CORANTIOQUIACORPORACIÓN XVTOÑOMA RBCION \l

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PROGRAMA CONOCIMIENTO Y MEJORAMIENTO DE LOS RECURSOS

NATURALES

PROYECTO MANEJO Y CONSERVACIÓN DE LA FLORA

Informe final Contrato 7976 de 2009

OSCAR DARÍO QUINTERO GARCÍAIngeniero Agrónomo

Contratista

Interventor JUAN LAZARO TORO MURILLO

Ingeniero Forestal Subdirección de Ecosistemas

Medellín

CORPORACION AUTONOMA REGIONAL DEL CENTRO DE ANTIOQUIA

9 4 - 4 7 1 9 le t

PRODUCCION DE PLANTULAS

FORESTALES NATIVASOSCAR DARIO QUINTERO GARCIA

Ingeniero Agrónomo

TABLA DE CONTENIDO

CAPITULO I pág

1.1 Coordinación de la producción de material vegetal.............................................................5

1.2 Labores................................................................................................................................ ... 5

1.3 Producción de material vegetal e indicadores.................................................................. ....8

CAPITULO II 9

2.1 Introducción............................................................................................................................14

2.2 Crecimiento y desarrollo de las plantas................................................................................14

2.3 Análisis matemático del crecimiento....................................................................................16

2.4 Control hormonal del crecimiento y desarrollo............................................................. ......18

2.4.1 Auxina.............................................................................................................................. ....18

2.4.2 Giberelinas...........................................................................................................................18

2.4.3 Citoquininas................................................................................................................. ....... 19

2.4.4 Acido abscísico............................................................................................................. ......18

2.5 Uso de reguladores hormonales en la agricultura................................................................19

2.6 Evaluación preliminar del efecto del acido giberélico en dos especies de zonas alto andinas.....................................................................................................................................

21

2.6.1 Mortiño (Vaccinum meridionale)................................................................................. ..... 21

2.6. 2 Caunce (Godoya antioquensis) .........................................................................................26

BIBLIOGRAFIA................................................................................................................... ..... 29

54-4719 f.

4

m

9 4 - 4 7 1 9 !fR C A P IT U L O I

1.1 Coordinación de la producción de material vegetal en la Estación Biodiversidad de

Piedras Blancas-Corantioquia.

El objetivo del vivero forestal en la estación Biodiversidad de Piedras Blancas, en el coto de

Santa Elena es producir plantas de alta calidad fisiológica (sanas), con el menor costo y tiempo

posibles, para tener una buena oferta en los programas de fomento, reforestación de

particulares y convenios. Los principales problemas que afectan las plantas en vivero, son las

enfermedades y deficiencias nutricionales; una de las herramientas para disminuir las

probabilidades de establecimiento de organismos fitopatógenos es la “prevención , la cual

consiste en brindar las mejores condiciones de crecimiento al cultivo como disponibilidad de

agua, suelo con buen drenaje y aireación, disponibilidad de nutrientes y temperatura óptima de

crecimiento y correcto manejo de los insumos. Los principales problemas que afectaron la

producción del material vegetal fueron factores de tipo abiótico, (prolongación de la época de

lluvias, granizadas) y bióticos (daño causado por vacas). Dado el gran número de especies

diferentes propagadas en el vivero, no se observo el establecim iento de enferm edades con una

implicación económica.

1.2 Labores a tener en cuenta-Procedencia de los sustratos: utilización de tierra negra (horizonte A), proveniente de lotes

baldíos o adecuación de terrenos para la construcción, evitar el uso de tierra proveniente de

lotes utilizados en la siembra de otros cultivos. En el caso de cizco o cascarilla de arroz,

preferiblemente limpio, si contiene residuos de excremento animal lo ideal es compostar antes

de usarlo. La arena debe ser de cantera o arena de pega, para que ofrezca una porosidad final aceptable al sustrato.

-Solarización del sustrato: realizar este proceso durante 15 días en verano y 30 días para la

época de invierno, de la siguiente manera: ubicar el sustrato en eras de 1 mt de ancho x 0 . 2 mt

de altura y el largo requerido, por cada m2 del sustrato agregar 1 0 kg de gallinaza

(N1TRAFOS), mezclar muy bien, luego nivelar la cama y humedecer con solución de extracto

5

84-471 9de ruda; (lOcc/L) aplicando de 4-10 litros por m ; el suelo debe quedar a capacidad de campo

(ni muy seco, ni muy húmedo). Luego cubrir la era con plástico negro calibre 4 o 6 .

-Preparación del sustrato: se realiza una mezcla de tierra (solarizada) y arena en proporción

3:1, adicionando enmiendas nutricionales con fertilizante triple 15 (2-3 g/kg-sustrato), vigor

(elementos menores 2 g/kg-sustrato) y micorrizafer (25 g/ kg-sustrato).

-Germinadores: utilizar sustratos inertes, como arena o mezclas de arena con aserrín o

cascarilla de arroz quemada. Desinfectar pequeñas cantidades de sustrato con vapor de agua

(esterilización a 121 °C/30 min), y cuando la cantidad de sustrato sea mayor solarizar el

sustrato. Cuando no se pueda realizar el proceso de solarización, utilizar agroquímicos para

prevenir presencia del damping-off, en los germinadores, como por ejemplo: un producto a

base de Propamocarb 6 cc en 4L agua /m2, y tapar tres días antes de sembrar.Una vez germinen

las plantas en los germinadores, aplicar en forma foliar los microorganismos Trichoderma spp'y

2 g/L, Burkholderia cepacia 2 cc/L, 1-2 veces por semana entre 2-3 litros /m .

