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UNIVERSIDADE DE TAUBATÉ
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA MECÂNICA
CURSO DE ENGENHARIA DE ALIMENTOS
TAÍS INÁCIO DA LUZ FERREIRA
QUANTIFICAÇÃO DE ANTOCIANINAS NO FRUTO,
POLPA E PRODUTO PROCESSADO DA JUÇARA (Euterpe
edulis Martius).
TAUBATÉ - SP
2013
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UNIVERSIDADE DE TAUBATÉ
Taís Inácio Da Luz Ferreira
QUANTIFICAÇÃO DE ANTOCIANINAS NO FRUTO,
POLPA E PRODUTO PROCESSADO DA JUÇARA (Euterpe
edulis Martius).
Trabalho apresentado ao Departamento de
Engenharia Mecânica, Universidade de
Taubaté para conclusão do curso de
Engenharia de Alimentos.
Orientador: Profa. Dra. Deborah da Silva
Comar.
TAUBATÉ - SP
2013
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TAÍS INÁCIO DA LUZ FERREIRA
QUANTIFICAÇÃO DE ANTOCIANINAS NO FRUTO, POLPA E
PRODUTO PROCESSADO DA JUÇARA (Euterpe edulis Martius).
Trabalho apresentado ao Departamento de
Engenharia Mecânica, Universidade de
Taubaté para conclusão do curso de
Engenharia de Alimentos.
Data: 26/11/2013 Horário: 17h00
Resultado: _________________
BANCA EXAMINATÓRIA
Profa. Dra. Deborah da Silva Comar Universidade: _______
Profa. Dra. Alecsandra de Almeida Universidade: _______
Prof. Esp. Fabiano Siqueira de Almeida Universidade: _______
______________________________
Deborah da Silva Comar
Orientadora
4
Dedico à minha família Avelino,
Emília, Gabriel, Bianca, Bruno e Rodrigo
por todo incentivo e apoio em todos os
momentos.
Amo vocês!
5
AGRADECIMENTOS
Primeiramente a Deus, fonte de força para superar todas as dificuldades e que
me protegeu todos os dias nas “viagens” até a Universidade.
Aos meus pais Avelino e Emília que sempre se empenharam para que todos os
filhos pudessem estudar. Eu os amo incondicionalmente e agradeço pela educação,
incentivo e apoio em todas as minhas decisões, muito obrigada! Tudo que conquistei foi
graças ao que vocês me ensinaram.
A minha irmã Bianca, minha irmã-gêmea, pelas conversas, risadas, passeios
aos fins de semana e principalmente pelo incentivo e apoio nos momentos mais difíceis.
Mesmo estando longe, sua dedicação com os estudos sempre foi minha inspiração,
afinal irmãos mais novos também tem muito a nos ensinar.
Ao Gabriel, meu irmão caçula, obrigada pelas risadas durante a semana, pelos
passeios gastronômicos, por todo seu carinho e empenho em ajudar. Você é um menino
de ouro! Aos meus irmãos mais velhos Bruno e Rodrigo por serem meus exemplos por
toda a vida. Obrigada pelo apoio e incentivo!
À minha avó Cacilda (in memoriam), que eu tanto amo e que sempre tinha uma
palavra de apoio, além de sempre torcer pelas minhas conquistas.
Ao meu namorado Thomaz, que mesmo longe nesta reta final, contribuiu muito
com seu amor, carinho, apoio, incentivo e seus conselhos maravilhosos. Muito
obrigada!
À Profa. Dra. Deborah da Silva Comar, minha orientadora, obrigada por
confiar em minha capacidade em cumprir este projeto, pelos ensinamentos e ajuda na
realização de todas as análises.
À Profa. Dra. Alecsandra de Almeida, minha quase orientadora, pelas ideias,
incentivos, conselhos e pelas valiosas revisões neste trabalho.
Ao Jorge Wilmers e à Roxane Lopes de Mello da Akarui (Associação para
Cultura, Meio Ambiente e Cidadania), pela recepção em São Luiz do Paraitinga e por
possibilitarem a realização deste trabalho. Em mim permanece uma grande gratidão
por ambos, por me ajudarem a adquirir todas as matérias-primas necessárias e por
mostrarem que o incentivo à comunidade local pode mudar o cenário da exploração da
Juçara.
6
Ao pessoal do Laboratório de Análise de Solos e Nutrição de Plantas pela
parceria na realização deste trabalho. Ao professor João Luiz Gadioli por ter aberto as
portas do laboratório e pela ajuda nas análises.
Aos meus amigos, especialmente à Paola, pelas conversas e cafés durante todos
esses anos de amizade. Aos de antes da graduação e aos que conquistei durante os
cinco anos de Engenharia, com as quais pude conviver, dei muitas risadas e que
sempre me fizeram bem.
Aos Professores do curso de Engenharia de Alimentos que auxiliaram na minha
formação e aos funcionários da Universidade, obrigada.
E a todas as pessoas que de forma direta ou indireta auxiliaram na execução
deste trabalho.
7
RESUMO
As antocianinas têm grande importância pelo seu potencial antioxidante, sendo,
dos compostos fenólicos, o mais importante e um dos principais corantes naturais que
pode ser usado na indústria alimentícia. Este trabalho teve como objetivo avaliar o
efeito da diluição e o teor de antocianinas totais no fruto, polpa e produto processado de
Juçara (Euterpe edulis Martius). A determinação de antocianinas totais foi realizada
utilizando solução extratora à base de etanol acidificado com ácido clorídrico e com
auxílio de um método espectrofotométrico. Os resultados encontrados para o fruto
extraído com água foi de 42,224 mg.100g-1
, para o fruto extraído com etanol foi 41,548
mg.100g-1
, para a polpa 162,814 mg.100g-1
, para o suco natural 222,692 mg.100g-1
,
para o suco com limão 239,510 mg.100g-1
, para a granola (2013) 10,536 mg.100g-1
e
para a granola (2012) 0,875 mg.100g-1
. Por meio dos resultados obtidos verificou-se que
a concentração aumenta de acordo com a variação da diluição, ou seja, quanto maior a
diluição da amostra maior será a concentração de antocianinas totais, sendo assim a
sexta diluição apresentou o melhor resultado, para cada 0,2 mL de amostra a ser
analisada adicionou-se 4 mL de etanol. E dentre os produtos com as maiores
concentrações estão os sucos, tanto o natural quanto o adicionado de limão.
Palavras-chave: Antocianinas. Determinação. Juçara.
8
ABSTRACT
Anthocyanins have a great importance by its antioxidant potential, being the
most important phenolic compounds and one of the main natural dyes that can be used
in the food industry. This study aimed to evaluate the effect of dilution and total
anthocyanins in the fruit, pulp fruit and products processed based of Juçara (Euterpe
edulis Martius). The determination of anthocyanin was carried out using extracted
solution based on ethanol acidified with hydrochloric acid and with the aid of a
spectrophotometric method. The data found in the analyses of the extracted fruit with
water was 42.224 mg.100g-1
, for the fruit extracted with ethanol 41.548 mg.100g-1
, for
pulp 162.814 mg.100g-1
, for the natural juice 222.692 mg.100g-1
, juice of Juçara with
lemon to 239.510 mg.100g-1
, for granola (2013) 10.536 mg.100g-1
and granola (2012)
0.875 mg.100g-1
. By the results obtained it was found that the concentration increases
according to the variation of the dilution, in other words, the higher dilution of the
sample the greater is the concentrations of total anthocyanins, thus the sixth dilution
showed the best results for each 0.2 ml sample and was added 4 ml of ethanol for the
analyses. And among the products with the highest concentrations are juices, both
natural and added lemon.
Keyword: Anthocyanin. Determination. Juçara.
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SUMÁRIO
Página
1 INTRODUÇÃO 10
2 OBJETIVOS 11
2.1 Objetivos Específicos 11
3 REVISÃO DE LITERATURA 12
3.1 A palmeira Euterpe edulis Martius 12
3.2 Flavonoides 13
3.3 Antocianinas 15
3.4 Estabilidade da cor das antocianinas 17
3.5 Fatores que afetam os teores de antocianina 19
3.5.1 Efeito do pH 19
3.5.2 Temperatura 21
3.5.3 Influência da Copigmentação 22
3.5.4 Influência da Luz 23
3.5.5 Presença de Metais 23
3.5.6 Oxigênio 24
3.6 Extração 24
3.7 Técnicas para Análise de Antocianinas 26
3.8 Efeitos Benéficos ao Organismo 29
4 MATERIAIS E MÉTODOS 31
4.1 Os Locais e Épocas de Amostragem dos Produtos de Juçara 31
4.2 Determinação de Antocianinas Totais 34
4.3 Delineamento Estatístico 34
4.4 Análises dos Resultados 35
5 RESULTADOS E DISCUSSÕES 36
5.1 Resultados Completos 36
5.2 Teor de Antocianina no Fruto 39
5.3 Teor de Antocianina na Polpa 42
5.4 Teor de Antocianina em Produtos Processados 44
6 CONCLUSÃO 50
REFERÊNCIAS 51
ANEXOS 64
10
1 INTRODUÇÃO
O consumo de frutas ricas em antioxidantes tem aumentado cada vez mais no
Brasil e dentre as frutas que apresentam antioxidante em sua composição destaca-se a
juçara, que contem a antocianina, pigmento muito instável que pode ser degrada durante
o processamento e a estocagem de alimentos com consequente alteração da cor. Essa
fruta vem tendo seu interesse aumentado, devido aos benefícios proporcionados à saúde,
por ser altamente nutritiva e possuir grande potencial de uso na gastronomia. As
antocianinas são pigmentos encontrados em vegetais e estão presentes em quase todas
as plantas superiores. São pigmentos dominantes em muitas frutas e flores, e
apresentam cores que variam de vermelho intenso ao violeta e azul, coloração
encontrada no fruto da juçara (RIBEIRO et al., 2011).
