nicht-invasive analytik von zellen und … · den um 360 grad drehbaren arm ideal für in-vitro-...
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NICHT-INVASIVE ANALYTIK VON ZELLEN UND GEWEBEN
F R A U N H O F E R - I N S T I T U T F Ü R G R E N Z F L Ä C H E N - U N D B I O V E R F A H R E N S T E C H N I K I G B
FORSCHUNG, ANALY TIK , CHAR AK TERISIERUNG, VALIDIERUNG UND DOKUMENTATION
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IGB
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ZELL- UND GEWEBEUNTERSUCHUNG
Die Fachkompetenzen des Fraunhofer IGB liegen in der
Isolierung und Kultur von Zellen aus primären Materialien
(verschiedene Gewebe und Organismen), der Differenzierung
und Vermehrung von pluripotenten Stammzellen, der Ent-
wicklung von dreidimensionalen Zellkultursystemen sowie in
den Bereichen des Tissue Engineering und der regenerativen
Medizin. Zellcharakterisierungen werden mit klassischen inva-
siven Methoden, wie histologischen und immunhistologischen
Färbungen, durchgeführt. Des Weiteren haben wir nicht-
invasive Methoden entwickelt, die es ermöglichen, Zell- und
Gewebekulturen morphologisch und auf molekularer Ebene
kontinuierlich zu beobachten. Mit über 25 Jahren Erfahrung
in Zellkultur, sind wir Ihr Partner für komplexe Herausforde-
rungen in der Grundlagenforschung und auf den Gebieten
der Regenerativen Medizin, im Tissue Engineering und bei der
Entwicklung von zell-basierten Testsystemen für toxikologi-
sche Untersuchungen und Biokompatibilitätstests.
Unsere Spezialisten bieten Ihnen standardisierte Verfahren
und entwickeln an Ihre Ansprüche angepasste Analysemetho-
den, um Sie bei Ihrer Forschung und Produktion zu unterstüt-
zen.
Wir bieten
� Auftragsanalytik
� Qualitätskontrolle
� Methodenentwicklung »from bench to market«
� Führung und Kooperation in Forschungsprojekten
Neue Anwendungen der Raman-Spektroskopie
Die Raman-Spektroskopie wird seit Jahrzehnten in der phar-
mazeutischen Industrie als Methode zur Qualitätskontrolle
eingesetzt. Vor kurzem wurde Raman für biomedizinische
Anwendungen neu entdeckt. Die Fähigkeit nicht-invasiv mole-
kulare Fingerabdrücke von Zellen und Geweben zu gewinnen,
ohne deren Zustand zu verändern, ist für Wissenschaftler und
Mediziner von sehr großem Wert. Am Fraunhofer IGB haben
wir langjährig fundierte und veröffentlichte Erfahrungen mit
Raman für die Analyse von Zellen und Proteinen der extrazel-
lulären Matrix, genauso wie für die Detektion von Mikroorga-
nismen und Zytotoxizität.
Stand der Technik – Konfokale Mikroskopie
Leistungsstarke Laser-basierte Technologien haben die
Entwicklung neuer nicht-invasiver analytischer Methoden er-
möglicht. Diese Methoden gelten bereits als Goldstandard in
der pharmazeutischen Industrie. Mit unserem Partnerlabor am
Universitätsklinikum in Tübingen bieten wir innovative Zellana-
lysen als Service für akademische und industrielle Projekte an.
Neue Möglichkeiten mit Durchflusszytometrie und
Laser-Mikrodissektion
Klassische und bildgebende Durchflusszytomtrie ermöglichen
die Analyse und die Auftrennung von heterogenen Zellpopula-
tionen mit Hilfe antikörper-gekoppelter Fluorochrome. Die An-
wendungsmöglichkeiten dieser Technologien reichen von der
Blutdiagnostik, über Zelltransfektion zur Erzeugung von Zell-
linien und der Isolation von Zellklonen, bis zur Identifizierung
von Stamm- und Vorläuferzellen unterschiedlichster Gewebe.
Automatisierte Mikrodissektion kann kleinste Bereiche einer
an Matrix immobilisierten Zellschicht ausschneiden. Sogar
einzelne Zellkerne können so für weitere molekularbiologische
Untersuchungen isoliert werden.
