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PROCEDIMIENTO DE COORDINACIÓN DE ENSEÑANZAS DE LA FACULTAD DE CIENCIAS DE LA UEx (P/CLO009_FC)
Asunto: Plan Docente Iniciación a la
Investigación en Biología Celular II Curso 2016-2017
Código: P/CL009_D002_MUI
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PLAN DOCENTE DE LA ASIGNATURA
Curso académico: 2016-17
Identificación y características de la asignatura
Denominación 400842. Iniciación a la Investigación en Biología Celular II
Créditos ECTS
6
Titulación Máster Universitario de Investigación en Ciencias
Centro Facultad de Ciencias
Semestre 2 Carácter Optativa
Módulo Específico
Materia Especialidad en Biología
Profesor/es
Nombre Despacho Correo-e Pág. web
Matías Hidalgo Sánchez
Gervasio Martín Partido
Javier de Francisco Morcillo
DBC5
DBC3
LBC6-C
Área de
conocimiento Biología Celular
Departamento Anatomía, Biología Celular y Zoología
Profesor
coordinador (si
hay más de uno)
Matías Hidalgo Sánchez
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Investigación en Biología Celular II Curso 2016-2017
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Competencias
CB6. Poseer y comprender conocimientos que aporten una base u
oportunidad de ser originales en el desarrollo y/o aplicación de ideas, a
menudo en un contexto de investigación.
CB7. Que los estudiantes sepan aplicar los conocimientos adquiridos y su
capacidad de resolución de problemas en entornos nuevos o poco conocidos
dentro de contextos más amplios (o multidisciplinares) relacionados con su
área de estudio.
CB8. Que los estudiantes sean capaces de integrar conocimientos y
enfrentarse a la complejidad de formular juicios a partir de una información
que, siendo incompleta o limitada, incluya reflexiones sobre las
responsabilidades sociales y éticas vinculadas a la aplicación de sus
conocimientos y juicios.
CB9. Que los estudiantes sepan comunicar sus conclusiones y los
conocimientos y razones últimas que las sustentan a públicos especializados y
no especializados de un modo claro y sin ambigüedades.
CB10. Que los estudiantes posean las habilidades de aprendizaje que les
permitan continuar estudiando de un modo que habrá de ser en gran medida
autodirigido o autónomo.
Competencias Generales
CG1- Formación especializada que, partiendo de la formación obtenida en un
grado con acceso a este máster, le sitúe en disposición de investigar en
alguna de las líneas de investigación ofertadas en la Rama de Ciencias.
CG2- Manejo de herramientas (bibliográficas, informáticas, de laboratorio,…)
para desarrollar con garantías su investigación en el seno de un grupo de
investigación de la Rama de Ciencias.
CG3- Comprensión de la bibliografía científica en algún campo de estudio de
la Rama de Ciencias.
CG6- Desarrollo de metodologías educativas para la transmisión de
conocimientos científicos, y de debate sobre los mismos.
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CG7- Conocimiento de las líneas de investigación en áreas de fuerte
implantación en la Rama de Ciencias y capacidad de interacción investigadora
con las mismas.
Competencias Transversales
CT2. Dominio mínimo de la lengua inglesa, de modo que el alumno pueda
comprender sin dificultades idiomáticas la literatura científica de su
especialidad en dicha lengua.
CT4. Fomentar actitudes personales que favorezcan la investigación científica.
Competencias Específicas
CEB1. Dominio avanzado de conceptos y resultados biológicos que, partiendo
de la formación recibida en un grado con amplios contenidos de Biología, le
sitúen en disposición de realizar aportaciones originales en al menos una de
las siguientes áreas: Biología Celular, Bioquímica y Biología Molecular,
Botánica, Ecología, Fisiología, Fisiología Vegetal, Genética, Microbiología,
Zoología, y Edafología y Química Agrícola.
CEB2. Capacidad de redacción, interpretación científica y comunicación oral a
públicos especializados de documentos de Biología –artículos de revistas
especializadas, tesis doctorales, libros o partes de libros de especialización,
etc.- de una complejidad de nivel de posgrado en al menos una de las áreas
relacionadas en la competencia CEB1.
CEB3. Conocimiento de las principales revistas científicas multidisciplinares de
Ciencias, así como especializadas en algunas de las áreas citadas en la
competencia CEB1, de los niveles estándar de los artículos habitualmente
publicados en ellas y de algunos grupos de investigación y congresos
nacionales o extranjeros más relacionados con las líneas de investigación que
se desarrollan en la UEx en ese área.
