya que la sensibilidad de la prueba CITT según
varias investigaciones puede variar del 52.9% al 95.5%. Así tenemos que
Monaghan et al., (1994) reportó una sensibilidad del 55.1–93.5% y demostró que
el estrés ocasionado por una mala nutrición y transporte causan
inmunosupresión. A partir de eso se puede explicar el bajo porcentaje de
animales reactores positivos que se obtuvo en este estudio a la prueba CITT,
debido a que, todos los bovinos fueron transportados a otro predio al tener el
diagnóstico serológico positivo y, además, se cambió drásticamente su
alimentación, ya que, se disminuyó la cantidad de pasto y se suspendió el
concentrado que se les suministraba durante sus dos ordeños diarios.
En otro estudio de la Rua-Domenech et al., (2006), realizó un metanálisis de las
pruebas de tuberculina y del ensayo de IFN-γ y menciona que la sensibilidad de
la prueba CITT puede variar del 75-95.5%. estos valores se ven afectados a
causa de infecciones generalizadas o anergia (Pollock & Neill, 2002) y por
reacciones cruzadas con micobacterias ambientales, como por ejemplo las del
complejo de M. avium-intracellulare, que provocan hipersensiblidad a la
tuberculina aviar (Hope et al., 2005).
Por último, Clegg et al., (2011) realizó una investigación en Irlanda, donde se
desconocía el estado real de la enfermedad y se reportó una sensibilidad 52.9-
60.8%, en relación a la prueba de ELISA IFN-γ. En esta investigación en
particular los datos se obtuvieron a partir de modelos estadísticos bayesianos,
que nos permiten estimar valores más precisos de probabilidad.
26
De acuerdo con estas tres investigaciones podemos ver que la prueba CITT sin
aguja (Tabla 8) es la que más se acerca a estos resultados con un 37.8% (17/45)
de animales reactores positivos, mientras que con la CITT con aguja se obtuvo
tan solo un 26.7% (12/45) de animales reactores positivos. Sin embargo, se debe
considerar que el sistema inmunitario es fluctuante durante el tiempo y los
animales pueden tener etapas de inmunosupresión (Humblet et al., 2011;
O’Hagan et al., 2018).
Como se puede observar, hay diferentes razones por las cuales la sensibilidad
de esta prueba puede variar entre las cuales se mencionó: estrés, mala nutrición,
transporte, reacciones cruzadas con micobacterias ambientales, anergia y los
errores de aplicación de la tuberculina por parte del operador. Como vemos en
particular, el estado general del animal puede influir notoriamente en la respuesta
inmunitaria (O’Hagan et al., 2018). Es por eso que también se debe considerar
a uno de los principales factores de riesgo que es la edad (Biffa et al., 2010;
Haynes et al., 1997), ya que en este estudio el 55.5% (25/45) de animales eran
mayores a 8 años de edad (Tabla 2 y 3) y según el estudio de Álvarez et al.,
(2014) los animales no responden a la prueba, ya sea por anergia en hatos con
infección generalizada a causa de errores en diagnósticos previos o por
inmunosupresión debido a la edad (Crozet et al., 2019; de la Rua-Domenech et
al., 2006; O’Hagan et al., 2018).
Otra razón muy importante de haber tenido una baja cantidad de animales
reactores positivos, es debido a que, el punto de corte que se utilizó
recomendado por la OIE no era el adecuado para esta zona, dado que, según
estudios previos realizados por el Instituto de Investigación en Salud Pública y
Zoonosis, los animales que presentaron induraciones comprendidas entre 2 y 4
mm también se encontraron lesiones visibles durante la inspección post mortem
(datos en preparación).
Estos datos coinciden con el estudio de Ameni et al., (2008), donde manifestó
que un punto de corte mayor a 2 mm, tenía una mayor sensibilidad que al utilizar
un punto de corte mayor 4 mm. Estos resultados se obtuvieron sin afectar la
especificidad de la prueba. En esta investigación la confirmación de la
enfermedad se realizó con inspección post mortem detallada de seis pares de
ganglios linfáticos y pulmones de todos los animales del estudio.
27
5.2. Inspección Veterinaria
Para verificación de la enfermedad se realizó la inspección post-mortem, donde
se faenaron los 45 bovinos y como resultado de la inspección veterinaria
después de haber revisado los ganglios linfáticos, pulmón, ubre y canal se
obtuvieron 40 (88.9 %) (Tabla 5) muestras con lesiones de tipo granulomatoso
que provenían principalmente del parénquima pulmonar (Figura 12)
representando un 75 % (30/45) del total de las lesiones encontradas.