O uso extrativista do palmito da juçara colocou a planta na lista de espécies
ameaçadas de extinção e para reverter esta situação, estimulou-se o consumo da polpa
de juçara, conforme já vinha sendo feito com a o açaí (SILVA et al., 2007), porém no
Brasil, a juçara ainda não é tão consumida quanto o açaí.
Os componentes celulares não são protegidos totalmente por antioxidantes
endógenos, e é bem estabelecido que antioxidantes obtidos na dieta são indispensáveis
para a defesa apropriada contra oxidação e, portanto, têm importante papel na
manutenção da saúde. Os incontestáveis benefícios para a saúde associados ao consumo
de frutas e hortaliças devem-se, em parte, à presença de antioxidantes nestes alimentos
(LAMPE, 1999).
11
2 OBJETIVOS
Diante da escassez de estudos relacionados à juçara, o objetivo do presente
trabalho foi avaliar o teor de antocianina total em fruto, polpa e produto industrializado
como a granola e suco (natural e com limão).
2.1 Objetivos Específicos
Por meio destas análises, a pesquisa foi delineada a fim de identificar o efeito da
diluição na determinação da quantidade de antocianina e a variação nos teores no fruto,
na polpa em produtos processados a partir da polpa.
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3 REVISÃO DE LITERATURA
3.1 A palmeira Euterpe edulis Martius
A juçara (Euterpe edulis Martius), pertence à família Arecaceae e ao gênero
Euterpe segundo Lorenzi (2006). É uma palmeira distribuída na Mata Atlântica e é
encontrada nos estados da Bahia, Minas Gerais, Rio de Janeiro, São Paulo, Paraná,
Santa Catarina e Rio Grande do Sul.
A palmeira Euterpe edulis Martius é nativa da Floresta Atlântica e o seu palmito
era originalmente utilizado pelos indígenas, residentes na área de domínio da floresta
tropical atlântica, e nas décadas de 30 e 40 era vendido in natura em feiras nos grandes
mercados consumidores. A partir da década de 50, teve início a comercialização do
produto industrializado, com estímulo à exploração predatória do palmiteiro
(MACEDO, 1971; CORSO, 2003).
O uso extrativista do palmito alocou a palmeira na lista das espécies ameaças de
extinção, porque como a Juçara é uma palmeira monocaule, que não produz perfilhos,
quando colhida implica na morte da planta (SILVA et al., 2007). Uma das formas de
reverter esta situação é estimular o consumo da polpa de juçara, conforme já vem sendo
feito com outra palmeira do gênero Euterpe, o açaí (E. oleraceae Martius).
Trata-se de uma palmeira de estirpe reto e fino, de tamanho médio a alto,
podendo chegar até 20 ou 25 metros de altura, solitária ou múltipla, conforme pode ser
observado pela Figura 1 e 2, aparentemente vegetando nas mais diversas condições
ecológicas, mas mais especialmente em áreas de solo pouco drenado e baixas elevações.
Forma cachos de frutos sésseis, arredondados, drupáceos, de cor violáceo-púrpura,
quase negra. Cada fruto, portanto, possui um caroço e uma fina camada de polpa
constituída pelo epicarpo e a parte externa do mesocarpo. A parte interna do mesocarpo
é fibrosa e está soldada ao endocarpo lenhoso (HENDERSON, 2000; ROGEZ, 2000;
REITZ, 1974).
O processamento do fruto de juçara para obtenção da polpa é uma atividade
nova e esta é usualmente misturada com polpas de frutas regionais ou exóticas, como a
graviola, cupuaçu, cacau, cajá, limão, banana, leite e cereais, de maneira similar ao uso
do açaí (SILVA; BARRETTO; SERÔDIO, 2007).
13
Considerando que a juçara é uma palmeira que corre o risco de extinção por
causa da extração clandestina do palmito, o uso do fruto na alimentação humana
apresenta-se como uma alternativa de grande potencial econômico e ambiental, ao
agregar valor aos remanescentes florestais da região e ao contribuir para a preservação
da espécie. Porém, para que a espécie garanta a sua regeneração, as sementes obtidas do
despolpamento dos frutos para extração da polpa, devem retornar ao seu ambiente de
origem, sob a forma de semeadura em pequenas covas ou a lanço (SILVA et al., 2007).
Figura 1 - Palmeira Juçara (Euterpe edulis
Martius)
Figura 2 - Palmeira Juçara (Euterpe edulis
Martius)
3.2 Flavonoides
Os flavonoides englobam um grupo de numerosos pigmentos fenólicos e são os
principais responsáveis pelas cores e tons azul, vermelho e amarelo de numerosas
flores, frutas e folhas (BOBBIO; BOBBIO, 2001). Protege o organismo humano do
dano produzido por agentes oxidantes, como as substancias químicas que estão
presentes nos alimentos, os raios ultravioletas, poluentes ambientais, etc. (OLIVEIRA et
al., 2009; MARTÍNEZ-FLÓREZ et al., 2002). Eles são derivados biossinteticamente da
fenilalanina (MERKEN; BEECHER, 2000) e possuem uma estrutura básica constituída
14
de dois anéis aromáticos ligados por uma cadeia de três átomos de carbono, formando
um heterocíclico oxigenado, conforme representação da Figura 3 (VOLP et al., 2008;
HEIM; TAGLIAFERRO; BOBILYA, 2002).
Figura 3 - Estrutura básica dos flavonoides.
Os flavonoides são separados em três grupos, o primeiro consiste nos pigmentos
responsáveis pelas cores azul e vermelho que compreendem as antocianinas, o segundo
grupo é representado por cores e tons amarelados e abrange as antoxantinas. O último
grupo, as leucoantocianidinas ou proantocianidinas, são os compostos incolores
resultantes da condensação de duas ou mais moléculas de agliconas das antocianinas
quando hidrolisadas em meio ácido (BOBBIO; BOBBIO, 2001).
O organismo humano não é capaz de produzir esses compostos fenólicos,
cabendo ao homem obtê-los por meio da alimentação (MARÇO et al., 2007). Estão
amplamente distribuídos em plantas, frutas, vegetais e em diversas bebidas,
representando componentes substanciais da fração energética da dieta humana (VOLP
et al., 2008). Quando associado às frutas ou vegetais apresentam efeito protetivo contra
doenças coronárias e câncer, fato esse que esta associada à presença dos flavonoides
(CACACE; MAZZA, 2002; KUSKOSKI et al., 2004). Esses benefícios saudáveis dos
flavonoides têm sido associados à atividade antioxidante, por serem doadores de
hidrogênio, e ainda por suas habilidades como agente quelante (MERKEN; BEECHER,
2000; HEIM et al., 2002).
Já foram identificados mais de 8000 componentes da família dos flavonoides por
meio de diversos métodos de separação e por absorção na região do ultravioleta e
visível do espectro eletromagnético (MERKEN; BEECHER, 2000). Conforme o estado
de oxidação do anel pirano (heterocíclico oxigenado), tem-se diferentes subclasses:
flavonóis, flavonas, flavanóis, flavanonas e antocianinas, representadas respectivamente
na Figura 4 (VOIP et al., 2008; MARTÍNEZ-FLÓREZ et al., 2002; MERKEN;
BEECHER, 2000; MELO; GUERRA, 2002).
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Figura 4 - Estrutura básica de algumas subclasses de flavonoides.
Os flavonoides podem ser encontrados na cerveja, vinho, chá verde, chá preto,
além de frutas e verduras e também são encontrados em grãos, como a soja. Nesses
alimentos e bebidas, podem ser consumidos na dieta humana de forma natural, mas
também serem utilizados junto com vitaminas e minerais, na forma de suplementos
alimentares (MARTÍNEZ-FLÓREZ et al., 2002).
3.3 Antocianinas
Após a clorofila, a antocianina é o grupo mais importante de pigmentos de
origem vegetal (HARBORNE; GRAYER, 1988). Compõem o maior grupo de
pigmentos solúveis em água do reino vegetal e são encontradas em maior quantidade
nas angiospermas (BRIDLE; TIMBERLAKE, 1997).
O termo antocianina é de origem grega (anthos = uma flor; kianos = azul) e é
responsável pelas cores azul e vermelho (BOBBIO; BOBBIO, 2001; HARBORNE;
GRAYER, 1988). Percebeu-se mais tarde que é responsável por várias outras cores
observadas em flores, frutos, folhas, caules e raízes são atribuídas a pigmentos
quimicamente similares aos que deram origem à “flor azul” (BROUILLARD, 1982). A
cor é exibida por meio da ressonância do íon flavílio que gera a intensidade da cor,
porque as duplas ligações conjugadas presentes nesses compostos fazem com que
16
absorvam fortemente na região de 500-600 nm (PATRAS et al., 2010; CAVALCANTI
et al., 2011).
Por serem solúveis em água e sensíveis ao calor, na maior parte das vezes,
apresentam-se glicosiladas, auxiliando a estabilização da molécula e facilitando a
solubilidade (TEIXEIRA; STRINGHETA; OLIVEIRA, 2008; VILLIERS et al., 2009;
AZEVEDO et al., 2010). As diferenças estruturais entre essa classe de flavonoides são o
número de hidroxilas, a natureza e o número de açúcares ligados à estrutura flavílio,
ligantes alifáticos ou carboxilatos aromáticos no açúcar da molécula e a posição dessas
ligações (VILLIERS et al., 2009; MAZZA; BROUILLARD, 1990; OREN-SHAMIR,
2009).