CEB4. Capacidad de resolución de problemas de Biología de un nivel de
complejidad de segundo ciclo relacionados fundamentalmente con su área de
estudio.
CEB5. Capacidad de comunicación de resultados de Biología de nivel de grado
y máster a alumnos de nivel de posgrado en Biología u otras especialidades
del MUI en Ciencias o de Enseñanza Secundaria.
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CEB7. Completar la formación de Biología obtenida en el grado.
Temas y contenidos
(especificar prácticas, teoría y seminarios, y actividades en general, en su caso)
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PROGRAMA DE TEORÍA
PARTE 1. Técnicas experimentales utilizadas en biología del desarrollo.
Dr. Matías Hidalgo Sánchez
Tema 1: Tinción versus cito-histoquímica. Histoquímica de polisacáridos: técnica de
PAS y de azul alcián. Histoquímica de ácidos nucleicos: tinción de Feulgen y metilo-
pironina. Histoenzimología: principios básicos. Fosfatasas. Peroxidasas. NADP-
diaforasa. Óxido nítrico-sintasa. ATPasas.
Tema 2: Histoenzimología de hidratos de carbonos: lectinas. Histoenzimología de
proteínas: inmunohistoquímica. Anticuerpos. Histoenzimología de ácidos nucleicos:
hibridación in situ. Sondas de RNA o DNA.
Tema 3: Hibridación in situ: fundamentos. Marcaje de sondas de RNA/DNA. Estudios in
silico: bases de datos y disponibilidad del material. Ribosondas: amplificación por PCR,
vectores de clonación y marcaje. Tipo de marcaje de ribonsondas. FISH. Preparación
del material.
Tema 4: Preparación del material. Extracción del ADN/ARN de células o tejidos. Dot
blot, Southern blot y Northern blot. Cromosomas. Células aisladas. Organismos
pequeños o en fase embrionaria (in toto).Tejido adulto o embrionario (secciones) in situ.
Tema 5: Hibridación in situ sobre secciones de criostato. Optimización de la histología.
Microtomía: el criostato. Preparación del material: ventajas e inconvenientes. La
congelación. Protocolo de hibridación in situ sobre secciones de criostato. Etapas. Pre-
hibridación: fundamentos teóricos. Hibridación: factores que la determinan. Corrección
de errores. Falsos positivos y falsos negativos.
Tema 6: Técnicas experimentales in ovo. Preparación del material: principios básicos.
Trasplantes pollo/codorniz. Electroporación. Implantación de bolitas acrílicas como
soportes físicos a factores difusibles. Modelos de estudios: organización segmentaria del
tubo neural, desarrollo del oído interno de vertebrados y desarrollo de las extremidades
de vertebrados.
PARTE 2. Desarrollo del sistema visual de vertebrados I.
Dr. Javier de Francisco Morcillo
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Tema 7.- Anatomía del sistema visual de vertebrados.
Anatomía macroscópica del sistema visual de vertebrados. Vías ópticas. El ojo de
vertebrados. Esclerótica y córnea. Úvea. Cristalino: patologías asociadas a su
disfunción. El epitelio pigmentario. Partes anatómicas de la retina. Histología retiniana:
tipos celulares que la componen.
Tema 8.- Ontogenia del sistema visual de vertebrados.
Modelos animales empleados en Biología del Desarrollo. El embrión trilaminar:
gastrulación. Desarrollo embrionario de la retina y vías ópticas. Factores paracrinos
implicados en la formación del sistema visual. Familia de los Hedgehogs. Familia de los
FGFs. Súper-familia de los TGFβ. Familia de los Wnt. Interacciones yuxtacrinas. Vía de
transducción mediada por Notch. Factores de transcripción involucrados en formación
del sistema visual: Pax6, Otx2 y Shh. Formación de la vesícula óptica. Formación de la
copa óptica. Diferenciación celular en el tubo neural y en la retina. Técnicas aplicadas a
la diferenciación celular en la retina de vertebrados. Marcadores de proliferación celular.
Papel de los bHLH en la diversificación celular de la retina. Marcadores de
diferenciación celular.
Tema 9. Neurogénesis postnatal y mecanismos de regeneración en el sistema
visual de vertebrados.
Células madre embrionarias y de tejidos diferenciados. Neurogénesis postnatal en el
tubo neural y en la retina de vertebrados. La zona marginal proliferativa de peces y
anfibios. Neurogénesis postnatal de bastones en la capa nuclear interna. Neurogénesis
postnatal en aves. Neurogénesis postnatal en mamíferos. Regeneración: células madre,
desdiferenciación y transdiferenciación. Técnicas lesivas aplicadas en regeneración
retiniana. Regeneración retiniana en anfibios: transdiferenciación del epitelio
pigmentario. Regeneración del cristalino. Regeneración de la retina de teleósteos: la glía
de Müller como células madre.
