suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage...
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UNIVERSITE D’ANTANANARIVO
ECOLE SUPERIEURE DES SCIENCES
AGRONOMIQUES
DEPARTEMENT ELEVAGE
Mémoire de fin d’étude en vue de l’obtention du diplôme d’ingénieur
Agronome option ELEVAGE
« SUIVI DE L’EVOLUTION DU POTENTIEL REDOX AU
COURS DE L’ELEVAGE LARVAIRE
CAS DE
L’ECLOSERIE DE L’OSO FARMING LGA »
Présenté par : TIKA ANDRIANJAKA Jean Solo
Soutenu 05 le Novembre 2012
Membresde Jury :
Mr RivoNirina RABEARIMISA, PhD, Chef de Département ELEVAGE
Mr Georges RAFOMANANA, Directeur de Recherche Associé, Tuteur
Mr Jean de Neupomuscène RAKOTOZANDRINY, Professeur Titulaire, Examinateur
Mme Zo Harinoro RABENIRINA, Enseignant chercheur à l’ESSA, Examinatrice
UNIVERSITE D’ANTANANARIVO
ECOLE SUPERIEURE DES SCIENCES
AGRONOMIQUES
DEPARTEMENT ELEVAGE
Mémoire de fin d’étude en vue de l’obtention du diplôme d’ingénieur
Agronome option ELEVAGE
« SUIVI DE L’EVOLUTION DU POTENTIEL REDOX AU
COURS DE L’ELEVAGE LARVAIRE
CAS DE
L’ECLOSERIE DE L’OSO FARMING LGA »
Présenté par : TIKA ANDRIANJAKA Jean Solo
Soutenu 05 le Novembre 2012
Membresde Jury :
Mr RivoNirina RABEARIMISA, PhD, Chef de Département ELEVAGE
Mr Georges RAFOMANANA, Directeur de Recherche Associé, Tuteur
Mr Jean de Neupomuscène RAKOTOZANDRINY, Professeur Titulaire, Examinateur
Mme Zo Harinoro RABENIRINA, Enseignant chercheur à l’ESSA, Examinatrice
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
i
RESUME
Auteur : TIKA ANDRIANJAKA Jean Solo
Titre : « Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de
l’écloserie de l’OSO FARMING LGA »
Résumé
Dans le souci d’améliorer le taux de survie des larves en sortie d’élevage larvaire, la
LGA a instauré le système de suivi du potentiel redox des bacs d’élevage larvaire.
Cette présente étude a été menée dans l’écloserie de la LGA sur l’élevage larvaire de Penaeus
monodon du stade Nii au stade P8. Elle a pour principal objectif d’utiliser le suivi du redox
comme un tableau de bord pour l’élevage larvaire. Des essais expérimentaux ont été menés afin
de déterminer les interactions entre les différents paramètres d’élevage : potentiel redox, pH,
taux d’oxygène dissous, température et salinité. Les résultats de suivi de redox du cycle 47,
cycle 48 et du bio-essai ont servi de base de données pour le traitement statistique. Les essais
ont montré l’interdépendance de tous les paramètres. Le pH, le taux d’oxygène dissous et la
salinité sont corrélés positivement avec le potentiel redox tandis que la température est corrélée
négativement avec le redox. A partir des données collectées, une courbe de référence sur
l’évolution du redox au cours de l’élevage larvaire a été tracée. Et des intervalles de confiance
de la valeur du redox pour chaque stade de développement des larves ont été définis.
Abstract
With the aim of improve the rate of survival of the larvae at hatchery exit, the LGA
founded the system of follow-up of the potential redox of the vats of larval breeding.
This present study was conducted in the Eclosery of the LGA on the larval breeding of Penaeus
monodon Nii stage at the P8 stage. It has as a main objective to use the follow-up of the redox
like an instrument panel for the larval breeding. For this, experimental tests were carried in
order to determine the interactions between the various parameters of breeding: potential
oxydoreduction, dissolved oxygen, temperature and salinity. The results of follow-up of redox
of cycle 47, cycle 48 and of the ―Bio-essai’’ were used as a basis of data for the statistical
processing. The tests showed the interdependence of all the parameters. From the data collected,
a curve of reference on the evolution of the redox during the larval breeding was plotted. And of
the confidence intervals of the value of the redox for each stage of development of the larvae
were defined.
Mots clés : Redox, Oxydoréduction, Oxydation, Réduction, Potentiel redox, Bioélectronique,
Qualités Physico-chimiques de l’eau, Elevage larvaire, Penaeusmonodon, LGA
Keys-words : Redox, Oxydoreduction, Oxydation, Reduction, Oxydoreduction potential
(ORP), Bioelectronic, Water Quality, Hatchery, Penaeusmonodon, LGA
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
ii
DEDICACE
Je dédie ce présent mémoire :
A ma femme : Eliane
A ma fille : Anaëlle
A mes parents, mes beau-parents et ;
A toute la famille.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
iii
REMERCIEMENTS
La réalisation de ce travail ne fut pas possible sans la contribution de nombreuses
personnes. Que tous trouvent ici mes reconnaissances.
Particulièrement, nous adressons notre reconnaissance à:
Monsieur RivoNirina RABEARIMISA
PhD, en alimentation animale, Maître de conférences, Chef de Département Elevage à
l’ESSA qui a bien voulu accepter de siéger en tant que président de jury.
Veuillez trouver ici l'assurance de nos sentiments reconnaissants et respectueux.
Monsieur Georges RAFOMANANA
Directeur de Recherche Associé, Docteur en sciences Halieutiques, Ingénieur Agro-Halieute,
notre tuteur, pour la disponibilité, l’appui et l’encadrement qu’il a fournis.
Nous sommes heureux de pouvoir vous exprimer notre profonde reconnaissance et vifs
remerciements
Professeur Jean de Neupomuscène RAKOTOZANDRINY
Professeur Titulaire, Docteur d’Etat ès Science Naturelle, Docteur en Sciences Biologiques
Appliquées, qui a accepté de juger ce travail.
Veuillez trouver ici, l’expression de nos sincères remerciements.
Madame ZoHarinoro RABENIRINA
Assistante d’Enseignement Supérieur, Enseignante chercheur à l’ESSA Antananarivo, pour
l’aide, conseil qu’elle a fournis et d’avoir accepté de juger ce travail.
Nous vous sommes reconnaissant d'avoir accepté de faire partie du jury.
Monsieur Eric DOUHERET
Directeur de l’OSO FARMING LGA, qui a bien voulu accepter que j’effectue mon stage au
sein de son établissement.
Nous vous remiercions de tout cœur.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
iv
Monsieur Philippe RUEZ
Directeur de l’Ecloserie de l’OSO Farming LGA, pour les précieux conseils qu’il a fournis.
Nous vous sommes profondement reconnaissant.
Nos remerciements s'adressent également à :
Tous les enseignants et personnel de l’ESSA et en particulier ceux du Département Elevage ;
Toute l’équipe de l’Ecloserie de l’OSO Farming LGA ;
Et tous ceux qui, de près ou de loin, ont contribué à la réalisation de ce mémoire.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
v
TABLE DES MATIERES
RESUME _________________________________________________________________ i
DEDICACE _______________________________________________________________ ii
REMERCIEMENTS _______________________________________________________ iii
TABLE DES MATIERES ____________________________________________________ v
LISTE DES TABLEAUX _________________________________________________viii
LISTE DES FIGURES____________________________________________________iX
LISTE DES ABREVIATIONS ET ACRONYMES _____________________________ x
GLOSSAIRE __________________________________________________________ xiii
INTRODUCTION __________________________________________________________ 1
Chap I CONTEXTE ACTUEL ET PROBLEMATIQUE__________________________2
1.1. HISTORIQUE DE L'ELEVAGE DE CREVETTES DANS LE MONDE _____ 2
1.1.1. Conséquences néfastes de l'intensification de la crevetticulture _____________ 2
1.1.2. Démarche vers une aquaculture durable _______________________________ 3
1.2. CONTEXTE ACTUEL ______________________________________________ 4
1.2.1. Aquaculture de crevettes dans le monde _______________________________ 4
1.2.2. Crevetticulture à Madagascar _______________________________________ 5
1.2.2.2. OSO-FarmingLGA _____________________________________________ 6
1.3. REDOX ___________________________________________________________ 7
1.3.1. Généralités ______________________________________________________ 7
1.3.2. Définitions des mots clés ___________________________________________ 7
1.3.3. Principe ________________________________________________________ 8
1.3.3.1. Equilibre d’une équation redox ____________________________________ 8
1.3.3.2. Naissance de la tension électrique __________________________________ 8
1.3.3.3. Notion de demi-pile _____________________________________________ 9
1.3.3.4. Mesure du potentiel redox ________________________________________ 9
1.3.4. Utilisation de suivi du potentiel redox________________________________ 10
1.3.5. Bioélectronique de Vincent (rH2) ___________________________________ 11
1.3.6. Redox un outil parfaitement adapté au mode de production de la LGA ______ 11
1.4. PROBLEMATIQUES ______________________________________________ 12
Chap II MATERIELS ET METHODES_______________________________________14
2.1. METHODOLOGIE DE REALISATION DU TRAVAIL ___________________ 14
2.1.1. Recherches bibliographiques _________________________________________ 14
2.1.2. Travail sur terrain __________________________________________________ 14
2.2. MATERIELS ET MOYENS UTILISES _________________________________ 15
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
vi
2.2.1. Ecloserie de la LGA ________________________________________________ 15
2.2.1.1. Unite d’elevage larvaire _________________________________________ 16
2.2.1.2. Bio-essai _____________________________________________________ 19
2.2.2. Matériels humains _________________________________________________ 19
2.2.2.1. Equipe production de l’écloserie ___________________________________ 19
2.2.2.2. Equipe de l’élevage larvaire ______________________________________ 20
2.2.3. Materiels de mesure ________________________________________________ 20
2.2.3.1. Redox-metre __________________________________________________ 20
2.2.3.2. Ph-metre _____________________________________________________ 23
2.2.3.3. Refractomètre _________________________________________________ 24
2.2.3.4. Oxy-metre ____________________________________________________ 25
2.2.4. Materiels biologiques _______________________________________________ 26
2.3. METHODOLOGIE ADOPTEE ________________________________________ 27
2.3.1. Parametres d’elevage_______________________________________________ 27
2.3.1.1. Potentiel redox _________________________________________________ 27
2.3.1.2. pH __________________________________________________________ 28
2.3.1.2. Température___________________________________________________ 28
2.3.1.3. Salinité _______________________________________________________ 28
2.3.1.4. Taux d’oxygène dissous _________________________________________ 29
2.3.2. Manipulations_____________________________________________________ 29
2.3.2.1. Manipulation des paramètres d'élevage (Taux d’oxygène dissous, salinité et
pH) ________________________________________________________________ 30
2.3.2.2. Apport d’aliment ______________________________________________ 32
2.3.3. Conduite d'elevage ________________________________________________ 33
2.3.3.1. Préparation des bacs ____________________________________________ 33
2.3.3.2. Ensemencement des Nauplii ______________________________________ 33
2.3.3.3. Alimentation __________________________________________________ 33
2.3.3.4 . Suivis quotidiens ______________________________________________ 35
2.3.3.5. Interventions __________________________________________________ 36
2.3.3.6. Suivi bacteriologique ____________________________________________ 37
2.3.3.7. Probiotique ___________________________________________________ 37
2.3.3.8. Vide sanitaire __________________________________________________ 38
2.3.4. Traitement des donnees _____________________________________________ 38
2.4. FORCES ___________________________________________________________ 39
2.5. FAIBLESSES _______________________________________________________ 39
2.6. LIMITES ___________________________________________________________ 39
Chap III RESULTATS ET DISCUSSIONS____________________________________40
3.1. RESULTATS________________________________________________________ 40
3.1.1. Manipulations_____________________________________________________ 40
3.1.1. 1. Manipulation I : pH et potentiel redox ______________________________ 40
3.1.1.2. Manipulation II : Taux d'oxygène dissous et potentiel redox _____________ 41
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
vii
3.1.1.3. Manipulation III : Salinité et redox du milieu ________________________ 42
3.1.1.4. Manipulation IV : Température et potentiel redox _____________________ 42
3.1.1.5. Manipulation V : Nauplii d’Artémia et potentiel redox _________________ 43
3.1.1.6. Manipulation VI : algue et potentiel redox___________________________ 44
3.1.2. Suivi redox ______________________________________________________ 45
3.1.2.1. Cycle 47 et le cycle 48 __________________________________________ 45
3.1.2.2. Cycle 48 et le résultat du bio-essai _________________________________ 46
3.1.2.3. cycle 47 et de celui de la bio-essai _________________________________ 46
3.1.2.4. Courbe de référence ____________________________________________ 47
3.1.2.5. Synthèse des résultats de suivi du potentiel redox _____________________ 50
3.2. DISCUSSION ET RECOMMANDATION _______________________________ 52
3.2.1. pH et potentiel redox _______________________________________________ 52
3.2.2. Taux d’oxygène dissous et potentiel redox ______________________________ 53
3.2.3. Salinité et potentiel redox____________________________________________ 54
3.2.4. Tempéraure et potentiel redox ________________________________________ 55
3.2.5. Artémia et potentiel redox ___________________________________________ 56
3.2.6. Algues et potentiel redox ____________________________________________ 56
3.2.6. Courbe de référence ________________________________________________ 57
Conclusion _______________________________________________________________ 59
BIBLIOGRAPHIE _________________________________________________________ 60
WEBOGRAPHIE __________________________________________________________ 66
ANNEXES _______________________________________________________________ 67
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
viii
LISTE DES TABLEAUX
Tableau n° 01 Spécificité du modèle YSI pro 20 __________________________________ 26
Tableau n° 02 Corrélation entre : pH et potentiel redox( E en mV) ____________________ 40
Tableau n° 03 corrélation entre : taux d'oxygène dissous sur le redox __________________ 41
Tableau n° 04 Corrélation entre : Salinité et potentiel redox _________________________ 42
Tableau n° 05 Corrélation entre : Température et potentiel redox _____________________ 42
Tableau n° 06 Ecart moyen ___________________________________________________ 43
Tableau n° 07 Evoluion journalière du potentiel redox______________________________ 43
Tableau n° 08 Evolution journalière du potentiel redox _____________________________ 44
Tableau n° 09 Redox moyen et intervalle de confiance pour chaque stade de développement
larvaire ___________________________________________________________________ 48
LISTE DES TABLEAUX EN ANNEXES
Tableau n° 10Effet du taux d'oxygène sur le taux de survie, la production et l'indice de
conversion alimentaire_______________________________________________________ 72
Tableau n° 11 Spécificités des sous stades Nauplius _______________________________ 74
Tableau n° 12 Différents sous-stade Zoé et leurs spécificités _________________________ 75
Tableau n° 13 Différents sous stades Mysis et leurs spécificités ______________________ 77
Tableau n° 14 Spécificités des postlarves ________________________________________ 78
Tableau n° 15 Entre le pH et le potentiel redox ___________________________________ 82
Tableau n° 16 Entre le taux d'oxygène dissous et le redox ___________________________ 83
Tableau n° 17 Entre la salinité et le redox________________________________________ 84
Tableau n° 18 Suivi de la température et du potentiel redox du Bio-essai_______________ 85
Tableau n° 19 Suivi de la température et du potentiel redox du cycle 48 ________________ 86
Tableau n° 20 Suivi de la température et du potentiel redox du cycle 47 ________________ 88
Tableau n° 21 Synthèse de suivi du potentiel redox ________________________________ 89
Tableau n° 22 Comparaison de variance _________________________________________ 89
Tableau n° 23 Comparaison des moyennes_______________________________________ 89
Tableau n° 24 Comparaison de variance _________________________________________ 90
Tableau n° 25 Comparaison des moyennes_______________________________________ 90
Tableau n° 26 Comparaison de variance _________________________________________ 90
Tableau n° 27 Comparaison des moyennes_______________________________________ 90
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
ix
LISTE DES FIGURES
Figure n° 01 Redox-mètre GMH 3530 __________________________________________ 21
Figure n° 02 Electrode redox GE 105 ___________________________________________ 22
Figure n° 03 pH-Mètre ______________________________________________________ 23
Figure n° 04 Solution de calibrage du pH-mètre___________________________________ 24
Figure n° 05 Réfractomètre portable ____________________________________________ 25
Figure n° 06 Oxymètre ______________________________________________________ 26
Figure n° 07 Courbe d'évolution du redox au cours de l'élevage larvaire ________________ 49
Figure n° 08 Courbe d'évolution du potentiel redox pour le cycle 47, 48, le bio essai et la
courbe de référence _________________________________________________________ 51
LISTE DES FIGURES EN ANNEXES
Figure n° 09 Bioélectronigramme ______________________________________________ 68
Figure n° 10 Sous-stades Nauplius _____________________________________________ 79
Figure n° 11 Sous-stades Zoé _________________________________________________ 80
Figure n° 12 Sous-stades Mysis _______________________________________________ 80
Figure n° 13 Postlarve _______________________________________________________ 81
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
x
LISTE DES ABREVIATIONS ET ACRONYMES
% pourcent
taux d'oxygène dissous
[ox] concentration de l'oxydant
°C degré celsius
°F dégré fahrenheit
°K degré kelvin
µm/kg microgramme/kilogramme
A1 antenne 1
A2 antenne 2
AB agriculture biologique
ACB aquaculture de crevette besalampy
AM ante meridiem
AQUABIO aquaculture biologique
AQUAMEN aquaculture de menabe
BE bio-essai
Bio biologique
Bio-essai salle d'expérimentation
CD2, PL150, PL300 dénomination des différentes granulométries des microparticules
DDL degré de liberté
e électron
E potentiel redox en mv
E0 potentiel normal du couple par rapport à 'hydrogène normale
EDTA acide éthylène diamine tétraacétique
ESSA ecole supérieure des sciences agronomiques
Exp expérimentation
F constante de faraday
FAO food and agriculture organisation
FIGIS fisheries global information system
g gramme
g/l gramme par litre
GRP 100 solution test électrode redox
ion hydronium
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
xi
IFREMER institut français de recherche pour l'exploitation de la mer
j jours
K constante d'équilibre de la réaction
KCl chlorure de potassium
kg kilogramme
Kg/Ha kilogramme par hectare
L litre
LCD ecran à cristaux liquide
LGA les gambas de l'ankarana
ln/Log logarithme népérienne
log logarithme à base dix
m mètre
M1 1e sous stade mysis
M2 2e sous stade mysis
m² mètre carré
mètre cube
M3 3e sous stade mysis
MBS métabisulfite
mg/l milligramme par litre
ml millilitre
mol/L mole par litre
mV millivolt
mVH millivolt hydrogène
NC non comptable
Nii nauplius
NO/ no nombre d'oxydation
ion hydroxyle
ONG organisation non gouvernementale
ORSTOM office de la recherche scientifique et technique outre-mer
ox oxydant
PCR réaction en chaîne par polymérase
pH potentiel d'hydrogène
PL postlarve
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
xii
PM post meridien
Pn postlarve âgée de n jours
ppm partie par million
ppt partie par mille
PVC polychlorure de vinyle
R constante du gaz parfait
red réducteur
REPABF
Référentiel Officiel des Productions Animales en Agriculture
Biologique Française
rH2 potentiel redox
s seconde
S‰ salinité de l'eau
SOMAQUA société malagasy d'aquaculture
salinité pratique
salinité de référence
T/t tonne
T° température
TCBS thiosulfate citrate bile saccharose agar
USD usa dollar
V volt
WSSV white spot syndrom virus
Z1 1e sous stade zoé
Z2 2e sous stade zoé
Z3 3e sous stade zoé
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
xiii
GLOSSAIRE
Aquariophilie Loisir qui consiste à s'occuper d'animaux et des plantes aquatiques dans
un aquarium ou un étang en mettant en valeur l'aspect esthétique d'un milieu
aquatique.
Crevetticulture Aquaculture de crevettes
Dénitrification Action de dénitrifier, c'est-à-dire une réduction des ions nitrates en
ions ammonium ou en azote gazeux N2 par les bactéries dénitrifiantes ou
des organismes dénitrifiants
Hydromorphie Etat hydrique du sol
Nitrification La nitrification est une des étapes du traitement d'une eau usée qui vise la
transformation de l'ammonium en nitrate . Cette transformation est
réalisée par des bactéries, en milieu aérobie.
Oxydants Espèce chimique capable de capter un ou plusieurs électrons
Oxydation Réaction chimique durant laquelle le réducteur perd des électrons
Oxydoréduction Réaction chimique au cours duquel, il y a échange d’un ou plusieurs électrons. Où
le réducteur perd des électrons et l’oxydant accepte ces électrons
Pédologie Science ayant pour objet l'étude de la formation, de la structure et de l'évolution
de sols
Photosynthèse Processus bioénergétique qui permet aux plantes et à certaines bactéries de
synthétiser de la matière organique en exploitant la lumière du soleil.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
xiv
Phytoplancton Le phytoplancton est l'ensemble des organismes du plancton appartenant au règne
végétal. Il comprend de nombreuses espèces d'Algues et de Diatomées.
Plancton Ensemble des petits organismes vivant dans les eaux douces, saumâtres et salées,
le plus souvent en suspension et apparemment passivement : gamètes, larves,
animaux inaptes à lutter contre le courant (petits crustacés planctoniques
et méduses)
Potentiel redox ou
potentiel
d’oxydoréduction
Une grandeur thermodynamique qui mesure le pouvoir oxydant ou réducteur d’un
système redox
Redox Diminutif d'oxydoréduction
Réducteurs Espèce chimique capable de donner des électrons
Réduction Réaction chimique durant laquelle l'oxydant gagne des électrons
Zooplancton Plancton animal.Il se nourrit de matière vivante, certaines espèces étant
herbivores et d’autres carnivores. La nuit, il remonte vers la surface pour se
nourrir de phytoplancton et redescend pendant la journée vers les eaux plus
profondes.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
1
INTRODUCTION
L’aquaculture de crevette a été pratiquée depuis des siècles dans les pays Asiatiques,
mais l’aquaculture moderne s’est développée vers les années 70. Au début, la production de
la crevetticulture a été marginale par rapport à la pêche, mais au fil des années, la production
n’a cessé d’augmenter. Actuellement, elle constitue 40% des prises mises à terre totales avec
2 600 000 T produites par an.
L’aquaculture de crevettes ou crevetticulture est une pratique récente à Madagascar.
