thése de allal kawther hanane
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République Algérienne Démocratique et Populaire
Ministère de l’Enseignement Superieur et de la Recherche Scientifique
Université SAAD Dahlab de Blida
Faculté des Siences Agronomiques-Vétérinaires et Biologiques
Département de Biologie
Mémoire de projet de fin d’études en vue de l’obtention du Diplôme
D’Etudes Supérieures en Biologie
Spécialité : Biochimie
Thème
Présenté par :
Mlle. OUDAFAL Fatma Zohra et Mlle. ALLAL Kawther Hanane
Membres de jury :
Mme DEFAIRI D. M A A USDB Présidente
Mme BIREM Z. M A A USDB Examinatrice
La prévalence de la Thyroïdite de Hashimoto en Algérie
Mme SAADI L. M A A USDB Promotrice
Mr BENTAIB F. M A A HCA Co-promoteur
2011-2012
Au terme de ce travail, nous tenons en premier lieu à remercier ALLAH tout
puissant de nous avoir donné la santé, la volonté et la patience durant nos années
d’études et pendant notre stage et qui nous à donné la force de mener à bien ce
travail.
NOUS adressons nos sincères remerciements :
A Madame Saadi Leila, Maitre assistance à l’université de Blida notre promotrice,
pour son encadrement, sa gentillesse de nous avoir guidées, conseillés et corrigé
tout au long de la rédaction de ce mémoire.
A Monsieur Bentaib Fateh, Co-promoteur, de nous avoir pris en charge dans son
service (diabétologie endocrinologie). son soutien, la pertinence de ses conseils et
sa grande disponibilité tout au long de la période de notre stage.
A Madame la présidente du jury DEFAIRI D, pour avoir bien voulu présidé ce jury et
évalué ce travail.
A Madame l’examinatrice BIREM Z, pour avoir accepté d’examiner ce mémoire.
Au Professeur HAFFAF El Mehdi, chef du service de médecine nucléaire de nous
avoir accueilli dans son service afin d’y pratiquer les différents immunodosages
relatifs au bilan thyroïdien.
A tout le personnel du service de médecine nucléaire surtout Leila, Houria, Malika
ainsi qu’a tout le personnel du service d’endocrinologie surtout au Dr. Chamouni M
qui nous ont apporté leur expérience, patiente et des réponses a nos interrogations.
A tous ceux qui ont participé de prés ou de loin à la réalisation de ce travail
A tous les enseignants du département de biologie qui ont contribué a notre
formation durant nos années d’études.
Dédicaces Je dédie ce mémoire à…
A mes très chers parents, tous les mots du monde ne sauraient exprimer
l’immense amour que je vous porte, ni la profonde gratitude que je vous témoigne
pour tous les efforts et les sacrifices que vous n’avez jamais cessé de consentir pour
mon instruction et mon bien être. C’est à travers vos encouragements que j’ai pu
atteindre mon but, et ces à travers vos critiques que je me suis réalisée.
J’espère avoir répondu aux espoirs que vous avez fondés en moi. Je vous rends
hommage par ce modeste travail en guise de ma reconnaissance éternelle et de
mon infini amour. Que Dieu tout puissant vous garde et vous procure santé, bonheur
et longue vie pour que vous demeuriez le flambeau illuminant le chemin de vos
enfants.
A mon adorable sœur Ikram, puisse l’amour et la fraternité nous unissent à jamais
Je te souhaite un avenir florissant mon futur docteur et une vie pleine de bonheur,
de santé et de prospérité.
A mes oncles et mes tentes, veillez percevoir à travers ce travail l’expression de
profonde affection et énorme respect.
A tout mes cousin et cousine surtout farida hanane et amina. Merci pour votre
encouragement.
A la mémoire de mes grands parents, le destin ne nous a pas laissé le temps
pour jouir ce bonheur ensemble puisse Dieu tout puissant vous accorder sa
clémence et vous accueillir dans son paradis.
A tous mes amis surtout sara et meyssa : Merci pour les bons moments qu’on a
partagé ensemble et pour votre soutien.
A tout mes enseignants tout au long de mes études. Enfin a mon très
chère binôme fatma zohra ; collègue ; amie et confidente. Merci pour tout … je te
souhaite tout le bonheur du monde. HANANE
Dédicaces Je dédie ce mémoire à…
A mes très chers parents : Ali et Hassina
Les deux personnes qui ont toujours été présentes pour me chérir, me protéger et
me soutenir tant moralement que matériellement pour que je puisse atteindre mon
but. Aucun mot ne saurait exprimer ma reconnaissance et ma gratitude à votre
égard, Puisse ce mémoire symboliser le fruit de vos longues années de sacrifices
consentis pour mes études et mon éducation. Que DIEU, le tout puissant, vous
protége et vous accorde meilleure santé et longue vie. Je vous aime mes chers
parents.
A mon grand frère : Mohamed
Je vous souhaite un avenir florissant et une vie pleine de bonheur, de santé et de
prospérité.
A mes deux sœurs adorables: Baya et Rym Fella.
Je vous aime mes chères sœurs je vous souhaite tout le succès dans votre vieA la mémoire de ma grand-mère paternelle, de mon grand-père maternel et de mon
oncle KHALED.
A ma grand-mère maternelle et mon grand-père paternel: Que Dieu vous garde.
A mes oncles et tantes.
A tous mes cousins et cousines.
A tous les membres de ma famille petits et grands.
A tous mes amis.
A tous mes enseignants depuis le primaire jusqu’à l’université.
Et enfin à mon binôme et ma très chère amie HANANE pour sa gentillesse, sa compréhension et sa bonne humeur durant nos quatre agréables années passées
ensembles .Que Dieu te garde pour ta famille et pour toutes les personnes qui t'aiment.
FATMA-ZOHRA
Sommaire
Introduction……………………………………………………………………………………1
Chapitre I : Données bibliographiques
I.1. Généralités sur la glande thyroïde ........................................................................2
I.1.1. Anatomie de la glande thyroïde ..........................................................................2
I.1.2.Structure de la glande thyroïde ...........................................................................3
I.1.3.Physiologie de la glande thyroïde ........................................................................4
I.1.3.1.Structure des hormones thyroïdiennes .............................................................4
I.1.3.2. Biosynthèse des hormones thyroïdiennes .......................................................5
I.1.3.3. Rôles physiologiques ......................................................................................7
I.1.3.4. Régulation de la biosynthèse des hormones thyroïdiennes ............................7
I.1.3.5. Transport et catabolisme ...............................................................................8
I.1.3.6. Mécanisme d’action .........................................................................................9
I.2. Généralités sur la maladie de Hashimoto ..............................................................9
I.2.1.Symptômes de la maladie de Hashimoto ..........................................................10
I.2.1.1. Symptômes chez l’adulte ...............................................................................10
I.2.1.2. Symptômes chez l’enfant ............................................................................10.
I.2.2. Causes de la thyroïdite de Hashimoto ..............................................................11
I.2.3. Epidémiologie ...................................................................................................11
I.2.4. Facteurs de risques ..........................................................................................11
I.2.5. Physiopathologie ..............................................................................................12
I.3. Exploration biologique de la fonction thyroïdienne .....................................14
I.3.1. Dosage hormonal .............................................................................................14I.3.1.1. Thyréostimuline ...........................................................................................14
I.3.1.2. Dosage de la Tétra-ïodothyronine .................................................................15
I.3.1.3. Dosage de la Tri-iodothyronine .....................................................................15
I.3.1.4. Le dosage des anticorps antithyroïdiens........................................................15
I.3.1.5 Anticorps antithyroperoxydase .......................................................................16
I.3.1.6 Anticorps anti-thyroglobuline...........................................................................16
Chapitre II : Matériel et méthodes
I.1.Matériel ................................................................................................................17
I.1.1.Patients .............................................................................................................17
I.1.2. Appareillage et réactifs ...................................................................... (Annexe II)
I.2.Méthodes .............................................................................................................17
I.2.1. Etude rétrospective ...........................................................................................17
I.2.2. Etude prospective .............................................................................................18
I.2. 3. Prélèvement des échantillons ..........................................................................18
I.2.4. Dosage des hormones thyroïdiennes ............................................................. 19
I.2.4.1. Dosage de la tri-iodothyronine .................................................................19
I.2.4.2. Dosage de la tetra-iodothyronine ............................................................ 19
I.2.4.3. Dosage de la thyréostimuline TSH ...........................................................20
I.2.4.4. Dosages des anticorps anti-TPO .............................................................21
I.2.4.5. Dosage des anticorps anti-Tg ................................................................. 22
Chapitre III : résultats et discussions
III. Résultats………………………………………………………………………………... 24
III.1.Etude rétrospective…………………………………………………………………. 24
III.1.1.Présence de selon l’hypothyroïdie le sexe……………………………... 24
III.1.2. Présence de l’hypothyroïdie selon le sexe et l’âge……………………. 25
III.1.3.Répartition des patients selon l’origine endémique du goitre ………………….26
III.1.4. Présence de l’hypothyroïdie selon les types étiologiques…………… 26
III.2.Etude prospective……………………………………………………………………. 27
III.2.1.Evolution des taux plasmatique de la thyréostimuline……………………... 28
III.2.2. Evolution des taux plasmatique de la thyroxine……………………………….. 30
III.2.3. Evolution des taux des anticorps anti-thyroperoxydase………………………. 31
III.2.3.Origines endémiques……………………………………………………………… 31
III.2.4. Présence des antécédents familiaux……………………………………………. 32
III.2.5. Association à une polyendocrinopathie et/ou maladie auto-immune………... 32
III.2.6. Evolution des taux des anticorps anti-thyroperoxydase…………………... 33
III.2.7. Présence du goitre……………………………………………………………....... 34
III.2.8. Evolution des taux des anticorps anti-TPO…………………………………… 34
III.2. Discussion……………………………………………………………………….. 35
Conclusion
Références bibliographiques
Annexes
Tableaux 1 : Bilan thyroïdien des 10 patients parmi les 33 atteints de la Thyroïdite de Hashimoto.
