Bol. San. Veg. Plagas, 24: 57-66, 1998

Spinosad y azadiractina: efectos de dos plaguicidasde origen natural en el chinche depredadorPodisus maculiventris (Say) (Hemiptera: Pentatomidae)

E. VIÑUELA, A. ADÁN, M. GONZÁLEZ, F. BUDIA, G. SMAGGHE y P. DEL ESTAL

Se ha estudiado en laboratorio la toxicidad del spinosad y azadiractina, para el depre-dador Podisus maculiventris (Say). Los insecticidas se suministraron a las ninfas de últi-mo estadio en el agua de beber o tópicamente, a dosis entre 15 y 300 mg/1 de spinosad oentre 10 y 1.000 mg/1 de azadiractina. Spinosad produjo una importante mortalidad ninfalen los dos tratamientos, tópicamente desde 50 mg/1, y por ingestión desde 15 mg/1. En elcaso de la azadiractina, via oral, también se observó, desde una dosis de 25 mg/1, unamortalidad ninfal significativa, pero tópicamente este insecticida no redujo la supervi-vencia de las ninfas, aunque en la emergencia si se observaron malformaciones signifi-cativas en los adultos.

E. VIÑUELA, A. ADÁN, M. GONZÁLEZ, F. BUDIA y P. DEL ESTAL: Protección de Culti-vos. E.T.S.I.Agrónomos. 28040-Madrid.G. SMAGGHE: Laboratory of Agrozoology. Faculty of Agricultural and Applied Biolo-gical Sciences. Coupure Links 653. B-9000 Gent (Bélgica).

Palabras clave: Efectos secundarios, mortalidad, alteraciones en la muda, azadirac-tina, spinosad, Podisus maculiventris

INTRODUCCIÓN

Los plaguicidas pueden modificar las re-laciones entre especies en los ecosistemas,como ya se ha puesto de manifiesto repeti-das veces (PiMENTEL, 1992) y como ade-más, en general, los depredadores y parasi-toides sufren mayores mortalidades que sushuéspedes fitófagos cuando aplicamos untratamiento a los cultivos (CROFT, 1990),para el uso conjunto de plaguicidas y enemi-gos naturales en programas de manejo inte-grado (IPM), no queda más remedio que es-tablecer previamente la compatibilidad entreellos (BARRET et al, 1994).

Para este conocimiento, el procedimientohabitual es estudiar en laboratorio la toxici-dad por contacto residual de los productossobre los parasitoides y depredadores (HAS-SAN, 1994). Sin embargo, las posibles vías

de entrada del tóxico en el enemigo son mu-chas, por lo que es necesario ensayar tam-bién métodos complementarios que repro-duzcan en parte lo que ocurre en el cultivo(CROFT, 1990; VIÑUELA y JACAS, 1993).

Podisus maculiventris (Say) es un penta-tómido depredador generalista, originariode América del Norte, al que se está pres-tando atención por el gran potencial quepresenta para el control de diversos noctui-dos plaga, así como de diversas especies decoleópteros (McPHERSON, 1982; DECLERQ

etai, 1995).Spinosad es un compuesto natural produ-

cido por el actinomiceto del suelo Saccha-ropolyspora spinosa Mertz y Yao, con unatoxicidad muy baja en mamíferos. Su modode acción afecta al sistema nervioso, pero deforma diferente a otros neurotóxicos, desco-nociéndose todavía como actúa a nivel rao-

lecular. Tiene un espectro de actividad va-riable en los distintos ordenes de insectos, yactúa tanto por contacto como por ingestión(ADÁN et al, 1996; BRET et al, 1997). Estamateria activa se utiliza ya comercialmenteen los Estados Unidos, aunque todavía no seha registrado en Europa.

La azadiractina es el compuesto más acti-vo desde el punto de vista insecticida que seobtiene del árbol del Neem {Azadirachta in-dica A. Juss) (DORN, 1995). Actúa como unregulador de crecimiento, interfiriendo en elsistema hormonal del insecto y tiene un am-plio espectro de actividad (SCHMUTTERER,1995, Ruiz et al, 1996). Hasta la fecha, elúnico compuesto registrado con esta materiaactiva, en nuestro país es el Align®.

