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MANUAL DE PROCEDIMIENTOS DE

IDENTIFICACIÓN DE VECTORES

DE LEISHMANIOSIS Y

ENFERMEDAD DE CARRIÓN

Serie de Normas

Técnicas N° 36

Lima - 2002

CYAN MAGENTA AMARILLO NEGRO

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MANUAL DE PROCEDIMIENTOS DE

IDENTIFICACIÓN DE VECTORES

DE LEISHMANIOSIS Y

ENFERMEDAD DE CARRIÓN

Serie de Normas

Técnicas N° 36

Lima - 2002

MPR-CNSP-012 Instituto Nacional de Salud

Portada: Frontis del local central del Instituto Nacional de Salud.

MINISTERIO DE SALUDMinistro

Dr. Fernando Carbone Campoverde

Vice-MinistroDr. Oscar Ugarte Ubillúz

INSTITUTO NACIONAL DE SALUDJefe

Dr. Luis Fernando Llanos Zavalaga

Sub-JefeDra. Aída Cecilia Palacios Ramírez

Centro Nacional de Salud PúblicaDra. Susana Zurita Macalupú

Directora General

Centro Nacional de Alimentacióny Nutrición

Dr. Napoleón Chávez CampoverdeDirector General

Centro Nacional de Control de CalidadDra. Rosa Guevara Ormeño

Directora General

Centro Nacional de Producción de BiológicosQ. F. Ricardo Valera Sánchez

Director General

Sub-Comité EditorInstituto Nacional de Salud

Presidente

Dra. Aída Palacios Ramírez

Secretario Técnico

Dr. César Cabezas Sánchez

Miembros

Dr. Jorge Alarcón VillaverdeQ.F. Zulema Arévalo Chong

Dr. Jorge Barnaby RodríguezDr. Zuño Burstein Alva

Lic. Iván Gómez-Sánchez PrietoDra. Ivonne Guerrero Alva

Dr. Alfredo Guillén OneeglioDr. César Náquira VelardeDr. Enrique Pérez Ramos

Lic. Margarita Rodríguez GutarraDr. Víctor Suárez Moreno

Editor

Dr. Leonid Lecca García

Instituto Nacional de Salud

Manual de procedimientos de identificación de vectores de leishmaniosis y enfermedad de Carrión

MPR-CNSP-012 1

SECCIÓN 1

GENERALIDADES

1.1 OBJETIVO

Brindar información fundamental sobre los procedimientos de identificación de vectores deleishmaniosis y enfermedad de Carrión dentro de las investigaciones o del sistema de vigilanciaentomológica. Se enfatiza en las técnicas de colecta, conservación, transporte de especímenes ytécnicas de montaje, para no deteriorar las muestras y proceder a su identificación taxonómica;además, se incluyen los criterios para incriminar al hombre como vectores de patógenos. Finalmente,se da a conocer una lista de los flebotomínos presentes en el Perú hasta la actualidad y se mencionanespecies de Lutzomyia consideradas como vectores principales y otras incriminadas como vectoresde patógenos de la leishmaniosis tegumentaria y la enfermedad de Carrión.

1.2 CAMPO DE APLICACIÓN

El presente manual está dirigido a todas las personas que realizan actividades entomológicas en loslaboratorios que integran la Red Nacional de Laboratorios de Salud Pública.

1.3 LOS PHLEBOTOMINAE

1.3.1 Los miembros de la subfamilia Phlebotominae tienen una distribución mundial, encontrándose desdelos 48ºN - 49ºN en el Viejo Mundo y de 50º39' N hasta 40ºS en el Nuevo Mundo. Se conocen seisgéneros de Phlebotominae: Chinius (Leng), Phlebotomus (Rondani & Berté) y Sergentomyia (França& Parrot) en el Viejo Mundo; Brumptomyia (França & Parrot), Lutzomyia (França) y Warileya (Hertig)en el Nuevo Mundo.

1.3.2 El género Warileya está distribuído en Costa Rica, Panamá, Colombia, Guyana Francesa, Bolivia,Ecuador y Perú. Las hembras de dos especies son antropofílicas, pero ninguna de ellas ha sidorelacionada con la transmisión de patógenos al hombre.

1.3.3 El género Brumptomyia está distribuído desde el sur de México hasta el norte de Argentina,encontrándose regularmente asociada con armadillos, pero ninguna de sus especies ha sido informadacomo hematófaga del hombre, por lo que no se consideran con importancia médica.

1.3.4 El género Lutzomyia alberga a la mayoría de flebotominos americanos, estando mejor representadasen la región neotropical. Además, existen informes de 14 fósiles de Lutzomyia preservados en ámbaren depósitos centroamericanos, calculándose su edad mínima en 26 millones de años (Oligocenotardío y Mioceno temprano).

1.3.5 En el Perú, se han registrado 140 especies de flebotomínos, algunas de ellas pertenecientes al subgéneroHelcocyrtomyia, al grupo Verrucarum y al subgénero Nyssomyia y que están relacionadas como vectoresde patógenos de la leishmaniosis tegumentaria y la enfermedad de Carrión. Por tal razón, en adelantenos referiremos solamente al género Lutzomyia, ya que alberga las especies con interés médico.


Instituto Nacional de SaludMPR-CNSP-012 2

1.3.6 En nuestro territorio, a los flebotominos se les conoce con varios nombres regionales: "titira", "plumilla","angelillo", "puma", "rapache", "jenjen", "manta blanca", "capa blanca", "lalapo", "wanwa","pumamanchachi", "carachupausa", etc.

1.4 BIOLOGIA DE Lutzomyia sp.

1.4.1 Los conocimientos sobre las fases inmaduras de las Lutzomyia en el Perú, son resultado deespecímenes adaptados y criados en el laboratorio. Hasta el momento no se han encontrado losmicrohábitats naturales de las especies de Lutzomyia peruanas.

1.4.2 En las especies altoandinas de la vertiente occidental, las variables ambientales óptimas para el desarrollode las Lutzomyia son: 80-85 % de humedad relativa , 21+1ºC de temperatura y el alimento preparadosegún la técnica de Hertig y Johnson (1961) y Christensen (1972).

1.4.3 El ciclo biológico de las Lutzomyia varía según las especies, comprendiendo los siguientes estadíos:

1.4.3.1 Huevo: Son alargados, ovalados (elípticos) y algo curvos, con un color que varía de castaño claro aoscuro y miden entre 300 y 500 µ, su superficie presenta crestas u otras protuberancias que formanpatrones típicos de la especie o del complejo de especies (Figura Nº 1a).

No se conoce mucho sobre los lugares donde la hembra oviposita, pero no lo hacen en el agua comolos zancudos. El número de huevos que deposita una hembra varía de 40 a 70, según la especie, yel tiempo promedio de incubación para a la eclosión es de 8 a 15 días, existiendo referencias quemencionan que los huevos de algunas especies de Lutzomyia pueden mantenerse viables a pesarde enfrentarse a condiciones adversas, como sequía, frío y sequedad.

1.4.3.2 Larva: Transcurrido el tiempo de incubación de los huevos, eclosiona la primera fase larvaria, la quese alimenta de materia orgánica en descomposición. Este estadío comprende cuatro etapas: larvade primero, segundo, tercer y cuarto estadío, que se diferencian entre sí por el tamaño (ver Figura1b - 1e) y necesitan de 26 a 41 días para llegar al estadío de pupa.

