reporte diversidad microbiana en suelo (1)

DIVERSIDAD MICROBIANA EN SUELO EX – REFINERIA 18 DE MARZO

ZONA DE AMORTIGUAMIETNO, POLÍGONO 3

DIVERSIDAD MICROBIANA EN SUELO

Elaboró

IIng. Karla Carolina Solís Correa

Ing. Evelin Luna García

Información interna Zublin Ambiental S.A de C.V. 1



INDICE

PAG.

I.METODOLOGÍA DE

EVALUACIÓN

………………………………………………………

2

II. PROCEDIMIENTO …………………………………………………..2-

3

III. RESULTADOS ………………………………………………………

4

IV. FORMULAS UTILIZADAS ………………………………………………………

7

V. DISCUSIONES ………………………………………………………

9

VII. BIBLIOGRAFÍA ……………………………………………………

10

ANEXO FOTOGRAFICO ………………………………………………11-




I.METODOLOGIA DE EVALUACION

Objetivo:

1.- Observar la diversidad microbiana en una muestra de suelo.

2.- Determinar el número de microorganismos presentes en ese suelo.

II.PROCEDIMIENTO:

Una manera sencilla para realizar una prueba y poder detectar la diversidad microbiana en el suelo es la siguiente.

1.- Realizar un muestreo de suelo considerando dos puntos. Uno de ellos en un área de suelo en donde no se tenga impacto por la inyección de aire

Y el segundo sondeo, en un área afectada por la inyección de aire.

Con la finalidad de comparar la diversidad microbiana que se presenta antes y después de la inyección de aire-

Preparación de las muestras

A) Determinación de Humedad

Las muestras de suelo, varía de una a otra en cuanto a la cantidad de agua que contienen, por consiguiente los datos que se obtienen serían poco representativos y poco confiables si se reportan directamente. Para evitar esta problemática y poder establecer comparaciones entre una muestra y otra los resultados finales se darán con base a su peso seco.

Para la determinación de humedad, se procedió de la siguiente manera:[]



ZONA DE AMORTIGUAMIETNO, POLÍGONO 31. Se pusieron a peso constante 6 pesafiltros de vidrio vacíos en un horno a 180º

C durante cuatro horas.2. Se dejaron enfriar los pesafiltros en un desecador durante 15 minutos y se

pesaron en balanza analítica.3. Se peso 1 g de cada muestra colectada de suelo en balanza analítica y se vació

en el pesafiltro previamente etiquetado.

4. Posteriormente se colocaron los pesafiltros con la muestra en un horno a 100º C (durante 24 horas).

5. Se sacaron los pesafiltros del horno y se dejaron enfriar en un desecador durante 15 minutos.

6. Se pesaron las pesafitros en balanza analítica y se colocaron otra vez en el horno durante 2 horas, para garantizar que no existiera humedad.

7. Se sacaron nuevamente, y se pesaron de tal forma que el peso final reportado coincidiera con la determinación anterior.

8. Una vez alcanzado el peso constante se determino él % de humedad, usando la siguiente formula.

Donde:

Pi = Peso del pesa filtro con 1 g de suelo húmedo

Pf = Peso del pesa filtro con el suelo seco.

B) Preparación de Diluciones y cultivo en placa

Todos los reactivos utilizados para el análisis deberán ser grado analítico

La preparación de diluciones y medios de cultivo, se realizo con todos los materiales esterilizados.

1. Preparación de 250 ml de NaCl 0.85%2. Se prepararon 27 tubos ensaye con 9 ml de la solución de NaCl al 0.85%3. Se peso 1 g de suelo en una balanza analítica, para cada una de las muestras a

analizar.4. Se coloco1 gramo de suelo en un tubo de ensaye con solución salina y se

procedió a realizar las diluciones con ayuda de una micropipeta graduada, tomando un mililitro del sobrenadande del tubo de ensaye de la dilución 10 -1 al siguiente tubo de ensaye con los 9 ml de solución salina correspondiente, agitando mecánicamente el tubo para homogenizar la muestra, así sucesivamente hasta que se llego a la dilución 10-7.



ZONA DE AMORTIGUAMIETNO, POLÍGONO 35. Se tomaron 100 µL con una micropipeta de las diluciones 10-1 10-2 10-5 10-7 para

el cultivo en caja Petri de agar nutritivo para la determinación de bacterias. 6. Se tomaron 100 µL con una micropipeta de las diluciones 10-1 10-2 10-4 para el

cultivo en caja Petri de agar rosa de bengala para la determinación de hongos.

III. RESULTADOS:

1. Determinación del % de humedad de la muestra:

Tabla 1. Resultados del % de humedad de las muestras de suelo recolectadas del polígono EV3-Zona de Amortiguamiento.