Differenzierungfluoreszenz-
markierter primärer Zellen,
Dreifarben-Analyse:tot(blau),
lebend(grün,blau),undle-
bendeZellen,dieeinenspezi-
fischenOberflächenmarkerex-
primieren(rot,grün,blau).
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LEISTUNGSANGEBOT UND SERVICE
Raman-Spektroskopie
� Nicht-invasive spektrale Detektion von biologischen
Proben, auch kombiniert mit Fluoreszenzmikroskopie
und FLIM
� Wirkstoff-Wirkungsverfolgung auf Einzelzellebene
� Charakterisierung von Trägermaterialien
� Zellcharakterisierung
Mikroskopie
� Lichtmikroskopie
� Phasenkontrastmikroskopie
� Differentialinterferenzkontrast-Mikroskopie (DIC)
� 3D-Bildgebung, Zeitreihen
� Fluoreszenzmikroskopie / mit konfokaler Auflösung
(ApoTome)
� Bildgebung der Fluoreszenz-Abklingzeiten und der
optischen Frequenzverdopplung
Durchflusszytometrie
� Bestimmung von Zelloberflächen- / intrazellulären Markern
� Ein- / Mehrfarben-Analysen
� Quantifizierung von Subpopulationen
� Zellzyklus-Analysen
� Proliferation / Apoptose / Nekrose / Vitalität
� GFP-Analyse (und Derivate) zur Transfektionskontrolle
� Antikörper-Bindungsstudien
� Detektion und Quantifizierung von Wachstumsfaktoren in
Zellkulturüberständen mittels Cytometric Bead Array
� Bestimmung der absoluten Anzahl an CD34+-Stamm- und
Progenitorzellen von Blutproben
� Bildgebende Durchflusszytometrie zur Analyse von
Zellsignalwegen, Zellzyklen und Mitose, Endozytose,
Morphologie, Zell-Zell-Wechselwirkungen und
Co-Lokalisationen
Mikrodissektion
� Automatisiertes Ausschneiden von Zellkernen oder
Matrixfragmenten an fixierten Gewebepräparaten zur
molekularbiologischen Untersuchung (DNA-, RNA-,
Proteinexpression)
� Transfer von Einzelzellen und Zellkolonien zur weiteren
Kultivierung (z. B. Einzelzellablage von transfizierten Zellen
oder Aufreinigung von primären Zellkulturen)
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Die Raman-Spektroskopie beruht auf einem optischen Effekt,
der erstmals von C. V. Raman beschrieben wurde. Raman be-
obachtete, dass ein geringer Anteil des an Materie gestreuten
Lichts eine Frequenzverschiebung erfährt. Molekülschwin-
gungen sind die Ursache für diesen Effekt. Diese inelastische
Lichtstreuung kann genutzt werden, um Moleküle innerhalb
einer Probe zu detektieren und deren Struktur zu charakteri-
sieren. Die spektralen Banden, die im Raman-Spektrum erfasst
werden, sind spezifisch für jede Molekülbindung. Mit Hilfe der
Raman-Spektroskopie können selbst komplexe Stoffgemische
anhand ihres Bandenmusters identifiziert werden. Raman-
Spektroskopie ist berührungsfrei, benötigt keine Probenvorbe-
reitung und kann in wässrigen Lösungen eingesetzt werden.
Diese Vorteile machen die Technologie für biologische und
biomedizinische Anwendungen besonders interessant.
Raman-Spektroskopie für biologische Anwendungen
Mikroorganismen, Zellen und Gewebe können mit der
Raman-Spektroskopie unter physiologischen Bedingungen
berührungsfrei untersucht werden. Die Moleküle biologischer
Proben ergeben im Raman-Spektrum charakteristische Muster.
Das am Institut verwendete System ist mit einem 785-nm-
Diodenlaser ausgestattet. Laserlicht im Nahinfrarot-Bereich
schädigt biologische Proben selbst bei längerer Einstrahlung
nicht und erlaubt Untersuchungen an lebenden Zellen. Der
Laser wird über das Objektiv eines Fluoreszenzmikroskops auf
die Probe fokussiert. Ortsaufgelöste Spektren, die die moleku-
lare Zusammensetzung der Probe darstellen, werden erzeugt.
