parasitosen und mykosen des igelspro-igel.de/merkblaetter/publpdfs/parasitosen.pdfparallel arbeitete...

Parasitosenund Mykosen des Igels

Dora Lambert

Hrsg. von Pro Igel e.V. und Arbeitskreis Igelschutz Berlin e.V.

Parasitosen und Mykosen des IgelsEine Bestimmungshilfe für koproskopische Untersuchungen mit zahlreichen Abbildungen

1. Auflage, überarbeitete Neuausgabe

Bibliografische Information der Deutschen NationalbibliothekDie Deutsche Nationalbibliothek verzeichnet diese Publikation in der Deutschen Nationalbibliografie; detaillierte bibliografische Daten sind im Internet über http://dnb.dnb.de abrufbar.

Alle Rechte vorbehalten1. Auflage, Überarbeitung der Erstausgabe des AKI Berlin e.V., Stand Februar 2018© Pro Igel e.V., Lindau/B. und Arbeitskreis Igelschutz Berlin e.V.

Titelbild: © Reinhard Tierfoto Hans und Nils Reinhard, HeiligkreuzsteinachRedaktion: Ulli Seewald, Münster/Westf.Satz: Pamela Kröhl, Niestetal; Ulli Seewald, Münster/Westf. Umschlaggestaltung: Pamela Kröhl, NiestetalDruck und Bindung: Häuser KG, Köln

ISBN 978-3-940377-17-3

Mit Beilage: „Kotuntersuchung am eigenen Mikroskop“ ISBN 978-3-940377-18-0

Zuschriften und Kritik anPro Igel e.V., E-Mail: [email protected]

Aktuelle Informationen im Internet unter www.pro-igel.de

Vorwort

Dora Lambert, langjähriges Mitglied und Beirat bei Pro Igel e.V. für den Themen-komplex Igelparasiten, hat sich über viele Jahre darum verdient gemacht, die Identifikation von Igelparasiten und den Nachweis von Parasitenbefall beim

Igel durch eine Bildersammlung für jedermann schlüssig und verständlich zu doku-mentieren. Mit akribischer Sorgfalt hat sie das Bildmaterial zusammengetragen und immer wieder ergänzt und detailliert beschrieben.

Parallel arbeitete sie sich in die wissenschaftliche Literatur ein und kontaktierte Pa-rasitologen an Universitäten, um das Wissen über Parasitosen und Mykosen des Igels zu vertiefen und zu erweitern. Auch wissenschaftliche Aussagen und Publikationen hinterfragte und diskutierte sie aufgrund ihrer Praxiserfahrung – auf die ihr eigene liebenswürdige Weise – kritisch, stets sachlich, logisch durchdacht und ergebnisoffen, was ihr viel Anerkennung eintrug. Sie trug so zu neuen Erkenntnissen bei, stets das hilfsbedürftige Wildtier Igel und die richtige Igelhilfe im Blick.

Zunächst war es ein Ordner mit Papierabzügen ihrer ausgezeichneten Fotos, die so manchen Igelpfleger voran brachten, der noch unerfahren mit dem Nachweis von En-doparasiten und deren Stadien war oder Ektoparasiten und unbekannte Teile im Igel-kot bestimmen wollte. In mühevoller Handarbeit stellte Dora Lambert seit 1995 Jahr um Jahr Ordner um Ordner zusammen, die sie über ihren Heimatverein, den Arbeitskreis Igelschutz Berlin e.V., herausgab und verkaufte. Ab 2015 stellte die Fachfrau bei Bestel-lungen auf Ausdrucke von Scans um, weil das weniger zeitaufwändig war. Im Jahr 2017 bot sie ihre kompletten Unterlagen Pro Igel e.V. an, damit ihr Werk auch zukünftig der Nachwelt bzw. der Igelhilfe erhalten bliebe, wenn sie die Arbeit nicht mehr leisten könne. Der Vorstand von Pro Igel e.V. zögerte nicht, Frau Lambert Lebenswerk sofort in die Schriftenreihe „IGELWISSEN kompakt“ aufzunehmen, als dessen fünften Band wir das bewährte Praxis-Handbuch mit dankenswerter Unterstützung durch den Ar-beitskreis Igelschutz Berlin e.V. vorlegen.

Wie vielen Igeln Dora Lambert durch ihr hohes Engagement geholfen hat, ist nicht zu schätzen, aber sie hat der Igelhilfe durch ihre exzellente Arbeit zweifellos einen unschätzbaren Dienst geleistet!

Münster/Westf. im Februar 2018

Ulli Seewald (Vorsitzende Pro Igel e.V.)

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Inhaltsverzeichnis

Kapitel 1 Einleitung und Arbeitsweise

1.1 Einleitung .................................................................................................................................. 1

1.2 Arbeitsweise ............................................................................................................................ 2

1.2.1 Schnellmethode ohne Anreicherung .............................................................................. 2

1.2.2 Anreicherungsverfahren ................................................................................................. 2

1.2.3 Flotationsverfahren ......................................................................................................... 3

1.2.4 Sedimentation ................................................................................................................. 3

1.2.5 Auswanderverfahren ...................................................................................................... 3

KAPITEL 2 Ektoparasiten

2.1 Flöhe (Archaeopsylla erinacei) ............................................................................................. 5

2.2 Zecken (Ixodes sp.) ............................................................................................................... 14

2.3 Fliegenmaden ........................................................................................................................ 20

2. 4 Milben ...................................................................................................................................... 24

2.4.1 Nagemilben (Caparinia tripilis) ...................................................................................... 24

2.4.2 Grabmilbe (Sarcoptes sp.) ............................................................................................. 35

2.4.3 Haarbalgmilbe (Demodex erinacei ) ............................................................................. 38

2.4.4 Herbstgrasmilben (Neotrombicula autumnalis) .......................................................... 40

KAPITEL 3 Endoparasiten

3.1 Lungenwurm (Crenosoma striatum) ................................................................................ 43

3.2 Haarwürmer (Capillaria spp.) ............................................................................................. 58

3.3 Kokzidien (Isospora rastegaievae) .................................................................................... 67

3.4 Darmsaugwurm (Brachylaemus erinacei) ...................................................................... 69

3.5 Bandwurm (Hymenolepis erinacei) .................................................................................. 82

3.6 Kratzer ..................................................................................................................................... 85

3.6.1 Plagiorhynchus cylindraceus ........................................................................................... 85

3.6.2 Nephridiorhynchus major ................................................................................................ 90

3.7 Geißeltiere (Giardia sp.) ...................................................................................................... 95

3.8 Rollschwänze (Physaloptera clausa) ............................................................................... 97

3.9 Darmegel unbekannter Gattung ...................................................................................... 101

VI

KAPITEL 4 Mykosen

4.1 Mykosen der Haut ................................................................................................................103

4.1.1 Trichophytie – Igel mit Mischinfektion .........................................................................104

4.1.2 Hefedermatose – Hauterkrankung, verursacht durch Hefen der Gattung Candida. .104

4.1.3 Scopulariopsis ................................................................................................................107

4.2 Mykosen des Verdauungstraktes .....................................................................................109

4.2.1 Hefepilze der Gattung Trichosporon .............................................................................109

4.2.2 Hefepilze der Gattung Candida ..................................................................................... 110

KAPITEL 5 Darmpassanten | Ballaststoffe

5.1 Gregarinen ............................................................................................................................. 113

5.2 Fadenalgen ............................................................................................................................ 115

5.3 Regenwurmborsten ............................................................................................................ 116

5.4 Teile einer Feder .................................................................................................................. 117

5.5 Insektenteile ......................................................................................................................... 119

5.6 Zwergfadenwurm Strongyloides sp. ...............................................................................121

5.7 Mehlwurmhaut ................................................................................................................... 122

5.8 Pflanzenteile ........................................................................................................................ 123

5.9 Abschnitte von Haaren ..................................................................................................... 124

5.10 Futtermilben ........................................................................................................................ 125

5.11 Pollenkörner (Blütenstaub) ............................................................................................. 130

5.11.1 Pollenkörner im Igelkot gefunden .............................................................................. 130

5.11.2 Pollenkörner von Gräsern entnommen ...................................................................... 135

5.12 Harnkristalle ..........................................................................................................................140

5.13 Banane ......................................................................................................................................141

5.14 Avocado .................................................................................................................................. 142

KAPITEL 6 Anhang

6.1 Parasitologische Begriffe ...................................................................................................143

6.2 Literaturverzeichnis .............................................................................................................144

6.3 Stichwortverzeichnis ...........................................................................................................146

Danksagung .........................................................................................................................................................149

Inhaltsverzeichnis

1Einleitung | Arbeitsweise

1

1.1 EinleitungZielsetzung dieser Arbeit ist, Anfängern koproskopischer Untersuchungen ein Hilfsmittel in die Hand zu geben, das das Erkennen von Parasiten und Mykosen des Igels erleichtert.

Bei der Vorbereitung der Präparate für die Mikroskopie wurde absichtlich auf die aufwendigen klassischen (für exakte Arbeiten sicherlich unerlässlichen) Me-thoden verzichtet, um mit möglichst ein-fachen Mitteln und schnell ausreichende Ergebnisse zu erhalten.

I.) Nachweis der Endoparasiten:Es wurde teilweise mit Nativpräparaten gearbeitet (geleeartige, durchfallähnli-che Kotanteile bevorzugt verwenden), überwiegend jedoch wurde aus Kotprobe und wenig Leitungswasser eine nicht zu dünnflüssige Suspension hergestellt und unter Berücksichtigung der Eigenschaf-ten der zu bestimmenden Objekte die Probe zum Mikroskopieren entnommen.

Dabei ist zu beachten, dass:1. die Larven des Lungenwurms zum

„Auswandern“ neigen und sich über-wiegend im Flüssigkeitsanteil befinden,

2. die Darmsaugwurm-Eier und teilweise auch die Haarwurm-Eier sich am Boden absetzen, weil sie spezifisch schwerer als Wasser sind,

3. die Kokzidien-Oozysten, die spezifisch leichter als die Parasiten-Eier sind, sich nicht so schnell am Boden absetzen.

4. Will man die Würmer, die nach anti-parasitärer Behandlung ausgeschieden werden, erwischen, muss man schon mit dem Zahnstocher in der Kotpro-be nach ihnen suchen. Man findet sie natürlich nur, wenn man auf das all-gemein zur Entfernung störender Bal-laststoffe empfohlene Sieben der aufge-schlemmten Probe verzichtet.Diese Methode hat den Nachteil, dass

Ballaststoffe mit parasitenähnlichem Aus-sehen zu Verwechslungen führen kön-nen. Darum sind auch Mikrophotos von diesen so genannten Pseudoparasiten Be-standteil dieser Bilderserie.

II.) Nachweis der Mikromyceten (Sproßpilze/Hefen):

Das Erkennen von Mikromyceten setzt das Vorhandensein eines Brutschrankes oder einer ähnlichen Einrichtung voraus, weil für die Bildung von Pseudomycel oder echtem Mycel, bzw. zur Vermehrung der Hefezellen das Aufbewahren des Prä-parates bei konstanter Temperatur von ca. 29° C empfehlenswert ist.

Der Einfachheit halber wurde als Nähr-boden der mit Leitungswasser suspendier-te Igelkot benutzt. Die Beurteilung erfolgte nach 24 und 48 Stunden „Brutzeit“ bei 29° C.

Einleitung und Arbeitsweise1KA

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1.1 Einleitung ............................................................................................................................................................... 11.2 Arbeitsweise .......................................................................................................................................................... 2

2 Einleitung | Arbeitsweise

1

Da diese Arbeitsweise nicht den klassi-schen Methoden entspricht, die geeigne-te Nährböden und steriles Arbeiten vor-schreiben, muss mit Fehlinterpretationen und Fremdinfektionen z.B. aus der Luft gerechnet werden.

Trotzdem ist das Ergebnis recht zufrie-denstellend. Bei der Entscheidung, ob mit einem Pilzmittel behandelt werden muss, sollte jedoch immer vorrangig der Ge-sundheitszustand und das Verhalten des Igels (Futterverweigerung, knirscht mit den Zähnen, usw.) in Betracht gezogen werden. Im Zweifelsfall sollten weiter-gehende Untersuchungen durchgeführt werden.

1.2 Arbeitsweise

1.2.1 Schnellmethode ohne Anreicherung

Dieses Verfahren, ein einfaches Sedimen-tationsverfahren, hat sich in der Praxis bewährt. Eine geringe Kotprobenmenge wird mit so viel Wasser angerührt, dass beim Stehenlassen noch Flüssigkeitsan-teile zu erkennen sind. Mit dieser Suspen-sion – sie sollte mindestens eine Stunde stehen – wird wie folgt gearbeitet:1. Zum Mikroskopieren wird mit Hilfe

einer Einwegspritze vom Boden des Gefäßes ein Tropfen auf den Objektträ-ger gebracht und zwischen Objektträ-ger und Deckglas gleichmäßig verteilt.