Figures Titre Page
Figure 1 Localisation de la glande thyroïde. 2
Figure 2 (A et B) Structure d’une glande thyroïde de mammifère. 4
Figure 3 Structure des hormones thyroïdiennes. 5
Figure 4 Biosynthèse des hormones thyroïdienne. 6
Figure 5 Origine et durée de vie des hormones thyroïdiennes.
7
Figure 6 L'axe thyréotrope. 8
Figure 7 Processus immunologique à l’origine de la thyroïdite de Hashimoto.
13
Figure 8 Principaux antigènes du follicule thyroïdien. 16
Figure 9 Répartition des malades selon le sexe. 24
Figure 10 Répartition de l’hypothyroïdie selon le sexe et les tranche d’âge.
25
Figure 11 Prédominance de l’hypothyroïdie selon 26
l’origine des patients.
Figure 12 Prédominance étiologique de la thyroïdite de Hashimoto par rapport aux autres étiologies
26
Figure 13 Prédominance étiologique de la thyroïdite de Hashimoto par rapport aux autres étiologies
27
Figure 14 Evolution de la thyréostimuline plasmatique selon les groupes d’âge et le sexe.
28
Figure 15 Pic du taux moyen de la thyréostimuline
selon les groupes d’âge et le sexe.
28
Figure 16 Taux moyen de la thyréostimuline selon
la symptomatologie.
28
Figure 17 Courbe décrivant le taux moyen de la thyroxine par rapport au taux de la thyréostimuline
29
Figure 18 Taux moyen des anticorps anti-thyroperoxydase selon les tranches d’âge et le sexe
30
Figure 19 Prédominance de la thyroïdite de Hashimoto selon l’origine des patients
31
Figure 20 Répartition des patients selon la présence et l’absence d’antécédents familiaux
32
Figure 21 Répartition des patients selon l’association à des polyendocrinopathie et/ou des maladies auto-immune.
32
Figure 22 Répartition des patients selon la présence ou l’absence des antécédents familiaux
33
Figure 23La moyenne des anticorps anti-thyroperoxydase chez les patients atteints d’une polyendocrinopathie et/ou maladie auto-immune
33
Figure 24 Pourcentage des patients selon la forme goitreuse et la forme atrophique
34
Figure 25 Taux moyen des anticorps anti- TPO selon la forme goitreuse et la forme atrophique
35
Figure 26 Représentation schématique de la méthode de dosage immunométrique de type compétition
Annexe I
Figure 27 Représentation schématique de la méthode de dosage immunométrique de type sandwich.
Annexe I
Figure 28 Les etapes de dosage de la FT4 Annexe II
Figure 29 Les étapes de dosage de la TSH Annexe II
Figure 30 Les étapes de dosage des anticorps anti-TPO Annexe II
Figure 31 Les étapes de dosage des anticorps anti-Tg Annexe II
AC anti-TPO: Anticorps anti-thyroperoxydase.
AC anti-Tg: Anticorps anti-thyroglobuline.
ANAES: Agence Nationale d’Accréditation et d’Evaluation en Santé.
ATCD : Antécédents familiaux
CD4+: Cluster de différentiation 4.
DIT : Di-iodothyrosine.
HLA : Humain leucocyte Antigène.
IgG : Immunoglobuline G.
LT : Lymphocyte T.
MAI: Maladies auto-immune.
MIT: Mono-iodo-tyrosine.
NIS: Protéine transporteur d’iode.
PEN: Transporteur indépendant de sodium appelé pendrine.
SNC- : Anions thiocyanate.
TCR: Receptor of lymphocyte T.
TH1: Cellule T helper 1.
TH: Thyroïdite de Hashimoto.
TSH: Thyrotropine.
TRH : Hormone de libération de la thyrotropine.
FT3 : Fraction libre du tri iodothyrosine.
FT4 : Fraction libre du tétra iodothyrosine (thyroxine).
Tg : Thyroglobuline.
TBG : Thyroxine binding globulin.
TTR : Pré albumine ou transthyrétine.
Bradycardie : est un ralentissement du rythme cardiaque au dessous de la
normale (Dr Pierre, 2011).
Cirrhose : est une maladie chronique au cours de laquelle le foie se couvre
de tissu fibreux, ce qui provoque la décomposition progressive du tissu
hépatique qui se remplit de tissu graisseux (Blendis et Wong, 2003).
Coalescence : Adhérence de deux surfaces tissulaires en contact(Ghosh et
Juvekar, 2002).
Entéropathies : les maladies intestinales. La nature et la localisation de ces
maladies sont variées (Fournet, 2003).
Effet de Wolff-Chaikoff :Il s’agit d’un phénomène d’autorégulation qui inhibe
l’organification (oxydation de l’iodure) dans la glande thyroïde, la formation
des hormones thyroïdiennes à l’intérieur du follicule thyroïdien, et la libération
des hormones thyroïdiennes dans la circulation sanguine(Louis et al., 1996).
Frilosité : Sensation subjective d'avoir toujours froid s'observant
principalement dans les affections endocriniennes aiguës ou chroniques,
notamment le dysfonctionnement thyroïdien (Anonyme, 2009).
Vitiligo : est une maladie de l'épiderme qui se caractérise par des taches
blanches (dépigmentation) qui apparaissent et s'étendent sur la peau (Jin et
al., 2007).
Résumé Nous avons mené une étude rétrospective et prospective pendant 3 mois aux
niveaux du laboratoire médecine nucléaire à l’hôpital central de l’armée Ain-Naadja,
Alger sur 51 patients dont l’âge varie entre 25 ans et plus de 60 ans présentent les
principaux critères de l’hypothyroïdie de façon globale d’une part et la thyroïdite de
Hashimoto d’ autre part. Pour détecter cette maladie nous nous sommes intéressés
aux dosages des hormones thyroïdiennes (Thyréostimuline TSH, Thyroxine libre FT4
et les anticorps anti-Thyroperoxydase TPO, Anti-Thyroglobuline Tg) en utilisant deux
méthodes d’immunodosages différentes : méthode par compétition et méthode
sandwich. Les résultats du bilan thyroïdien qui confirme la maladie sont : TSH Elevé
supérieur au normes de 0.1 à 4 µU /ML et FT4 basse inférieur au normes de 6.35 à
18.9 Pg /ML, présence des anticorps anti TPO avec un taux supérieur à 130.0 U /ml
et la présence des anticorps anti Tg supérieur également à 70.0 U /ml. Cette maladie
touche beaucoup plus les femmes que les hommes. La prévalence est de 87,9%
pour les femmes et de 12,1% pour les hommes. Cependant elle survient beaucoup
plut tôt chez l’homme âgé de 25 à 40 ans alors que les femmes ne développent cette
maladie qu’à un âge plus avancé 40 à 60 ans, âge de péri et post ménopause. Dans
le cadre de l’éclosion familial de l’auto-immunité, nos patients ne rapportent pas
systématiquement d’antécédents familiaux de thyroidopathie et/ou maladie auto-
immune, cependant la majorité d’entre eux proviennent des régions ou l’apport iodé
est suffisant.
Mots clés : Maladie de Hashimoto ; Hypothyroïdie ; Hormones thyroïdiennes ;
Maladie auto-immune ; Goitre.
Abstract
We conducted a retrospective and prospective study for 3 months at the nuclear
medicine laboratory at the central hospital of the army-Ain Naadja, Algiers on 51
patients ranging in age between 25 and 60 years are the main criteria of
hypothyroidism globally on the one hand and Hashimoto's thyroiditis on the other
hand. To detect this disease we looked at the dosages of thyroid hormones (TSH,
FT4 and TPO antibodies, anti-Tg) using two different methods of immunoassays:
competitive method and sandwich method. It affects more women than men.
Prevalence 87.9% for women and 12.1% for men. However it occurs much earlier in
men aged 25 to 40 years while women do not develop the disease at an older age
from 40 to 60 years of age peri and post menopause. As part of the family outbreak
of autoimmunity, our patients do not report a family history of systematically
thyroidopathie and / or autoimmune disease, however the majority of them come
from regions where the iodine intake is sufficient.
Keywords: Hashimoto's Disease, Hypothyroidism, Thyroid hormones; Autoimmune
disease; Goiter.
INTRODUCTION
L’architecture de la glande thyroïde est dotée d’une machinerie exceptionnelle de
synthèse et de stockage des hormones thyroïdiennes. Celle-ci s’adapte aux multiples
besoins de l’organisme afin de maintenir l’équilibre métabolique (Pearce, 2003).
Les dysfonctionnements de la thyroïde sont plus fréquents qu’on ne le croit. De
ce fait, des estimations indiquent que quatre femmes sur cent souffrent d’une
certaine forme de problème thyroïdien dû à une maladie auto-immune tel que la
thyroïdite de Hashimoto (Debout, 2010).
Cette maladie porte le nom du médecin japonais qui l’a décrite en 1912.C’est
une maladie auto-immune provoquée par le système de défense de l’organisme.
Cette réaction conduit à une diminution progressive du fonctionnement thyroïdien,
induisant, dans la grande majorité des cas, une hypothyroïdie (Lipha, 2009).
Cependant la prévalence de la thyroïdite de Hashimoto a révélé les multiples
terrains de son éclosion (âge, sexe,facteurs génétiques, facteurs environnementaux).
Cette thyroidopathie spontanée affecte jusqu'à ce jour prés de 5% des sujets adultes.
(Duron, 2001).
Les causes précises de l´apparition de la maladie de Hashimoto ne sont pas
encore suffisamment étudiées scientifiquement. On suppose que la cause est
multifactorielle. On pense qu’une prédisposition génétique, des infections
chroniques, un bouleversement des taux d’hormones sexuelles : la progestérone et
l’œstrogène chez les femmes (grossesse, ménopause) et la testostérone chez les
hommes, un apport excessif d’iode, la cigarette, l’accident du réacteur de Tchernobyl
sont des causes possibles, qui peuvent, seules ou ensemble, contribuer a l
´apparition de la maladie (Caillat, 1999).