En caso de presentarse el ataque de fitopatógenos en los semilleros, se pueden aplicar

agroquímicos de baja categoría toxicológica y compatible con productos biológicos como: 1 - 2

cc/L de S CUPER (Sulfato de Cobre Liquido y sistémico para el control de Fusarium; 1 cc/L

de MONOCUT (Flutolanil) o 1 cc/L de MERTEC para el control de Rhizoctonia; 1 cc/L de

PREVICUR (Propamocarb ) para el control de Pythium y Phytophthora.

-Trasplante: los cuidados que se deben tener durante este proceso son sumergir las plántulas

en una solución antiestresante (tabla 1 ), después de ser sacadas del germinador, realizar una

correcta ubicación de las raíces (en forma vertical) en la bolsa y en todo el centro de la misma,

para favorecer un buen desarrollo de la plántula. Además durante este proceso conviene

descartar toda aquella plántula que tenga malos hábitos de crecimiento (cuello de ganzo) o

presente variegados, moteados y/o albinismo en sus hojas.

6

94-4719 !¡iTabla 1. Preparación de la solución antiestresante para el trasplante.

PRODUCTO DOSIS/Lt ORDEN DE LA MEZCLA

Biosolnew 4 g/L Remojar durante doce horas Biosolnew, Fitotripen,

Fitotripen lg/L Botrycid. En el momento de la inmersión del material

Botrycid 1 cc/L vegetal agregar el micorrizafer.

Micorrizafer 10 g/L

-Control Jltosanitario: la sanidad del material vegetal está basado en la prevención y

aplicación de productos de origen biológico y natural; las áreas de propagación (germinadores,

bandejas y cajón de enraizamiento) se riegan con productos utilizados en programas de

producción limpia, para evitar el ataque de damping-off en las plántulas FITOTRIPEN (lg/L),

BOTRYCID (lcc/L) y NEOFAT CE (0.5cc/L).

-Aplicar fertilizantes foliares en épocas de verano, como por ejemplo: urea 3g/L, nutrifoliar

3 cc/L, Wuxal 5 cc/L.

-Aplicar extracto de ají-ajo en dosis de 2 cc/litro, para el control de áfidos, si las poblaciones

son altas mezclar con un insecticida de síntesis química de baja categoría toxicologica.

-Colocar Bandas Plásticas de colores para el monitoreo de insectos chupadores; Color amarilla

(captura áfidos y minador), Blanca y azul (para captura de trips).

-Para el control Químico de enfermedades que presenten alta virulencia, caso del Tizones

foliares (Phythophtora, Colletotrichum, Alternaría), Mildeos (Oidium, Peronospora) y

Bacteriosis (Ralstonia, Erwinia, Xanthomonas), se suspender temporalmente la aplicación de

productos biológicos y aplicar productos en mezcla, según sea el caso (tabla 2 ):

También se puede preparar sustratos ricos en nutrientes minerales utilizando las

técnicas de Baiyodo y Bocashi (tabla 3).

7

94-471 9Arbolo loco Polymnia

pyramidalis2.579 Palma macana Wettinia fascicularis 147

Barcino Calophyllumlucidum

2.359 Brazo de tigre Cordia chvyeri 142

Chicalá azul Delostema roseum 2.147 Chumbimbo Sapindus saponaria 137Acacia japonesa Acacia melanoxylum 2.028 Cambuto Erythrina

poeppigiana130

Cargadero Guatteriagoudotiana

1.542 Azuceno Posoqueria coriáceo 127

Ceiba de tierra fría Spirothecarhodostyla

1.494 Chaquiro real Prumnopitysmontana

121

Palma pacaya Chamaedoreatepejilote

1.482 Palma Real Roystonea regia 121

Espadero Myrsine coriáceo. 1.433 Chocho Ormosiacolombiana.

116

Chirlobirlo Tecoma stans 1.287 Cedrillo Brunelliaboqueronensis

101

Palma de cera del Quindio

Ceroxylonquindiuense

1.237 Cabuyo - Olleto Lecythis sp. 90

Chocho rojo Ormosia sp 1.234 Guacimo colorado Luehhea seemanni 90

Abutilón Abutilón sp. 1.223 Magnolia Magnoliapolihypsophilla

90

Aguacatillo Persea caerulea 1.222 Magnolia Mangnolia spinalli 80

Roble Quercus humboldtii 905 Magnolio Magnoliagrandiflora

47

Chochobo Myrcianthes spl 861 Mantequillo 42Carbonero Calliamdra pittieri 736 Alfaroa Alfaroa colombiana 41

Zurrumbo Trema micrantha 700 Jatropha sp Jatrophacurcas 37

Siete cueros Tibouchina lepidota 678 Nadador lechudo Sapium stylari 37

T ronador Hura crepitans 656 Balso Ochromapyramidale

35

Yarumo común Cecropiaangustifolia

593 Comino crespo Aniba perutilis 33

Mermelada Streptosolenjamesonii

70 Pacó Cespedesiamacrophylla

24

Laurel Nectandra Nectandra sp. 64 Guaseo Daphnosiscaracasana

20

Magnolia Magnoliaguatapensis

64 Noro Byrsonimacumingiana

19

Ceiba de agua Pachira insignis 60 Palmicho Chamaedorealinearis

16

Pino Patula Pinus patula 54 Yolombo Panopsis yolombo 16

Cleome Cleome sp 49 Marañon Anacardiumexcelsum

8

10

1.3 Producción de material vegetal e indicadores. -4719

Durante el periodo comprendido entre Abril/2008-Abril/2009, se realizo la siembra de

165.000 plántulas de diferentes especies forestales nativas de importancia económica,

ecológica e industrial (tabla 4). Además de la construcción de los diferentes indicadores de

numero de plantas trasplantadas por mes (fig. 1 ), el gráfico de el material trasplantado vs la

meta proyectada (fig. 2 ), numero de diferentes especies utilizadas por mes (fig. 3 ) y relación

los diferentes tipos de bolsas utilizadas y tipo de procedencia del material vegetal (tabla 5 y 6 ).

