tecnicas de inoculaciÓn y sangria de animales
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A. TECNICAS DE INOCULACIÓN Y SANGRIA DE ANIMALES:
1. DESCRIBA LAS INSTRUCCIONES GENERALES PARA INOCULAR
ANIMALES.
2. CUALES SON LOS ANIMALES COMUNMENTE UTILIZADOS PARA
ESTAS PRUEBAS.
3. DESCRIBA LA TECNICA DE INYECCION INTRAMUSCULAR.
4. DESCRIBA LA TECNICA DE INYECCION
5. DESCRIBA LA TECNICA DE INYECCION
6. DESCRIBA LA TECNICA DE INYECCION
7. CUALES SON LOS METODOS PARA EXTRAER SANGRE DE LOS
ANIMALES. DESCRIBALOS.
B. OBTECCION DE ANTIGENOS BACTERIANOS Y PREPARACION DE
ANTISUEROS:
1. CUAL ES EL PROCEDIMIENTO PARA LA PREPARACION DE UN
ANTIGENO BACTERIANO.
2. COMO ES EL PROCEDIMIENTO PARA LA OBTENCION DE
ANTISUEROS.
A. TÉCNICAS DE INOCULACIÓN Y SANGRÍA DE ANIMALES:
1. Describa Las Instrucciones Generales Para Inocular Animales:
Equipamiento:
Hay que utilizar una aguja o lanceta esterilizada para pinchar la piel y el vaso
sanguíneo subyacente. No es recomendable utilizar una hoja de escalpelo (bisturí)
ya que su uso es impreciso y puede ocasionar una mutilación accidental del
animal o de la persona, si el animal no está adecuadamente sujeto.
Lugar:
Para familiarizarse con la ubicación de una vena, se recomienda encarecidamente
estudiar primero la anatomía correspondiente en los animales muertos, para evitar
tener que realizar repetidas entradas fallidas a la hora de encontrar un vaso
sanguíneo.
Un lugar habitual para practicar la punción venosa en un animal pequeño es la
vena coccígea o de la cola. En pequeños roedores, la extremidad de la cola puede
ser amputada y en el caso de los ratones- a diferencia de las ratas- no parece
implicar la eliminación de ninguna vértebra coccígea.
El corte de la cola tiene que realizarse una sola vez o dos como máximo. (En ratas
topo desnudas se puede hacer pequeñas extirpaciones al final de la cola, que
vuelve a crecer en 4-6 semanas y entonces puede realizarse de nuevo.)
En pequeños animales sin cola, como los cobayas y hámsteres, se puede utilizar
la vena yugular o la de la oreja, pero requiere gran habilidad; en estos mamíferos,
la punción cardiaca con anestesia general puede ser el método más adecuado.
En animales grandes es más probable que una pequeña muestra se tome
directamente de una vena superficial. En las aves, puede practicarse la punción en
las barbas, crestas y moco, en el caso del pavo.
La utilización de las almohadillas plantares para la obtención de sangre no es
aceptable debido a la sensibilidad de la zona y el riesgo de infección, ya que los
Animales de Laboratorio habitualmente se guardan cerca, o en lechos
contaminados por orina y heces. La infección puede causar cojera y sufrimiento
innecesario.
Preparación Del Lugar
Es importante mantener una antisepsia completa a lo largo del muestreo, de forma
que todo pelo o resto de piel superficial de encima de la vena, sea retirado.
El método para eliminar el pelo dependerá de la localización de la vena y de la
especie animal. El pelo se puede eliminar a tirones, con tijeras curvas o con
esquiladora.
Retirar el pelo a tirones puede realizarse fácilmente en los gatos y conejos sin
causar sufrimiento al animal. Las cremas depilatorias químicas pueden aplicarse
en zonas difíciles pero generalmente no se recomiendan ya que pueden provocar
reacciones en la piel y contaminar las muestras.
Algunos animales tales como los gatos, pueden incomodarse con el ruido
producido por las esquiladoras eléctricas.
Hay que tener en cuenta también, que las pieles de algunos animales, por ejemplo
la de los conejos, son finas y sensibles. No es recomendable afeitar con cuchilla,
jabón y agua ya que causa más daño a la piel que el esquilar.
Las excepciones dependerán de la experiencia del operador, de la soltura a la
hora de esquilar y el efecto que pueda causar en los animales y de la calidad de la
muestra requerida.