Existem dois tipos de pigmentos: o glicosilado (antocianinas) e o não glicosilado
(antocianidinas ou aglicona). Os pigmentos pertencentes ao primeiro grupo são
representados pelos açúcares D-glicose, D-ramnose, D-galactose, D-xilose, rutinose e
arabinose, e pelos ácidos fenólicos como o p-cumárico, o cafêico e o ferrúlico
(TIMBERLAKE, 1980; COSTA; HORTON; MARGOLIS, 2000). Já a diversidade do
segundo grupo se deve ao número e à posição de hidroxilas e metoxilas ao longo da
cadeia carbônica. Os grupos acil e os açúcares ligados à aglicona possuem um efeito
significativo na estabilidade e reatividade das antocianinas (TIMBERLAKE, 1980;
OREN-SHAMIR, 2009; WU; PRIOR, 2005).
As antocianinas desempenham funções variadas como ação antioxidante,
proteção contra a ação da luz, mecanismo de defesa e função biológica. As cores vivas e
intensas que elas produzem têm um papel importante em vários mecanismos
reprodutores das plantas, tais como a polinização e a dispersão de sementes (LOPES et
al., 2007). Segundo Narayan et al. (1999) a antocianina é um agente natural, quando
adicionado a alimentos, porque confere coloração aos alimentos, propicia a prevenção
contra auto oxidação e peroxidação de lipídeos em sistemas biológicos. Narayan et al.
(1999) ainda descreve que a antocianina é um potente antioxidante comparado com
antioxidantes clássicos como butilato hidroxi anisol, butilato hidroxi tolueno e alfa
tocoferol (vitamina E).
Até o momento foram encontradas mais de 500 antocianinas diferentes e 23
antocianidinas, sendo as seis mais comuns apresentadas na Tabela 1.
17
Tabela 1 - Diferentes estruturas de antocianinas.
Estrutura do cátion flavílio Estrutura do anel B Nome Glicosídio
encontrado em:
Pelargonidina
Morango, amora
vermelha e
bananeira
Cianidina
Jabuticaba, figo,
cereja, uva,
cacau, ameixa,
jambolão, amora
Delfinidina
Berinjela, romã e
maracujá
Malvidina
Uva, feijão
Peonidina
Uva, cereja
Petunidina
Frutas diversas,
petúnias
Fonte: Bobbio; Bobbio, (2001).
3.4 Estabilidade da cor das antocianinas
As antocianinas são altamente instáveis e muito aptas à degradação, apresentam
resistência individualizada aos efeitos dos agentes de degradação em razão das
18
diferentes estruturas existentes (CASTAÑEDA-OVANDO et al., 2009;
BROUILLARD, 1982). O mecanismo exato de degradação ainda não é bem
estabelecido; entretanto, acredita-se que a quebra de ligações covalentes por oxidação
esteja envolvida (PATRAS et al., 2010).
Naturalmente a coloração das antocianinas é diretamente influenciada pela
substituição dos grupos hidroxila e metoxila na molécula. Incrementos no número de
grupos hidroxila tendem a tornar a coloração azulada. Na direção contrária, incrementos
no número de grupos metoxilas aumentam a intensidade do vermelho (LÓPEZ et al.,
2000).
Segundo Bridle e Timberlake (1997), a inibição da hidrólise do cátion flavílio,
que possui coloração vermelha, ocorre na presença de um ou mais grupos acila na
molécula de antocianina. Quando isso ocorre não se forma a base carbinol, de coloração
incolor, e permite a formação preferencial da base quinoidal, com tonalidade azulada, o
que resulta na formação de pigmentos menos sensíveis às mudanças de pH, ou seja, a
coloração é mantida em meio levemente acidificado a neutro.
Dangles et al. (1993) quantificaram este efeito usando pelargonidina 3-
soforosídio-5-glucosídio acilada com ácido cafêico, evidenciando que os valores de
pKh, ou constante de hidratação, aumentaram com o efeito da acilação, confirmando a
resistência dos pigmentos à reação de hidratação. Outra conclusão obtida no
experimento é o que já foi observado também por Saito et al. (1995), os pigmentos
acilados são mais estáveis do que seus análogos não acilados. Dessa forma, não fica
clara a gama de colorações observadas na natureza que é produzida a partir da estrutura
das antocianinas (LÓPEZ et al., 2000).
Diversos fatores interferem na estabilidade das antocianinas, e vários exemplos
de estudos a respeito são encontrados na literatura. Portanto, é primordial definir as
condições de obtenção do pigmento, de forma que o mesmo apresente o mínimo de
alterações em suas características. A estabilidade das antocianinas é maior em meio
ácido, mas pode ocorrer degradação por vários mecanismos, iniciando com perda da
cor, seguida do surgimento de coloração amarelada e formação de produtos insolúveis.
A estabilidade da cor de antocianinas é dependente da estrutura e da concentração dos
pigmentos, além de fatores como o pH, a temperatura e a presença de oxigênio (LOPES
et al., 2007).
19
3.5 Fatores que afetam os teores de antocianina
3.5.1 Efeito do pH
A sensibilidade ao pH é o principal fator limitante no processamento e utilização
das antocianinas, afetando a cor e a estabilidade química. Em soluções ácidas, a
antocianina é vermelha, mas com o aumento do pH a intensidade de cor diminui. Em
solução alcalina, a cor azul é obtida, porém é instável (MAZZA; BROUILLARD,
1987). Esta instabilidade foi observada por Jackman et al. (1987) quando do tratamento
com calor ou devido ao armazenamento em que a antocianina manifestou mudança da
pigmentação do azul para o amarelo.
As antocianinas são mais estáveis em meio ácido e podem ser encontradas em
quatro diferentes formas químicas quando em solução aquosa: cátion flavílio, base
quinoidal, pseudobase carbinol e chalcona (YANG et al., 2008; COMANDINI et al.,
2008; CASTAÑEDA-OVANDO et al., 2009; BROUILLARD, 1982; LIMA et al.,
2002).
Em valores de pH baixo (pH ~ 2,0), as antocianinas se apresentam na forma de
cátion flavílio, exibindo cor vermelha. Quando acontece o equilíbrio ácido-base ocorre
uma reação de hidratação do cátion ou a protonação desse íon. A primeira reação gera
um produto de coloração incolor, uma pseudobase, chamada carbinol que em meio
neutro (pH ~ 6,0) se transforma em chalcona, que também é um produto incolor. Já a
segunda reação produz uma base quinoidal, de coloração azul, que se apresenta em co-
equilibrio com o cátion flavílio (COUTO; RAMOS; CAVALHEIRO, 1998; CANUTO,
2011). As reações podem ser observadas na Figura 5.
20
Figura 5 - Esquema geral dos equilíbrios que ocorrem com o cátion flavílio, quando se
muda o pH do meio (BROUILLARD, 1982).
Chigurupati et al. (2002) demonstraram experimentalmente as reações
apresentadas pela Figura 5. Para isto utilizaram o corante de repolho roxo (Brassica
oleracea) como indicador de pH. Quando utilizado em soluções com baixos valores de
pH (meio ácido) apresentou a coloração vermelha e em pH básico apresentou coloração
azul escura. Esta mudança de coloração se demonstrou reversível ao pH e temperatura.
Conforme o pH do meio é alterado, ocorrem mudanças representativas nos
máximos de absorção no espectro UV-Vis das antocianinas. Isso porque, aumentando-
se o pH, ocorre uma diminuição do número de ligações duplas conjugadas, que são
responsáveis pelo aumento nos máximos de absorção das substâncias, pela protonação
do cátion flavílio. Com a diminuição das ligações duplas conjugadas, os máximos de
absorção das antocianinas tendem a se deslocarem para comprimentos de onda menores,
o que caracteriza a perda de coloração (MARÇO et al., 2008; BORDIGNON et al.,
2009).
21
Dessa forma as investigações sobre a estabilidade e a variedade de coloração das
antocianinas influenciadas por alterações de pH concluem que as mudanças na
coloração desses compostos são mais significativas em um meio alcalino devido a sua
instabilidade estrutural (CASTAÑEDA-OVANDO et al., 2009).
3.5.2 Temperatura
A temperatura é outro fator importante na estabilidade das antocianinas porque à
medida que se submete a solução de antocianinas a uma temperatura superior a
ambiente (25°C), a sua degradação é maior, mesmo quando complexadas com ácido
tânico, e esta degradação é ainda mais acentuada quando se aumenta o pH do meio
(STRINGHETA, 1991).
O aquecimento acelera a degradação das antocianinas e pode resultar na
formação de outros compostos ou produtos com coloração castanho-marrom,
especialmente na presença de oxigênio (BOBBIO; BOBBIO, 2001; CAVALCANTI et
al., 2011; CACACE; MAZZA, 2002).
O efeito da temperatura na estabilidade de antocianinas em alimentos tem sido
estudado por muitos pesquisadores. Diversos autores relatam a existência de uma razão
logarítmica entre a degradação da antocianina e o aumento da temperatura (PATRAS et
al., 2010; BROUILLARD, 1982).
Lima et al. (2002), verificou a estabilidade das antocianinas em polpas de
acerola congelada. O estudo permitiu observar que quando ocorre o congelamento da
polpa a degradação de antocianinas é menor. Outro fator ressaltado é com relação a
concentração de antocianina, quanto maior a concentração menor é a degradação sob
efeito do congelamento.
A estabilidade das antocianinas frente à temperatura é influenciada pelo grau de
acilação. Sapers et al. (1981) realizaram estudos comparativos da estabilidade com a
temperatura de cultivos de repolho roxo em relação a concentrados de amora e beterraba
vermelha em solução tampão de pH 3,0. Quando os produtos foram submetidos à
temperatura de 100ºC ocorreu a diminuição da absorbância no transcorrer dos primeiros
30 minutos para as três soluções. Porém, os cultivares de repolho roxo apresentaram um
grau mais elevado de estabilidade ao calor quando comparadas às soluções de
concentrado de amora e beterraba vermelha. Bridle e Timberlake (1997) e Chigurupati,
22
Saiki e Gayser (2002) afirmam que a ocorrência extensiva de acilação nos pigmentos do
repolho roxo confere a estes características superiores na estabilidade e na cor.