La mayor parte de las plántulas provine de semillas (80%), regeneración natural (16.5%) y por

enraizamiento de esquejes producidos in vitro y de rebrotes basales el 4.5%. los cuales son

sembrados en su mayoría en bolsa pequeña (72%) siguiéndole la bolsa mediana (24%) y

grande (4%).

Tabla 4. Especies y cantidades sembradas en el vivero forestal de Piedras Blancas.

Nombre común Sombre científico Nombre común Nombre científicoPino Romerón Retrophyllum

rospigliosii16.877 Amarra bollo Meriania nobilis 575

Químula Citharexylumsubjlavescens

15.307 Caunce Godoya antioquensis 575

Cedro de altura Cedrela montana 10.404 Palma payanesa Archontophoenixcunnighamiana

558

Mortiño Vacciniummeridionale

10.155 Moncoro Cordia gerascanthus 543

Guayacán de Manizales

Lafoensia speciosa 8.420 Magnolio de monte Magnoliahemandezii

534

Alcaparro gigante Senna pistacifolia 8.029 Simploco Symplocus serrulata 479Guayacán amarillo Tabebuia chrysantha 7.708 Laurel Ocotea Ocotea spl 431Chagúalo Clussia multiflora 6.945 Palma geonoma Geonoma linearis 420Arrayán Myrcia

popayanemis6.252 Magnolia de monte Magnolia

yarumalensis384

Canelo de paramo Drymis granadensis 6.093 Palma Cera cafetera

Ceroxylon alpinum 320

Cedro Negro Juglans noetropica 5.533 Silvo silvo Hedyosmumbonplandianum

259

Olivo de cera Myrica pubescens 4.890 Falso pimiento Schinusterebenthifolius

253

Laurel naranjo Aniba puchurriminor 4.673 Mestizo 246Palma Geonoma Geonoma jusseiuana 4.575 Trichilia Trichilia hirta 240Yarumo blanco Cecropia telenitida 4.498 Barbasco Lonchocarpus sp 233

Aliso Almts acuminata 4.045 Diomate Podocarpusoleifolius

211

Drago Crottonmagdalenensis

3.241 Encenillo Weinmanniapubescens

166

Guayacán Rosado Tabebuia rosea 3.071 Acacia blanca Acacia decurrens 153

9

94-4719

Tabla 2. Control de enfermedades en viveroPRODUCTO DOSIS/LITRO OBSERVACIONESANTRASIN YODO AGRÍCOLA:

5gr 1 cc

Realice premezclas independientes hasta lograr buena dilución, luego aplique al tanque en el siguiente orden: Yodo Agrícola- Antrasin. Para el control de Gotera, Antracnosis, Bacteriosis

POLYCAL NEOFAT CE

5 cc 1 cc

Premezclas independientes y agregar al tanque primero la premezcla del Neofat CE. Para el control de MILDEOS.

S CUPER BP-150

1.5cc 3 cc

Para el control de Gotera, Antracnosis, Bacteriosis.

SAFERCOL NEOFAT CE

1 cc 0.5 cc

Aplicar esta mezcla solo cuando la severidad de algún tizón foliar o bacteriosis este alto. Realizar máximo 2 aplicaciones por sitio y espaciadas cada 30-45 días

*Tomado de Fichas técnicas de agrobiológicos SAFER

Tabla 3. Técnicas de compostaje Japonesas.

BAIYODO BOCASHITécnica japonesa de compostaje para obtener elementos menores (B,

Zn, Cu, Mg), consiste de la mezcla de tierra amarilla (subsuelo) y

salvado sometido a un proceso de fermentación, se utiliza para

preparar semilleros mezclando con compost y arena.

Preparación:

-3 partes de tierra amarilla y 1 parte de salvado de trigo o de maíz, o

también, utilizar cisco o pulpa de café descompuesta.

-Mezclar bien.

-Fermentar: adicionar inóculo orgánico que puede ser tierra de

capote o mezcla de levadura en una décima parte del volumen total.

-Mezclamos todos los ingredientes y amontonar en forma piramidal a

una altura de 1 a 1,20 mts, mantener la humedad a 60%.

El montón se debe voltear cada 8 días, para facilitar la aireación se

entierran guaduas en varios sitios.

Cuando este preparado el Baiyado, se debe cubrir con costales u

hojas de plátano para protegerlo de la lluvia y mantener su humedad.

No se debe usar plástico ya que se impide la respiración del proceso

de fermentación.

*E1 abono estará listo en 4 ó 5 semanas. El abono debe ser

almacenado en un lugar seco.

(Compost Rápido para Enraizar):

Es otra técnica japonesa y sirve para abonar todo tipo de cultivos,

rico en muchos nutrientes; también se pueden utilizar abonos

elaborados con deshechos de animales y sangre, como los que

producen en Antioquia: Agrosan, abonos el sol y otros.

Preparación:

Se prepara mezclando una parte de gallinaza con una parte de

cascarilla de arroz, cisco de café o pulpa descompuesta de café.

Revolver bien estos materiales, le adicionamos agua hasta un 60% de

humedad, formamos la pila o montón y volteamos diariamente

durante 8 días, al cabo de este tiempo, cuando la temperatura haya

bajado y la mezcla no tenga mal olor, entonces se puede aplicar. Al

igual que los otros abonos se debe cubrir con hojas.