Um Gewebestrukturen oder Zellpopulationen zu untersuchen,
kann vor der Raman-Spektroskopie eine Fluoreszenzmarkie-
rung durchgeführt werden. Die Methode erlaubt es – auf
spektraler Ebene und in Echtzeit – dynamische zelluläre Pro-
zesse zu erfassen, wie etwa Zelltod und Differenzierung.
Datenbank als Zell- und Gewebearchiv
Um Raman-Spektren verschiedener Zelltypen (Stammzellen,
Zelllinien, primäre isolierte Zellen) sowie Spektren von extra-
zellulären Gewebsbestandteilen (Kollagene, elastische Fasern
und Proteoglykane) miteinander vergleichen zu können,
werden alle Spektren in einer Datenbank gespeichert und ar-
chiviert. Das Raman-Spektrum einer unbekannten Probe kann
mit der gesamten spektralen Datenbank abgeglichen werden
um so auf schnelle Art beispielsweise die Identifizierung einer
speziellen Zelle innerhalb einer heterogenen Zellpopulation zu
ermöglichen.
Anwendungen
� Markerfreie Unterscheidung von Zellarten [1 – 4, 6]
� Analyse von Stammzelldifferenzierung [2]
� Detektion von pathologischen Zellen [3, 4]
� Bestimmung von Zellviabilität [4]
� Zytotoxische Assays und Substanztests
� Echtzeitanalyse des Zelltodes [4]
� Identifizierung und Degradation von Kollagenen [6]
� Detektion von Elastin [7]
� Analyse von Proteoglykanen und Hydroxyapatiten [8]
� Unterscheidung von gesunden und Tumorgeweben [3]
� Detektion von kalzifizierten Geweben
� Identifizierung von bakteriellen Infektionen
RAMAN-SPEKTROSKOPIE
1 Raman-MikroskopamFraunhoferIGB.
2 Raman-SpektrenvonStammzellen.
3 SchematischesPrinzipderRaman-Spektroskopie.
4 AufbereitungvonGewebevorderRaman-Analyse.
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Kontakt
Eva Brauchle M. Sc.
Telefon +49 711 970-4196
Literatur
[1] Pudlas, M.; Koch, S.; et Int, and Schenke-Layland, K. (2011)
Raman spectroscopy: a noninvasive analysis tool for the discrimi-
nation of human skin cells. Tissue Engineering Part C Methods
[2] Pudlas, M.; Berrio, D. A. C.; et Int, and Schenke-Layland,
K. (2011) Non-contact discrimination of human bone marrow-
derived mesenchymal stem cells and fibroblasts using Raman
spectroscopy. Medical Laser Applications
[3] Brauchle, E.; Johannsen, H.; et Int, and Schenke-Layland, K.
(2013) Design and analysis of a squamous cell carcinoma in vitro
model system. Biomaterials
[4] Brauchle, E.; Thude, S.; et Int, and Schenke-Layland, K. (2014)
Cell death stages in single apoptotic and necrotic cells monitored
by Raman microspectroscopy. Scientific Reports
[5] Brauchle, E. and Schenke-Layland K. (2013) Raman spectro-
scopy in biomedicine – non-invasive in vitro analysis of cells and
extracellular matrix components in tissues. Biotechnology Journal
[6] Votteler, M.; Berrio, D. A. C.; et Int, and Schenke-Layland,
K. (2012) Raman spectroscopy for the non-contact and non-
destructive monitoring of collagen damage within tissues.
Journal of Biophotonics
[7] Votteler, M.; Berrio, D. A. C.; et Int, and Schenke-Layland, K.
(2012) Non-contact, label-free monitoring of cells and extracellu-
lar matrix using Raman spectroscopy. J Vis Exp
[8] Pudlas, M.; Brauchle, E.; et Int, and Schenke-Layland, K.
(2013) Non-invasive identification of proteoglycans and chondro-
cyte differentiation state by Raman microspectroscopy. Journal of
Biophotonics
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Laser-induzierte Autofluoreszenz-Mikroskopie ist ein optisches
Verfahren, mit dem die Qualität von Zellen und Geweben
unter physiologischen Bedingungen detektiert werden kann.