La zona rasurada o de la que se ha retirado el pelo a tirones deberá ser limpiada
con agua templada, a la que se le puede añadir un detergente o desinfectante
como la cetrimida. Estos agentes deberán ser posteriormente retirados con agua
para evitar la contaminación de la muestra.
El alcohol (etanol 70% en agua) desengrasará efectivamente la piel de aquellas
especies en las cuales la secreción de glándulas sebáceas sea pronunciada (por
ejemplo en las ovejas), pero puede contaminar una muestra de sangre si no se le
deja evaporar.
Es casi imposible producir una superficie estéril y una Limpieza excesiva
trastornaría el ecosistema bacteriano natural de defensa de la piel.
La preparación puede tener entonces el efecto posterior de causar irritación,
deshidratación de la piel e incomodidad del animal.
Para disminuir toda molestia asociada a la punción venosa, algunos científicos han
investigado recientemente el uso de cremas de anestesia local aplicadas sobre la
piel unos 30-60 minutos antes de tomar la muestra.
Parecen ser beneficiosas en la reducción de las molestias en especies como
conejos, perros y gatos pero no son tan efectivas en ratas.
La Toma De Muestra:
El animal debe estar suavemente sujeto por un manipulador experimentado que,
siempre que sea posible, deberá ser conocido por los animales. No hay tampoco
que sobre valorar el papel clave desempeñado por la persona que sujeta al animal
y evidencia la vena.
La vena debe localizarse claramente (si se tienen dudas, es mejor no hacerlo y
buscar ayuda) y la punción llevada a cabo decididamente mejor que con
vacilaciones. Puede que el animal muestre signos de incomodidad (¡como
nosotros!) por ejemplo, puede chillar, pero se le debe tranquilizar, tratándole con
suavidad y hablándole. Puede que se necesite alguna presión próxima al lugar de
oclusión del retorno venoso con el fin de obtener suficiente volumen de sangre.
La gota de sangre formada puede retirarse con un tubo capilar o con una
micropipeta con punta de plástico.
Después de haber sacado la sangre, se debe mantener una presión suave pero
firme sobre el lugar durante unos 30 segundos, lo que detendrá rápidamente
cualquier sangrado. También hay varios preparados hemostáticos de alginato de
calcio, fibrillas de colágeno y esponja gelatinosa que pueden servir de ayuda si
persiste el sangrado.
2. Cuales Son Los Animales Comúnmente Utilizados Para Estas Pruebas.
A. Ratón
B. Rata
C. hámster
D. Gerbo
E. Cobayo
F. Conejo
3. Describa La Técnica De Inyección intravenosa, intraperitoneal
Subcutánea, Intramuscular.
a. RATÓN :
Intravenosa.
Equipamiento: agujas de 27 - 30 g, jeringas 1 ml de TB, sujetador para ratón,
lámpara de calentamiento
La vena lateral de la cola del ratón es el sitio más común para esta técnica.
Mejores resultados se logran si la cola se introduce en agua caliente o el ratón es
calentado en la jaula con una lámpara. Las venas se observan cuando la cola es
levantada y girada lentamente en cualquier dirección. La punta de la aguja puede
verse como penetra en la vena. No obstante ser una técnica de fácil aplicación
práctica y entrenamiento es fundamental.
Intraperitoneal.
Equipamiento: jeringas y agujas 23 - 27 g, ½ a 1 pulgada, preferiblemente con el
bisel pequeño.
La inyección se aplica en el cuadrante izquierdo bajo como se observa, en la figura
7.
Figura 7.- Sujeción para la aplicación de la inyección intraperitoneal en ratón.
El uso del bisel pequeño en la aguja y su inserción a través de la piel, levantando
la aguja en contra de la pared abdominal, evita la posibilidad de punción en el
intestino. Una rápida administración del fluido puede causar daños en el tejido y
hemorragia debido a la presión.
Si no se inmoviliza la pata derecha del ratón pudiera existir el riesgo de punción en
los intestinos. El máximo posible de administrar por esta vía a un ratón de 20 g es
de 2 ml.
Subcutánea.
Equipamiento: agujas de 25 a 27 g, ½ a ¾ pulgada con jeringas de TB.
Esta vía es utilizada como alternativa a la intramuscular en los ratones. El área
escogida es el hombro.