La coloración de las larvas varía de acuerdo a la especie de Lutzomyia. Las larvas son pequeñas,alargadas, un tanto aplanadas en sentido dorso ventral, y presenta una cápsula cefálica esclerotizadabien desarrollada que se diferencia del resto del cuerpo. El cuerpo está formado por 12 segmentos:tres torácicos y nueve abdominales; a lo largo de éste, tanto en las superficies dorsal, ventral ylateral, existen sedas finas con diferentes formas (cortas, largas, simples, múltiples), mientras que enla parte caudal están presentes cerdas largas, que difieren en número de acuerdo al estadío; así, lalarva de primer estadío presenta dos cerdas, mientras que los siguientes tres estadíos presentancuatro cerdas caudales.

1.4.3.3 Pupa: La larva de cuarto estadío busca un lugar más seco del que ocupaba, para luego transformarseen pupa, que es de tamaño pequeño (aproximadamente 2 mm), con forma cilíndrica, mantiene unaposición erecta al fijarse al sustrato por la parte posterior y su color varía de blanco a pardo oscuro(Figura 1f). En condiciones favorables, el período de la pupa dura de 8 a 14 días. Las pupas son másresistentes a las variaciones climáticas.



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Figura N° 1. Ciclo biológico de Lutzomyia

Referencia: Young D y Arias JR (1992)

f

e

d

c

b

a

g



1.4.3.4 Adulto: (ver Figura 1g) Los machos suelen emerger antes que las hembras. En el transcurso de lasprimeras 24 horas, los genitales externos masculinos giran 180º, por lo que adquieren una posicióninvertida permanente. El período de vida del adulto en condiciones de laboratorio es de 20 a 35 días;en la naturaleza, el tiempo de vida se desconoce. El apareamiento puede realizarse antes o despuésde la alimentación o en el momento que la hembra ingiere sangre de un huésped.

Las hembras son las únicas que pican a los vertebrados para alimentarse de sangre, por lo que seles consideran antropófilas o zoófilas. Al momento de la picadura es que pueden transmitir los agentesetiológicos de la enfermedad de Carrión, leishmaniosis tegumentaria y visceral, así como diversosarbovirus.

Las especies de Lutzomyia tienen actividad crepuscular y nocturna (desde las 16:00 hasta las 07:00horas del día siguiente), aunque también están activas durante el día, si es que se ingresa a loslugares donde ellos reposan. Ambos sexos vuelan planeando en desplazamientos, generalmentecortos.



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SECCIÓN 2

MORFOLOGÍA DE Lutzomyia

2.1 CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS DE Lutzomyia sp.

2.1.1 Las especies de Lutzomyia son insectos con metamorfosis completa (holometábolos), por lo quepasan por diferentes estados de vida: huevo, larva, pupa y adulto. Es precisamente el estadío adultoel mejor conocido, ya que como es el caso de otros dípteros con larvas terrestres, los estadíosinmaduros son difíciles de encontrar en el campo.

2.1.2 Los adultos son de tamaño pequeño (2-5 mm de longitud), con el cuerpo, alas y patas cubiertos depelos finos (cortos y largos), observándose también escamas pequeñas. El color del cuerpo varíadesde claro a pardo, pero es la porción dorsal del tórax la que muestra mayor diversidad de coloración,al grado que es una característica muy útil para la identificación taxonómica de algunas especies.Los ojos compuestos están separados uno de otro. Las patas y el aparato bucal son largos y delgados.Las alas no presentan patrones de coloración y son sostenidas casi erectas aproximadamente a 45ºdel abdomen, terminando en punta. Los machos de Lutzomyia se diferencian de las hembras porpresentar genitales externos grandes y articulados, para la cópula.

2.2 ESTRUCTURA DE Lutzomyia sp.

2.2.1 Cabeza

2.2.1.1 La cabeza está articulada a la parte anterior del tórax. Es ligeramente piriforme en vista frontal,aplanada en sentido antero-posterior, con las piezas bucales dirigidas hacia abajo.

Figura Nº 2. Cabezas de Lutzomyia macho (A) y hembra (B)

Fuente: Rev Bras Entomol 1995; 39 (2): 436.

OJOSCOMPUESTOS

CLIPEO

PALPOS

(A) (B)



2.2.1.2 Los ojos compuestos son más o menos redondos y ocupan gran parte de la superficie de la cabeza.Ambos ojos están separados por la frente y en la parte inferior, por debajo de las inserciones antenales,por la sutura fronto-clipeal. Las antenas son largas y están formadas por un total de 16 antenómeros:uno basal toro o escapo de forma cilíndrica, el que le sigue llamado pedicelo de forma más o menosesférica y articulado a éste 14 flagelómeros. A partir del tercer antenómero (o primer flagelómero) sepresenta normalmente un par de espinas geniculares o ascoides translúcidos, con diversas formas ytamaños según la especie (simples, curvos o en ángulo recto), la base de estas espinas pueden o nopresentar una proyección hacia la parte proximal (Figura Nº 3).

Figura Nº 3. Segmentos antenales IX-X, XI-XVI

Fuente: Rev Bras Entomol 1995; 39 (2): 437.

SENCILLA

2.2.1.3 Como consecuencia de los hábitos hematófagos de las hembras, no compartidos por los machos,existen diferencias con respecto a las estructuras bucales y a la porción anterior del aparato digestivo.En la parte interna de la cabeza de las hembras, la faringe presenta diversas ornamentaciones amanera de arrugas lineales completas e incompletas según las especies y que les sirven para sureconocimiento taxonómico. También, en la parte interna de la cabeza, anterior a la faringe, se observael cibario, una estructura esclerosada que presenta tanto dientes horizontales como verticales, cuyaforma y número es propio y característico de cada especie. Algunas especies de Lutzomyia presentanun arco esclerosado completo, otras incompleto; mientras que algunas carecen de él, siendo esteelemento también importante como carácter taxonómico (Figura Nº 4).

2.2.1.4 Las piezas bucales forman una probóscide conformada por los siguientes estiletes: un par de maxilas,un par de mandíbulas, la hipofaringe y el labro-epifaringe; todas laminares y protegidas por el labio.En los machos, las mandíbulas están reducidas, imposibilitándoles la obtención de sangre.

2.2.1.5 Los palpos son largos y conformados por cinco segmentos que se encuentran cubiertos de setaspequeñas. La longitud relativa de cada segmento es útil para el reconocimiento no sólo de especies,sino también de ciertos subgéneros o grupos de especies. El tercer segmento del palpo presenta unconjunto de estructuras sensoriales finas con forma de raqueta denominadas espinas sensoriales oescamas de Newstead.



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Figura Nº 4. Cibarium de una Lutzomyia hembra

Referencia: Rev Bras Entomol 1995; 39 (2): 437.

DIENTES HORIZONTALES

DIENTES VERTICALES

ZONA PIGMENTADA

Figura Nº 5. Esternito hembra (A) y macho (B)

Referencia: Rev Bras Entomol 1995; 39 (2): 437-8.