Estas dos materias activas son compati-bles con un gran número de enemigos natu-rales por lo que parecen ser candidatos idea-les para ser usados en programas de IPM(Ruiz et al, 1996; VIÑUELA et al, 1996;SCHOONOVER y LARSON, 1995; PETERSONetal, 1997).

El presente trabajo expone los resultadosde la aplicación en laboratorio de estos in-secticidas de origen natural sobre el depre-dador P. maculiventris, con el fin de estu-diar su sensibilidad hacia estos compuestos.

MATERIALES Y MÉTODOS

Insectos

Los ensayos se realizaron con una pobla-ción de P. maculiventris, criada en laborato-rio bajos condiciones ambientales constan-tes en temperatura (25 ± 5 °C), humedad re-lativa (75 ± 5%) y fotoperiodo (16 horasluz), siguiendo un método adaptado del deDECLERQeía/. (1988).

La alimentación de ninfas y adultos, a ex-cepción del primer estadio ninfal que sólonecesita beber, consistió en orugas de distin-tas especies de noctuidos criadas en labora-torio: Spodoptera littoralis (Boisduval), 5.exigua (Hübner) y Mythimna umbrigera(Saalmüller) (figura 1). El número de presas

suministradas al depredador se incrementaal avanzar su desarrollo, de forma que paralas ninfas de último estadio (N5) y adultos,la proporción fue de 1:1, y se reponían cada1-2 días. Los bebederos consistían en pe-queños contenedores rellenos con papel defiltro humedecido en agua destilada. Sedebe vigilar que estén siempre húmedos,pues éste es un factor crítico para la cría deesta especie.

Las cajas de cría (32 x 22 cm) con tapasventiladas, contenían un número de indivi-duos variable según el estado de desarrollo,y que se reducía al avanzar éste, para evitarel canibalismo; por ejemplo en el estadoadulto, se colocaban alrededor de 50 indivi-duos. También con el mismo objetivo, seañadieron papeles plegados que sirvieran derefugio y aumentasen el espacio disponible.Para la recolección de la puesta se introdu-cían en las cajas una o dos capas de gasafina, donde la hembra del chinche preferíadepositar los huevos.

Insecticidas

Los productos empleados fueron: Tracer®(DowElanco, registrado en EE.UU.) unasuspensión concentrada con una riqueza enspinosad del 48% y Align® (Sipcam Ina-gra), un líquido emulsionable con una rique-za en azadiractina del 3,2%. En los trata-mientos se emplearon como disolventesagua destilada cuando los productos se apli-caron vía oral y acetona para el caso de lasaplicaciones tópicas.

Ensayos

Se trataron siempre ninfas de quinto esta-dio recién mudadas. Para evitar muertes porcanibalismo, se individualizó a cada ninfaen cajas Petri (9 cm de diámetro) forradascon papel de filtro absorbente, y con un be-bedero (2,5 cm de diámetro) y una oruga deúltimo estadio de S. littoralis que se reponíadiariamente. A estas orugas se les manipuló

Fig. 1 .-Ninfa de P. macuHveníris alimentándose de una oruga de M. umbrigera.

la cápsula cefálica con unas pinzas duras,inmediatamente antes de introducirlas en lascajas Petri, con el fin de que no atacasen aldepredador debilitado por los efectos de losinsecticidas o al mudar. El número de repe-ticiones fue de 4 y en cada unidad muestralse emplearon de 15 a 20 ninfas.

Para el tratamiento tópico se depositó en laregión dorsal del tórax, 1 ul de solución in-secticida, con un aplicador manual de la casaBurkard. El peso medio de las ninfas trata-das fue de 0,029 ± 0,001 g en el tratamientocon azadiractina, y de 0,027 ± 0,0014 g en elde spinosad. Las concentraciones variaronen un rango de 50 a 300 mg/1 para spinosady de 100 a 1000 mg/1 para azadiractina.