Le dépistage de la thyroïdite de Hashimoto repose essentiellement sur le dosage
des hormones thyroïdiennes (Thyréostimuline TSH, Thyroxine libre FT4) ainsi que
les anticorps anti-Thyréoperoxydase TPO et anti-Thyroglobuline Tg.
C’est pour cela nous nous sommes intéressé aux technique des immunodosages
dont nous disposons pour mettre en évidence cette maladie.
Le principal objectif de notre travail est d’étudier la distribution de cette maladie
thyroïdienne et la variation des paramètres qui la caractérisent en Algérie ; un pays
de zone d’endémie goitreuse.
Chapitre I
Données bibliographiques
I.1. Généralités sur la glande thyroïde
I.1.1. Anatomie de la glande
La thyroïde est une glande endocrine très vascularisée pesant entre 15 et 20
grammes chez l’Homme. Elle est située juste sous la peau et les muscles du cou, en
position médiane en avant et au contact des premiers arcs trachéaux (Houdart,
1998).
La glande thyroïde prend la forme de papillon, comportant un mince corps
central et deux ailes latérales appelées lobes (Mosnier, 2005) réunis par un isthme
surmonté d'un fin prolongement (pyramide de lalouette) (Figure 1). Chaque lobe
mesure 4cm de hauteur, 2cm de largeur et 2,5 cm d'épaisseur. La glande thyroïde
adhère aux anneaux trachéaux aux cartilages thyroïdien et cricoïde et directement
en rapport avec les glandes parathyroïdes et les nerfs récurrents (Mundler et al.,
2006).
Figure 1 : Localisation de la glande thyroïde (Thomson, 2001).
I.1.2. Structure de la glande thyroïde
La glande thyroïde ne comporte pas de capsule. Le tissu épithélial est sous
tendu par une trame conjonctive qui découpe le parenchyme en lobules. L'élément
fonctionnel est la vésicule ou follicule thyroïdien, de 200 à 300μ de diamètre. Sa
cavité contient une matière amorphe, la colloïde est entourée d’une assise cellulaire
épithéliale. Elle correspond à la forme de stockages des hormones thyroïdiennes
avant la sécrétion (Junqueira et al., 1998). Les cellules folliculaires ou thyréocyte
représentent 99% du capital cellulaire de la thyroïde et sont en rapport par leur pôle
basal avec les capillaires et par leur pôle apical avec la colloïde. La taille des
follicules et des thyréocytes dépendent essentiellement de leur degré d'activation par
la thyréostimuline (TSH).
Le thyréocyte comporte un noyau basal ou central, des mitochondries
relativement peu nombreuses et uniformément réparties, Un appareil de Golgi
supranucleaire, un réticulum endoplasmique granulaire bien développé, des
ribosomes et des vésicules d’endocytose (Fawcett et al., 2002) ( Figure 2 (A et B) ).
La paroi folliculaire contient des cellules C situé contre la basale. Ces cellules
sont regroupées dans le 1/3 moyen de chaque lobe et ne constituent que 0,1% du
capital cellulaire thyroïdien. Elles sont responsables de la synthèse et de la sécrétion
de thyrocalcitonine (Mundler et al., 2006). Cette hormone non iodé intervient dans
l'homéostasie calcique et la régulation des cellules osseuses (Ingrand, 2000).
Figure 2 (A et B) : Structure d’une glande thyroïde de mammifère (Camp, 2008)
I.1.3. Physiologie de la glande thyroïde
La glande thyroïde assure la production des hormones Tri-iodothyronine et
Tetra-iodothyronine ou Thyroxine sous l’influence de la TSH.
I.1.3.1. Structure des hormones thyroïdiennes
Cellule cubiqueCellule
prismatique
Phase délaboration active Phase de repos
Les T3 et T4 contiennent respectivement trois et quatre atomes d'iode par
molécule. Ces atomes d'iode sont fixés sur la thyronine qui résulte de la
condensation de deux molécules de tyrosine. (Figure 3) (Allin, 2008).
Figure 3: Structure des hormones thyroïdiennes (Allain, 2008).
I.1.3.2. Biosynthèse des hormones thyroïdiennes
L'iode est absorbé sous forme d'iodures par l'intestin grêle. Ensuite, il diffuse
dans le plasma et les liquides extracellulaires où son équilibre est atteint 4h après
l'ingestion (Davidson, 2008).
Au niveau de la cellule folliculaire, la capture d’iode dépend de la présence de
deux types de canaux anioniques qui facilite le passage dans la colloïde. La
captation d’iodure est stimulée par la TSH et inhibée par le brome (Léger, 1999).
Après l’oxydation via la peroxydase thyroïdienne, l’iode se lie aux résidus tyrosyl
de la thyroglobuline (Tg), donnant naissance aux précurseurs des hormones
thyroïdiennes : mono-iodo-tyrosine(MIT) et des di-iodo-tyrosine (DIT). L’iodation de la
Tg se fait au pole apical, dans la substance colloïde (Raisonnier, 2003).
Un résidu de MIT et un résidu de DIT se combinent pour former la T3 et deux
résidus de DIT pour former la T4 ou thyroxine. La thyroglobuline porteuse
d'hormones thyroïdiennes est alors stockée dans la cavité colloïde (Zaichik, 1999).
La thyroglobuline passe dans la cellule épithéliale par micro endocytose
hydrolysée par des enzymes protéolytiques libérant ainsi les hormones thyroïdiennes
T3 et T4 qui sont ensuite sécrétées dans le plasma. La MIT et la DIT ainsi libérées
par hydrolyse de la thyroglobuline sont en grande partie désiodées dans la cellule
épithéliale et l'iodure est récupéré pour une nouvelle synthèse hormonale (Ben,
2009) (Figure 4).
Figure 4: Biosynthèse des hormones thyroïdienne (Ben, 2009).
La totalité de la T4 circulante provient de la production thyroïdienne, tandis que la
plus grande partie de la T3 est issue de la conversion périphérique de T4 en T3 sous
l’influence de la 5’-déiodase (Chanson, 2000). Il existe plusieurs types de cette
dernière. La 5’ désiodase de type 1, retrouvée dans le foie, le rein, la thyroïde et de
nombreux autres tissus périphériques.
La 5’ désiodase de type 2 est présente dans le système nerveux central,
l'hypophyse et la thyroïde. Son activité est majorée en cas d'hypothyroïdie de façon à
couvrir les besoins du systéme nerveux central en hormones actives. (Martin, 2008)
(Figure 5).
Figure 5 : Origine et durée de vie des hormones thyroïdiennes (Martin, 2008).
I.1.3.3. Rôles physiologiques
Les hormones thyroïdiennes contrôlent plusieurs fonctions importantes de
l’organisme : le rythme cardiaque, la motricité de l’intestin, La température corporelle,
la transformation des graisses et des sucres, l’appétit, l’humeur et le sommeil et
l’équilibre du poids corporel (Schmitz, 2000).
I.1.3.4. Régulation de la biosynthèse des hormones thyroïdiennes
Le principal système de régulation de la glande thyroide est représenté par
l'axe thyréotrope (Fatio, 2007). La TSH contrôle et stimule les différentes étapes de
l’hormono-synthèse : capture de l'iode, iodation de la thyroglobuline, pinocytose,
hydrolyse de la thyroglobuline et sécrétion hormonale. Elle entretient le phénotype
des thyréocytes en régulant l'expression et la synthèse de thyroglobuline, des
pompes à iodures et de la thyroperoxydase. La TSH joue aussi le rôle d’un facteur
de croissance pour la thyroïde (Marchiset et al., 2001) (Figure 6 ).
Figure 6: L'axe thyréotrope (Martin, 2008).
I.1.3.5. Transport et catabolisme
La T4 et la T3 circulent dans le sang sous deux formes en équilibre, l’une
libre et l’autre liée à des protéines de transport la thyroxine binding globulin (TBG),
la préalbumine ou transthyrétine (TTR) et l’albumine (Léger, 1999).
Les hormones thyroïdiennes sont dégradées au niveau du foie et du rein par
plusieurs voies :
-Voie de conjugaison : Les hormones peuvent être conjuguées à l'acide
glycuronique et à un moindre degré à l'acide sulfurique. Les dérivés conjugués sont
excrétés par la bile. Une proportion variable est hydrolysée par les sulfatases et les
glycuronidases de la lumière intestinale et l'iodothyronine peut être réabsorbée. Cette
boucle constitue le cycle entérohépatique des hormones thyroïdiennes (Léclère et
Panescu, 1999).
- Modification de la chaîne latérale alanine : Cette chaine peut être désaminée
puis décarboxylée puis oxydée formant l'acide triiodoacétique et tétraiodoacétique.
15% des dérivés sont éliminés dans les selles (Orgiazzi, 1999).
- Désiodation : Les dérivés TRIAC et TETRAC sont désiodés. L'iode est éliminé
dans les urines ou récupéré par la thyroïde. Les hormones thyroïdiennes peuvent par
ailleurs être désiodées dans les cellules. Les hormones se fixent sur les membranes
des cellules réceptrices puis pénètrent dans les cellules. La T4 à l'intérieur des
cellules réceptrices est désiodée soit en T3 soit en rT3 (T3 inverse). La rT3 est pour
la plus grande partie libérée dans la circulation. Dans certaines affections graves, la
désiodation de la T4 est diminuée, le taux de T3 également et la rT3 augmente
(Chanson et Young, 2000).
I.1.3.6. Mécanisme d’action
Après passage transmembranaire, les hormones thyroïdiennes vont agir à
différents niveaux :
- Au niveau des sites d’actions nucléaires, la T3 se lie à un récepteur cytosolique
nucléotrope, le complexe entre dans le noyau et participe à la régulation de
l'expression génique.