PARTE 3. Desarrollo del sistema visual de vertebrados II.
Dr. Gervasio Martín Partido
Tema 10.- Algunos aspectos de la diferenciación celular en el sistema visual de
vertebrados.
Patrones espacio temporales de neurogénesis en la retina de aves. Diferenciación de
las células horizontales. Desarrollo del nervio y quiasma óptico de aves. Desarrollo del
nervio óptico y quiasma de mamíferos. Desarrollo del nervio óptico y quiasma de
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reptiles.
Tema 11.- Diferenciación de las células microgliales en el sistema visual de
vertebrados.
A) Microglía en el sistema visual de aves: Microglía en la retina a retina adulta. Origen
de la microglía en la retina. Migración tangencial de la microglía ameboide. Proliferación
de la microglía ameboide. Migración circunferencial de la microglía ameboide. Migración
radial de los precursores microgliales. Macrófagos durante en el desarrollo del esbozo
ocular, del nervio óptico y de los centros necróticos. Origen de la microglía en el techo
óptico.
B) Macrófagos/células microgliales en el sistema visual de mamíferos: Desarrollo
de las células microgliales en la retina humana. Desarrollo embrionario y postnatal de
las células microgliales en la retina de ratón. Desarrollo de las células microgliales en la
retina de rata. Desarrollo de las células microgliales en la retina de conejo.
C) Macrófagos/células microgliales en el sistema visual de peces: la tenca y la
pintarroja.
Tema 12.- Diferenciación de los oligodendrocitos en el sistema visual de
vertebrados.
Origen y migración de los precursores de oligodendrocitos en el sistema visual de aves.
Invasión de la retina de pollo en desarrollo por precursores de oligodendrocitos.
Proliferación de los precursores de oligodendrocitos en el sistema visual embrionario de
pollo.
Tema 13.- Diferenciación de los astrocitos en el sistema visual de vertebrados.
Diferenciación de astrocitos en el sistema visual de aves. Ontogenia de los astrocitos en
el sistema visual de reptiles.
Tema 14.- Muerte celular durante el desarrollo del sistema visual de vertebrados.
Características de las células que mueren. Técnicas utilizadas para poner de manifiesto
las células que mueren. Clasificación de la muerte celular atendiendo a su función.
Muerte celular durante la formación del cristalino. Oleadas de muerte celular en la retina
de vertebrados. Regulación de la muerte celular temprana durante el desarrollo de la
retina. Muerte celular asociada al periodo de sinaptogénesis. Fagocitosis de las células
que mueren. Papel de los macrófagos/precursores microgliales en la inducción de la
muerte celular. Muerte celular durante el desarrollo del nervio óptico y quiasma.
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PROGRAMA DE PRÁCTICAS
Práctica 1.- Obtención de secciones en el microtomo criostático y en el de parafina.
Práctica 2.- Técnica histoquímica de la NADPH diaforasa para la observación de células
nitrérgicas en el sistema nervioso central.
Práctica 3.- Técnica histoquímica de TUNEL para la observación de células que
degeneran por apoptosis.
Práctica 4.- Técnica de histoquímica de lectinas para la identificación de macrófagos y
precursores microgliales.
Práctica 5.- Técnica de doble inmunofluorescencia para la detección de dos antígenos
diferentes sobre la misma preparación.
Práctica 6.- Técnica de hibridación in situ de ácidos nucleicos para la detección del
mRNA de una proteína.
Práctica 7.- Técnica de marcaje neuronal con DiI en el sistema visual.
Análisis de las distintas técnicas empleadas por el alumno durante las prácticas y puesta
en común de los resultados obtenidos.