2. Mit einem Holzspieß (Zahnstocher) sucht man in der Kotsuspension nach ausgeschiedenen Würmern oder Wurmteilen, um sie zur Identifizierung unter dem Mikroskop zu betrachten.

3. Zur Förderung des Wachstums von evtl. im Kot vorhandenen Hefepilzen stellt man die angerührte, zur Ver-meidung der Austrocknung abge-

deckte Probe ein bis zwei Tage in den Brutschrank (29° C). Sind Hefe- oder Sprosszellen, echtes oder Pseudomycel zu erkennen, liegt evtl. eine Mykose vor. In diesem Fall sind weiterführen-de Untersuchungen nötig, da nicht alle Hefepilze im Kot pathogen sind.

1.2.2 Anreicherungsverfahren

Ziel der Anreicherungsverfahren ist es, die Ausscheidungen der Parasiten von den anderen Kotbestandteilen zu trennen und zu konzentrieren.

Die Tabelle zeigt, welche Methode zum Nachweis der verschiedenen parasiti-schen Gebilde geeignet ist.

Verfahren nachweisbar sind:

Sedimentation Darmsaugwurm-Eier Brachylaemus erinaceiHaarwurm-Eier Capillaria spp.Kratzer-Eier Nephridiorhynchus major

Flotation Kokzidien-Oozysten Isospora rastegaievae Haarwurm-Eier Capillaria spp.Lungenwurm-LarvenCrenosoma striatum (bei hochgradigem Befall)Bandwurm-Eier Hymenolepis erinaceiMagenwurm-Eier Physaloptera clausaGeißeltier-Zysten Giardia spp.

Auswander-Verfahren

Lungenwurm-Larven Crenosoma striatum

3Einleitung | Arbeitsweise

1

1.2.3 Flotationsverfahren Mit Hilfe dieses Konzentrationsverfahrens lassen sich zahlreiche Igelparasiten und deren Entwicklungsstadien nachweisen. In Lösungen mit höherem spezifischem Gewicht (z.B. Salzlösungen) schwimmen Eier bzw. Entwicklungsstadien der Endo-parasiten mit einer geringen Dichte an der Oberfläche. Man verrührt eine Kotmenge in der Flotationslösung im Verhältnis 1:10 und lässt diese 20 bis maximal 30 Minuten ruhen, danach wird umgehend eine Probe von der Suspensionsoberfläche entnom-men und mikroskopiert.

1.2.4 Sedimentation

Dieses Konzentrationsverfahren wird erfolgreich zum Nachweis der Entwick-lungsstadien von Igelparasiten eingesetzt. Aus der Kotprobe und Leitungswasser wird eine Suspension hergestellt. Spezi-fisch schwere Parasitenstadien sinken zu Boden des Gefäßes und reichern sich dort an. Die Suspension wird durch ein Sieb der Maschenweite 250–300 µm in ein ho-hes, schmales Becherglas gegossen. Der Siebrückstand wird mit Leitungswasser nachgespült, bis das Becherglas gefüllt ist und dieses lässt man dann für drei Minuten stehen. Das nach mehrfachem Aufschwemmen und Abgießen zuletzt gewonnene Sediment kann nun mikros-kopiert bzw. analysiert werden.

1.2.5 Auswanderverfahren Larven des Lungenwurms (Crenosoma stri-atum) sind mit dem Auswanderverfahren gut nachweisbar. Bei hinreichender Men-ge Flüssigkeit wandern die Larven aus dem Kot; da sie nicht schwimmen können, sinken sie zu Boden.

Für das Verfahren wird ein Glastrich-ter benötigt, an dessen Ende ein mit einer Klemme verschließbarer Schlauch ange-setzt ist. Dieser Trichter wird mit Wasser gefüllt. Ein Sieb mit Gazeeinlage wird eingelegt, eine Kotprobe von ca. 5 g in das Sieb gegeben und der Trichter so weit mit Wasser aufgefüllt bis Kontakt zur Probe besteht. Nach einer Wartezeit von 12 bis 24 Stunden bei Raumtemperatur öffnet man die Klemme am Schlauch vorsichtig und trägt einen Tropfen auf einen Objekt-träger, der am Mikroskop ohne Deckglas untersucht wird.

5Flöhe | Ektoparasiten

2

Ektoparasiten

2.1 Flöhe (Archaeopsylla erinacei) ............................................................................................................................... 52.2 Zecken (Ixodes sp.) ................................................................................................................................................ 142.3 Fliegenmaden ...................................................................................................................................................... 202.4 Milben ................................................................................................................................................................... 24

2KA

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2.1 Flöhe (Archaeopsylla erinacei)Der Igelfloh besitzt am Kopf auf jeder Sei-te einen aus ca. 2 Stacheln bestehenden Stachelkamm, die sogenannten Genalcte-nidien und am ersten Brustsegment einen

Stachelkamm, das Pronotalctenidium, von dem auf jeder Seite ca. 3 Stacheln zu erken-nen sind. Diese Ctenidien können differen-tialdiagnostisch verwertet werden.

1000 µm Mikroskopvergrößerung 24fach

Igelfloh Archaeopsylla erinacei, Weibchen, in 10%iger KOH aufgehellt und in Glycerin fixiert

Pronotalctenidium

Genalctenidium

6 Ektoparasiten | Flöhe

2

Die Flohentwicklung:Nur die Adulten leben auf dem Igel. Das Weibchen beginnt etwa 1 Tag nach der Begattung mit der Eiablage (insgesamt mehrere hundert Eier). Diese sind 0,5 x 0,3 mm groß, vorerst durchscheinend, später porzellanartig und mit bloßem Auge gut sichtbar. Die Eier werden in der Außen-welt (Igelnest) abgelegt. Je nach Tempera-tur und Luftfeuchtigkeit schlüpfen nach 4–12 Tagen die stark beborsteten, mit

beißenden Mundwerkzeugen versehe-nen Larven. Diese leben von organischen Abfällen, z. B. vom Kot der Flöhe. Das Larvenwachstum erfolgt in 3 Stadien. Die Drittlarve spinnt einen losen Kokon, in dem sie sich zur Puppe häutet. Die Pup-penruhe dauert 4–14 Tage, kann sich aber auch über mehrere Monate erstrecken. Kürzeste Entwicklungszeit: 18 Tage.

Der Igelfloh ist nicht wirtsspezifisch, er bevorzugt jedoch das Blut des Igels.


Igelfloh Archaeopsylla erinacei, Hinterteil des Weibchens, in 10%iger KOH aufgehellt und in Glycerin fixiert


2



Extremitätenenden: 2 gebogene Krallen

Igelfloh, in 10%iger KOH aufgehellt u. in Glycerin fixiert

Kopf : Pronotalctenidium am 1. Brustsegment


2

Igelfloh, in 10%iger KOH aufgehellt und in Glycerin fixiert


Kopf: Genalctenidium am Kopf


2

Flöhe sind kleine, 1–8 mm lange, flügellose Insekten (Igelfloh: 2,5–3 mm).Am Kopf und am ersten Brustsegment können je nach Art Stachelkämme, sog. Ctenidi-en, ausgebildet sein, welche differentialdiagnostisch verwertet werden können.

Igelfloh: Genalctenidium: 2 Stacheln auf jeder SeiteArchaeopsylla erinacei Pronotalctenidium: ca. 3 Stacheln auf jeder Seite

Hundefloh: Genalctenidium: ca. 8 Stacheln auf jeder SeiteCtenocephalides canis Pronotalctenidium: ca. 9 Stacheln auf jeder Seite

Katzenfloh: Genalctenidium: ca. 8 Stacheln auf jeder SeiteCtenocephalides felis Pronotalctenidium : ca. 9 Stacheln auf jeder Seite

Vogelfloh: ohne GenalctenidiumCeratophyllus sp. Pronotalctenidium: mindestens 12 Stacheln auf jeder Seite

Menschenfloh: ohne Genal- u. Pronotalctenidien Pulex irritans

a = Igelflohb = Hundeflohc = KatzenflohGC = GenalctenidiumPC = Pronotalctenidium

a

b c

PC

GC


2

Igelfloh Archaeopsylla erinacei, Männchen, in 10%iger KOH aufgehellt u. in Glycerin fixiert

Igelfloh Archaeopsylla erinacei, Hinterteil des Männchens, in 10%iger KOH aufgehellt u. in Glycerin fixiert




2

Igelfloh (Archaeopsylla erinacei)LarveAus den ca. 0,5–0,6 x 0,3–0,4 mm gro-ßen Floheiern schlüpfen je nach Tempe-ratur und Luftfeuchtigkeit nach 4–12 Tagen die stark beborsteten, augenlosen Larven.

An dem ventral (Unterseite) mit bei-ßenden Kauwerkzeugen versehenen Kopf der Larve befinden sich dorsal (Oberseite) 2 Antennen.

Der Körper der Larve zeigt eine artspezifische Segmentierung. Das letz-te, hintere Segment ist dorsal mit feinen


Sinneshaaren besetzt, die, wie auch die Antennen, der Orientierung dienen, vent-ral erkennt man zwei zapfenähnliche Ge-bilde.

Die durchsichtige Haut, die die Larve umschließt, wird bei der Häutung vom Kopf her abgestreift. Nach 2 Häutungen spinnt die Drittlarve mit Hilfe ihrer Spei-cheldrüse dann einen seidigen Kokon, in dem sich das Puppenstadium befindet.

Flohlarven benötigen zur Entwicklung Proteine. Diesen Bedarf decken sie durch den Verzehr von Kot der Flöhe, der noch sehr viel unverdautes Blut enthält.


2

Igelfloh Archaeopsylla erinacei, Kopf der Flohlarve

Antenne, dorsal



Kauwerkzeug, ventral

Darm

Flohlarve hinten, lateral (Seitenansicht)


2



Igelfloh Archaeopsylla erinacei, Flohlarve hinten, ventral

Floh-Ei Das Ei ist noch durchscheinend, die Larve im Ei ist gut zu erkennen

Foto Herbert Domaischel

14 Ektoparasiten | Zecken

2

2.2 Zecken (Ixodes sp.)

Beim Igel ist vor allem die Schildzecke Ixodes hexagonus, die sog. Igelzecke, anzu-treffen, aber auch die Schildzecke Ixodes ricinus, der Holzbock, kann auf dem Igel zu finden sein.

Die Zecken sitzen überwiegend an den weich behaarten Körperstellen wie Kopf und Bauch. Besonders im Schwanzbereich und an den Hinterbeinen sind manchmal massenhaft Babyzecken: Larven (nur 3 Beinpaare) und Nymphen (schon 4 Bein-

paare aber noch ohne Geschlechtsöff-nung) dieses Parasiten anzutreffen. Aber auch zwischen den Stacheln sind Zecken zu finden.

Die Igelzecke ist, wie alle zur Unter-klasse der Acari zählenden Arthropoden (Gliederfüßler), getrennt geschlechtlich. Sie ist ein Nestparasit des Igels, an dem alle Entwicklungsstadien Blut saugen. Sie ist jedoch nicht wirtsspezifisch, bevor-zugt aber das Blut des Igels.

Das mit Blut des Wirtes vollgesogene Weibchen legt nach der Begattung ca. 3000 Eier ab und stirbt danach, die Männ-chen sterben unmittelbar nach der Begat-tung. Die Entwicklung vom Ei über ein Larvenstadium (mit 3 Beinpaaren) und ein Nymphenstadium (schon 4 Beinpaare aber noch ohne Geschlechtsöffnung) zur

Zeckenbefall beim Igel

Imago (geschlechtsreifes Stadium) dauert bei der einwirtigen (Larve, Nymphe und Imago auf dem gleichen Wirt) Zecke Ixo-des hexagonus etwa 8–12 Wochen.

Für die Häutung zum nächsten Stadi-um und zur Eiablage ist grundsätzlich eine Blutmahlzeit erforderlich.

15Zecken | Ektoparasiten

2

Schildzecke Ixodes

Ein Schild aus besonders starrer Cuticula bedeckt den ganzen Rücken der Männchen aber nur einen Teil des Rückens der Weibchen, Nymphen und Larven.