SUPER ABONOEs una mezcla del sustrato obtenido por Bayodo y Bocashi más un 10% de arena y micorrizas .

-Como abonar: En Semillero se puede agregar así: 0,5 Kg. por metro cuadrado

Esta mezcla se puede utilizar entre 1 o 2 kilos por metro cuadrado en el vivero o una palada, es decir más o menos 1 kilogramo, por cada sitio

de siembra, hoyo o plántula Es necesario abonar en corona y no se debe enterrar. Las aplicaciones del SUPERABONO, un kilogramo por

planta, se hará cada seis meses, durante el primer año del cultivo, luego según el tipo de cultivo: si es perenne cada año, si son cultivos

transitorios sólo se hará una aplicación a los tres meses; este proceso se hará luego del plateo de cada planta, ya que las calles no se

desyerbarán, sólo se plateará el sitio, un metro de diámetro a la redonda, si son cultivos en sitios pendientes se hará en semi circulo y se

aplicará el superabono por la parte de arriba.

8

94-471925.000

]20 212

M ay/2003 )ib> Jul A.go Sep O tt Mov Oit Ene_/2009 Feb Mar Abr

Figura 1. Entradas mensuales de material en el vivero corporativo.

Figura 2. Proyección de entradas de plantas/mes teórico vs. real.

94-4719 i »

Total de especies propagadas

Mes

Figura 3. Total acumulado de especies diferentes propagadas.

Figura 4. Proporción de tipos de bolsas utilizadas en el vivero.

12

94-471 9Tabla 5. Cifras sobre el consumo de las bolsas de diferentes tamaños por mes.

Mes Pequeña Mediana Grande Total/mes

Mayo (2008) 2.957 0 0 2.957Junio 10.203 8.288 90 18.581Julio 7.111 6.378 121 13.610Agosto 7.425 2.152 340 9.917Septiembre 14.336 3.672 233 18.241

Octubre 14.931 4.556 725 20.212Noviembre 15.179 625 2.327 18.131Diciembre 8.046 2.089 1.169 11.304Enero (2009) 14.525 2.885 1.018 18.428Febrero 11.396 3.728 216 15.340Marzo 9.555 2.480 0 12.035Abril 3.990 2.895 0 6.885total/año 119.654 39.784 6.239 165.641

Tabla 6. Relación de la procedencia del material vegetal por mes.

Mes Semilla Reg. natural Esqueje total/mesMayo (2008) 210 2.747 0 2.957Junio 16.673 385 1.523 18.581Julio 9.520 1.264 2.826 13.610Agosto 8.554 1.363 0 9.917Septiembre 14.794 2.606 841 18.241Octubre 18.693 966 553 20.212Noviembre 17.547 500 84 18.131Diciembre 10.405 500 399 11.304Enero (2009) 8.311 10.117 0 18.428Febrero 10.825 4.247 268 15.340Marzo 11.552 483 0 12.035Abril 3.837 2.105 943 6.885total/año 130.921 27.283 7.437 165.641

13

CAPITULO 2.

i 8 ' :̂

94-4719

ESTUDIOS PRELIMINARES SOBRE EL USO HORMONAS SOBRE PLANTAS EN

CONDICIONES DE VIVERO.

2.1 INTRODUCCIÓN

Las plantas son sistemas biológicos demasiados complejos, no por que tengan muchos

componentes celulares, sino por la complejidad de interacciones que se dan entre los

componentes y a la vez, estos con el medio ambiente. Las interacciones entre la planta y su

entorno (estímulos externos), es el resultado existente entre su genotipo (constitución genética)

y el ambiente (luz, temperatura, agua, nutrientes etc.), manifestado en el fenotipo (crecimiento,

desarrollo y comportamiento). Los estímulos externos, pueden tener un efecto directo sobre el

material genético y de esta manera producir variaciones naturales en el crecimiento y

desarrollo de las plantas. Las respuestas de las plantas a estos estímulos externos se pueden

medir en forma cuantitativa (altura, diámetro del tallo, área foliar, peso seco, etc.) a través del

tiempo.

Dado este breve concepto es como se pretende ver los potenciales usos de diferentes factores

externos como pueden beneficiar y mejorar las condiciones de crecimiento y desarrollo para

algunas especies de lento crecimiento, favoreciendo la producción masiva de las mismas en el

vivero corporativo de la Estación Biodiversidad de CORANTIOQUIA, para los programas de

fomento y conservación.

2.2 CRECIMIENTO Y DESARROLLO DE LAS PLANTAS

El crecimiento en las plantas es el aumento en tamaño acompañado por el incremento en peso

seco, el crecimiento incluye los procesos de división y elongación celular. El desarrollo denota

los cambios graduales y progresivos en tamaño, estructura y función que comprenden la

transformación de un zigoto en una planta reproductiva. El concepto es aplicable a un órgano

14

94-471 9 "■**o planta completa. En cualquier caso el crecimiento es un proceso gradual en el tiempo y

caracterizado por una velocidad que tiende a disminuir con la madurez de la planta.

En el grupo de las angiospermas, la vida comienza con la fertilización del óvulo, que forma el

embrión dentro de la semilla, cuando germina, el embrión se transforma en plántula que

continua creciendo por algún tiempo hasta convertirse en planta madura que posee estructuras

reproductivas como flores y frutos.

Si periódicamente se registra una variable de crecimiento (altura de la planta, peso seco,

diámetro del tallo, área foliar, etc.) y los valores obtenidos se representan en el sistema de

coordenadas, se obtiene una curva típica conocida como curva sigmoidal de crecimiento (fig.