Van Buren et al. (1968) relatam que os vinhos que continham pigmento acilado
mantiveram sua cor inalterada por um período de 6 dias numa temperatura de 50ºC.
Dirby et al. (2001) estudaram a estabilidade térmica de antocianinas em pH 3,0 usando
solução tampão Mcllvaine para quatro diferentes extratos de antocianinas, na faixa de
temperatura de 25 a 80ºC. Neste trabalho, o grau de estabilidade apresentado pelo
extrato de repolho roxo apresentou melhores resultados do que os extratos da groselha
negra, da casca de uva e do fruto do sabugueiro. Portanto, a excelente estabilidade
térmica das antocianinas do repolho roxo permite o tratamento térmico de produtos
coloridos com pequena perda de coloração.
Kirca e Cemeroglu (2003), demonstraram que a degradação térmica de
antocianinas segue uma relação linear entre concentração de antocianinas e tempo de
estoque em determinada temperatura, seguindo assim, uma reação de primeira ordem. O
mecanismo exato da degradação desses pigmentos em solução aquosa não é bem
elucidado, mas acredita-se que elevadas temperaturas promovam a formação de
chalconas (incolor), como o primeiro passo de degradação (PATRAS et al., 2010;
BROUILLARD, 1982).
Morais et al. (2002) avaliaram a estabilidade de cinco antocianinas presentes em
extratos de uva frente a mudanças na temperatura, tempo de estocagem e quantidade de
luz incidida sobre os extratos. Observaram um aumento na decomposição quando se
estoca um produto por muitos dias em temperaturas altas.
3.5.3 Influência da Copigmentação
A copigmentação pode ocorrer intra ou intermolecularmente. A primeira ocorre
quando o pigmento e o copigmento fazem parte da mesma molécula, já a segunda
ocorre por mecanismos de forças de Van der Waals e efeitos hidrofóbicos em meio
aquoso entre a antocianina e o copigmento (MAZZA, 1990; FALCÃO et al., 2003).
A copigmentação intermolecular entre antocianinas, juntamente com outros
compostos, produz um aumento na intensidade da cor e um deslocamento no
comprimento máximo de absorção. Vários compostos atuam como copigmentos de
23
antocianinas, tais como: aminoácidos, ácidos orgânicos, flavonoides, alcaloides
(MAZZA; BROUILLARD, 1987).
A presença de flavonoides não antociânicos podem proteger as antocianinas
contra a degradação. Um exemplo é relatado por Stringheta (1991), em que o aumento
da quantidade de ácido tânico propiciou um acréscimo proporcional na estabilidade das
antocianinas presentes, com uma redução significativa nos seus níveis de degradação.
Segundo Stringheta et al. (2000) e Francis (1982) a coloração não pode ser
considerada como um fator exclusivamente dependente do pH, porque as antocianinas
e sua coloração são estabilizadas por fatores físico-químicos incomuns, como por
exemplo, efeitos de copigmentação.
3.5.4 Influência da Luz
Pesquisas demostram que a luz propicia a degradação das antocianinas. Fato
esse que pode ser observado no estudo feito por Stringheta (1991), que ilustrou o efeito
destruidor da luz, quando intenso, sobre as antocianinas presentes no capim gordura,
entretanto este efeito não é exclusivo da presença de luz, porque também está
estreitamente ligado ao pH.
Já Dirby et. al. (2001), Carlsen e Stapelfeldt (1997) observaram uma baixa
sensibilidade à fotodegradação em pH levemente ácido, quando determinaram a
quantidade aparente de foto-branqueamento de antocianinas oriundas do repolho roxo e
do fruto do sabugueiro.
3.5.5 Presença de Metais
A variedade de cores da antocianina também foi explicada pela formação de
quelatos com sais flavílio e íons metálicos segundo Castañeda-Ovando et al. (2009). Os
íons metálicos sozinhos não possuem coloração, mas associados às antocianinas
conferem grande quantidade de cores e tons a esses compostos (MAZZA, 1990).
As antocianinas em presença de cátions de alumínio, ferro e outros metais
formam produtos insolúveis. Estes produtos, em relação às antocianinas livres,
principalmente no caso do alumínio, apresentam maior estabilidade frente a fatores
como calor, pH e oxigênio (BOBBIO; BOBBIO, 1995).
24
O efeito do acréscimo da concentração de íons de Fe3+
na solução de antocianina
presentes no capim gordura, relatado por Stringheta (1991), promoveu uma redução
significativa na absorbância. Porém, o complexo ácido tânico-antocianina em meio
ácido (pH = 2,0) sofre pouca alteração com a adição de Fe3+
. Também foi estudado o
efeito do Cu2+
, constatando que a presença de íons metálicos pode alterar o padrão
espectral da cor das antocianinas na região do espectro visível, podendo também formar
precipitado por reação com os metais, efeito este acentuado à medida que se eleva o pH
do meio de 2,0 para 4,0.
3.5.6 Oxigênio
A presença de oxigênio no meio também é um fator significativo na degradação
de antocianinas, mesmo na ausência de luz, em todos os valores de pH. Esta degradação
ocorre através de um mecanismo de oxidação direta ou indireta dos constituintes do
meio que reagem com as antocianinas. Precipitados e desenvolvimento de turbidez em
sucos de frutas podem ser resultado da oxidação direta da base carbinol de antocianinas
(JACKMAN; SMITH, 1992).
Daravingas e Cain (1968), estudando a degradação do pigmento do suco de
framboesa, constaram que o segundo fator em ordem de importância, após o pH, na
degradação do pigmento, era a presença do oxigênio molecular. Em todos os sistemas
estudados, quando o nitrogênio foi usado em substituição ao oxigênio, a estabilidade da
antocianina foi aumentada.
3.6 Extração
A escolha do método de extração de antocianinas depende da proposta de
aplicação. Considerando a esfera industrial, é importante que seja um método simples,
rápido, de baixo custo e que utilize solventes extratores de baixa toxicidade.
As antocianinas são moléculas polares devido à presença dos grupos hidroxilas,
carboxilas, metoxilas e glicosilas residuais ligados aos seus anéis aromáticos.
Consequentemente, elas são mais solúveis em água do que em solventes não polares.
Porém, dependendo das condições do meio, as antocianinas podem ser solúveis em éter.
25
Estas características ajudam na extração e separação das antocianinas (HARBORNE;
GRAYER, 1988).
Solventes alcoólicos, como metanol e etanol, são os mais utilizados
(STINTZING et al., 2002; REVILLA et al., 1998; MACZ-POP et al., 2006; CHEN et
al., 2006; LEE; HONG, 1992; TERCI, 2004). Muitos trabalhos têm empregado
solventes extratores alcoólicos acidificados para favorecer a extração, pois auxilia a
penetração do solvente nos tecidos das frutas e vegetais, além de aumentar a
estabilidade dos extratos por dificultar o aparecimento de fungos que degradam as
antocianinas (REVILLA et al., 1998; MACZ-POP et al., 2006).
O uso de solventes ácidos para a extração deve ser cauteloso, pois excesso de
ácido pode levar à formação de antocianidinas e outros flavonoides por hidrólise. Em
estudos quantitativos, a hidrólise das antocianinas poderia gerar resultados
superestimados da quantidade total de antocianinas presentes na espécie estudada,
principalmente se o método de análise empregado for espectrofotométrico por
quantificar somente antocianinas totais (REVILLA et al., 1998). É recomendado usar
ácidos fracos como o acético, fórmico e perclórico durante as extrações e deve-se
monitorar a acidez durante o processo. Com metanol, o ácido cítrico é o mais efetivo
ácido orgânico, seguido pelos ácidos tartárico, fórmico, acético e propiônico, nesta
ordem. Se o processo de extração envolver a água, os melhores ácidos são ácido acético,
cítrico, tartárico e hidroclorídrico (BRIDLE; TIMBERLAKE, 1997; XAVIER, 2004;
HARBORNE; GRAYER, 1988).
Alguns trabalhos têm empregado também o uso de acetona para extração de
antocianinas, com posterior secagem em rotaevaporador a 30°C (JING; GIUSTI, 2007;
McGHIE; ROWAN; EDWARDS, 2006). A principal vantagem da acetona como
solvente extrator seria a maior facilidade de secagem dos extratos após o término do
processo de extração, por se tratar de um solvente mais volátil e consequentemente
requerer uma temperatura de ebulição menor. Porém, a aplicação da acetona como
solvente extrator em rotina industrial não é vantajosa devido a maior toxicidade e
periculosidade quando comparada com solventes aquosos e alcoólicos (FAVARO,
2008).
O processo de extração de antocianinas de uvas em leito fixo, adotando metanol
como solvente, foi estudado por Mantell et al. (2002). Recentemente, um processo de
extração aquosa para antocianinas de girassol foi avaliado. Foi demonstrado que a
extração com água sulfurada (1000 ppm SO2) é melhor que a extração tradicional com
26
etanol:ácido acético:água. Também foi demonstrado que 1 hora de extração foi
suficiente para alcançar a extração completa dos pigmentos. Desta forma, sugeriu-se
que uma das possíveis razões para a melhora na extração com SO2 está na interação das
antocianinas com os íons HSO3-
, os quais aumentam a solubilidade e difusão das
antocianinas através da parede celular (GAO; MAZZA, 1996).
Em uma patente publicada pelo INETI (1994), é descrito um processo de
preparação de concentrados antociânicos para uso nas indústrias alimentícia,
farmacêutica e cosmética. O processo é caracterizado por usar água acidificada com
ácido cítrico (pH 1,0 a 3,0) para extração, possuir uma etapa intermediária de
tratamento enzimático (24 horas à temperatura ambiente) para redução do teor de
açúcares, seguido de filtração e/ou centrifugação para eliminar as impurezas sólidas e
concentração a pressão reduzida (secagem em spray dryer). O extrato purificado
apresenta um teor de açúcares inferior a 1%.