En el tratamiento por ingestión, los insec-ticidas se suministraron a través de los bebe-deros, a razón de 1,5 mi de la solución cadadía, de forma que las ninfas lo ingirieron adlibitum. Las primeras 24 horas antes del tra-tamiento, se individualizaron sin dieta, para

asegurarnos que bebiesen en el bebedero.Las concentraciones se acotaron en un inter-valo de 15 a 75 mg/1 en el caso de spinosady 10 a 200 mg/1 de azadiractina.

Análisis estadístico

Para evaluar la toxicidad de los dos pro-ductos se estudió la mortalidad ninfal, la du-ración del estadio, la mortalidad y las mal-formaciones en la muda, y si estas malfor-maciones se presentaban de forma generali-zada, la mortalidad de los adultos en los pri-meros 6 días de vida.

Los resultados obtenidos se analizaron conel test de igualdad de varianzas unifactorial(ANOVA) y el test de comparación de me-dias (LSD), para un nivel de significacióndel 5%. Cuando el test F no fue significati-vo, se empleó el test de Bonferroni para se-

parar las medias (STSC, 1987). También, enlos casos que fue posible, se realizó el análi-sis probit para obtener las dosis letales (tra-bajando también con un 5 ó 10% de nivel designificación) (LEORA SOFTWARD, 1987).

RESULTADOS

Tratamientos vía oral

Spinosad

Este insecticida tuvo un importante efectotóxico sobre las ninfas de P. maculiventrispor ingestión. Como puede verse en el cua-dro 1, a una concentración relativamentebaja, 15 mg/1 la mortalidad ninfal fue del

48,8% y para el resto de las dosis práctica-mente suprimió la emergencia de adultos.

Este efecto tóxico se manifestó con bas-tante rapidez. Para la concentración mayorempleada, 75 mg/1, la mortalidad fue del73% al tercer día de tratamiento, y del 100%en el octavo. Con los datos de la mortalidadninfal en los días 4 y 6 de tratamiento pudie-ron ajustarse las rectas de regresión probit ycalcularse las dosis letales (cuadro 2).

No fue posible comparar la duración delquinto estadio ninfal del testigo con el delos individuos tratados, debido a la rápidamortalidad producida en estos últimos. Sólopara la dosis más baja se hizo el recuento yno hubo diferencias significativas (en elcaso del control el periodo ninfal medioduró 10,8 ±0,1 días y para 15 mg/1 duró11,3 ± 0,3). Tampoco se observaron adultosmalformados.

Cuadro 1 .-Toxicidad de spinosad, para ninfas N5 de P. maculiventris, suministrado vía oral

Dosis mg/1 Mortalidadninfal (%)

Los datos (medias ± error estándar) seguidos de la misma letra, indican que no hubo diferencias significativas entrelas dosis (p = 0,05; ANOVA, LSD).

Cuadro 2-Parámetros de las rectas de regresión ponderadas probit para la mortalidad ninfal,a distintos intervalos, en los tratamientos de ninfas de P. maculiventris vía oral

con spinosad y azadiractina

Insecticida Tratamiento b ± S.E. X2 d.f. DL50(mg/l) Límites fiduciales

SpinosadSpinosadAzadiractinaTest de paralelismo

* Probabilidad del 95%.** Probabilidad del 90%.*** Las 3 rectas fueron estadísticamente iguales (P = 0,05; PROBIT).

Azadiractina

En el cuadro 3, se recoge la mortalidadninfal de este tratamiento. Desde 25 mg/1los valores obtenidos difieren significativa-mente de los del testigo, y para la mayordosis empleada, 200 mg/1, la mortalidad su-pera el 90%. Con estos valores, correspon-dientes al día 17 de iniciarse el ensayo, seobtuvo un valor de la DL50 muy parecido alos obtenidos con spinosad los días 4 y 6(cuadro 2). De hecho al realizar la compara-ción de las tres rectas de regresión pondera-da, el test de igualdad de rectas se aceptó, loque quiere decir que estos valores no difie-ren significativamente al 5% (cuadro 2).

Respecto a la duración del quinto estadioninfal (cuadro 3), aunque de forma propor-cional a la dosis aplicada hay una tendencia

al incremento del tiempo, el test F no fuesignificativo para una probabilidad del 95%.También se observaron algunas malforma-ciones en los adultos emergidos, pero fueronescasas y no se contabilizaron.