0,1 mm 0,1 mm

(A) (B)

2.2.2 Tórax

2.2.2.1 El tórax se compone de tres segmentos: protórax, mesotórax y metatórax. Cada uno de ellos daorigen a un par de patas y adicionalmente el mesotórax posee un par de alas funcionales y el metatóraxun par de balancines, que son alas modificadas a manera de bastos con una función sensorial duranteel vuelo. Estos balancines son característicos de los miembros del Orden Díptera. Como en todos losdípteros, el protórax tiene un desarrollo escaso, seguido por el metatórax, en comparación con elmesotórax como consecuencia de la presencia de alas funcionales para el vuelo. Los esternitos sonestructuras de carácter taxonómico que pueden tener diferentes formas (Figura Nº 5).



2.2.2.2 La coloración varía de claro a tonalidades oscuras según la especie, siendo de valor taxonómico. Laspatas son largas, delgadas y están cubiertas de setas finas. Cada miembro se encuentra constituídopor coxa, trocánter, fémur, tibia y tarso; éste último formado por cinco artejos, de los cuáles el quintopresenta un par de garras simples en su parte apical.

2.2.2.3 Las alas tienen forma lanceolada (Figura Nº 6), están revestidas de setas finas y largas, implantadassobre las nervaduras y a lo largo de los márgenes del ala; además, presentan escamas cortas en labase del ala. La característica principal de los flebotominos es la posición que adoptan cuando estánen reposo, manteniendo erectas las alas (forma de «V»). No presentan manchas, ni ornamentaciones(Figura Nº 7).

Figura Nº 6. Ala de la Hembra

Pi

R1

R5

R2

GAMA BETA DELTA ALFA

Fuente: Young D y Arias JR (1992)

Figura Nº 7. Adulto de Lutzomyia

2.2.2.4 El ala presenta algunas nervaduras que le sirven para su diferenciación taxonómicas (Figura Nº 6),tales como:

a. La vena radial 2 (R2) o alfa, comprende desde el margen del ala hasta la primera bifurcación.

b. La vena radial 2+3 (R2+3) o beta, comprende desde la primera bifurcación en la radial hasta lasegunda bifurcación.

c. La vena radial 2+3+4 (R2+3+4) o gamma, comprende desde la segunda bifurcación hasta el enlacecon la radial 5.

d. Delta: segmento entre la primera bifurcación de la radial hasta una perpendicular que baja a la R2,desde el lugar en el margen del ala donde termina la R1.

e. Pi: Es la longitud entre la línea imaginaria trazada a la R5, entre la segunda bifurcación de la radial2+3+4 y la bifurcación de la media.



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2.2.3 Abdomen

2.2.3.1 El abdomen es largo y está formado por 10 segmentos esclerosados. Los tres últimos segmentossufren modificaciones para conformar los genitales externos, tanto en machos como en hembras. Enel abdomen se observan los tergitos y los esternitos, además de los estigmas respiratorios localizadosen las áreas pleurales de los primeros.

2.2.3.2 Genitales Masculinos (Figura Nº 8)

a. Están formados por diversos apéndices: un par de gonopodios divididos en una porción basaldenominada basistilo o gonocoxito, y otra distal conocida como dististilo o gonostilo, un par deparámeros laterales, el aedeagus o pene, un par de lóbulos laterales y un par de cercos.

b. Los basistilos o gonocoxitos pueden presentar setas dispersas o formando mechones. Los dististiloso gonostilos presentan espinas simples o cerdas espiniformes en disposición y número variablesegún las especies, siendo útil para la diferenciación taxonómica.

c. De la parte basal interna de los gonocoxitos, se observa el aedeago o pene, conformado por un parde conos centrales muy esclerosados, por cuyo ápice se proyectan dos filamentos o conductoseyaculadores (Figura Nº 8B) durante la cópula y el par de parámeros (Figura Nº 8C), éstos últimosestán menos esclerosados y su tamaño, forma y ornamentaciones son indispensables para laidentificación de las especies. Internamente, dentro de los últimos segmentos abdominales seencuentran los conductos eyaculadores que se originan de un apodema y que poseen basalmenteuna protuberancia denominada bomba eyaculadora. El tamaño relativo de los conductos eyaculadoresen comparación con la longitud de la bomba y apodema eyaculadores combinados, es útil para ladistinción de las especies.

Figura Nº 8. Genitales del macho (A), bomba y ductos eyaculadores (B) y parámeros (C)

(B)

(C)

(A)



d. Los lóbulos laterales son estructuras largas y cilíndricas que presentan diversas ornamentacionesen su parte media o terminal y cuya longitud y ancho varían según las especies. Los cercos son unpar de lóbulos cortos que se observan cerca de la base de los lóbulos laterales, careciendo deimportancia taxonómica.

2.2.3.3 Genitales femeninos

a. La parte final del abdomen (Figura Nº9), está formada externamente por los lóbulos apicales o cercosy, ventral a ellos, por un par de oviscaptos pequeños.

b. Internamente se encuentra la horquilla genital a la cual desembocan un par de espermatecas mediantelos conductos individuales (Figura Nº10). La forma de las espermatecas varían de maneraimpresionante según la especie que se trate, por lo que son de uso indispensable en taxonomía. Laparte distal de la espermateca presenta la llamada cabeza, que adopta diversas formas de acuerdoa la especie, además de que puede presentar cerdas finas, continuando por finos canalículos quitinosospara dar lugar al cuerpo de la espermateca; algunas especies no presentan dichos canalículos y ensu lugar se observa a manera de una bolsa contínua y lisa. El cuerpo de la espermateca se continúacon los conductos individuales que son de menor diámetro, pudiendo ser cortos o largos, para unirseformando el conducto común de diámetro mayor que los individuales. En algunas especies deLutzomyia la longitud del conducto común es inaparente, mientras que en otras puede ser corto o delongitud considerable.

Figura Nº 9. Terminalia de hembra

Figura Nº 10. Espermateca

DUCTOINDIVIDUAL

DUCTOCOMÚN

Fuente: Rev Bras Entomol 1995, 39(2): 438-42.

CABEZA DE LAESPERMATECA

0,1 mm

40



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SECCIÓN 3

CAPTURA, CONSERVACIÓN, TRANSPORTE Y ENVÍO DE Lutzomyia

3.1 MÉTODOS DE CAPTURA

3.1.1 Existen muchos métodos para capturar especímenes adultos de Lutzomyia, los cuáles pueden serútiles en la determinación de las especies presentes en una zona determinada, sobre todo en estudiosbioecológicos donde se recomienda estudiarlos por más de dos años.

3.1.2 Para capturar estos mosquitos necesitamos conocer:

3.1.2.1 El comportamiento de estos vectores (para conocer el lugar de captura)

3.1.2.2 Los diversos métodos de captura

3.1.2.3 Reconocer el mosquito y poder diferenciarlo de otros o semejantes

3.1.3 La selección del método de captura para realizar una investigación sobre Lutzomyia depende de losobjetivos así como de las especies de interés.

3.1.4 El investigador puede idear diversos tipos de trampas para capturar Lutzomyia de acuerdo a susnecesidades, pudiendo ser trampas atrayentes, de emergencia, de interferencia, etc.