Grâce aux leçons tirées des échecs des autres pays producteurs, la crevetticulture malagasy a
pu acquérir une base solide. Actuellement, elle constitue une source d’entrée de devises
importantes pour le pays. Mais, cette filière connaît également des hauts et des bas. Il y a
quelques années, elle a été affectée par la chute des prix de crevettes sur le marché
international due à l’arrivée de la crevette blanche sur le marché. Alors qu’aujourd’hui, les
crevettes de Madagascar se vendent plus chères sur le marché international grâce à la stratégie
de la labélisation et de l’éco-certification. Alors, les producteurs malagasy sont dans
l’obligation d’augmenter leur production afin d’avoir plus de profits.
L’OSO FARMING LGA est l’une des sociétés qui oeuvrent dans la crevetticulture à
Madagascar. Il a surtout la particularité de produire sous la norme Bio et sous le label AB.
Certaines exigences de ces normes handicapent énormement la production de la société
surtout en élevage larvaire où l’interdiction d’utilisation des antibiotiques entraîne des
mortalités assez conséquentes des larves. Alors, la LGA a cherché des nouveaux outils et
techniques pour surmonter ce problème. Et, le système de suivi du redox semble être un outil
approprié. Ce dernier a été déjà utilisé dans différents domaines comme l’aquarophilie, la
pédologie et la médecine, et son utilisation a fourni des meilleurs résultats.
C’est dans ce cadre que la présente étude a été menée. Elle s’intitule : « Suivi de
l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire ». Le but est d’améliorer le taux
de survie des larves. Mais, dans le cadre de cette étude, l’objectif principal est d’utiliser le
redox comme un tableau de bord pour l’élevage. Elle est composée de trois grandes parties :
La première est consancrée au contexte actuel et aux problématiques. La seconde partie se
focalise sur la descriptions des matériels et méthodes qui ont servi à la réalisation de l’étude.
Enfin, la troisème partie est pour la présentation et la discussion des résultats obtenus, mais
aussi, à la proposition d’améliorations afin de maîtriser le système redox et d’améliorer par la
suite la production.
CONTEXTE ACTUEL
ET
PROBLEMATIQUES
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
2
1.1. HISTORIQUE DE L'ELEVAGE DE CREVETTES DANS LE MONDE
L'élevage de crevettes a été pratiqué pendant plus d'un siècle pour servir de nourriture
et de source de revenus pour les gens qui habitent les zones côtières dans certains pays
asiatiques, comme l'Indonésie, les Philippines, le Taïwan, la Thaïlande et le Viet Nam. (FAO,
2006). Par contre, c'est à partir 1933, grâce au travail d'un zoologiste japonais, FUJINAGA,
que débute l'histoire moderne de l'élevage de crevettes. Après trente années de recherche, la
première tonne de crevettes d'élevage a été produite au Japon, Penaeus japonicus.
(BARNABE et al, 1989). Cette réussite a donné un coup de pouce sur les recherches. En
Thaïlande, des fermes extensives et semi-extensives ont démarré commercialement entre 1972
et 1974. Entre 1980 et 1987, la filière connaît un boom des fermes intensives à petite échelle
au Taïwan. (FAO, 2006)
1.1.1. Conséquences néfastes de l'intensification de la crevetticulture
Depuis 1980, l’aquaculture connaît une croissance plus élevée que tout autre secteur
de production alimentaire animale. En effet, marginale par rapport à la pêche jusque dans les
années 1970 en termes de volume de production, l’aquaculture a connu un développement
explosif à partir du milieu des années 1980. Elle représente aujourd’hui la production agricole
qui a connu le plus fort taux de croissance ces quinze dernières années sur le plan mondial
(14% par an entre 1990 et 2000 contre 2,8 % pour les productions animales terrestres sur la
même période). (CLEMENT ET LAZARD, 2005)
Ce boom sur le développement de l'aquaculture intensive surtout la crevetticulture a eu
des répercussions négatives sur les communautés riverains et l'environnement. Selon
CLEMENT et LAZARD en 2005, le développement mal régulé de l’aquaculture de crevettes
de l’Amérique centrale à l’Extrême Orient a provoqué la disparition des mangroves et des
problèmes sociaux. ALLSOPP et al (2008) de l'Organisme Greenpeace soutiennent qu'au
Bangladesh, pour chaque crevette tigrée juvénile capturée, il y a 12 à 551 larves de crevettes
d’autres espèces et de 5 à 152 larves de poissons prises et tuées. Au Sri Lanka, 74 % des
populations côtières dans les régions où se pratique la crevetticulture n’ont plus d’accès
immédiat à l’eau potable.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
3
Toujours dans le cadre de l'intensification de la filière, l'utilisation des poissons
industriels; comme l’anchois, la sardine, le maquereau, le hareng et le merlan ; pour
l'alimentation des crevettes a provoqué l'extinction de ces espèces dans certaines régio ns du
monde. En 2001, les pêcheries au large des côtes péruviennes et chiliennes ont été
«totalement exploitées». Les pêcheries de l’Atlantique du Nord-Est, qui constituent une autre
source d’approvisionnement importante de l'industrie du poisson, ont été considérées comme
complètement exploitées en 1983 et surexploitées en 1994. (CAUVIN, 2004)
1.1.2. Démarche vers une aquaculture durable
Tous les problèmes identifiés tant environnementaux que sociaux ont incité les acteurs
de la filière aussi bien les organismes internationaux que les producteurs et les Etats, à
réfléchir sur la question. Alors, suite à une série de procès engagée entre les ONG
internationales et le shrimp tribunal, appelée « sang rouge de la révolution bleue », en 1996, la
FAO s’empare de la question et prend l’initiative d’édicter un Code de conduite pour une
aquaculture responsable dès 1998. (CLEMENT ET LAZARD, 2005)
Cette initiative a donné un coup de pouce sur la volonté des Etats et des entreprises ou
des organisations professionnelles à faire autant pour un développement durable. C'est ainsi
que plusieurs actions ont été menées dans plusieurs pays :
en Europe : les codes de conduite de la fédération européenne des producteurs
aquacoles, les guides de pratique de la Global Aquaculture Alliance ;
les lois spécifiques au Japon ou en Australie et ;
la charte des entreprises.
Actuellement, un bon nombre d'organismes certificateurs et de labels cherchent à
rassurer les acheteurs, commerçants et consommateurs au sujet de ces inquiétudes. Chaque
organisme possède son propre cahier des charges, alors pour pouvoir certifier, il doit se
conformer aux directives de la FAO afin d'assurer la durabilité de l’industrie aquacole
mondiale.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
4
1.2. CONTEXTE ACTUEL
1.2.1. Aquaculture de crevettes dans le monde
L’aquaculture reste un secteur en expansion au niveau mondial. Sa contribution à la
production totale des prises mises à terre a continué d’augmenter. Elle passe de 34,5 % en
2006 à 36,9 % 2008 avec 52 500 000 T. (FAO, 2010)
La production de crevettes a aussi connu le même essor. En 1976, la production totale
de crevettes a été de 1 500 000 T. Elle passe de 5 600 000 T en 2003 à 6 000 000 T en 2004.
La production de l’aquaculture représente presque les 40 % de toute la production de crevettes
avec 2 600 000 T soit une valeur de $ 12 milliards. La pêche à la crevette sauvage s’est
désormais stabilisée autour de 3 à 3 500 000 T par an. (MINARD, 2006)
Pour l'espèce, objet de l’étude, le Penaeus monodon, les principaux producteurs sont la
Thaïlande, le Viet Nam, l'Indonésie, l'Inde, les Philippines, la Malaisie et le Myanmar. La
production totale a augmenté progressivement de 21 000 T en 1981 à 200 000 T en 1988.
Ensuite, elle s'est élevée brusquement à environ 500 000 T soit une valeur de $ 3,2 milliards
en 1993. Depuis, la production est assez variable, elle oscille entre 480 000 T et 676 000 T.
A partir de 2001, la production tourne autour de 600 000 à 700 000 T et en 2009 la quantité
produite s'éleve à 763 315 T et pour 2010, l'estimation est de 781 582 T soit une valeur
$ 3,96 milliards.(FAO, 2010)
Mais depuis une dizaine d'années, le P. monodon est surclassé par le P. vannamei en
termes de quantité produite. En effet, en 2000, la quantité P. vannamei produite a été
seulement 145 386 T et pour le P. monodon 630 984 T. Quatre ans plus tard, soit en 2004,
pour le P. vannamei, la quantité produite a décuplé 1 304 433 T et le P. monodon 707 422 T.
Trois ans après en 2008, la quantité du P. vannamei produite a encore augmenté de
1 000 000T soit 2 259 183 T alors que celui du P. monodon s'est stagné à 721 867 T. Mais, le
seul avantage ou encore la faiblesse du P. monodon face à la crevette blanche est le coût du
prix sur le marché international, la crevette géante tigrée se vend plus chère au kilo que la
crevette blanche : 1 Kg du P. monodon est évalué à $ 4,64 tandis que le P. vannamei est à
$ 3,97. (FAO, 2008)
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
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1.2.2. Crevetticulture à Madagascar
L'aquaculture de crevettes est une activité récente à Madagascar. Les travaux de mise
en place de la première ferme industrielle n'ont commencé qu'en 1992. Cette activité a été
entreprise suite aux résultats des essais de faisabilité très prometteurs réalisés à la ferme pilote
de Nosy-Be dans le cadre de projet « Ferme Pilote d'Aquaculture de Crevettes ». Dix (10) ans
plus tard en 2002, sept (7) fermes industrielles, une ferme artisanale et une vingtaine de
demande d’installation ont été enregistrées. (RAZAFITSEHENO, 2003)
Avec une production de 7 000 tonnes en 2005, Madagascar se place largement en tête
des pays producteurs Ouest africains, suivi de la Mozambique avec une production de 3 500T.
Il existe aussi une exploitation aux Seychelles qui a produit 1 100T en 2005. Elle est la seule
de toute l’Afrique à utiliser un système strictement intensif, alors que les autres exploitations
privilégient des systèmes semi- intensifs. (MINARD, 2006)
1.2.2.1. Contexte actuel
La production de crevettes d'aquaculture a débuté dans le début des années 90. La
quantité produite n'a cessé d'augmenter depuis pour atteindre 5 398,5 T en 2001 pour une
valeur de $ 26 millions. (RAZAFITSEHENO, 2003). La quantité produite continue toujours à
augmenter pour atteindre 8 000 T en 2008, avec une baisse assez importante en 2004. Mais, il
faut souligner que depuis 2002, la valeur des crevettes n'a cessé de diminuer. En 2001, 5 300T
ont été estimés à $ 26 millions tandis qu’en 2008, 8 000 T sont seulement estimés à
$ 13 millions (FAO, 2008). Depuis la baisse des prix des crevettes sur le marché international
due à l'arrivée de la crevette blanche sur le marché, la crevetticulture à Madagascar n'est pas
aussi rentable qu'avant. Par la suite, beaucoup de fermes crevetticoles ont fermé leur porte à
savoir SOMAQUA, AQUABIO, ACB.
Le problème du White Spot (WSSV) vient s'ajouter à cela. Il touche la Mozambique
en Août 2011 et à moins d'un an, soit en début mai 2012, la maladie a touché Madagascar. La
ferme de l'AQUAMEN E.F a été déclarée officiellement atteinte par la maladie. C’est la
raison pour laquelle l'ASH (Autorité Sanitaire Halieutique) malagasy cherche des
financements pour poursuivre les enquêtes épidémiologiques pour démontrer que les autres
fermes sont indemnes. (RAZAFINDRAMIADANA, 2012).
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
6
Face aux exigences des normes à travers les difficultés d'accès au marché et la baisse
de prix, une nouvelle stratégie de commercialisation semble être de rigueur. Les stratégies de
commercialisation alternatives se concentrent sur les labels de commerce équitable. Les
produits biologiques semblent donner de meilleurs résultats. Madagascar a ainsi opté pour
deux produits de qualité : la crevette biologique et la crevette « label rouge ». Désormais, la
«crevette de Madagascar» se vend beaucoup plus cher et elle est très appréciée sur le marché
mondial. (MINARD, 2006)
1.2.2.2. OSO-FarmingLGA
La LGA (Les Gambas de l’Ankarana) est l'une des sociétés malagasy qui ont pu
survivre face à la baisse de prix de la crevette tigrée sur le marché mondial. Pour ce faire, elle
s'est lancée dans la qualité. En effet, elle a été autorisée à produire BIO en 2005 et la première
production certifiée BIO est apparue en avril 2006. La société n'en reste pas là, en mai 2007,
elle a été autorisée à produire sous le LABEL « AGRICULTURE BIOLOGIQUE ou AB». Ce
qui lui vaut le titre du seul et unique crevetticulture certifiée AB dans le monde. (LGA, 2010)
La réussite de ce type de production nécessite un niveau très élevé de savoir- faire
zoologique et technique, des compétences avancées en protection de l’environnement et en
gestion socioéconomique. Pour le cas de LGA, elle suit le cahier des charges BIO français qui
dicte certaines exigences comme : la faible densité d'animaux, l'interdiction de produits
chimiques, d'hormones de croissances et certains type d'antibiotique tout au long du processus
d'élevage. (REPABF, 2007)
Comme les larves de crevettes sont dépourvues de défense immunitaire, elles sont
vulnérables face aux bactéries mais dans l'élevage conventionnel les antibiotiques sont là pour
les soutenir. Par contre, dans la production BIO l'utilisation de ce dernier est interdite et cela
pénalise fortement le taux de survie des larves. Avant de produire BIO, la LGA a eu un taux
de survie de 90% à la sortie d'élevage larvaire, tandis que maintenant son taux de survie varie
entre 30 et 40%. (LGA, 2011)
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
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1.3. REDOX
1.3.1. Généralités
Les réactions d’oxydoréduction se rencontrent partout dans la vie courante :
à l’air libre, le cuivre se couvre de vert-gris (KREMER et al, 2007) ;
dans le sol engorgé d’eau, le fer (III) est réduit en fer (II) procurant au sol une couleur
gris-bleutée (VIZIER, 1971) et ;
dans l’eau et les liquides physiologiques des êtres vivants, l’eau est à la fois
l’environnement où se passe la réaction, mais aussi, elle est l’élément le plus essentiel
de tous les éléments participants (SCHWEDES, 2008).
Elles sont souvent utilisées dans des différents procédés chimiques industriels comme
dans la fabrication des piles électrochimiques, de l’alcootest à usage unique, dans les stations
d’épuration d’eau pour éliminer les éléments toxiques comme le cyanure, le chromate et le
nitrite. (KREMER et al, 2007)
Dans le cas de la LGA, les réactions redox sont utilisées dans le traitement d es eaux usées
de l’usine. Le but est de diminuer le taux du MBS (méta-bisulfite) rejeté dans la nature afin de
se conformer aux normes bio. Pour ce faire, les eau usées sont traitées par l’hypochlorite pour
neutraliser les résidus de MBS afin de pouvoir rejeter les eaux. (TSILAVINDRANTO, 2010)
1.3.2. Définitions des mots clés
Le terme « oxydoréduction » découle des deux notions suivantes : réduction et
oxydation. Auparavant, toute réaction d’une substance avec l’oxygène a été appelée oxydation
(du latin oxygenium). Le retour à l’état initial est la réduction (KREMER et al, 2007). Grâce à
des recherches approfondies et des possibilités techniques actuelles, des nouvelles définitions
ont été trouvées. Et cela nous ramène à définir les termes importants :
Oxydant : « une espèce susceptible de capter des électrons (accepteur d'électrons).
(CANCIANI, 2008)
Réducteur : « une espèce capable de libérer des électrons (donneur d'électrons).
(CANCIANI, 2008)
Couple redox ou couple oxydant/réducteur : « ensemble formé par un oxydant et un
réducteur qui se correspondent dans la même demi-équation rédox. »
Oxydation : « réaction au cours de laquelle une espèce perd un ou plusieurs électrons »
(ANONYMES, date inconnue)
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
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Réduction : « réaction au cours de laquelle une espèce gagne un ou plusieurs
électrons » (ANONYMES, date inconnue)
Comme dans les systèmes aqueux, les électrons n’apparaissent jamais librement, le
processus d’oxydation et le processus de réduction ne peuvent avoir lieu l'une sans l'autre ;
l’oxydation libère toujours exactement le nombre d’électrons consommés par la réduction.
Alors l’''oxydoréduction'' se définit comme les processus simultanés et conjugués de réduction
et d’oxydation. (KREMER et al, 2007)
1.3.3. Principe
1.3.3.1. Equilibre d’une équation redox
Pour pouvoir écrire et équilibrer correctement une équation redox, il est primordial de
suivre ces quelques règles :
repérer les couples redox qui entrent en jeu dans la réaction, ensuite calculer leur NO
(nombre d’oxydation) ;
écrire les équations des demi-réactions des éléments mis en jeu ; (GEDEON et
KOZAK, 2007)
assurer la conservation des éléments autres que H et O ;
calculer la variation du nombre d'oxydation afin de déduire le nombre d'électrons « n »
à ajouter du côté de l'oxydant ;
assurer la conservation des charges en ajoutant en milieu acide et en milieu
basique et ;
assurer la conservation des éléments H et O par . (CONSTANS, 2011)
(Cf : annexe n°01)
1.3.3.2. Naissance de la tension électrique
Si un métal est plongé dans de l’eau ou une solution saline aqueuse, les atomes de
métal peuvent passer dans la solution sous forme de cations ou bien des cations se déposent
sur le métal. Dans le premier cas, les électrons libérés créent un excès d’électrons, dans le
deuxième cas un manque d’électrons. Le métal est donc chargé négativement ou
positivement. Il règne alors une tension électrique (une différence de potentiel) à la surface de
séparation entre le métal et le liquide (KREMER et al, 2007). Cette combinaison métal
solution constitue une demi-pile.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
9
1.3.3.3. Notion de demi-pile
Une demi-pile est constituée par une solution d’oxydoréduction (un métal réducteur et
un oxydant ionique en solution), une solution d’électrolyte, et un métal conducteur
inoxydable.
1.3.3.4. Mesure du potentiel redox
Cette différence de potentiel aux bornes de cette demi-pile n'est pas mesurable
directement. Mais, il faut un système de référence constitué par une autre demi-pile, le
système hydrogène/acide chlorhydrique sous la forme d’une électrode étalon à l’hydrogène,
pour pouvoir la mesurer.
Exemples : le cas d’une solution de sulfate de Zinc
Zn
Zn + +
Pour calculer cette différence de potentiel qui règne à la surface de la solution de zinc
par rapport à l’électrode de référence à hydrogène. La formule de NERNST est appliquée.
Formule de NERNST d’après BENEZECH en 1958 :
E = - , or [
D’où, l’expression de la différence de potentiel entre le métal et la solution :
E = - - ; Posons E0 = -
Cela va donner : E= E0 - , ce qui revient à E = E0 +
Avec E= potentiel redox de la solution exprimée en Volt (V)
E0 = potentiel normal du couple redox par rapport à l’hydrogène de référence, en Volt (V)
R= constante du gaz parfait
T= température en degré Kelvin (°K= 273 + X°C)
n= nombre d’électrons échangés
F= nombre de Faraday
K= constante d’équilibre de la réaction
Pour la solution de Sulfate de Zinc, la formule de NERNST va s’écrire comme suit :
E = E1 – E2, avec E1 = E0 ( ) + et E2= E0 ( +
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
10
Avec E0 ( = 0, et n (nombre d’électrons échangés)= 2, et F (charge portée par
un électron)= 96500 coulomb et à 25°C, R (constante du gaz parfait) = 8,32. En passant par la
propriété du logarithme Népérien et du logarithme à base 10 (ln[X]= 2,3 x log [X]). Alors,
l’équation s’écrit finalement comme suit (GAUCHARD, 2010):
E= E0 ( ) +
Pour la mesure du potentiel redox des bacs d’élevage larvaire, un système de référence
constitué d’Ag/AgCl a été utilisé. Alors, pour ajuster la valeur par rapport à l’hydrogène de
référence, une valeur de + 0,2 V (200 mV) a du être ajouté à la valeur affichée par l’appareil.
(HASS, 2010)
1.3.4. Utilisation de suivi du potentiel redox
En voyant l’importance des réactions redox partout où elles se trouvent, beaucoup de
chercheurs se sont lancés dans cette voie. C’est ainsi que le suivi du potentiel redox devient
un outil indispensable pour l’homme dans plusieurs domaines.
Dans le domaine de la pédologie, la mesure du potentiel redox du sol constitue un outil
pour repérer les zones de réduction où il y a un risque d’intoxication des plantes par des
nitrites ou par une forte concentre de fer (II) (VAN PRAAG et WEISSEN, 1982). En plus
c’est un indicateur de l’hydromorphie et de l’état d’oxygénation du sol (VIZIER, 1971).
Dans le domaine de la médecine humaine, le suivi du potentiel redox des différents
liquides physiologiques (sang, salive, urine) est devenu un outil pour déterminer l’état de
santé de l’individu. Grâce aux recherches sur la Bioélectronique de Louis Claude Vincent,
ses collaborateurs et d’autres chercheurs qui ont continué sur cette voie, la notion de terrain a
pu être définie. Cela prévaut le développement de certaines maladies ou les points d'équilibre
sanitaire (DANZE, 2011). En effet, selon les résultats de ces recherches, il existe cinq zones :
la zone 0 de parfaite santé, la zone 1 milieu acide-réducteur favorable aux algues vertes et
vitamines, la zone 2 milieu acide-oxydé favorable aux mycoses et champignons, la zone 3
milieu alcalin-oxydé favorable aux virus, la zone 4 milieu alcalin-réducteur favorable aux
algues brunes et aux microbes pathogènes. (ANONYMES, date inconnue) [voir annexe n°02]
Depuis quelques années, la mesure du potentiel redox constitue un outil de
surveillance de la qualité de l’eau d’une piscine ou d’un aquarium. Pour la surveillance de la
qualité de l’eau de la piscine en particulier, la mesure du potentiel redox associée au pH est
une indication de la capacité désinfectante de l’eau, donc de son état sanitaire. Plus le
potentiel est élevé, plus l’eau a de pouvoir désinfectant (BARET, 2009).