Tratamientos tópicos

Spinosad

La aplicación tópica del producto, causauna importante mortalidad ninfal del depre-dador (cuadro 4) pero de menor intensidadque el tratamiento vía oral, ad libitum, conel mismo insecticida. Así, para concentra-ciones muy parecidas, 50 mg/1 tópicamentey 45 mg/1 por ingestión, se observó unamortalidad del 61,7% y 93,3% respectiva-

Cuadro 3.-Efectos de la azadiractina, suministrado vía oral a ninfas N5 de P. maculiventris.Mortalidad ninfal y duración del 5o estadio

Los datos (medias ± error estándar) dentro de la misma columna con distinta letra, difieren para un nivel de signifi-cación del 5%.

* (ANOVA, LSD); ** Este parámetro fue calculado únicamente para las ninfas que vivieron hasta el 8o día, momentoen el que los controles comenzaben a mudar (ANOVA, BONFERRONI).

Cuadro 4.-Toxicidad de spinosad para el 5o estadio ninfal de P. maculiventris, por aplicación tópica

Dosis mg/1 Mortalidadninfal (%)

Los datos (medias ± error estándar) seguidos de la misma letra, indican que no hubo diferencias significativas entrelas dosis (p = 0,05). ANOVA, LSD.

mente. Tampoco en este tratamiento pudoestimarse la duración del quinto estadio nin-fal en función de la dosis aplicada, porqueno hubo suficiente número de ninfas super-vivientes para realizar el recuento. Igual-mente, spinosad aplicado tópicamente nocauso malformaciones en los chinches quemudaron a adultos.

Azadiractina

En el cuadro 5, se dan los datos de morta-lidad de las ninfas así como los efectos en eldesarrollo posterior de los chinches. Al con-trario de lo observado en los otros trata-mientos, la azadiractina aplicada tópicamen-te no causó apenas mortalidad ninfal (para1.000 mg/1 sólo murió un 13%). Tampocose registró una mortalidad significativa en lamuda previa a la emergencia de adultos,pero si causó un elevado número (superioral 50 % para todas las dosis) de importantesmalformaciones en dichos adultos, talescomo (figuras 2, 3 y 4): plegamiento incom-pleto de las alas, restos del exuvio adheridoal cuerpo, gotas de hemolinfa pegadas alcuerpo, coloraciones anómalas en las mem-branas alares, pronoto asimétrico, o una me-lanización anormal.

Sin embargo estas malformaciones noafectaron a la supervivencia inmediata (hasta

el día 6) de los chinches adultos, porque apesar que se registró alguna muerte en losindividuos afectados, y ninguna en el con-trol, las diferencias no fueron significativas.Lo mismo ocurrió respecto a la duración delestadio ninfal, muy similar a la del trata-miento via oral con azadiractina, e igualmen-te sin efecto claro en cuanto a un posiblealargamiento de este período.

DISCUSIÓN

Para las condiciones ensayadas ningunode los tratamientos realizados con spinosado azadiractina fueron inocuos sobre P. ma-culiventris. Los dos insecticidas resultaronmás tóxicos cuando el chinche los bebió enel agua que cuando penetraron a través deltegumento. Aplicado por ingestión, spino-sad tuvo un efecto tóxico a los cuatro díasequivalente al que tuvo la azadiractina alfinal del tratamiento, 17 días, como revela lacomparación de las rectas probit. Estos re-sultados son comprensibles considerando eldistinto modo de acción de las dos materiasactivas. Spinosad es un neurotóxico, y comotal, tiene un buen efecto de choque, comohemos podido comprobar en tratamientos si-milares con otras especies como Ceratitiscapita (Wied) y Opius concolor Szèpligeti(ADÁN et al. 1996; GONZÁLEZ, comunica-

Cuadro 5.-Toxicidad de azadiractina, por aplicación tópica para ninfas N5 de P. maculiventris.Mortalidad ninfal y efectos en el desarrollo posterior

Los datos (medias ± error estándar) dentro de cada columna, seguidos de la misma letra no difieren significativa-mente al 5%.