3.1.5 En los estudios ecológicos se deben registrar los factores ambientales, ya que estos pueden serfactores de confusión. Estos son: temperatura (máximas y mínimas), humedad relativa, precipitación,velocidad del aire, etc.

3.1.6 Capturas antropofílicas con tubo aspirador

3.1.6.1 Fundamento

Provocar la captura de Lutzomyia mediante una aspiración bucal corriente de aire en un tubo dondeel insecto es encerrado. Para ello, se coloca un filtro (organza) que permite que el especimen quedeen el interior del tubo. El aspirador consta de una parte rígida de vidrio o de mica de 30 a 40 cm delargo por 1 cm de diámetro y una parte flexible de tubo de látex de 60 cm de longitud; entre estaspartes se encuentra el filtro de organza.

3.1.6.2 Objetivo

Captura de ejemplares vivos

3.1.6.3 Campo de aplicación

Se emplea con la finalidad de realizar estudios taxonómicos, obtener información sobre los hábitos yla actividad hematofágica de las Lutzomyia antropófilicas, obtener cepas de una determinada especieen laboratorio, en estudios de brote, estudios longitudinales y durante la vigilancia entomológica.



También se emplea para obtener el índice de inoculación entomológica (índice que mide el riesgoreal), para medir la capacidad vectorial de una determinada especie y en estudios de preferencia dealimentación (donde se utilizan diferentes especies de animales como cebos).

3.1.6.4 Materiales

a. Tubo aspirador de Castro

b. Vaso colector

c. Linterna de mano

d. Pilas

e. Cuaderno de registros

f. Termohigrómetro

3.1.6.5 Procedimiento

a. En los ambientes altoandinos de la vertiente occidental, las capturas se realizan por las noches en elinterior de las casas (intradomicilio), en el peridomicilio y/o extradomicilios.

b. Para estudiar la conducta hematofágica nocturna, es necesario realizar capturas desde las 18:00 alas 06:00 horas del día siguiente.

c. La persona que realiza de cebo debe permanecer sentada, exponiendo sus piernas a la picadura

d. Para capturar flebotominos que se encuentran posados sobre la piel, se coloca el aspirador sobre elinsecto que se desea capturar, se succiona y se cubre la abertura del tubo con un dedo para evitarque se pueda escapar.

e. No es recomendable aspirar muchos flebotominos de una sola vez, ya que puede deteriorarse

f. Para pasar al vaso colector, aspirar levemente buscando que los flebotominos se alejen del extremodel aspirador y así tener oportunidad de colocarlos en el interior del vaso mediante un suave soplidode aire.

3.1.7 Trampas con atrayente luminoso (Comunicable Disease Center)

3.1.7.1 La trampa CDC está formada por un tubo plástico transparente, con un ventilador en la parte centralinterna y un foco de 6 voltios. En el otro extremo se adhiere un envase a manera de manga (FiguraNº11). La energía para el funcionamiento es de 6 voltios por lo que el motor debe ser de 3500 rpm yde 150 miliamperios de intensidad.

3.1.7.2 Objetivo

Captura de especímenes vivos de ambos sexos, atraídos por la luz


Aplicable para la captura de flebotominos en estudios epidemiológicos, ecológicos y para el monitoreode densidades.



MPR-CNSP-012 13

3.1.7.4 Materiales

a. Trampa de luz miniatura CDC

b. 4 pilas de 1,5 voltios o una batería de 6 voltios

c. Pinza entomológica de punta fina

d. Viales de 2 mL plásticos con tapa rosca hermética

e. Aspirador manual o de Castro


a. La trampa debe colocarse en un ambiente donde no exista fuertes corrientes de aire. Se ubicandesde los 30 cm sobre el suelo hasta los 2 metros.

b. La trampa totalmente armada es colgada con la ayuda de un cordel y conectada a su fuente deenergía para iniciar la colecta, que generalmente se realiza de las 18:00 a las 06:00 horas del díasiguiente.

c. Los flebotominos atraídos por la luz son aspirados, pasando a través de las aspas del ventilador yllegando al contenedor plástico donde se mantienen vivos por algunas horas.

d. El contenedor plástico puede ser cambiado de acuerdo a la necesidad de obtener el material vivopara lograr el aislamiento del agente etiológico. Los flebotominos son transferidas a vasos colectoresy mantenidos en ambientes con humedad relativa entre 80 - 85%.

3.1.8 Colecta en lugares de reposo con capturador manual

3.1.8.1 Fundamento

Entendiendo la costumbre de estos vectores de reposar en su fase de inactividad es que se buscanespecímenes de ambos sexos en lugares muy cercanos a las viviendas estables, viviendas temporaleso cerca a los corrales, donde pernoctan animales domésticos o ganado.

Figura Nº 11. Trampa de Luz



3.1.8.2 Objetivo

Determinar las especies de los flebotominos de un área geográfica, donde hay interacciónhombre - vector - reservorio. Se capturan especímenes vivos de ambos sexos, siendo mayor laprobabilidad de encontrar machos en ambientes cercanos a la viviendas (en ventanales, pircas ogrietas) o a los corrales, y sobre los árboles de la floresta.


Permite la captura de flebotominos para estudios de distribución de vectores y obtener especímenespara una colonia.

3.1.8.4 Materiales

a. Tubo aspirador de Castro

b. Vaso colector

c. Pinza entomológica de punta fina


a. Ubicar la zona de muestreo y explorar en las grietas y huecos, troncos, huecos de los árboles,cuevas y lugares donde se encierran y descansan animales domésticos (cuyes, conejos, cerdos,ganado vacuno, caprino, ovino, caballar, granjas de aves, gallinas, patos, pavos, etc.), madrigueraso refugios de animales silvestres y en las paredes internas de las viviendas habitadas y no habitadas.

b. Los flebotominos serán capturados con un aspirador manual o eléctrico y con ayuda de una linternade mano.

c. Se colectan succionándolos con aspiradores de insectos, siendo luego colocados en frascos colectores.Se puede tomar en cuenta los valores de temperatura y humedad relativa donde descansan estosinsectos.

3.1.9 Trampa Shannon

3.1.9.1 Fue diseñada por Shannon en 1939 y consiste en una carpa rectangular de tela de tocuyo sin base ycolgante. La trampa es suspendida a 25 cm del suelo mediante cuerdas que son atadas a palos oramas de los árboles.

3.1.9.2 Objetivo

Usada para la captura de especímenes vivos de ambos sexos. En este caso, las hembras buscangeneralmente alimentarse, mientras que los machos capturados son los que merodean a las hembras.Según el atractivo colocado dentro de la trampa, se pueden colectar especímenes antropofílicos,zoofílicos y atraídos por la luz.



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Aplicable para la captura de mosquitos transmisores en estudios de distribución de vectores y paraobtener especímenes para una colonia.

3.1.9.4 Materiales

a. Tubo aspirador manual de Castro

b. Vaso colector

c. Cebo humano o animal

d. Linterna de mano

e. Termohigrómetro

f. Soguillas de nylon para colgar la trampa


a. Puede emplearse durante la noche (17:00 - 06:00 Horas) en ambientes peri y extradomiciliarios. Enel interior de la trampa puede colocarse como atrayente una trampa de luz o un cebo (animal o unapersona protegida).

b. En el caso de los especímenes antropofílicos, una o dos personas utilizadas como cebo, puedenrealizar la captura con ayuda de un aspirador manual o eléctrico y una linterna de mano.

c. La persona encargada de capturar Lutzomyia realizará la búsqueda durante 15 minutos en cadahora de colecta.