A EMBRAPA, por meio de Guimarães et al. (1984), realizou um estudo
utilizando processos de extração de antocianinas de resíduos do processamento de uvas
para obtenção de suco. Os métodos de extração utilizados foram a imersão e a
percolação com etanol:ácido clorídrico e água:dióxido de enxofre. Hilton et al. (1982)
descrevem um processo para a estabilização e purificação de extratos de antocianina. O
processo de purificação do extrato de antocianinas submete o extrato a ultrafiltração ou
diálise usando uma membrana semipermeável para separar os componentes de baixo
peso molecular, retendo os pigmentos de antocianina. O extrato concentrado é
submetido à troca iônica para remover os íons presentes. O extrato final obtido possui
grande estabilidade e reduzido potencial para o crescimento de leveduras.
O processo de secagem dos extratos é um fator muito importante e se faz
necessário por diversos motivos, como, dentre outros, a facilidade de armazenamento
do produto final (FAVARO, 2008).
3.7 Técnicas para Análise de Antocianinas
A quantidade e a identidade das antocianinas nos vegetais também estão
relacionadas a fatores genéticos e ambientais, como: condições de cultivo, tempo de
plantio, exposição à luz UV e método de colheita. Por esse motivo, a comparação de
teores de antocianinas dentre diferentes culturas de um mesmo vegetal, como frutas, ou
27
dentre culturas e vegetais diferentes pode gerar resultados bastante distintos. Estudos
indicam que, mesmo sob iguais condições de cultivo, crescimento e fertilização podem-
se observar variações de identidade e quantidade das antocianinas (SIRIWOHARN et
al., 2004; SYVACY; SÖKMEN, 2004).
A determinação exata de antocianinas é de importância significativa,
principalmente quando estas são utilizadas para fins farmacêuticos (VILLIERS et al.,
2009). Sua quantificação apresenta três problemas principais: a falta de estabilidade
desses compostos, a possibilidade de estarem sob a forma de copigmentação e a
interferência de outras moléculas na própria medida (ALBARICI et al., 2006).
Existem diversos métodos descritos na literatura para identificar e quantificar
antocianinas (totais ou individuais), dentre os quais se destacam as técnicas como
cromatografia em papel (CP), espectrofotometria, cromatografia líquida de alta
eficiência (CLAE), eletroforese capilar (CE), espectrometria de massas (MS) e
ressonância magnética nuclear (RMN). Estes métodos podem ser empregados, em
separado ou acoplados uns aos outros (MARÇO; POPPI; SCARMÍNIO, 2008; LEE;
RENNAKER; WROLSTAD, 2008; HARBORNE, 1994; PETRI et al., 1997; FULEKI;
FRANCIS, 1968; TIAN et al., 2005).
Quando se deseja realizar um estudo de detecção, a cromatografia em papel é
mais que suficiente. Entretanto, esta técnica não é muito utilizada por ser demorada e
dificultar a quantificação, além da não especificidade (MARÇO et al., 2008; HONG;
WROLSTAD, 1990).
Para um estudo mais elaborado, métodos baseados na espectrometria têm sido
muito utilizados. Pigmentos isolados foram estudados pela espectroscopia UV-visível.
Todos os flavonoides mostram alta absorbância na faixa de 250 a 270 nm (região UV)
e, particularmente as antocianinas, têm uma intensa absorção na faixa de 520 a 560 nm
(região visível). Isto tem sugerido que a absorção UV pode ser atribuída principalmente
ao anel A, enquanto que a absorção visível deve-se ao pirano e ao anel B, representados
na Figura 6. Todavia, apenas espectros de absorção no UV-Vis não geram informações
suficientes para uma investigação detalhada (VILLIERS et al., 2009).
28
Figura 6 - Estrutura química da antocianina
A absorção na região visível é a melhor ferramenta para observar o efeito de
copigmentação: os espectros visíveis das antocianinas mostram um efeito hipercrômico,
aumentando a intensidade do máximo observado e resultando em amostras mais
coloridas, acompanhadas de um deslocamento batocrômico (deslocamento da posição
do máximo de absorbância para um comprimento de onda menor) causado pelo efeito
de solvatação (BROUILLARD, 1983; BROUILLARD et al., 1991).
Por desejar-se conhecer mais profundamente a química desses compostos e
ainda identificá-los e quantificá-los em matrizes complexas, como extratos vegetais, a
cromatografia líquida de alta eficiência e a eletroforese capilar, ambas acopladas ou não
à espectrometria de massas, são as técnicas mais indicadas (MARÇO et al., 2008;
VILLIERS et al., 2009; COSTA et al., 2000). A cromatografia acoplada à
espectrometria de massas, como sistema de detecção, tem sido uma das ferramentas
mais poderosas de identificação de antocianinas (ZHANG et al., 2004); entretanto, em
razão da falta de padrões de referência e/ou do elevado custo dos padrões disponíveis,
torna- se inviável criar uma biblioteca de dados de espectro de massas para identificação
desses compostos (CANUTO, 2011).
A análise de antocianinas por eletroforese capilar (CE) é possível em razão
dessas espécies serem catiônicas em pH baixo, apresentando mobilidade quando
submetidas a um campo elétrico (LEE; HONG, 1992). Esta técnica vem sendo bastante
explorada por ser considerada uma técnica ambiental, já que utiliza pequena quantidade
de solventes, padrões e amostras (PETERSON et al., 2008), mas ainda é uma técnica
pouco desenvolvida neste tipo de análise. Em um estudo realizado para a análise de
antocianinas em morango, Comandini et al. (2008), verificaram boa performance da
técnica, entretanto, afirmaram que a cromatografia demonstrou menores limites de
29
detecção e quantificação, o que se torna viável quando se trata de análise de extratos
vegetais, onde na maioria das vezes, os compostos são encontrados em quantidades
ínfimas.
3.8 Efeitos Benéficos ao Organismo
Antocianinas têm apresentado um papel muito importante na fisiologia das
plantas, e são importantes para a indústria de alimentos e na saúde humana (WU;
PRIOR, 2005). Não se encontra nenhum relato na literatura sobre a toxicidade desses
compostos amplamente distribuídos no reino vegetal (MONDELLO, 2000). Inúmeras
pesquisas têm demonstrado que as antocianinas e suas respectivas agliconas
(antocianidinas) são compostos bioativos e que, dentre os vários efeitos fisiológicos,
possuem capacidade antioxidante (PATRAS et al., 2010; TIAN et al., 2005; LIMA et
al., 2006; LONGO; VASAPOLLO, 2006; FALCÃO et al., 2003; YANG; ZHAI, 2010;
KAHKÖNEN; HEINONEN, 2003) e propriedades anti-inflamatórias (TIAN et al.,
2005; LIMA et al., 2006; ROSSO et al., 2008; MAZZA, 2007). A eficiência protetiva
das antocianinas depende de sua estrutura química, bem como do grau de glicosilação e
do número de grupos hidroxilas ligados ao anel B (ROSSO et al., 2008).
São consideradas antioxidantes mais potentes frente aos clássicos, como o BHA
(terc-butil-4-hidroxianisol), BHT (2,6-di-terc-butil-4-metilfenol) e o-tocoferol
(MAZZA, 2007). A atividade antioxidante desses compostos está associada à
capacidade que possuem de doar hidrogênios e elétrons a radicais livres (KUSKOSKI et
al., 2004; KONG et al., 2003). A eficiência da ação antioxidante das antocianinas
depende da sua estrutura química e da concentração desses compostos presentes nos
alimentos; entretanto, essa quantidade está diretamente relacionada às condições
ambientais às quais os alimentos são submetidos, como pH do solo no qual foi
cultivado, grau de maturação do alimento, etc. (MELO et al., 2006).
Uma ampla definição de antioxidante é “qualquer substância que, presente em
baixas concentrações quando comparada a do substrato oxidável, atrasa ou inibe a
oxidação deste substrato de maneira eficaz” (SIES; STAHL, 1995). Biologicamente, os
antioxidantes são agentes responsáveis pela inibição e redução das lesões causadas
pelos radicais livres nas células. As moléculas orgânicas e inorgânicas e os átomos que
contêm um ou mais elétrons não pareados, com existência independente, podem ser
30
classificados como radicais livres (HALLIWELL, 1994). Essa configuração faz dos
radicais livres moléculas altamente instáveis, com meia-vida curtíssima e quimicamente
muito reativas. Os danos oxidativos induzidos nas células e tecidos pelos radicais livres
têm sido relacionados com a etiologia de várias doenças, incluindo doenças
degenerativas tais como as cardiopatias, aterosclerose e problemas pulmonares
(BIANCHI; ANTUNES, 1999).
As antocianinas também são capazes de promover a vasodilatação (ROSSO et
al., 2008; ALBARICI et al., 2006), atuam na prevenção da hiperglicemia, estimulam a
secreção de insulina, diminuem o risco de doenças cardiovasculares (PATRAS et al.,
2010; ROSSO et al., 2008) melhoram a adaptação da visão noturna e previnem a fadiga
visual (LIMA et al., 2006). Estudos também afirmam que esses compostos podem inibir
a proliferação de células humanas cancerígenas, originadas em diferentes partes do
corpo como: estômago, cólon, mama, pulmão e sistema nervoso central (PATRAS et
al., 2010; BORKOWSKI et al., 2005; LIMA et al., 2006; FALCÃO et al., 2003). São
tidos como compostos neuroprotetivos (MAZZA, 2007).