Dazu wird die Probe mit einem starken Nahinfrarot-Laser be-
strahlt und nach wenigen Nano- oder Mikrosekunden beginnt
sie Licht bzw. Fluoreszenz auszusenden, das sich in der Wel-
lenlänge gegenüber dem Anregungslicht unterscheidet. Weil
dieses Licht in alle Richtungen ausgestrahlt, ist es möglich
zwei- und dreidimensionale Bilder der Probe zu erzeugen.
Am Fraunhofer IGB ist die Laser-induzierte Autofluoreszenz
ein optisches bildgebendes Standardverfahren, das in vielen
unserer Projekte angewendet wird. Dadurch ist unsere Exper-
tise im Umgang mit dieser Methode sehr umfassend.
Optische Frequenzverdopplung
Frequenzverdopplung (engl. second harmonic generation,
SHG) ist ein nicht-linearer optischer Prozess, bei dem Pho-
tonen einer Frequenz mit einer Probe wechselwirken und
neue Photonen mit der doppelten Energie, der doppelten
Frequenz und der halben Wellenlänge als die der Ausgangs-
photonen emittiert werden. In der Biomedizin wird SHG als
hochauflösende optische Mikroskopie angewendet, um nicht-
zentrosymmetrische Strukturen wie Kollagen oder Myosin
darzustellen.
Am Fraunhofer IGB haben unsere Wissenschaftler SHG
verwendet, um die pathologischen Schäden an Geweben des
kardiovaskulären [1, 2, 3], muskuloskeletalen [4] Systems zu
analysieren. Außerdem haben sie den Abbau der extrazellulä-
ren Matrix als Kennzeichen des Sjögren-Syndroms [5] identifi-
ziert. Wir haben Herzschwäche als neue, bisher unbekannte
Ursache für die Entwicklung von Herzklappen-Erkrankungen
entdeckt, was klinisch sehr relevant ist [1], und wir haben
die SHG-Mikroskopie als Methode der Qualitätskontrolle bei
Gewebeimplantaten etabliert [5].
Darstellung der Fluoreszenzabklingzeiten mit
zeitkorrelierter Einzelphotonenzählung
Die Abteilung Zellsysteme und ihr Partnerlabor am Universi-
tätsklinkum Tübingen bieten die Bestimmung und Darstellung
von Fluoreszenzabklingzeiten (engl. fluorescence lifetime
imaging, FLIM) als Serviceleistung an und haben hierzu ein
einzigartiges 5D-Laser-System zur Verfügung, welches durch
den um 360 Grad drehbaren Arm ideal für In-vitro- und
In-vivo-Studien ausgestattet ist. Dieses System kann parallel
Multiphotonen- und SHG-Bilder unter Berücksichtigung
zeitlicher und räumlicher Dimensionen (Verlaufsanalysen
und z-Stacks) generieren und analysieren. Es ist zusätzlich
mit einem hochmodernen Einzelphotonen-Detektor (engl.
time correlated single photon counting, TCSPC) ausgestattet,
der umfassende Untersuchungen der Photonen erlaubt, die
von dem zu untersuchenden Material, durch die Anregung
mit einer spezifischen Wellenlänge, ausgestrahlt werden.
Außerdem kann eine Verteilung der emittierten Photonen
erstellt werden. Insbesondere unterstützt TCSPC die FLIM-
Technologie. FLIM erfasst die unterschiedlichen Zerfallsraten
eines fluoreszierenden Stoffes in einer Probe und stellt diese
Abklingzeit des Fluorochroms – nicht die Intensität des Signals
– bildlich dar. Diese Methode reduziert die Streuung von Pho-
tonen in dickeren dreidimensionalen Proben und verhindert
das Ausbleichen und eine photoinduzierte Toxizität. Die fluo-
reszierenden Moleküle können in Zellen natürlich vorkommen
(z. B. NAD(P)H, als Indikator des Zellmetabolismus) oder von
außen eingebracht werden, um zelluläre Kommunikation und
Signalwege zu untersuchen.
MULTIPHOTONEN-MIKROSKOPIE
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Kontakt
Dr. Michael Monaghan
Telefon +49 711 970-4155
Literatur
[1] Schenke-Layland, K.; Stock, U. A.; et Int, and MacLellan, W. R.