Nymphe, in Glycerin fixiert, dorsal (Oberseite)



2

= Taster = fühlerförmige, mit Sinnesorganen besetzte Anhänge der Mundwerkzeuge

= Cheliceren u. = Bestandteile der Mundwerkzeuge, die dem Skarifizieren Hypostom (Einritzen) der Haut und dem Verankern in der Haut dienen

= Hallersches Organ = Geruchsorgan

= Anus

= Stigmenplatte = Öffnung der Trachee (Atemröhre) nach außen

Schildzecke Ixodes, Nymphe , in Glycerin fixiert, ventral (Unterseite)

1

2

3

45

1 2 3 4 5



2



Schildzecke Ixodes, Nymphe, in Glycerin fixiert, Kopf (Capitulum), dorsal

Zeckenkopf, ventral


2

Schildzecke Ixodes, Nymphe, in Glycerin fixiertExtremitätenenden - 1 Haftlappen unter 2 gebogenen Krallen

Hallersches Organ




2



Schildzecke Ixodes, Nymphe, in Glycerin fixiert

Anus

Stigmenplatte

20 Ektoparasiten | Fliegenmaden

2

Dieser kleine, schwache Igel lag 2 Tage in der Sonne auf einer Rasenfläche. Aus den Fliegeneiern sind schon Larven geschlüpft und sind massenhaft an den oben erwähnten Stellen des Körpers zu finden.

Fliegenmaden

2.3 Fliegenmaden (z. B. Lucilia spp.)

Einige Fliegenarten (z. B. die Goldfliegen Lucilia spec., Brust und Hinterleib metal-lischgrün glänzend) legen ihre Eier gern in Wunden und auf kleinen, schwachen Tieren ab. Sie bevorzugen dabei Genitial- und Analgegend, Kopf und Körperfalten, also Stellen, wo Körperflüssigkeiten zu fin-den sind oder wo Verletzungen vorliegen. Aus den von Lucilia-Arten abgelegten Ei-ern schlüpfen nach einer Zeit, die je nach Temperatur zwischen 8 Stunden und 3 Tagen betragen kann, Larven (Maden), die

sich von sich zersetzenden organischen Stoffen, z. B. von Entzündungsprodukten, ernähren. Die Maden schädigen durch ihre Sekrete nicht nur krankes Gewebe, von dem sie sich ernähren, sondern auch gesundes. An den Befallsstellen kommt es meist zu bakteriellen Infektionen.

Die Fliegenlarven kriechen auch in Körperöffnungen, eine genaue Untersu-chung des Igels ist unbedingt erforder-lich, jede Made muss gefunden und ent-fernt werden.

21Fliegenmaden | Ektoparasiten

2

Fliegenmaden

Fliegenmaden

22 Ektoparasiten | Fliegenmaden

2

Fliegenmade

(ca. 3 mm lang, erst vor kurzer Zeit aus dem Ei geschlüpft)Der zylindrische Körper ist hinten abgeflacht und zum Kopfteil hin zugespitzt, die Körpersegmente sind mit ringförmig angeordneten, nach hinten gerichteten, kurzen Dornen besetzt.

Dornenbesatz



23Fliegenmaden | Ektoparasiten

2



Fliegenmade

Kopfteil der ca. 3 mm langen Made, die erst vor kurzer Zeit aus dem Ei geschlüpft ist

Kopfteil einer ca. 8 mm langen Fliegenmade, in Glycerin fixiert

24 Ektoparasiten | Milben

2

2. 4 Milben

Weltweit sind mehr als 10.000 Milben-arten verbreitet, nur ein kleiner Teil dieser Artenvielfalt ist beim Igel zu finden. wie zum Beispiel Nagemilben

der Gattung Caparinia, Grabmilben der Gattungen Sarcoptes und Notoedres, so-wie Haarbalgmilben der Gattung De-modex.

2.4.1 Nagemilben (Caparinia tripilis)

Bild 1–6: Igel mit Befall von Nagemilben Caparinia tripilis Die Milben sehen ohne Vergrößerung betrachtet wie kleine sandfarbene Körnchen aus, beim genau-en Hinsehen kann man erkennen, dass sich diese kleinen „Sandkörnchen“ bewegen. Beim Betrach-ten des Igels fallen die Milben zuerst im Nasen-, Ohren- und Schwanzbereich auf (Bild 1, 2 und 4–6), aber auch zwischen den Stacheln kann man sie bei starkem Befall erkennen (Bild 3). Die Milben ernähren sich von Hautschuppen, Talgresten, Lymphe und Entzündungsprodukten.

Bild 1 Bild 2

25Milben | Ektoparasiten

2

Bild 3

Bild 4

Milbenbefall beim IgelNagemilbe Caparinia tripilis


2

Milbenbefall beim IgelNagemilbe Caparinia tripilis

Bild 5

Bild 6


2

Bei den Männchen sind die 4 Beinpaare lang und überragen die Körperoberfläche, an den 8 Extremitätenenden befinden sich je eine glockenförmige Haftscheibe auf

kurzem, ungegliedertem Stiel. Am hinte-ren Körperrand sind 2 zapfenartige, mit Borsten versehene Lappen zu erkennen.



2

Bei den Weibchen befindet sich nur am 1. und 2. Beinpaar je eine glockenförmige Haftscheibe auf kurzem, ungegliedertem Stiel, diese 4 vorderen Beine sind lang wie bei den Männchen. Das 3. Beinpaar ist etwas kürzer, an ihm befinden sich je 2

lange Borsten. Das 4. Beinpaar ist wesent-lich kürzer und überragt die Milbenober-fläche kaum, an den Enden befinden sich ebenfalls nur Borsten, diese sind jedoch nicht so kräftig und nicht so lang wie die Borsten am 3. Beinpaar.



2



Nagemilbe Caparinia tripilisMundkegel stumpf, etwa so lang wie breit

Extremitätenenden mit glockenförmiger Haftscheibe an kurzem Stiel


2

Nagemilbe Caparinia tripilis, WeibchenExtremitätenenden 3. und 4. Beinpaar mit Borsten


Die Entwicklung der Milben vom Ei über ein Larvenstadium (haben nur 3 Beinpaare) und zwei Nymphenstadi-en (haben bereits 4 Beinpaare, sind aber noch ohne Geschlechtsöffnung) bis zum Adultstadium dauert ca. 3 Wochen. Alle Entwicklungsstadien sind auf dem Igel zu finden.

Ein geringgradiger Befall verläuft na-hezu symptomlos, bei stärkerem Befall

waren borkige Hautveränderungen im Bereich des Kopfes und Stachelausfall zu beobachten, teilweise kam es auch zu Entzündungen des äußeren Gehörgangs und der inneren Ohrmuschel mit Se-kretabsonderung und Krustenbildung.

Da Nagemilben auf der Hautoberfläche ihrer Wirte parasitieren, können diese Milben mit Hilfe der Klebestreifenmetho-de nachgewiesen werden.


2



Liegt ein massiver Befall mit Nagemilben vor (besonders wenn die Schwanzregion betroffen ist), werden bei der Kotuntersu-chung meistens die Milben, ihre Entwick-lungsstadien und eventuell auch Milben-Eier im Kot gefunden.

In diesem Fall beachte man die mor-phologischen Eigenschaften, um Ver-wechslungen mit Futtermilben zu ver-meiden.

Milbenlarve, im Igelkot gefunden, daneben Ei vom Capillaria aerophila

Milben-Ei, im Igelkot gefunden


2

Nagemilbe Caparinia tripilis, Weibchen im Igelkot gefunden



Männchen, im Igelkot gefunden


2



Nagemilben Caparinia tripilis


2

Nagemilben Caparinia tripilistote Milben nach Behandlung von der Haut entnommen



2

2.4.2 Grabmilbe (Sarcoptes sp.)

Grabmilben der Gattung Sarcoptes legen Bohrgänge bis ins Stratum germinativum (Beginn der oberen Schicht) der Epider-mis (Haut) an und verursachen so infolge von entzündlichen Reaktionen die Räu-de.

Lediglich die weiblichen Nymphen und die Männchen gelangen an die Hautoberfläche. Nach dem Kopulieren häuten sich die Nymphen zu adulten Weibchen und beginnen neue Bohrgänge zu graben, in denen sie ihre Eier ablegen. Etwa 3 Wochen dauert die Entwicklung vom Ei bis zum geschlechtsreifen Weib-chen, die Männchen benötigen für diese Entwicklung etwa 12 Tage.

Die Weibchen der Grabmilbe Sarcoptes erreichen eine Größe von 300–500 µm, sie besitzen 8 Stummelbeine, von denen nur

die beiden vorderen Beinpaare die Kör-peroberfläche deutlich überragen. Am 1. und 2. Beinpaar befinden sich tulpenför-mige Haftscheiben an langen ungeglie-derten Stielen, die wie auch die Borsten an den 4 Hinterbeinen der Verankerung in den Bohrgängen dienen.

Die Männchen werden 200–280 µm groß, sie besitzen am 1., 2. und 4. Beinpaar tulpenförmige Haftscheiben. Wie bei den Weibchen überragen auch hier nur die vorderen 4 Beine den runden Körper.

Die Grabmilben besitzen abgerunde-te Mundkegel, die Rückenfläche ist mit zahlreichen Borsten, Dornen und Schup-pen besetzt.

Die Symptome der Erkrankung sind Dermatitis mit Krustenbildung, Ekzem-bildung, Unruhe infolge Juckreiz. Milben können Hautpilze (Trichophyton sp.) über-tragen.

Igel mit MischinfektionBefund der parasitologischen Untersuchung: Grabmilben Sarcoptes sp. und Nagemilben Caparinia tripilisBefund der mykologischen Untersuchung: Trichophyton mentagrophytes


2

Grabmilbe Sarcoptes sp., Weibchen ventral

1000 µm Mikroskopvergrößerung64fach


Mundkegel rund,1. und 2. Beinpaar mit tulpenförmigen Haftscheiben an langen ungegliederten Stielen


2

Grabmilbe Sarcoptes sp.Extremitätenenden mit tulpenförmiger Haftscheibe an langem ungegliedertem Stiel



Rückenfläche mit Dornenbesatz


2

2.4.3 Haarbalgmilbe (Demodex erinacei )

Diese langgestreckte, zigarren-förmige Milbe mit 4 Paar stum-melförmigen Beinen ist wirts-spezifisch,

sie schmarotzt in den Talg-drüsen der Haarbälge.

Die Übertragung erfolgt mit ziemlicher Sicherheit ausschließ-lich von der Mutter auf die Igel-babys beim

Saugen am mütterlichen Ge-säuge, die Demodikose beginnt daher meist im Kopfbereich.

Mikroskopaufnahme einer HaarbalgmilbeGröße dieser Milbe ca. 0,3 mm

Probeentnahme: Hautgeschabsel von den haarlosen Stellen (in diesem Fall vom Igelhals).

Foto Dru Burdon

100

µm ,

Mik

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2

Haarbalgmilbe Demodex erinacei , Mundwerkzeuge und 4 Paar stummelförmige Beine



2


2.4.4 Herbstgrasmilben (Neotrombicula autumnalis)

Die Nymphen und die adulten Herbst-grasmilben N. autumnalis leben im Erd-boden und ernähren sich von verrottetem organischem Material. Jedoch die Larven

dieser Milben leben parasitisch, haben aber keine Wirtsspezifität. Die gelblichen, meist aber orange-roten sechsbeinigen Larven sind 0,2–0,3 mm lang, vollgesogen kann ihre Körpergröße um das zwei- bis dreifache anwachsen.

Larve

Die Weibchen legen zahlreiche Eier in feuchten Böden ab. Die Larven schlüpfen im Sommer und Herbst, wandern dann an Grashalmen oder an anderen Pflanzen 5 bis 20 cm hoch, versammeln sich dort an den höchsten Stellen manchmal bis zu Hunderten und warten auf einen geeig-neten Wirt.

Sie befallen Nagetiere, Säugetiere, Vögel (vor allem Bodenläufer) und Menschen.

Die Larven setzen sich an dünnhäuti-gen Stellen fest, mit den Cheliceren ritzen sie die obersten Hautschichten an, lysie-ren diese mit Hilfe von Speicheldrüsenen-zymen, um sich von dem verflüssigten

Wirtsgewebe zu ernähren. Die bevorzug-ten Stellen beim Igel sind: Achselhöhlen, Milchleiste, Lippen- und Augengegend, Nasenrücken und Ohrmuscheln. An die-sen dünnen, feuchtwarmen Hautstellen siedeln sie sich oft in großer Zahl an. Sie sitzen dabei dicht zusammen in kleinen oder größeren Ansammlungen.

Die Nahrungsaufnahme beim Wirt dauert etwa eine Woche, danach lassen sich die Larven zu Boden fallen und ent-wickeln sich weiter über mehrere achtbei-nige Lymphenstadien zu den Adulti.

Zur Überwinterung ziehen sich Nym-phen und Adulti tief in den Boden zurück.


2

Larven von Herbstgrasmilben Neotrombicula autumnalisAm Capitulum (Köpfchen) befinden sich zwei Paar Mundwerkzeuge, die zahnartigen Cheliceren und die gedrungenen Palpen, deren letztes Segment Klauen trägt.