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
11
En aquariophilie, la mesure du potentiel redox est un outil d’une importance capitale
car elle renseigne sur le fonctionnement du système et sert d’indicateur de qualité de l’eau de
l’aquarium. Un potentiel redox élevé est la preuve d’un bon fonctionnement du système
aquarium, tandis qu’un redox faible est synonyme de détérioration de la qualité de l’eau due à
la dégradation des matières organiques. Cette dégradation fournit des produits toxiques
comme l’ammoniac ou le nitrite qui vont entraîner la mort des poissons. (AQUARIUM wiki,
2011)
En aquaculture, la mesure du potentiel redox est souvent associée à la mesure de la
quantité de l’acide sulfurique afin de déterminer l’état de la vase des bassins. Le même
procédé est pratiqué pour déterminer l’impact environnemental de l’aquaculture sur les côtes
des régions environnantes. Pour cela, le potentiel redox des sédiments est mesuré afin de
savoir le niveau de toxicité pour les faunes qui y habitent : 0 à 300 mV non toxique ,
-100 à 0 mV niveau de toxicité acceptable, < -100mV très toxique. (NOVA SCOTIA, 2006)
1.3.5. Bioélectronique de Vincent (rH2)
Le potentiel d’oxydoréduction d’une solution se mesure en millivolt. Mais pour une
formulation plus élaborée et plus parlante, le Professeur VINCENT L.C a préféré utiliser le
rH2. En effet, le rH2 est une expression plus scientifique du potentiel redox d’une solution,
qui implique le potentiel redox E et le pH de la solution. Il se calcule comme suit :
rH2 = (E x 33,3) + 2pH ; Avec E exprimé en Volt (DANZE, 2011)
C’est ainsi que le professeur a élaboré une échelle, allant de 0 à 42. Pour une valeur de
rH2 comprise entre 0 et 28 le système est réductrice et entre 28 et 42 le système est oxydant et
un rH2 égal à 28 correspond à la neutralité d’oxydoréduction.
1.3.6. Redox un outil parfaitement adapté au mode de production de la LGA
En aquaculture, l’eau a une importance capitale car elle constitue le milieu de vie mais
aussi une sorte de liquide physiologique pour les animaux. Alors pour le bien être de ces
derniers, cette eau doit avoir de très bonnes qualités tant physico-chimiques que
microbiologiques. Pour les larves de crevettes qui sont dépourvues de défense immunitaire,
une eau de très bonne qualité microbiologique est de rigueur pour les pré server contre les
maladies. Alors, pour l’élevage larvaire, le contrôle et l’élimination des germes pathogènes
s’avèrent nécessaires. Dans la crevetticulture conventionnelle, l’utilisation des antibiotiques
constitue l’outil principal pour contrôler le développment de la flore microbienne.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
12
Pour la production biologique comme le cas de la LGA, l’utilisation d’antibiotiques
est interdite. Alors pour contrôler l’évolution de la population microbienne de ses bacs, elle se
doit d’utiliser une autre méthode. Le suivi du redox semble être le plus approprié car il permet
de prévoir l’évolution de la population microbienne du bac. Une fois que le redox du milieu se
rapproche des conditions favorables au développement des microbes pathogènes, des mesures
doivent être prises au plus vite pour le rectifier. (Voir annexe n°02). Cet outil va permettre de
pratiquer l’élevage larvaire des crevettes sans avoir recours à l’antibiotique. Alors, le suivi du
redox est un outil qui va convenir parfaitement aux objectifs de la LGA. Non seulement, il va
augmenter le taux de survie à la sortie de l’élevage larvaire mais il va lui permettre de
produire des larves BIO.
1.4. PROBLEMATIQUES
En produisant « Bio », la LGA est obligée à la contrainte de se soumettre à certaines
exigences. Parmi ces dernières, il y a l’interdiction d’utilisation d’antibiotiques et d’hormones
de croissance durant les différentes étapes de production. Comme les larves sont dépourvues
de moyen de défense, alors elles sont à la merci des microbes pathogènes sans les
antibiotiques qui leur viennent en aide. C’est ainsi que le taux de survie des larves est passé de
90% à un taux compris entre 30 et 50% selon la saison. (LGA, 2011)
A cela s’ajoute, l’arrivée de la White Spot sur nos côtes, et l’aquaculture malagasy est
de nouveau confrontée à un énorme problème, mais les producteurs malagasy sont dans
l’obligation de produire plus depuis que les crevettes se vendent plus chers sur le marché
international. En effet, les crevettes de Madagascar gagnent en qualité et elles sont
énormément appréciées par les consommateurs européens. Preuve que le Gambas Bio de la
LGA est élu saveur de l’année dans la catégorie de produits de la mer depuis l’année 2008
jusqu’à 2012. (SAVEUR DE l’ANNEE, 2012)
Bénéficiant de cette distinction, les Gambas Bio de la LGA se vendent plus chèrs par
rapport aux autres produits. Alors, il est dans l’intérêt de la société de produire plus pour avoir
le maximum de profits, et cela doit débuter au niveau de l’élevage larvaire. Vu la taille de
l’enjeu économique et zootechnique, la question suivante se pose: « Est-ce que la maîtrise de
l'outil redox va permettre de bien suivre l'évolution de l'écosystème dans le bac
d'élevage larvaire, en vue de l’amélioration du taux de survie des larves avant leur
transfert en nursery? »
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
13
Pour répondre à cette question, la définition des quelques objectifs de l’étude menée
va essayer de répondre à cette question. L’objectif global est d'utiliser le redox comme tableau
de bord de l'élevage larvaire. Afin d'arriver au but final, l'objectif global est subdivisé en trois
objectifs spécifiques :
définir tous les facteurs susceptibles de provoquer la variation du redox ;
déterminer un intervalle de confiance de la valeur du redox pour chaque stade de
développement larvaire et ;
tracer une courbe d'évolution typique du redox au cours de l'élevage larvaire.
Pour atteindre les objectifs fixés, il s’avère primordial de vérifier les hypothèses
suivantes :
les moyens existants permettent de manipuler tous les facteurs susceptibles de
provoquer la variation du redox et ;
les données recueillies sont suffisantes pour faire les traitements statistiques
(intervalles de confiance, traçage d'une courbe,...).
.
MATERIELS
ET
METHODES
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
14
2.1. METHODOLOGIE DE REALISATION DU TRAVAIL
Pour pouvoir mener à bien cette étude, un protocole de recherche a été mis en œuvre
au préalable. Il va définir les lignes directrices : détermination des différents objectifs et
description de la méthode d’investigation adoptée.
2.1.1. Recherches bibliographiques
Tout d’abord, des recherches bibliographiques ont été faites au sein des différents
centres de documentation (Bibliothèque de l’ESSA, bibliothèque universitaire, CITE
Ambatonakanga, Ministère de la Pêche et des Ressources Halieutiques,…) et des recherches
sur internet. Ces recherches sont surtout axées sur l’aquaculture de crevettes et du Penaeus
monodon en particulier. Ensuite, des recherches plus approfondies ont été effectuées sur la
qualité de l’eau notamment l’effet des différents paramètres physico-chimiques sur la vie
aquatique. Elles se terminent par la consultation des archives de LGA enfin de pouvoir définir
la situation actuelle de la société et c’est à partir des résultats de ces recherches que les
problématiques ont été identifiées.
2.1.2. Travail sur terrain
Le travail sur terrain a été divisé en deux phases : la phase d'acclimatation avec les
appareils de mesure et le système redox pour une durée d’un mois et demi. Elle a débuté par
un suivi du redox de tous les bacs d'élevage (larvaire I, larvaire II). La phase suivante
comprend deux parties : le suivi du redox de tous les bacs d'élevage (larvaire I, larvaire II,
Bio-essai) et la partie manipulation en vue de déterminer l'effet de variations de certains
paramètres sur le redox du milieu.
La présentation de l'étude va débuter par les différentes manipulations effectuées au
cours du stage. Elle a pour but de déterminer l'effet de certains facteurs sur le redox. Ensuite,
le suivi du potentiel redox de tous les bacs d'élevage larvaire et elle se termine par la
description du traitement des données.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
15
2.2. Materiels et moyens utilises
Cette partie va être consacrée à la description des matériels utilisés durant la
réalisation de l’étude. Pour ce faire, une brève présentation de l'écloserie de la LGA suivie des
moyens humains, la description des matériels des mesures et des larves de crevettes. Puis on
enchaîne avec la collecte des données et la description des méthodes pour le traitement des
données.
2.2.1. Ecloserie de la LGA
L'écloserie de la LGA se trouve au Nord-Ouest de Madagascar dans le village
d'Ambovonaomby, Commune Mosorolava, District d’Antsiranana II, Région DIANA. Elle se
localise à 15 Km au Nord de la ferme. D'après la localisation identifiée, les coordonnées
géographiques sont les suivantes : 12°43'57.63"S, 48°54'11.24"E. L’emplacement de
l’écloserie doit être assez loin de la ferme pour diverses raisons. Pour le bon fonctionnement
de cette dernière, elle a besoin d’une eau de salinité similaire à celle de l’eau en haute mer. En
plus, elle a besoin d’une eau de très bonne qualité physico-chimique et microbiologique pour
la réussite de l’élevage des larves. Alors, si elle est trop proche de la ferme, l’eau risque d’être
polluée par les eaux souillées de la ferme. Mais, ce ne sont pas les seuls critères nécessaires
pour l’emplacement d’un site d’écloserie. Pour valider le choix, les critères climatiques
doivent être pris en compte comme une pluviométrie régulière avec une assez courte saison
sèche et une faible amplitude de variation thermique durant toute l’année (AVALLE et al,
2003). Elle a une capacité de production de 100 000 000 de larves.
L'écloserie de la LGA est composée de quatre grandes unités de production, à savoir :
l'unité maturation formée par l’unité de maturation proprement dite et l'unité
pondoir/éclosoir ;
l'unité d'élevage larvaire et la salle BIO-ESSAI, munie d’une unité de production
d'Artémia ;
l’unité nurserie composée également d’une unité de production d'Artémia et ;
l’unité production d'algues.
L'écloserie possède aussi un laboratoire microbiologique sur place et d'un laboratoire
PCR (Réaction en chaîne par polymérase) à la ferme.
Comme l’étude concernée est axée sur l’unité d'élevage larvaire de la LGA. Une description
détaillée s’avère indispensable et nécessaire. Il s’agit entre autres de : l’élevage larvaire et du
bio-essai.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
16
2.2.1.1. Unite d’elevage larvaire
L'écloserie possède trois salles d'élevage larvaire : LARVAIRE I, LARVAIRE II,
LARVAIRE III et une salle de BIO-ESSAI. Une salle d'élevage larvaire doit avoir
obligatoirement accès à l'eau douce et à l'eau de mer d’un côté et de l’autre un réseau
d’aération. A chaque sortie ou entrée d'une salle d'élevage, il y a toujours un pédiluve et une
pichette contenant d'alcool à 70° pour désinfecter les pieds et les mains dans le respect de la
biosécurité.
2.2.1.1.1. Larvaire I
La salle d'élevage larvaire est un bâtiment à part entière. La construction est en dur
avec des mûrs vingt deux centimètres (22) en parpaing, de la toiture en tôle galvanisé et du sol
en béton. Elle a une dimension de 32 m de long et 16 m de large soit une surface de 512 m²
avec une orientation Sud/Nord. Une porte se trouve sur la face Sud et une autre sur la face
Nord, sur les côtés, les ouvertures sont matérialisées par quelques fenêtres. L’infrastructure se
subdivise en trois parties. Il est composé d’un local technique, d’un compartiment d'élevage
larvaire proprement dit, et de deux salles de production d'Artémia.
2.2.1.1.1.1. Local technique
Il comprend un petit compartiment de 16 m X 2,5 m qui s'étend le long de la largeur
de la partie Nord du bâtiment. Il sert de tour de contrôle pour l'élevage larvaire. C'est là
dedans que les matériels sont rangés, dans une cloison parfaitement isolée. L'autre cloison qui
se communique directement avec la salle d'élevage est équipée de quelques matériels très
importants pour la bonne marche des opérations. Il s’agit entre autres de :
un microscope optique de marque NIKON servant à l'observation des larves ;
un tableau de bord marqué par les paramètres, les stades, les comptages de tous les
bacs d'élevage larvaire ;
une balance de précision, de 5 000 g marque PIONNEER avec une résolution de 0,1 g
et une précision de ± 0,1 g, utilisée pour le pesage des aliments ;
un petit réfrigérateur de 150 l pour servir de stockage temporaire des aliments en
attendant l'heure de distribution et ;
un évier pour le nettoyage des petits matériels.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
17
2.2.1.1.1.2. Salle d’elevage larvaire
La salle d’élevage larvaire I est équipée de douze bacs larvaires de 10 de couleur
verte avec un fond blanc. Ils ont une forme ovale dont la moitié est enfouie dans le sol en
béton. Ces bacs sont en résine et ils ont été fournis par la société POLYMA. I ls sont disposés
en deux rangées de six bacs : sur le côté Est, on trouve les bacs portant des numéros impairs
(11-09-07-05-03-01) qui se trouvent en parallèles avec les bacs portant les numéros pairs (12-
10-08-06-04-02).
Chaque bac est équipé des matériels suivants :
un tuyau de remplissage d'eau de mer relié à un réseau puisant sa source dans le
réservoir d'élevage larvaire ;
un tuyau d'eau douce pour le lavage du bac, assemblé à un réseau d'eau douce puisant
également sa source dans le réservoir d'élevage larvaire ;
un conduit d'aération en tuyau PVC sur le fond du bac relié à un réseau d'air alimenté
par un suppresseur propre à la larvaire I ;
deux lampes constituées chacune par deux tubes néons de 40 watts pour l'éclairage
permanent du bac ;
deux résistances chauffantes pour le chauffage ;
une sonde à température reliée à un coffret électrique pour rallumer ou éteindre
automatiquement les chauffages enfin de réguler la température de l'eau dans un
intervalle programmé dans l'appareil ;
un seau en plastique de 10 L contenant de l'eau chlorée muni d’un bécher de 1L
servant pour l'observation à l'œil nu et au comptage, et un gobelet en plastique de 1L
pour prendre les échantillons et ;
le bac est muni d'un trou central, servant au vidange du bac, bouché par un tuyau PVC
durant l'élevage pour éviter la fuite de l'eau.
En plus des lampes au-dessus de chaque bac, la salle est éclairée en permanence par
des lampes à néon.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
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2.2.1.1.1.3. Salle de production d 'artemia
Les salles de production d'Artémia ne se communiquent pas directement avec la salle
d'élevage larvaire. Il en existe deux d'une dimension de 16 m X 2,5 m chacune, qui longe la
largeur de la face Sud du bâtiment comme une sorte de poche de part et d'autre de l'entrée de
la salle d'élevage larvaire. Chaque salle est équipée de quatre bacs coniques peints en noir
sauf un petit rectangle transparent de 50 cm X 30 cm au fond.
Le bac est en résine d'une capacité de 1,3 . Il possède un trou de vidanges centrales
et un trépied. C'est une annexe de la salle d’élevage larvaire I avec une même alimentat ion
d'eau douce, d'eau de mer et d’aération. Jusqu'à maintenant la production d'une seule salle est
suffisante pour assurer le besoin en Artémia de l'élevage larvaire.
2.2.1.1.2. Larvaire II
La salle d'élevage larvaire 2 est une pièce du bâtiment de maturation. Elle se trouve à
la partie Est de ce dernier. Elle a une dimension 18 m X 13 m soit une surface de 234 m². Elle
s’ouvre sur un seul côté à l'Est. Comme chez l’élevage larvaire I, à l'entrée, il y a un pédiluve
et une pichette à alcool.
La salle est équipée de dix bacs de 17 avec la surface extérieure peinte en vert et la
face interne en blanc. Ils ont une forme ''U'' et sont déposés immédiatement sur le sol en
béton. Ces bacs sont également disposés sur deux rangées face à face, soit cinq bacs par
rangée avec les bacs de numéro pair sur le côté Ouest (14-16-18-20-22) et les bacs de numéro
impairs en face (13-15-17-19-21). En raison de la hauteur des bacs, des estrades sont montées
entre deux bacs successifs pour faciliter les interventions.
Il faut noter que les bacs sont fabriqués dans l'atelier de la LGA par des artisans sous
contrat avec la société. Les bacs sont également en résine renforcés par des armatures en bois.
Les bacs sont équipés de la même façon que celui de l’élevage larvaire I, avec quelques
petites différences : trois lampes par bac au lieu de deux, le trou de vidange se trouve à l'avant
du bac.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
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2.2.1.1.3. Larvaire III
La salle est également une pièce du bâtiment de maturation qui se trouve à la façade
Nord de ce dernier. Elle s'ouvre d'un seul côté au Nord par l'intermédiaire d'une seule et
unique porte. Elle est plus petite que la salle 2 avec une dimension de 13 m X 10 m soit
130 m².
La salle III est occupée par six bacs de 17 , avec une surface extérieure peinte en
bleu et la face interne en blanc. Ils ont aussi une forme ''U'' et sont déposés immédiatement sur
le sol en béton. La disposition est en deux rangées l'une en face de l'autre, soit trois bacs par
rangée. Ces bacs sont faits de résine avec des armatures en bois pour les renforcer. Ils sont
également fabriqués dans l'atelier de la LGA et ils sont équipés de la même façon que ceux de
la salle II.
2.2.1.2. Bio-essai
Le Bio-essai est la salle à coté de la larvaire II, au Sud de ce dernier. Il s'ouvre du coté
Est par l'intermédiaire d'une seule et unique porte. C'est une pièce qui fait 4,5 m de large et
16 m de long. Elle dispose d'un petit local technique équipé d'un tableau blanc où sont inscrits
tous les paramètres d'élevage de chaque bac.
La salle est équipée de six bacs d'Artémia et de six lampes, dont chaque lampe est
constituée par deux tubes à néon de 40 watts, qui éclairent en permanence la salle. Ces six
bacs sont disposés en deux rangés de trois bacs. L'aération du bac est tirée d'un petit tuyau en
plastique dont le bout est attaché au tuyau central qui bouche le trou de vidange et, l'autre bout
prend sa source au réseau d'air de la salle.
2.2.2. Matériels humains
2.2.2.1. Equipe production de l’écloserie
Pour veiller à la bonne marche des activités de l’écloserie, l’écloserie de la LGA
dispose de trois équipes : l’équipe production s’occupant de la partie élevage, l’équipe
maintenance s’occupant de l’entretien et de la maintenance des matériels d’élevage et l’équipe
administration.
Dans cette étude, l’attention se porte uniquement sur l’équipe production. Tout en haut
de la hiérarchie, le directeur de l’écloserie, le premier responsable de l’écloserie. Ensuite son
adjoint, le responsable maintenance et le responsable base vie. Pour s’occuper de la
production, l’écloserie de la LGA dispose de huit (8) techniciens.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
20
Ils sont affectés dans les différentes unités de production de la manière suivante :
quatre techniciens accompagnés de six ouvriers pour la maturation ;
deux techniciens et quatre ouvriers pour l’élevage larvaire ;
une technicienne et cinq ouvriers pour la production d’algues et le laboratoire
microbiologie et ;
un technicien et trois ouvriers pour la nurserie.
2.2.2.2. Equipe de l’élevage larvaire
Les techniciens ont comme rôle de bien veiller à la bonne marche de leur unité. Leurs
tâches consistent à faire les observations quotidiennes de l’évolution des larves (à l’œil nu et
sous microscope), à formuler les rations quotidiennes et à coordonner les tâches attribuées aux
ouvriers.
Les ouvriers s’occupent des tâches qui leurs sont attribuées. Ces tâches consistent à
relever tous les paramètres d’élevage (température, salinité, pH, redox), le comptage des
larves, la distribution des aliments (algues, granulés et Artémia), le nettoyage et la préparation
des bacs, le nettoyage de la salle et la préparation des nauplii d’Artémia.
2.2.3. Materiels de mesure
Pour relever les paramètres de tous les bacs d'élevage larvaire, quatre types
d'appareil sont utilisés entre autres: deux redox-mètres, un pH-mètre, un réfractomètre et
oxy-mètre.
2.2.3.1. Redox-metre
Pour mesurer le potentiel redox dans les bacs d'élevage, deux redox-mètres de même
marque et de même modèle sont mis à disposition. Il est produit par GREISINGER
ELECTRONIC, modèle GMH 3530.
2.2.3.1.1. Description appareil
C'est un appareil portable de dimension 142 mm x 71 mm x 26 mm pesant à peu près
164 g. Il possède un écran numérique LCD avec un affichage 12,5 mm ou 7 mm de haut po ur
visualiser les données. Comme source d'énergie, il a besoin d'une pile plate de 9 V. Cet
appareil peut mesurer plusieurs paramètres (le redox ou le pH et la température) selon le type
d’électrode utilisée. Dans l’étude menée, l'appareil est utilisé uniquement pour la mesure du
potentiel redox.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
21
L'appareil a une plage de mesure entre : -1999 mV et +2000 mV avec une marge
d'erreur ± 0,1% et si on ramène ces valeurs par rapport à l'électrode standard à hydrogène,
l'intervalle est de : -1792 à +2207 mVH, à 25°C. (GREISINGER ELECTRONIC, 2009)
Source : GREISINGER ELECTRONIC, 2009
Figure n° 01 Redox-mètre GMH 3530
2.2.3.1.2. Description électrode
Comme sonde à redox, le modèle GE 105 est utilisé avec le système de référence
argent/chlorure d’argent (Ag/AgCl). Voici les caractéristiques de la sonde : l’électrode
métallique est en platine de 6 mm de diamètre baignant dans une solution d'électrolyte (KCl
de 3M/L) ; l'ensemble se trouve à l'intérieur d'une tige en plastique de 120 mm de long avec
12 mm de diamètre. La sonde a une plage de mesure de ± 2000 mV et fonctionne dans un
intervalle de température comprise entre 0et 80°C. Cette sonde a une durée de vie de un an
mais le fabricant donne une garantie de six mois. (CONRAD, 2005)
Cinq sondes différentes ont été utilisées. Des numéros ont été attribués pour les
identifier : 06, 07, 08, 09, 10. Les sondes n°06 et 07 ont été utilisées au début de l’étude c'est-
à-dire à la fin du cycle 47 et les sondes n°08, 09 et 10 ont été utilisées durant le cycle 48. Mais
au bout de quelques mesures, la sonde n°10 est retirée car elle donne une valeur trop faible.
Alors, seuls les résultats des sondes 09 et 08 sont gardés pour le suivi du redox de l'élevage
larvaire.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
22
Pour le suivi du redox de la salle Bio-essai, seule la sonde n° 09 a été utilisée pour
éviter la variation apportée par les sondes.
Figure n° 02 Electrode redox GE 105
Source : GREISINGER ELECTRONIC, 2009
2.2.3.1.3. Quelques consignes d'utilisation
Les électrodes doivent être rangées dans des locaux secs à des températures entre 10°C
et 30°C. A une température inférieure à - 5°C, il y a risque de destruction des électrodes en
raison du gel des électrolytes. L’électrode doit être conservée dans son capuc hon de
protection contenant une solution de 3 mol/L de KCI. Avant chaque mesure, il convient de
nettoyer soigneusement les électrodes avec de l’eau distillée. Entre les mesures et après
chaque usage, l’électrode doit être rincée soigneusement. (GREISINGER ELECTRONIC,
2009)
2.2.3.1.4. Etalonnage sonde
Chaque matinée et en début d'après-midi avant de faire les mesures, les sondes doivent
être étalonnées. L'opération consiste à plonger la sonde dans une solution test (GRP 100).