- Au niveau des sites d'actions extra nucléaires, la T3 exerce des actions
membranaires avec un effet facilitateur du métabolisme cellulaire : potentialisation
des récepteurs adrénergiques et des pompes ioniques, facilitation du passage des
substrats énergétiques tels que le glucose et les acides aminés (O’Reilly, 2000).
I.2. Généralités sur la maladie de Hashimoto
La thyroïdite de Hashimoto ou thyroïdite lymphocytaire chronique est une
maladie auto-immune connue depuis près d'un siècle. Elle porte le nom du japonais
qui en a décrit, le premier, les caractéristiques histologiques, du tissu thyroïdien
malade vu au microscope (Guillet, 2001).
La thyroïdite d’Hashimoto est caractérisée par la présence d'anticorps
antithyroïdiens : il s'agit d'anticorps anti-thyroperoxydase (anti-TPO) dans 90% des
cas et d'anticorps anti-thyroglobuline (anti-TG) dans 20-50% (Singer, 1991) et par un
manque de sécrétions d’hormones thyroïdiennes (Schmitz, 2000).
I.2.1. Symptômes de la maladie de Hashimoto
Les symptômes de la maladie d’Hashimoto sont liés au ralentissement du
métabolisme et dépendent de la gravité de la déficience en hormones thyroïdiennes
et apparaissent de manière progressive. Certaines personnes ne présentent aucun
symptôme. Leur bilan sanguin permettra alors d’établir un diagnostic (Gariépy,
2007).
I.2.1.1. Symptômes chez l’adulte
-Une fatigue générale.
-Une frilosité
- Un gain de poids.
-Un rythme cardiaque ralenti.
-Une irritabilité et parfois un état dépressif.
-Constipation.
-Une peau pâle et sèche.
-Des cheveux secs et perte de cheveux.
-Une confusion, une difficulté à se concentrer et des pertes de mémoire.
-Des périodes menstruelles irrégulières ou des menstruations plus abondantes.
-Voix plus grave et plus enrouée.
-Apparition d’un goitre (Gariépy, 2007).
I.2.1.2. Symptômes chez l’enfant
-Un retard ou un arrêt de croissance
-Un sommeil inhabituel.
-Constipation.
-Pleurs enroués chez le nourrisson (Gariépy, 2007).
.
I.2.2. Causes de la thyroïdite de Hashimoto
Plusieurs causes sont décrites :
-Défaut congénital (absence de la glande thyroïde à la naissance).
-Ablation chirurgicale de la glande thyroïde (traitement du cancer de la thyroïde).
-Affection de l’hypophyse ou de l’hypothalamus.
-Thyroïdite post-partum.
- Infection bactérienne ou virale de la glande (Gariépy, 2007).
I.2.3. Epidémiologie
L'incidence réelle de la thyroïdite de Hashimoto est inconnue
(Pump et al., 1995). Cette maladie est 15-20 fois plus fréquente chez les femmes
que chez les hommes (Serratrice et al., 2003). Elle se produit surtout au cours des
décennies âgés de 30 à 50, mais peut être vu dans n'importe quel groupe d'âge y
compris les enfants (Lorini et al., 2007).
Dans les régions sans carence en iode, la thyroïdite de Hashimoto est la
cause la plus fréquente d'hypothyroïdie acquise chez l'enfant et l'adolescent. Sa
prévalence s'élève à 1,2% (Rallison et al., 1957). Elle se manifeste typiquement
entre l'âge de 11 et 18 ans avec une forte prépondérance pour la fille. Elle est rare
avant l'âge de 5 ans. Chez l'enfant, elle peut aussi être transitoire (Tunbrigeet al.,
1995).
I.2.4. Facteurs de risques
-Age et sexe
De façon générale, la prévalence des auto-anticorps chez les sujets sains
augmente avec l'âge chez la femme mais pas chez l’homme ; un pic de fréquence
est observé vers l'âge de 60 ans (Charrié, 2005).
-Facteurs génétiques
L’existence d’une prédisposition génétique est démontrée par les formes
familiales de maladies auto-immunes et surtout par la concordance de ces maladies
chez les jumeaux monozygotes.
Cependant cette concordance n’est que partielle, ce qui suggère le rôle d’autres
facteurs, en particulier l’environnement (Granel, 2009).
-Facteurs environnementaux
Parmi les facteurs d’environnement, on peut citer l’exposition aux ultraviolets
et aux poussières (silice, plastiques). De multiples médicaments ont été associés aux
lupus induits. Les exemples les plus classiques sont les β-bloquants, l’isoniazide ; les
plus récents sont l’interféron α et les inhibiteurs du TNF α (Miossec, 2004).
I.2.5. Physiopathologie
Des facteurs génétiques, endogènes et/ou environnementaux vont susciter
une réponse immunitaire amenant à une infiltration de la thyroïde par des
lymphocytes majoritairement de type T (Weetmann, 2004). Dans la thyroïdite de
Hashimoto, la stimulation de l’immunité cellulaire active les réactions à l’origine d’une
cytotoxicité cellulaire, via les cellules T effectrices. La réponse immunitaire est dirigée
contre un ou plusieurs des antigènes des thyréocytes. Une susceptibilité génétique
est retrouvée selon des modalités très probablement polygéniques et
multifactorielles, ainsi qu’une forte composante familiale. Comme dans toutes les
pathologies thyroïdiennes (Kagueligou et al., 2008)
Figure 7 : Processus immunologique à l’origine de la thyroïdite de Hashimoto
(Koeppen et al., 2004).
AC: Anticorps; TG: Tyroglobuline; TPO: Thyroperoxydase; AG: Antigène.
L’activation des lymphocytes T auxiliaires (T helper et Th1 CD4+) se fait par
l’agression d’une cellule présentatrice d’AG qui induit l’expression de l’AG CMH de
classe II, permettant ainsi la présentation d’un AG auquel répond le T helper (1a).
CYTOKINE LYMPHOCYTE B
Lymphocytes CD8 cytotoxique
APOPTOSE
Lymphocytes Th2 CD4
APOPTOSE
AC anti-Tg
Ac anti-TSH-R
Ac anti-TPO
AG THYROIDIEN
TG, TPO, TSH-R AG EXOGENE
MHC-II-
Macrophage
THYMUS
T SUPPRESSEUR
AUTRES FACTEURS
Cette activation peut aussi être stimulée par des antigènes thyroïdiens (1b) ou des
antigènes ressemblant à un antigène thyroïdien (1c), par exemple viral. Les cellules
T helper activées induisent la sécrétion de cytokines (2) et activent les lymphocytes B
(3) Les cytokines stimulent différentes populations de lymphocytes B produisent des
AC antithyroïdiens dont les AC anti TPO qui ont une propriété cytotoxique. La
perturbation des éléments modulateurs (5) de la réponse immunitaire peut contribuer
à l’apparition de la thyroïdite de Hashimoto (Berne et al., 2004).
Les anticorps anti-thyréopéroxidase (TPO) exercent un rôle important en
inhibant la TPO (enzyme importante de l’hormonosynthèse thyroïdienne) et en
suscitant la lyse des thyréocytes dont l’importance et l’intensité conduisent à
l’hypothyroïdie. Le rôle pathogène des anticorps anti thyroglobuline (Tg) est moins
connu (Leger, 2010).
I.3. Exploration biologique de la fonction thyroïdienne
L’exploration biologique de la fonction thyroïdienne intervient en complément
de l’examen clinique. Elle permet de confirmer les situations d’eu, d’hyper, ou
d’hypothyroïdie, d’aider à l’enquête étiologique pour préciser l’origine auto-immune et
d’effectuer la surveillance de la dysfonction ou de la pathologie tumorale (Nacb,
2003).
I.3.1. Dosage hormonal
I.3.1.1. Thyréostimuline
Le dosage de la TSH est nettement plus sensible et spécifique de
l’hypothyroïdie que celui de la T4 et T3. Il constitue le test de référence en matière de
pathologie thyroïdienne. Il exclue la plus part des dysfonctionnements thyroïdiens,
car toute diminution de la production d’hormones thyroidiennes, aussi minime soit
elle, entraine une augmentation exponentielle de la concentraction sérique de la TSH
(sous reserve de l’intégrité de l’axe hypothalamo-hypophysaire thyréotrope)
(Masson, 2009 et Borght, 2000).
Les valeurs normals de la TSH sont fixées à 0,5-5,7 mu/L (Clin, 2009).
I.3.1.2. Dosage de la Tétra-ïodothyronine
Le dosage de la T4 précise la sévérité de l’hypothyroïdie mais il a une
mauvaise sensibilité en cas d’hypothyroïdie débutante (fruste) ou la T4 est normal.
L’hypothyroïdie patente relève des taux de T4 inferieurs à la limite inférieurs de
l’intervalle de référence estimée à 6,35-18,9 pg/ml (Borght, 2000).
I.3.1.3. Dosage de la Tri-iodothyronine
Le dosage de la T3 n’est pas particulièrement recommandé et nécessaire
pour le diagnostic de l’hypothyroïdie primaire (Bryer, 2001). Ce dosage est plus
délicat à réaliser que celui de la T4 compte tenu des nombreuses situations qui
peuvent perturber l’évaluation de la T3 : médicaments, surcharge iodées et maladie
sévères (syndrome de basse de T3 et production de FT3 reverse) (Taylor et al.,
2001). L’intervalle de référence de la T3 est de 2-4,25 pg/ml (Meier et al., 2003).
I.3.1.4. Le dosage des anticorps antithyroïdiens
Les principaux antigènes thyroïdiens sont constitués par la thyroperoxydase
enzyme clé de la synthèse des hormones thyroïdiennes, la thyroglobuline, le
récepteur de la TSH (RTSH), le symporteur sodium-iodure NIS et la pendrine
(Figure 8). Ils sont susceptibles d’induire, lors de maladies auto-immunes
thyroïdiennes, la formation d’autoanticorps d’affinité et de concentrations élevées
(Pacini, 2007).