Am Ende der sechs ebenfalls stark beborsteten Beine befinden sich Klauen.


2

43Lungenwurm | Endoparasiten

3

Endoparasiten

3.1 Lungenwurm (Crenosoma striatum) .................................................................................................................... 433.2 Haarwürmer (Capillaria spp.) ...............................................................................................................................583.3 Kokzidien (Isospora rastegaievae) ........................................................................................................................ 673.4 Darmsaugwurm (Brachylaemus erinacei) ............................................................................................................693.5 Bandwurm (Hymenolepis erinacei) ......................................................................................................................823.6 Kratzer ...................................................................................................................................................................853.7 Geißeltiere (Giardia spp.) ......................................................................................................................................953.8 Rollschwänze (Physaloptera clausa) ....................................................................................................................973.9 Darmegel unbekannter Gattung ........................................................................................................................101

3KA

PITE

L

Ein massenhafter Befall mit Endopara-siten des Darmtraktes ist oft die Ursa-

che für Appetitlosigkeit und Gewichtsab-nahme. Durchfälle, manchmal mit Blut vermischt, können die Folge sein. Ein Be-fall mit Endoparasiten, die in der Lunge leben, verursacht Atemprobleme, die bei einem Massenbefall lebensbedrohlich sein können. Derart geschwächte Igel, die meist tagsüber herumlaufend oder -lie-gend gefunden werden, können ohne die Hilfe der Menschen nicht überleben.

3.1 Lungenwurm (Crenosoma striatum)

Die „schachtelhalmförmigen Lungen-würmer“ Crenosoma striatum parasitieren in den Bronchien und Bronchiolen.

Die Weibchen erreichen eine Größe von 12–20 mm, die Männchen sind 5–15 mm lang. Am Vorderende ist die Kutiku-la (äußere Hautschicht) aufgebläht und zeigt im Ösophagusbereich eine schach-telhalmförmige Struktur.

Eigene Beobachtungen: Bei einem Igel, der kurz nach der Aufnahme in der Igel-station mit Schaum vor dem Mund ver-

starb, wurden in den Bronchien und in den Brochiolen Lungenwürmer in großer Menge gefunden. In den Bronchien be-fanden sich Wurmknäule, die aus ca. 10 Würmern bestanden. Teilweise Nekrose der Lunge war zu erkennen.

Crenosoma striatum Weibchen 12 mm lang, Männchen 5 mm lang

2fache Vergrößerung

44 Endoparasiten | Lungenwurm

3

Crenosoma striatum Wurmausgeschieden ca. 12 Stunden nach der ersten sc. Levamisol-Injektion



Crenosoma striatum WeibchenVorderende (original: ohne Deckglas aufgenommen)


3



Crenosoma striatum WeibchenVorderende (mit Deckglas aufgenommen)

Crenosoma striatumWurmabschnitt des weiblichen Wurmes (Larven in Ei-Hüllen im Wurm)


3

Die Kutikula (Haut) ist aufgerissen, in den Uterushörnern sind massenhaft Crenosoma-Larven in den transparenten Ei-Hüllen zu erkennen



3

Crenosoma striatum WeibchenVulvaregion




3

Crenosoma striatum WeibchenHinterende und Wurmabschnitt




3

Crenosoma striatumWurmausscheidung nach Medikamenteneinwirkung:Ein Tag nach der ersten sc. Levamisol-Injektion wurden Lungenwürmer hoch gehustet, verschluckt und mit dem Kot ausgeschieden.Beim Knicken dieses weiblichen Lungenwurms riss die Haut auf und mehrere Entwicklungsstadien der Larven konnten beobachtet werden.

Bild 1: Larven in der Ei-Hülle im WurmBild 2–9 : Entwicklungsstadien der Larve I in der Ei-HülleBild 10 u. 11: geschlüpfte Larve I

Bild 1100 µm

Mikroskopvergrößerung 160fach


3

Bild 2

Bild 3

geschlüpfte Larve I zwischen noch nichtvoll entwickelten Larven in der Ei-Hülle

Entwicklung der Larven in der Ei-Hülle




3Bild 4

Bild 5

unvollständige Larve in der Ei-Hülle neben dem Crenosoma-Wurm

Entwicklung der Larve in der Ei-Hülle




3


Bild 6

Bild 7





3Bild 8

Bild 9






3

Crenosoma striatum Larve I (vorzeitig aus der Ei-Hülle geschlüpft)

Bild 10

Bild 11

Crenosoma striatum Larve I (aus der Ei-Hülle geschlüpft)




3

Die Larven I des Lungenwurmes Crenosoma striatum entwickeln sich im Wurm in einer sehr dünnen, elastischen, transparenten Ei-Hülle. Sie sind in dieser Form im Schleim der Bronchien und der Trachea nachweisbar.Durch Hochhusten und Verschlucken gelangen sie in den Verdauungstrakt. Auf diesem Wege schlüp-fen sie aus der Ei-Hülle.

Larve I im Igelkot gefunden vor antiparasirärer Behandlung

Crenosoma striatum Larven I in großer Menge


1000 µm Mikroskopvergr0ößerung 64fach


3






3

Entwicklungszyklus des Lungenwurmes Crenosoma striatum

Die von dem Lungenwurm ausgeschie-denen Eier, die die Larve I des Crenoso-ma striatum enthalten, werden vom Igel hoch gehustet und verschluckt und ge-langen so in den Verdauungstrakt. Auf diesem Wege schlüpfen die Larven I aus den Eiern und werden mit dem Kot aus-geschieden. In der Außenwelt dringen sie in den Fuß von Gehäuse- oder Nackt-schnecken ein. Dort entwickeln sie sich über eine Larve II innerhalb von 3 Wo-

chen zur infektiösen Larve III. Der Igel nimmt die Larve III beim Verzehr des Zwischenwirts, der Schnecke, auf. Die bei der Verdauung freiwerdende Larve gelangt vom Darm über Lymphkapilla-rien und die Hohlvene in das Herz und von dort in die Lunge, wo sie sich nach 3 Wochen zum adulten Wurm entwickelt hat, der nun seinerseits, in den Bronchi-en parasitierend, die Larve I enthaltende Eier ausscheidet.

58 Endoparasiten | Haarwürmer

3

3.2 Haarwürmer (Capillaria spp.)

Die Darmhaarwürmer Capillaria erinacei und C. ovoreticulata parasitieren im Magen und im Darm. Die Weibchen erreichen eine Größe von 4–20 mm, die Männchen sind mit 3,4–15 mm nur geringfügig kleiner. Die Lungenhaarwürmer Capillaria aerophila

schmarotzen in den Bronchien. Die Weib-chen erreichen eine Größe von 18–20 mm, die Männchen sind etwas kleiner. Wegen ihres geringen Durchmessers von nur 0,1 mm werden sie als Haarwürmer bezeich-net.

Massenhafte Ausscheidung von Darmhaarwürmernca. 12 Stunden nach der ersten sc. Levamisol-Injektion

Zur Identifizierung der Würmer müssen die Eier, die sich in den Würmern befinden, bei 640facher Vergrößerung betrachtet werden


59Haarwürmer | Endoparasiten

3

Massenhafte Ausscheidung von Darmhaarwürmernca. 12 Stunden nach der ersten sc. Levamisol-Injektion

Zur Identifizierung der Würmer müssen die Eier, die sich in den Würmern befinden, bei 640facher Vergrößerung betrachtet werden




3

Darmhaarwurm Capillaria erinaceiEier im Wurm




3

Darmhaarwurm Capillaria erinaceiVorderende

Eier im Wurm




3

Darmhaarwurm MännchenHinterende




3

Lungenhaarwurm Capillaria aerophilaEier im Wurmabschnitt

Capillaria aerophila EiDie netzartige Strukturierung der Ei-Oberfläche ist erkennbar




3

Capillaria aerophila, geplatztes Ei

Ei vom Capillaria aerophila zwischen Eiern vom Capillaria erinacei




3

Die Oberfläche der Capillaria-Eier hat eine netzartige Strukturierung, was sie u.a. von denTrichuris-Eiern unterscheidet, die eine Schale mit glatter Oberfläche haben.

Lungenhaarwurm-EiCapillaria aerophila

Darmhaarwurm-EiCapillaria ovoreticulata

Darmhaarwurm-EiCapillaria erinacei

Größe: 60–75 µm lang Form: zitronenförmig,Seitenwände gebaucht, Polpfröp-fe vorspringend

Größe: 55–-65 µm lang Form: Seitenwände parallel,zwei, wie in einen Flaschenhals eingesenkte Polpfröpfe Farbe: meist dunkelbraun

Größe: 50–60-µm lang leicht gebauchte Seitenwände, teilweise asymmetrisch, leicht vorspringende Polpfröpfe





3Die Eier der Haarwürmer werden mit dem Kot ausgeschieden. In-nerhalb der Ei-Schale bildet sich im Freien nach 5–7 Wochen das infektiöse Larvenstadium. Regen-würmer können als Transport- oder Stapelwirte eingeschaltet werden.

Mit der Nahrung werden diese nun für den Igel infektiösen Eier aufgenommen.

Darmhaarwurm Capillaria eri-nacei: 25–26 Tage nach Aufnahme der infektiösen Eier haben sich die Würmer im Darm entwickelt und ihre Geschlechtsprodukte, die Eier, sind im Kot nachweisbar.

Lungenhaarwurm Capillaria ae-rophila: Dieser Haarwurm, der in der Lunge parasitiert, ist anhand seiner im Kot nachweisbaren Eier ca. 3 Wochen nach Aufnahme der infektiösen Eier zu identifizieren.

Capillaria-Eier – Größenvergleichlinks: Capillaria aerophila, rechts: Capillaria ovoreticulata

Entwicklungszyklus der Haarwürmer Capillaria spp


67Kokzidien | Endoparasiten

3

3.3 Kokzidien (Isospora rastegaievae)

Kokzidien sind parasitisch lebende Ein-zeller (Protozoen). Einzeller sind die ein-fachsten Lebewesen des Tierreiches, sie sind mikroskopisch klein und bestehen aus einer einzigen Zelle.

Beim Igel sind drei Isospora-Arten und zwei Eimeria-Arten beschrieben worden. Größere pathogene Bedeutung kommt je-doch nur Isospora rastegaievae zu.

Größe der Oozysten: Isospora rastegaievae 16-21 x 15-20 µmI. erinacei 28-34 x 23-27 µm

Die Oozysten der Eimeria-Arten wer-den bis zu 30 x 15 µm groß, sind aber ext-rem selten. Es ist noch unklar, ob sie echte Parasiten des Igels sind.

Kokzidien Oozyste Isospora rastegaievae und Ei vom Capillaria erinaceiGrößenvergleich


68 Endoparasiten | Kokzidien

3

Kokzidien Oozyste Isospora rastegaievae sporulierte Oozyste Isospora rastegaievae mit 2 Sporozysten

Entwicklungszyklus von Kokzidien Isospora rastegaievae

Mit dem Kot werden die 16-21 x 15-20 µm großen Oozysten aus-geschieden. In der Außenwelt sporulieren diese Oozysten innerhalb von 24–48 Stunden und sind in voll sporuliertem Zustand für den Igel wieder infektiös. Sie werden mit der Nahrung oder auch beim Put-zen des Haarkleides aufge-nommen. Im Darm findet so-wohl geschlechtliche als auch ungeschlechtliche Vermeh-rung statt und nach 6–10 Tagen werden wieder Oozysten aus-geschieden.



69Darmsaugwurm | Endoparasiten

3

3.4 Darmsaugwurm (Brachylaemus erinacei)

Die Darmsaugwürmer der Gattung Brachylaemus erinacei parasitieren über-wiegend im Dünndarm, bei starkem Wurmbefall sind sie auch in den Gal-lengängen zu finden. Die bis zu 5 mm

langen, zwittrigen Plattwürmer sind mit zwei Saugnäpfen, einem Mund- und einem Bauchsaugnapf ausgerüstet, die der Verankerung in der Darmwand dienen.

Ausscheidung von Darmsaugwürmern Brachylaemus erinaceica. 3 Stunden nach sc. Behandlung mit Praciquantel


70 Endoparasiten | Darmsaugwurm

3

Eier im Wurm gut erkennbar

Würmer Brachylaemus erinaceiWurm links noch nicht voll entwickelt (noch keine Eier im Wurm)Wurm rechts voll entwickelt




3

Eier im Wurm Brachylaemus erinacei



3

Darmsaugwurm Brachylaemus erinaceiDer Brachylaemus gehört zu der Klasse der Trematoda, UnterklasseDigenia. Er erreicht eine Länge von ca. 5 mm und ist ein Zwitter.