* ANOVA,LSD.

** ANOVA, Bonferroni.

Fig. 2.-Adulto malformado de P. maculiventris,como consecuencia del tratamiento por ingestión

con azadiractina (10 mg/1) de ninfas de quinto estadio.

Fig. 3.-Adulto de P. maculiventris, con malformacionescomo consecuencia del tratamiento tópico

con azadiractina (50 mg/1) de ninfas de quinto estadio.

ción personal). Azadiractina, en cambio, esun regulador de crecimiento de los insectos(RCI), y como tal, su actividad insecticidatarda un tiempo en manifestarse.

En cualquier caso, al final del tratamientola toxicidad de spinosad (a los 13 días) fuemayor que la de azadiractina (a los 17 días),ya que aquella suprimió prácticamente laemergencia de adultos desde una concentra-ción de 30 mg/1, y para el caso de la azadi-ractina, estos resultados sólo se alcanzaron auna dosis mucho más elevada, 200 mg/1.

Al igual que en el tratamiento por inges-tión, spinosad aplicado tópicamente resultóbastante tóxico para las ninfas del chinche,desde la concentración más pequeña, 50mg/1, aunque los efectos fueron menos drás-ticos que en el primer caso, y no se suprimiótotalmente la emergencia de adultos. Hastala fecha, se ha publicado muy poco de esteinsecticida, especialmente sobre su eficaciaen heterópteros. En ensayos residuales delaboratorio sobre adultos del antócoridoOrius insidiosus (Say) se obtuvo una DL5() alas 24 horas de 200 ppm (SCHOONOVER yLARSON, 1995).

Tópicamente, la azadiractina tan sólo pro-dujo efectos subletales en el desarrollo delchinche. Por el contrario, RIBA y MARTÍ(1996) observaron una importante mortali-dad ninfal a concentraciones de 0,2 y 0,5ug/insecto, al tratar tópicamente el quintoestadio de Nezara viridula (Linneo) con

azadiractina comercial (Sigma-A7430) (ennuestro trabajo la dosis más alta empleada,300 mg/1 equivale a 0,3 (g/insecto). Otrosresultados de este trabajo sí coinciden conlos nuestros, como por ejemplo, un signifi-cativo porcentaje de mudas anormales en laemergencia desde la concentración más bajaaplicada (0,002 ul/insecto) o el que no seobservó una prolongación del desarrolloninfal respecto del control, a pesar que enotro trabajo se señala la aparición de ninfassupernumerarias al tratar tópicamente al pi-rrocórrido Dysdercus cingulatus (Fabricius)con extractos de neem (ABRAHAM y AMBI-KA, 1979 citado por DORN, 1995). Ensayosde laboratorio residuales con azadiractinasobre ninfas neonatas de Diciphus tamininii

Fig. 4.-Adulto de P. maculiventris, con malformacionescomo consecuencia del tratamiento tópico

con azadiractina (200 mg/1) de ninfas de quinto estadio.

Wagner y ninfas de tercer y cuarto estadiosde Orius laevigatus (Fieber) no afectaron asu desarrollo (CASTAÑÉ et al, 1996; VEIREetal. 1996).

Los resultados de efectos secundarios enlaboratorio no son extrapolables a los decampo. De las muchas vías de exposicióndel enemigo al plaguicida en la naturaleza(CROFT, 1990), las dos investigadas en estetrabajo, a través del agua contaminada y através del tegumento, cuando se simulan enlaboratorio, se incrementa de forma notablela eficacia de los insecticidas, porque soncondiciones muy desfavorables para los in-sectos. Por ejemplo, en el caso del trata-miento por ingestión, el chinche no tuvooportunidad de encontrar agua sin insectici-da al estar confinado en una caja, y en el tra-tamiento tópico, todos los individuos trata-dos recibieron la gota, lo que es imposibleque ocurra en campo.