5). En la cual se pueden diferenciar tres partes: una primera exponencial, la segunda fase lineal

y la tercera parte la curva representa la declinación del crecimiento.

Figura 5. Curva sigmoidal del crecimiento. (1) fase exponencial, (2) fase lineal y (3) fase de

senescencia.

La fase exponencial en la cual el crecimiento comienza lentamente pero después aumenta a

una velocidad siempre creciente cuando la planta está creciendo exponencialmente, se dice

que se encuentra en su fase logarítmica del crecimiento. En términos logarítmicos, el

crecimiento progresa en forma lineal. La segunda parte es lineal, usualmente corta duración en

muchas plantas y durante la cual ocurre la mayor ganancia de peso seco. El ritmo de

crecimiento es máximo y constante a través del tiempo. La tercera parte de la curva representa

15

94-471 9la declinación en el ritmo de crecimiento hasta que la planta alcanza el máximo tamaño

potencial.

En especies de ciclo corto la tercera parte de la curva incluye los procesos de maduración y

senescencia. Las plantas bianuales exhiben dos curvas o periodos de crecimiento sigmoidal)

(doble curva sigmoidal) mientras que el crecimiento de especies perennes (árboles frutales y

maderables) sería una curva multisigmoidal en la que cada periodo de crecimiento

aproximadamente sigmoidal, es seguido por un periodo de dormancia o suspensión temporal

del crecimiento visible.

La curva sigmoidal de crecimiento se presenta también en un órgano individual, en un cultivo

de células, en el crecimiento de una población de bacterias, como también cuando se registran

distintas dimensiones o parámetros de crecimiento, como el peso seco, la altura, el diámetro

del tallo o el área foliar de la planta.

2.3 AN ALISIS MATEMATICO DEL CRECIMIENTO

Cuando se trata de comprender la naturaleza de la regulación del crecimiento de toda la planta

y apreciar más claramente las interacciones entre esta y el ambiente que la rodea, es necesario

efectuar mediciones. Para ello se han establecido relaciones cuantitativas que permiten

comprender la capacidad de las plantas para producción de materia seca, que en últimas es lo

que va a determinar el crecimiento como tal, los conceptos más importantes son los siguientes:

Relación vástago/raíz (v/r); resulta de dividir el peso seco de la parte aérea entre el peso seco

de la parte radical. Esta relación indica la proporción de asimilados que intervienen en la

formación de órganos aéreos (tallo y hojas) y de los subterráneos (raíz).

PS tallo (g)v / r = ---------:—r21-

PS raíz (g)

16

94-4719Coeficiente de Área Foliar (CAF), se obtiene de dividir el área foliar de la planta por el peso

seco de la misma; ayuda a relacionar parte aérea fotosintetizable con el material respirante de

la planta, de modo que las plantas con un valor CAF alto, tienen mayor capacidad de acumular

materia seca.

A F ( c r r f )CAF = ---------~

p s (s )

Coeficiente de Peso Foliar (CPF); se obtiene de dividir el peso seco del área foliar entre el

peso seco total de la planta; denota el porcentaje del peso seco total de la planta destinado para

la formación de área foliar. También puede entenderse como un índice de distribución de

asimilados.

PS AF (g)CPF -

PS total (g)

El Área Foliar Especifica (AFE); se obtiene de dividir el área foliar, entre el peso seco,

denota la cantidad de área foliar producida por unidad de peso seco, parámetro afectado

cambios ambientales y ontogénicos.

AF(cmr)A F E — ---------------------------

PS AF (¡g)

índice de área foliar (IAF); se obtiene de dividir el área foliar, entre el área de la copa

proyectada que ocupa la planta, muestra la cantidad de área foliar existente por unidad de

superficie.

AF (n r )I A F =

AFjotal (m2)

Curvas de crecimiento, para las diferentes variables como altura (cm), número de hojas,

grosor del tallo (mm) y área de la copa (cm ). Se grafica su comportamiento en el tiempo,

describiendo siempre una curva de tipo sigmoidal ya sea con el seguimiento de plantas

completas u órganos.

17

94-4719 mn2.4 CONTROL HORMONAL DEL CRECIMIENTO Y DESARROLLO

El desarrollo normal de un planta depende de la interacción de factores externos (luz,

nutrientes, agua, temperatura) e internos (hormonas). Una definición abarcativa del término

hormona es considerar bajo este nombre a cualquier producto químico de naturaleza orgánica

que sirve de mensajero químico, ya que producido en una parte de la planta tiene como

"blanco" otra parte de ella. Las plantas tiene cinco clases de hormonas, Las fitohormonas

pertenecen a cinco grupos conocidos de compuestos que ocurren en forma natural, cada uno

de los cuales exhibe propiedades fuertes de regulación del crecimiento en plantas. Se incluyen

al etileno, auxina, giberelinas, citoquininas y el ácido abscísico, cada uno con su estructura

particular y activos a muy bajas concentraciones dentro de la planta.

2.3.1 Auxilias: El nombre significa en griego 'crecer’ y es dado a un grupo de compuestos que

estimulan la elongación. El ácido indolacético (IAA) es la forma predominante dentro de las

plantas, sin embargo, evidencia reciente sugiere que existen otras auxinas indólicas naturales

en plantas similares al AIB. La auxina ha sido implicada en la regulación de un número de

procesos fisiológicos como: promotora del crecimiento y diferenciación celular, y por lo tanto

en el crecimiento en longitud de la planta, estimulan el crecimiento y maduración de frutas,

floración, senectud, geotropismo, dominancia apical y retarda la caída de hojas, flores y frutos

jóvenes. La auxina se dirige a la zona oscura de la planta, produciendo que las células de esa

zona crezcan mas que las correspondientes células que se encuentran en la zona clara de la

planta. Esto produce una curvatura de la punta de la planta hacia la luz, movimiento que se

conoce como fototrofismo.