Como alternativa el abdomen ventral es usado utilizando la técnica de restricción
de la figura 1.
Figura 1.- Métodos de sujeción y manipulación en el ratón para inyecciones intraperitoneales o
intramusculares.
b. RATA:
Intravenosa.
Equipamiento: Dependiendo del tamaño de la rata agujas de 20 g pueden ser
utilizadas, de ½ a 1 pulgada.
Un dispositivo de restricción y una lámpara de calentamiento es útil. Las técnicas
descritas para el ratón son aplicables para la rata. En esta la vena safena del lado
de la pata trasera El dispositivo de restricción es útil tanto para el animal como
para el investigador. Colocando a la rata en un cilindro es el método más usual.
Anestesia ligera con Ketamina-xylazina o CO² son medios útiles para el correcto
trabajo con la rata. Una administración intravenosa o toma de sangre prolongada
debe ser acompañada de una catéter vía vena yugular. Esta técnica requiere de
elementos de cirugía. En este caso solicitar el apoyo de los médicos veterinarios
de la UPEAL.
Intraperitoneal.
Equipamiento: jeringas y agujas 23 - 25 g, ? a 1 pulgada. El lugar de aplicación
es el mismo que para el ratón.
La restricción del animal puede realizarse con el apoyo de otra persona o el uso de
anestesia ligera.
Intramuscular.
Equipamiento: agujas de 25 a 26 g, ½ a pulgada con jeringas de TB.
La espalda y los músculos de las patas traseras son idóneos para esta técnica. Al
igual que en el ratón debe tenerse cuidado con dañar estructuras vitales. La
restricción del animal puede realizarse con el apoyo de otra persona o el uso de
anestesia ligera.
Subcutánea.
Equipamiento: agujas de 23 g, 1 pulgada. Esta vía es usada como una alternativa
a la vía i.m. para administrar alguna droga.
El lugar ideal es en el área escapular. Si se realiza con frecuencia debe de
alternarse el área de aplicación. La restricción correcta debe ser considerada. La
piel de la rata es delgada y difícil de penetrar, debe de tenerse cuidado para evitar
accidentes en la aplicación y las manos del operario.
C. CONEJO:
Intravenosa.
Equipamiento: agujas de 20 a 25 g de un adecuado largo y jeringas.
Un pequeño bisel de menos de 1 pulgada no debe ser usado y se recomienda una
jeringa de 5 ml o menos. Un dispositivo de restricción es útil. No se recomienda
una restricción manual para esta técnica. La vena marginal de la oreja es ideal
para la aplicación.
Coloque al conejo en la jaula de restricción. El pelo de la oreja debe ser eliminado
y la piel desinfectada con alcohol ó yodo antes de realizar la punción. La limpieza
de la piel reduce la posibilidad de infección.
La vena puede golpearse delicadamente varias veces con el dedo para su
dilatación. Inyectar la vena cerca de la base de la oreja.
Si se usa la xilacina como dilatador, después del procedimiento, debe lavarse la
oreja con agua y jabón pues es irritante en contacto con la piel.
Intraperitoneal.
Equipamiento: jeringas y agujas 19 - 20 g, 1 a 1½ pulgada con la adecuada
jeringa.
Pequeñas agujas pueden ser utilizadas si la sustancia a inocular es de poca y de
baja viscosidad. Puede usarse una tabla plana con cuerdas en las cuatro esquinas
que permitan la sujeción de cada pata. La superficie de la tabla debe estar lisa,
limpia y desinfectada. El conejo tiende a encogerse cuando se le ata por las cuatro
patas. La ayuda de un asistente y el uso de ketamina puede tranquilizar al animal
y hacer que el procedimiento tenga éxito. El abdomen del conejo se rasura. Para
evitar la dispersión de pelo, utilice alcohol al 95%.
La tabla de restricción puede inclinarse hacia abajo en dirección a la cabeza del
conejo. Debe cuidarse de no dañar estructuras y órganos en el momento de hacer
la punción
Intramuscular.
Equipamiento: agujas de 22 a 23 g, 1 pulgada.
El lugar más común es la parte trasera del músculo lateral. Si se requiere realizar
más de una punción el área debe de rotarse. El pelo debe ser rasurado y la piel
desinfectada. Debe tenerse en cuenta el apoyo de un asistente o de un equipo de
restricción adecuado.
Subcutánea.
Equipamiento: agujas de 20 a 23 g, 1 pulgada.