Vários trabalhos têm demonstrado as propriedades antioxidantes dos compostos
fenólicos e das antocianinas, sendo que os alimentos ricos nestes compostos podem
trazer benefícios à saúde. Kuskoski et al. (2006), trabalhando com polpas de frutas
congeladas e frutos tropicais in natura, verificou que a atividade antioxidante dos
mesmos é positivamente correlacionada com o conteúdo de antocianinas e polifenóis
totais. Ghiselli et al. (1998) isolou três diferentes frações de compostos fenólicos
contidas em vinho tinto e analisou a atividade antioxidante na inativação de radicais
livres e sobre o LDL humano in vitro. Segundo estes autores, as antocianinas tiveram o
maior poder antioxidante, porém não descartam uma ação sinérgica entre os compostos
fenólicos, pois os extratos isolados tiveram menor poder antioxidante do que o vinho.
31
4 MATERIAL E MÉTODOS
4.1 Os Locais e Épocas de Amostragem dos Produtos de Juçara
Foram realizadas amostragens dos produtos de juçara de dois locais do Estado
de São Paulo: o município de São Luiz do Paraitinga e o município de Natividade da
Serra.
O município de São Luiz do Paraitinga ocupa uma área de 617 km2, limita-se
com os seguintes municípios: Norte – Taubaté (SP), Sul – Ubatuba (SP), Leste –
Lagoinha (SP) e Oeste – Redenção da Serra (SP) e Natividade da Serra (SP), suas
coordenadas são: 23°13′23″ (latitude sul), 45º18′38″ (longitude oeste) e apresenta
altitude média de 742 m (SLP, 2013).
O município de Natividade da Serra limita-se com os seguintes municípios:
Norte – Redenção da Serra (SP), Sul – Caraguatatuba (SP), Leste – Aparecida (SP),
Oeste – Paraibuna (SP), Nordeste – São Luiz do Paraitinga (SP) e Sudeste – Ubatuba
(SP). O município apresenta uma altitude média de 720 m, suas coordenadas são:
23º22′33″ (latitude sul), 45º26'31" (longitude oeste) e ocupa uma área de 832,606 km2
(NS, 2013).
Foram colhidas as frutas in natura, provenientes de uma propriedade localizada
na cidade de São Luiz de Paraitinga – SP, em 11 de setembro de 2013, os frutos
estavam maduros, apresentavam coloração uniforme e foram acondicionados em
embalagens plásticas pretas e transportados ao Laboratório de Análise de Alimentos do
Departamento de Ciências Agrárias (DCA) da Universidade de Taubaté (UNITAU). Os
frutos são ilustrados pelas Figuras 7, 8 e 9.
A polpa congelada, safra de 2013, representada pelas Figuras 10 e 11, originária
de Natividade da Serra – SP foi transportada em embalagem lacrada, condicionada em
caixa térmica até ao laboratório de Análise de Alimentos do DCA/UNITAU.
A granola foi previamente produzida com as polpas de Natividade da Serra,
safra 2013, ilustrada pela Figura 12, e com polpa de São Luiz do Paraitinga, safra 2012.
Após o preparo foram armazenadas em embalagens próprias em temperatura ambiente.
Encaminhadas também ao laboratório do DCA/UNITAU. O suco foi preparado no
momento da análise utilizando a polpa congelada proveniente de Natividade da Serra.
32
Figura 7: Fruto Juçara
Figura 8: Fruto Juçara
Figura 9: Fruto Juçara
33
Figura 10: Polpa de Juçara
Figura 11: Polpa de Juçara
Figura 12: Granola com Juçara
34
4.2 Determinação de Antocianinas Totais
A determinação de antocianinas totais foi realizada segundo o método descrito
por Lees e Francis (1972), com algumas adaptações. Para esta quantificação, em
béqueres envoltos em papel alumínio, as amostras (fruto, polpa, granola, suco natural e
suco com limão) foram homogeneizadas com solução extratora a base de etanol
acidificado com ácido clorídrico e descansaram por uma hora a temperatura de
refrigeração, ou seja, aproximadamente 4°C.
Após esse período as amostras foram filtradas com auxílio de papel de filtro e os
resíduos lavados exaustivamente com a solução extratora até a remoção completa dos
pigmentos. Os filtrados foram coletados em balões volumétricos de 100 ml, aferidos
com a solução extratora, deixados em repouso no escuro por 2h a temperatura de
refrigeração e a absorbância foi medida a 535nm, em espectrofotômetro (modelo
Spectrum SP-1105) do Laboratório de Análise de solos e Nutrição de Plantas, usando
etanol para zerar o equipamento.
A quantificação de antocianina foi feita por meio da equação descrita abaixo e o
resultado expresso em equivalente da antocianina principal, cianidina-3-glucosídeo.
(
)
Onde: AT são as antocianinas totais expressas em mg da antocianina
predominante em 100g de amostra; Abs535 = é a absorbância do extrato filtrado lida a
535nm; PM é o peso molecular da cianidina-3-glucosídeo (449,2 g/mol); FD é o fator
de diluição dado pela razão entre o volume final da solução após a adição do tampão e
pelo volume da alíquota da amostra; é o coeficiente de extinção molar da cianidina-3-
glucosídeo em solução etanólica acidificada à 535nm, cujo valor é 26900L/cm.mg e 100
é utilizado para expressar o valor por 100 gramas de amostra.
4.3 Delineamento estatístico
Para a efetivação deste projeto, foram realizados ao todo 42 tratamentos para o
estudo da quantificação de antocianinas no fruto, polpa e produto processado (suco e
35
granola). Esses tratamentos foram separados em sete blocos cada um com seis amostras
com variação no fator de diluição conforme Tabela 2. Foram utilizadas seis diluições
diferentes a fim de identificar em qual se encontra a melhor leitura da absorbância e
assim a maior concentração de antocianinas totais em função da cianidina-3-gluosídeo.
Tabela 2 – Esquema do delineamento estatístico
Blocos (Produtos) Amostra (mL) Etanol (mL) Fator de Diluição
Fruto extraído com água
Fruto extraído com etanol
Polpa
Suco Natural
Suco com Limão
Granola 2013
Granola 2012
1,0 1,0 2,0
0,2 2,0 2,2
0,2 3,0 3,2
0,4 3,0 3,4
0,6 3,0 3,6
0,2 4,0 4,2
4.4 Análises dos Resultados
Os resultados foram submetidos à análise de variância e as médias comparadas
pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade, utilizando o programa Assistat versão 7.0 de
2012.
36
5 RESULTADOS E DISCUSSÕES
Os valores médios de antocianina totais, em função da cianidina-3-glucosídeo,
extraídos do fruto, da polpa e dos derivados da polpa de Juçara em relação à diluição
utilizada estão na Tabela 3 que apresenta estatisticamente os resultados obtidos.
Verifica-se que a diluição 6 (4,20) resultou na obtenção de maiores teores de
antocianina extraídos, estatisticamente diferentes, em todos os produtos analisados
conforme apresentado na Tabela 4 e Figura 13.
37
Tabela 3: Concentrações de antocianinas totais expressas em equivalente da antocianina principal cianidina-3-glucosídeo para os produtos.
Diluição
Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto
Fruto com Água Fruto com Etanol Polpa Suco Natural Suco com Limão Granola 2013 Granola 2012
1 (2,0) 7,765 f 7,431
f 55,862
f 106,038
f 114,053
f 5,010
f 0,334
d
2 (2,2) 8,501 e 8,122
e 65,590
e 116,664
e 125,469
e 5,541
e 0,380
cd
3 (3,2) 12,420 d 11,846
d 114,191
d 169,650
d 182,488
d 8,036
d 0,522
bcd
4 (3,4) 26,276 c 24,901
c 123,937
c 180,250
c 193,904
c 8,497
c 0,638
abc
5 (3,6) 36,181 b 35,624
b 133,667
b 190,878
b 205,304
b 8,999
b 0,742
ab
6 (4,2) 42,224 a 41,548
a 162,814
a 222,692
a 239,510
a 10,536
a 0,875
a
F 39138,026 12139,186 158983,399 116347,652 78728,705 961,606 12,911
CV % 0,590 1,070 0,160 0,140 0,170 1,520 17,390
dms 0,357 0,635 0,490 0,625 0,817 0,324 0,277
38
Figura 13 - Teor de Antocianina na melhor diluição (Diluição 06)
Ao submeter os teores de antocianinas extraídos na diluição 6 dos diferentes
produtos, constatou-se que o suco com limão apresentou os maiores teores
estatisticamente diferentes dos demais produtos, como pode ser verificado na Tabela 4.
Tabela 4: Antocianinas totais expressas em equivalente da antocianina principal
cianidina-3-glucosídeo para os produtos na melhor diluição
Produtos Fator Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto
Fruto com Água 4,20 42,224 d
Fruto com Etanol 4,20 41,548 e
Polpa 4,20 162,814 c
Suco Natural 4,20 222,692 b
Suco com Limão 4,20 239,510 a
Granola 2013 4,20 10,536 f
Granola 2012 4,20 0,875 g
F - 39138,026
CV % - 0,590
dms - 0,357
42,224 41,548
162,814
222,692 239,510
10,536 0,87467
y = -22,408x2 + 175,35x - 150,38 R² = 0,6764
Fruto comÁgua
Fruto comEtanol
Polpa Suco Natural Suco comLimão
Granola2013
Granola2012
An
toci
anin
a e
m m
g /
10
0 g
Produtos
Antocianinas Totais
Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto
Polinômio (Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto)
39
5.2 Teor de Antocianina no Fruto
Foram realizados dois tratamentos para o fruto da Juçara, o primeiro consistiu na
extração com água e o segundo com etanol. Os resultados são apresentados pelas
Figuras 14 e 15 e o tratamento estatístico para os dados estão nas Tabelas 5 e 6.
Figura 14 - Teor de Antocianina no Fruto da Juçara com extração com água.
Figura 15 - Teor de Antocianina no Fruto da Juçara com extração com etanol.