Ensuite, la lecture est faite pour pouvoir comparer cette valeur avec la vraie valeur du redox
pour cette solution à la même température. Le but est de déterminer l’écart entre le résultat de
mesure de la sonde par rapport à l’étalon. Cet écart va être ajouté aux résultats de mesure afin
de corriger les erreurs dues à l’usure de l’électrode.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
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2.2.3.2. pH-Mètre
2.2.3.2.1. Description
Pour la mesure du pH, nous disposons d'un seul appareil. C'est un appareil de marque
HANNA, modèle pHep®5. C'est un pH-mètre portable à affichage numérique dont voici la
description :
dimension 163 mm x 40 mm x 26 mm ;
poids : 100 g environ ;
source d'énergie quatre piles boutons de 1,5 V et ;
Un appareil plongeur.
Il mesure à la fois le pH et la température. Pour le pH, la plage de mesure est de -2 à
16. Il est muni de deux types d'électrodes : la première a une résolution de 0,01pH et le
second 0,1 pH avec respectivement une marge d'erreur de ±0,05 et ±0,5. Dans le cas de
l’étude menée, la première électrode a été choisie. La température peut être affichée soit en °C
ou °F, et dans le cas de l’étude, le °C a été préféré au degré °F. Pour ce paramètre, sa plage de
mesure est entre -5 et 60°C. La résolution est de 0,1°C avec une marge d'erreur de ±0,5.
(HANNAINST, 2010)
Figure n° 03 pH-Mètre
Source : HANNAINST, 2010
2.2.3.2.2. Calibrage
Le calibrage s’avère nécessaire une fois par jour pour avoir des mesures fiables. Pour
cela, deux points de repère sont considérés en servant deux solutions tampons standard
différentes. Il existe plusieurs solutions tampons, pH 4,01 ; 7,01 ; 10,01 ; 6,86 ; 9,18, mais
pour le calibrage de l’appareil, les solutions tampons pH 4,01 et 7,01 ont été utilisées.
Première étape : l'appareil est plongé dans la solution 7,01. Ensuite, le pH-mètre est
agité jusqu'à ce que la valeur du pH affichée se stabilise. Puis, après trois secondes
(3s) d’appui sur le bouton ''off'', l'appareil finit par enregistrer la valeur et demande
d'utiliser la solution suivante.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
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Deuxième étape : l'appareil est retiré de la solution 7,01. Ensuite, le rinçage est opéré
avec de l'eau distillée et il est essuyé avant de le plonger dans la solution 4,01. Puis,
l'appareil enregistre les données.
Troisième étape : le capuchon de l'appareil est préparé tout en mettant un coton
hydrophile imbibé de solution hanna 70300. Cette manipulation sert à conserver
l'électrode de mesure du pH. Après avoir retiré l'appareil de la solution 4,01. Il est
rincé avec de l'eau distillée puis essuyé et remis dans le capuchon. Maintenant,
l'appareil est prêt à l'emploi.
Figure n° 04 Solution de calibrage du pH-mètre
Source : HANNAINST, 2010
2.2.3.3. Refractomètre
2.2.3.3.1. Description de l’appareil
Pour la mesure de la salinité, un réfractomètre portable a été utilisé. C’est un petit
appareil qui pèse quelques centaines de gramme et il sert à mesurer l’indice de réfraction d’un
liquide un fois qu’il est exposé à la lumière. Cet appareil est spécialement conçu pour mesurer
la teneur en sel de l’eau. Il affiche à la fois la salinité (‰) et la densité. Pour la salinité, la
plage de mesure est de 0 à 100‰ avec une résolution de 1‰ et une marge d’erreur de ±1‰.
Pour la mesure de la densité, la plage de mesure est de 1.000 à 1.070 avec une résolution de
0,001 et une marge d’erreur de 0,001. Il a une dimension 194 mm x 38 mm x 38 mm et pèse
environ 227g.(EXTECH INSTRUMENT, 2003)
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
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Figure n° 05 Réfractomètre portable
Source : www.alibaba.com
2.2.3.3.2. Consignes d’utilisation
Avant chaque utilisation, il faut toujours passer au calibrage de l’appareil. Pour ce
faire, quelques gouttes d’eau distillée sont déposées sur le prisme de réfraction, ensuite le
prisme mobile d’éclairage est fermé. Puis il faut se mettre en face d’une source de lumière
blanche et les chiffres se lisent sur l’oculaire : la mesure affichée. Pour l’eau distillée, la
salinité est égale à 0‰ et l’ajustement de la valeur doit se faire à l’aide de la vis de réglage.
Enfin, l’appareil est essuyé à l’aide d’un chiffon propre et sec. Et, maintenant il est prêt à
l’emploi (HANNA-France, 2005). Pour la mesure de la salinité d’une solution aqueuse, il
suffit de répéter les manipulations décrites précédemment.
Comme l’eau distillée ne se trouve pas à la même température que l’eau des bacs
d’élevage larvaire. Alors, cela risque fort d’erroner les résultats, mais cette erreur est
négligeable vu que l’appareil est muni d’un correcteur de température automatique. Alors, les
résultats de mesure sont fiables.
2.2.3.4. Oxy-Mètre
Pour la mesure du taux d’oxygène dissous, un oxy-mètre de marque YSI pro a été utilisé.
Il mesure à la fois le taux d’oxygène dissous, le taux de saturation en oxygène, la température
et la pression de l’eau. C’est un appareil portable à affichage numérique dont voici la
description :
Dimension : 8.3 cm x 21.6 cm x 5.6 cm
Poids : 475 grammes
Un appareil plongeur
Une autonomie de 450 heures
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
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Tableau n° 01 Spécificité du modèle YSI pro 20
Paramètres Plage de mesure Précision Résolution
Saturation en
oxygène (%)
0 à 500 % De 0 à 200% : ± 2%
200 à 500% : ± 6%
0,1% ou 1% selon le
choix de l’utilisateur
Taux d’oxygène
dissous (mg/l)
0 à 50 mg/l 0 à 20 mg/l : ±0.2 mg/L,
20 à 50 mg/l : ± 0,6 mg/l
0.01 or 0.1 mg/l
Température -5 à 55 °C ±0.3°C 0.1°C
Pression 400 to 999.9 mm Hg ± 5 mm Hg 0.1 mm Hg
Source : YSI, 2012
Figure n° 06 Oxymètre
Source : YSI, 2012
2.2.4. Matériels biologiques
Comme le thème se concentre sur l'élevage, le matériel biologique est constitué
essentiellement par les larves allant du stade nauplius jusqu'au stade P8. Une heure après
l'éclosion, les nauplii sont récoltés par siphonage et sont transférés dans les bacs d'élevage
après les avoir comptés. Avant d’atteindre le stade P8, les nauplii passent par les stades
suivants : nauplius, zoé, mysis et enfin postlarve. Les descriptions de ces différents stades
vont constituer l’annexe n°07 de l’ouvrage.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
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Etant encore fragiles, les larves sont vraiment sensibles au moindre changement qui se
passe dans l’eau et elles sont plus vulnérables au moment des mues et des métamorphoses.
Alors, il est important de faire attention lors des moments clés comme le passage de N ii VI en
Z1 ou de Z3 en M1 ou de M3 en PL. En effet, durant cette période les larves se débarassent de
leurs carapaces qui les rendent vulnérables face à leur environnement. D’où, l’interêt de bien
surveiller le redox du milieu car le moindre changement brusque, est synonyme de stress, qui
peut entraîner une mort massive des larves
2.3. METHODOLOGIE ADOPTEE
2.3.1. Paramètres d’élevage
Avant de continuer, il est important de parler des différents paramètres d’éleva ge afin
d’éviter la confusion dans les détails. En dehors du potentiel redox, voici les autres paramètres
qui font l’état d’un suivi quotidien au sein de l’élevage larvaire de l’écloserie de la LGA : le
pH, la salinité et la température. Le taux d’oxygène dissous n’en fait pas partie, mais ce
paramètre va servir de support indispensable et nécessaire pour les manipulations.
2.3.1.1. Potentiel redox
Définition
Le potentiel redox (E) ou potentiel d’oxydoréduction est une grandeur
thermodynamique qui mesure le pouvoir oxydant ou réducteur d’un système redox. Il est
exprimé en volt, mais dans la pratique courante, il souvent exprimé en mV. Durant cette
étude, deux redox-mètres de marque GREISINGER ELECTRONIC ont été utilisés pour
mesurer ce dernier. Les appareils sont équipés chacun d’une électrode GE 105 servant
spécialement à mesurer le potentiel redox.
Mesure
Le capuchon de protection de l’électrode est retiré. Ensuite, la moitié de l’électrode est
plongée dans l’eau du bac ou dans l’échantillon servant à la manipulation. Une attente de dix
(10) minutes est à respecter avant de faire la lecture. Cela permet à la valeur affichée sur
l'appareil de se stabiliser. Cette dernière est enregistrée dans la fiche de suivi avec l'heure où
la sonde a été plongée. Enfin, l’électrode est rincée avec de l'eau distillée, essuyée avec un
chiffon propre avant de remettre le capuchon. Dans ce cas, elle est de nouveau prête pour la
mesure suivante.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
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2.3.1.2. pH
Définition
pH est un sigle qui signifie potentiel d’hydrogène. Il permet de mesurer d’une façon
indirecte la concentration des ions dans la solution. Dans la pratique, le pH mesure
l’acidité d’une solution. Son échelle s’étend de 0 à 14. Pour une valeur du pH comprise entre
[0 ; 7 [, la solution est dite acide et entre ] 7 ; 14], la solution est basique. Un pH égal à 7 est
synonyme de neutralité. Durant cette étude, la valeur du pH des différentes solutions aqueuses
a été mesurée à l’aide d’un pH-mètre électronique de marque HANNA.
Mesure
En attendant les dix minutes requises avant de faire la lecture du redox, le temps
permet de profiter pour la mesure des autres paramètres. Un échantillon de 100 à 150 ml de
l'eau du bac a été prélevé et versé dans un bécher de 250 ml. Ensuite, le capuchon de
protection des électrodes est enlevé avant de les plonger dans l'échantillon. Le pH-mètre est à
agiter doucement dans l'échantillon jusqu’à ce que les valeurs se stabilisent. Après la mesure,
la sonde est également rincée avec de l'eau distillée ensuite essuyée avant de remettre son
capuchon.
(Cf : annexe n°03)
2.3.1.2. Température
Une grandeur physique liée à la notion immédiate de chaud et froid. Elle est exprimée
en °C ou °F ou en °K. Sa mesure permet de déterminer le degré de froid ou de chaleur dans un
milieu. Lors de l’étude, elle a été mesurée à l’aide du même appareil qui a servi pour la
mesure du pH.
(Cf : annexe n°04)
2.3.1.3. Salinité
Définition
La salinité est la masse en grammes des substances solides contenues dans un
kilogramme d’eau de mer, les carbonates ayant été transformés en oxyde, les bromures et
iodures remplacés par leurs équivalences en chlorures, les matières organiques oxydées. Elle
est exprimée en g/Kg ou en ppt ou en ‰. Durant cette étude, elle a été mesurée à l’aide d’un
réfarctomètre portable.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
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Mesure
Une petite quantité de l'échantillon servant à la mesure du pH a été prélevée à l'aide
d'une pipette. Quelques gouttes sont déposées sur le prisme du réfractomètre. Ensuite, le volet
est fermé et la lecture est effectuée à travers l'oculaire. La valeur observée est enregistrée dans
le fiche de suivi. Puis, le prisme du réfractomètre est essuyé avec un chiffon sec et propre
avant de passer à la mesure suivante. Pour éviter les erreurs, il faut recalibrer de temps à
temps l’appreil.
(Cf : annexe n°05)
2.3.1.4. Taux d’oxygène dissous
Définition
Le taux d’oxyène dissous est le résultante des flux de production (diffusion de
l’oxygène atmosphérique et photosynthèse) et des flux de consommation (respiration et
dégradation des matières organiques). Il est exprimé en mole d’oxygène par kilogramme de
solution (mol/Kg), mais pour la nécessité de l’usage, il est exprimé en mol/l. Durant l’étude,
un oxy-mètre de marque YSI pro 20 a été utilisé pour déterminer la teneur en oxygène dissous
de l’eau.
Mesure
Pour ce faire, le cape de protection de la sonde est retiré. Ensuite, cette dernière est
plongée dans l’échantillon servant à la manipulation. Puis, une attente de deux (2) minutes est
à respecter afin que les valeurs se stabilisent. Ces dernières sont enregistrées dans une fiche de
suivi. Enfin, la sonde est retirée, rinceé avec de l’eau distillée avant de remettre le cape de
protection et l’appreil est de nouveau prêt pour la mesure suivante..
(Cf annexe n° 07)
2.3.2. Manipulations
Quelques expérimentations ont été réalisées pour déterminer l'effet de variations de
quelques paramètres sur le redox du milieu. Elles se focalisent sur trois paramètres d'élevage
(taux d'oxygène dissous, salinité et pH), et sur les aliments notamment l'a lgue et les nauplii
d'Artémia. Pour la température, aucune expérimentation n’a été menée, mais la détérmination
de la corrélation de cette dernière avec le redox est calculée à partir des résultats de suivi du
potentiel redox (Cycle 47, cycle 48, Bio-essai)
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
30
2.3.2.1. Manipulation des paramètres d'élevage (Taux d’oxygène dissous, salinité et pH)
Ces trois paramètres d'élevage sont choisis à cause de leur importance dans la biologie
des crevettes et que leurs valeurs évoluent beaucoup au cours de l’élevage larvaire. Certes, la
température est un facteur important dans la biologie des crevettes. Mais à cause du fait que le
chauffage est automatique, la température des bacs est assez constante au cours de l’élevage.
Vu que la température est constante alors son effet sur le milieu reste constant.
2.3.2.1.1. Manipulation I : pH et potentiel redox
Trois expérimentations ont été réalisées. Elles ont été supplées par l'observation de
l'évolution du pH durant d’autres manipulations afin de déterminer l’effet de la variation du
pH sur le potentiel redox du milieu.
Pour les deux premières expériences, les échantillons ne sont pas aérés. 10 L d'eau de
mer et de 200 ml de jus de citron vont servir des matières d’étude. Au début de la
manipulation, un point de départ ou état initial a été défini. Ensuite, 1 litre d’eau de mer a été
prélevée dans laquelle des gouttes de jus de citron ont été versées jusqu’à l’atteinte du pH
voulu. Enfin, la sonde redox est plongée pour faire la mesure. Des répétitions ont été
effectuées pour obtenir différentes valeurs de pH. Il est à noter que le pH-mètre est plongé en
permanence dans l'échantillon pour suivre l'évolution instantanée du pH.
Pour le troisième essai, un échantillon de 6 l d'eau de mer aérée et d'une solution de
HCl de 1mol/L au lieu du jus de citron ont été utilisés. L'acide chlorhydrique est versé goutte
à goutte dans l'échantillon de manière à faire descendre petit à petit le pH de ce dernier. A
chaque fois qu'une certaine valeur du pH est atteinte, une mesure s’en suit.
2.3.2.1.2. Manipulation II : taux d'oxygène dissous et potentiel redox
Six expérimentations ont été réalisées et les conditions sont toutes différentes. Toutes
les manipulations se sont passées de la même manière, mais seuls les échantillons font la
différence. La manipulation se fait comme suit : tout d'abord le redox et quelques paramètres
ont été mesurés afin de définir un point de départ. Ensuite, on procède à la manipulation soit
en augmentant soit en diminuant le bullage. Après avoir manipulé le milieu par la
modification du niveau de bullage, il est important d'attendre au moins dix (10) minutes, pour
que les changements se produisent avant de mesurer à nouveau les paramètres.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
31
Voici les échantillons utilisés durant ces expérimentations :
6 litres d'eau de mer issue directement du réservoir d'élevage larvaire, utilisé lors de la
première expérimentation (06/05/12) et de la cinquième expérimentation (13/06/12) ;
un bac du bio-essai, le BE 19 a servi durant la seconde manipulations (10/05/12 ) et ;
6 litres d'eau de mer déjà utilisé dans d'autres manipulations (effet de l'algue ou des
nauplii d'Artémia sur le redox) et c’est le cas de la troisième, la quatrième et la
sixième expérimentation.
2.3.2.1.3. Manipulation III : salinité et potentiel redox
Pour déterminer l'effet de la variation de la salinité sur le redox quatre
expérimentations ont été menées. Pour la première manipulation, 5 L d'eau douce et 5 L d'eau
de mer, toutes les deux issues du réservoir larvaire, ont été utilisées. Elles sont laissées stagner
pendant quelques heures. Tout d'abord, le redox des deux échantillons est mesuré avant de
débuter les manipulations. Puis, l'eau douce et l’eau de mer sont mélangées dans un bécher de
1L. Cela permet d'avoir la salinité voulue et juste après, la sonde est plongée pour effectuer la
mesure du redox.
Les trois autres expériences se sont passées de la même manière. 5 L d'eau de mer et
de 2 L d'eau douce ont été utilisées. L'eau de mer est aérée pendant quelques heures tandis
que l'eau douce est mise au repos durant ce temps avant le début des manipulations. Tout
d'abord, les paramètres des échantillons sont mesurés pour avoir un point de départ. Ensuite,
la dessalure commence en additionnant judicieusement de l'eau douce. Le but est de faire
descendre la salinité d'une unité. Puis, une attente environ de dix minutes et les paramètres
sont mesurés à nouveau, et ainsi de suite jusqu'à atteindre une salinité de 30g/L.
2.3.2.1.4. Température et potentiel redox
Pour déterminer l’effet de variation de la température sur le redox, aucune
manipulation n’a été menée. Etant donné que les températures des bacs sont régulées
automatiquement. Alors, le meilleur moyen de s’y prendre est de jouer sur la variation de la
température durant la journée. En effet, très tôt le matin, la température dans le bac est assez
faible et elle remonte petit à petit pour atteindre le maximum en début d’après-midi.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
32
Pour ce faire, les températures moyennes de la matinée et de l’après-midi sont
calculées, ainsi que les potentiels redox moyens pour chaque demi- journée. Ensuite, la
corrélation entre la température du bac et le potentiel redox est estimée en utilisant le test de
PEARSON. Enfin, l’écart moyen entre le résultat de suivi de la matinée et de l’après-midi est
aussi calculé afin d’apporter plus de précision sur le résultat.
2.3.2.2. Apport d’aliment
L’algue et le nauplii d’Artémia ont été choisis par le fait qu'ils sont distribués en
grande quantité dans l'élevage.
2.3.2.2.1. Apport d'Artémia
Quatre expérimentations ont été menées pour savoir l'effet de l'apport de nauplii
d'Artémia dans un milieu. Elles sont souvent accompagnées des manipulations sur l'effet de
l'addition d'algues sur le redox.
Les expériences s'étalent sur plusieurs jours du fait qu'il faut attendre plusieurs heures
pour obtenir les changements. Les nauplii d'Artémia sont ensemencés dans des échantillons
de 6 L d'eau de mer aérées en fin d'après-midi, après avoir pris un point de départ (état initial).
Le lendemain, la mesure est faite pour constater les changements. Un second ensemencement
de nauplii s’opère vers 09h00 du matin et l'après-midi vers 14h00, des légers changements
sont déjà constatés.
2.3.2.2.2. Addition d'algues
Les essais s'étalent aussi sur plusieurs jours. En tout, trois (3) expérimentations ont été
réalisées dont deux font suites à l'effet de l'ensemencement de nauplli d'Artémia. Une fois
qu’une certaine quantité d'algue a été versée dans l'échantillon en début d'après-midi,
l'ensemencement des nauplii d'Artémia s’arrête. Comme les changements sont lents à
produire des effets, la mesure se fait le lendemain matin. Le rajout d'algues dans l'échantillon
continue tous les jours jusqu'à ce que la valeur du redox se stabilise.
Pour la dernière expérience, un échantillon d'eau de mer en provenance directe du
réservoir larvaire a été utilisé. Comme dans les autres essais, l'état initial a été mesuré avant
de verser tous les jours une certaine quantité d'algues jusqu'à ce que la valeur du redox se
stabilise.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
33
2.3.3. Conduite d'elevage
L'élevage larvaire consiste à élever des larves allant du stade nauplius jusqu’au stade
de transfert (P8) à la nurserie. Au cours de cet élevage, il est à remarquer la reconstitution de
l'environnement naturel de ces animaux.
La LGA produit sous le système semi- intensif mais toujours dans le respect du cahier
de charge biologique et des différentes exigences. Dans son écloserie, elle utilise la technique
d'élevage mixte ou la méthode GALVESTON. Les larves sont ensemencées en eau claire. Le
lendemain, une certaine quantité d’a lgues est rajoutée pour servir de nourritures aux larves.
2.3.3.1. Préparation des bacs
Le nettoyage du bac se fait tôt dans la matinée. Il est lavé avec du savon et rincé
abondamment avec de l'eau douce. Ensuite, on laisse sécher pendant quelques heures avant de
le remplir d'eau de mer. Le bac est rempli jusqu'à 70% du volume, puis on met en marche
l'aération et le chauffage. Après cela, l'eau est traitée avec de l'EDTA, un chélateur de métaux
lourds, à raison de 3g/ . Finalement, le bac est prêt pour accueillir les Nauplii en fin d'après-
midi.
2.3.3.2. Ensemencement des Nauplii
Après le comptage, les Nauplii sont transportés dans des seaux en plastique de 15 L
afin d'être ensemencés dans les bacs d'élevage. Durant l’ensemencement, il faut faire attention
car le changement brusque de milieu peut entraîner des problèmes sur l’animal et par
conséquent des pertes sur l’élevage.
2.3.3.3. Alimentation
La LGA utilise trois types d'aliment : le phytoplancton, les microparticules et les
nauplii d’Artémia.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
34
2.3.3.3.1. Algues
Les algues phytoplanctoniques sont distribuées à partir du stade Zoé 1 jusqu'en P8.