Dieser Wurm ist 1,6 mm lang und an der dicksten Stelle 0,8 mm breit. Er ist folglich noch in der Wachstumsphase, es sind noch keine Eier im Wurm erkennbar.


3

Darmsaugwurm Brachylaemus erinaceiDer Brachylaemus gehört zu der Klasse der Trematoda, UnterklasseDigenia. Er erreicht eine Länge von ca. 5 mm und ist ein Zwitter.

Dieser Wurm ist 2,5 mm lang und an der dicksten Stelle 0,8 mm breit. Er ist noch in der Wachstumsphase, es sind bereits Eier im Wurm erkennbar.


3

Toter Darmsaugwurm Brachylaemus erinaceiausgeschieden 9 Tage nach sc. Behandlung mit Praziquantel

Eier im toten Wurm




3

Toter Darmsaugwurm Brachylaemus erinaceiausgeschieden 6 Tage nach sc. Behandlung mit Praziquantel

Eier im toten Wurm




3

Darmsaugwurm Brachylaemus erinaceiWurmteil ausgeschieden 6 Tage nach sc. Behandlung mit Praziquantel

Eier im Wurmteil




3

dunkle (reife) und helle (unreife) Brachylaemus-Eier im Wurm




3

dunkle und helle Eier im Darmsaugwurm Brachylaemus erinacei

Ei vom Darmhaarwurm Capillaria erinacei zwischen Eiern desDarmsaugwurms Brachylaemus erinacei




3

Brachyleamus-Eier

Brachylaemus-Ei




3

Brachyleamus-Eier

Brachylaemus-Ei

Brachylaemus-Ei





3

Die nur 30–35 µm großen Eier des Darmsaugwurmes Bra-chylaemus erinacei enthalten be-reits ein Mirazidium (Wimper-larve), wenn sie mit dem Kot ausgeschieden werden. Diese Eier werden von verschiedenen Landschnecken aufgenom-men, in denen die Weiterent-wicklung bis zur Bildung von Infektionsstadien erfolgt, die der Igel zusammen mit dem Zwischenwirt, der Schnecke, aufnimmt. Der Kreis schließt sich, wenn nach 17 Tagen die adulten Darmsaugwürmer Eier ausscheiden.

Crenosoma striatum Larve I zwischen Brachylaemus-Eiern

Entwicklungszyklus des Darmsaugwurmes Brachylaemus erinacei


82 Endoparasiten | Bandwurm

3

3.5 Bandwurm (Hymenolepis erinacei)

Der Igelbandwurm Hymenolepis erinacei schmarotzt im Dünndarm, wird 250–360 mm lang und bis zu 3 mm breit. Der geglie-derte, darmlose Körper besteht aus dem

Skolex (Kopf) und aus der Bandwurmket-te. Jede reife Proglottis enthält einen voll-ständigen zwittrigen Geschlechtsapparat. Die letzten Proglottiden enthalten den mit Eiern gefüllten Uterus. Sie lösen sich von der Bandwurmkette ab und gelangen mit dem Kot in die Außenwelt.

Proglottiden vom Hymenolepis erinaceiDie ca. 3 mm breiten und ca. 1 mm langen Proglottiden sehen reiskornähnlich aus.(Zum Fotografieren aus der Kotprobe herausgenommen und auf die Oberfläche gelegt)

3fache Vergrößerung

Entwicklungszyklus des Igelbandwurmes Hymenolepis erinacei

Die Entwicklung verläuft über verschiedene Käfer als Zwi-schenwirte. Im Käfer entwickelt sich aus der 6-Hakenlarve in-nerhalb von 21 Tagen die Finne des Bandwurmes, die für den Igel infektiös ist.

Die Zeit zwischen Aufnahme der Finne und Ausscheiden von Bandwurmgliedern oder Eiern mit dem Kot, also bis zur Ent-wicklung zum adulten Wurm, beträgt 35 Tage.

83Bandwurm | Endoparasiten

3

Igelbandwurm - Teilstücke der gegliederten Bandwurmkette

Teilstück der Bandwurmkette

2 ½fache Vergrößerung


84 Endoparasiten | Bandwurm

3

Hymenolepis erinacei

Bei Bandwurmbefall sind im Kot die etwa 1 mm langen und 3 mm breiten Bandwurmglieder (Proglottiden) und/oder die ca. 75 µm großen Eier, die bereits die 6-Hakenlarve enthalten, nachweisbar.

Eier von Hymenolepis erinacei

6-Hakenlarve im Ei



85Kratzer | Endoparasiten

3

3.6 Kratzer

3.6.1 Plagiorhynchus cylindraceusLange Zeit galten die Kratzer als Unter-stamm der Nemathelminthes. Elektro-nenmikroskopische Untersuchungen er-gaben jedoch prinzipielle Unterschiede in der Morphologie, so dass die Kratzer inzwischen als eigener Stamm Acantho-cephala angesehen werden.

Diese getrenntgeschlechtlichen Para-siten schmarotzen im Darm ihrer Wir-te. Mit Hilfe ihres vorstülpbaren Rüs-sels (Proboscis) verankern sie sich in der Darmwand.

Eine Befragungsaktion ergab, dass in Aichach, Berlin, Dortmund, Göttingen, Mülheim, Neumünster und auch auf Jersey (Großbritannien) diese auf den

Seiten 85–89 abgebildeten Acanthoce-phalen gefunden wurden, jedoch niemals Eier des Parasiten.

Bei dieser Art handelt es sich um die Palaeacanthocephalen Plagiorhynchus cylindraceus, die sich im Igel nicht bis zur Geschlechtsreife entwickeln.

Der Igel infiziert sich beim Verzehr von Landasseln, die als Zwischenwirte angesehen werden. Die Kratzer verblei-ben wahrscheinlich eine Weile im Darm, wo sie aber nicht geschlechtsreif werden können. Einige dieser Würmer werden im unreifen Zustand mit dem Kot ausge-schieden. Andere dieser Wurmindividu-en durchbohren mit ihrem hakenbesetz-ten Rüssel die Darmwand.

6fache Vergrößerung dieses Kratzers

86 Endoparasiten | Kratzer

3

Mit Haken besetzter Rüssel, der sich am Vorderende des zylindrischen Körpers befindet. Dieser in eine sackförmige Scheide rückziehbare Rüssel dient zur Verankerung in der Darmschleimhaut.

KratzerPlagiorhynchus cylindraceus (Abbildung zweigeteilt auf Seite 86/87)




3

Diese Kratzer sehen mit dem Mikroskop betrachtet normalerweise wie dunkle, undurchsichtige Objekte aus, der hier abgebildete Kratzer (zweigeteilt auf Seite 86/87) wurde nach dem Ausscheiden von Körperflüssigkeit lichtdurchlässig.

Für den Palaeacanthocephalen Plagi-orhynchus cylindraceus, der in Singvögeln wie z.B. Staren geschlechtsreif wird, dürf-ten Spitzmäuse in beschränktem Maße als Transportwirte infrage kommen. Die

meisten Wurmindividuen dieser Art in Spitzmäusen (und besonders in Igeln) be-fänden sich aber in einer „ökologischen Falle“.


3

KratzerPlagiorhynchus cylindraceus

Einige dieser Wurmindividuen durchbohren mit ihrem hakenbesetzten Rüssel die Darmwand.In der Bauchhöhle verstorbener Igel wurden am Mesenterium (Dünndarmgekröse) und an Organen (z.B. Leber) anhaftend einige dieser Kratzer, umgeben von einer Bindegewebskapsel, gefunden. Auch am Peritoneum (Bauchfell) wurden diese eingekapselten Kratzerstadien gefunden. Sie waren als ca. 2 mm lange und 1 mm dicke harte weiße Knoten zu sehen, die unter dem Mikroskop betrachtet erst nach dem Fixieren in Glycerin den artspezifischen, mit Haken besetzten Kratzerrüssel erkennen ließen.

Die Abbildung oben zeigt einen Kratzer Plagiorhynchus cylindraceus umgeben von einer Bindege-webskapsel, der bei einem Braunbrustigel postmortal mit Gewebefäden am Peritoneum anhaftend gefunden wurde.Unbehandelt ist der mit Haken bewehrte Rüssel kaum zu erkennen.Im Darm und in der Leibeshöhle kann es zu schwerwiegenden Entzündungen kommen.Auch schon bei Igelbabys (ca. 120 g KGW) wurden in der Bauchhöhle massenhaft Kratzerstadien gefunden, was mit großer Wahrscheinlichkeit die Todesursache war.



3

KratzerPlagiorhynchus cylindraceus

Nach dem Fixieren des Kratzers S. 88 in Glycerin war der mit Haken bewehrte Rüssel zu erkennen.




3

3.6.2 Nephridiorhynchus major

Der Kratzerrüssel (Proboscis) ist kugelförmig und mit 6–7 Reihen von gebogenen Haken besetzt

In Österreich wurde mehrfach der Ar-chiacanthocephale Nephridiorhynchus major nachgewiesen, der bis zu 30 cm groß werden kann. Für diesen Kratzer ist wahrscheinlich nur der Weißbrustigel Erinaceus concolor Endwirt. Da sich die

Lebensräume des Weißbrust- und des Braunbrustigels in Österreich, der Tsche-chischen Republik, Polen und in den Ländern des Nordbalkans überschnei-den (Überlappungszone ca. 200 km breit), sollte beobachtet werden, ob dieser Para-sit dort auch beim Braunbrustigel zu fin-den ist.

Dieser 140 mm lange Kratzer wurde in Österreich im Kot eines Weißbrustigels vor antiparasitärer Behandlung gefunden.



3

Kratzer Nephridiorhynchus majorDieser besonders große Kratzer ist 270 mm lang; er wurde im Kot des gleichen Weißbrustigels (S. 90) gefunden.

Der mit Haken besetzter Rüssel (Proboscis) des 270 mm langen Kratzers ist nur teilweise vorgestülpt



3

Kratzer-EiNephridiorhynchus major

Der Acanthor ist von 4 Eihüllen mit Zwischenräumen umgeben. Die zweitäußerste Eihülle zeigt viele Ausstülpungen nach außen und wirkt daher „netzartig strukturiert“




3

Kratzer-EiNephridiorhynchus majorDie äußeren Eihüllen sind geplatzt, der Acanthor ist noch von der innersten Eihülle umschlossen. Sie enthält Chitin und wird wahrscheinlich vom Acanthor mit Hilfe des Enzyms Chitinase durchdrungen.

Die Haken der Larve sind am Vorderende zu erkennen

Haken des Acanthors Acanthor




3

Die ca. 100–120 µm großen, dickschali-gen Eier, die bereits eine als Acanthor bezeichnete Hakenlarve enthalten, wer-den von den Weibchen abgesetzt und gelangen mit dem Kot des Igels ins Freie. Die Weiterentwicklung bis zur Bildung des „Cystacanthen“, des Stadiums, das für den Igel infektiös ist, erfolgt wahr-scheinlich in Käferlarven als Zwischen-wirt. Nach oraler Aufnahme von Eiern (Acanthoren) werden die Acanthorlarven

im Darm der Käferlarven freigesetzt und durchbohren deren Darmwand. In der Leibeshöhle der Engerlinge entwickeln sie sich über mehrere Larvenstadien, die als Acanthella-Larven bezeichnet wer-den, zu den für den Igel infektiösen Lar-ven, die er mit dem Engerling aufnimmt.

Im Igel entwickeln sich dann aus den Cystacanth-Larven nach einer gewissen Zeit (Präpatenz noch nicht untersucht) die Würmer bis zur Geschlechtsreife.

Vermuteter Entwicklungszyklus des Kratzers Nephridiorhynchus major

95Geißeltiere | Endoparasiten

3

3.7 Geißeltiere (Giardia sp.)

Giardien gehören zu der Gruppe der Gei-ßeltierchen. Die birnenförmigen, nur 10-17 x 7–10 µm großen vegetativen Stadien (Trophozoiten) besitzen 2 Kerne und 8 freie Geißeln. Sie leben im Dünndarm ihrer Wirte und halten sich mit Hilfe ei-ner Haftscheibe und durch Schlagen der Geißeln am Darm fest. Die Vermehrung erfolgt durch Längsteilung. Giardien bil-

den Dauerstadien (Zysten) aus, die 4 Ker-ne und filamentöse (fadenförmige) Ele-mente enthalten. Diese eiförmigen Zysten werden bis zu 15 µm groß und gelangen mit dem Kot ins Freie. Sie bleiben in der Außenwelt unter günstigen Bedingungen mindestens 3 Wochen lang infektiös. Die Infektion erfolgt durch orale Aufnahme der Zysten.

Giardia sp. – Zyste

Diagnose: Nachweis der Zysten im Kot, in frischen Kotproben werden auch die vegetativen, sich sehr schnell bewegenden Stadien gefunden.