7,765 8,501 12,420
26,276
36,181 42,224
y = 7,6913x - 4,6917 R² = 0,9371
1 2 3 4 5 6An
toci
anin
a e
m m
g /
10
0 g
Diluição
Antocianinas Totais no Fruto
Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto
Linear (Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto)
7,431 8,122 11,846
24,901
35,624 41,548
y = 7,6043x - 5,0362 R² = 0,9343
1 2 3 4 5 6An
toci
anin
a e
m m
g /
10
0 g
Diluição
Antocianinas Totais no Fruto
Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto
Linear (Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto)
40
Tabela 5: Antocianinas totais expressas em equivalente da antocianina principal
cianidina-3-glucosídeo para a extração do fruto com água.
Diluição Fator Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto
Diluição 1 2,00 7,76467 f
Diluição 2 2,20 8,50100 e
Diluição 3 3,20 12,41967 d
Diluição 4 3,40 26,27633 c
Diluição 5 3,60 36,18100 b
Diluição 6 4,20 42,22433 a
F - 39138,026
CV % - 0,590
dms - 0,357
Tabela 6: Antocianinas totais expressas em equivalente da antocianina principal
cianidina-3-glucosídeo para a extração do fruto com etanol.
Diluição Fator Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto
Diluição 1 2,00 7,43100 f
Diluição 2 2,20 8,12167 e
Diluição 3 3,20 11,84600 d
Diluição 4 3,40 24,90100 c
Diluição 5 3,60 35,62433 b
Diluição 6 4,20 41,54833 a
F - 12139,186
CV % - 1,070
dms - 0,635
A diluição 6 foi a que apresentou a maior concentração de antocianinas totais no
fruto, para a extração com água o valor foi de 42,224 mg.100g-1
e 41,548 mg.100g-1
para a extração com etanol. Valores estes estão próximos ao encontrado por Schultz
(2008) que realizou a quantificação de antocianinas no fruto da juçara e do açaí. Os
frutos apresentaram uma quantidade de 58,5 mg.100g-1
para a juçara e 18,4 mg.100g-1
para o açaí.
41
Quando comparada com o açaí, a juçara apresenta valores intermediários. Rogez
(2000) encontrou para o açaí o valor médio de 92,7 mg.100g-1
, dado esse superior ao
encontrado para a juçara nos diferentes tratamentos de extração, valor esse também
superior ao de Schultz (2008). Rogez (2008) utilizou em seu trabalho amostras frescas
do fruto, despolpadas momentos antes das análises o que favoreceu o alto índice de
antocianinas uma vez que a degradação enzimática e microbiana foi pequena. Para este
trabalho os frutos também estavam frescos, porém por causa do tempo transcorrido no
transporte da cidade de São Luiz do Paraitinga à Taubaté iniciou-se a degradação da
antocianina. Outro ponto importante a ser ressaltado é a utilização de diferentes
metodologias de análises, fato este que também influência nos valores encontrados.
Já Constant (2003) encontrou para o açaí teores mais elevados de antocianinas
do que os resultados do presente trabalho, aos de Rogez (2000) e aos de Schultz (2008).
Naquele estudo foram obtidos 127,33 mg.100g-1
de fruto, valor aproximadamente três
vezes maior que o da juçara.
Quando comparadas à uva a quantidade de antocianinas da juçara está dentro da
faixa de variação. O conteúdo de antocianinas em uvas tintas varia de 30 a 750
mg.100g-1
da fruta madura. Em uvas Concord varia entre 61 a 112 mg.100g-1
, enquanto
que uvas viníferas como Pinot Noir, Cabernet Sauvignon e Vincent apresentam
concentrações médias de antocianinas de 33, 92 e 439 mg.100g-1
, respectivamente
(MAZZA, 1995).
Já com relação à acerola, Lima et al. (2002) realizou um estudo e os frutos
apresentaram 26,23 mg.100g-1
e 14,11 mg.100g-1
, valores esses que se relacionam com
as médias encontradas nesse trabalho quando utilizando diluições inferiores. Na diluição
3 os valores médios encontrados foram de 12,420 mg.100g-1
e 11,846 mg.100g-1
, para
água e etanol respectivamente. E na diluição 4 os valores foram de 26,276 mg.100g-1
e
24,901 mg.100g-1
.
De acordo com Macheix et al. (1990), o teor de antocianinas pode ser
influenciado por fatores climáticos como temperatura e iluminação que, dessa forma,
dificultam a comparação entre diferentes cultivos de uma mesma fruta, e ainda mais
quando se deseja comparar frutas diferentes avaliadas em trabalhos realizados em
diferentes regiões, em épocas climáticas diferentes, com forma de cultivo diferente,
entre outros, justificativa essa plausível com os resultados obtidos e elucidados neste
estudo.
42
Outro ponto relevante é explanado por meio das equações de regressão linear,
elas apresentaram o coeficiente linear de Pearson (R2) de 0,94 para extração com água e
0,93 para extração com etanol, assim comprova-se que a diluição é um fator que influi
na concentração de antocianinas no produto fresco. O coeficiente (R2) apresenta uma
correlação positiva e alta, que é estatisticamente significativo, e constata que a partir do
aumento da diluição se dá o aumento da concentração de antocianinas totais nas
amostras.
5.3 Teor de Antocianina na Polpa
Os teores de antocianinas extraídas da polpa apresenta alta correlação positiva
com o aumento da diluição e segue uma distribuição linear conforme curva de tendência
ilustrada na Figura 16, seguindo o mesmo padrão apresentado pelo fruto.
Figura 16 - Teor de Antocianina na Polpa de Juçara.
A polpa de juçara apresentou teor máximo de 162,814 mg.100g-1
, representado
pela diluição 6, na Tabela 3 e 7 e na Figura 16.
55,862 65,590
114,191 123,937 133,667
162,814
y = 21,393x + 34,469 R² = 0,9464
1 2 3 4 5 6An
toci
anin
a e
m m
g /
10
0 g
Diluição
Antocianinas Totais na Polpa
Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto
Linear (Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto)
43
Tabela 7: Antocianinas totais expressas em equivalente da antocianina principal
cianidina-3-glucosídeo para a polpa.
Diluição Fator Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto
Diluição 1 2,00 55,86167 f
Diluição 2 2,20 65,58967 e
Diluição 3 3,20 114,19100 d
Diluição 4 3,40 123,93700 c
Diluição 5 3,60 133,66700 b
Diluição 6 4,20 162,81430 a
F - 158983,400
CV % - 0,160
dms - 0,490
O resultado obtido apresenta-se inferior ao encontrado por Ribeiro et al. (2011).
Os autores analisaram o teor de antocianinas nas polpas de juçara e de açaí e alcançaram
os valores de 235,8 mg.100g-1
para a juçara e 32,32 mg.100g-1
para o açaí.
Quando comparado com os resultados obtidos por Fadden (2005) apud Iaderoza
et al. (1992), o conteúdo de antocianinas presentes em polpas de juçara também é
inferior ao encontrado na polpa dos frutos do açaizeiro e dos frutos do palmiteiro, sendo
que os valores obtidos são de 336 mg.100g-1
para o açaí e de 1.347 mg.100g-1
para a
juçara, valor esse muito maior que o apresentado neste trabalho.
Com relação a outros frutos, Kuskoski et al. (2006) analisou polpas de frutas
congeladas e detectou o teor de antocianinas em amora, uva, açaí, goiaba, morango e
acerola que foram respectivamente: 41,8; 30,9; 22,8; 2,7; 23,7; 16,0 mg.100g-1
. O
conteúdo de antocianinas em todas essas polpas foi inferior ao encontrado na polpa de
juçara.
A variação do conteúdo de antocianinas nas polpas pode ser elucidada por meio
das diferentes metodologias de análise. Giusti e Wrolstad (2001) propuseram que o
método de quantificação fosse feito por meio do emprego de dois comprimentos de
onda, esta técnica promove uma melhor avaliação do teor de antocianinas, pois a
diferença entre os comprimentos de onda fornece uma absorbância livre de compostos
de degradação, quantificando apenas as antocianinas. O mesmo não acontece com a
metodologia proposta por Fuleki e Francis (1968) ou por Lees e Francis (1972) pois,
44
nessas metodologias, emprega-se apenas um comprimento de onda, o de absorção
máxima. Devido a isso, pode-se promover uma superestimação do teor de antocianinas
encontrado, pois compostos de degradação também são quantificados.
A variação se deve também à instabilidade das antocianinas frente a fatores que
podem ocorrer durante o processo de despolpamento e congelamento da polpa, tais
como incorporação de oxigênio, incidência de luz e temperatura, conforme citado por
Ribeiro e Seravalli (2004).
5.4 Teor de Antocianina em Produtos Processados
Os produtos processados de juçara como o suco, tanto o natural como o
adicionado de limão, apresentaram os maiores conteúdos de antocianinas conforme
demonstrados estatisticamente pelas Tabelas 8 e 9 e ilustrados pelas Figuras 17 e 18. Os
resultados obtidos seguem o mesmo principio da correlação de Pearson, apresentando
R2 próximo de 1.
Tabela 8: Antocianinas totais expressas em equivalente da antocianina principal
cianidina-3-glucosídeo para o suco natural.
Diluição Fator Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto
Diluição 1 2,00 106,03770 f
Diluição 2 2,20 116,66430 e
Diluição 3 3,20 169,65000 d
Diluição 4 3,40 180,24970 c
Diluição 5 3,60 190,87779 b
Diluição 6 4,20 222,69170 a
F - 116347,652
CV % - 0,140
dms - 0,625
45
Tabela 9: Antocianinas totais expressas em equivalente da antocianina principal
cianidina-3-glucosídeo para o suco com limão.
Diluição Fator Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto
Diluição 1 2,00 114,05300 f
Diluição 2 2,20 125,46930 e
Diluição 3 3,20 182,48770 d
Diluição 4 3,40 193,90370 c
Diluição 5 3,60 205,30370 b
Diluição 6 4,20 239,50970 a
F - 78728,705
CV % - 0,170
dms - 0,817
Figura 17 - Teor de Antocianina no Suco Natural de Juçara.