Este alto porcentaje de lesiones encontradas en los pulmones se pueden asociar
debido a que los bovinos provenían de haciendas dedicadas a la producción
láctea donde hay mayor hacinamiento y contacto entre los animales (Proaño-
Pérez et al., 2011) y al ser la principal vía de contagio la respiratoria (Boukary et
al., 2012) las lesiones fueron encontradas principalmente en este órgano (Bekele
& Belay, 2011).
Figura 12. Localización de lesiones granulomatosas encontradas en la
inspección veterinaria.
Fuente: Aponte, 2019
Como se describió anteriormente en el capítulo IV los animales que tomamos
para este estudio fueron bovinos serológicamente positivos a ELISA IFN-γ por lo
que pudimos corroborar con la inspección veterinaria que esta prueba tiene una
alta sensibilidad ya que, se encontraron lesiones en el 88.9% (40/45) (Tabla 5)
9; 22%
30; 75%
1; 3%
Nódulos Linfáticos regionales Pulmón Ubre
28
de los animales faenados, lo que coincide con los estudios realizados por Ryan
et al., 2000 & Singhla et al., (2019), donde se reporta una sensibilidad del 85- 90
% para bovinos con diagnostico seropositivo a ELISA IFN-γ.
La gran cantidad de lesiones que se encontraron están relacionadas con la edad
de los animales ya que más de la mitad eran animales viejos (Álvarez et al.,
2014; Proaño-Perez et al., 2009) y al ser la tuberculosis una enfermedad de tipo
crónico hay mayores posibilidades de encontrar lesiones en estos animales
(Perez, Ward, & Ritacco, 2002), en vista de que al tener un mayor tiempo de
exposición al patógeno hace posible una reactivación de la enfermedad al pasar
por procesos de inmunosupresión que son comunes en animales longevos
(Demelash et al., 2009).
Después de haber realizado la confirmación de la enfermedad mediante inspec-
ción veterinaria en todos los animales muestreados, vemos que el método que
tiene mayor similitud con la inspección veterinaria es la aplicación de tuberculina
sin aguja, dado que con este método se obtuvo un 37.8 % (Tabla 8) de animales
reactores positivos mientras que con el método con aguja se obtuvo un 11 %
menos de animales reactores positivos.
29
CAPÍTULO VI: CONCLUSIONES
Al comparar la respuesta del bovino a la prueba CITT con aguja y CITT sin aguja
por medio de la prueba t-student tuvimos que son estadísticamente diferentes.
Sin embargo, al analizar estos resultados tomando en cuenta que los animales
utilizados en este estudio eran seropositivos a tuberculosis, se observó que la
aplicación de tuberculina sin aguja minimiza los errores que puede tener el
operario al momento de su aplicación, permitiéndole administrar una dosis
adecuada, teniendo como resultado una buena reacción inmunitaria. Además,
se observó que al no usar agujas los animales permanecían tranquilos logrando
así mantener el bienestar animal.
Se logró determinar un punto de corte de 0.4 para la prueba ELISA IFN-γ
mediante estadística bayesiana y demostrar que la prueba CITT sin aguja
permite una buena diferenciación entre animales positivos y negativos en
relación con el IFN-γ.
Se encontraron lesiones macroscópicas en el 88.9 % (40/45) de animales
durante la inspección post mortem y se determinó que la prueba ELISA IFN-γ
tiene una alta sensibilidad como se menciona en varios estudios.
30
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38
ANEXOS
ANEXO 1. Procedimiento para realización de la prueba cervical comparativa con jeringa sin aguja.
Aplicación de tuberculina con jeringa sin
aguja.
Fuente: Aponte, 2019
Formación de pápula después de la
aplicación de la tuberculina.
Fuente: Aponte, 2019
ANEXO 2. Inspección Post- mortem de los Bovinos faenados en la Empresa Pública de Rastro y Plazas de Ganado de Santo Domingo de los Tsáchilas.
Inspección post-mortem de pulmón.
Fuente: Aponte, 2019
Parénquima pulmonar con granulomas.
Fuente: Aponte, 2019
39
Parénquima pulmonar con formación
granulomatosa.
Fuente: Aponte, 2019
Multiples lesiones granulomatosas en
cavidad toráxica.
Fuente: Aponte, 2019
ANEXO 3. Gráfica de Interpretación Prueba de Tuberculina Cervical Comparada.
Fuente: (Grooms & Molesworth, 2000).
40
ANEXO 4. Hoja de registro de las mediciones iniciales y finales de la prueba cervical comparativa con aguja y sin aguja.
Tabla 2. Resultados de la IDTB comparativa con aguja distribuido por edades.