Figure 8 : Principaux antigènes du follicule thyroïdien (Pacini, 2007).
I.3.1.5 Anticorps antithyroperoxydase
Ce sont généralement des IgG dont les taux sont corrélés à l’abondance de
l’infiltrat lymphocytaire thyroïdien. Ils sont observés dans les maladies d’Hashimoto à
des titres très élevés mais aussi dans les autres thyropathies auto-immunes (maladie
de Basedow, thyroïdite atrophiante, thyroïdite du post-partum, thyroïdite auto-
immune asymptomatique). Les dosages sont actuellement très sensibles et
spécifiques (Herbomez, 2009).
I.3.1.6 Anticorps anti-thyroglobuline
Ils sont présents souvent à des titres moins élevés que ceux des anticorps
anti-TPO (Bach et Chatenoud, 2002), ils sont rarement présents seuls en pathologie
thyroïdienne auto-immune (Léclère et al., 1999), leur recherche est systématique
mais pas déterminante des IgG (essentiellement de type IgG1, IgG2 et IgG4) plus
rarement des IgA ou des IgM (Senez et al., 1999), la spécifité des anticorps est
différente selon qu’il s’agit d’anticorps naturels ou pathologiques (Bach, 2002) et le
rôle pathogène de ces anticorps n’est pas apparent. Ils peuvent constituer des
immun complexes circulants ou fixés dans le tissu thyroïdien ou induire la lyse du
tissu épithélial in vitro (Nobuyuki, 2000)
Colloïde
Pole basolatéral
Pole apical Tg
Pendrin
RTSH
NIS
TP
ATPase
Matériel
Et
Méthodes
Chapitre II Matériel et Méthodes
Afin de chercher et d’identifier la maladie de Hashimoto, une étude rétrospective
est réalisée d’après 51 patients atteint d’hypothyroidie. Cette étude est basée sur
différents immunodosages de TSH , FT4, anticorps anti-TPO et anticorps anti-TG.
Notre étude est effectuée au niveau du laboratoire medecine nucléaire (service
endocrinologie de l'Hopital central de L'armé Ain-Naadja, Alger) durant une periode
de 3 mois (du mois de fevrier jusqu'au mois de mai 2012).
Les données de chaque patient ( quand elles sont disponibles) sont rapportées
sur des formulaire élaborés (voir annexe I) selon les principaux critères de
l’hypothyroidie de façon globale d’un coté, et de la thyroidite da Hashimoto de l’autre
coté.
Ceci nous a permis d’une part l’acquisition et la maitrise des différentes
techniques de dosages immunométriques et d’autre part d’augmenter l’effectif de
notre échantillon statistique afin de mieux apprécier l’étude de la thyroïdite de
Hashimoto en Algérie.
I.1.Matériel
I.1.1.Patients
51 patients externes et hospitaliers atteints d’hypothyroïdie primaire et
secondaire répartis en 41 femmes et 10 hommes font l’objet d’une étude
rétrospective. Ces patients sont de sexe et d’âge différents.
I.1.2. Appareillage et réactifs (Annexe II)
I.2. Méthodes
I.2.1. Etude rétrospective
Notre étude rétrospective est établie à partir des fiches médicales sur un intervalle de six
ans s’étalant de l’année 2006 jusqu'à 2012 au service d'endocrinologie de l'Hôpital central de
L’armé d’Ain-Nadjaa, Alger. Les paramètres étudiés sont :
L’âge et le sexe
L’origine de la zone de l’endémie goitreuse du patient.
Le type étiologique de l’hypothyroïdie, classé selon les catégories
suivantes :
-Hypothyroïdie primaire auto-immune (thyroïdite de Hashimoto).
-Hypothyroïdie secondaire.
I.2.2. Etude prospective
Nous avons fait appel dans notre étude prospective aux dossiers de 10 malades
parmi les 33 patients atteints de la maladie de Hashimoto. Nous en avons contacté
par l’intermédiaire de leur renseignement porté sur les fiches médicales, ce qui nous
a permis de relever les paramètres suivants :
Evolution de la thyréostimuline plasmatique selon les groupes
d’âge et le sexe.
Pic du taux moyen de la thyréostimuline selon les groupes
d’âge et le sexe.
Prédominance étiologique de la thyroïdite de Hashimoto par
rapport aux autres étiologies.
La présence des antécédents familiaux.
L’association à des polyendocrinopathie et maladie auto-immunes.
Nous avons effectué des prélèvements de ces 10 patients pour leur bilan thyroïdien.
I.2. 3. Prélèvement des échantillons
Le sang est prélevé par ponction veineuse. Après coagulation, le sérum est
récupéré par centrifugation. Les échantillons sont conservés entre +2 à +8 °C jusqu’à
3 jours.
I.2.4. Dosage des hormones thyroïdiennes
I.2.4.1. Dosage de la tri-iodothyronine
La tri-iodothyronine (FT3) ne détecte pas les valeurs pathologiques. Nous
constatons aussi une disconcordance dans les résultats par apport à la FT4 et au
TSH et il y a aussi un problème de standardisation aux niveaux du laboratoire c’est
pour cela qui est suspendue.
I.2.4.2. Dosage de la tetra-iodothyronine
a- Principe
Le RIA-gnost® FT4 nous a permet de doser la T4 libre au moyen de tu revêtus
d’anticorps selon deux étapes. L’échantillon de sérum est tout d’abord incubé avec
un anticorps polyclonal lié à la phase solide, puis éliminé par décantation. Au cours
de la deuxième étape, après incubation avec le traceur pour FT4, la fraction non liée
est décantée et mesurée. Pendant l’incubation du sérum, il se forme des équilibres
entre la T4 et les protéines de liaison naturelles ainsi qu’un équilibre avec l’anticorps.
La décantation de l’échantillon de sérum, avant l’addition du traceur, permet d’éviter
que les protéines de liaison naturelles et d’autres facteurs influents sur la réaction
avec le traceur. La structure de ce dernier est modifiée de telle sorte que, en
comparaison avec la T4, il présente une immuno-réactivité plus élevée vis-à-vis de
l’anticorps (traceur réactifs). On obtient ainsi une évolution optimale de la courbe,
d’une grande précision, et ce en présence d’une faible concentration de l’anticorps à
la phase solide.
b- Mode opératoire
En premier temps nous avons numéroté en double les tubes revêtus d’anticorps
et les tubes en plastique pour les échantillons. Nous distribuons 100 µl de standards
contenant chacun 0,5 ml de sérum humain et de l’azoture de sodium, concentration
allant de 0 à 90 FT4 pg/ml et d’échantillon au fond des tubes, après nous avons
distribué dans chaque tube 1000 µl de tampon d’incubation, ensuite nous agitons les
tubes sur un agitateur pendant 30 minutes a température ambiante.
Après le décantage puis élimination des restes de liquide au bord des tubes en
les tapotant sur du papier absorbant. Cependant nous distribuons dans chaque tube
1000 µl de la solution de traceur pour iode.125-FT4 et nous agitons les tubes
pendant 1heure (± 10 min). Ensuite, nous décantons une autre fois puis nous posons
les tubes retournés sur du papier absorbant 2 à 5 minutes pour éliminer les restes de
liquide pouvant adhérer au bord des tubes en les tapotant.
c- Lecture
Nous avons mesuré la radioactivité des tubes pendant 1minute à l’aide d’un
compteur gamma.
I.2.4.3. Dosage de la thyréostimuline TSH
a-Principe
DELFIA® hTSH ultra dosage est une phase solide, deux tests de dosage du
site fluoroimmunometrique basé sur la technique directe « sandwich » dans lequel
trois anticorps monoclonaux sont dirigés contre des déterminants antigéniques
différents de la molécule de Htsh. Des standards, des échantillons de contrôle et le
patient contenant hTSH sont mis à réagir simultanément avec des anticorps
monoclonaux dirigés contre différents sites spécifiques antigénique sur la sous-unité
bêta. Le test complet ne nécessite qu'une seule étape d'incubation. La fluorescence
dans chaque puits est alors mesurée. La fluorescence de chaque échantillon est
proportionnelle à la concentration de la TSH dans le simple.
b- Mode opératoire
Nous avons distribué 100 µl des standards contenant chacun 1,4 ml de
concentrations allants de 0 à 100 µU/ml dans chaque puits ensuite nous avons
ajouté 100 µl du traceur reconstitué après agitation et incubation pendant 2 heures
±10 minutes à température ambiante. Cependant nous avons réalisé 6 cycles de
lavage a l’aide de laveur automatique et distribuer 200 µl de révélateur dans chaque
puits après nous avons agité et incubé une autre fois 5 minutes à température
ambiante.
c- Lecture
Nous avons réalisé la lecture de la microplaque au fluorimètre.
I.2.4.4. Dosages des anticorps anti-TPO
a- Principe
Le principe du dosage repose sur la compétition entre les anticorps anti-TPO
contenus dans les standards, contrôle et échantillons et les anticorps monoclonaux
anti-TPO fixés sur la phase solide (tubes revêtus) vis-à-vis de la thyropéroxydase
(TPO) marquée à l’iode 125.