(2009) Cardiomyopathy is associated with structural remodeling
of heart valve extracellular matrix. Eur Heart J
[2] Schenke-Layland, K.; Riemann, I.; Stock, U. A.; König, K.
(2005) Imaging of cardiovascular structures using near-infrared
femtosecond multiphoton laser scanning microscopy. J Biomed
Opt
[3] Schenke-Layland, K.; Xie, J.; et Int, and MacLellan, W. R.
(2007) Optimized preservation of extracellular matrix in cardiac
tissues: implications for long-term graft durability. Ann Thorac
Surg
[4] Brockbank, K. G.; MacLellan, W. R.; et Int, and Schenke-
Layland, K. (2008) Quantitative second harmonic generation
imaging of cartilage damage. Cell Tissue Bank
[5] Schenke-Layland, K.; Xie, J.; et Int, and Hamm-Alvarez, S. F.
(2008) Increased degradation of extracellular matrix structures
of lacrimal glands implicated in the pathogenesis of Sjögren’s
syndrome. Matrix Biol
Mithilfe des TCSPC-Modus kann eine Photonenverteilung zeit-
abhängig vom Anregungsimpuls erstellt werden. Als weitere
Parameter können die Energie der Photonen, die Koordinaten
entlang des Arraydetektors beziehungsweise des untersuchten
Gewebeareals oder die Zeit zu Beginn eines Experiments
gewählt werden. Jeder Parameter, der die Photonen oder den
Zustand des Systems während des Experiments beschreibt,
kann verwendet werden. Multidimensionale TCSPC beinhaltet
auch die parallele Anregung der Proben mit mehreren Wellen-
längen durch die Verwendung von durchstimmbaren Lasern
oder mehreren Lasern mit verschiedener Wellenlänge. Abhän-
gig von Arbeitsmodus und der Einstellung des optischen Sys-
tems können Abklingkurven, Abklingmuster für verschiedene
Wellenlängen, Sequenzen aus einzelnen Abklingkurven oder
Abklingverläufe aus mehreren Wellenlängen, FLIM-Bilder,
Sequenzen aus FLIM-Bildern, multispektrale FLIM-Bilder oder
zeitlich aufgelöste Spektren detektiert werden. Wir verwen-
den FLIM, um dynamische Veränderungen in der pluripoten-
ten Stammzelldifferenzierung und während der Kardiogenese
zu untersuchen.
Anwendungen
� Marker-freie Unterscheidung von Zelltypen
� Analyse von Stammzelldifferenzierung
� Detektion von pathologischen Zellen
� Untersuchung der Zellvitalität
� Veränderungen der extrazellulären Matrix
� Protein-Protein-Interaktionen
� Intrazelluläre Physiologie
� Metabolischer Zustand von Zellen und Geweben
� Echtzeit-Aufnahme des Zelltods
� Identifikation und Degradation von Kollagen und Elastin
� Analyse von Proteoglykanen und Hydroxyapatiten
1 Konfokales5D-Mikroskop.
2 DarstellungderextrazellulärenMatrix
eines3D-Zellaggregatsausembryonalen
Stammzellen.
3 3D-Projektionvoninvitrohergestellten
elastischenFasern.ElastischeFasernsind
grünundZellkerneweißdargestellt.
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Klassische Durchflusszytometrie
Am Fraunhofer IGB charakterisieren wir Zellen sowohl über
klassische molekularbiologische, histologische und immun-
histologische Methoden als auch über Durchflusszytometrie.
Durch antikörper-gekoppelte Fluoreszenzfarbstoffe können
verschiedenste Zellpopulationen detektiert, charakterisiert und
quantifiziert werden.
Moderne Technologie im Bereich der
Durchflusszytometrie
Das Fraunhofer IGB verfügt seit 2014 über ein Durchfluss zyto-
meter BD FACSVerseTM von Becton Dickinson. Das Gerät ist
mit drei Lasern (405 nm, 488 nm und 640 nm), sowie zahl-
reichen Detektoren ausgestattet. Mit Hilfe der BD FACS Suite
Software und speziellen Beads wird die Geräteperformance
arbeitstäglich überprüft, um eine einwandfreie und reprodu-
zierbare Datenanalyse zu gewährleisten.