El área mejor es el área escapular. Limpiar la piel con alcohol, eliminar el pelo,
mantener la piel levantada al aplicar la inyección.
d. COBAYO:
Intravenosa.
Varias venas son utilizadas pero entre individuos existe variación en el tamaño.
Entre las más usadas está la del metatarso lateral, cefálica, safena (27g) y la vena
marginal de la oreja para usar una aguja pequeña (30g. Catéteres deben ser
colocados en la vena yugular.
Intraperitoneal.
Equipamiento: jeringas y agujas 19 - 22 g, con la adecuada jeringa.
El equipo de restricción y la aplicación de una anestesia ligera es importante si se
trabaja solo.
Intramuscular.
Equipamiento: agujas de 20 a 22 g, 1 pulgada y jeringas de 1 a 5 ml.
No se usa con frecuencia pero si fuera necesario deben tomarse precauciones
para no dañas las estructuras adyacentes. Las inyecciones deben aplicarse en los
músculos laterales del muslo y por lo general se requiere la ayuda de un asistente.
Subcutánea.
Equipamiento: 20 a 22 g, ¾ a 1 pulgada con la adecuada jeringa.
La piel del cobayo es delgada, especialmente sobre los hombros. Cuando se
llevan a cabo inyecciones en esta área, deben usarse agujas cortas, pesadas, por
ejemplo: 20 g, 1 pulgada. El adecuado equipo de restricción debe usarse.
4. DESCRIBA LA TECNICA DE INYECCION INTRADERMICA
Tornamos el animal si es para reacción cutánea, seria de mejor elección
animales blancos.
Emplearnos una jeringa de 1 cm. Con aguja # 26.
Esquilamos el pelo de la zona de inyección y DESINFECTAMOS el área
con alcohol y xilol.
Con los dedo tomamos un pliegue cutáneo y se introduce la aguja con el
bisel hacia arriba, lo más superficialmente posible.
Le aplicamos el liquido lentamente y al retirar la aguja girarnos la jeringa
hacia arriba ara cambiar el trayecto del canal y evitar que el líquido
inyectado se salga.
En esta practica la cantidad de liquido no debe excederse de 0.1 CC.
Si aparece una mancha anémica blanca y prominente que ponga de
manifiesto los orificios de los folículos pilosos demostrará que la inyección
ha sido bien realizada.
a. los lugares más utilizados para realizar esta práctica son el tercio medio del
antebrazo.
b. esta técnica la utilizamos para observar si la persona tolera el medicamento, en
otras palabras si no presenta reacción alérgica al medicamento.
5. CUALES SON LOS METODOS PARA EXTRAER SANGRE DE LOS
ANIMALES. DESCRIBALOS
A. RATÓN:
Los ratones usualmente son sostenidos por la base de la cola, específicamente
en el área de la parte media hacia la base. Con este sencillo método de
sujeción pueden ser transferidos de una jaula a otra, examinados y sexados.
Ver Figura 1.
Figura 1.- Métodos de sujeción y manipulación en el ratón para inyecciones intraperitoneales o
intramusculares
Para la aplicación de un tratamiento o un examen mas profundo, este método
no es suficiente. Para un mejor control sobre el ratón, este debe sujetado por la
cola, colocado sobre la rejilla de la jaula, la mesa u otra superficie,
preferiblemente de donde el pueda sujetarse y entonces con el dedo pulgar e
índice, tomar la piel que se encuentra en la parte superior de su cuello y
hombros. Durante este proceso el ratón puede voltearse y morder pero una vez
sujetado correctamente, está perfectamente controlado. Con la otra mano
pueden sujetarse la cola y las patas traseras y realizar un adecuado examen
de animal. Existen dispositivos de restricción aplicables a ratones que ayudan a
la sujeción y al manejo correcto del animal.
a. RATA :
Las ratas normalmente se sujetan por todo su cuerpo. Ver figura 2.