A la fin de la période d’incubation, l’excès de traceur non fixé sur la phase
solide est aisément éliminé par lavage. La quantité de radioactivité fixée est
inversement proportionnelle à la quantité d’auto-anticorps anti-TPO non marqués
présente dans l’essai.
b- Mode opératoire
Nous avons commencé notre manipulation par la dilution des contrôles et des
échantillons au 1/21 et la reconstitution du traceur (voir annexe 1) après nous avons
distribué 50 µl de standards, de contrôle et d’échantillons dans les tubes revêtus
correspondants. Seuls les contrôles et les échantillons doivent être pré-dilués ensuite
nous avons ajouté 100 µl de iode125-TPO (traceur compétitif) dans tous les tubes
ainsi que le tube T. Nous mélangeons le contenu de chaque tube avec un appareil
de type vortex qui est incubé pendant 1 heure à température ambiante. Cependant
nous avons ajouté 2ml de solution de lavage préalablement diluée au 1/25 (voir
annexe 1) dans chaque tube sauf les tubes T et éliminer la solution de lavage par
aspiration après nous avons répété l’étape de lavage une nouvelle fois.
c- Lecture
Nous avons mesuré la radioactivité à l’aide d’un scintillateur gamma et recueilli
les valeurs des concentrations converties en UI par le programme informatique.
I.2.4.5. Dosage des anticorps anti-Tg
a- Principe
Ce dosage repose sur le principe de la compétition (RIA). Pendant
l’incubation, l’anticorps monoclonal anti-Tg sur la phase solide entre en compétition
avec les auto-anticorps anti-Tg de l’échantillon ou du calibrateurs pour se lié aux
sites spécifiques de la Tg marquée à l’iode 125 (traceur). Après aspiration et lavage,
la radioactivité dans les tubes est mesurée dans un compteur gamma. Le degré de
liaison est inversement proportionnel à la concentration des auto-anticorps anti Tg
présents dans l’échantillon. Les calibrateurs de la trousse TGAB I STEP sont calibrés
contre la préparation de référence MRC65/93.
b- Mode opératoire
Dans un premier temps nous avons numéroté en double les tubes revêtus
d’anticorps ainsi que les tubes en plastique pour les échantillons après nous avons
pipeter 20 µl de chaque calibrateurs, contrôle et échantillon dans les tubes revêtus
correspondant en ajoutant 200 µl de traceur radioactif dans chaque tube par la suite
nous avons agité et incubé les tubes pendant 1 heure à température ambiante et
aspirer le contenu de chaque de tube ensuite nous avons ajouté 2 ml de solution de
lavage (annexe II) à chaque tube sauf les tubes de coups totaux. Le contenu est
aspiré de chaque tube.
c- Lecture
Nous avons mesuré la radioactivité liée aux tubes pendant 1 min dans un
compteur gamma.
RESULTATS
ET DISCUSSIONS
III. Résultats
Les résultats des études rétrospective et prospective sont basées
sur les critères biologiques (bilan thyroïdien) et étiologiques
(essentiellement les anticorps anti-TPO).
III.1.Etude rétrospective
Les résultats de plusieurs paramètres sont illustrés par les figures
(9,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24). Nous avons limité
notre étude (à cause des données des fiches incomplètes) à la variation de
cet échantillon (n=51) selon le sexe, l’âge et l’étiologie des patients.
III.1.1.Présence de l’hypothyroïdie selon le sexe
19.60%
80.40%
HommeFemme
Figure 9 : Répartition des malades selon le sexe.
Nos 51 patients (100%) sont répartis en 41 femmes (80,4%) et 10
hommes (19,6%). Cela induit une prédominance de l’hypothyroïdie chez
les femmes que chez les hommes.
III.1.2. Présence de l’hypothyroïdie selon le sexe et l’âge
Homme Femme0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
0% 5%
50.00%
19.80%
40.00%
51.20%
10%
24%
moins de 25 ans de 25 à 40 ans de 40 à 60 ans 60 ans et plus
Figure 10 : Répartition de l’hypothyroïdie selon le sexe et les
tranche d’âge.
D’après les résultats obtenus (Figure 10), l’hypothyroïdie affecte les
femmes à tout âge mais la prévalence augmente surtout à la tranche
d’âge 40-60 ans avec un pourcentage de 51.2%. Les femmes âgées plus
de 60 ans sont moins touchées par cette maladie.
Suite au nombre réduit des hommes (n=10), l’étude montre
l’absence des individus jeune dont leur âge est de moins de 25 ans. Alors
que l’effectif est représenté surtout par les patients jeunes dont leur
d’âge est située entre 25-40 ans avec un pourcentage de 50 %.
III.1.3.Répartition des patients selon l’origine endémique du
goitre
Forte endémie goitreuse
Faible endémie goitreuse
Non endémie goitreuse
0.00%
10.00%
20.00%
30.00%
40.00%
31.40% 29.40%39.20%
Figure 11 : Prédominance de l’hypothyroïdie selon l’origine des
patients.
Les résultats de la figure 11 montre que l’origine des patients
étudiés est variable. Les patients proviennent des régions non endémie
goitreuse avec un pourcentage de 39,2% et des régions de faible et forte
endémie goitreuse avec un pourcentage de 29,4% et 31,4%
respectivement.
III.1.4. Présence de l’hypothyroïdie selon les types
étiologiques
13.70%
21.60%
64.70%
hypothyroidie sec-ondaire, infraclin-ique,franchehypothyroidie primaire non auto-immunethyroidite de Hashimoto
Figure 12 : Prédominance étiologique de la thyroïdite de
Hashimoto par rapport aux autres étiologies.
hommes femmes05
1015202530
prédominance étiologique de la thyroidite de Hashimoto selon le
sexe et d'autres étiologies
Hypothyroidie primairesuspicion d'une hy-pothyroidie primaireautre
Sexe
fré
qu
en
ce
s
Figure 13 : Prédominance étiologique de la thyroïdite de
Hashimoto par rapport aux autres étiologies.
Les résultats des figures 12 et 13 montrent que parmi les 51
patients, 33 (64,7%), soit la majorité avaient une hypothyroïdie auto-
immune, alors que 11 (21,6%) ne présentent aucun stigmate d’auto-
immunité et 7 (13,7%) étaient atteints d’hypothyroïdie secondaire.
La distribution étiologique pour chaque sexe nous évoque une
importante significativité quant à la fréquence de l’hypothyroïdie auto-
immune par rapport au sexe féminin, car 29 femmes (87,9%) ont ce type
étiologique. D’autre part, les hommes ne sont pas exclusivement atteints
par la thyroïdite de Hashimoto et le risque de développer cette étiologie
est équivalent aux autres types d’hypothyroïdie.
III.2.Etude prospective
Cette étude intéresse 33 patients atteints de la thyroïdite de
Hashimoto, sélectionnés d’après l’étude rétrospective. Chez ces patients,
plusieurs paramètres sont dosés (TSH, FT4, anticorps anti-
thyroperoxydase et ……………).
III.2.1.Evolution des taux plasmatique de la thyréostimuline
<25 ans 25-40 ans
40-60 ans
>60ans0
50
100
150
200
250
HommesFemmes
Tranches d'age
Ta
ux
mo
ye
n d
e la
TS
H
(µU
/ml)
Figure 14 : Evolution de la thyréostimuline plasmatique selon les
groupes d’âge et le sexe.
D’après les résultats de la figure 14, nous avons constaté que les 33
patients avaient un taux moyen de la TSH plus élevé dont les valeurs sont
de 250 µU/ml chez les femmes et de 150 µU/ml chez les homme âgés de
25 à 40 ans pour les deux sexes par rapport aux autres patients.
<25 ans 25-40 ans 40-60 ans >60ans0
50
100
150
200
250
300
hommesfemmes
Tau
x m
oye
n d
e la
TS
H (
µU/m
l)
Figure 15 : Pic du taux moyen de la thyréostimuline selon les
groupes d’âge et le sexe.
Nous constatons aussi selon le résultat de la figure 15 que le groupe
de patients âgés de 25-40 ans enregistre un pic de TSH chez les deux
sexes ; il est de 250µU/ml pour les femmes et de 140µU/ml pour les
hommes.
Symptomatologie0
20
40
60
80
100
120
140
BradycardieInfiltration cutanéo-muqueuseFrilositéralentissement idio mo-teursécheresse cutanée
Ta
ux
mo
yn
de
la T
SH
(µ
U/m
l)
Figure 16 : Taux moyen de la thyréostimuline selon la
symptomatologie.
D’après les résultats présentés dans la figure 16, nous avons noté un
taux moyen de la TSH qui est de 120µU/ml pour une hypothyroïdie patente
et cliniquement symptomatologie.
III.2.2. Evolution des taux plasmatique de la thyroxine
<20 20-50 50-100 >1000
1
2
3
4
5
6
Courbe décrivant le taux moyen de FT4 par rapport au taux de la TSH
Taux de la TSHµU/ml
Ta
ux
mo
ye
n d
e la
FT
4 p
g/m
ol
Figure 17 : Courbe décrivant le taux moyen de la thyroxine par
rapport au taux de la thyréostimuline.
Les résultats de la figure 17 montrent que la thyroxine est d’autant
plus faible que la TSH est élevée. Elle est la plus basse (1,6pg/ml) chez les
patients ayant un taux moyen de TSH supérieur à 100µU/ml. Ainsi, ces
deux paramètres évoluent de façon inversement proportionnelle.
III.2.3. Evolution des taux des anticorps anti-thyroperoxydase
˂25 ans 25-40 ans 40-60 ans >60 ans0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
Hommes
Femmes
Tranches d'age
Ta
ux
mo
ye
n d
es
an
tic
orp
s
de
an
ti-T
PO
(Ul/m
l)
Figure 18 : Taux moyen des anticorps anti-thyroperoxydase selon
les tranches d’âge et le sexe.
Selon les résultats de la figure 18, nous avons constaté que les
patients âgés de 25-40 ans enregistrent le taux le plus élevé des anticorps
anti-thyroperoxydase pour les deux sexes. Il est de 11000Ul/ml pour les
femmes et de 8400 Ul/ml pour les hommes.
III.2.3.Origines endémiques
Forte endémie goitreuse
Faible endémie goitreuse
Non endémie goitreuse
0.00%
10.00%
20.00%
30.00%
40.00%
50.00%
30.30%24.20%
45.50%
Figure 19 : Prédominance de la thyroïdite de Hashimoto selon
l’origine des patients.