Externe Qualitätssicherung
Durch Teilnahme an Ringversuchen für die Durchflusszytome-
trie wird die Qualität unserer FACS-Analysen durch externe
Einrichtungen regelmäßig dokumentiert. Das Fraunhofer
IGB nimmt regelmäßig am Ringversuch »Immunstatus« der
DGKL e. V. (Deutsche Vereinte Gesellschaft für Klinische Che-
mie und Laboratoriumsmedizin e. V.) teil.
Die Qualität der FACS-Analysen wird durch ein Zertifikat mit
einer Gültigkeitsdauer von einem Jahr bestätigt.
Die FACS-Serviceeinheit des Fraunhofer IGB hat bereits
zahlreiche Firmen und Forschungseinrichtungen im In- und
Ausland in ihren Arbeiten unterstützt.
Anwendungen
� Bestimmung von Zelloberflächen- / intrazellulären Markern
� Ein- / Mehrfarben-Analysen
� Quantifizierung von Subpopulationen
� Zellzyklus-Analysen
� Messung von Proliferation / Apoptose / Nekrose / Vitalität
� GFP-Analyse (und Derivate) zur Transfektionskontrolle
� Antikörper-Bindungsstudien
� Detektion und Quantifizierung von Wachstumsfaktoren in
Zellkulturüberständen mittels Cytometric Bead Array
� Bestimmung der absoluten Anzahl an CD34+-Stamm- und
Progenitorzellen von Blutproben
Auf Anfrage etablieren wir gerne weitere Methoden
� Bestimmung von Aktivierungsantigenen (z. B. auf
Thrombozyten für Biokompatibilitätstests)
� Detektion und Quantifizierung von Leukozyten in
Blutpräparaten wie Erythrozyten- oder Thromozyten-
Konzentraten
� Allergie-Diagnostik (Detektion aktivierter basophiler
Zellen)
DURCHFLUSSZYTOMETRIE
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Bildgebende Durchflusszytometrie
Das Partnerlabor der Abteilung Zellsysteme am Universitäts-
Frauenklinikum Tübingen leitet die Core Facility für Bildgeben-
de Durchflusszytometrie an der Universität und verfügt über
eines der modernsten Geräte, das ImageStream®X Mark II von
Amnis, EMD Millipore.
Die bildgebende Durchflusszytometrie stellt einen drastischen
Fortschritt in der Zytomterie dar. Jede untersuchte Zelle wird
hier detailliert bildlich erfasst. Neue Einblicke in Zell-Zell-
Wechselwirkungen, DNA-Schäden und -Reparatur oder in
die Zellmorphologie lassen sich damit gewinnen. Es können
Hellfeld- und Dunkelfeld-Aufnahmen erstellt werden und
zehn Fluoreszenzfarbstoffe mit einer Sensitivität detektieren,
welche die der Standard-Durchflusszytometer übersteigt.
Anwendungen
� Zelltod und Autophagie
� Zellsignalwege
� Zellzyklus und Mitose
� Zell-Zell-Interaktionen
� Co-Lokalisation
� DNA-Schäden und -Reparatur
� Endozytose
� Morphologische Analyse
� Quantifizierung der fluoreszierenden Spots pro Zelle
Kontakt
Dipl.-Biol. (t.o.) Sibylle Thude
Klassische Durchflusszytometrie
Telefon +49 711 970-4152
Simone Liebscher M. Sc.
Bildgebende Durchflusszytometrie
Telefon: +49 711 970 4157
1 FACS-Analyseservicedes
FraunhoferIGB.
2 BildgebendeFACS-Analyse
durchgeführtamPartnerlabor
desFraunhoferIGB
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Die Mikrodissektionseinheit besteht aus einem Mikroskop,
kombiniert mit einem Laserstrahl. Mit der Mikrodissektion
können kleinste Proben (1 – 1000 µm) – einzelne Zellen, aber
auch Zellkerne – aus einem Gewebeschnitt für weitere Analy-
sen herausgetrennt werden. Zum Beispiel können Tumorzellen
vom angrenzenden gesunden Gewebe isoliert und gezielt
untersucht werden.
