MEDIOS DE CULTIVO Y SU RESPECTIVA CEPA DE

CRECIMIENTO

Agar BP (Agar BAIRD-PARKER): Para el aislamiento y la diferenciación de estafilococos en alimentos y materiales farmacéuticos.

Contiene cloruro de litio y telurito para la inhibición de la flora acompañante, en tanto que el piruvato y la glicocola favorecen el crecimiento de Estafilococos.

Staphylococcus aureus: Negras, lustrosas, convexas, 1 a 5 mm de diámetro, con borde estrecho blanquecino, rodeado por un halo claro de 2 a 5 mm de anchura.

Agar BPLS (Agar verde brillante rojo fenol lactosa sacarosa): Para el aislamiento de Salmonella a parir de materiales patológicos, heces, orina, alimentos, etc.

Su base nutritiva más rica y abundante permite un mejor crecimiento de salmonella.

Salmonella: Rojo-rosado con halo rojo. “Lactosa y sacarosa negativas”.

E. coli y Klebsiella: Verde-amarillentas, con halo verde amarillento. “Lactosa o sacarosa positivas”.

AGAR CETRIMIDE: Para el aislamiento de Pseudomonas aeruginosas, a partir de diversos materiales.

Ejerce una suficiente inhibición de los organismos acompañantes, perjudicando mínimamente el crecimiento de Pseudomona aeruginosa.

Pseudomonas aeruginosas: Colonias azul-verdoso positivas. Las colonias de Pseudomonas aeruginosas forman un pigmento verde-azulado (Piocianina) y son fluorescentes a la luz UV.

E. coli, S. Aureus: Colonias azul-verdoso negativas.

Agar EMB (Agar Eosina Azul de metileno Lactosa Sacarosa): Agar selectivo para la demostración y aislamiento de Enterobacterias patógenas.

El contenido en lactosa y sacarosa hacen posible la distinción de Salmonellas y de Shigellas lactosa-negativas y sacarosa-negativas. Los gérmenes de acompañamiento indeseables resultan ampliamente inhibidos en su crecimiento gracias a los colorantes.

E. coli: Verdosas con brillo metálico a la luz reflejad, con el centro negroazulado a la luz transmitida.

Salmonella y Shigella: Transparentes e incoloras.

Klebsiella: Más grandes que las E. coli, mucosas, confluentes, con el centro pardo-grisáceo a la luz transmitida.

Agar McConkey: Para el aislamiento de Salmonellas, Shigellas y bacterias coliformes, a partir de heces, orina, alimentos, aguas residuales, etc.

Las sales biliares y el violeta cristal inhiben considerablemente la flora gram-positiva. La lactosa, junto con el indicador de pH rojo neutro, sirve para la comprobación de la degradación de dicho azúcar.

Salmonella y Shigella: Incoloras y transparentes en un medio de cultivo de color amarillo.

E. coli: Grandes, rojas y con halo turbio en un medio de cultivo de color rojo con presencia de precipitado.

Klebsiella: Grandes, rosadas y mucosas.

Agar SPS (Agar Sulfito Polimixina Sulfadiacina): Para el aislamiento de Clostridium perfringens en alimentos de todo tipo.

El sulfito es reducido a sulfuro por la mayoría de los Clostridium. Este sulfuro reacciona con el citrato de hierro, dando una coloración negra a las colonias.

Agar SS (Agar Salmonella Shigella): Para el aislamiento de salmonellas y Shigellas a partir de heces, alimentos y otros materiales que son objeto de investigación.

El verde brillante, la bilis de buey y la elevada concentración de tiosulfato y de citrato inhiben considerablemente la flora acompañante. Con el tiosulfato y los iones de hierro se pone en manifiesto la formación de sulfuro por el ennegrecimiento de las correspondientes colonias. Las colonias de coliformes quedan señaladas por la demostración de la degradación de lactosa a acido, a cargo del indicador de pH Rojo neutro.

Algunas Salmonellas: Incoloras con centro negro por formación de H2S (sulfuro), el medio presenta un viraje amarillo.

Salmonellas y Shigellas: Incoloras y transparentes, el medio presenta un viraje amarillento.