D’après les résultats de la figure 19 nous notons que la thyroïdite de
Hashimoto prédomine chez les patients originaires des régions non
endémie goitreuse (15 patients =45,5%). Alors que 10 (30,3%)
appartenaient à des zones de forte endémie et 8(24,2%) à des zones de
faible endémie.
III.2.4. Présence des antécédents familiaux
36,40%
63,60%
Patients avec an-técédents familiauxPatients sans an-técédents familiaux
Figure 20 : Répartition des patients selon la présence et l’absence
d’antécédents familiaux.
Les résultats de la figure 19 montrent que parmi les 33 patients :
21(63,60%) soit la majorité n’ont rapporté aucun antécédent familial.
Seulement 12(36,4%) avaient des antécédents familiaux atteints de
thyroidopathies et/ou de polyendocrinopathie auto-immune.
III.2.5. Association à une polyendocrinopathie et/ou maladie auto-
immune
Figure21 : Répartition des patients selon l’association à des
polyendocrinopathie et/ou des maladies auto-immune.
Un peu moins de la moitié des patients, soit 15 (45,5%), ont une
thyroïdite de Hashimoto associée à une polyendocrinopathie auto-
immune, dont 8 (24,2%) un diabète insulinodépendant, 4 (12,3%) une
insuffisance surrénalienne auto-immune, 1(3%) un vitiligo, 1(3%) a plus
d’une maladie auto-immune
Non Oui0
5
10
15
Pas d'associationDIDInsuf surrénalVitiligoMaladie coeliaquePlusieurs
Antécédents familiaux
Fré
qu
en
ce
s
Figure 22 : Répartition des patients selon la présence ou
l’absence des antécédents familiaux.
Nous constatons que les patients n’ayant pas d’antécédents
familiaux enregistrent un pic de non association à une
polyendocrinopathie et maladie auto-immune. Ce même pic est en baisse
pour ceux qui ont des antécédents.
III.2.6. Evolution des taux des anticorps anti-thyroperoxydase
0100020003000400050006000700080009000
pas d'associationDIDInsuf surrénalvitiligomaladie coeliaqueplusieurs endocrinopathie
Association à une polyendocrinopathie et/ou des maladie auto-immune
Ta
ux
mo
ye
n d
es
an-
tic
orp
s a
nti
-TP
O (
Ul/
ml)
Figure 23 : La moyenne des anticorps anti-thyroperoxydase chez
les patients atteints d’une polyendocrinopathie et/ou maladie
auto-immune.
Selon les résultats de la figure 22, le taux moyen des anticorps anti-
TPO est plus élevé (8400 Ul/ml) chez les patients atteints de plusieurs
polyendocrinopathie et maladie auto-immunes suivie d’une moyenne de
5400Ul/ml pour les patients ayant une thyroïdite de Hashimoto isolée.
III.2.7. Présence du goitre
12,10%
87,90%
Forme goitreuseforme atrophique
Figure 24 : Pourcentage des patients selon la forme
goitreuse et la forme atrophique.
Parmi les 33 patients atteints de la thyroïdite de Hashimoto, seul
4(12,1%) avaient un goitre préexistant. Nous avons constaté que la forme
atrophique de la thyroïdite de Hashimoto est la forme la plus fréquente.
III.2.8. Evolution des taux des anticorps anti-TPO
Forme goitreuse Forme atrophique0
2000
4000
6000
Ta
ux
mo
ye
n d
es
an
-ti
co
prs
an
ti-T
PO
(U
l/m
l)
Figure 25 : Taux moyen des anticorps anti- TPO selon la forme
goitreuse et la forme atrophique.
D’après nos résultats nous avons constaté que le taux moyen des
anticorps anti-TPO le plus élevé (4500 Ul/ml) est noté chez les patients
n’ayant pas de goitre.
III.2. Discussion
Notre étude basée sur la recherche de la prévalence de la thyroïdite de
Hashimoto a montré que cette maladie est présente chez 33 cas. Ces résultats sont
en corrobore avec ceux de la littérature qui décrivent la thyroïdite de Hashimoto
comme la principale cause des hypothyroïdie (Braye, 2001 ; Canaris et al., 2000).
La thyroïdite de Hashimoto (TH) étant la maladie auto-immune la plus répandue,
constitue alors la principale affection auto-immune chez les femmes. Les grands
axes de recherche dans le domaine des maladies auto-immunes demeurent jusqu’à
ce jour en faveur du risque quasi exclusif chez les femmes (Kuby, 1997 ; Stockigt,
2001).
Kuby (1997) estiment que les femmes sont 2,7 fois plus susceptibles que les
hommes de développer une maladie auto-immune.
Dans notre étude cette prédominance de la TH apparait clairement chez les
femmes (87,9%) (n`=33).Cependant, elle survient beaucoup plus tôt chez les
hommes âgé de 25 à 40 ans alors que les femmes qui ne développent cette maladie
qu’à un âge plus avancé 40à 60 ans, âge de péri et post ménopause (Nobuyuki,
2000 ; Schlienger, 2001).
D’après nos résultats, nous notons que la quasi-totalité de nos patients (n=33)
révèlent une hypothyroïdie franche, cliniquement symptomatique, appuyée par un
taux moyen de TSH=120 µU/ml. Canari et al. (2000) suggèrent que le taux de la TSH
évolue proportionnellement à l’âge et les taux les plus élevés prédominent chez les
femmes. Ceci n’est pas totalement en accord avec les résultats de notre étude, étant
donné que le taux le plus élevé de la TSH est enregistré dans le groupe de patients
âgés de 25 à 40 ans. Il évolue en plateau chez les hommes alors qu’il tend à baisser
chez les femmes après 40 ans.
Le taux de la FT4 est le plus bas pour ce même groupe d’âge car il est admis
par l’ANAES (1999) que la TSH est inversement corrélée à la FT4 en raison du
rétrocontrôle négatif au niveau de l’axe thyréotrope.
Le taux des anticorps anti-TPO est plus élevé pour ce même groupe de patients.
Cependant dans le cadre de l’hypothyroïdie patente (TSH ≥ 20µU/ml).
Stockigt et al. (2001) rapportent que l’augmentation exponentielle du taux
d’anticorps anti –TPO n’entraine pas une augmentation directement proportionnelle
du taux de la TSH.
L’augmentation du taux d’anticorps anti-TPO ne témoigne pas la vitesse de
destruction du parenchyme thyroïdien (Bach et Chetenoud, 2002 ; Sravann, 2001)
car leur rôle dans le mécanisme de lésion immunitaire n’est toujours pas défini. La
raison de leur présence à un taux physiologique chez les sujets sains et demeure
encore incomprise.
D’après nos résultats, nous notons que le groupe de patients âgés de 25-40 ans
enregistre les taux les plus élevés d’anticorps anti-TPO pour les deux sexes. Il a été
rapporté par Stockigt. (2001) que le taux d’anticorps anti-TPO augmente
proportionnellement à l’âge chez la femme ce qui n’est pas le cas dans notre étude
ou il décroit après 40 ans mais reste nettement au dessus de son taux physiologique.
La majorité des patients atteints de la TH sont originaires de zones de non
endémie goitreuse ; région oủ l’apport iodé est suffisant. Ce dernier peut être
considéré éventuellement comme facteur déclenchant de l’auto-immunité.
Seulement 36,4% des patients, soit une minorité, rapportent des antécédents
familiaux de thyroidopathie et/ou polyendocrinopathie ou maladie auto-immune.
Suggèrent que le caractère familial de l’éclosion de l’auto-immunité intervient à 50%
chez les apparentés aux premiers degrés (Tomer, 2002).
Les gènes de susceptibilité les plus connus sont ceux codant pour les molécules
HLA DR3, HLA DR5, DQw3 et DQw7 dans la thyroïdite de Hashimoto, cependant
l’induction de ce facteur familial n’est pas isolée et serait étroitement liée à
l’environnement (endémie goitreuse) du patient (Laubergt et al., 1998 ; Stockigt,
2002).
L’induction de la réaction auto-immune spécifique d’organe, dirigée contre la
thyroïde, peut se propager vers d’autres glandes endocrines. Ainsi, on peut constater
qu’un groupe important (45,5%) de nos patients développe une ou plusieurs
polyendocrinopathie et maladies auto-immunes qui s’associent à leur maladie
thyroïdienne. Aussi la corrélation de la TH à l’association aux polyendocrinopathie et
maladie auto-immune est significative (r=0,02≤ +1).Celle-ci peut apparaitre
précocement ou tardivement (Hamzaoui et al., 2002 ; Schlienger, 2001).
Nous avons observé que plus la polyendocrinopathie affecte la glande
endocrine, plus les taux d’anticorps anti-TPO sont plus élevés (8400Ul/ml).
Contrairement à la littérature selon Bach et Chatenoud, 2002 ; Léclere et
Panescu, 2000, la forme atrophique de la thyroïdite de Hashimoto est la plus
fréquente chez non patients étudies. Dans les régions à apport iodé suffisant, la TH
de forme atrophique (non goitreuse) est la plus fréquente en raison du rôle préventif
que joue l’iode dans l’apparition du goitre. Cependant ce dernier pourrait être
impliqué dans l’éclosion de l’auto-immunité thyroïdienne comme facteur déclenchant
ainsi que le rapportent (Lauberg et al., 1998).
Le taux très élevé d’anticorps anti-TPO pour les patients atteints de cette forme
atrophique ne justifie aucune particularité. L’implication des anticorps anti-TPO dans
la goitrigènèse et la fibrose reste écartée. Les recherches favorisent plutôt
l’hypothèse des anticorps anti-R.TSH bloquants qui inhiberaient les facteurs TGF
EGF. Cependant ce type d’auto-anticorps n’est présent que dans 25% des cas.
CONCLUSION
La thyroïdite de Hashimoto demeure de loin la plus fréquente des maladies
auto-immunes, elle constitue la principale cause de l’hypothyroïdie qui se caractérise
par une insuffisance chronique en hormones thyroïdiennes.