Symptome der Erkrankung:Bei starkem Befall lang andauernde Durchfälle und schleimiger Kot, Gewichtsverlust, große Unruhe.Begünstigt wird die Giardiose durch verminderten Säuregehalt des Magensaftes.Ein schwacher Befall kann symptomlos bleiben.

filamentöse Elemente


96 Endoparasiten | Geißeltiere

3

Giardia sp. - Zysten

Giardia sp. - Zysten neben sporulierter Kokzidien-Oozyste Isospora rastegaievae



97Rollschwänze | Endoparasiten

3

3.8 Rollschwänze (Physaloptera clausa)

Beim Igel wird die Spiruridose (Spirurida = Rollschwänze) überwiegend durch Ver-treter aus den Gattungen Physaloptera und Gongylonema verursacht.

Die Spirurida Physaloptera clausa ( 15– 35 mm, 20 – 50 mm x 1,5 – 2,5 mm) schma-rotzen im Magen. Gongylonema mucrona-tum ( 30 – 60 mm, 80 – 140 mm x 0,5 mm) parasitiert in der Schleimhaut des Ösophagus. Auch die Spirurida Spirocerca

lupi ( 30 – 50 mm, 50 – 80 mm) kön-nen beim Igel auftreten.

Das Hinterende der Männchen ist ein-gerollt, daher der Name „Rollschwänze“.

Die Weibchen setzen Eier ab, die be-reits eine Larve (L 1) enthalten. Im Frei-en schlüpfen die Larven und werden von Zwischenwirten (Schnecken, Käfer) auf-genommen, in denen sie sich zu infektiö-sen L 3 entwickeln.

Spirurida-Ei Physaloptera clausa


98 Endoparasiten | Rollschwänze

350 µm



Spirurida-Eier Physaloptera clausa

99Rollschwänze | Endoparasiten

3

Physaloptera clausaHinterende eines Männchens in Euparal fixiert

spiralig aufgerolltes Hinterende eines Männchens in Glycerin fixiert



100 Endoparasiten | Rollschwänze

31000 µm



Physaloptera clausaHinterende eines Weibchens in Euparal fixiert

Vorderende eines Weibchens in Euparal fixiert

101Darmegel unbekannter Gattung | Endoparasiten

3

3.9 Darmegel unbekannter Gattung

Darmegel-Ei

zum Größenvergleich Darmsaugwurm-Eier Brachylaemus erinacei



102 Endoparasiten | Darmegel unbekannter Gattung

3

Darmegel-Ei neben Wurmteilen vom Darmhaarwurm Capillaria erinacei


103 Mykosen der Haut | Mykosen

4

Mykosen

4.1 Mykosen der Haut ................................................................................................................................................1034.2 Mykosen des Verdauungstraktes ...................................................................................................................... 109

4KA

PITE

L

4.1 Mykosen der Haut

Die Trichophytie ist eine krankhafte Ver-änderung der Haut hervorgerufen von Dermatophyten der Gattung Trichophy-ton. Pilze dieser Gattung sind Mycel- oder Fadenpilze, die in der parasitären Phase nur Hyphen und Arthrosporen, in der sa-prophytären Phase auch Luftmycel, Mik-ro- und Makrokonidien bilden.

Als primärer Standort der Mehrzahl der Pilze, auch der pathogenen Arten, gilt der Boden. Wegen der Befähigung der Hautpilze zur saprophytären Le-bensweise (von toter organischer Materie lebend) können sich die Trichophytonar-ten auch außerhalb des Warmblüterorga-nismus lebensfähig halten, und bleiben besonders in abgestorbenen Haaren und abgefallenen Borken kranker Tiere oder Menschen lange infektionsfähig. Für die Verbreitung des Pilzes sorgen u.a. Milben und Flöhe. Erkrankungen des Menschen durch Ansteckung bei Tieren rufen be-sonders tiefgreifende akut entzündliche Prozesse hervor.

Hefepilze der Gattung Candida erzeu-gen von sich aus im Allgemeinen keine Dermatomykose. Pilze dieser Gattung sind Hefen, die sich vegetativ durch Sprossung vermehren. Beim Vorgang der Sprossung können sich runde bis ova-le Zellformen (Blastosporen) und auch

Längssprosse (Pseudohyphen) bilden. Charakteristisch für Pseudohyphen ist, dass die Längs- und Querwände der Zel-len niemals wie bei den echten Hyphen einen rechten Winkel bilden.

Wegbereiter für eine sekundäre Infek-tion mit Pilzen können, außer Bakterien und Viren, auch Ektoparasiten sein. Eine vorgeschädigte Haut, z.B. durch Milben oder durch Verletzungen, ist ein Nähr-boden für diese Pilze. Es bedarf prädis-ponierender Faktoren, damit es zu einer Erkrankung kommt.

Einige Arten der Gattung Candida re-präsentieren neben Bakterien und anderen Spezies (z. B. Schimmelpilzen) die normale Körperflora von Mensch und Tier.

Schimmelpilze der Gattung Scopulari-opsis zählen zu den primär Lebens- und Futtermittel verderbenden Hyphomyce-ten. Einige Arten können auch Dermato-mykosen und/oder Systemmykosen bei Mensch und Tier verursachen.

Wegbereiter für eine sekundäre Infek-tion mit diesen Pilzen können, außer Bak-terien und Viren, Ektoparasiten sein. Eine vorgeschädigte Haut z.B. durch Milben oder Verletzungen ist Nährboden für die Pilze.

Die Abheilung einer im Vorfeld beste-henden Hauterkrankung oder Verletzung kann durch einen Pilzbefall erschwert und/oder hinausgezögert werden.

104 Mykosen | Mykosen der Haut

4

4.1.1 Trichophytie – Igel mit Mischinfektion

Befund der mykologischen Untersuchung: Trichophyton mentagrophytes Befund der parasitologischen Untersuchung: Grabmilbe Sarcoptes sp. und Nagemilbe Caparinia tripilis

Erkrankungen des Menschen durch Ansteckung bei Tieren rufen besonders tief greifende akut entzündliche Prozesse hervor.

4.1.2 Hefedermatose – Hauterkrankung, verursacht durch Hefen der Gattung Candida

Auf den betroffenen Hautpartien des Igels kam es zu Stachel- und Haarausfall, die Haut war entzündet und schuppig. Im Bereich des Kopfes bildeten sich mehrfach Abszesse. Blutig gekratzte Stellen waren am Kopf, am Ringmuskel und zwischen den Stacheln zu beobachten.

Die mykologische Untersuchung von Hautschuppen und ausgefallenen Sta-cheln ergab, dass bei diesem Igel eine In-fektion mit den Hefepilzen Candida farma-ta, Candida guilliermondii und Rhodotorula

vorlag. Außerdem wurden Schimmelpil-ze der Gattung Alternaria und Penicillium nachgewiesen.

Die Pflegeperson infizierte sich, als ein Stachel die Haut des Fingers durchstach. Erst wurde an der Einstichstelle nur eine kleine Eiterbeule beobachtet. Dieser In-fektionsherd breitete sich kreisförmig aus, indem sich stäbchenförmige, ca. 1 x 2 mm große Eiterherde aneinander reih-ten. Die mikrobiologische Untersuchung eines Hautgeschabsels ergab, dass es sich um eine Infektion mit Hefen der Gattung Candida handelte.


4

Dieser Igel dürfte eine Resistenzminderung gehabt haben. Es lag möglicherweise eine Vorschädigung der Haut durch Ektoparasiten vor, denn in er Regel sind Sprosspilze der Gattung Candida nur fakul-tativ pathogen, d.h. nur unter bestimmten Bedingungen wird eine Krankheit ausgelöst. Bei einer derartigen Hauterkrankung sollte immer auch an Milbenbefall gedacht werden. Die mikroskopische Untersuchung eines Hautgeschabsels kann die Diagnose sichern.Vertretern der Gattung Rhodotorula wird nur ein sehr geringes pathogenes Potential zugeschrieben. Die nachgewiesenen Schimmelpilze sind als Begleitflora zu werten.Begünstigend für ein Pilzwachstum ist generell eine Immunschwäche, sowie Antibiotika- und Korti-koidgabe.


4

HefedermatoseHauterkrankung, verursacht durch Hefen der Gattung Candida.

Auf den stachelfreien Hautstellen ist besonders starke Schuppenbildung zu beobachten. Wenn diese großflächigen Schuppen abgebürstet werden, bilden sich immer wieder neue.


4

4.1.3 Scopulariopsis

Koloniebildung auf Dermatophyten-Selektivagar nach Taplin, Makrophoto

4fache Vergrößerung einer Einzelkolonie


4

Konidienträger und Konidien von Scopulariopsis, Mikrophoto

Krankheitsbild: Die Haut der Extremitäten zeigt krustenartige Veränderungen, die sich wie Fisch-schuppen ablösen lassen.Hinter den Ohren sieht man zwischen den Stacheln helle, krustige Hautschuppen. Mit diesen hinter den Ohren entnommenen Schuppen wurde der Nährboden beimpft.



109 Mykosen des Verdauungstraktes | Mykosen

4

4.2 Mykosen des Verdauungstraktes

Pilze der Gattung Candida sind Hefen, die sich vegetativ durch Sprossung ver-mehren. Bei dem Vorgang der Sprossung können sich runde bis ovale Zellformen (Blastosporen) und auch Langsprosse (Pseudomycel) bilden. Charakteristisch für Pseudohyphen ist, dass die Längs- und Querwände der Zellen niemals wie bei den echten Hyphen miteinander einen rechten Winkel bilden. An den Enden des Pseudomycels können sich auch dickwan-dige Chlamydosporen bilden.

Einige Arten der Gattung repräsentie-ren neben Bakterien und anderen Spezies (z.B. Schimmelpilzen) die normale Kör-perflora von Mensch und Tier.

Die Sprosspilze der Gattung Candida können grundsätzlich jedes Organ befal-

len, Primärherde sind im Bereich des obe-ren Respirations- und Digestionstraktes anzutreffen. Die Candidose des Verdau-ungstraktes wird fast ausnahmslos durch Candida albicans verursacht.

Pilze der Gattung Trichosporon sind He-fen, die sich durch Sprossung (Bildung von Blastosporen) und durch Fragmentierung der Hyphen (Bildung von Arthrosporen) vermehren. Aus den Sporen entwickelt sich Mycel. Im Gegensatz zum Pseudomy-cel bilden beim echten Mycel die Längs- und Querwände einen rechten Winkel.

Gelegentlich verursachen Sposspilze der Gattung Trichsporon Systemmyko-sen, wobei z.B. der Verdauungstrakt und/oder andere innere Organsysteme des Körpers befallen sein können.

echtes Mycel (Septierung gut erkennbar)

4.2.1 Hefepilze der Gattung TrichosporonSichere Aussagen sind ohne weitergehende Untersuchungen nicht möglich.


110 Mykosen | Mykosen des Verdauungstraktes

4

Bildung von Arthrosporen

4.2.2 Hefepilze der Gattung CandidaSichere Aussagen (Candida sp. oder nichtpathogene Hefen) sind ohne weitergehende Untersuchungen nicht möglich.

Blastosporen und Pseudomycel



zum Größenvergleich Ei von Capillaria aerophila

111 Mykosen des Verdauungstraktes | Mykosen

4

Pseudomycel und Blastosporen

Pseudomycel und Blastosporen




Pseudomycel, Blastosporen und Clamydosporen

112 Mykosen | Mykosen des Verdauungstraktes

4

Candida albicansKoloniebildung auf Sabouraud 2%-Glucose-Agar, Makrophoto(auf grünem Untergrund, damit die weißen Kolonien gut sichtbar sind)

Blastosporen von Candida albicans in der Kultur

weitergehende Untersuchung zur Identifizierung: Keimschlauchtest


113 Gregarinen | Darmpassanten • Ballaststoffe

5

Darmpassanten | Ballaststoffe

5.1 Gregarinen ............................................................................................................................................................ 1135.2 Fadenalgen ........................................................................................................................................................... 1155.3 Regenwurmborsten ............................................................................................................................................ 1165.4 Teile einer Feder ................................................................................................................................................... 1175.5 Insektenteile ......................................................................................................................................................... 1195.6 Zwergfadenwurm ................................................................................................................................................ 1215.7 Mehlwurmhaut .................................................................................................................................................... 1225.8 Pflanzenteile .........................................................................................................................................................1235.9 Abschnitte von Haaren ........................................................................................................................................1245.10 Futtermilben .........................................................................................................................................................1255.11 Pollenkörner (Blütenstaub) .................................................................................................................................1305.12 Harnkristalle ........................................................................................................................................................ 1405.13 Banane................................................................................................................................................................... 1415.14 Avocado ................................................................................................................................................................142

5KA

PITE

L

Bei der mikroskopischen Diagnostik von Parasitosen und/oder Mykosen

des Igels findet man häufig Bestandteile, die nicht ganz einfach zuzuordnen sind und die Diagnose erschweren können.