Figura 2.- Métodos de restricción y sujeción para inyecciones
Se cubre con la palma de la mano toda su espalda con los dedos rodeando su
cuerpo cerca del cuello, debajo de las axilas de sus patas delanteras. Las ratas
pueden ser también sujetadas por la cola de forma temporal. La sujeción de la
rata con una mano es lo más común y efectivo para ejercer el control adecuado
y debe estar acompañado de la sujeción de las patas y la cola con la otra mano
para un control total. En esta posición otra persona puede realizar el examen o
el tratamiento en el animal. Ratas jóvenes y más pequeñas pueden ser
manejadas de la misma forma que un ratón, cuando su tamaño no permita la
sujeción con la mano. Un hueso plano que se encuentra en la espalda de la rata
llamado Chassaignac, hace difícil la sujeción de la piel de la rata. Las ratas
pueden morder y determinadas cepas y líneas son más agresivas, por ejemplo,
la F-344 es más agresiva que la Sprague Dawley, por lo que el cuidado y la
experiencia son determinantes para un manejo correcto y sin heridas. Existen
dispositivos de restricción aplicables a ratas que ayudan a la sujeción y al
manejo correcto del animal.
C. HAMSTER:
Los hámsteres muerden rápido y profundo cuando el manejo no es el correcto o
se encuentran en una situación de estrés que consideran de peligro. Cuando el
manejo es el correcto asimilan muy bien la situación y llegan a interactuar con la
persona. Son varios los métodos de sujeción de un hámster. Las palmas de
ambas manos pueden sujetar al animal. Puede ser elevado sujetándolo con una
mano de manera similar a la rata. La piel alrededor del cuello y sobre los
hombros es una herramienta útil que ejerce un buen control para sujetarlo con
una mano, no obstante se requiere de práctica para ejercer dicho control. Ver
figura 3.
Figura 3.- Métodos de restricción y sujeción del hámster.
En ocasiones es más fácil utilizar un recipiente para trasladar un hámster de un
punto a otro si el control efectivo no es necesario para realizar una evaluación o
inspección del animal.
D. GERBO:
El gerbo responde a los mismos métodos de manejo de los pequeños roedores
que se describen con anterioridad. Para el manejo rápido o de grandes
cantidades, la sujeción por la base de la cola es lo ideal. Se debe evitar sujetar
al gerbo por la punta de la cola pues eso puede traer por consecuencia el
desprendimiento de la piel y el daño al animal.
E. COBAYO:
Los cobayos rara vez muerden. Son tímidos y la sujeción debe hacerse firme
pues tratan de escapar cuando se les manipula. Se sujetan muy bien colocando
el dedo pulgar e índice alrededor del cuello, con la palma de la mano sobre la
espalda y el resto de los dedos alrededor del cuerpo. Cuando se mantiene
colgado, la otra mano debe sujetar la parte inferior de su cuerpo. Ver figura 4.
Figura 4.- Método de sujeción para inyecciones y movimiento del cobayo
Cuidado especial requiere la manipulación de hembras gestantes pues son
pesadas
F. CONEJO:
Los conejos no muerden con frecuencia pero pueden causar heridas con las
uñas de sus patas. Sujételo de forma tal que las patas traseras estén lejos del
cuerpo del operario. Sujetándolo por la piel sobre los hombros con la cabeza en
dirección al operario es el mejor método de sujeción para un conejo. Cuando
esté colgado, se debe sujetar la parte bajo del cuerpo con la otra mano. Ver
figura 5.
Figura 5.- Métodos para la sujeción y transportación de conejos y su colocación y ajuste en la
jaula de restricción para tomas de sangre e inyecciones
Los conejos nunca deben ser levantados por las orejas. Si el conejo comienza a
moverse violentamente y en rotación, debe colocarse rápidamente sobre una
superficie plana y esperar a que se tranquilice. Este movimiento violento y en
forma circular puede traer como consecuencia la fractura de una o más
vértebras lumbares y daño fatal en la espina dorsal.
Los conejos pueden ser llevados a un estado de hipnosis cuando se les acaricia
sobre su espalda y el abdomen. Durante la sujeción los conejos pueden intentar
escapar de forma violenta y pueden dañarse con la aguja o cualquier otro
instrumento pudiendo causar daños en el animal o el operario. Por lo tanto la
sujeción firme debe realizarse antes de iniciar el procedimiento experimental.
Las jaulas de restricción son muy eficientes para garantizar lo anterior, como la
que se muestra en la Figura 6
Figura 6.- Dosificación de fluidos en el estomago de la rata. La jeringa es especial, 15 g con
punta bola y doblada entre 15 y 20 grados en la punta
Y se recomienda para la mayoría de los procedimientos. La práctica de
manipulación con esta técnica puede obtenerse en la UPEAL- Cinvestav.