2.3.2 Giberelinas: el acido giberélico GA3 fue la primera de esta clase de hormonas en ser

descubierta. Las giberelinas son sintetizadas en los primordios apicales de las hojas, en puntas

de las raíces y en semillas en desarrollo. Su principal función es incrementar la tasa de

división celular (mitosis). Las principales funciones de las giberelinas en la agricultura son: en

cítricos retardar la senescencia de los frutos, en vid alargar los pedúnculos florales para evitar

enfermedades fungicas, obtener bayas de mayor tamaño sin semilla, en la caña de azúcar para

aumentar el rendimiento de sacarosa, en coniferas, para aumentar la producción de semillas

18

94-4719induciendo a la floración precoz, en el perejil para aumentar el crecimiento (en épocas de frió),

en manzanos para aumentar tamaño y calidad de la ñuta.

2.3.3 Citoquininas: las citoquininas son hormonas vegetales naturales que estimulan la

división celular en tejidos no meristemáticos. Son producidas en las zonas de crecimiento,

como los meristemas en la punta de las raíces. La zeatina es una hormona de esta clase y se

encuentra en el maíz (Zea). Las mayores concentraciones de citoquininas se encuentran en

embriones y frutas jóvenes en desarrollo, ambos sufiendon una rápida división celular. La

presencia de altos niveles de citoquininas puede facilitar su habilidad de actuar como un fuente

demandante de nutrientes. Las citoquininas también se forman en las raíces y son translocadas

a través del xilema hasta el brote. Sin embargo, cuando los compuestos se encuentran en las

hojas son relativamente inmóviles. Otros efectos generales de las citoquininas en plantas

incluyen: estimulación de la germinación de semillas, estimulación de la formación de frutas

sin semillas, ruptura del letargo de semillas, inducción de la formación de brotes, mejora de la

floración, alteración en el crecimiento de frutos, ruptura de la dominancia apical.

2.3.4 Acido abscísico: esta hormona inhibe el crecimiento celular y la fotosíntesis. El ácido

acido abscisico (ABA), es un inhibidor del crecimiento natural presente en plantas,

químicamente es un terpenoide que es estructuralmente muy similar a la porción terminal de

los carotenoides.

2.4 Uso de reguladores hormonales en la agricultura.

Los reguladores de crecimiento (plant growth regulators, PGRs) han sido mayormente

utilizados en agricultura intensiva, como fruticultura y viticultura, aunque existen también

notables ejemplos de uso en cultivos extensivos como cereales. Se puede prever que, con el

desarrollo de cultivos extensivos para responder a nuevos usos (biocombustibles, p. ej.), el

empleo de PGRs se intensificará. La dilucidación de aspectos básicos de regulación del

crecimiento por hormonas vegetales que se ha logrado en los últimos años también permitirá

un mayor conocimiento del modo de acción y abrirá nuevas posibilidades de empleo para

diversos reguladores de crecimiento actualmente disponibles.

19

94-4719Las favorables características de baja toxicidad de los PGRs los hacen ser candidatos

apropiados para incorporación en sistemas de manejo con reducido impacto ambiental; sin

embargo, al mismo tiempo, su clasificación como agroquímicos los hacen ser sujetos de

regulación de forma similar a pesticidas y limita el desarrollo de nuevos PGRs. Por ello,

resulta fundamental el conocimiento de su modo de acción en las plantas.

Los reguladores de crecimiento, en general, actúan modificando el crecimiento y desarrollo de

las plantas a través de su acción sobre vías y pasos bioquímicos específicos, normalmente

relacionados con regulación por hormonas vegetales. Así, algunos PGRs actúan como símiles

hormonales, esto es, de manera similar a cómo lo hacen las fitohormonas endógenas. Ejemplos

de ellos son ciertos PGRs del tipo de las auxinas, giberelinas, citocininas, etileno y

últimamente ácido abscísico. Para ejercer tal acción estos reguladores de crecimiento deben

ser percibidos de forma análoga a las hormonas vegetales mediante receptores específicos a

nivel celular en las plantas, lo que ha sido recientemente demostrado en varios casos,

verificando lo planteado teóricamente respecto a regulación hormonal en plantas.

Otros reguladores de crecimiento actúan inhibiendo o promoviendo ciertos procesos en

biosíntesis, transporte, percepción o transducción de señales relacionados con hormonas

vegetales. Varios de estos PGRs son ampliamente utilizados en agricultura como retardantes

de crecimiento, inhibidores de maduración y senescencia, entre otros variados usos. Más allá

de la complejidad propia de los diversos modos de acción conocidos de los reguladores de

crecimiento, los recientes avances en aspectos básicos de regulación hormonal han permitido

verificar que los PGRs con acción hormonal efectivamente son percibidos por las plantas

mediante los propios sistemas de receptores específicos y que las formas de transmisión de

señales son análogas a las de fitohormonas endógenas. Es por ello que se estima que tanto la

comprensión creciente de tales procesos como la integración de este conocimiento a los

factores agronómicos son pertinentes y permitirán una ampliación de las posibilidades de

beneficio que debe implicar el empleo racional de PGRs en cultivos.

20

94-4719El uso de reguladores de crecimiento de forma exógena en el manejo de plantas en sector

forestal es reciente, las investigaciones apuntan a que hay un gran potencial de estos

compuestos sobre el crecimiento y desarrollo (tabla 7). Las hormonas empleadas hasta el

momento son las auxinas acido indol butírico (AIB), acido naftaleno acético (ANA) en el

enraizamiento de estacas y esquejes, por otro lado el acido giberélico en el incremento de la

altura de las plantas.