E. coli y Klebsiella: Rosadas hasta rojas, el medio presenta un viraje Rosa-Rojo con formación de precipitado.

Agar XLD (Agar Xilosa Lisina Desoxicolato): Para el aislamiento y diferenciación de Enterobacteriáceas patógenas, especialmente de especie Shigella y Salmonella.

El efecto inhibidor de este tipo de medios es débil. La degradación a acido de la xilosa, lactosa y sacarosa producen un viraje a amarillo del rojo de fenol. El tiosulfato y la sal de hierro(III) revelan la formación de ácido sulfhídrico por la precipitación de sulfuro de hierro negro en las colonias. Las bacterias que descarboxilasan la lisina produciendo cadaverina se reconocen por la presencia de un color rojo-purpureo, debido al aumento del pH, alrededor de sus colonias.

E. coli: Amarillas con zona amarilla alrededor, opacas y presentan un halo debido a la precipitación. El medio presenta un viraje amarillo con precipitado.

Klebsiella: Amarillas con zona amarilla alrededor, opacas, mucosas y presentan un halo debido a la precipitación. El medio presenta un viraje amarillo con precipitado.

Salmonella: Transparentes, del mismo color que el medio de cultivo, con presencia de centro negro debido a la precipitación de H2S.

Shigella: Transparentes, del mismo color que el medio de cultivo.

MEDIOS PARA PRUEBAS BIOQUIMICAS DE RECONOCIMIENTO Y SELECCIÓN

TSI O KIA (Medio TSI o KIA)

Para KIA:

Alc/A: vino/amarillo: Fermentación de la glucosaA/A: amarrillo/amarillo: Fermentación de los dos azucaresAlc/Alc: vino/vino: No hay fermentaciónGas o no gas: Formación de burbujas y rompimiento del medioPresencia o ausencia de H2S: Ennegrecimiento del medio

CITRATO (Medio Citrato según Simmons)

(+) Crecimiento con un color azul intenso(-) No hay crecimiento ni cambio de color (verde)

INDOL (Caldo peptona tripticasa)

Reactivo: de kovacs

(+) Anillo rojo en la superficie(-) No se produce color, se torna amarillo por el reactivo(+/-) Un color anaranjado en la superficie del medio

ROJO DE METILO (Caldo RM-VP):

Reactivo : rojo de metilo

Algunas bacterias utilizan glucosa con gran formación de ácido, de forma que el valor del pH del medio desciende a menos de 4,4. Otras bacterias producen menos ácido,

reduciendo el menor medida el pH del medio.

(+) Anillo rojo en la superficie (E. coli, Klebsiella)(-) Color amarillo en la superficieReacción retardada: un color anaranjado, continuar la incubación hasta 4 días y repetir la prueba

DESCARBOXILASA (Medio LIA)

(+) Púrpura turbio o amarillento(-) Color amarillo claro y brillante por fermentación de la glucosa o sin cambio de color (Púrpura claro)

Voges proskauer (medio RM-VP):

Reactivo: α naftol al 5%, 0.2ml KOH al 40% o NaOH al 40%

(+):color rojo o rosado en la superficie

(-): color amarillo en la superficie por el reactivo

NITRATO (Caldo Nitrato):

Reactivo de Griess - ilosvay

Medio de cultivo de ensayo para la demostración de la reducción de Nitrato y formación de Indol con los correspondientes reactivos en la identificación bioquímica de microorganismos.

(+) Al minuto color rojo o rosado en la superficie, inclusive puede virar

amarillo (E. coli, Salmonella)(-) Transparente

MOTILIDAD Y H2S (Medio SIM): Medio de cultivo de ensayo para comprobar la formación de sulfuro y motilidad, en el marco del diagnóstico de Enterobacteriáceas.

Motilidad (+) Los microorganismos móviles migran de la línea de siembra y se difunden en el medio (E. coli, Salmonella)Motilidad (-) Crecimiento solo en la línea de siembra (Shigella, Klebsiella)

H2S (+) Ennegrecimiento del medio (Salmonella)H2S (-) No se produce ennegrecimiento (E. coli, Shigella, Klebsiella)

CATALASA (H2O2 sobre la colonia)

(+) Formación inmediata de burbujas(-) No se producen burbujas

UREASA (Medio UREA): En este medio de cultivo solo pueden crecer aquellos microorganismos que son capaces de utilizar urea como única fuente de carbono. Los gérmenes que utilizan urea producen un viraje del indicador hacia el rojo y, eventualmente, su crecimiento produce turbidez en el medio de cultivo.