Um Fehlinterpretationen zu vermeiden, sind auch Bilder von diesen Kotanteilen, die den Darm nur passieren, Bestandteil der Bildersammlung.

5.1 Gregarinen

sind parasitisch lebende Einzeller, aber keine Parasiten des Igels und für ihn als Fehlwirt nicht pathogen. Der Igel nimmt

die Einzeller mit ihren Wirten (Käfer und Würmer) auf, sie passieren den Darm und werden mit dem Kot ausgeschieden.

114 Darmpassanten • Ballaststoffe | Gregarinen

5

Gamont mit Sporozysten

Sporozyste



115 Fadenalgen | Darmpassanten • Ballaststoffe

5

Gregarinen Gamont mit Sporozysten

Sporozyste im gleichen Kot gefunden, in dem auch Regen-wurmborsten nachgewiesen wurden

5.2 Fadenalgen

Sind derartige Fäden im Igelkot nach-weisbar, kann man davon ausgehen, dass dieser Igel wahrscheinlich Schnecken gefressen hat und mit diesen die für ihn unverdaulichen Fadenalgenaufgenommen hat.




116 Darmpassanten • Ballaststoffe | Regenwurmborsten

5

5.3 Regenwurmborsten

Regenwürmer besitzen in jedem Segment ihres Körpers (außer dem vordersten Seg-ment) 8 Borsten, die entweder zu 4 Paaren oder einzeln über den Querschnitt ver-

teilt sind. Diese ragen nur wenig über die Körperoberfläche hervor und sind unter-schiedlich groß.




117 Teile einer Feder | Darmpassanten • Ballaststoffe

5

5.4 Teile einer Feder

Igel, die noch sehr spät im Jahr aktiv sind oder die zu früh erwachen, finden kaum natürliche Nahrung. Im Spätherbst und Winter sind wirbellose Tiere wie Käfer, Raupen und Würmer nicht verfügbar. Um ihren Hunger zu stillen, fressen Igel vermutlich dann vermehrt auch Aas,

etwa von einem Vogel. Die unten abge-bildeten Federteile wurden im Kot eines Igels gefunden, der im Februar aus dem Winterschlaf aufgewacht war und, weil es noch keine Insekten gab, wahrscheinlich von einem toten Vogel gefressen hat.



118 Darmpassanten • Ballaststoffe | Teile einer Feder

5

Teile einer Feder



119 Insektenteile | Darmpassanten • Ballaststoffe

5

5.5 Insektenteile

Die wichtigsten Nahrungstiere des Igels als Insektenfresser sind Käfer. Reste der Chitinpanzer von Käfern und andere

unverdauliche Bestandteile von Insekten passieren den Darm und dienen als Bal-laststoffe.



120 Darmpassanten • Ballaststoffe | Insektenteile

5

Insektenteile



121 Zwergfadenwurm | Darmpassanten • Ballaststoffe

5

5.6 Zwergfadenwurm (Strongyloides sp.)

Gelegentlich findet man die Larven des Zwergfadenwurm Strongyloides im Igel-kot. Strongyloides ist lediglich ein Darm-passant, kein Endoparasit des Igels. Wäre der Igel Hautwirt für den Zwerfaden-wurm, würden sich die Larven im Igel zu adulten Würmern entwickeln und emb-

ryonierte Eier wären im Igelkot nachweis-bar. Das ist nicht der Fall.

Bei nicht antiparasitär behandelten Igel-pfleglingen, in deren Kot zunächst Larven von Strongyloides nachgewiesen wurden, war bei mehrmaligen Kotkontrolluntersu-chungen kein Befund mehr festzustellen.

Rhabditiforme Larve im Igelkot gefunden

Hinterende der Larve



122 Darmpassanten • Ballaststoffe | Mehlwurmhaut

5

5.7 Mehlwurmhaut

Igelpfleglinge, insbes. handaufgezogene Jungtiere, erhalten in menschlicher Obhut gelegentlich einige Mehlwürmer. Im Kot solcher Igel sind bei der mikroskopischen

Untersuchung unverdauliche Rückstände dieser Ergänzungsnahrung nachweisbar, z.B. die Haut von Mehlwürmern.


123 Pflanzenteile | Darmpassanten • Ballaststoffe

5

5.8 Pflanzenteile

sind im Igelkot zu finden, wenn Ballast-stoffe, z.B. Haferflocken dem Futter zuge-setzt wurden.


124 Darmpassanten • Ballaststoffe | Abschnitte von Haaren

5

5.9 Abschnitte von HaarenAbschnitte von Haaren, die im Igelkot gefunden wurden




125 Futtermilben | Darmpassanten • Ballaststoffe

5

5.10 Futtermilben

Futtermilben werden u.a. mit Trockenfut-ter aufgenommen, das ein Nahrungsbe-standteil bei der Zufütterung von freile-benden Igeln vor dem Winterschlaf oder auch bei der Ernährung von Igelpfleglin-gen ist. Im Kot sind im Allgemeinen nur Teile der Futtermilben nachweisbar.

Um Verwechslungen mit der Nagemil-be Caparinia tripilis, die besonders wenn die Schwanzregion befallen ist in der Kotprobe nachweisbar sein kann, zu ver-

meiden, sollte man sich den Milbenrest genau ansehen. Die meist noch gut er-haltenen Mundwerkzeuge unterscheiden sich deutlich von denen der Nagemilbe, ebenso wie die Extremitätenenden, die bei den Futtermilben keine Haftscheiben haben.

Außerdem kann man in den Kotpro-ben, die Futtermilbenreste enthalten, auch Milbeneier unterschiedlicher Reife-grade finden.

Bild 1 u. 2: Reste von Futtermilben im Igelkot gefundenBild 3–5: Futtermilben im Trockenfutter gefundenBild 6–9: Futtermilben-Eier (unterschiedliche Reifestadien) im Igelkot gefundenBild10: Futtermilben-Ei im Trockenfutter gefunden

Bild 1100 µm


126 Darmpassanten • Ballaststoffe | Futtermilben

5

Bild 2

Bild 3




5

Bild 4

Bild 5

FuttermilbeMundkegel lang und spitz

Extremitätenende einer Futtermilbe: Kralle an langem, gegliedertem Bein



5.10 Futtermilben

128 Darmpassanten • Ballaststoffe | Futtermilben

5

Bild 7

Bild 6

Futtermilben-Ei, im Igelkot gefunden




5

Futtermilben-Ei, im Igelkot gefunden

Bild 8

Bild 9

Bild 10

Futtermilben-Eier, im Igelkot gefunden

Futtermilben-Ei, im Trockenfutter gefunden




130 Darmpassanten • Ballaststoffe | Pollenkörner

5

5.11 Pollenkörner (Blütenstaub)

Pollen werden an Nahrungstieren haf-tend insbesondere im Frühling mit der natürlichen Insektennahrung aufgenom-men und passieren den Magen- Darm-

trakt. Als unverdauliche Bestandteile findet man daher bei der mikroskopi-schen Untersuchung häufig Pollenkör-ner im Igelkot, die einigen Parasitenaus-scheidungen zum Verwechseln ähnlich sehen.

5.11.1 Pollenkörner im Igelkot gefunden


131 Pollenkörner | Darmpassanten • Ballaststoffe

5

Pollenkörner im Igelkot gefunden



5




5

5.11.2 Pollenkörner von Gräsern entnommen






5

Pollenkörner von Getreide (Roggen) entnommen

Pollenkorn von einer Kiefer entnommen




5

Pollenkörner von einer Linde entnommen

Pollenkorn von einem Ahorn entnommen

Pollenkörner von einer Birke entnommen





5

Pollenkorn von einem Haselnuss-Strauch ent-nommen

Pollenkorn von einem Zaubernuss-Strauch entnommen

Pollenkörner von einer Kastanie entnommen

Pollenkörner von einer Eiche entnommen






5


Pollenkörner von einem Säulenwacholder entnommen

140 Darmpassanten • Ballaststoffe | Harnkristalle

5

5.12 Harnkristalle

Wenn der Igel gleichzeitig mit dem Kot auch Urin absetzt, kann man bei der mik-roskopischen Kotuntersuchung Kristalle finden, bei denen es sich um Bestandteile des Urins handelt.

Ammoniummagnesiumphosphat (Tripelphosphat)Der Nachweis von Phosphaten im Urin ist nur von geringer diagnostischer Bedeutung.

TyrosinSind diese Kristalle zu finden, liegt möglicherweise eine Leberinsuffizienz vor.



141 Banane | Darmpassanten • Ballaststoffe

5


Wenn ein Igel Reste von Bananen oder Avocado findet und davon frisst, findet man im Kot diese unverdaulichen Bestandteile.

5.13 Banane


142 Darmpassanten • Ballaststoffe | Avocado

5

5.14 Avocado


143 Parasitologische Begriffe | Anhang

6

6.1 Parasitologische Begriffe

Anhang

6.1 Parasitologische Begriffe ....................................................................................................................................1436.2 Literaturverzeichnis ........................................................................................................................................... 1446.3 Stichwortverzeichnis .......................................................................................................................................... 146

6KA

PITE

L

ParasitOrganismus, der sich vorübergehend oder dauernd in oder an einem Organis-mus einer anderen Spezies (=Wirt) auf-hält und teilweise oder ausschließlich auf dessen Kosten lebt.

ParasitoseBefall mit oder Erkrankung durch Para-siten.

EndwirtWirt, in dem der Parasit die Geschlechts-reife erreicht.

ZwischenwirtWirt von Larvalstadien eines Parasiten, die Wachstum und Differenzierung zei-gen und sich in manchen Fällen im Zwi-schenwirt ungeschlechtlich vermehren. Im Zwischenwirt entwickeln sich die vom Parasiten ausgeschiedenen Eier oder Larven zu den für den Endwirt infektiö-sen Stadien.

Paratenischer WirtWirt von Larvalstadien eines Parasiten, die sich in ihm strukturell nicht weiter-entwickeln; auch als Sammel- Transport- oder Stapelwirt bezeichnet.Dieser Wirt fungiert nur als Transportwirt.

HauptwirtWirt, in dem eine Parasitenart am häu-figsten vorkommt.

NebenwirtWirt, in dem eine Parasitenart weniger häufig vorkommt.

FehlwirtWirt, in dem sich eine Parasitenart nicht über längere Zeit halten und auch nicht weiterentwickeln kann (biologische Sack-gasse).

InfektionÜbergang eines Erregers zum Leben in oder an einem Wirt. Häufig wird Infekti-on definiert als Eindringen eines Krank-heitserregers mit anschließender Ver-mehrung.

PräpatenzMindestzeit zwischen Infektion eines Wirtes mit einer parasitisch lebenden Wurmart (Helminthenart) bis zur ersten Nachweismöglichkeit von Geschlechts-produkten im Kot, Urin usw. Für be-stimmte Gruppen von Protozoen (z.B. Kokzidien) analog angewandt.

144 Anhang | Parasitologische Begriffe

6

PatenzDauer der Ausscheidung und der Nach-weismöglichkeit von Geschlechtsproduk-ten des Parasiten.

PostpatenzZeit nach der Patenz, in der ein Parasiten-befall des Wirtes weiter besteht, jedoch keine Geschlechtsprodukte nachweisbar sind.

InkubationszeitZeit zwischen Infektion und dem Auf-treten von Symptomen einer Erkrankung (oft nicht identisch mit der Präpatenz).