Tabla 7. Uso de reguladores de crecimiento de forma exógena en especies forestales.

ESPECIE HORMONA RESPUESTA CONCENTRACION

Alnus acuminata Acido giberélico Incremento altura 50, 100 o 250 ppm

Myrcyanthes leucoxyla Acido giberélico Incremento altura 1000 ppm

Acido giberélico Incremento altura 40-60 ppm

Lafoensia speciosa Acido indol butírico Mayor biomasa

radicular

50 ppm

Cupressus lusitánica Acido giberélico Incremento altura 150-250 ppm

Cedrela montanaAcido giberélico Incremento altura 250 ppm

Acido indol butírico Aumento área foliar 40-60

Cordia gerascanthus Acido giberélico Incremento altura 150 ppm♦Adatado de “EL SEMILLERO”. Nota técnica No. 11 (2000).

2.6 Evaluación preliminar del efecto del acido giberélico en el crecimiento de dos especies

de zonas altoandinas

2.6.1 Mortiño (V. meridionale): el mortiño o agraz es una de las especies propagadas en el

vivero de la estación Biodiversidad de CORANTIOQUIA, ya sea por semillas, enraizamiento

de estacas juveniles de plantas ubicadas en campo y por microestaquillas obtenidas de

micropropagación in vitro. Aunque es todavía una especie silvestre, se ha observado una gran

demanda de material vegetal (plántulas), para el establecimiento de cultivos comerciales para

la explotación comercial en un futuro, ya que el fruto del mortiño goza de muy buenos precios

como fruta fresca y transformada (mermeladas, postes y vinos). Se desconoce aún muchos

aspectos sobre su comportamiento agronómico, y en especial sobre el crecimiento y

21

94-4719. «wdesarrollo, se ha observado un lento crecimiento del material que se propaga en el vivero para

obtener plántulas que estén a la venta o programas de fomento.

Materiales y métodosLos ensayos de crecimiento en condiciones de vivero, fueron realizados en la estación

Biodiversidad de Piedras Blancas, ubicada en el corregimiento de Santa Elena, a 2400 msnm,

y temperatura promedio de 18 ±2°C. El material vegetal utilizado, fueron microestacas

enraizadas de mortiño de aproximadamente 6 meses de edad de trasplantadas, en bolsas

plásticas negras de 1 0 x 16 cm y sustrato compuesto de tierra negra y arena, en proporción 2 :

l,y cubierto con tela saram del 45% de sombrío.

Dentro de una era de crecimiento en el vivero, dispuesta para el crecimiento y desarrollo de la

especie se selecciono un tramo de 3 metros de longitud y se procedió a dividir en tres sectores

de a un metro y se asigno su un tratamiento de riego, aspersión con agua (T0), aspersión con

2.5 cc/L fertilizante foliar (WUXAL) en mezcla con 40 ppm de acido giberélico (PROGIBB-

GA3)] (TI) y aspersión sol con 40 ppm acido giberélico [GA3] (T2).

Cada tratamiento comprendió aproximadamente 1 m2, área en la cual se escogieron hacia el

interior 1 0 plantas al azar, a las cuales se les asigno número consecutivo del 1 al 1 0 , cada

planta como unidad experimental y repetición (fig. 6 ). Las aspersiones se realizaron con una

periodicidad de cada 30 días y el registro de la altura de las 10 plántulas/tratamiento se realizo

previo a la aspersión con cada tratamiento. Los datos se registrarían hasta alcanzar una altura

promedio en alguno de los tratamientos de 30 cm. Momento en el cual se analizara la variable

altura de las plántulas bajo un diseño completamente al azar con medidas repetidas, para

observar si realmente hay un aporte positivo del acido giberélico solo o en combinación con la

fertilización foliar.

22

94-471 9

Figura 6 . Distribución de los tratamientos en la era de crecimiento del vivero.

Resultados preliminaresAunque no se logro llegar a alturas promedios de 30 cm en las plántulas de mortiño, un

análisis preliminar de las medias por muestreo, hasta el momento muestran una diferencia de

los tratamientos TI y T2 con respecto al testigo (T0) con un nivel de significancia de p<0,05

(tabla 5), más no se pudo determinar la magnitud del efecto entre TI y T2. Para realizar dicha

observación se analizaron las alturas promedio de cada lectura por tratamiento por medio de

un análisis de varianza (EXCEL 2007).

El análisis de variancia (ANOVA) muestra (tabla 8 y 9) que para la variablp altura si hay

diferencias significativas entre los tratamientos; aunque el gráfico 7 muestra un ligero

incremento en la altura promedio cuando se agrega el ácido giberélico (GA3) solo comparado

con la mezcla de acido giberélico con el fertilizante foliar WUXAL® (fig. 7). Cabe resaltar que

el 50% las plántulas del tratamiento TI muestran ramificación (fig. 8 ), aspecto que se debería

evaluar en próximos trabajos, pues la productividad de las plantas de mortiño está relacionado

con el numero de ramas que desarrollen, estos ensayos continúan en proceso de seguimiento y

evaluación.

23

94-4719Tabla 8 . Medias de la altura por tratmiento.^Tratamiento 0 Tratamiento 1 Tratamiento 2

lectura 1 3,17 2,72 3,51

lectura 2 4 4 5

lectura 3 4,06 7,9 9,97

lectura 4 5,55b 11,05a 11,5atratam iento 0= control, Tratamiento 1=GA3 + fertilizante foliar. Tratamiento 2= GA3.