Por lo tanto, estos resultados de laborato-rio que indican toxicidad de las dos materiasactivas sobre P. maculiventris, sólo señalanla necesidad de realizar ensayos de semi-campo y campo, pero no demuestran una in-compatibilidad de estos insecticidas con elchinche. Esto se ha comprobado con otrosinsectos. Así, la azadiractina redujo signifi-cativamente la supervivencia de Chrysoperla

carnea (Sthephens), cuando se trataron lar-vas neonatas residualmente en laboratorio(VOGTH et al, 1998) o afectó a la longevi-dad del los adultos de Opius concolor Szè-pligeti suministrado via oral (GONZÁLEZ yVIÑUELA, 1997) pero fue inocua aplicadasobre la crisopa en campo (VIÑUELA et al,1996) o en condiciones de semicampo sobrela avispa (GONZÁLEZ comunicación perso-nal). También en el caso de spinosad, MU-RRAY y LLOYD (1997), al tratar en campo uncultivo de algodón, señalan que no hubo unefecto adverso en las especies depredadoraspresentes en el cultivo, ni tampoco se con-troló con este tratamiento algunas especiesde míridos que causaban daños en el cultivo.

AGRADECIMIENTOS

Este trabajo fue financiado por la Comu-nidad de Madrid (Proyecto 06M/022/96) ypor el Ministerio de Educación y Cultura(Acción Integrada España-Alemania, pro-yecto HA 1997-0005). Los autores agrade-cen a las compañías SIPCAM INAGRA y DO-WELANCO las muestras de Align y de Tracery a P. Declarq el suministro de la poblacióndel chinche. Manuel González agradece a laComunidad de Madrid las becas recibidas.

ABSTRACT

VIÑUELA, E.; ADÁN, A.; GONZÁLEZ, M.; BUDIA, R; SMAGGHE, G. y DEL ESTAL, P.,1998: Spinosad and azadirachtin: effects of two naturally derived pesticides against Podi-sus maculiventris (Say) (Hemiptera: Pentatomidae). Bol. San. Veg. Plagas, 24(1): 57-66.

Laboratory studies were conducted to evaluate the toxicity of spinosad and azadi-rachtin in the fifth-instar nymphs of Podisus maculiventris (Say). A significant morta-lity of nymphs was observed in ingestión (via treated water) and topical treatmentswith spinosad, from 15 and 50 mg a.i/1 onwards, respectively. Nymphs were also sus-ceptible to azadirachtin, via treated water (from 25 mg a.i./l onwards), but in topicaltreatment only some malformed adults were observed.

Key words: Side effects, mortality, abnormal moulting, azadirachtin, spinosad, Po-sisus maculiventris.

REFERENCIAS

ADÁN, A.; DEL ESTAL, P.; BUDIA, F.; GONZÁLEZ, M. yVIÑUELA, E., 1996: Laboratory Evaluation of theNovel Naturally Derived Compound Spinosad againstCeratitis capitata. Pesticide Science 48: 261-268.

BARRET, K.; GRNADY, N.; HARRISON, E. G.; HASSAN, S.y OOMON, P. edts., 1994: Guidance document on re-gulatory testing procedures for pesticides with non-target arthropods. SETAC. 51 p.

BRET, B. L.; LARSON, L. L.; SCHOONOVER, J. R.;SPARKS, T. C. y THOMPSON, G. D., 1997: Biologicalproperties of Spinosad. Down to Earth 52 (1): 6-13

CASTAÑÉ, C ; ARIÑO, J. y ARNÓ, J., 1996: Toxicity ofsome insecticides and acaricides to the predatorybug Dicyphus tamaninii (Het.:Miridae). Entomopha-gaAl (2): 211-216.

CROFT, B., 1990: Arthropod biological control agentsand pesticides. John Wiley & sons (ed). 723 p.

DECLERQ, P.; DE COCK, A.; TIRRY, L.; VIÑUELA, E. yDEGHEELE, D., 1995: Toxicity of diflubenzuron andpyriproxyfen to the predatory bug Podisus maculi-ventris. Entomol. exp.appl. 74: 17-22.

DECLREQ, P.; KEPPENS, G.; ANTHONIS, G. y DEGHEELE,D., 1988: Laboratory rearing of the predatory stink-bug Podisus sagina (Fab.). Medelingen FaculteitLandbouwwetenschappen Rijksuniversiteit Gent 53:1213-1217.