Existen otros similares, menos rígidos como la bolsa de restricción que cubre el
cuerpo del conejo y permite con igual eficiencia su manipulación y el uso de
diversas técnicas experimentales.
TÉCNICA.
La parte más difícil es la introducción de la aguja en vena. Determinados pasos
deben ser tomados en cuenta aunque solo la práctica determina la eficiencia del
procedimiento. La aguja debe insertarse paralela a la vena y la punta de la aguja
dirigida al lumen de forma longitudinal. Cuando se detecta que se introdujo en
vena, la aspiración deben de hacerse lenta para evitar se colapse.
La punción en corazón es el método mas practico para la toma de sangre en
pequeños roedores cuando solo se requieren unas gotas de sangre. También se
utilizada en especies mayores.
En esta técnica los animales deben ser anestesiados y sujetados. La aguja debe
ser insertada en el punto donde se siente el latido del corazón, como lo señala la
figura 8.
Figura 8.- Método para la extracción de sangre del corazón en rata. El latido del corazón es
palpado con el dedo y la aguja es introducida pegada al dedo a través del pecho en la cámara
cardiaca como se muestra en la figura izquierda. Luego la sangre se extrae como se muestra en la
figura 9.
La extracción debe ser lenta y la cantidad limitada a menos que se decida la
eutanasia del animal.
La vena marginal de la oreja del conejo es ideal para la extracción de pequeños
volúmenes de sangre y también puede ser usada para inyecciones intravenosas.
En este lugar es simple la técnica. El área es afeitada y desinfectada con xilacina
seguido de alcohol. La vena es dilatada seguida de la introducción cuidadosa de la
aguja y la extracción de la sangre. Se coloca la gasa en la punción para evitar
hematomas.
El mejor método para extraer mayores cantidades de sangre del conejo es el uso
de la arteria de la oreja y un vacutainer de 50 cc. Con esta técnica entre 30 a 40 cc
de sangre pueden ser colectadas. El conejo debe estar bien sujeto y evitarse los
hematomas. Puede consultar a los médicos veterinarios de la UPEAL- Cinvestav
para cualquier duda. En el ratón la toma de muestra de sangre de la cola es útil
para hematocrito, conteos celulares y hemoglobina.
La cola debe ser calentada en agua a 40 - 50°C. El animal debe ser anestesiado
antes. Después de la desinfección de la cola, 1 o 2 mm de la punta de la cola
pueden cortarse y la sangre recogida. Si la sangre no sale, se puede “ordeñar” la
cola.
Aunque es un método útil, tanto este como el corte de dedos en ratón deben ser
evitado lo más posible. La toma de muestra en vena de la cola del ratón y la rata
es posible. La vena se ve lateralmente cerca de la base de la cola, se requiere
buena iluminación y dilatación para observarse mejor.
El sangrado de la vena yugular en especie mayores es lo más adecuado.
El sangrado del plexus orbital de la rata y del sinus orbital del ratón y el hámster es
lo más usual.
¼ ml puede ser extraído con una frecuencia semanal usando estas técnicas.
Cuando se extraiga sangre del ratón, la rata y el hámster de la periórbital del ojo,
el tubo capilar se coloca en la mayor de las estructuras venosas orbítales. La
extracción de sangre en el seno orbital del ratón requiere que el tubo capilar entre
directamente en el sinus orbital.
Cuando se usa en hámster, el tubo capilar es colocado en el caudal del sinus
orbital. En la rata se facilita cuando el tubo capilar se coloca encima del globo
ocular y se alcanza la vena mayor entre la más profunda y la vena superficial de la
órbita
El conocer la ubicación de las estructuras venosas del ratón, la rata y el hámster
ayuda al éxito de la técnica. Es obligatoria la anestesia en toda técnica de
extracción de sangre periorbital.
B. OBTECION DE ANTIGENOS BACTERIANOS Y PRECIPITACION DE
ANTISUEROS.
1. ¿Cual Es El Procedimiento Para La Preparación De Un Antigeno
Bacteriano?
Para la realización de un antisuero utilizamos dos tipos de antigenos bacterianos.
Un tipo consiste en Ag. Purificados aislados de la bacteria, tales como flagelos o
cápsulas y el otro de la bacteria total, usualmente muerta por el calor, acetona,
formol, alcohol o calor.