6.2 Literaturverzeichnis

BOCH, J. & SUPPERER, R. (1992): Veterinärmedizinische Parasitologie, 4. Aufl., Berlin: Parey

DÖPKE, C. (2002): Kasuistische Auswertung der Untersuchungen von Igeln (Erinaceus europaeus) im Einsende-material des Instituts für Pathologie von 1980 bis 2001. Diss., Tierärztliche Hochschule Hannover 2002

GEDEK, B. (1980): Kompendium der medizinischen Mykologie. Berlin: Parey

HEISE, A. (1993): Entwicklungszyklen, Infektionsmöglichkeiten und Bedeutung der Parasiten des Igels. In: Doku-mentation der Fachtagung „Rund um den Igel“, Stutt-gart: Pro Igel

LÄMMLER, G. & SAUPE, E. (1968): Infektionsversuche mit dem Lungenwurm des Igels Crenosoma striatum (Zeder, 1800). In: Zeitschrift für Parasitenkunde, 31, S. 94-95

LAUBMEIER; E. (1985): Untersuchungen über die Endoparasiten des Igels (Erinaceus europaeus) bei freileben-den und in menschlicher Obhut überwinternden Tieren sowie Entwurmungsversuche mit Ivermectin. Diss., Universität München 1985

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LÖWENSTEIN, M. & PROSL, H., & LOUPAL, G. (1990): Parasitosen des Igels und de-ren Bekämpfung. In: Wiener Tierärztliche Monatsschrift, 78 (1991), S. 127-135

MEHLHORN, H. & DÜWEL, D. & RAETHER, W. (1993): Parasiten des Igels. In: Diag-nose und Therapie der Parasiten von Haus-, Nutz- und Heimtieren. 2. Aufl. Stuttgart: G. Fischer

MEHLHORN, H. & PIEKARSKI, G. (1998): Grundriß der Parasitenkunde. 5. Aufl. Stutt-gart: G. Fischer

MEHLHORN, H. & PIEKARSKI, G. (2002): Grundriß der Parasitenkunde. 6. Aufl. Stutt-gart: G. Fischer

PIEKARSKI, G. (1954): Lehrbuch der Parasitologie. Heidelberg: Springer

145 Literaturverzeichnis | Anhang

6

PODUSCHKA, W. & SAUPE, E. & SCHÜTZ, H.-R. (1984): Das Igel-Brevier, 6. Aufl. Ebikon-Luzern: Vertriebsges. für Landmaschinen

RAASCH, E. & BÜCHER, Th. (1995): Neotrombicula autumnalis am Igel. In: Das aktu-elle Igel-Journal, Nr. 5, S. 12 – 14

REEVE, N. (1994): Hedgehogs. London: Poyser

RIESO-CARLSON, A. (1990): Der Igel in der Tierarztpraxis. In: Der praktische Tierarzt 10, S. 31-35

RIESO-CARLSON, A. (1993): Schwerpunkt tiermedizinischer Igelbehandlung. In: Do-kumentation der Fachtagung „Rund um den Igel“ Stuttgart 1993. Lindau: Pro Igel e.V.

SAUPE, E. & PODUSCHKA, W. (1998): Igel. In: Krankheiten der Heimtiere. 4. überarb. Aufl. Hannover: Schlüter

SAUPE, E. & PODUSCHKA, W. (2001): Igel. In: Krankheiten der Heimtiere. 5. unver-änd. Aufl. Hannover: Schlüter

SCHICHT-TINBERGEN, M. (1989): Der Igel. 2. Aufl. Jena: G. Fischer

SCHICHT-TINBERGEN; M. (1995): Der Igelpatient, Jena: G. Fischer

SKUBALLA, J. (2012): Bericht über den Kratzer. In: Das aktuelle Igel-Journal, 34, S. 7 -9

WROBBEL, T. & NEUMEIER, M. & LAMBERT, D. & SEEWALD, U. (2018): Igel in der Tierarztpraxis. 7. Aufl. Lindau/B.: Pro Igel e.V.

146 Anhang | Stichwortverzeichnis

6

6.3 Stichwortverzeichnis

Stichwort .......................................................Seite

A

Acanthor ...............................................92, 93, 94Ahorn-Pollen...................................................137Arbeitsweise ...................................................1, 2Anus .............................................................16, 19Archaeopsylla erinacei .......... 5, 6, 9, 10, 11, 12, 13Arthrosporen .................................. 103, 109, 110Auswanderverfahren .........................................3Avocado ...............................................................3

B

Banane..................................................................3Bandwurm ..............................................2, 43, 82Birken-Pollen ..........................................2, 43, 82Blastosporen .....2, 43, 82, 103, 109, 110, 111, 112Brachylaemus erinacei .................2, 43, 69, 70, 71,

72, 73, 74, 75, 76, 78, 81, 101

C

Candida albicans ....................................... 109, 112Candida farmata ................................................104Candida guilliermondii .....................................104Candida sp. ....................................................... 110Caparinia tripilis ........................24, 26, 29, 30, 32,

34, 35, 104, 125Capillaria aerophila ............. 31, 58, 64, 65, 66, 110Capillaria erinacei .........58, 64, 65, 66, 67, 78, 102Capillaria ovoreticulata .................................65, 66Capillaria spp. .........................................2, 43, 58Cheliceren ..............................................16, 40, 41Chlamydosporen ...........................................109Crenosoma striatum .................2, 3, 43, 44, 45, 47,

48, 49, 54, 55, 56, 57, 81, 144Ctenidien .........................................................5, 9Cystacanth ....................................................... 94

D

Darmsaugwurm ..............1, 2, 43, 69, 72, 73, 74, 75, 76, 78, 101

Demodex erinacei ..........................................38, 39Dermatomykosen ...........................................103

E

Eichen-Pollen ................................................138Ektoparasiten ......................................5, 103, 105Endoparasiten ...................................1, 3, 43, 144Endwirt .....................................................90, 141 Entwicklungszyklus Hymenolepis erinacei ..........................................82Entwicklungszyklus Capillaria spp. .................................................. 66Entwicklungszyklus Crenosoma striatum ..........................................57Entwicklungszyklus Isospora rastegaievae ...........................................68Entwicklungszyklus Nephridiorhynchus major ...................................95

F

Fadenalgen .............................................. 113, 115Feder, Teile einer .............................113, 117, 118Fehlwirt.................................................... 113, 143Fliegenmaden .........................................5, 20, 21Flöhe ............................................... 5, 6, 9, 11, 103Flotationsverfahren ............................................3Futtermilben ............. 31, 113, 125, 127, 128, 129

G

Geißeltier-Zysten ................................................2Genalctenidium ..........................................5, 8, 9Giardia sp. ....................................................95, 96Gongylonema mucronatum ................................97Grabmilbe ......................................35, 36, 37, 104Gregarinen............................................... 113, 115Gräser-Pollen ................................................135

H Haarbalgmilbe ...........................................38, 39Haaren, Abschnitte von ........................ 115, 126Haarwürmer .........................................43, 58, 66Hallersches Organ ......................................16, 18Harnkristalle .......................................... 113, 140Haselnuss-Pollen ..........................................138Hauptwirt ........................................................143Hefedermatose .......................................104, 106Herbstgrasmilbe ..................................... 40, 41

147 Stichwortverzeichnis | Anhang

6

Hymenolepis erinacei ..........................2, 43, 82, 84Hypostom ..........................................................16

I

Infektion ............................95, 103, 104, 143, 144Inkubationszeit ...............................................144Insektenteile ................................... 113, 119, 120Isospora erinacei ..................................................67 Isospora rastegaievae .................... 2, 43, 67, 68, 96Isospora spp. ................................................67, 68Ixodes hexagonus ................................................. 14

K

Kastanien-Pollen ..........................................138Kiefer-Pollen .................................................136Kokzidien-Oozysten ......................................1, 2Kratzer ............................2, 43, 85, 86, 87, 88, 89,

90, 91, 92, 93, 145

L

Linden-Pollen .................................................137Lucilia sp. ........................................................20Lungenhaarwurm ................................63, 65, 66Lungenwurm ..................................2, 43, 57, 144

M

Magenwurm ...................................................... 2Mehlwurmhaut ...................................... 113, 122Milben ......................5, 24, 30, 31, 34, 35, 40, 103Mycel ...................................................1, 103, 109Mykosen ...................................... 1, 103, 109, 113Mykosen der Haut .........................................103Mykosen des Verdauungstraktes ............... 103

N

Nagemilbe .................25, 26, 29, 30, 32, 104, 125Nebenwirt .......................................................143Neotrombicula autumnalis ...................40, 41, 145Nephridiorhynchus major .......2, 90, 91, 92, 93, 94

P

Parasit ....................................................... 90, 143Parasitose .........................................................143Paratenischer Wirt ..........................................143

Patenz ...............................................................144Pflanzenteile ............................................ 113, 123Physaloptera clausa ...............2, 43, 97, 98, 99, 100Plagiorhynchus cylindraceus ..... 85, 86, 87, 88, 89Pollenkörner .......................... 113, 130, 131, 132,

133, 134, 135, 136, 137, 138, 139Postpatenz .......................................................144Präpatenz ...........................................94, 143, 144Proglottis ...........................................................82Pronotalctenidium .....................................5, 7, 9Pseudomycel ............................1, 2, 109, 110, 111

R

Regenwurmborsten ........................113, 115, 116Roggen-Pollen ..............................................138Rollschwänze ..............................................43, 97

S

Sarcoptes sp. ...................................35, 36, 37, 104Säulenwacholder-Pollen .............................139Schnellmethode ................................................. 2Scopulariopsis ...................................103, 107, 108Sedimentation .................................................2, 3Skolex .................................................................82Spirocerca lupi ....................................................97Spirurida .....................................................97, 98Stigmenplatte ..............................................16, 19Strongyloides sp. .............................................121

T

Taster ..................................................................16Trichophyton ......................................35, 103, 104Trichosporon .....................................................109Tripelphosphat ................................................140Trophozoiten .....................................................95Tyrosin .............................................................140

Z

Zaubernuss-Pollen .........................................138 Zecken ...................................................5, 14, 144Zwergfadenwurm .................................. 113, 121Zwischenwirt ......................................81, 94, 143

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Danksagung

Bei bei allen, die an der Entstehung dieser Buches Anteil hatten, möchte ich mich herzlich bedanken, insbesondere bei den Parasitologen, den Tierärzten und Fachleuten verschiedener deutscher Universitäten, die seit Entstehung mei-

ner ersten Loseblattausgabe durch Rat und Tat dazu beitrugen, dass fundierte bzw. sachlich überprüfte Inhalte publiziert werden konnten. Gedankt sei ebenso allen Igel- pflegern, die durch Lieferung geeigneter Igel-Kotproben die hier präsentierten Fotos ermöglichten.

Ein ganz besonderer Dank gebührt Ursula Lindenau, Mitglied des AKI Berlin. Sie hat mit der Idee, durch Mikroskop-Aufnahmen der Parasiten und Mykosen des Igels die Igelhilfe zu erleichtern und zu fördern, meine Fotosammlung initiiert und hat damit indirekt auch maßgeblichen Anteil an den nachfolgenden Veröffentlichungen.

Den Vereinen Arbeitskreis Igelschutz Berlin e.V. und Pro Igel e.V., denen ich lang- jährig angehöre, danke ich dafür, dass diese Buchveröffentlichung entstehen konnte.

Der Grafikdesignerin Pamela Kröhl gilt mein Dank für die in enger Zusammen- arbeit mit Pro Igel e.V. sorgfältige Umsetzung meiner Daten in das Layout der Pro-Igel- Schriftenreihe IGELWISSEN kompakt. Zum Schluss gebührt der Vorsitzenden von Pro Igel e.V., Ulli Seewald, ohne die es dieses Buch nicht geben würde, herzlicher Dank.

Dora Lambert

Igel, die menschlicher Pflege und Obhut bedürfen, leiden häufig unter Außen- und Innenparasiten. Um Praktikern, insbesondere auch Igelpflegern, das Erkennen von Ekto- und Endoparasiten sowie von Mykosen zu erleichtern, hat die erfahre-

ne Igelpflegerin und chemisch-technische Assistentin Dora Lambert eine umfangrei-che Sammlung von Fotografien der verschiedenen Igelparasiten zusammengestellt, teilweise ergänzt mit deren Entwicklungsstadien, Eiern und Larven. Mikroskopische Untersuchungen des Igelkots sind für den Nachweis der Endoparasiten unverzicht-bar: Hier werden diese durch exzellente Fotos präsentiert, stets unter maßstabge-nauer Angabe der jeweiligen Vergrößerung. Außerdem sind die Erreger der häufigs-ten Hauterkrankungen beim Igel abgebildet, ebenso zahlreiche Darmpassanten, die man am Mikroskop nicht selten entdeckt und manchmal nur schwer zuordnen kann.

Verbunden mit detaillierten Beschreibungen soll die Bildersammlung dem Anfänger hilfreich sein und ebenso sachkundige und erfahrene Praktiker in Igelstationen und Kleintierpraxen bei der Arbeit am Mikroskop unterstützen. Mit Hilfe der Fotos sind Diagnosen häufig leichter zu stellen, und gegebenenfalls notwendige und wirksame Therapien können so oftmals schneller eingeleitet werden.

Das Buch ist in sechs Kapitel gegliedert. Zu Beginn wird die Arbeitsweise am Mikros-kop auch für den Laien verständlich erläutert, es folgen die Fotos der Parasiten, ge-folgt von den Mykosen und Darmpassanten. Der Anhang mit Begriffserläuterungen und Hinweisen auf Fachliteratur sowie ein umfangreiches Stichwortregister runden das Werk ab.

Ein Buch, das in keiner Igelstation und keiner Kleintierpraxis fehlen sollte!

ISBN 978-3-940377-17-3

parasitosen und mykosen des igelspro-igel.de/merkblaetter/publpdfs/parasitosen.pdfparallel arbeitete...

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