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Actividades formativas
Horas de trabajo del alumno por tema
Presencial Actividad de seguimiento
No presencial
Tema Total GG SL TP EP
TEMA 01 10,7 2,7 1,5 0,6 5,9
TEMA 02 10,7 2,7 1,5 0,6 5,9
TEMA 03 10,8 2,8 1,5 0,6 5,9
TEMA 04 10,7 2,7 1,5 0,6 5,9
TEMA 05 10,7 2,8 1,4 0,6 5,9
TEMA 06 10,5 2,7 1,4 0,5 5,9
TEMA 07 10,5 2,7 1,4 0,5 5,9
TEMA 08 10,5 2,7 1,4 0,5 5,9
TEMA 09 10,5 2,7 1,4 0,5 5,9
TEMA 10 10,5 2,7 1,4 0,5 5,9
TEMA 11 10,5 2,7 1,4 0,5 5,9
TEMA 12 10,5 2,7 1,4 0,5 5,9
TEMA 13 10,5 2,7 1,4 0,5 5,9
TEMA 14 10,4 2,7 1,4 0,5 5,8
Evaluación 2,0 2,0 0 0,0 0,0
Total 150,0 40,0 20,0 7,5 82,5
GG: Grupo Grande (100 estudiantes).
SL: Seminario/Laboratorio (prácticas clínicas hospitalarias = 7 estudiantes; prácticas laboratorio o campo = 15; prácticas sala ordenador o laboratorio de idiomas = 30, clases problemas o seminarios o casos prácticos = 40).
TP: Tutorías Programadas (seguimiento docente, tipo tutorías ECTS).
EP: Estudio personal, trabajos individuales o en grupo, y lectura de bibliografía.
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Metodologías docentes
1. Presentación en el aula de los contenidos de las diferentes materias con la ayuda de
pizarra o programas informáticos de presentaciones.
2. Prácticas en laboratorios científicos, informáticos o de idiomas, en función de los cursos
monográficos ofertados.
3. Exposición de uno o varios estudiantes con discusión posterior sobre lecturas o
trabajos realizados.
4. Trabajos realizados por el estudiante de forma independiente bajo la orientación
científica, bibliográfica, didáctica y metodológica del profesor, con el fin de profundizar o
completar las competencias del módulo.
5. Lecturas bibliográficas individuales, algunas de ellas en inglés, seleccionadas por el
profesor para reforzar o ampliar las competencias del módulo.
6. Profesor para guiar a los alumnos en sus lecturas, trabajos, realización de tareas y
estudio personal.
7. Estudio y trabajo independiente del alumno para la preparación de tareas, trabajos y
exámenes.
8. Examen final sobre los contenidos de las materias y las prácticas realizadas.
Resultados de aprendizaje
- Especializar la formación general adquirida en el grado en Biología en al menos una
de las áreas relacionadas con la especialidad.
- Adquirir la capacidad de realizar una tesis doctoral en alguna de las líneas de
investigación que se oferten en el programa de doctorado cuyo periodo de formación
sea el MUI en Ciencias –Especialidad en Biología.
- Proporcionar al estudiante instrumentos para la transmisión del conocimiento y
métodos de la Biología.
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Sistemas de evaluación
Se utilizará un sistema de evaluación continua que tendrá en cuenta la asistencia y
participación activa en las clases teóricas, la elaboración de trabajos, las exposiciones
en clase y el examen final.
La calificación final de la asignatura se obtendrá de los siguientes instrumentos de
evaluación y su ponderación:
- Asistencia y participación activa en las clases teóricas y seminarios: 20%
- Elaboración de trabajos: 15%
- Exposición de seminarios en clase: 15%
- Examen final: 50%
Se aplicará el sistema de calificaciones vigente en cada momento; actualmente, el que
aparece en el RD 1125/2003, artículo 5º. Los resultados obtenidos por el estudiante se
calificarán según una escala numérica de 0 a 10, con expresión de un decimal, a la que
podrá añadirse su correspondiente calificación cualitativa: 0 - 4,9: Suspenso (SS), 5,0 -
6,9: Aprobado (AP), 7,0 - 8,9: Notable (NT), 9,0 - 10: Sobresaliente (SB). La mención
de Matrícula de Honor podrá ser otorgada a alumnos que hayan obtenido una
calificación igual o superior a 9.0. Su número no podrá exceder del 5% de los alumnos
matriculados en una asignatura en el correspondiente curso académico, salvo que el
número de alumnos matriculados sea inferior a 20, en cuyo caso se podrá conceder una
sola Matrícula de Honor.
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Bibliografía
Bibliografía de apoyo seleccionada
J. Remohí y col. Reproducción Humana. 2ª edición. McGraw-Hill-Interamericana.
B. Alberts y col. Biología Molecular de la Célula Cuarta Edición. OMEGA. 2004.
L. Montuenga Badía y col. Técnicas en Histología y Biología Celular. ELSEVIER
MASSON. 2014.
R. Paniagua y col. Citología e histología vegetal y animal. 2ª ed. Mc-Graw-Hill-
Interamericana. (1997).