MuestraPeso inicial (g)

27/NOV/09Peso Final (g)

30/NOV/09% DE

HUMEDAD

M1-0.7 19.0170 19.0149 0.21

M1-1.5 20.0167 20.0084 0.83

M1-3.5 20.1399 20.1366 0.33

M2-0.7 20.4532 20.4509 0.23

M2-1.5 19.7870 19.7864 0.06

M2-2.0 21.3169 21.3137 0.32


Muestra



Grafico 1. % De humedad delas muestras

2. Determinación de UFC/g seco en Muestra 1.

Tabla 2. Resultados de la Unidades Formadoras de Colonia (UFC) por gramo de suelo seco para determinación de bacterias de la Muestra M1 a diferentes diluciones.

Altura MuestraNúmero de

coloniasUFC/g *

% De humedad

de la muestra*

% De sólidos

*

UFC/g seco*

0.7 M1-0.7-1 40 40 0.21 0.9979 40400.7 M1-0.7-2 2 4 0.21 0.9979 401

0.7 M1-0.7-5 0 0 0.21 0.9979 0

0.7 M1-0.7-7 0 0 0.21 0.9979 01.5 M1-1.5-1 1 1 0.83 0.9917 1011.5 M1-1.5-2 0 0 0.83 0.9917 0

1.5 M1-1.5-5 0 0 0.83 0.9917 0

1.5 M1-1.5-7 0 0 0.83 0.9917 02.0 M1-3.5-1 5 5 0.33 0.9967 502

2.0 M1-3.5-2 0 4 0.33 0.9967 402

2.0 M1-3.5-5 0 0 0.33 0.9967 0

2.0 M1-3.5-7 0 0 0.33 0.9967 0

Tabla 3. Resultados de la Unidades Formadoras de Colonia (UFC) por gramo de suelo seco para determinación de hongos de la Muestra M1 a diferentes diluciones.

Altura Muestra Número de colonias

UFC/g* % De humedad de la muestra*

% De sólidos* UFC/g seco*

M1-0.7-1 0 0


% de Humedad


ZONA DE AMORTIGUAMIETNO, POLÍGONO 3M1-0.7-2 0 0M1-0.7-4 0 0M1-1.5-1 0 0M1-1.5-2 0 0M1-1.5-4 0 0M1-3.5-1 0 0M1-3.5-2 0 0M1-3.5-5 0 0M1-3.5-4 0 0

Tabla 4. Resultados de la Unidades Formadoras de Colonia (UFC) por gramo de suelo seco para determinación de bacterias de la Muestra M2 a diferentes diluciones.

Altura MuestraNumero de

ColoniasUFC/g*

% De humedad de la

muestra*

% De sólidos*

UFC/g seco*

0.7 M2-0.7-1 98 98 0.23 0.9977 9822

0.7 M2-0.7-2 13 26 0.23 0.9977 2606

0.7 M2-0.7-5 0 0 0.23 0.9977 0

0.7 M2-0.7-7 0 0 0.23 0.9977 0

1.5 M2-1.5-1 77 77 0.06 0.994 7700

1.5 M2-1.5-2 0 0 0.06 0.994 0

1.5 M2-1.5-5 0 0 0.06 0.994 0

1.5 M2-1.5-7 0 0 0.06 0.994 0

2.0 M2-2.0-1 0 0 0.32 0.9968 0

2.0 M2-2.0-2 0 0 0.32 0.9968 0

2.0 M2-2.0-5 0 0 0.32 0.9968 0

2.0 M2-2.0-7 0 0 0.32 0.9968 0

Tabla 5. Resultados de la Unidades Formadoras de Colonia (UFC) por gramo de suelo seco para determinación de hongos de la Muestra M2 a diferentes diluciones.

Altura MuestreoConteo

PromedioUFC/g*

% De humedad de la

muestra*

% De sólidos*

UFC/g seco*

0.7 M2-0.7-1 0 0 0 0 00.7 M2-0.7-2 0 0 0 0 00.7 M2-0.7-4 0 0 0 0 0



ZONA DE AMORTIGUAMIETNO, POLÍGONO 31.5 M2-1.5-1 14 14 0.06 0.994 1498

1.5 M2-1.5-2 2 6 0.06 0.994 604

1.5 M2-1.5-4 0 0 0 0 02.0 M2-2.0-1 0 0 0 0 02.0 M2-2.0-2 0 0 0 0 02.0 M2-2.0-5 0 0 0 0 02.0 M2-2.0-4 0 0 0 0 0

IV. FORMULAS UTILIZADAS:

UFC/g = (Numero de colonias) x (1/Dilución)x(1/alícuota)

% de sólidos = 1g (suelo húmedo) -%H/100

UFC/g seco = UFC/g x 100 / % de sólidos




V. DISCUSIONES:

Las muestras colectadas se tomaron a una profundidad de 0.70m, 1.5m y 3.5m; para la muestra 1, dentro del mismo polígono donde no se ve favorecido el suelo por la inyección de aire y para la muestra 2, en un área en donde existe inyección de aire a las siguientes profundidades: 0.70m, 1.5m y 2.0m a nivel de suelo; no fue posible llegar a una profundidad de 3.5m por la dureza del suelo y restos de vías del tren.