Durant les premiers stades d’élevage, elles constituent une alimentation naturelle pour les
larves, mais à partir du stade Mysis 3, elles agissent comme solution tampon sur le milieu. Les
espèces de phytoplancton les plus utilisées sont : deux espèces de flagellées Isochrysis sp,
Platymonos suesica, et une espèce de diatomées Chaetoceros gracilis (AVALLE &
ANDRIANTOMPONIONY, 1994). La LGA a opté pour le Chaetoceros gracilis pour
alimenter les larves. Ces algues constituent une alimentation riche en protéines qui sont
vraiment essentielles au développement des larves. En effet, le Chaetoceros sp est constitué à
plus de 40% de protéines végétales. (BANERJEE et al, 2011)
Le Chaetoceros sp possède une colonie centrique bipolaire. Les cellules ont une forme
cylindrique avec une base arrondie ou ovale possédant 1 ou 2 ou plusieurs chloroplastes. Ce
dernier caractère confère à celui-ci sa capacité photosynthétique (BOYER, 1927). Etant donné
que c’est un organisme photosynthétique, il joue un rôle majeur dans la régulation de la
quantité d’oxygène dissous de l’eau. De plus, l’oxygène tient un rôle important dans le
métabolisme des organismes aquatiques et de la qualité de l’eau d’élevage. Alors, en dehors
du fait qu’elle sert de nourriture aux larves, l’algue constitue un élément à ne pas négliger
durant l’élevage vu que c’est aussi une algue régulatrice du taux d’oxygène dissous.
2.3.3.3.2. Microparticules
Pour les différents stades de développement des larves, des microparticules de
différentes granulométries ont été utilisées :
Zoé 1 à Mysis 3 : CD2 ;
Mysis à P4 : PL 150 et ;
P4 à P7 : PL 300
Le changement d’aliment se fait progressivement pour ne pas stresser les larves. Pour
cela, on procède comme suit : au premier jour du changement, la ration est constituée par ¾
de l’aliment 1 et ¼ de l’aliment 2, ensuite ½ + ½, puis ¼ + ¾, pour finir exclusivement avec
l’aliment 2.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
35
2.3.3.3.3. Nauplii d’Artémia
Les nauplii d'Artémia salina constituent l’aliment frais pour les larves à partir du stade
Mysis jusqu’à la fin de l’élevage larvaire.
2.3.3.4 . Suivis quotidiens
Le suivide l'évolution de l'élevage vise à détecter s'il y des anomalies. Cela facilite les
interventions et de les corriger le plus vite possible afin de minimiser la répercussion sur
l'élevage.
2.3.3.4.1. Suivi des paramètres physico-chimiques
Il se traduit par la mesure des paramètres dans tous les bacs d’élevage larvaire. La
température est relevée trois fois par jour (matin, après-midi, soir) à l'aide d'un thermomètre à
alcool et la salinité est observée une fois en début d'après-midi à l'aide d'un réfractomètre
portable.
Le suivi du pH et du redox est seulement intégré durant cette étude pour mieux
comprendre l'évolution du redox. Pour la mesure de ces paramètres, un pH-mètre électronique
et un redox mètre ont été utilisés. Le suivi se fait deux fois par jour, le matin et l'après-midi.
2.3.3.4.2. Observations
A chaque début de matinée et d'après-midi, le biologiste prend un échantillon de 1L
dans le bac au niveau d'un point de bullage.Cela a pour but d'observer le comportement des
larves : si les larves sont actives ou faibles, si elles ont mué ou non, ou s'il y a des individus
morts.
2.3.3.4.3. Comptage
Le comptage se fait deux fois par jour le matin et l'après-midi. Il permet d’estimer le
nombre et la densité de larves dans le bac. Lors du comptage, 3 échantillons de 1L au niveau
de trois points de bullage sont pris. Puis, les larves sont comptées et la moyenne est calculée.
L'estimation du nombre des animaux est calculée à partir de la moyenne de la journée
multipliée par le volume d’eau dans le bac.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
36
2.3.3.4.4. Observation sous microscope
L'observation à l'œil nu ne suffit pas pour connaître réellement ce qui se passe dans le
bac. C'est pour cette raison que l'observation des larves sous microscope optique est
nécessaire pour voir de plus près ce qui se passe dans le bac. L’observation se fait deux fois
par jour, le matin à la première heure et au début de l'après-midi. Il faut noter que les
observations se font sous un agrandissement fois cinq (X 5).
Un échantillon a été pris dans chaque bac. Ensuite, les larves sont placées avec
délicatesse sur une lame avant d'être observées sous microscope. Les biologistes vont
observer :
le stade de développement ;
l’état de réplétion par l’observation du tube digestif plein, 1⁄2 plein ou vide ;
les signes des maladies comme les nécroses internes, nécroses externes, pattes grise ;
les malformations, les tordues et les loupées et ;
la propreté par la présence au non des parasites externes comme les vorticelles.
Les résultats des observations sont notés dans une fiche de suivi d'élevage larvaire
respectif de chaque bac d'élevage. Ensuite, ils vont être de nouveau retranscrits afin d'être
numérisés dans la base de données Microsoft Office Excel de l'élevage larvaire.
2.3.3.5. Interventions
Au cours de l'élevage, les interventions se limitent à la distribution d'aliment, (algues
et microparticules), vu qu'il n'y a pas de changement d'eau ou de siphonage des restes
d'aliment.
Après le transfert des postlaves en nurserie, le bac est nettoyé avec du savon. Ensuite,
il est rempli d'eau douce jusqu'à ras bord. Puis la chloration se fait à raison de 300 g
d'hypochlorite pour un mètre cube d'eau. Tous les matériels du bac sont chlorés avec lui et le
chlore agit durant deux à trois jours avant de vider totalement le bac. Et le lendemain, ce bac
est prêt pour le remplissage suivant.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
37
2.3.3.6. Suivi bacteriologique
Le suivi bactériologique est effectué par le personnel du laboratoire de la
microbiologie de l'écloserie. Il a pour but d’assurer le contrôle de l’évolution des bactéries
dans l’élevage. Cette unité travaille étroitement avec l'unité d'élevage larvaire car il doit
fournir des résultats d’analyse quotidiens à ce dernier.
Après l'observation sous microscope, les échantillons vont être amenés au laboratoire
pour des analyses microbiologiques. Alors, le suivi de l'évolution de la population
microbienne de chaque bac se fait deux fois dans la journée. Le milieu de culture utilisé est le
TCBS agar. C'est un milieu gélosé, spécifique pour isoler les Vibrionaceae en inhibant le
développement des autres souches.
Pour chaque échantillon, deux cultures microbiennes sont effectuées : la première est
issue du broyat des larves. Le but est de savoir le niveau d'infection des animaux. La seconde
est issue de l'eau du bac pour pouvoir déterminer le niveau d'infestation de ce dernier. Les
cultures sont placées dans une étuve à 37°C et l’incubation dure au minimum 18 heures. Puis,
elle est suivie de la lecture et du dénombrement. Le personnel du laboratoire va compter le
nombre de colonies jaunes (saccharose +) et de colonies vertes (saccharose -) des larves et de
leurs eaux d'élevage respectives. Les résultats sont notés dans le cahier de suivi de chaque
bac. (VOHANGINIRINA, 1998)
Remarque : NC (non comptable) indique qu'il y a prolifération des colonies et qu'on
n’arrive plus à les compter à l'œil nu. Les colonies s'entremêlent entre elles et il est difficile de
distinguer une colonie d'une autre.
2.3.3.7. Probiotique
Vu que l'utilisation des antibiotiques est interdite, alors le suivi de l'évolution de la
flore microbienne de l'élevage est vraiment important. Il permet d'agir rapidement dès que la
colonie des souches pathogènes prend le dessus sur les autres. L’ajout du sucre à la dose de 1
à 2 ppm favorise le développement des souches probiotiques (formant de grosse colonie jaune
sur le TCBS). Cela permet de développer une flore de compétition aux autres souches non
favorables pour assurer l’équilibre bactérien dans le bac.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
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2.3.3.8. Vide sanitaire
Le vide sanitaire s’avère nécessaire à chaque fin de production afin d’éliminer les
microorganismes (bactéries, virus et parasites) existants durant la production précédente. Par
la suite la production suivante va démarrer à des niveau de contamination faible.
A chaque fin de production, le vide sanitaire complet de l’écloserie est précédé par un
nettoyage et une désinfection totale. Tous les réseau d’eau sont chlorés, les réseau d’air sont
gazoformolés et les tuyaux dans le bac sont démontés puis mis à sec pendant la période de
vide sanitaire d’une durée variant d’une semaine à un mois.
2.3.4. Traitement des donnees
Les données collectées sont numérisées dans une base de données Microsoft Office
Excel. Comme la sonde redox utilisée peut être différente d'un bac à l'autre alors les données
vont être arrangées par bac. Et, les données des bacs dont le suivi se fait avec la même sonde,
sont également arrangées ensemble pour éviter les variations apportées par les sondes.
Pour les résultats des manipulations, elles sont arrangées par type de manipulation.
Comme chaque manipulation est unique, elles sont traitées une à une mais les résultats des
expérimentations avec des conditions assez proches peuvent être rassemblés. Et, l'ensemble
de ces petits résultats va donner le résultat final.
L’outil de traitement statistique utilisé a été le XLSTAT. Pour les résultats des
manipulations, les résultats sont limités sur la détermination du coefficient de corrélation entre
le facteur en question et le redox du milieu selon la matrice de corrélation de PEARSON.
Cela permet de savoir l'effet de la variation de ce facteur sur le redox.
Pour les résultats de suivi du redox, le résultat de chaque cycle est étudié séparement:
cycle 47, cycle 48 et bio-essai. A l'aide d'un tableau croisé dynamique, les valeurs du potentiel
redox du même stade sont regroupées afin de déterminer la valeur moyenne du potentiel
redox pour chaque stade de développement des larves. Ensuite, une analyse de variance est
éffectuée entre les trois résultats de suivi du potentiel redox. Dans le but de savoir si les trois
résultats sont identiques. Les échantillons issus de la même population vont être rassamblés
afin de tracer la courbe de référence.
C’est à partir de ces données que la valeur moyenne du potentiel redox ainsi que
l'intervalle de confiance avec une marge d'erreur de 5% pour chaque stade sont déterminés.
Puis à partir de la moyenne de chaque stade, la courbe d'évolution du redox au cours de
l'élevage larvaire va être tracée.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
39
Remarque : les résultats de mesure de la sonde n°10 ont été éliminés car les valeurs sont trop
basses. Seules, les valeurs de la sonde n°07 pour le cycle 47 et les sondes n°09 et n°08 pour le
cycle 48 ont été gardées.
2.4. FORCES
La force de cette étude se base sur le fait que les données récoltées sont des données
récentes. En suivant l'évolution les paramètres deux fois dans la journée, le matin et l'après-
midi, cela permet de suivre de près la variation du redox et de détecter rapidement les
anomalies.
L'étude s'est étendue sur deux saisons. La fin du cycle 47 s'est déroulée en saison
chaude et pluvieuse (février et mars) et le cycle 48 se passe durant la saison sèche et froide
(avril jusqu'au mois de juin). Cela a permis de voir l'évolution du redox au cours des deux
saisons.
2.5. FAIBLESSES
Lors de l’étude, cinq sondes différentes ont été utilisées pour le suivi du redox.
Comme chaque sonde a sa particularité. Elle n'affiche pas toujours la même lecture pour le
même échantillon. Cela risque fort d’avoir des données biaisées. Cette contrainte de chiffres
différents enregistrés a obligé de les traiter suivant la sonde de mesure.
2.6. LIMITES
La mesure du potentiel redox dans le bac d’élevage est le résultat de l’ensemble de
différentes réactions d’oxydoréductions qui s’y produisent. Déjà, que la mer est un milieu très
complexe, l’ajout des nouveaux éléments (larves de crevettes, granulés, algues, nauplii
d’Artémia) rend ce liquide encore un peu plus complexe. Par conséquent, des multitudes de
réactions redox s’y produisent. Alors, il est vraiment difficile de définir exactement que telle
ou telle réaction est le responsable de tel ou tel changement, donc, l’explication des différents
phénomènes se fait par approximation
RESULTATS
ET
DISCUSSIONS
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
40
3.1. RESULTATS
La présentation des résultats se fait comme suit : présentation des résultats de toutes
les expérimentations, suivie de la présentation de l'analyse statistique du suivi du potentiel
redox de l'élevage larvaire.
3.1.1. Manipulations
Grâce aux moyens déployés et les divers matériels utilisés, les expérimentations ont pu
être menées à terme. Cette partie va être consacrée à la présentation des résultats trouvés lors
de ces expérimentations.
3.1.1. 1. Manipulation I : pH et potentiel redox
Dans le tableau n°02, les résultats des expérimentations y sont représentés, ainsi que
les résultats de l'observation de l'évolution du pH durant quelques manipulations.
Tableau n° 02 Corrélation entre : pH et potentiel redox( E en mV)
Exp 1 Exp 2 Exp 3 Exp 1, Exp 2 et Exp 3
Exp art 3 et algue 1
Exp art 4 Exp algue 2
Coef de Corrélation
0,35 -0,05 -0,74 0,06 -0,27 0,45 0,81
Coef de
détermination 0,12 0,00 0,54 0,00 0,07 0,20 0,66
Nombre d’observations 8 9 11 28 14 15 15
Source : Auteur, 2012 ( Cf : annexe n°09)
Le nombre d’observations pour chaque expérimentation est relativemant faibe. Ceci
est dû au fait que la valeur du pH au niveau des bacs d’élevage est comprise entre 8,5 et 7,6.
Alors, la variation du pH durant les expérimentations a été ajustée dans cet intervalle. Comme
le pH-mètre a une précision de ± 0,05, pour éviter les erreurs, durant les manipulations la
variation du pH doit être égale ou supérieure à 0,1 unité. Le coefficient de détermination entre
les deux paramètres est vraiment faible. Cela veut dire qu’il y a un petit degré d’association
entre le pH et le potentiel redox.
Quatre réslultats des expérimentations montrent une corrélation négative entre le pH et
le potentiel redox tandis que quatres autres démontrent le contraire. Alors, il est difficile de se
prononcer sur l’effet réel de la variation du pH sur le potentiel redox milieu. Pour comprendre
l’intéraction entre les deux paramètres, le passage par la formule de NERNST pour calculer le
potentiel redox s’avère primordial.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
41
3.1.1.2. Manipulation II : Taux d'oxygène dissous et potentiel redox
Les résultats des six (06) expérimentations menées sont représentés dans le tableau
n°03 ci-dessous. Les résultats de l'expérimentation 1 et 6 sont combinés d’un côté à cause du
fait que ce sont des milieux oxydés (redox élevé) et de l’autre côté les résultats des quatre
autres expérimentations (milieux réduits).
Tableau n° 03 corrélation entre : taux d'oxygène dissous sur le redox
Exp
1
Exp 2 Exp 3 Exp 4 Exp 5 Exp 6 M.
oxydés
M.
réduits
Coef de Corrélation
- 0,6 0,16 -0,7 -0,81 -0,72 -0,76 -0,64 -0,68
Coef de
détermination 0,36 0,03 0,50 0,66 0,52 0,59 0,41 0,46
Nombre d’observations 9 8 9 9 6 18 27 32
Source : Auteur, 2012, (Cf : annexe n°09)
Le coefficent de corrélation entre le taux d’oxygène dissous et le pH est comprise
entre -0,81 et -0,6, Ce qui témoigne une forte corrélation négative entre la variation du taux
d'oxygène dissous et le potentiel redox du milieu. Pour l’expérimentation 3, le coefficient de
corrélation entre les deux paramètres s’écartent de l’intervalle mentionné ci-dessus. Cela est
dû au fait que l’échantillon (BE 19) est trop volumineux. Alors une attente de dix (10)
minutes ne suffit pas pour percevoir les changements. Cette forte corrélation négative signifie
que l'augmentation du taux d'oxygène dissous dans l'eau va entraîner la diminution du
potentiel redox. Le coefficeint de détermination entre les deux paramètres est comprise entre
0,36 et 0,66 qui est une valeur moyenne. Cela signifie que le degré d’association entre le taux
d’oxygène dissous et le potentiel redox est moyen.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
42
3.1.1.3. Manipulation III : Salinité et redox du milieu
Comme ci-dessus les résultats sont présentés dans un tableau n°04. Les résultats de
chaque manipulation y sont présentés. Ensuite, tous les résultats sont mis en commun.
Tableau n° 04 Corrélation entre : Salinité et potentiel redox
Sur ce tableaun°04, la variation de la valeur du potentiel redox d'un milieu est corrélée
positivement avec celle de la salinité. Si la salinité descend, le redox aussi descend. Dès fois,
la corrélation est moyenne et dès fois elle est très forte, mais cela n'exclut pas qu'ils sont
corrélés positivement. D’où, la corrélation entre les deux paramètres est moyenne. Le
coefficient de détermination de la droite de régréssion linéaire entre la salinité et le taux
potentiel redox est moyenne. Ce qui veut dire que le dégré d’association entre les deux
paramètres est moyen.
3.1.1.4. Manipulation IV : Température et potentiel redox
Les résultats vont être divisés en deux parties. Les résultats de test de corrélation entre
la température et le potentiel redox sont présentés dans le tableau n°05. L’ecart entre les
valeurs prises le matin et l’après-midi est montré dans le tableau n°06. Dans ces tableaux,
seules les valeurs moyennes sont montrées. Pour plus d’information, il est nécessaire de voir
la base de donnée en Annexe n°09.
Tableau n° 05 Corrélation entre : Température et potentiel redox
Cycle 47 Cycle 48 Bio-essai
AM PM AM PM AM PM
T°(°C) E(mV) T°(°C) E(mV) T°(°C) E(mV) T°(°C) E(mV) T°(°C) E(mV) T°(°C) E(mV)
29,45 182,20 29,58 180,75 29,74 173,20 29,84 173,11 29,61 192,09 29,82 191,62
Coef. de
Corrélation
-0,09 -0,01 0,0012 -0,07 -0,19 -0,05
Source : Auteur, 2012 (Cf annexe n°09)
Exp 1 Exp 2 Exp 3 Exp 4 Résultats d’ensemble
Coef de
corrélation
0,5 0,8 0,99 0,59 0,55
Coef de détermination 0,25 0,65 0,98 0,35 0,31
Nombre
d’observations 7 10 8 8 33
Source : Auteur, 2012 (Cf annexe n°09)
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
43
Sur ce tableau n°05, il est à noter qu’il y a une faible corrélation négative entre la
température du bac et le potentiel redox. Cela signifie qu’une augmentation de la température
entraîne une diminution du potentiel redox.
Tableau n° 06 Ecart moyen
Cycle 47 Cycle 48 Bio-essai
T° (°C) E (mV) T° (°C) E (mV) T° (°C) E (mV)
AM PM AM PM AM PM AM PM AM PM AM PM
29,45 29,58 182,20 180,75 29,74 29,84 173,20 173,11 29,61 29,82 192,09 191,62
Ecart moyen 0,14 -1,45 0,10 -0,09 0,22 -0,47
Source : Auteur, 2012 (Cf annexe n°09)
La température a une tendance à monter durant la journée, tandis que le potentiel
redox diminue. Cela renforce déjà le fait que la température et le potentiel redox sont correlés
négativement.
3.1.1.5. Manipulation V : Nauplii d’Artémia et potentiel redox
Il est à noter que la valeur du redox de la première journée correspond à la valeur
initiale avant le début des expérimentations. C’est l’évolution journalière du redox qui est
notée sur ce tableau n°06
Tableau n° 07 Evoluion journalière du potentiel redox
Exp 1 Exp 2 Exp 3 Exp 4
j 1 211 mV 217 mV 231 mV 218 mV
j 2 145 mV 198 mV 205 mV 197 mV
j 3 177 mV 188 mV
j 4 104 mV
Source : Auteur, 2012
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
44
La mise en charge des Nauplii d’Artémia entraîne la diminution du potentiel redox du
milieu. L’amplitude de variations du potentiel redox est fonction de la quantité de Nauplii
ensemencés. Plus la quantité mise en charge est grande, plus la baisse du potentiel redox est
conséquente. Si l’ensemecement des Nauplii se poursuit tous les jours, cela va entraîner la
diminution progressive du potentiel redox du milieu. Ce phénomène s’éxplique par le fait
qu’en arrivant dans le milieu, les Nauplii d’Artémia ont besoin de respirer. Alors, leurs
respirations entraînent une consommation d’oxygène qui est le responsable de la diminution
du potentiel redox.
3.1.1.6. Manipulation VI : algues et potentiel redox
Les résultats des manipulations sur l’effet d’additon d’algues sur le potentiel redox
sont représentés sur le tableau n°07 ci-dessous. C’est l’évolution journalière du potentiel
redox qui est noté sur le tableau, tout en prenant un point de repère ou état initial en j1.
Tableau n° 08 Evolution journalière du potentiel redox
Exp 1 Exp 2 Exp 3
j1 177 mV 104 mV 221 mV
j 2 197 ml 132 mV 211 mV
j 3 167 mV 203 mV
j 4 182 mV 196 mV
j 5 189 mV 196 mV
j 6 187 mV
j 7 189 mV
Source : Auteur, 2012
L’addition d’algues dans un milieu réduit (redox faible) entraîne l’augmentation du
potentiel redox de ce dernier. Si l’addition d’algues continue, le redox continue à grimper et il
se stabilise à une certaine valeur. Et dans un milieu oxydant (redox élevé), l’addition d’algues
entraîne la diminution du potentiel redox. Si la manipulation continue, le redox poursuit sa
diminution afin de stabiliser à une certaine valeur, ce qui donne un intervalle entre 189 et
197 mV. Une fois que la valeur du potentiel redox du milieu est éloignée de 190 mV,
l’amplitude de variation de ce dernier due à l’addition d’algues est grande. Cette amplitude de
variations diminue progressivement au fur et à mesure que la valeur se rapproche de 190 mV
avant de se stabaliser.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
45
Le premier cas s’explique par le fait que les algues sont des organismes
chlorophylliens donc elles produisent de l’oxygène. Cela va entraîner l’augmentation du taux
d’oxygène dissous qui va engendrer l’élévation du potentiel redox. Le deuxième cas est dû au
fait que l’addition d’algue entraîne l’augmentation du pH. C’est l’élévation de ce dernier qui
est le responsable de l’abaissement du potentiel redox.
3.1.2. Suivi redox
Grâce aux données collectées durant le suivi du potentiel redox de l’élevage larvaire,
les traitements statistiques suivants ont été réalisés. La présentation des résultats de ce dernier
va constituer cette partie.
3.1.2.1. Cycle 47 et le cycle 48
3.1.2.1.1. Comparaison de la variance
H0 : le rapport entre les variances est égal à 1
Ha : le rapport entre les variances est différent de 1 et ;
Niveau de signification : 5%
Après une comparaison de variance entre les deux échantillons, un p-value de 0,85 a
été éstimé. Etant donné que le p-value est supérieur au niveau de signification α=0,05, donc il
ne faut pas rejeter l’hypothèse H0 car elle est vraie à 85% des cas. Ce qui signifie que les
deux échantillons sont extraits d’une population ayant la même variance, donc on peut dire
que le redox du cycle 47 évolue de la même façon que celui du cycle 48. Alors il n’y a pas de
différence significative entre l’évolution du redox durant la saison chaude et la saison froide.