Para efectuar estos procedimientos de inmunización el estudiante deberá tener
previo conocimiento en el manejo de estos organismos patógenos.
El antigeno se obtiene a partir de cultivos en medios enriquecidos, líquidos o
sólidos. Se seleccionan las colonias S y se transfieren a sendos tubos con BHI, se
incuban por 6-8 horas a 37 ºC y se calientan a 100 ºC por 2 horas Y ½.
Este procedimiento inactiva los antigenos de superficie (l o B) así como también el
antigeno H. Solo debe usarse suspensiones homogéneas y que no autoaglutinen.
Después del calentamiento la suspensión de antigeno puede preservarse por la
adición de 0.5 % de formol al 10%. En esta forma el antigeno queda lisio para las
inoculaciones.
Una variación de este método consiste en:
Una vez terminado el periodo de calentamiento (100 ºC por 2 horas Y 1/2 ) Las
bacterias se Centrifugan a 3000 r.p.m. por 30’ a Una temperatura de 5 ºC.
Descartar el sobrenádante y resuspender las bacterias en 100 ml. De solución
salina formalizada Al 0.3 %.
Para inyectar a los animales la [ ] de bacterias, debe ser de 109 bacterias por ml.
Tubo # 3, del Nefelómetro de Mac-Farland.
TUBO. CLORURO DE BARIO 1%. H2S4 Al 1%.Densidad Aproximado
De Bacterias Millón/ml.
3. 0,3. 9,7. 900.
2. COMO ES EL PROCEDIMIENTO PARA LA OBTENCIÓN DE ANTISUEROS?
PREPARACION DE ANTISUERO
Los antisueros contra antigenos bacterianos pueden ser producidos por inyección
parenteral, en animales, de una suspensión de bacterias intactas o una solución
de material antigénico purificado obtenido de la bacteria.
PREPARACIÓN DEL ANTÍGENO O INMUNÓGENO:
Antígenos celulares:
Obtener la suspensión de células, a las cuales se le determina la concentración
para hacer el ajuste correspondiente, según el esquema de inmunización a
emplear, p.e. Si se trata de una suspensión microbiana se prepara de la siguiente
forma:
Sembrar el microorganismo (bacteria) en agar nutriente e incubarlo a
37ºC 24 Horas.
Hacer la suspensión microbiana añadiendo de 2-5 mls de agua destilada
estéril.
Homogeneizar la suspensión.
determinar la concentración por densidad óptica a 660nm y realizar su
ajuste según los requerimientos del esquema de inmunización para el
inóculo.
colocar la suspensión microbiana a 100ºC durante 2 horas para obtener
antígenos somáticos.
Antígenos Solubles:
Este tipo de antígeno debe estar preferiblemente liofilizado procediendo de la
siguiente forma:
pesar la cantidad de antígeno según la concentración requerida en el
esquema de inmunización escogido (mg, g, µg).
Preparación del antígeno con el adyuvante
Antígenos Celulares:
tomar el mismo volumen de la suspensión celular que el que se utilizará
como inóculo de inmunización, p.e. 0.2mL de la suspensión microbiana
si se requieren 0.2 mL de inóculo por cada animal de experimentación.
centrifugar la suspensión a 300 r.p.m. 10 minutos.
decantar el sobrenadante y homogeneizar el pellet obtenido,
desprendiéndolo del fondo del tubo.
añadir la solución adyuvante previamente magnetizada según la
descripción de la solución propuesta, en el tubo que contiene el pellet de
bacterias, en el mismo volumen del cual se partió para la suspensión
microbiana (0.2 mL).
homogeneizar con cuidado colocando el tubo entre las manos sin hacer
Movimientos rotacionales.
inocular el preparado antígeno-adyuvante (inóculo de inmunización) en
el animal de experimentación, por la vía de inoculación escogida (puede
incluirse también la intravenosa).
Antígenos solubles:
Añadirle al antígeno pesado previamente el volumen de la solución
adyuvante que exige el inóculo para el esquema de inmunización
escogido.
homogeneizar con cuidado colocando el tubo entre las manos sin hacer
Movimientos rotacionales.
inocular el preparado antígeno-adyuvante como se explica
anteriormente.
Ventajas del procedimiento propuesto:
Es de preparación simple y rápida.
Puede ser utilizada para inmunizar por cualquier vía.
No forma granulomas en el tejido vivo al que se inocula, en el punto de
aplicación de la solución.