106,038 116,664
169,650 180,250 190,878 222,692
y = 23,329x + 82,711 R² = 0,9465
1 2 3 4 5 6An
toci
anin
a e
m m
g /
10
0 g
Diluição
Antocianinas Totais no Suco
Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto
Linear (Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto)
46
Figura 18 - Teor de Antocianina no Suco de Juçara com limão.
Os conteúdos de antocianinas nos sucos apresentaram os maiores resultados,
222,692 mg.100g-1
para o suco natural e 239,510 mg.100g-1
para o suco adicionado de
limão.
Quando comparados com os teores de antocianinas presentes em sucos de outras
frutas os valores encontrados nesta pesquisa estão dentro da faixa de variação.
Rapisarda e Giuffrida (1992) observaram valores muito mais altos para os teores de
antocianina presentes no suco de laranjas de diversas variedades. Foram observados
teores entre 196 e 274 mg.L-1
de antocianina, no suco dos frutos da variedade Moro;
entre 138 e 174mg.L-1
de antocianina, para o suco de Sanguinello Moscato, e entre 34 e
98mg.L-1
, para o suco de Tarocco.
Com relação ao suco de uva os valores são superiores, a concentração média de
antocianinas, encontrada por Mazza (1995), nos sucos de uva reconstituídos variou de
2,13 a 36,23 mg.L-1
e de 1,17 a 66,80 mg.L-1
nos sucos de uva simples. Cultivar,
maturidade, ano de produção e outros fatores ambientais afetam o conteúdo de
antocianinas das uvas e consequentemente do suco de uva.
As diferenças de concentrações entre as diversas marcas de suco também podem
ser explicadas por diferenças no processamento dos mesmos, principalmente no tipo e
tempo de extração, tratamento térmico, tratamentos enzimáticos e condições de
estocagem (SISTRUNK; GASCOIGNE, 1983).
114,053 125,469
182,488 193,904 205,304 239,510
y = 25,092x + 88,968 R² = 0,9464
1 2 3 4 5 6An
toci
anin
a e
m m
g /
10
0 g
Diluição
Antocianinas Totais no Suco
Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto
Linear (Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto)
47
A diferença nos teores de antocianinas nos dois tratamentos aplicados para os
sucos (natural e com limão) se deve a alteração do pH do meio. As antocianinas são
mais estáveis em meio ácido, por isso o conteúdo no suco de juçara com limão
apresentou maior teor.
Para a granola, foram quantificados os teores de antocianinas em lotes de épocas
diferentes a fim de verificação a degradação do conteúdo por questões de luminosidade,
tempo de estocagem e presença de oxigênio. Os teores são representados pelas Figuras
19 e 20 e pelas Tabelas 10 e 11.
Figura 19 - Teor de Antocianina no Granola de Juçara, safra 2013.
5,010 5,541
8,036 8,497 8,999 10,536
y = 1,099x + 3,9232 R² = 0,9458
1 2 3 4 5 6An
toci
anin
a e
m m
g /
10
0 g
Diluição
Antocianinas Totais na Granola
Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto
Linear (Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto)
48
Figura 20 - Teor de Antocianina no Granola de Juçara, safra 2012.
Tabela 10: Antocianinas totais expressas em equivalente da antocianina principal
cianidina-3-glucosídeo para a granola 2013.
Diluição Fator Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto
Diluição 1 2,00 5,00967 f
Diluição 2 2,20 5,54100 e
Diluição 3 3,20 8,03633 d
Diluição 4 3,40 8,49700 c
Diluição 5 3,60 8,99867 b
Diluição 6 4,20 10,53600 a
F - 961,606
CV % - 1,520
Dms - 0,324
0,334 0,380
0,522 0,638
0,742
0,875
y = 0,1116x + 0,1912 R² = 0,989
1 2 3 4 5 6An
toci
anin
a e
m m
g /
10
0 g
Diluição
Antocianinas Totais na Granola
Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto
Linear (Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto)
49
Tabela 11: Antocianinas totais expressas em equivalente da antocianina principal
cianidina-3-glucosídeo para a granola 2012.
Diluição Fator Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto
Diluição 1 2,00 0,33400 d
Diluição 2 2,20 0,38000 cd
Diluição 3 3,20 0,52200 bcd
Diluição 4 3,40 0,63800 abc
Diluição 5 3,60 0,74200 ab
Diluição 6 4,20 0,87467 a
F - 12,911
CV % - 17,390
Dms - 0,277
O teores de antocianinas para a granola da safra de 2013 apresentou os maiores
teores, 10,536 mg.100g-1
quando comparada com a de 2012, que apresentou resultados
bem inferiores 0,875 mg.100g-1
. Dessa forma podemos colocar como pontos
importantes a questão da maneira de armazenamento, influência da luminosidade,
presença de oxigênio e tempo de estoque. Todos são fatores que influenciaram na
degradação das antocianinas presente nas granolas.
A fim de diminuir a perda da antocianina durante o processamento e
armazenamento da granola, pode-se alterar a tecnologia de preparação do produto; outra
maneira de manipular a polpa de juçara diminuindo a degradação dos teores de
antocianinas é a acidificação com ácidos orgânicos logo após o despolpamento,
garantindo dessa forma a estabilidade da molécula, já que esta é mais estável em meio
ácido; quanto ao armazenamento este deve ser ao abrigo da luz e em atmosfera
modificada, ou seja, isenta de oxigênio, para isso pode-se utilizar embalagens com a
coloração verde ou fumê e o produto deve ser embalado a vácuo.
Na literatura não foram encontrados estudos que apresentem teores de
antocianinas em produtos processados, o que dificulta a comparação deste com outros
trabalhos.
50
6 CONCLUSÃO
A avaliação dos teores de antocianinas totais em fruto, polpa e produto
processado, apresentou como maior resultado a antocianina presente em suco com
limão, a concentração foi de 239,510 mg.100g-1
e o menor resultado foi para a granola,
da safra de 2012, 0,875 mg.100g-1
.
Por meio das analises de quantificação dos teores de antocianinas totais estudou-
se o efeito da diluição na determinação e sua variação no fruto, polpa e produto
processado a partir da polpa. A diluição que favoreceu a melhor concentração foi a
diluição 6, para cada 0,2 mL de amostra a ser analisada utilizou-se 4 mL para realizar a
diluição.
Recomenda-se para estudos futuros sejam feitos testes com polpa de Juçara
embalada a vácuo e que sejam utilizadas também embalagens escuras (verde escuro ou
fumê) que impeçam a oxidação das antocianinas pela luz.
51
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64
ANEXOS
Anexo 1: Análises de variância para todos os produtos
Tabela 12: ANOVA para valores de AT presente no fruto (extração com água) em
mg.100g-1
.
FV GL SQ QM F
Tratamentos 5 3314,2515 662,8503 39139,0257 **
Resíduos 12 0,20323 0,01694
Total 17 3314,45474
** significativo ao nível de 1% de probabilidade (p < 0,01)
* significativo ao nível de 5% de probabilidade (0,01 =< p < 0,05)
Tabela 13: ANOVA para valores de AT presente no fruto (extração com etanol) em
mg.100g-1
.
FV GL SQ QM F
Tratamentos 5 3249,23508 649,84702 12139,1855 **
Resíduos 12 0,6424 0,05353
Total 17 3249,87747
** significativo ao nível de 1% de probabilidade (p < 0,01)
* significativo ao nível de 5% de probabilidade (0,01 =< p < 0,05)
Tabela 14: ANOVA para valores de AT presente na polpa em mg.100g-1
.
FV GL SQ QM F
Tratamentos 5 25385,80679 5077,16136 158983,40 **
Resíduos 12 0,38322 0,03194
Total 17 25386,19001
** significativo ao nível de 1% de probabilidade (p < 0,01)
* significativo ao nível de 5% de probabilidade (0,01 =< p < 0,05)
Tabela 15: ANOVA para valores de AT presente no suco natural em mg.100g-1
.
FV GL SQ QM F
Tratamentos 5 30187,82026 6037,56405 116347,65 **
Resíduos 12 0,62271 0,05189
Total 17 30188,44297
** significativo ao nível de 1% de probabilidade (p < 0,01)
* significativo ao nível de 5% de probabilidade (0,01 =< p < 0,05)
65
Tabela 16: ANOVA para valores de AT presente no suco com adição de limão em
mg.100g-1
.
FV GL SQ QM F
Tratamentos 5 34925,6062 6985,12124 78728,7049 **
Resíduos 12 1,06469 0,08872
Total 17 34926,67089
** significativo ao nível de 1% de probabilidade (p < 0,01)
* significativo ao nível de 5% de probabilidade (0,01 =< p < 0,05)
Tabela 17: ANOVA para valores de AT presente na granola (2013) em mg.100g-1
.
FV GL SQ QM F
Tratamentos 5 67,04316 13,40863 961,6059 **
Resíduos 12 0,16733 0,01394
Total 17 67,21049
** significativo ao nível de 1% de probabilidade (p < 0,01)
* significativo ao nível de 5% de probabilidade (0,01 =< p < 0,05)
Tabela 18: ANOVA para valores de AT presente na granola (2012) em mg.100g-1
.
FV GL SQ QM F
Tratamentos 5 0,66089 0,13218 12,9107 **
Resíduos 12 0,12285 0,1024
Total 17 0,78375
** significativo ao nível de 1% de probabilidade (p < 0,01)
* significativo ao nível de 5% de probabilidade (0,01 =< p < 0,05)
Tabela 19: ANOVA para valores de AT presente em todos os produtos em mg.100g-1
na diluição 6 (4,2).
FV GL SQ QM F
Tratamentos 6 188963,4329 31493,90549 543634,40 **
Resíduos 14 0,81105 0,05793
Total 20 188964,244
** significativo ao nível de 1% de probabilidade (p < 0,01)
* significativo ao nível de 5% de probabilidade (0,01 =< p < 0,05)