3.1.10 Capturas con trampas pegajosas

3.1.10.1 La trampa pegajosa resulta ser una trampa de vuelo, ya que el insecto al chocar se queda atrapadoen el aceite. Estas trampas no se pueden emplear fuera de las viviendas en épocas de lluvia.

3.1.10.2 Objetivo

Capturar especímenes que no son atraídos por los cebos convencionales, como la luz, el hombre oalgunos animales.


Aplicable para estudios de entomofauna y para estudios epidemiológicos al estudiar las especiesatraídas por reservorios en sus madrigueras.

3.1.10.4 Materiales

a. Brocha de cerdas plásticas de 2 pulgadas

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Manual de procedimientos de identificación de vectores de leishmaniosis y enfermedad de carrión

Instituto Nacional de SaludMPR-CNSP-012

b. Papel bond A-4 de 80 gramos

c. Envase cuadrado plástico y hermético

d. Pabilo

e. Estacas de carrizo

f. Solución de detergente Tween 20 al 0.5 % en PBS

g. Una jeringa con aguja 21 x 11/2"

h. Pinza entomológica de punta fina

i. Viales plásticos de 2 mL con alcohol al 70%


a. El papel bond, ya sea tamaño carta u oficio de 80g o tarjetas dobles o plásticos, deben cubrirse porambos lados con aceite de castor o resina.

b. Las superficies ya preparadas se cuelgan o colocan sobre un soporte en lugares donde descansananimales silvestres, en proximidades de los lugares donde descansan animales domésticos (ganadovacuno, ovino, caprino, gallinas, patos, pavos, cuyes, conejos, etc.) y en el campo, donde puedencolocarse en cuevas, aglomeraciones de rocas, grietas de andenes, raíces de árboles, árboles endescomposición, terrenos de cultivos o con plantas frutales, cafetales, bosques, etc.

c. Esta trampa puede dejarse por dos días como máximo en el lugar donde fue colocada, debiéndoseagregar periódicamente sustancias pegajosas. Las Lutzomyia adheridas al papel pueden retirarseaplicando gotas de detergente sobre el especímen, se deja que emulsione por unos segundos, serecojen con pinzas de punta fina y se colocan en viales conteniendo alcohol al 70%.

3.2 MÉTODOS DE CONSERVACIÓN

3.2.1 Las Lutzomyia, una vez capturadas, deben ser transportadas al laboratorio para ser procesadas ysometidas a estudios taxonómicos definitivos. Cuando las Lutzomyia son transportadas vivas delcampo al laboratorio, la tasa de supervivencia se prolongará si son mantenidas en cajas térmicasentre 15°C y 20°C.

3.2.2 Las Lutzomyia también pueden conservarse en tanques conteniendo nitrógeno líquido. Estosejemplares servirán para recuperar diversos agentes etiológicos (bacterias, virus, nemátodos,parásitos, etc.) mediante cultivos, previa disección de las Lutzomyia.

3.2.3 Cuando están muertos, los adultos deben conservarse preferentemente secos, en cajas pequeñasentre hojas de papel secante o de seda, siendo necesario colocar naftalina si dicho material serátrabajado días o meses posteriores a su captura. Los adultos capturados mediante trampas Disney oen trampas de papel pegajosas, así como los especímenes que han sido trabajados en busca deparásitos, deben conservarse en viales conteniendo alcohol al 70%.

3.2.4 Las Lutzomyia hembras que serán trabajadas por la técnica de reacción en cadena de la polimerasa(PCR) con la finalidad de detectar agentes patógenos deben conservarse en alcohol al 70%, ennitrógeno líquido o en seco.

17 Instituto Nacional de Salud


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3.2.5 Método de conservación en nitrógeno líquido

3.2.5.1 Objetivo

Conservar en óptimas condiciones las Lutzomyias capturadas para los estudios de laboratorio yfacilitar al investigador para que aproveche al máximo el corto período que se mantiene en el camporealizando colectas.


Para estudios taxonómicos, aislamiento de agentes etiológicos en estudios epidemiológicos y estudiosde infección natural o de riesgo de transmisión.

3.2.5.3 Materiales

a. Tanque de almacenamiento de nitrógeno líquido

b. Viales plásticos

c. Sujetador para viales plásticos

d. Nitrógeno líquido

e. Tubo protector cubierto con plastilina

f. Placas petri

g. Pinzas de punta fina

h. Aspirador

i. Dimetilsulfóxido (DMSO)

j. Cinta adhesiva

k. Buffer fosfato salino (PBS), pH 7,4

l. Detergente al 0,5 % en PBS (Tween 20)


a. A 90 mL de PBS, añadir 10 mL de DMSO en un frasco de 100 mL. Si la apariencia cambia o seobservan partículas, se debe descarta. Guardar esta solución en refrigeración.

b. Transferir el insecto capturado vivo con un aspirador a un vaso colector, el cual debe contener unasolución de detergente Tween 20 al 0,5 %. No se deben trabajar muchos especímenes al mismo tiempo.

c. Los insectos se remojan por unos segundos en el detergente y luego se transfieren cuidadosamentea los viales de criopreservación, los que previamente han sido rotulados y llenados con solución deDMSO en PBS. Se pueden colocar alrededor de 30 especímenes por vial.

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d. Asegurarse que el insecto esté cubierto con el líquido antes de introducirlos en el nitrógeno. Poner

los viales cerrados en el tubo protector.

e. Inicialmente, el tubo protector es suspendido cerca de la entrada del tanque de nitrógeno, exponiéndolo

a los vapores por varios minutos, luego es necesario introducirlo un poco más y mantenerlo en esa

posición por 30 minutos antes de introducirlo en la fase líquida.

f. Recoger el tubo protector del tanque y rápidamente transferir del vial congelado a un soporte de

metal, colocando el soporte dentro del tanque de nitrógeno.

3.3 TRANSPORTE Y ENVÍO DE Lutzomyia

3.3.1 Una vez capturadas las Lutzomyia mediante cualquiera de los métodos señalados, serán muertas

ya sea con acetato de etilo, cloroformo, éter, al frío o al calor. Una vez muertas deberán colocarse en

pools de 20 ejemplares de Lutzomyia en viales de 2mL conteniendo alcohol al 70%.

3.3.2 De acuerdo al número de ejemplares capturados pueden hacerse grupos de 15 a 20 ejemplares

separados con papel absorvente, con su respectivo código y en una atmosfera de naftalina, dentro

de cajas de cartón.

3.3.3 Los datos de captura (condiciones meteorológicas) se transcribirán a las fichas entomológicas, las

que serán adjuntadas a los viales y/o cajas, debidamente rotulados.

3.3.4 Los viales y/o cajas serán protegidos con papel toalla y/o algodón, formando paquetes pequeños y

deben estar selladas con cinta pegajosa.

3.3.5 Los paquetes se enviarán mediante correo normal, por agencias de transporte o courier.



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SECCIÓN 4

IDENTIFICACIÓN DE Lutzomyia.