Ils sont même identiques dans 85% des cas. (Cf annexe n°10 et11)
3.1.2.1.2. Comparaison de moyenne
H0 : la différence entre les moyennes est égale à 0 ;
Ha : la différence entre les moyennes est différente de 0 et ;
Niveau de signification : 5%
Après une comparaison des moyennes, le p-value calculé est égal à 0,159. Comme ce
dernier est supérieur au niveau de signification seuil alpha=0,05, l'hypothèse nulle H0 n’est
pas rejetée car elle est vraie dans 15,93% des cas. Alors, les deux échatillons sont issus de la
même population, c'est-à-dire qu’ils sont identiques dans 15,9% des cas. (Cf annexe n°10 et
11)
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
46
3.1.2.2. Cycle 48 et le résultat du bio-essai
3.1.2.2.1. Comparaison des variances
H0 : le rapport entre les variances est égal à 1 ;
Ha : le rapport entre les variances est différent de 1 et ;
Niveau de signification : 5% .
La comparaison de variance entre les deux échantillons a montré un p-value égal à
0,45. Vue que ce dernier est supérieur au seuil de signification α=0,05, alors on ne peut pas
exclure l'hypothèse H0 car elle est vraie à 45%. Alors, le redox de la Bio-essai évolue de la
même manière que celui du cycle 48 et cela est vrai dans 45% des cas. (Cf annexe n°10 et 12)
3.1.2.2.2. Comparaison de moyenne
H0 : la différence entre les moyennes est égale à 0 ;
Ha : la différence entre les moyennes est différente de 0 et ;
Niveau de signification : 5%
p-value calculé est inférieur à 0,0001. Ce dernier est inférieure au niveau de
signification alpha=0,05, donc l'hypothèse nulle H0 est rejetée et retenir l’hypothèse
alternative Ha. Alors, les deux échantillons sont différents. (Cf annexe n°10 et 12)
3.1.2.3. cycle 47 et de celui de la bio-essai
3.1.2.3.1. Comparaison des variances
H0 : le rapport entre les variances est égal à 1 ;
Ha : le rapport entre les variances est différent de 1 et ;
Niveau de signification : 5%.
p-value estimé est égal à 0,57. Cette valeur est supérieure au seuil de signification
α=0,05, donc il ne faut pas rejeter l'hypothèse H0 car elle est vraie dans 57% des cas. Alors, le
redox du Bio-essai évolue de la même manière que celui du cycle 47 et cela est vrai dans 57%
des cas. (Cf annexe n°10 et 13)
3.1.2.3.2. Comparaison de moyenne
H0 : la différence entre les moyennes est égale à 0 ;
Ha : la différence entre les moyennes est différente de 0 et ;
Niveau de signification : 5%
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
47
p-value est inférieur à 0,0003. Cette estimation est inférieure au niveau de signification
alpha=0,05, donc on doit rejeter l'hypothèse nulle H0, et retenir l’hypothèse alternative Ha.
Alors, les deux échantillons sont différents. (Cf annexe n°10 et 13)
D’après la comparaison de variance, il semble que les trois échantillons sont issus de
deux populations ayant la même variance. Alors pour avoir plus de précision, une
comparaison des moyennes a été faite afin de déterminer les échantillons issus de la même
population.
D’après les résultats de la comparaison de moyenne, seuls les résulats de suivi du
potentiel redox du cycle 47 et 48 sont identiques. Alors pour la suite de l’étude, c’est
uniquement ces deux échantillons qui vont servir au traçage de la courbe de référence afin que
cette dernière soit vraiment fiable.
3.1.2.4. Courbe de référence
A partir des résultats du cycle 47 et 48, le potentiel redox moyen est calculé ainsi que
l’intervalle de confiance de la valeur du potentiel redox pour chaque stade de développement
des larves. Les résultats sont présentés sur le tableau n°09 et sur le même tableau, il y aura
également le pH moyen et le rH2 moyen correspondant à chaque stade de dévellopement des
larves.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
48
Tableau n° 09 Redox moyen et intervalle de confiance pour chaque stade de développement
larvaire
Source : Auteur, 2012
Tout au long de l’élevage larvaire, la valeur de rH2 est toujours supérieure à 28 et le
pH est toujours supérieur à 7 (milieu alcalin). Donc, selon la bioélectronique de Vincent, le
milieu d’étude est oxydant et alcalin. Alors, le milieu est une zone de virus, c’est-à-dire qu’il
est favorable au développement des virus. Cette situation permet de contenir la multiplication
des bactéries qui jusqu’à présent constituent le principal ravageur de l’élevage. En effet, le
milieu est défavorable au développement bactérien et il est plus facile de les combattre dans
cette condition.
Stade larvaire Redox
moyen
Intervalle de confiance pH moyen rH2
J 1 Nii 198,46 ] 196,52; 201,45 [ 8,20 29,9
J 2 Nii/Z1 197,70 ] 195,11; 199,43 [ 8,21 29,8
J 3 Z1 189,95 ] 184,09; 192,21 [ 8,21 29,5
J 4 Z1/Z2 182,80 ] 182,45; 186,46 [ 8,09 29,2
J 5 Z2 182,90 ] 177,96; 183,24 [ 8,11 29,1
J 6 Z2/Z3 181,75
] 178,78; 183,34 [ 8,04 29,0
J 7 Z3 181,94
] 177,77; 184,08 [ 8,05 29,0
J 8 Z3/M1 186,20
] 183,78; 187,31 [ 8,03 29,1
J 9 M1 186,89
] 183,01; 189,10 [ 8,04 29,1
J 10 M1/M2 184,58
] 182,31; 185,93 [ 7,89 28,8
J 11 M2 184,17
] 180,52; 186,21 [ 7,96 28,9
J 12 M2/M3 183,08
] 180,06; 184,53 [ 7,92 28,8
J 13 M3 183,12
] 180,23; 185,14 [ 7,89 28,7
J 14 M3/PL 181,72
] 178,05; 182,63 [ 7,90 28,6
J 15 PL1 181,43
] 179,09; 183,18 [ 7,89 28,7
J 16 PL2 179,81
] 179,18; 183,96 [ 7,90 28,7
J 17 PL3 178,02
] 176,07; 181,32 [ 7,90 28,6
J 18 PL4 176,54 ] 174,72; 179,78 [ 7,88 28,5
J 19 PL5 175,72 ] 172,00; 177,99 [ 7,86 28,4
J 20 PL6 175,63 ] 171,09; 177,04 [ 7,86 28,4
J 21 PL7 176,80 ] 171,63; 177,72 [ 7,87 28,4
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
49
Ici, la valeur du pH est comprise entre 7,8 et 8,3. Cela indique un bon dynamique du
système et qu’en plus, les animaux sont à leurs aises. En effet, le bien être des crevettes se
situe entre 7,5 et 8,5. (AVALLE et al, 2003)
Voici ci-dessous, la courbe de référence de l’évolution du redox dans un bac d’élevage
larvaire. Cette courbe est tirée de la moyenne entre les cycles 47 et 48.
Source : Auteur, 2012
Figure n° 07 Courbe d'évolution du redox au cours de l'élevage larvaire
La courbe se divise en trois parties : une première partie descendante suivie d’une
seconde partie ascendante et se termine par une troisième partie descendante.
une première partie descendante, correspond au stade Nauplius jusqu’au stade Zoé.
Cela s’explique de la même façon que la mise en charge des Nauplii d’Artémia
entraîne la diminution du potentiel redox. La respiration va entraîner la diminution du
taux d’oxygène dissous qui va engendrer l’abaissement du potentiel redox;
Une seconde partie ascendante, allant du stade Z2 en M1. Cela s’explique par le rôle
tampon de l’algue. Après quelques jours de distribution, la quantité d’algues dans le
bac devient de plus en plus considérable et le changement commence à apparaître car
elle tend à ramener le redox à 190 mV et ;
y = 0,002x4 - 0,111x3 + 1,830x2 - 12,14x + 211,3
R² = 0,928
170,00
175,00
180,00
185,00
190,00
195,00
200,00
205,00
0 5 10 15 20 25
Courbe de référence
Courbe de référence
(mV)
(Nb de jour)
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
50
Une dernière partie descendante, du stade M2 jusqu’en PL7. Ceci s’explique par le
début de distribution de nauplii d’Artémia à partir du stade M2 qui a consommer
également de l’oxygène. En plus, l’eau est déjà surchargée par les restes d’aliments et
ces dernières commencent à se décomposer qui va provoquer la réduction du milieu.
Avec un R²= 0,927, alors la courbe de tendance est fiable. Cela veut dire, que la
courbe de tendance est une fidèle estimation de l’évolution du potentiel redox au cours de
l’élevage larvaire. Alors, elle peut être utilisée, pour estimer la valeur du potentiel redox d’un
bac si le stade de développement est connu.
L’évolution de cette courbe rappelle l’évolution du potentiel redox dans les sols
inondés (saturés en eau). En effet, l’étude des variations de E en fonction du temps de
submerion permet de mettre en évidence l’existence de trois phases successives. Pendant
la première phase, le potentiel redox baisse rapidement ; la deuxième phase correspond
à une remontée des valeurs de E ou potentiel redox en mV, (après 3 à 7 jours) tandis
qu’au cours de la troisième phase, le potentiel baisse régulièrement pendant plusieurs
semaines avant de se stabiliser. (VIZIER, 1971)
3.1.2.5. Synthèse des résultats de suivi du potentiel redox
Pour vérifier la fiabilité de la courbe de référence, la superposition de toutes les
courbes des différents résultats obtenus s’avère nécessaire. Pour cela, tous les résultats de
suivi du potentiel vont être regroupés dans le tableau n°18. Et, à partir de ces données, les
courbes vont être tracées et superposées sur le même graphe.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
51
Source : Auteur, 2012
Figure n° 08 Courbe d'évolution du potentiel redox pour le cycle 47, 48, le bio essai et la
courbe de référence
Sur ce graphe, toutes les courbes ont la même allure. Ce qui confirme qu’elles varient
de la même façon. Pour, le résulat de suivi du bio-essai, une élévation brusque du potentiel
redox est à remaquer en J 12. Ceci est dû au fait qu’à partir du stade M3/PL des changements
d’eau ont été entrepris. Ce qui rend le résultat assez différent des autres.
En voyant l’évolution des courbes, la question qui s’est posée dans la problématique
est répondue. Oui, le système de suivi du potentiel redox peut être un tableau de bord pour
l’élevage larvaire. En effet, la courbe de référence constitue un témoin pour le tableau de
bord, vue l’allure des courbes ci-dessus. Alors, si la valeur du potentiel redox d’un bac se
dévie de cette courbe et de l’intervalle de confiance défini précédemment. Il y a un problème
donc il faut immédiatemment intervenir.
170,00
175,00
180,00
185,00
190,00
195,00
200,00
205,00
210,00
0 5 10 15 20 25
Suivi redox cycle 48
suivi redox cycle 47
Suivi redox bio-essai
Redox référence
(Nb de jours)
(mV)
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
52
3.2. DISCUSSION ET RECOMMANDATION
3.2.1. pH et potentiel redox
L'effet de la variation du pH sur le redox du milieu s'explique facilement en partant
des réactions d'oxydoréduction qui se passent dans une solution aqueuse. Il ne faut pas oublier
que pour équilibrer les réactions d'oxydoréduction en milieu aqueux l’ion est
incontournable surtout pour l'équilibre d'atome d'hydrogène dans les molécules d'eau et dans
l'équilibre des charges. Cela justifie déjà l'importance des ions dans les réactions redox.
Exemple : le potentiel redox d'une solution de permanganate en milieu acide
+ + ↔ +
Pour calculer le potentiel redox de cette solution, la formule de NERNST est utilisée.
La formule s’écrit comme suit :
: Potentiel redox du couple par rapport à l’électrode standard à hydrogène
n : nombre d’électrons échangés
R (constante du gaz parfait)= 8,32 et ;
F (charge d’un électron = 1 Faraday= 96 500 Coulomb et passant au logarithme à base 10,
on obtient :
Pour une température égale à 20°C, finalement :
Pour l’équation redox d’une solution de permanganate en milieu acide, la formule de
NERNST va s’écrire comme suit :
. Avec pH = - log [ et passant par les
propriétés algébriques des logarithmes, l’équation s’écrit finalement comme suit :
,
est une constante. En supposant que les concentrations des ions et
sont constantes, alors une augmentation du pH entraîne une diminution du potentiel
redox E. De plus, les expériences menées par CLARK sur la mesure du potentiel redox E
d’une solution de bleu de méthylène, ont montré que l’augmentation du pH entraîne la
diminution du potentiel redox de la solution (BENEZECH, 1958). Et BUBENICEK (1964)
cité par VIZIER en 1971soutient qu’une augmentation du pH du sol d’une unité entraîne la
chute de 60 mV de son potentiel. Ce qui confirme les résultats obtenus que la variation du pH
est corrélée négativement avec le celui du redox.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
53
3.2.2. Taux d’oxygène dissous et potentiel redox
Pour vérifier que les résultats sont vrais, le passage par la réaction redox entre l'eau et
l'oxygène en milieu basique s’avère indispensable et nécessaire.
Soit le couple , en milieu basique l'équilibre se passe comme suit :
½ + + ↔
Pour l’équation la formule de NERNST s'écrit :
+ 0, 058log
En passant par les propriétés algébriques de la fonction logarithmique et le ca lcul de la
concentration des ions par l’intermédiaire du pH, le résultat final est :
, avec une constante.
En supposant que le pH est constant, alors l'augmentation du taux d'oxygène dissous
entraîne également l'augmentation du potentiel redox (E) du milieu. Alors, la variation du
taux d’oxygène dissous est corrélée positivement avec celle du potentiel redox. Les résultats
suivants viennent confirmer cette théorie. DUCOURNEAU et LEMAIRE en 1998 ont trouvé
que la valeur du potentiel redox du vin rouge varie positivement avec la quantité d’oxygène
dissous qui s’y trouve. PIERCE en 1953 évoque une faible corrélation positive entre le taux
d’oxygène dissous et le potentiel redox de l’eau souterraine. D’après LEE et al en 1999, le
déficit en oxygène dans le bassin aquacole déclenche le processus de nitrification qui va avoir
comme conséquence la diminution du potentiel redox du milieu.
Etant donné que la variation du taux d’oxygène dissous est corrélée positivement avec celle
du potentiel redox, alors c'est le bullage qui est corrélé négativement avec le potentiel redox.
En effet, en augmentant le bullage, le taux d’oxygène dissous s’accroît mais il entraîne avec
lui l’augmentation du pH. (TRAVERS et KIM , 1990)
De plus, dans l'équilibre de la réaction, une demi-mole d'oxygène consommé produit
deux moles d'ion [ , soit un rapport de 1/4. Cela indique que la consommation d'une mole
d'oxygène va produire quatre moles d'ion hydroxyle. Alors, l'augmentation du taux d'oxygène
dissous, aussi infime soit- il, entraîne un changement assez conséquent du pH. Ce qui fait que
l’effet de la variation du taux d’oxygène dissous est masqué par celui de la variation du pH.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
54
La variation du taux d'oxygène dissous est corrélée positivement avec celle du
potentiel redox donc c’est le bullage qui est en réalité corrélé négativement avec le potentiel
redox. Alors, pour modifier le potentiel redox du milieu, l’ajustement de l’intensité du bullage
semble être le moyen le plus facile. En effet, si le redox est trop faible, il faut abaisser
l’intensité du bullage afin d’augmenter le potentiel redox. Dans le cas contraire, il faut
accroître le bullage mais, il ne faut pas trop abaisser le niveau du bullage, sinon les restes
d’aliment vont se déposer au fond du bac où elles vont pourrir et se dégrader
3.2.3. Salinité et potentiel redox
La mer est le liquide le plus complexe de la terre. Elle constitue le siège des
différentes réactions chimiques complexes et le bac d’élevage larvaire est une fidèle
représentation en miniature de cet énorme système (PRESCOTT, date inconnue). Elle
renferme une quantité relativement importante de sels dissous. Pour une salinité égale à 35‰,
la proportion des éléments majeurs est comme suit : Ion chlorure (19,354 g/Kg), ion
sodium (10,77g/Kg), ion sulfate (2,712 g/kg), ion magnésium (1,290 g/Kg),
ion calcium (0,412 g/Kg), ion potassium (0,399 g/Kg) (COPIN-MONTEGUT, date
inconnue a). Vu la composition de l’eau de mer, les différentes réactions qui s’y produisent
sont à prévoir. Etant donné que les ions chlorures et sodium sont les éléments prédominants,
alors l’exemple de la réaction chimique qui se passe entre ces deux éléments va expliquer le
phénomène redox.
Soit les couples et et la réaction entre les deux éléments s’écrit
comme suit :
(Na + ) x2
+ 2 2
2 Na + 2 + 2
Pour calculer le potentiel redox généré par cette réaction, appliquons la formule de
NERNST :
E = E1 – E2, avec E1 = E0 (Na/Na+) + et E2= E0 ( +
Ici, n (nombre d’électrons échangés) = 2 et F (charge portée par un électron)= 96 500 Coulomb
et à 25°C, R (constante du gaz parfait) = 8,32. En passant par la propriété algébrique des
logarithmes, l’équation s’écrit comme suit :
E = [E0 (Na/ ) - E0 ( ] + [ ],
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
55
Posons [E0 (Na/ ) - E0 ( ] = E0’
E= E0’ +
E0 (Na/ ) et E0 ( sont des constantes, donc E0’ est une constante.
Une augmentation de la salinité correspond à l’augmentation de la concentration des
ions et en solution. A partir de l’équation ci-dessus, l’augmentation de la quantité de
ces ions et en solution entraîne à son tour l’augmentation du potentiel redox du
milieu. Alors nous pouvons conclure que la salinité est corrélée positivement avec le potentiel
redox, ce qui confirme les résultats trouvés lors des expériences menées.
Cet aspect de la salinité va être très utile pour prévenir les maladies virales. En effet,
selon la notion de terrain (Annexe n°01) les virus préfère un milieu alcalin et oxydant comme
le cas des bacs d’élevage larvaire. Alors, la prévention des maladies commence par rendre le
milieu défavorable au virus. Pour ce faire, il faut abaisser la salinité de l’eau de remplissage
en pratiquant la dessalure. Cela va entraîner la diminution du potentiel redox du milieu et
rendre le milieu défavorable au développement des virus, mais il ne faut pas trop stresser les
animaux. La salinité ne doit pas descendre en dessous de 25‰ (AVALLE et al, 2003) et selon
PHAM et al 2011, avec une salinité de 27‰, les postlarves affichent des bons résultats en
termes de croissance et de développement.
3.2.4. Tempéraure et potentiel redox
Selon la formule de NERSNT, le potentiel redox (E) se calcule comme suit :
En supposant que toutes les autres variables sont constantes, alors une augmentation
de la température entraîne également l’augmentation du potentiel redox. En se fiant
uniquement sur cette éqaution, la variation de la température est correlée positivement avec
celle du potentiel redox. Or, en réalité ce n’est pas le cas.
En réalité, la variation de la température influence la solubilité de l’oxygène. Plus, la
tempéraure augmente moins l’oxygène est soluble dans l’eau (BARTHELEMY et GOUBIER,
1991). Une fois que la température augmente, le taux d’oxygène dissous diminue. Comme, le
taux d’oxygène dissous est corrélé positivement avec le potentiel redox donc une
augmentation de la température entraîne la diminution du taux d’oxygène dissous et par
conséquent la diminution du potentiel redox.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
56
Une fois que la température augmente , cela accélère le processus de dégradation des
matières organiques dans l’eau (sucre) et cela entraîne la diminution du potentiel redox.
(ZADOR, 1958). Alors, la diminution du potentiel redox en début d’après-midi peut aussi
s’expliquer de cette façon. Tout cela confirme la légère corrélation négative entre la
température et le potentiel redox du milieu.
3.2.5. Artémia et potentiel redox
Selon LEE et al en 1999, le déficit en oxygène déclenche le processus de nitrification
et cette dernière va entraîner la chute du potentiel redox du milieu. Cela soutient les résultats
trouvés lors des expérimentations. C’est de cette mainère que la mise en charge des Nauplii
d’Artémia va occasionner la diminution du potentiel redox.
Vu l’effet, de l’ensemencement des Nauplii d’Artémia sur le potentiel redox du milieu. Il est
important de retarder la première distribution au stade M3 ou M3/PL. Cela évite de trop
charger le bac car avant le stade M3, les Nii d’Artémia sont trop gros pour les larves de
crevettes. Alors, elles n’arrivent pas à les capturer. De ce fait, les Nauplii d’Artémia vont
surcharger les bacs et cela va entraîner une chute précipitée du potentiel redox du milieu qui
va accélérer le développement des microbes pathogènes.
Vers le stade M3/PL et P1, il est important d’ajouter de l’ozone dans le bac dans le but
d’éviter la diminution précipitée du potentiel redox. L’ozone va purifier l’eau en accélérant
l’oxydation des restes d’aliment qui s’accumulent dans le bac. Cela va faire remonter le redox
et inhiber le développement de la flore microbienne, e t il va permettre plus tard d’empêcher
l’apparition des problèmes de pattes grises vers les stades P3 et P4.
3.2.6. Algues et potentiel redox
Etant donné que ces algues sont constituées par des organismes chlorophylliens donc,
elles produisent de l’oxygène. Et BENGEN et al en 1992 cités par VILLENEUVE et al , 2005
confirment une corrélation significative entre la concentration en chlorophylle et le taux
d’oxygène dissous de l’eau durant la journée. Ce rôle de producteur d’oxygène confère aux
algues leurs capacités d’augmenter le potentiel redox du milieu.
D’après TRAVERS et KIM en 1990, la variation du taux d’oxygène dissous est
corrélée positivement avec celle du pH. Alors, cette augmentation du taux d’oxygène dissous
du milieu est toujours accompagnée de l’augmentation du pH. Or, l’augmentation du pH
entraîne la diminution du potentiel redox. Ce qui explique le fait que l’add ition d’algues
entraîne la diminution du potentiel redox d’un milieu fort oxydant.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
57
Alors, l’algue agit de deux manières différentes selon les conditions du milieu. Dans
un milieu réduit, où l’oxygène est un facteur limitant, elle agit comme un oxydant
(augmentation du potentiel redox). Dans un milieu oxydant, où l’oxygène n’est plus un
facteur limitant, elle agit comme un réducteur (diminution du potentiel redox). Cela justifie
l’effet tampon de l’algue sur le milieu.