DORN, A., 1995: Heteroptera: True Bugs En The NeemTree. H. Schmutterer (ed). 255-325.

GONZÁLEZ, M. y VIÑUELA, E., 1997: Effects of two mo-dern pesticides: azadirachtin and tebufenozide on theparasitoid Opius concolor Szèpligeti. IOBC/WPRSBulletin 20: 233-240.

HASSAN, H., 1994: Activities of the IOBC workinggroup pesticides and beneficiais. IOBC Bulletin17: 1-5.

LEORA SOFTWARE, 1987. Polo-Pc: a user's guide to pro-bit or logit analysis. LeOra Software, Berkeley, C.A.

MCPHERSON, J. E., 1982. The Pentatomoidea (Hemip-tera) of the Northeastern North America. South Illi-nois University Press, Carbondale and Edwardsville,Illinois. 240 pp.

MURRAY, D. y LLOYD, R., 1997: The effects of spino-sad (Tracer) on pests and beneficiais. AustralianCottongrower 18 (1): 62-64.

PETERSON, L. G.; RUBERSON, J. R.; SPRECNKEL, R. K.;WEEKS, J. R.; DONAHOE, M. C ; SMITH, R. H.;SWART, J. S.; REID, D. J. y THOMPSON, G. D., 1997:

Tracer naturalyte insect control and IPM. Down toEarth 52(1): 28-34.

PIMENTEL, D., 1992: Ecological Effects of Pesticides onNon-target Species in Terrestrial Ecosystems, 171-190. En Methods to Assess Adverse Effects of Pesti-cides on Non-target Organisms. R. G. Tardiff (ed.).

RIBA, M. y MARTÍ, J., 1996: Actividad biológica de laazadiractina sobre Nezara viridula (L.). Boletín deSanidad Vegetal. Plagas. 22: 169-177.

Ruiz, A.; PRADES, J.; CANO, F. J. y ABRIL, E.; 1996:Align un bioinsecticida de origen vegetal, biodegra-dable, compatible con el medio ambiente y los ene-migos naturales de las plagas. Actas II CongresoSEAE. Pamplona. Septiembre 1996. (en prensa).

SCHMUTTERER, H., 1990: Properties and potential of na-tural pesticides from the neem tree, Azadirachta in-dica. Annual Review of Entomology 35: 271-97.

SCHMUTTERER, H., 1995: Biological Effects of Neemand Their Modes of Action. En The Neem Tree. H.Schmutterer (ed). 167-170.

SCHOONOVER, J. y LARSON, L., 1995: Laboratory acti-vity of Spinosad on non-target beneficial arthro-pods, 1994. Arthropod Management Tests 20: 357.

STCS, 1987: User's Guide Statgraphics. Graphic Soft-ware System STSC Inc., Rockville, MD.

VEIRE VAN M.; SMAGGHE, G. y DEGHEELE, D., 1996:Laboratory test method to evaluate the effect of 31pesticides on the predatory bug, Orius laevigatus(Het.:Anthocoridae). Entomophaga 41(2): 235-243

VIÑUELA, E. y JACAS, J., 1993: Los enemigos naturalesde las plagas y los plaguicidas. Hojas DivulgadorasMAPA 2. 24 p.

VIÑUELA, E.; HANDEL, U. y VOGT, H., 1996: Evalua-ción en campo de los efectos secundarios de dos pla-guicidas de origen botánico, una piretrina natural yun extracto de neem, sobre Chrysoperla carnea(Steph). (Neuroptera: Chrysopidae). Boletín de Sani-dad Vegetal. Plagas. 22: 97-106.

VOGTH, H.; GONZÁLEZ, M.; ADÁN, A.; SMAGGHE, G. yVIÑUELA, E., 1998: Efectos secundarios de la azadi-ractina, via contacto residual, en larvas jóvenes deldepredador Chrysoperla carnea (Stephens) (Neurop-tera, Chrysopidae). Boletín de Sanidad Vegetal. Pla-gas. 24(1): 67-78.

(Recepción: 20 enero 1998)(Aceptación: 20 febrero 1998)