4.1 GENERALIDADES

4.1.1 Para realizar una correcta identificación de las especies de Lutzomyia, la persona encargada debe

tener experiencia en el manejo de estos ejemplares, tener una basta colección de Lutzomyia que

servirán para su comparación y referencia, así como contar con referencias bibliográficas taxonómicas.

4.1.2 Los machos son identificados por los genitales, mientras que las hembras pueden separarse sólo por

la morfología de las espermatecas. Adicionalmente, en los ejemplares hembras es esencial examinar

las armaduras bucales en el cibario y/o faringe. En el territorio peruano, las hembras de algunas

especies son aparentemente indistinguibles mediante el uso de características morfológicas, siendo

necesario realizar análisis de las isoenzimas o separarlas mediante taxonomía molecular (PCR).

4.1.3 Actualmente no existen claves para la identificación de las especies de Lutzomyia del Perú. Por tal

razón, y mientras se subsanan dichas deficiencias, se recomienda a los investigadores sin experiencia

en taxonomía envíen sus especímenes a los especialistas nacionales (Instituto Nacional de Salud,

Instituto de Medicina Tropical "Alexander von Humbolt" de la Universidad Peruana Cayetano Heredia,

Instituto de Medicina Tropical del NAMRID (Hospital Naval) e Instituto de Medicina Tropical «Daniel

A. Carrión» de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos) o a instituciones extranjeras: Department

of Entomology, London School of Hygiene and Tropical Medicine, London, England; Departament of

Entomology, The British Musseum (National History), Cromwell Road London, England; Centro de

Pesquisas René Rachou, Instituto de Endémias Rurales e Museu de Historia Natural, Universidade

Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte, Brasil; y la Sociedad Entomológica de la Facultad de Higiene

de La Universidad de Sao Paulo, pues en dichas instituciones existe una gran colección de referencias

de la fauna de Lutzomyia, Warileya y Brumptomyia.

4.1.4 Para realizar una buena identificación al estudiar la fauna de Lutzomyia, se deben realizar montajes

permanentes y dibujar ambos sexos de las especies, las que serán utilizadas para comparar con

especies previamente descritas.

4.1.5 Para los respectivos estudios taxonómicos, los ejemplares de Lutzomyia, tanto adultos como

inmaduros, deben ser montados en laminillas (entre porta-objetos y cubre-objetos) para ser observados

con el uso de un microscopio compuesto.

4.2 MONTAJE DE ESPECÍMENES ADULTOS

4.2.1 Los ejemplares de las Lutzomyia inactivados(as) o muertos(as) se colocan en alcohol al 70% para

liberarlos de escamas o grasas. Luego, se realiza el proceso de maceración, colocándolos en una

solución de hidróxido de sodio al 10% en donde permanecen 1 ó 2 días tomando tonos claros.

4.2.2 Para detener este proceso, lavar la muestra colocando los especímenes en un recipiente con agua

durante 5 minutos y luego en lacto-fenol o fenol por un espacio mínimo de 30 minutos. Los especímenes

20



pueden colorearse con fucsina básica por espacio de 5 minutos (la solución de coloración se preparamezclando 30 mg/L por litro de fenol en alcohol absoluto).

4.2.3 Los especímenes se colocan en una lámina porta-objetos para su disección con el uso de agujas dedisección fina. La cabeza se desprende del tórax y se coloca con la parte posterior hacia abajo,cuidando que los palpos y antenas estén bien extendidos; el cuerpo se coloca de lado izquierdohacia abajo, extendiendo perfectamente las patas y las alas; el ala del lado derecho se desprendedesde su base y se extiende sobre el cubre-objetos en forma separada; y los genitales debenobservarse en vista lateral, especialmente en el caso de machos, por lo que no es necesario desprenderel abdomen del tórax. En el caso de las hembras, en ocasiones suelen observarse mejor lasespermatecas y la furca en posición dorso-ventral, por lo que puede desprenderse el abdomen desdesu base y orientarlo en este sentido.

4.2.4 Para estudios más finos, es necesario observar el segundo esternito abdominal, lo que se logra alseparar el abdomen en el caso de las hembras. Para los machos, hay que cortar la parte ventral delos primeros esternitos abdominales y extenderla para su observación.

4.2.5 En el caso de la cabeza, como el foramen occipital queda hacia arriba, ello nos permite observar elcibario libremente al través de él, sin perder detalles de su morfología.

4.2.6 Luego de la disección, se les coloca una gota de creosota, permaneciendo entre 10 y 30 minutos, seabsorbe con papel secante el exceso del solvente, se coloca una gota de bálsamo de Canada sobreel ejemplar y se coloca la laminilla. Es importante evitar que los especímenes naveguen en el bálsamofresco y queden montados en una posición no deseada, lo que limitaría observar las estructurasimportantes para su identificación.

4.2.7 Cada lámina debe etiquetarse correctamente. La etiqueta de la derecha debe llevar los siguientesdatos: Nombre de la especie y nombre de la persona que la identificó; mientras que la etiqueta de laizquierda debe llevar la siguiente información: código, lugar de la colecta, departamento, provincia,distrito y localidad, altitud, método de colecta, ambiente de colecta, fecha y nombre del colector.

4.2.8 Los porta-objetos con los especímenes montados deben conservarse en cajas especiales de porta-láminas.

4.3 COLONIZACIÓN DE Lutzomyia EN EL LABORATORIO Y SU CRIANZA MASIVA

Para intentar colonizar Lutzomyia en el laboratorio, es necesario tener un ambiente deaproximadamente 6 m2.

4.3.1 Materiales para la cría de Lutzomyia

4.3.1.1 Fuentes de porcelana de 30 x 40 x 6 cm autoclavables

4.3.1.2 Tapers herméticos grandes de 23 x 33 x 12 cm, en cuyo interior se colocarán los vasos de cría

4.3.1.3 Vasos plásticos de 100 mL, con una entrada, de jebe dental, con bordes pegados con terokal y unasalida en la tapa cubierta con organza.

4.3.1.4 Yeso dental en la base de los vasos de cría, sujetados con 3 clavos de acero

4.3.1.5 Organza fina de color blanco



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4.3.1.6 Papel toalla de 30 cm de ancho

4.3.1.7 Lámpara fluorescente chica

4.3.1.8 Estantes con ángulos ranurados

4.3.1.9 Algodón

4.3.1.10 Alcohol al 20%

4.3.1.11 Estiletes

4.3.1.12 Estereoscopio con zoom

4.3.1.13 Lupa de 20X de aumento

4.3.1.14 Bolsas grandes oscuras de 15 x 30

4.3.1.15 Termihigrómetro digital

4.3.1.16 Solución azucarada al 40%

4.3.1.17 Pinzas de punta fina

4.3.2 Procedimiento de cría

4.3.2.1 Las Lutzomyia deben capturarse con sumo cuidado (con aspirador manual y linterna de mano, concebo humano o con trampa Shannon). Si las Lutzomyia capturadas están alimentadas, debencolocarse directamente en vasos de crianza especiales, acondicionados con yeso húmedo en subase; mientras que las no alimentadas se colocarán en vasos de alimentación o vasos de crianza,para ser alimentadas con animales de laboratorio (hámsters, cuyes, ratones) previamente anestesiadoscon 0,4 mL de xilocaína al 2% vía peritoneal.