Si, le potentiel redox d’un bac est trop faible. Alors, il faut augmenter la quantité
d’algues à distribuer. En apportant plus d’oxygène, l’ajout d’algues va entraîner
l’augmentation du potentiel redox du milieu mais dans le cas où le potentie l redox d’un bac
est trop élevé, l’addition d’algues va provoquer l’effet contraire. Elle va abaisser le potentiel
redox du milieu et essayer de le ramener à 190 mV.
3.2.6. Courbe de référence
Le milieu d’étude est favorable au développemnt des virus mais cela n’empêche que
l’élevage larvaire se trouve confronter à des maladies d’origine bactérienne. Alors, il est
important d’assurer l'équilibre de la flore bactérienne des bacs. Une fois qu’une colonie verte
de Vibrionaceae apparaît sur la culture, il faut agir immédiatement en versant du sucre à la
dose de 1 à 2 ppm dans le bac d’élevage. Cette intervention favorise le développement des
grosses colonies jaunes qui vont concurrencer les colonies pathogènes
(RAMANKANTENAINA, 2004). Il est important d'agir vite et tout de suite car les bactéries
vont toujours se multiplier. Comme la durée d’incubation dure 18 heures minimum, alors les
bactéries ont eu 18 heures d’avance. D’où, la nécessité d’agir dans l’immédiat. Le traitement
probiotique dure deux jours maximum. Cela s’avère nécessaire et primordiale. Dépassant
cette durée, cela risque de favoriser la croissance des petites colonies jaunes qui sont aussi
pathogènes que les colonies vertes.
Selon VIZIER en 1971, cette baisse du potentiel redox est le résultat de la diminution
de la quantité d’oxygène et de l’apparition des phénomènes de réduction (dégradation
anaérobique des matières organiques du sol) due au manque d’oxygène. En résumé, la baisse
du potentiel redox dans le bac d’élevage larvaire s’explique par le fait que le taux d’oxygène
dissous dans l’eau diminue progressivement et que les restes d’aliment se trouvant au fond du
bac se dégradent lentement en condition anaérobique (phénomène de réduction).
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
58
Pour avoir un meilleur résultat en élevage larvaire, il est important d’adopter cette
nouvelle conduite d’élevage. Tout d’abord, il est impératif que le potentiel redox du bac au
premier jour d'élevage soit élevé, supérieur à 210 mV et il doit être maintenu à plus de
190 mV jusqu'en stade Z3. Cela permet aux jeunes larves de prendre de l'avance par rapport à
la croissance de la flore microbienne du milieu. Pour ce faire, il faut débuter avec un bullage
faible qui va être augmenté petit à petit au fil des jours jusqu'à atteindre le niveau maximum
en Z3. Ensuite au lieu de 300 l et 400 l, la distribution se repartit respectivement 100 litres
d'algues pour les bacs de 10 et 200 litres pour les bacs de 17 au premier jour. Puis,
l’augmentation de la quantité à distribuer se fait par paliers de 50 litres par jour jusqu'à
l’atteinte de la quantité distribuée auparavant. Cela a pour but de ne pas précipiter la chute du
potentiel redox du milieu, vu que les algues ont une tendance à ramener le potentiel redox
vers 190 mV.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
59
Conclusion
En élevage larvaire, le suivi du redox a un intérê t particulier car il renseigne sur
l‘évolution de la flore microbienne et de la dégradation des matières organiques dans le bac. Il
est particulièrement intéressant car il va permettre de surveiller tous les paramètres d’élevage
à l’aide d’une seule mesure.
Les essais menés ont montré que tous les paramètres d'élevage sont liés entre eux et ils
sont aussi importants les uns des autres. La variation du pH est corrélée négativement avec
celle du potentiel redox. Celle du taux d’oxygène dissous est corrélée positivement avec le
potentiel redox. Mais par contre, le niveau de bullage est corrélé négativement avec le redox.
La salinité est corrélée positivement avec le potentiel redox. Entre la température et le redox,
il existe une faible corrélation négative. Au cours des manipulations, les principaux
paramètres qui influencent la variation du potentiel redox sont le pH et le taux d’oxygène
dissous. Alors, pour modifier le potentiel redox des bacs d'élevage, le meilleur moyen est
d'agir sur ces deux paramètres.
Le potentiel redox du bac d'élevage larvaire diminue progressivement au cours de
l'élevage. Ce fait ne peut pas être expliqué comme l'effet d'un seul facteur. D'après les
résultats de suivi du redox, les milieux sont alcalins et fort oxydés. Ainsi, les milieux sont
favorables au développement de virus. Mais par contre, ils sont défavorables aux bactéries.
Alors, la valeur de redox obtenue lors des investigations répond bien aux exigences du cheptel
d’élevage. Vu que les Vibronaceae constituent les seuls ennemis majeurs de l’élevage
larvaire.
Il n’y a pas de différence significative entre l’évolution du redox durant la saison
chaude et la saison froide, donc la courbe de référence est valable aussi bien durant la saison
chaude que la saison froide. Cette courbe de référence constitue un témoin important pour
l’élevage. Si la valeur du potentiel redox d’un bac s’écarte de cette courbe, il faut
immédiatement intervenir. A elle seule, cette courbe de référence ne peut servir de tableau de
bord pour l’élevage larvaire. Alors la détermination des points critiques s’avère nécessaire.
Pour cela, des nouvelles études doivent être menées afin de compléter la courbe. Ces études
vont se focaliser sur la variation du redox en cas d’apparition des maladies. Cela permet de
savoir à quel moment telle ou telle maladie va-t-elle frapper. Dans ce cas l'intervention est
facile et rapide pour éviter les dégâts souvent désastreux pour les fermes.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
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Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
67
ANNEXES
ANNEXE N°01 : alcootest à usage unique
Chaque éthylotest de ce type est constitué d'une embouchure stérilisée, d'un tube de
verre rempli de dichromate de potassium solide ( ) acidifié et d'un ballon en plastique
de 1L. Lorsqu'une personne a consommé de l'alcool, l'éthanol passe de son sang dans l'air de
ses poumons. Si, elle souffle dans un éthylotest, l'éthanol contenu dans son haleine va être
oxydé en acide éthanoïque par les ions dichromates, de couleur orange, qui se transforment
alors en ions chrome (III), de couleur verte (WIKIPEDIA, 2002).
La réaction se passe comme suit :
Soit les couples / et / . D'après la règle de
''gamma'', la réaction se fasse entre l'oxydant et le réducteur les plus puissants. Ici, l'oxydant le
puissant est le avec NO (Cr) = +6 et son réducteur est l'éthanol NO( )=0.
Ecriture de l'équation :
[ + ⟶ + + ] x 3
+ + ⟶ 2 + 7
_______________________________________________________________
+ + <—> 3 + 2 + 4
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
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ANNEXE N°02 : Notion de terrain selon la bioélectronique de VINCENT
Figure n° 09 Bioélectronigramme
Source : DANZ, 2011
ANNEXE N° 03 : pH
pH
Origine du pH
pH est un sigle qui signifie potentiel d’hydrogène. Il permet de mesurer d’une façon
indirecte la concentration des ions dans la solution. Comme cette concentration a une
valeur relativement faible (inférieure à 1), alors pour une représentation plus commode, le
biochimiste danois SORENSEN a décidé d’utiliser le potentiel d’hydrogène. Et, il a donné la
formule suivante, pH = - log [ ]. (JENSEN, 2004)
En fait, le pH mesure l’acidité d’une solution. Son échelle s’étend de 0 à 14. Un pH
égal à 0 signifie que [ ]=1mol/L, c’est le plus acide et pH égal à 14 signifie que
[ ]= , est le plus alcalin et un pH égal à 7 est synonyme de neutralité.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
69
pH en aquaculture
En aquaculture, le pH est un indicateur de qualité de milieu qui permette d’apprécier la
dynamique du système marin et de la productivité naturelle. Pour le bien être des animaux, il
doit être maintenu entre 7,5 et 8,5 (AVALLE et al, 2003). Trop élevé (pH>9), il entraîne la
transformation de l’ammonium en ammoniaque qui est une substance toxique pour les
animaux. Trop acide (pH<5), il entraîne la réduction des métaux qui vont obstruer les
branchies. Cette dernière peut provoquer la mort des animaux, mais ce pH faible conduit
également à la formation de l’acide sulfurique qui est aussi une substance toxique pour les
animaux. (THERMOFISHER SCIENTIFIC, date inconnue)
Régulation du pH
La fluctuation du pH au cours de la journée est associée à la variation du taux de
dioxyde de carbone dissous dans l’eau. En effet, le est acide et il va entraîner la
diminution du pH or le taux de dans l’eau est régulé par le phénomène de photosynthèse.
Le jour, les organismes photosynthétiques vont absorber les , et la nuit, ils les rejettent.
Alors, le niveau le plus faible du pH, se rencontre durant la nuit lorsque le domine les
autres formes de carbone, le carbonate et le bicarbonate. Son niveau le plus élevé se
rencontre durant le jour où les formes alcalins du carbone (carbonate et bicarbonate) prennent
le dessus sur la forme acide (dioxyde de carbone). (BOYD et TUCKER, 1998)
De ce fait, il est très important de suivre l’évolution du pH vu qu’il prend une place
importante dans le métabolisme des êtres vivants. Une variation trop importante du pH stresse
énormément les animaux. Alors pour le bien être des différents organismes aquatiques, la
fluctuation journalière doit être maintenue à ± 0,4. Ce contrôle est nécessaire pour minimiser
l’effet toxique de l’ammoniaque et du sulfure d’hydrogène. Si le pH augmente de 2 unités,
c’est la mort assurée des animaux présents dans le bac. (BARBIER, 2010)
ANNEXE N° 04 : Température
Température
Les organismes aquatiques sont des animaux à « sang froid ». Ils régulent leur
température corporelle suivant les conditions du milieu. Alors, ils supportent un assez large
intervalle de température. Pour le Penaeus monodon, elle se situe entre 28 et 30°C. Toutes les
espèces de crevettes exigent une température minimale de 22°C mais, elle ne doit pas excéder
35 à 36°C pour éviter certains stress et un taux d’oxygène dissous trop faible. (AVALLE et al,
2003)
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
70
La température de l’eau est le facteur de croissance le plus important car elle influence
la consommation d’aliment, l’efficacité alimentaire et la fréquence de mue. Lorsque la
température augmente, la consommation d’aliment et la fréquence de mue augmentent à leur
tour, ce qui augmente l’opportunité de croissance. (HILL, 2002)
Une fois que la température tombe en dessous de 28°C, les crevettes sont moins
actives et leur taux de croissance diminue. En dessous de 20°C, elles s’alimentent moins.
Chez le Penaeus monodon, on a remarqué que la croissance est deux fois plus rapide à 30°C
qu’à 25°C. (AVALLE et al, 2003)
ANNEXE N° 05 : Salinité
Salinité
Définition
En réalité, il n’existe pas une seule et unique définition de la salinité, mais plusieurs
définitions de cette dernière sont connues : la salinité absolue, la salinité pratique, salinité de
référence. Pour l’étude menée, la définition de 1902 ou la salinité absolue a été retenue: « la
salinité est la masse en grammes des substances solides contenues dans un kilogramme d’eau
de mer, les carbonates ayant été transformés en oxyde, les bromures et iodures remplacés par
leurs équivalences en chlorures, les matières organiques oxydées ». (COPIN-MONTEGUT,
date inconnue a)
Vu que la salinité ne s’agit pas seulement de la mesure des sels dissous mais de toutes
les substances dissoutes, alors des nouvelles définitions ont été données. En 1978, la salinité
pratique est basée sur la mesure de rapport de conductivité de mer. En 2009, vient la salinité
de référence, pour corriger les erreurs entre la composition standard et la notion de salinité de
référence :
. (LE MENN, 2011)
Salinité en aquaculture
La salinité joue un rôle important dans la croissance et le développement des
organismes aquatiques. Elle intervient sur la capacité de régulation osmotique des organismes
par rapport à son environnement. (Exemple : le calcium joue un rôle dans la perméabilité des
membranes). Elle intervient également dans l’équilibre des différentes réactions chimiques
qui se passent dans l’eau et dans la solubilité de certains gaz dissous. En effet dans la pratique,
une fois que la salinité augmente, le taux d’oxygène dissous diminue. (BOYD et TUCKER,
1998)
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
71
En aquaculture de crevettes, une salinité comprise entre 15 et 25‰ est favorable pour
le grossissement de crevettes. Par contre l’écloserie doit impérativement fonctionner dans des
conditions de salinité de type océanique : 25 à 38‰. (AVALLE et al, 2003)
Des expériences récentes sur l’élevage larvaire de Lytopenaeus stylirostris ont montré
qu’un élevage larvaire mené avec une salinité de 35‰ durant tout l’élevage donne un meilleur
taux de survie. Par contre, si la phase post- larvaire est menée à 27‰, les larves affichent des
bons résultats en termes de croissance et de développement. (PHAM et al, 2011)
La salinité a aussi une influence considérable sur la mue. En effet, une forte ou une
faible salinité rallonge le phénomène de mue, ce qui rend les crevettes vulnérables à la
prédation et au cannibalisme. (CHIEN 1992 cité par HILL, 2002)
ANNEXE N°06 : Oxygène dissous
Oxygène dissous
Origine des oxygènes dissous dans l’eau
L’oxygène est présent dans l’eau sous forme de molécules gazeuses, au sein de
minuscules bulles d’air. Il provient de deux sources. La première étant l’échange avec
l’atmosphère où les molécules d’oxygène vont se diffuser de l’air vers l’eau ou de l’eau vers
l’air, selon le degré de saturation de l’eau en oxygène. Et la seconde est le phénomène de
photosynthèse où les organismes photosynthétiques libèrent de l’oxygène comme produit de
la photosynthèse durant la journée. (KUNGVANKIJ et CHUA , 1986)
Le taux d’oxygène dissous est la résultante des flux de production (diffusion de
l’oxygène atmosphérique et photosynthèse) et des flux de consommation (respiration et
dégradation des matières organiques). (MOUTIN et al, 2009)
Mesure du taux d’oxygène dissous
Pour pouvoir mesurer cette quantité d’oxygène dissous, une méthode chimique simple
proposée par WINKLER a été utilisée depuis très longtemps. Mais dû à l’avancée
technologique, une électrode à oxygène est utilisée. Les teneurs sont exprimées en moles de
par kilogramme de solution (mol/Kg). Mais dans la nécessité de l’usage, elles sont
exprimées en mg/l ou ml/l. (COPIN-MONTEGUT, date inconnue b)
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
72
Alors, pour calculer ce taux d’oxygène dissous BENSON et KRAUS en 1986, ont
proposé un algorithme qui est fonction de la température et de la salinité :
Ln = -135,29996 + 1,572288 x /T - 6,637149 x / + 1,243678 x / -
8,621061 x / - S (O,020573 – 12,142/T + 2363, l/ ).
Avec T (température) exprimée en °K et S (salinité) en ppt et (taux d’oxygène dissous) en
µmol/Kg
Taux d’oxygène dissous en aquaculture
C’est un paramètre très important au cours de l’élevage car l’oxygène sert à la
respiration des organismes aquatiques. Et que, les organismes aquat iques ont besoin d’une
certaine quantité d’oxygène pour pouvoir survivre.D’où, l’importance de l’oxygène dissous et
le suivi du taux d’oxygène dissous des bassins d’élevage.
En plus, il exerce un effet important sur la croissance et la production (taux de survie
des animaux) à cause du fait qu’il affecte directement le métabolisme et la consommation
d’aliment chez les animaux aquatiques. (KUNGVANKIJ et CHUA, 1986)
Tableau n° 10 Effet du taux d'oxygène sur le taux de survie, la production et l'indice de conversion alimentaire
Taux d’oxygène dissous
minimum (mg/l)
Taux de survie
(%)
Production (Kg/Ha) Indice de conversion
alimentaire
2,32
2,96
3,89
42
55
61
2976
3631
3975
2,64
2,21
1,96
Source : BOYD, 2010
Le taux d’oxygène dissous affecte également, la qualité d’eau d’élevage. L’oxygène
est un oxydant très puissant. Et en intervenant dans diverses réactions chimiques, il définit la
solubilité et la disponibilité de certains nutriments qui servent de nourriture pour le
phytoplancton. Alors un manque d’oxygène peut provoquer des dégâts considérables dans
l’élevage : mortalité en masse, diminution de l’appétit, inhibition de la croissance, et
apparition des gaz toxiques (ammoniaque et sulfure d’hydrogène) due à la décomposition
anaérobique des matières organiques. (BOYD, 2010)
Donc, l’éleveur a intérêt que le taux d’oxygène dissous soit au-dessus du niveau optimum
acceptable. Et pour les Crustacés (les crevettes en particulier), ce seuil est entre 3 à 4 mg/l.
(HUSSENOT, 1987)
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
73
ANNEXE n°07 : STADE DE DEVELOPPEMENT DE LA LARVE DE CREVETTES
STADE NAUPLIUS
A l'éclosion, l'œuf donne naissance à un Nauplius. La larve Nauplius est caractérisée
par la présence d’un œil médian, appelé œil nauplien, et de trois paires d’appendices à
fonction natatoire : les antennules, les antennes et les mandibules.
Il existe 6 stades naupliens successifs. Chaque stade dure 8 à 10 heures. Au début du
stade, le nauplius a une taille moyenne comprise entre 200 et 250 μm qui augmente
légèrement au cours des différentes mues. Il se déplace dans l'eau en nageant par saccade
comme le vol d'un papillon. (BARNABE et al, 1989)
Voici quelques caractères spécifiques des nauplii :
Ils sont dépourvus de bouche, ne s'alimentent pas mais se nourrissent des réserves
vitellines contenues dans l'œuf et ;
ils présentent un phototropisme positif très marqué, propriété utilisée au cours des
différentes manipulations : lors de la récolte ou du dénombrement.
Après plusieurs mues successives soit 36 heures environ, le nauplius croît jusqu'au stade Zoé.
(BEANTANANA, 1999)
Chez le genre Penaeus ou Pénéides, deux caractères morphologiques essentiels
permettent de déterminer avec précision le stade nauplien considéré : le nombre de
soies et d’épines de la furca, et le nombre de soies et d’épines placées sur l’exopode
de la deuxième antenne. (COURTIES, 1976)
Ci-après la description de chaque sous-stade nauplien selon SILAS et al en 1979 et de
COURTIES en 1976.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
74
Tableau n° 11 Spécificités des sous stades Nauplius
Sous-stade Spécificités
Nauplius I - Formule soie furcale : 1+1
- Présence d’une dent post dorsale entre les deux soies furcales
- Soies non-plumeuses
- Première paire d’antennes uniramées
- Et seconde paire d’antennes biramées : endopode et exopode
- Exopode portant 5 longues soies
- Durée : 3 à 4 heures
Nauplius II -Formule soie furcale : 1+1
-Dent post dorsale absente
-Soies plumeuses
-Raccourcissement des soies terminales de la première paire d’antennes
-Exopode portant 6 soies
-Bifurcation de la 4e soie à partir de la partie terminale de l’exopode
-Durée : 3 à 4 heures
Nauplius III -Formule soie furcale : 3+3
-Soie terminale intérieure parait plus longue que les autres soies d’A1 et les
soies latérales extérieures sont minces et courtes
-Exopode portant six plumeuses soies et une soie rudimentaire (7 soies)
-Durée : 4 à 5 heures
Nauplius IV -Formule soie furcale : 4+4
-Apparition d’un organe frontal
-Disparition des soies latérales distales d’A1 et rallongement de soie
intérieure terminale
-Début segmentation de l’exopode
-Exopode portant 9 soies
-Base de la mandibule gonflée
-Durée : 5 à 6 heures
Nauplius V -Formule furcale : 6+6
-Début de segmentation de la première paire d’antennes
-Exopode portant 9 soies
-Durée : 10 à12 heures
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
75
Nauplius VI -Formule furcale : 7+7
-Organe frontal proéminent
-Apparition carapace rudimentaire
-Exopode portant 11 soies
-Par transparence, on aperçoit une lame tranchant de la mandibule
-Durée : 15 à 24 heures
Source : SILAS et al en 1979 et de COURTIES en 1976.
ZOE
Le nauplius donne naissance à une larve capable de s'alimenter, la larve Zoé. Cette
larve possède déjà un tube digestif fonctionnel et elle se nourrit d'algues phytoplanctoniques.
Elle possède une carapace céphalothoracique distincte et un abdomen qui se termine par un
telson garni de longues soies terminales.
Trois stades Zoé successifs (zoé I, zoé II, zoé III) sont à distinguer. Ils durent chacun
plus de vingt quatre heures.
Des nombreux appendices apparaissent progressivement durant les trois sous-stades.
En même temps, leurs fonctions se diversifient. La mandibule devient un véritable appendice
masticateur. Les antennules et les maxillipèdes jouent un rôle prédominant dans la nage.
Voici quelques points de distinction des différents sous-stades Zoé lors des
observations microscopiques à part le fait que la taille augmente.
Tableau n° 12 Différents sous-stade Zoé et leurs spécificités
Sous-stade Caractéristiques Spécificités
zoé 1 - pédoncules oculaires pas encore
apparus
- deux yeux sessiles visibles sous
la carapace céphalothoracique
-Partie antérieure du corps couverte de carapace
-Partie postérieure subdivisée en deux parties : thorax
et abdomen
-Thorax composé de six segments et abdomen non
segmenté
-Furca composé de sept paires de soies
-Apparition de deux paires de maxilles et deux paires
de maxillipèdes
-A1 composé de 3segments principaux formés par 5
articles
-A2 : exopode 9-10 segment, endopode 2 segment
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
76
-Mandibule symétrique
-Durée : 36 à 48 heures
zoé 2 - à partit de ce stade les yeux sont
pédonculés
- et le rostre apparaît
-Carapace avec un rostre
-Epines supraorbitales bifides
-A2 rallongement des soies
-Mandibule non symétrique
-Durée : 36 à 48 heures
zoé 3 - Uropode binaire
- Apparition des épines dorsales
-Elongation du rostre
-Epines supraorbitales simples
-Segmentation de l’abdomen en six segments et le
dernier est prolongé par le furca
-Epine dorsale sur les cinq premiers segments, épine
latérale sur le 5e et 6e, épine ventrale sur le 6e segment
-Développement du 3e maxillipède
-Durée : 36 à 48 heures
Sources : COURTIES (1976), SILAS et al (1979)
Remarques :
lorsque les larves sont bien nourries, elles rejettent un cordon fécal constitué d'algue
non digérée.