Número ID Edad
(Años) Raza
Respuesta Estado PPD Bo-
vino PPD Aviar
1 36983 3 Mestiza 2 0 No reactivo
2 36272 3 Mestiza 2 0 No reactivo
3 35911 4 Mestiza 0 0 No reactivo
4 35693 4 Mestiza 1 1 No reactivo
5 35990 4 Mestiza 0 3 No reactivo
6 34503 4 Mestiza 0 0 No reactivo
7 31148 5 Mestiza 2 0 No reactivo
8 32709 5 Mestiza 6 2 Reactivo
9 33792 5 Mestiza 10 0 Reactivo
10 32583 5 Mestiza 22 2 Reactivo
11 33320 5 Mestiza 0 1 No reactivo
12 31662 5 Mestiza 0 0 No reactivo
13 28506 6 Mestiza 4 2 No reactivo
14 28068 6 Mestiza 1 0 No reactivo
15 30522 6 Mestiza 1 1 No reactivo
16 28041 6 Mestiza 0 0 No reactivo
17 30271 6 Mestiza 3 5 No reactivo
18 29800 6 Mestiza 2 0 No reactivo
19 27727 6 Mestiza 2 0 No reactivo
20 27854 7 Mestiza 7 0 Reactivo
21 25217 8 Mestiza 3 0 Sospechoso
22 12939 9 Mestiza 4 1 Sospechoso
23 12219 9 Mestiza 4 0 Reactivo
24 12080 9 Mestiza 5 0 Reactivo
25 12619 9 Mestiza 3 0 Sospechoso
26 21595 9 Mestiza 3 0 Sospechoso
27 18536 10 Mestiza 2 0 No reactivo
28 16584 10 Mestiza 10 0 Reactivo
29 18163 10 Mestiza 0 5 No reactivo
30 18388 10 Mestiza 0 0 No reactivo
31 17062 10 Mestiza 0 1 No reactivo
PPD BovinoPPD AviarPPD BovinoPPD Aviar PPD BovinoPPD AviarPPD BovinoPPD AviarPPD BovinoPPD Aviar PPD BovinoPPD Aviar
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
IVEdad (años) RazaNúmero ID
Jeringa con aguja Jeringa sin aguja
PIEL NORMAL MEDICION 72 HORAS DIFERENCIA PIEL NORMAL MEDICION 72 HORAS DIFERENCIA
41
32 18805 10 Mestiza 7 0 Reactivo
33 16127 10 Mestiza 8 2 Reactivo
34 15227 11 Mestiza 3 0 Sospechoso
35 14280 11 Mestiza 0 2 No reactivo
36 14732 11 Mestiza 3 0 Sospechoso
37 14298 11 Mestiza 12 1 Reactivo
38 14636 11 Mestiza 1 0 No reactivo
39 11112 12 Mestiza 0 0 No reactivo
40 13520 12 Mestiza 6 0 Reactivo
41 10518 12 Mestiza 5 0 Reactivo
42 11903 13 Mestiza 0 0 No reactivo
43 9266 14 Mestiza 3 0 Sospechoso
44 9444 14 Mestiza 3 0 Sospechoso
45 5624 14 Mestiza 0 0 No reactivo ID= Identificación, PPD= Derivado proteico purificado
* Mestiza= Jersey, Sahiwal
Fuente: Aponte, 2019
Tabla 3. Resultados de la IDTB comparativa sin aguja distribuido por edades.