(+) Color Fucsia-Rojo(-) No se produce cambio de color (piel de ante) (Shigella, E. coli, Salmonella)(+/-) Viraje a rojo muy ligero (Klebsiella)

COLORACION DE BACTERIAS

Coloración con Azul de Metileno1. Realizar un frotis de secreción

faringea y fijarlo con calor2. Cubrir la lámina con AZUL DE

METILENO por dos minutos3. Lavar con agua destilada4. Dejar secar al aire5. Observar al microscopio con

objetivo de inmersión6. Reportar la morfología y

disposición de las bacterias

Coloración de Gram1. Realizar dos frotis: uno a

partir de un cultivo en medio sólido y otro a partir de un medio liquido

2. Dejar secar al aire y fijar con calor

3. Cubrir el portaobjetos con CRISTAL VIOLETA por 1 minuto

4. Lavar con agua destilada5. Adicionar LUGOL por 1

minuto6. Lavar con agua destilada7. Decolorar con ALCOHOL

ACETONA por 14 segundos8. Lavar con agua destilada9. Cubrir la lámina con

SAFRANINA DE GRAM por 30 segundos

10. Lavar con agua destilada11. Dejar secar y observar al

microscopio con objetivo de inmersión

12. Reportar la morfología y disposición de las bacterias

Coloración de Zielh-Neelsen (Ácido Alcohol Resistentes)

1. Realizar un frotis a partir de una muestra de tierra

2. Dejar secar al aire y fijar con calor

3. Cubrir el portaobjetos con FUCSINA BASICA y calentar con el mechero hasta la emisión de vapores sin dejar de hervir durante 10 minutos

4. Dejar enfriar5. Lavar con agua destilada6. Decolorar con ALCOHOL

ACIDO7. Lavar con agua destilada8. Adicionar AZUL DE

METILENO por 2 minutos9. Lavar con agua destilada10. Dejar secar y observar al microscopio con objetivo de inmersión11. Reportar lo observado

Coloración de Schaeffer-Fulton (Esporas)

1. Realizar un frotis a partir de un cultivo de Bacillus sp de 18 a 24 horas

2. Dejar secar al aire y fijar con calor

3. Cubrir el portaobjetos con VERDE DE MALAQUITA y calentar con el mechero durante 30 segundos

4. Dejar enfriar5. Lavar con agua destilada6. Adicionar SAFRANINA al

0.5% por 1 minuto

7. Lavar con agua destilada8. Dejar secar y observar al

microscopio con objetivo de inmersión

9. Reportar lo observado

Coloración de Hiss (Cápsula)

1. Realizar un frotis a partir de un cultivo de Klebsiella pneumonie de 36 a 48 horas

2. Dejar secar al aire y no fijar con calor

3. Cubrir el portaobjetos con COLORANTE DE HISS o Solución acuosa al 1% de CRISTAL VIOLETA

4. Lavar con solución acuosa al 20% DE SULFATO DE COBRE

5. Dejar secar y observar al microscopio con objetivo de inmersión

6. Reportar lo observado

RESULTADOS

Coloración de Gram- Las bacterias GRAM

POSITIVAS se observan de color azul intenso o violeta.

- Las bacterias GRAM NEGATIVAS se observan de color rojo o fucsia

Coloración de Zielh-Neelsen (Ácido alcohol Resistentes)

- Los bacilos ácido alcohol resistente se verán rojos o fucsias

- Los que no tengan esta característica se verán azules

Coloración de Shaeffer-Fulton (Espora)

- Las esporas se observaran de color verde

- Las células vegetativas de color fucsia

Coloración de Hiss (Cápsula)- La cápsula se observara

como un halo alrededor de la bacteria de color violeta pálido.

- La bacteria se vera violeta intensa o morado