**Promedios con la misma letra no son significativamente diferentes.

Tabla 9. Análisis de varianza (ANOVA) para la variable altura.Fuente SC gl CM Fe Ft

TRATAMIENTOS 235,8 2 117,9 *7,9 3,07ERROR 1.726,5 117 14,7TOTAL 1.962,4 119

Con un nivel de significación de p<0,05

£O

~u<u£oo.~u3«co

lectura 1 lectura 2 lectura i lectura 4

■ Ttmto 0

—■ —Ttmto 1

Ttmto 2

Figura 7. Tendencia del crecimiento promedio en plántulas de mortiño.

94-4719 ■->

Figura 8. Comparación de plántulas de mortiño sometidas al tratamiento con GA3 .(a) Control, (b) GA3+Wuxal, (c) GA3 .

25

94-4719 m2.6.2 Caunce (Godoya antioquensis): la especie G. antioquensis se presenta también la

situación que la obtención de material vegetal por semilla es demasiado dispendioso y lento,

por propagación asexual se ha obtenido plantas de 30 cm de altura empleando la técnica de

acodos aéreos. Pero la cantidad producida en el vivero no es suficiente para ofrecer a la venta

y fomento de esta valiosa especie endémica de los bosques alto-andinos de Antioquia.

Materiales y métodos

El material utilizado en este experimento provino de plántulas obtenidas de semillas con tres

meses de trasplantadas a bolsa pequeña 1 0 x 16 cm, las cuales crecieron en sustrato compuesto

de tierra y arena en proporción 2:1. Se emplearon los mismos tres tratamientos riego con agua

(T0), aspersión con acido giberélico [40 ppm] (TI) y aspersión con ácido giberélico [40 ppm]

combinado con 2.5 cc/L de fertilizante foliar WUXAL (T2). Se utilizaron 10 plántulas por

tratamiento, cada planta enumera da del 1 al 1 0 en cada tratamiento, a las cuales seles realizo

la primera lectura al inicio del experimento y antes de realizar cada aspersión o tratamiento,

los cuales se realizaron con una frecuencia de cada 30 días. Los datos se registrarían hasta

alcanzar una altura promedio en alguno de los tratamientos de 30 cm. Haciendo además u

seguimiento a su desarrollo. La variable altura de las plántulas se analizara bajo un diseño

completamente al azar con medidas repetidas, para observar si realmente hay un aporte

positivo del acido giberélico solo o en combinación con la fertilización foliar.

Resultados parciales

Pasados 120 días se analizaron los datos de la altura promedio que habían alcanzado las

plántulas, aunque visualmente se observa un leve incremento, la especie en su estado juvenil

presenta un crecimiento demasiado lento, lo cual a larga su tiempo de permanencia en vivero y

de evaluación.

El análisis de variancia (ANOVA) muestra (tabla 10 y 11) para la variable altura que hay

diferencias significativas entre los tratamientos; TI y T2 con respecto al control un nivel de

significancia de p<0,05.

26

Tabla 10. Medias de la altura por tratamiento.*Tratamiento 0 Tratamiento I Tratamiento 2

lectura 1 0,72 0,63 0,7

lectura 2 1,1 2 2,23

lectura 3 1,42 3,19 4

lectura 4 2,04b 5a 6,93atratam iento 0= control, Tratamiento 1=GA3, Tratamiento 2= GA3 + fertilizante foliar.**Promedios con la misma letra no son significativamente diferentes.

Tabla 11. Análisis de varianza (ANOVA) para la variable altura.Fuente SC G1 CM Fe Ft

TRATAMIENTOS 88,5 2 44,2 14,3 3,07ERROR 361,5 117 3,09TOTAL 450,08 119

Con un nivel de significación de p<0,05

-GA3 +W uxal solo GA3

■ control

Figura 9. Tendencia del crecimiento promedio en plántulas de Caunce.

94-4719 m

Figura 10. Comparación de plántulas de Caunce sometidas al tratamiento con GA3 . (a) Control, (b) GA3, (c) GA3+Wuxal.

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BIBLIOGRAFIA94-4719 -w

Aristizábal, L.; M. Fisiología Vegetal. Universidad de Caldas, Colombia. Manizales, Colombia. (2003). 306p. ISBN: 958-33-5417-1

Cáceres P., Boschi C., Chavez W. Respuestas a la aplicación de auxinas y citoquininas sobre

la calidad de propágulos (estaquillas) de Fuchsia magellanica Lam. (Onagraceae) durante el

enraizamiento y rustifícación en ambientes de temperatura supraóptima. FAUBA. Cátedra de

Floricultura. Habana 3870 (1419) Cap.Fed. [on line]:

http://www.maa.gba.g0 v.ar/agricultura_ganaderia/fl0 ricultura/MACR0 %2 0 MICR0 %2 0 PR0

PAG/51 %5B 1 %5D.Respuestas_a_la_aplicacion_de_auxinas_y_citoquininas.doc.

Goren, R. and Dagan, E. Abscision in citrus level explants: role of ABA-induced

ethylene. Acta Hort.329 (1993):43-50.

Greene, D.W. A comparison of the effects of several cytokinins on apple fruit set and fruit

quality. Acta Hort.329:144-146.

Hayata, Y., Niimi, Y. and Iwasaki, N.1995.Inducing parthenocarpic fruit of watermelon

with. plant bioregulators. Acta Hort, 394:235-240 .

Sánchez, E. Reguladores de crecimiento utilizados en la fruticultura. INTA [on line]:

http// :www.inta.gov.ar.

EL SEMILLERO. Uso de reguladores de crecimiento en viveros forestales. Nota técnica No.

11. 2000.

Weaver, R. 1994. Plant growth substances in agriculture. Ed. W.H. Freeman and Co. San Francisco, USA.

29