Scott F Gilbert. Biología del desarrollo. 7ª edición. Editorial Médica Panamericana.
(2005).
Lewis Wolpert y col. Principles of Development. 3ª ed. OxfordUniversity Press. (2006).
I.E. Beesley (Ed.). Immunocytochemistry. A practical approach. IRL Press.
R. Martoja, M. Martoja. Técnicas de Histología Animal. TORAY-MASSON.
D.G. Wilkinson (Ed.). In Situ Hybridization. A practical approach. IRL Press.
Sánchez-Guardado LO, Ferrán JL, Mijares J, Puelles L, Rodríguez-Gallardo L,
Hidalgo-Sánchez M. Raldh3 gene expression pattern in the developing chicken inner ear.
Journal of Comparative Neurology 514(1):49-65. 2009.
Javier Francisco-Morcillo; Matías Hidalgo Sánchez; Gervasio Martín-Partido.Spatial
and temporal patterns of apoptosis during differentiation of the retina in the turtle. Anatomy
and Embryology, 208: 289-299. 2004.
Javier Francisco-Morcillo, Matías Hidalgo-Sánchez, Gervasio Martín-Partido.Spatial
and temporal patters of proliferation and differentiation in the developing turtle eye. Brain
Research, 1103:32-48, 2006.
Bejarano-Escobar R, Blasco M, DeGrip W, Martín-Partido G, Francisco-Morcillo J. Cell
differentiation in the retina of an epibenthonic teleost, the Tench (Tinca tinca, Linneo 1758).
Experimental Eye Research. 89: 398-415. 2009.
Francisco-Morcillo J, Bejarano-Escobar R, Rodríguez-León J, Navascués J, Martín-
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Partido G. Ontogenetic cell death and phagocytosis in the visual system of vertebrates.
Dev Dyn. Oct; 243(10):1203-25. doi: 10.1002/dvdy.24174. 2014.
Bejarano-Escobar R, Álvarez-Hernán G, Morona R, González A, Martín-Partido G,
Francisco-Morcillo J. Expression and function of the LIM-homeodomain transcription
factor Islet-1 in the developing and mature vertebrate retina. Exp Eye Res. Sep;138:22-31.
doi: 10.1016/j.exer.2015.06.021. Epub 2015 Jun 26. 2015.
Ferran, J.L., Ayad, A., Merchán, P., Morales-Delgado, N., Sánchez-Arrones, L., Alonso,
A., Sandoval, J.E., Bardet, S.M., Corral-San-Miguel, R., Sánchez-Guardado, L.O.,
Hidalgo-Sánchez, M., Martínez-de-la-Torre, M., Puelles, L. Exploring brain
genoarchitecture by single and double chromogenic in situ hybridization (ISH) and
immunohistochemistry (IHC) in Whole-mount embryos. "In situ hybridization Methods"
(Hauptmann G., ed.), en la serie Neuromethods (Wolz, W.), Springer Protocols; Berlin,
Springer Science + Business Media, pg. 61-82, 2015.
Ferran, J.L., Ayad, A., Merchán, P., Morales-Delgado, N., Sánchez-Arrones, L., Alonso,
A., Sandoval, J.E., Bardet, S.M., Corral-San-Miguel, R., Sánchez-Guardado, L.O.,
Hidalgo-Sánchez, M., Martínez-de-la-Torre, M., Puelles, L. Exploring brain
genoarchitecture by single and double chromogenic in situ hybridization (ISH) and
immunohistochemistry (IHC) on cryostat, paraffin, or floating sections. "In situ hybridization
Methods" (Hauptmann G., ed.), en la serie Neuromethods (Wolz, W.), Springer Protocols;
Berlin, Springer Science + Business Media, 83-107, 2015.
Horario Tutorías
Los horarios de tutorías están publicados en la siguiente dirección web:
http://www.unex.es/conoce-la-uex/estructura-academica/centros/ciencias/centro/profesores
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RECOMENDACIONES PARA EL ESTUDIO
- Asistencia a clase y leer con detenimiento lo explicado para detectar dudas.
- Asistencia a los seminarios y atención adecuada a los mismos, con el objeto
de fomentar debates de discusión de temas de actualidad biológica.
- Asistencia a las clases prácticas, el alumno obtiene de forma individualizadas
muestras de laboratorio.
- Consultar la bibliografía recomendada.
- Participar activamente en clase.
- Leer los artículos científicos y de divulgación propuestos y analizarlos
críticamente.
- Realizar las actividades propuestas.
- Utilizar, dado su importancia, las tutorías académicas en el horario referido
por el profesor.