La larve Zoé se déplace par saccade et se tient verticalement dans l'eau, la tête orientée
vers le haut. (BARNABE et al, 1989)
La larve passe par trois mues successives et arrive au stade Mysis. (Annexe n°03)
STADE MYSIS
La larve Mysis a grossièrement l’apparence d’une petite crevette. Mais, elle se
distingue facilement par la présence de pattes thoraciques natatoires démesurées et
dépourvues de pinces. Le rostre et l’appendice caudal sont bien développés. Contrairement au
stade larvaire Zoé, la larve mysis se déplace à reculons, se tient la tête en bas avec parfois de
brusques mouvement de montée.
Il existe trois sous-stades mysis successifs séparés par des mues qui différent essentiellement
par le développement et la complication des appendices abdominaux. Et, chaque stade dure
plus de 24 heures. (FRANCOIS, 2003)
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
77
Le régime alimentaire est exclusivement carnivore en particulier pour les Mysis 2 et
Mysis 3. C’est à partir de ces sous stades que commence le rajout des larves d’Artemia salina
dans leur alimentation en élevage larvaire.
Les quelques points importants pour distinguer les différents stades Mysis sont
repésentés dans le tableau suivant :
Tableau n° 13 Différents sous stades Mysis et leurs spécificités
Sous-
stades
Caractéristiques Spécificités
Mysis I - se distingue de la zoé 3 par
son telson bien développé
- bourgeonnement des
pléopodes
-Carapace avec un rostre plus long que les yeux
-Absence d’épine supraorbitale et sur le rostre
-Epines abdominales proéminentes
-Bourgeonnement des pléopodes sur les segments
abdominaux
-3e maxillipède bien développé, composé de trois
segments
-Telson portant 8 paires de soie
-Durée : 24 à 48 heures
Mysis II - pléopodes allongés et
incurvés
-Carapace céphalothoracique enserre mieux le corps
-Rostre sans épine et à la base on retrouve deux épines
supraorbitales
-Pléopodes courts et non segmentés
-Telson et uropodes biens développés
-Durée : 24 à 48 heures
Mysis III - pléopodes allongés et
segmentés
- les pléopodes servant à la
nage
-Présence d’une épine sur le rostre
-Longs pléopodes formés par deux segments
-Absence de soie sur les pléopodes
-Présence de fente sur le telson
-Durée : 28 à 48 heures
Source : SILAS et al 1979
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
78
POSTLARVES
Suite à une réelle métamorphose, la Mysis 3 donne une jeune crevette très semblable à
l'animal adulte, dénommée Postlarve. Son régime alimentaire est exclusivement carnivore,
seules les quantités de proies changent par rapport à celui du stade Mysis.
Le nombre et la disposition des dents ornant le rostre, les sculptures de la carapace
céphalothoracique permettent de distinguer les différents stades postlarvaires. Mais en élevage
industriel, à partir du stade postlarve l’âge est compté en jours et non plus en stade de mue.
Exemple : P3 = une postlarve de 3 jours.
La vie des postlarves est plutôt pélagique. Mais, elles cherchent en permanence un
contact avec le fond pour acquérir rapidement le comportement des adultes. Pour la postlarve,
la journée se divise en deux phases : une phase nocturne d’activité (Prédation, déplacement et
migration, mue) et une phase diurne de repos.
Voici quelques points pour distinguer les postlarves des mysis :
pour les postlarves la première paire de péréiopode sont munies de pinces ;
apparition de soie sur les pléopodes ;
les postlarves en position horizontale dans l'eau avec la tête légèrement orientée vers le
haut en se déplaçant vers l'avant.
Tableau n° 14 Spécificités des postlarves
Postlarve Spécificités
Postlarve 1 -Rostre avec une seule épine
-Réduction de la taille de l’épine supraorbitale
-Chélipèdes fonctionnels
-Pléopodes ciliés
Source : SILAS et al 1979
Arrivées en P8 (postlarve âgée de Huit jours), les larves sont transférées en nurserie.
Elles y restent pendant quelques jours. Puis, elles sont transférées en bassin de pré-
grossissement à l’âge P15. Ce séjour en nurserie est nécessaire pour acclimater les larves avec
les conditions de la ferme.
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
79
Phase juvéniles
Les jeunes crevettes ou juvéniles se caractérisent par une croissance exponentielle très
marquée jusqu’à la phase adulte. La formule rostrale et le système respiratoire sont complets.
Les jeunes crevettes manifestent toute une activité nocturne très importante et une activité
diurne réduite. Elles possèdent un corps transparent.
Phase adulte
L’acquisition de la morphologie définitive est atteinte environ deux mois après
l’éclosion lorsque les caractères apparaissent et l’animal atteint la maturité sexuelle quelques
mois plus tard. (RAMANANKATENAINA, 2004
ANNEXE n°08 : Spécificité des différents stades d’élevage larvaire
Figure n° 10 Sous-stades Nauplius
Source : FRANCOIS, 2003
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
80
Figure n° 11 Sous-stades Zoé
Source : FRANCOIS, 2003
Figure n° 12 Sous-stades Mysis
Source : FRANCOIS, 2003
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
81
Figure n° 13 Postlarve
Source : FRANCOIS, 2003
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
82
ANNEXE N° 09 : Résultats des expérimentations
Tableau n° 15 Entre le pH et le potentiel redox
Exp 1 Exp 2 Exp 3 Exp 1, Exp 2
et Exp 3
Exp art 3 et
algue 1
Exp art 4 Exp algue 2
pH E pH E pH E pH E pH E pH E pH E
Résultats
8,13
7,46
8,13
7,9
7,92
8
7,79
6,82
226
149
214
158
161
168
168
180
8,2
7,93 8
7,8
7,7 7,95
7,01 6,8
6,18
215
142 144
142
142 144
160 160
170
8,55
8,3 8,26
7,96
7,73 7,89
8,03 7,1
6,96
6,75 7,79
201
203 202
214
237 229
228 239
226
231 221
6,18
6,75 6,8
6,82
6,96 7,01
7,1 7,46
7,7
7,73 7,79
7,79 7,8
7,89
7,9 7,92
7,93 7,95
7,96
8 8
8,03 8,13
8,13
8,2 8,26
8,3 8,55
170
231 160
180
226 160
239 149
142
237 168
221 142
229
158 161
142 144
214
168 144
228 226
214
215 202
203 201
7,98
8,08
8,1
8,1
8,13
8,13
8,13
8,13
8,14
8,14
8,15
8,16
8,18
8,28
201
235
246
197
205
204
177
176
231
182
174
181
201
193
8,13
7,8
7,8
7,84
7,86
7,86
7,88
8,08
8,09
8,13
8,13
8,14
8,14
8,14
8,17
218
208
196
194
188
104
153
225
217
218
200
207
192
192
197
7,96
7,99
8,01
8,09
8,11
8,11
8,14
8,14
8,16
8,18
8,18
8,18
8,2
8,23
8,29
115
132
137
142
167
187
189
198
189
183
194
185
183
189
177
Source : Auteur, 2012
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
83
Tableau n° 16 Entre le taux d'oxygène dissous et le redox
Exp 1 Exp 2 Exp 3 Exp 4 Exp 5 Exp 6 M. oxydés M. réduits
Résultats O2 E O2 E O2 E O2 E O2 E O2 E O2 E O2 E
7,8
7,5
7,1
6,53
3,3 7,15
7,83
7,84
7,7
212
203
208
209
214
209
196
197
205
6
6,1
6,2
6,38
6,77
6,94
7,05
7,12
183
172
179
177
181
171
181
184
7,22
7,69
7,59
4,44
3,06
5,43
6,91
7,33
7,4
174
188
184
223
203
178
167
163
157
6,15
6,3
6,69
7,12
7,04
7
6,75
6,4
5,4
183
182
178
181
181
178
178
183
187
6,4
3,81
5,96
6,51
6,36
6,57
170
204
190
193
187
170
3,27
4,78
5,01
5,95
6,04
6,24
6,38
6,51
6,6
6,6
6,86
6,94
7,03
7,11
7,2
7,22
7,27
7,28
218
225
211
215
213
219
207
203
214
202
193
197
191
201
197
197
194
194
7,8
7,5
7,1
6,53
3,3
7,15
7,83
7,84
7,7
3,27
4,78
5,01
5,95
6,04
6,24
6,38
6,51
6,6
6,6
6,86
6,94
7,03
7,11
7,2
7,22
7,27
7,28
212
203
208
209
214
209
196
197
205
218
225
211
215
213
219
207
203
214
202
193
197
191
201
197
197
194
194
6
6,1
6,2
6,38
6,77
6,94
7,05
7,12
6,15
6,3
6,69
7,12
7,04
7
6,75
6,4
5,4
7,22
7,69
7,59
4,44
3,06
5,43
6,91
7,33
7,4
6,4
3,81
5,96
6,51
6,36
6,57
183
172
179
177
181
171
181
184
183
182
178
181
181
178
178
183
187
174
188
184
223
203
178
167
163
157
170
204
190
193
187
170
Source : Auteur, 2012
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
84
Tableau n° 17 Entre la salinité et le redox
Exp 1 Exp 2 Exp 3 Exp 4 Résultats
Résultats Salinité redox Salinité redox Salinité redox Salinité redox Salinité redox
34,28
30
32,72
25,71
8,3
30
33,6
225
208
204
206
197
213
273
0
30
31
32
32
33
34
34
35
36
157
214
193
199
217
200
191
226
205
206
0
30
31
32
33
34
35
36
177
206
210
212
216
216
217
218
0
30
31
32
33
34
35
36
200
208
215
223
229
240
260
289
0
0
0
8,3
25,71
30
30
30
30
30
31
31
31
32
32
32
32
32,72
33
33
33
33,6
34
34
34
34
34,28
35
35
35
36
36
36
157
177
200
197
206
208
213
214
206
208
193
210
215
199
217
212
223
204
200
216
229
273
191
226
216
240
225
205
217
260
206
218
289
corrélatio
n
0,5 0,8 0,99 0,59 0,55
Source : Auteur, 2012
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
85
Tableau n° 18 Suivi de la température et du potentiel redox du Bio-essai
AM
PM
Moyenne de T°
(°C)
Moyenne de
REDOX
Moyenne de T°
(°C)
Moyenne de
REDOX Ecart T°
Ecart
redox
29,65 194,50 30,50 193,00 0,85 -1,50
29,95 187,50 30,45 191,50 0,50 4,00
30,25 190,00 30,60 195,50 0,35 5,50
30,50 197,00 31,05 199,50 0,55 2,50
30,00 197,00 29,85 204,00 -0,15 7,00
29,50 199,00 29,95 198,00 0,45 -1,00
28,90 204,33 29,23 207,00 0,33 2,67
29,23 198,33 29,70 198,00 0,47 -0,33
29,27 205,00 29,63 198,67 0,37 -6,33
29,50 189,67 29,50 189,67 0,00 0,00
29,27 192,00 29,53 192,00 0,27 0,00
29,13 200,00 29,47 197,67 0,33 -2,33
28,43 194,67 28,77 183,67 0,33 -11,00
28,30 187,00 29,13 185,00 0,83 -2,00
30,60 177,67 30,10 180,33 -0,50 2,67
29,33 187,67 29,20 184,00 -0,13 -3,67
29,60 205,00 29,80 206,00 0,20 1,00
29,70 196,00 29,70 196,00 0,00 0,00
29,70 190,00 29,80 198,00 0,10 8,00
30,20 185,00 30,10 187,00 -0,10 2,00
30,00 185,00 30,20 189,00 0,20 4,00
29,60 184,00 29,70 176,00 0,10 -8,00
29,50 173,00 29,50 171,00 0,00 -2,00
29,50 174,00 29,70 175,00 0,20 1,00
29,75 191,50 30,05 190,00 0,30 -1,50
30,05 193,00 30,40 186,00 0,35 -7,00
29,95 185,50 30,00 188,50 0,05 3,00
29,97 194,67 30,47 192,33 0,50 -2,33
28,93 177,00 29,83 186,33 0,90 9,33
30,37 189,67 30,37 186,00 0,00 -3,67
29,63 188,00 29,60 184,33 -0,03 -3,67
29,40 195,00 29,40 193,00 0,00 -2,00
30,10 189,00 30,10 189,00 0,00 0,00
30,15 193,50 30,25 191,00 0,10 -2,50
30,00 189,50 30,30 193,00 0,30 3,50
29,55 198,50 29,75 201,00 0,20 2,50
29,80 203,50 30,00 197,00 0,20 -6,50
29,55 204,00 29,85 198,00 0,30 -6,00
29,50 196,50 29,75 202,50 0,25 6,00
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
86
29,23 200,00 29,63 202,67 0,40 2,67
29,03 199,67 29,03 199,67 0,00 0,00
28,55 202,50 28,85 202,50 0,30 0,00
28,27 202,00 28,80 209,33 0,53 7,33
29,70 206,00 30,05 195,50 0,35 -10,50
29,97 197,00 30,17 201,67 0,20 4,67
30,20 200,67 30,03 203,67 -0,17 3,00
29,27 195,00 29,67 192,67 0,40 -2,33
29,87 192,67 29,97 194,33 0,10 1,67
29,17 195,00 29,33 188,33 0,17 -6,67
29,97 196,67 30,27 192,00 0,30 -4,67
30,47 187,33 30,57 185,67 0,10 -1,67
30,57 187,33 30,57 183,67 0,00 -3,67
29,63 190,00 29,67 185,00 0,03 -5,00
29,00 188,33 29,07 186,00 0,07 -2,33
29,63 185,33 29,83 181,33 0,20 -4,00
29,25 183,50 29,65 181,50 0,40 -2,00
29,75 186,00 29,95 185,00 0,20 -1,00
29,75 180,00 29,75 180,00 0,00 0,00
29,30 176,00 29,50 181,50 0,20 5,50
Source : Auteur, 2012
Tableau n° 19 Suivi de la température et du potentiel redox du cycle 48
AM PM
Moyenne de
T° (°C)
Moyenne de
REDOX
Moyenne de T°
(°C)
Moyenne de
REDOX
Ecart
T°
Ecart
redox
29,70 112,67 29,60 140,00 -0,10 27,33
29,88 117,75 30,19 114,75 0,31 -3,00
29,74 124,00 29,83 122,67 0,09 -1,33
29,74 124,22 29,81 121,56 0,07 -2,67
29,95 129,64 30,04 129,00 0,09 -0,64
29,91 125,50 29,60 155,00 -0,31 29,50
29,83 127,58 29,93 125,92 0,10 -1,67
29,70 149,00 29,90 156,00 0,20 7,00
29,80 142,62 29,77 138,36 -0,03 -4,26
29,89 167,47 29,84 155,54 -0,05 -11,93
29,73 177,42 28,88 138,20 -0,85 -39,22
29,68 179,17 29,65 168,47 -0,04 -10,70
29,62 169,88 29,71 172,12 0,09 2,24
29,95 171,00 30,00 176,50 0,05 5,50
29,56 177,25 29,70 180,40 0,14 3,15
29,72 176,18 29,94 177,06 0,22 0,88
31,48 175,94 31,60 176,53 0,12 0,59
29,63 179,00 29,76 179,06 0,13 0,06
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
87
29,44 181,60 29,72 175,20 0,28 -6,40
29,57 176,07 29,85 156,00 0,29 -20,07
29,57 180,80 29,55 178,20 -0,01 -2,60
29,41 180,14 29,64 280,50 0,22 100,36
29,92 185,00 29,87 184,38 -0,05 -0,62
29,74 209,57 29,84 182,64 0,10 -26,93
29,91 188,13 29,91 185,44 0,00 -2,69
29,79 190,57 29,91 187,29 0,11 -3,29
29,61 187,00 29,80 184,75 0,19 -2,25
29,66 184,94 30,06 184,35 0,39 -0,59
29,93 190,00 29,74 186,05 -0,19 -3,95
29,42 187,65 29,67 186,20 0,25 -1,45
29,78 181,40 29,59 173,07 -0,19 -8,33
29,27 183,41 29,41 182,12 0,14 -1,29
29,63 184,94 29,70 185,67 0,07 0,72
29,56 181,00 29,82 185,79 0,26 4,79
29,62 185,95 30,08 182,74 0,46 -3,21
29,83 175,00 30,00 174,18 0,18 -0,82
29,83 180,14 29,90 182,70 0,07 2,56
29,84 179,21 29,89 175,84 0,05 -3,37
29,96 179,56 30,11 180,06 0,15 0,50
29,94 178,00 30,01 172,59 0,07 -5,41
30,11 176,82 29,90 176,18 -0,21 -0,65
29,85 185,06 29,98 183,00 0,13 -2,06
29,72 187,93 29,79 185,73 0,07 -2,20
29,90 188,00 29,89 185,44 -0,01 -2,56
29,89 186,35 29,89 186,47 -0,01 0,12
29,79 190,39 29,87 189,72 0,07 -0,67
29,57 189,38 29,71 187,75 0,14 -1,63
29,85 189,94 29,79 183,76 -0,06 -6,18
29,54 186,29 28,16 184,71 -1,38 -1,59
29,84 186,94 29,29 181,56 -0,54 -5,39
29,48 190,88 29,59 187,24 0,11 -3,65
29,78 189,25 29,81 188,19 0,02 -1,06
29,77 185,87 29,69 178,87 -0,08 -7,00
29,84 180,71 29,86 182,86 0,01 2,14
30,18 179,31 30,16 178,77 -0,02 -0,54
29,99 176,08 29,97 179,77 -0,02 3,69
29,89 174,00 29,87 174,15 -0,02 0,15
29,89 175,17 29,96 171,42 0,07 -3,75
29,97 172,17 30,01 168,92 0,04 -3,25
30,21 165,10 30,08 165,10 -0,13 0,00
30,11 166,00 30,17 161,60 0,06 -4,40
26,80 162,00 30,09 159,25 3,29 -2,75
30,02 166,80 30,04 168,80 0,02 2,00
28,05 168,50 29,95 171,00 1,90 2,50
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
88
30,05 169,50 29,95 180,00 -0,10 10,50
29,90 166,50 30,05 172,00 0,15 5,50
Source : Auteur, 2012
Tableau n° 20 Suivi de la température et du potentiel redox du cycle 47
AM PM
Moyenne de
REDOX
Moyenne de
T°
Moyenne de
REDOX
Moyenne de
T° Ecart T°
Ecart
redox
177,36 29,71 165,00 29,91 0,19 -12,36
167,56 29,42 172,90 29,40 -0,02 5,34
181,76 29,59 170,94 29,79 0,21 -10,82
165,24 29,54 178,25 29,96 0,42 13,01
183,00 29,84 183,93 30,17 0,33 0,93
173,85 29,69 185,86 30,27 0,59 12,01
190,82 30,07 190,00 30,45 0,38 -0,82
191,60 30,20 189,75 30,25 0,05 -1,85
191,20 30,09 186,30 30,00 -0,09 -4,90
186,40 29,78 185,55 30,08 0,30 -0,85
187,95 29,85 183,70 29,96 0,11 -4,25
184,85 29,68 180,00 29,88 0,20 -4,85
183,89 29,69 182,61 29,90 0,21 -1,28
187,50 29,59 185,25 29,28 -0,31 -2,25
183,21 29,11 183,50 29,59 0,49 0,29
183,00 29,83 181,82 29,92 0,09 -1,18
182,00 29,87 185,38 29,77 -0,10 3,38
179,40 29,57 179,90 29,67 0,10 0,50
181,40 29,46 180,50 29,72 0,26 -0,90
180,00 29,65 174,00 29,95 0,30 -6,00
176,80 29,71 176,80 29,79 0,08 0,00
175,00 29,59 175,33 29,69 0,10 0,33
179,00 29,33 176,57 29,53 0,20 -2,43
179,43 28,93 175,86 28,84 -0,09 -3,57
181,40 28,42 177,20 28,58 0,16 -4,20
197,33 28,10 180,67 28,60 0,50 -16,67
185,33 28,10 185,33 28,10 0,00 0,00
185,33 28,13 188,00 27,30 -0,83 2,67
Source : Auteur, 2012
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
89
ANNEXE N°10 : Résultats de suivi du potentiel redox
Tableau n° 21 Synthèse de suivi du potentiel redox
stade SUIVI REDOX REDOX BIO-ESSAI REDOX CYCLE 47
Nii 198,99 201,75 197,93
Nii/Z1 195,60 203,89 199,80
Z1 187,00 197,25 192,91
Z1/Z2 180,24 194,33 185,36
Z2 181,26 191,95 184,54
Z2/Z3 180,99 189,83 182,50
Z3 181,68 192,73 182,19
Z3/M1 185,68 194,93 186,72
M1 185,57 193,50 188,21
M1/M2 183,69 191,64 185,46
M2 181,88 184,17 186,46
M2/M3 181,75 188,85 184,41
M3 181,73 197,50 184,50
M3/PL1 180,35 187,55 183,09
PL1 180,43 186,50 182,43
PL2 178,82 190,25 180,80
PL3 177,26 191,63 178,78
PL4 175,99 189,50 177,10
PL5 174,53 185,93 176,90
PL6 173,22 184,06 178,05
PL7 173,52 186,33 180,08
Source : Ateur, 2012
ANNEXE N° 11 : Analyse statistique entre le cycle 47 et cycle 48
Tableau n° 22 Comparaison de variance
Rapport F
valeur observée
Rapport F
valeur critique
DDL1 DDL2 p-value Alpha
1,089 2,464 20 20 0,85 0,05
Source : Auteur, 2012
Tableau n° 23 Comparaison des moyennes
Différence T (Valeur
observée)
|t| (Valeur
critique)
DDL p-value
(bilatérale)
alpha
2,762 1,434 2,021 40 0,159 0,05
Source : Auteur, 2012
Suivi de l’évolution du potentiel redox au cours de l’élevage larvaire cas de l’écloserie de l’OSO FARMING LGA
90
ANNEXE N° 12 : Analyse statistique entre le cycle 48 et le Bio-essai
Tableau n° 24 Comparaison de variance
Rapport F (valeur observée) Rapport F (valeur critique) DDL1 DDL2 p-value alpha
1,409 2,264 20 20 0,45 0,05
Source : Auteur, 2012
Tableau n° 25 Comparaison des moyennes
Différence T (Valeur
observée)
|t| (Valeur
critique)
DDL p-value
(bilatérale)
alpha
9,708 5,339 2,021 40 < 0,0001 0,05
Source : Auteur, 2012
ANNEXE N°13 : Analyse statistique entre le cycle 47 et le bio-essai
Tableau n° 26 Comparaison de variance
Rapport F (valeur observée) Rapport F (valeur critique) DDL1 DDL2 p-value alpha
1,409 2,264 20 20 0,57 0,05
Source : Auteur, 2012
Tableau n° 27 Comparaison des moyennes
Différence T (Valeur
observée)
|t| (Valeur
critique)
DDL p-value
(bilatérale)
alpha
6,947 3,918 2,021 40 < 0,0003 0,05
Source : Auteur, 2012