Arbeitsmodus
Eine digitale Videokamera erzeugt Bilder der Probe am
Bildschirm. Für die Mikrodissektion werden die gewünschten
Elemente, z. B. Zellkerne aus einem bestimmten Gewebe
oder auch lebende Einzelzellen, markiert und diese Bereiche
werden dann aus dem umgebenden Gewebe mit einem
Software-gesteuerten Laser ausgeschnitten. Anschließend
befördert ein einmaliger Laserpuls die Elemente entgegen der
Schwerkraft in ein Probengefäß.
Vorteile: kontakt- und kontaminationsfrei
Der 355-nm-Festkörperlaser hat eine Arbeitsgenauigkeit
von deutlich mehr als 1 µm. So wird garantiert, dass keine
ungewollten Probeninhalte gesammelt werden. Da der Laser
seine Arbeit innerhalb einer Nanosekunde verrichtet, hat das
untersuchte Material keine Gelegenheit sich zu erhitzen. Der
Prozess läuft komplett kontakt- und kontaminationsfrei ab.
Darüber hinaus wird das untersuchte Material bestmöglich
erhalten.
LASER- MIKRODISSEKTION
1
Kontakt
Prof. Dr. Katja Schenke-Layland
Telefon +49 711 970-4082
katja.schenke-layland@
igb.fraunhofer.de
Literatur
[1] Votteler, M.; Berrio, D. A. C.; et Int, and Schenke-Layland, K.
(2013) Elastogenesis at the onset of human cardiac valve deve-
lopment. Development
[2] Votteler, M.; Layland, S. L.; et Int, and Schenke-Layland, K.
(2013) RNA isolation from Fetal and Adult Human Tissues for
Transcription Profiling. Biotechnol J
Von der Entwicklung zur Regeneration
Unsere Wissenschaftler haben, als Teil der Fraunhofer-Attract-
Förderung, die Laser-Mikrodissektion verwendet, um sich
entwickelnde fetale Herzklappen isoliert zu untersuchen
und so Prozesse der Herzklappenentwicklung besser zu
verstehen und um die natürlichen Entwicklungsmechanismen
als Konzept für einen biologischen und mitwachsenden
Herzklappenersatzes zu nutzen [1, 2]. Wir isolieren außerdem
fetale kardiale Vorläuferzellen aus ihren Entwicklungsnischen,
um zu untersuchen, wie sich diese Zellen vermehren und
differenzieren. Das gewonnene Wissen soll in ein Bioreaktor-
system übertragen werden, welches eigens entworfen wurde,
um den Anteil der aus induzierten pluripotenten Stammzellen
gewonnenen kardialen Vorläuferzellen zu erhöhen.
1 GewebearealeeinesHerzens
werdenausgeschnitten.
2 LCMdesFraunhoferIGB.
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2
Bleiben Sie mit uns in Verbindung:
Fraunhofer-Institut
für Grenzflächen- und
Bioverfahrenstechnik IGB
Nobelstraße 12
70569 Stuttgart
Telefon +49 711 970-4401
Fax +49 711 970-4200
www.igb.fraunhofer.de
Fraunhofer IGB Kurzprofil
Das Fraunhofer IGB entwickelt und optimiert Verfahren und Produkte für die Geschäftsfelder
Medizin, Pharmazie, Chemie, Umwelt und Energie. Wir verbinden höchste wissenschaftliche
Qualität mit professionellem Know-how in den Kompetenzfeldern Grenzflächentechnologie
und Materialwissenschaft, Molekulare Biotechnologie, Physikalische Prozesstechnik, Umwelt-
biotechnologie und Bioverfahrenstechnik sowie Zellsysteme – stets mit Blick auf Wirtschaft-
lichkeit und Nachhaltigkeit. Komplettlösungen vom Labor- bis zum Pilotmaßstab gehören
dabei zu den Stärken des Instituts. Kunden profitieren auch vom konstruktiven Zusammenspiel
der verschiedenen Disziplinen am Fraunhofer IGB, das in Bereichen wie Medizintechnik, Na-
notechnologie, industrieller Biotechnologie oder Umwelttechnologie neue Ansätze eröffnet.
Das Fraunhofer IGB ist eines von 66 Instituten und selbstständigen Forschungseinrichtungen
der Fraunhofer-Gesellschaft, Europas führender Organisation für anwendungsorientierte For-
schung.
www.igb.fraunhofer.de
Institutsleiter
Prof. Dr. Thomas Hirth
Telefon +49 711 970-4400
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