4.3.2.2 En cada vaso de crianza, se colocarán de 6 a 8 Lutzomyia, las que deberán observarse durante 14días. Colocar en la tapa del vaso de crianza sustancia azucarada embebida en algodón que leservirán de alimento. Cuando algún ejemplar muera en el interior del vaso de crianza, debe serretirado antes de ser atacado por los hongos, dado que ello comprometería la integridad del restode ejemplares.

4.3.2.3 Los vasos de crianza deben ser colocados en tapers de plástico grandes que cierren herméticamente(Figura Nº 12). La base interna del taper debe estar cubierta con papel o algodón húmedo.

Figura Nº 12 . Vaso de crianza

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4.3.2.4 Transcurrido el tiempo de digestión de la sangre, los huevos fértiles iniciarán su desarrollo. Una vezque las Lutzomyia hembras depositen sus huevos, se debe retirar las Lutzomyia paridas para seridentificadas; asimismo, deben retirarse las sustancias azucaradas para evitar el crecimiento dehongos.

4.3.2.5 Una vez eclosionados los huevos, las larvas emergen, siendo éste el momento en que debe colocarsela alimentación, consistente en una mezcla de alimento balanceado para conejos, con heces deconejo en proporción de 1 a 1; esta mezcla previamente debe ser fermentada, secada, molida, cerniday luego esterilizada, para posteriormente dejar caer cantidades pequeñas en el vaso de crianza.

4.3.2.6 Es importante tener presente que los vasos de crianza no deben contener hongos ni ácaros, ya queéstos son enemigos fatales de los huevos y los dos primeros estadíos larvales. Se recomienda paramatar los ácaros, utilizar alcohol al 20% .

4.3.2.7 Transcurrido el período de los cuatro estadíos larvales, retirar los restos de alimento, dado que puedenafectar la transición al estadío de pupa, pues ésta necesita de una superficie sólida para fijarse ypoca o casi nada de humedad ambiental. Concluido el lapso pupal, se observarán las primerasemergencias de los adultos, siendo éste el momento adecuado para colocar nuevamente en lastapas de los vasos las sustancias azucaradas embebidas en algodón.

4.3.2.8 Los ejemplares de Lutzomyia obtenidos en laboratorio se emplean para realizar diversos estudios,tales como: taxonomía, infecciones experimentales, pruebas de xeno-diagnóstico, control biológicomediante irradiaciones, dispersión y bionomía, etc.

4.4 LISTA DE PHLEBOTOMINAE REPORTADAS PARA EL PERÚ, 2001

4.4.1 Se dan a conocer 140 especies de flebotominos (6 especies de Brumptomyia, 5 de Warileya sp y 129 deLutzomyia) reportadas para el Perú hasta el 2001. La lista de flebotominos ha sido ordenada según eltrabajo de Young & Duncan (1994).

Género BRUMPTOMYIA (Franca & Parrot, 1921)

1. B. avellari (Costa Lima, 1932)2. B. galindoi (Fairchild & Hertig, 1947)3. B. hamata (Fairchild & Hertig, 1947)4. B. pentacantha (Barretto, 1947)5. B. quimperi (Galati & Cáceres, 1999)6. B. troglodytes (Lutz, 1922)

Género WARILEYA (Hertig, 1948)

7. W euniceae (Fernández, Carbajal, Astete & Wooster, 1998)8. W. leponti (Galati & Cáceres, 1999)9. W. lumbrerasi (Ogusuku, Perez & Villaseca,1996)10. W. phlebotomanica (Hertig, 1948)11. W. rotundipennis (Fairchild & Hertig, 1951)

Género LUTZOMYIA (Franca, 1924)

Sub-género LUTZOMYIA (Franca, 1924)

12. Lu. battistinii (Hertig, 1943)13. Lu. bicornuta (Blancas & Herrer, 1959/1960)14. Lu. evangelistai (Martins & Fraiha, 1971)15. Lu. gomezi (Nitzulescu, 1931)16. Lu. lichyi (Floch & Abonnenc, 1950)17. Lu. sherlocki (Martins, Silva & Falcao, 1971)



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Sub-género SCIOPEMYIA (Barretto, 1962)

18. Lu. preclara (Young & Arias, 1984)19. Lu. servulolimai (Damasceno & Causey, 1945)20. Lu. sordellii (Shannon & Del Ponte, 1927)21. Lu. vattierae (Le Pont & Desjeux, 1992)

Grupo MIGONEI (Theodor, 1965)

22. Lu. cortelezzii (Brethes, 1923)23. Lu. migonei (Franca, 1920)24. Lu. sallesi (Galvao & Coutinho, 1939)25. Lu. walkeri (Newstead, 1914)

Grupo VERRUCARUM (Theodor, 1965)

26. Lu. cajamarcensis (Galati, Cáceres & Le Pont, 1995)27. Lu. deorsa (Pérez, Ogusuku, Monge & Young, 1991)28. Lu. maranonensis (Galati, Cáceres & Le Pont, 1995)29. Lu. monticola (Costa Lima, 1932)30. Lu. nevesi (Damasceno & Arouck, 1956)31. Lu. nuneztovari nuneztovari (Ortiz, 1954)32. Lu. pia (Fairchaild & Hertig, 1961)33. Lu. reclusa (Fernández & Rogers, 1991)34. Lu. robusta (Galati, Cáceres & Le Pont, 1995)35. Lu. serrana (Damasceno & Arouck, 1949)36. Lu. suapiensis (Le Pont, Torrez-Espejo & Dujardin, 1997)37. Lu. tihuiliensis (Le Pont, Torrez-Espejo & Dujardin, 1997)38. Lu. tocaniensis (Le Pont, Torrez-Espejo & Dujardin, 1997)39. Lu. verrucarum (Townsend, 1913)

Grupo SAULENSIS (Lewis et al., 1977)

40. Lu. saulensis (Floch & Abonnenc, 1944)

Sub-género PINTOMYIA (Costa Lima, 1932)

41. Lu. fischeri (Pinto, 1926)

Sub-género PRESSATIA (Mangabeira, 1942)

42. Lu. calcarata (Martins & Silva, 1964)43. Lu. choti (Floch & Abonnenc, 1941)44. Lu. triacantha (Mangabeira, 1942)45. Lu. trispinosa (Mangabeira, 1942)

Grupo BAITYI (Theodor, 1965)

46. Lu. gorbitzi (Blancas, 1959/1960)47. Lu. moucheti (Pajot & Le Pont, 1978)

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Sub-género EVANDROMYIA (Mangabeira, 1941)

48. Lu. cerqueirai (Causey & Damasceno, 1945)49. Lu. infraspinosa (Mangabeira, 1941)

50. Lu. sipani (Fernández, Carbajal & Need, 1994)

Sub-género VIANNAMYIA (Mangabeira, 1941)

51. Lu. caprina (Osorno-Mesa, Morales & Osorno, 1972)

52. Lu. furcata (Mangabeira, 1941)

53. Lu. tuberculata (Mangabeira, 1941)

Sub-género PSATHYROMYIA (Barretto, 1962) = Grupo SHANNONI (Theodor, 1965)