El procedimiento de tratamiento magnético de la solución adyuvante
puede usarse en cualquier laboratorio para la elaboración de estos
productos biológicos.
· Puede ser aplicada en humanos como inmunoestimulante.
2. ¿QUE ES UN ADYUVANTE?
Un adyuvante inmunológico se caracteriza por ser una sustancia o preparado
químico que, incorporado al antígeno o inyectado simultáneamente con él, hace
más efectiva la respuesta inmune y se obtiene un nivel de anticuerpos superior,
específicamente en la obtención de antisueros.
Existen diversos tipos de adyuvantes entre los que podemos mencionar sustancias
biológicas (diferentes microorganismos), productos químicamente definidos en
hongos y bacterias, productos biológicos del sistema inmune, productos sintéticos
análogos a los biológicos, preparaciones químicas (compuestos del Aluminio tales
como Al(OH)3 y Al(SO4), Levamisol, Liposomas, Dextrasulfato, emulsiones
oleosas (AFI), productos naturales (polisacáridos)
INTRODUCCION
El en área de la Inmunólogia encontramos una gran variedad de procedimientos
para lograr diversos objetivos.
Uno de esos casos es la obtención de los antisueros que gracias a ellos es que
podernos contar hoy en día con las vacunas, gran avance que en tiempos pasados
no se tenia, lo cual era causante de muchas muertes por enfermedades que
podían ser tratadas o evitadas con solo una inyección de este antisuero, claro y
especifico para determinada enfermedad.
Incluso hoy en día estamos en continua lucha por seguir encontrando mas
opciones de cura para otras enfermedades que nos afligen.
Esta obtención de antisuero es gracias a un procedimiento que se les realiza a las
bacterias o agente infeccioso causante de la enfermedad.
En este proceso tornarnos el antigeno bacteriano ya sea cápsulas, flagelos,
proteínas entre otros, y les realizamos una serie de pruebas en las cuales el
producto final es el antisuero.
Para verificar la eficacia de estos, necesitarnos un animal de prueba al cual se le
llevara un seguimiento de la acción del antisuero, pero para eso necesitamos
saber las técnicas adecuadas de inoculación para estos animales y la diferencia
entre cada técnica para tener una acción mas confiable del producto final que es el
antisuero.
OBJETIVOS.
Adquirir conocimientos sobre las técnicas a utilizar en e laboratorio de
Inmunólogia y saber con que tipos de animales podemos realizar estas
técnicas.
Aprender las bases sobre como se obtiene un antisuero y saber el
procedimiento de la obtención de antigenos bacterianos.
Obtener un conocimiento previo teórico sobre las áreas donde se deben
realizar las punciones en los animales y saber que es lo que se les aplica;
para tener un buen seguimiento.
TÉCNICAS DE INOCULACIÓN, SANGRÍA DE ANIMALES,
OBTENCIÓN DE ANTIGENOS BACTERIANOS Y
PREPARACIÓN DE ANTISUEROS.
LABORATORIO DE INMUNÓLOGIA.
PRESENTADO A:
Dra. MARIA LOURDES ÁLVAREZ G.
UNIVESITARIA DE SANTANDER.
BACTERIOLOGIA Y LABORATORIO CLINICO.
CÚCUTA.
2005 - A.
TÉCNICAS DE INOCULACIÓN, SANGRÍA DE ANIMALES,
OBTENCIÓN DE ANTIGENOS BACTERIANOS Y
PREPARACIÓN DE ANTISUEROS.
LABORATORIO DE INMUNÓLOGIA.
PRESENTADO A:
Dra. MARIA LOURDES ÁLVAREZ G.
PRESENTADO POR:
LEIDY YUDITH ANGARITA BAUTISTA
CODIGO: 02171043.
UNIVESITARIA DE SANTANDER.
BACTERIOLOGIA Y LABORATORIO CLINICO.
CÚCUTA.
2005 – A.
BIBLIOGRAFÍA.
Inmunólogia Humana Y Básica, Capitulo 8, Inmunogenicidad y
Especificidad Antigénica, Pág. 159.
http://www.secal.es/word-pdf/sangre.pdf .
http://cinvestav.mx/upeal/nom82.html
http://cinvestav.mx/upeal/PI-11-02.htmlhttp://cinvestav.mx/upeal/PI-
11 02.html