En base al oficio emitido por la SEMARNAT con Numero 008687 el primero de diciembre de 2008 se estableció que la profundidad de remediación para la Zona de Amortiguamiento ubicada en la ex refinería de Azcapotzalco es de 3.5 metros, motivo por el cual las muestras se tomaron a estas profundidades.

En general se puede ver en los resultados que no hay una diversidad microbiana considerable a lo que se esperaba obtener por la aplicación de la técnica de inyección de aire.

Sin embargo para el área en donde se está realizando inyección de aire se nota mayor diversidad de microorganismos que en donde no se realiza inyección; pero no los suficientes como para determinar la cantidad de remoción de contaminante efectuada por los microorganismos, ya que en la bibliografía se indica que se necesitan por arriba de 108 UFC/g para la determinación de remoción de contaminante, que se determina mediante pruebas de tratabilidad de suelos.

Esto puede atribuirse a que la Ex Refinería dejo de operar el 18 de marzo de 1991 y no se había realizado ninguna acción de remediación hasta ahora; por lo que han transcurrido más de 18 años durante los cuales el suelo se encontraba inactivo y en algunas zonas que se encuentran cubiertas por concreto, ocasiono que se inhibiera el desarrollo de microorganismos principalmente aerobios, y los organismos autóctonos (propios de ese suelo), competían por la adquisición de nutrientes presentes, por lo que el suelo actual de la refinería que presenta



ZONA DE AMORTIGUAMIETNO, POLÍGONO 3un grado de contaminación es poco productivo y carece de nutrientes que permitan la degradación del contaminante.

VII. REFERENCIA BIBLIOGRAFICA

Maier, R.M., Pepper, I.L., and Gerba, C.P (2000) Enviromental Microbiology. Academic Press, San Diego.

Pepper, I.L, and Gentry, T.J. (2002) Incidence of Bacillus anthracis in Soil. Soli Science 67, 627-635.

Pillai, S.D., and Pepper, I.L. (1991) Transposon Tn5 as an identifiable marker in rhizobia: Survival and genetic stability of Tn5 mutant bean rhizobia under temperature stressed conditions in desert soils. Microbial Ecology 21-33.




ANEXO FOTOGRÁFICO.



ZONA DE AMORTIGUAMIETNO, POLÍGONO 3ANEXO I.

SONDEO EN POLÍGONO EV3 ZONA DE AMORTIGUAMIENTOFECHA: 26 DE NOVIEMBRE DE 2009

Fig. 1 Sondeo No.1 Sin Inyección Fig. 2 Sondeo No. 2 Con Inyección de aíre

Fig. 3 Muestra de suelo extraído Fig. 4 Recolección de muestra paso 1.

Fig. 5 Recolección de muestra paso 2 Fig. 6 Muestra obtenida en tubo de ensaye esteril.




ANEXO II.

PROCEDIMIENTO DE LABORATORIOFECHA: 26 Y 27 DE NOVIEMBRE DE 2009


Fig. 1 5 Matraces Erlenmeyer de 250 ml con solución de agar nutritivo y agar rosa de bengala.

Fig. 2 Esterilización del material a 15 PSIA

Fig. 3 Recipiente sujeto a presión para esterilizar el material.

Fig. 4 Preparación de diluciones con micro pipeta en condiciones asépticas.

Fig. 6 Diluciones preparadas hasta 10 -7 de Muestra 1

Fig. 5 Agitación mecánica de las diluciones por 30 segundos cada una.




Fig. 7 Diluciones preparadas hasta 10 -7 de Muestra 2

Fig. 8 Preparación de las cajas Petri con agar nutritivo y agar rosa de bengala.

Fig. 9 Cultivo de las muestras en cajas Petri preparadas.

Fig. 10 Aislamiento de microorganismos por medio de la Técnica de estría cruzada.

Fig. 11 Cultivos realizados.

Fig. 12 Incubación de las placas a 28° C durante 4 días



ANEXO III.

PROCEDIMIENTO DE LABORATORIOFECHA: 30 DE NOVIEMBRE DE 2009


Fig. 1 Horno a 100 °C con muestras para eliminar la humedad.

Fig. 2 Desecador para enfriar las muestras y poder pesarlas.

Fig. 3 Conteo de UFC/g de bacterias

Fig. 4 Conteo de UFC/g de hongos

Fig. 5 Conteo de UFC/g de bacterias se observan actinomicetos

reporte diversidad microbiana en suelo (1)

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