Número ID Edad (Años)
Raza Respuesta
Estado PPD Bo-vino
PPD Aviar
1 36983 3 Mestiza 2 0 No reactivo
2 36272 3 Mestiza 1 2 No reactivo
3 35911 4 Mestiza 0 0 No reactivo
4 35693 4 Mestiza 1 2 No reactivo
5 35990 4 Mestiza 0 2 No reactivo
6 34503 4 Mestiza 2 0 No reactivo
7 31148 5 Mestiza 7 2 Reactivo
8 32709 5 Mestiza 8 5 Sospechoso
9 33792 5 Mestiza 9 5 Reactivo
10 32583 5 Mestiza 29 6 Reactivo
11 33320 5 Mestiza 0 0 No reactivo
12 31662 5 Mestiza 1 0 No reactivo
13 28506 6 Mestiza 6 2 Reactivo
14 28068 6 Mestiza 3 0 Sospechoso
15 30522 6 Mestiza 3 1 No reactivo
16 28041 6 Mestiza 1 2 No reactivo
17 30271 6 Mestiza 7 14 No reactivo
18 29800 6 Mestiza 2 0 No reactivo
19 27727 6 Mestiza 6 0 Reactivo
20 27854 7 Mestiza 9 5 Reactivo
21 25217 8 Mestiza 6 1 Reactivo
42
22 12939 9 Mestiza 5 0 Reactivo
23 12219 9 Mestiza 2 0 No reactivo
24 12080 9 Mestiza 4 2 No reactivo
25 12619 9 Mestiza 4 1 Sospechoso
26 21595 9 Mestiza 11 0 Reactivo
27 18536 10 Mestiza 2 9 No reactivo
28 16584 10 Mestiza 15 3 Reactivo
29 18163 10 Mestiza 1 8 No reactivo
30 18388 10 Mestiza 1 0 No reactivo
31 17062 10 Mestiza 4 0 Reactivo
32 18805 10 Mestiza 7 1 Reactivo
33 16127 10 Mestiza 7 3 Reactivo
34 15227 11 Mestiza 5 4 No reactivo
35 14280 11 Mestiza 0 2 No reactivo
36 14732 11 Mestiza 8 3 Reactivo
37 14298 11 Mestiza 12 5 Reactivo
38 14636 11 Mestiza 3 9 No reactivo
39 11112 12 Mestiza 3 2 No reactivo
40 13520 12 Mestiza 6 3 Sospechoso
41 10518 12 Mestiza 8 4 Reactivo
42 11903 13 Mestiza 1 0 No reactivo
43 9266 14 Mestiza 3 2 No reactivo
44 9444 14 Mestiza 6 1 Reactivo
45 5624 14 Mestiza 0 1 No reactivo ID= Identificación, PPD= Derivado proteico purificado
* Mestiza= Jersey, Sahiwal
Fuente: Aponte, 2019
Tabla 4. Resultados de la prueba ELISA IFN-γ.
Número ID Edad (años)
PPD Bovino
PPD Aviar
Resultado Interpre-tación
1 36983 3 0,391 0,236 0,155 Positivo
2 36272 3 1,612 0,324 1,288 Positivo
3 35911 4 0,635 0,456 0,179 Positivo
4 35693 4 0,398 0,117 0,281 Positivo
5 35990 4 0,274 0,066 0,208 Positivo
6 34503 4 0,35 0,223 0,127 Positivo
7 31148 5 1,797 0,433 1,364 Positivo
8 32709 5 0,322 0,208 0,114 Positivo
9 33792 5 0,324 0,152 0,172 Positivo
10 32583 5 1,709 0,987 0,722 Positivo
11 33320 5 0,402 0,302 0,1 Positivo
12 31662 5 0,188 0,024 0,164 Positivo
13 28506 6 0,437 0,19 0,247 Positivo
43
14 28068 6 1,666 1,489 0,177 Positivo
15 30522 6 0,391 0,236 0,155 Positivo
16 28041 6 0,43 0,11 0,32 Positivo
17 30271 6 0,398 0,148 0,25 Positivo
18 29800 6 0,141 0,025 0,116 Positivo
19 27727 6 0,45 0,042 0,408 Positivo
20 27854 7 0,33 0,113 0,217 Positivo
21 25217 8 0,994 0,341 0,653 Positivo
22 12939 9 0,344 0,1 0,244 Positivo
23 12219 9 0,443 0,305 0,138 Positivo
24 12080 9 0,42 0,244 0,176 Positivo
25 12619 9 0,369 0,183 0,186 Positivo
26 21595 9 0,697 0,428 0,269 Positivo
27 18536 10 0,539 0,318 0,221 Positivo
28 16584 10 0,308 0,158 0,15 Positivo
29 18163 10 0,424 0,211 0,213 Positivo
30 18388 10 0,21 0,019 0,191 Positivo
31 17062 10 0,322 0,219 0,103 Positivo
32 18805 10 1,325 0,208 1,117 Positivo
33 16127 10 0,795 0,49 0,305 Positivo
34 15227 11 1,153 0,31 0,843 Positivo
35 14280 11 0,166 0,024 0,142 Positivo
36 14732 11 0,347 0,2 0,147 Positivo
37 14298 11 2,494 0,314 2,18 Positivo
38 14636 11 0,436 0,325 0,111 Positivo
39 11112 12 0,15 0,032 0,118 Positivo
40 13520 12 0,421 0,283 0,138 Positivo
41 10518 12 2 0,35 1,65 Positivo
42 11903 13 0,384 0,259 0,125 Positivo
43 9266 14 1,215 0,571 0,644 Positivo
44 9444 14 1,161 0,725 0,436 Positivo
45 5624 14 0,371 0,243 0,128 Positivo ID= Identificación, PPD= Derivado proteico purificado
* Positivo S/P = diferencia entre (PPDb-PPDa) mayor o igual a 0,1
Fuente: Centro de Investigación en Salud Pública y Zoonosis, 2019