Cependant la mise en évidence de sa pathogénie connait une évolution
fulgurante grâce aux techniques modernes d’exploration biologiques de la glande
thyroïde dont dispose la médecine nucléaire.
Le dépistage de la thyroïdite de Hashimoto repose essentiellement sur cet
examen biologique simple et efficace constitué du dosage clé de la TSH, de la FT4
ainsi que des anticorps anti-TPO et anti-Tg.
Les résultats de notre étude montrent que la thyroïdite de Hashimoto
prédomine chez les femmes âgées de 40 à 60 ans, âge de péri et post ménopause
tandis que chez les hommes à un âge plus jeune de 25 à 40 ans.
La présence de cette maladie est associée aux d’autres maladies auto-
immunes, sexe, âge, antécédents familiaux, l’étiologie, la zone d’endémie
goitreuse…..
En prospective, il serait intéressant d’étaler l’effectif des patients en étudiant les
cas présentés dans d’autres hôpitaux. Une recherche anatomo-pathologique
donnera des informations plus profondes sur cette maladie.
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ANNEXES
L’antigène compétitif marqué
L’antigène à doser
Elimination d’Ag non fixés
Anticorps
Anticorps 2
Anticorps 1(phase solide)L’antigène à doser
Figure 26 : Représentation schématique de la méthode de dosage immunométrique de type compétition.
Figure 27 : Représentation schématique de la méthode de dosage immunométrique de type sandwich.
I. Matériel nécessaire pour le dosage de FT4 :
Micropipette à embout plastique interchangeable, 100 µl et 1000 µl. Agitateur horizontal de 200 à 350 tr/min. Compteur gamma réglé pour la mesure de l’iode 125.
Réactifs :
RIA -gnost® FT4
Composants du kit
Quantités des réactifs
Rôles Photos
Standards de FT4 et le sérum de contrôle
-7 flacons de
standards de FT4 contenant chacun 0.5 ml de sérum humain et de l’azoture de sodium.
-1flacon de sérum de contrôle de 0.5ml
-Pour établir la courbe d’étalonnage.
-Pour contrôler le dosage et les résultats des inconnus
Tampon d’incubation
1 flacon de 103 ml, vert
Pour fixer Ag des standards et des patients avec AC solide dans le tube
Solution tampon de traceur Iode.125-FT4
1 flacon de 105 ml, violette
Marque la réaction AC-anti FT4 pour ce lié et former le complexe Ag-AC Ag*+AC FT4 (Ag*-AC)
Tubes revêtus d’anticorps anti-T4 de mouton
2x50 tubes Pour effectuer le dosage de la FT4
II. Etapes de dosage de la FT4 :
Distributions des standards et des inconnus
Ajout de tampon d’incubation Agitation pendant 30 minutes
Décanter Ajout de traceur
Incubation et agitation Décanter
Lecture par Scinitillateur gamma
Figure 28 : Les etapes de dosage de la FT4.
III. Matériel nécessaire pour le dosage de la TSH :
Microplaque pour effectuer le dosage de la TSH. Agitateur. Micropipette avec embout plastique interchangeable de 100µl et 200µl. Fluorimetre Perkin Elmer Victor²D pour mesurer la fluorescence (europium).
Réactifs :
DELFIA® hTSH Ultra Kit
Composants du kit :
Quantités : Rôles : Photos
h TSH Standards
6 flacons, de 1.4mL
A=0 µU/mL
B=0.03 µU/mL
C=0.1 µU/mL
D=1.0 µU/mL
E=10 µU/mL
F=100 µU/mL
Pour établir la courbe d’étalonnage
Anti- h TSH-Eu traceur
1 flacon, 1.1Ml
Europium fixe l’Antigène
H TSHr Ultra assay buffer(Tampon)
1 boite, 40mL Dilution de l’europium (traceur)
Concentration de lavage
1 boite, 20mL
Eliminer l’excès de la réaction Ag-AC
Le revelateur 1 boite, 50mL Piéger le complexe AC-Ag immunofluoresent dans le compteur Fluorimetre
Anti- h TSH Microtitration strips
1 plaque (8x12 puits)
Effectuer le dosage de la TSH
III. Etape de dosage de la TSH :
-Reconstitution de traceur pour le dosage de la TSH :
Reconstituer le flacon de traceur avec 12 ml de tompon et 600µl de traceur, laisser 45 min avant l’utilisation.
Distributions des standards et des inconnus
Ajout du traceur reconstitué Incubation et agitation
06 cycles de lavage
Ajout du revelateur Incubation et agitation
Lecture par le Fluorimètre
Figure 29 : Les étapes de dosage de la TSH.
IV. Matériels nécessaire pour le dosage des anticorps anti-TPO :
Micropipette de précision ou matériel similaire à embouts jetables permettant la distribution de 50µl, 100µl, 1ml, 2ml, 2.6ml.
Eau distillée. Tubes jetables. Portoirs pour vider les tubes par retournement. Mélangeur de type vortex. Scintillateur gamma pour ma mesure d iode125.
Réactifs :
TPO-AB-CT
Composants du kit :
Quantités des réactifs :
Rôles : Photos :
Les calibrateurs
6 flacons de 0.5mlS0= 0U/ml
S1= 70U/mlS2= 250U/mlS3= 750U/ml
S4= 2500U/ml S5= 10000U/ml
Pour établir la courbe
d’étalonnage
Les contrôles Contrôle I : 230U/ml
Contrôle II : 820U/ml
Pour contrôler le dosage et les résultats des
inconnus
Solution de lavage
1 flacon de 20mlEliminer l’excès
de la réaction iode125 par
aspiration
Traceur radioactif
(Iode 125-TPO)
2 flacons qsp 2.6 ml de diluant
AC anti-TPO marqué à iode125 sous forme liquide pour fixé l’Ag spécifique anti-TPO
Tampon 1 flacon de 110 ml Diluant pour la reconstitution du traceur et la dilution des échantillons
Tubes revêtus 50 tubes contiennent les AC solide de l’anticorps anti- h TPO
Pour effectuer le dosage des anticorps anti-TPO
IV. Etapes de dosage des anticorps anti-TPO
-Reconstitutions de traceur des anticorps anti-TPO :
Reconstituer les flacons de traceur avec 2,6 ml de diluant, juste avant utilisation, reboucher le flacon et mélanger pour assurer la complète dissolution du produit lyophilisé.ne pas congeler le réactif pour une utilisation ultérieure.
-Dilution de la solution de lavage :
Diluer au 1/25 la solution de lavage concentrée avec l’eau distillé (20ml de la solution concentrée dans 500ml d’eau distillée.
-Dilution des contrôles et échantillons au 1/21 :
Marquer des tubes jetables pour chaque contrôle et échantillon. Mélanger le contenu de chaque flacon de contrôle avec un appareil de type
vortex. Distribuer 50µl de sérum et contrôles dans les tubes correspondant. Ajouter 1 ml de diluant dans chacun des tubes. Mélanger le contenu de chaque tube.
Dilutions des échantillons et les contrôles Ajout de traceur reconstitué
Incubation et agitation Aspiration de traceur
Préparation de la solution Ajout et aspiration de la solution de lavage
De lavage (1er lavage)
Rajout de la solution de lavage Aspiration (2eme lavage)
(2eme lavage)
Lecture par Scinitillateur gamma
Figure 30 : Les etapes de dosage des anticorps anti-TPO.
V. Matériel nécessaire pour le dosage des anticorps anti-Tg :
Tubes essais plastiques. Portoir pour tubes à essais. Micropipettes automatiques réglables avec pointes à usage unique. type vortex. Système d’aspiration ou de lavage. Compteur à scintillation gamma. Eau distillée.
Réactifs :
TGAB ONE STEP
Composant du kit :
Quantités des réactifs :
Rôles Photos
Les calibrateurs
Calibrateur 0= 1flacon de 4.2 ml
Calibrateurs 1 à 5=5 flacons de 0.7 ml
S0= 0Ul/ml
S1=20Ul/ml
S2= 60Ul/ml
S3= 200Ul/ml
S4= 1000Ul/ml
S5= 2000Ul/ml
Pour établir la courbe d’étalonnage
Les contrôles 2 flacons contenant 0.7 ml d’anti-Tg dans un serum humain
Pour contrôler le dosage et les résultats des inconnus
Traceur radioactif (Iode.125-Tg)
1 flacon contenant 22 ml de thyroglobuline marquée, colorant rouge
AC anti-Tg marqué à iode125 sous forme liquide pour fixé l’Ag spécifique anti-Tg
Solution de lavage
1 flacon de 20ml de tampon TRIS-Hcl
Eliminer l’excès de la réaction iode125 par aspiration
Tubes revêtus 100 tubes revêtus d’anticorps monoclonal de souris anti-Tg
Pour effectuer le dosage d’anticorps anti-Tg
VI. Etapes de dosage des anticorps anti-Tg
Distributions des standards et les inconnus Ajout de traceur radioactif
Incubation et agitation Aspiration de traceur
Dilutions de la solution de lavage Aspiration de la solution de lavage
Lecture par Scinitillateur gamma
Figure 31 : Etapes de dosage des anticorps anti-Tg.
VII. Appareillages:
Appareillages rôles
Distillateur pour distiller l’eau
Compteur gamma Berthold LB 2111 pour
mesurer la radioactivité I.125
Fluorimètre Perkin Elmer Victor²D pour mesurer la fluorescence (europium)
Thermo scientific(spark free laboratory freezer) pour congelé les échantillons
L’autolave Delfia pour éliminer l’excès de la réaction
Pipettes pour pipeter les échantillons, standards et les réactifs
Agitateur KS500 à mouvement rotatif pour agiter le mélange
Centrifugeuse ROTANA 46OR pour centrifuger le sang et obtenir le sérum
Porte embouts.