54. Lu. abonnenci (Floch & Chassignet, 1947)

55. Lu. campbelli (Damasceno, Causey & Arouck, 1945)

56. Lu. cuzquena (Martins, Llanos & Silva, 1975)

57. Lu. dendrophyla (Mangabeira, 1942)

58. Lu. lutziana (Costa Lima, 1932)

59. Lu. punctigeniculata (Floch & Abonnenc, 1944)

60. Lu. scaffi (Damasceno & Arouck, 1956)

61. Lu. shannoni (Dyar, 1929)

Grupo ARAGAOI (Theodor, 1965)

62. Lu. abunaensis (Martins, Falcao & Silva, 1965)

63. Lu. aragaoi (Costa Lima, 1932)

64. Lu. barrettoi barrettoi (Mangabeira, 1942)

65. Lu. brasiliensis (Costa Lima, 1932)

66. Lu. coutinhoi (Mangabeira, 1942)

67. Lu. runoides (Fairchild & Hertig, 1953)

Grupo DREISBACHI (Lewis et al., 1977)

68. Lu. dreisbachi (Causey & Damasceno, 1945)

69. Lu. ruparupa (Martins, Llanos & Silva, 1976)

Sub-género TRICHOPYGOMYIA (Barreto, 1962) = Grupo LONGISPINA (Theodor,1965)

70. Lu. elegans (Martins, Llanos & Silva, 1976)

71. Lu. turelli (Fernández, Galati, Carbajal & Watts, 1998)

Sub-género NYSSOMYIA (Barreto, 1962)

72. Lu. anduzei (Rozeboom, 1942)

73. Lu. antunesi (Coutinho, 1939)

74. Lu. flaviscutellata (Mangabeira, 1942)

75. Lu. olmeca bicolor (Fairchild & Theodor, 1971)



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76. Lu. richardwardi (Ready & Fraiha, 1975)77. Lu. shawi (Fraiha, Ward & Ready, 1973)78. Lu. umbratilis (Ward & Fraiha, 1973)79. Lu. whitmani (Antúnez & Coutinho, 1939)80. Lu. yuilli yuilli (Young & Porter, 1972)81. Lu. yuilli pajoti (Abonnenc, Leger & Fauran, 1979)

Sub-género TRICHOPHOROMYIA (Barretto, 1962)

82. Lu. acostai (Llanos, 1966)83. Lu. arevaloi (Galati & Cáceres, 1999)84. Lu. auraensis (Mangabeira, 1942)85. Lu. clitella (Young & Pérez, 1994)86. Lu. howardi (Young, 1979)87. Lu. incasica (Llanos, 1966)88. Lu. loretonensis (Llanos, 1964)89. Lu. nemorosa (Young & Pérez, 1994)90. Lu. omagua (Martins, Llanos & Silva, 1976)91. Lu. pastazaensis (Fernández, Carbajal, Alexander & Need, 1993)92. Lu. rostrans (Summers, 1912)93. Lu. sinuosa (Young & Duncan, 1994)94. Lu. ubiquitalis (Mangabeira, 1942)

Sub-género PSYCHODOPYGUS (Mangabeira, 1941)

95. Lu. amazonensis (Root, 1934)96. Lu. ayrozai (Barretto & Coutinho, 1940)97. Lu. carrerai carrerai (Barretto, 1946)98. Lu. chagasi (Costa Lima, 1941)99. Lu. claustrei (Abonnenc, Leger & Fauran, 1979)100. Lu. davisi (Root, 1934)101. Lu. geniculata (Mangabeira, 1941)102. Lu. hirsuta hirsuta (Mangabeira, 1942)103. Lu. lainsoni (Fraiha & Ward, 1974)104. Lu. llanosmartinsi (Fraiha & Ward, 1980)105. Lu. nocticola (Young, 1973)106. Lu. paraensis (Costa Lima, 1941)107. Lu. squamiventris squamiventris (Lutz & Neiva, 1912)108. Lu. yucumensis (Le Pont, Caillard, Tibayrenc & Desjeux, 1986)

Sub-Género MICROPYGOMYIA (Barretto, 1962) = Grupo CAYENNESIS (Theodor, 1965)

109. Lu. cayennensis cayennensis (Floch & Abonnenc, 1941)110. Lu. micropyga (Mangabeira, 1942)

Grupo OSWALDOI (Theodor, 1965)

111. Lu. machupicchu (Martins, Llanos & Silva, 1975)112. Lu. quechua (Martins, Llanos & Silva, 1975)113. Lu. rorotaensis (Floch & Abonnenc, 1944)114. Lu. trinidadensis (Newstead, 1922)

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Sub-género HELCOCYRTOMYIA (Barretto, 1962) = Grupo Vexator (Theodor, 1965)

115. Lu. adamsi (Fernández, Galati, Carbajal, Wooster & Watts, 1998)

116. Lu. ayacuchensis (Cáceres & Galati, 1988)

117. Lu. blancasi (Galati & Cáceres, 1990)

118. Lu. caballeroi (Blancas, Cáceres, & Galati, 1989)

119. Lu castanea (Galati & Cáceres, 1994)

120. Lu. chavinensis (Pérez & Ogusuku, 1999)

121. Lu gonzaloi (Ogusuku, Canales & Pérez, 1997)

122. Lu. guderiani (Torres-Espejo, Cáceres & Le Pont, 1995)

123. Lu. imperatrix (Alexander, 1944)

124. Lu. kirigetiensis (Galati & Cáceres, 1992)

125. Lu. monzonensis (Ogusuku, Canales & Pérez, 1997)

126. Lu. munaypata (Ogusuku, Chevarría, Porras & Perez, 1999)

127. Lu. noguchii (Shannon, 1929)

128. Lu. osornoi (Ristorcelli & Van Try, 1941)

129. Lu. pallidithorax (Galati & Cáceres, 1994)

130. Lu. peruensis (Shannon, 1929)

131. Lu. pescei (Hertig, 1943)

132. Lu. quillabamba (Ogusuku, Chevarría, Porras & Pérez, 1999)

133. Lu. reclusa (Fernández & Rogers, 1991)

134. Lu. rispaili (Torres-Espejo, Cáceres & Le Pont, 1995)

135. Lu. scorzai (Ortiz, 1965)

136. Lu. tejadai (Galati & Cáceres, 1990)

137. Lu. wattsi (Fernández, Carbajal, Astete & Wooster, 1998)

Especies no agrupadas:

138. Lu. oligodonta (Young, Pérez & Romero, 1985)

139. Lu. pia (Fairchild & Hertig, 1961)

140. Lu. pisuquia (Ogusuku, Guevara, Revilla, Inga & Pérez, 2001)

4.5 CARACTERÍSTICAS DIFERENCIALES A NIVEL DE GÉNEROS (Figura Nº 13)

4.5.1 Género Warileya (Hertig, 1948)

4.5.1.1 Este género se diferencia mediante la venación de las alas a nivel de la radial 2+3+4 ó gamma, que

se cruza con el arco radial medio, las medidas cortas de los palpos y los segmentos antenales largos.

En las hembras que tienen adaptada su proboscis para picar, carecen de dientes cibariales. La

sutura interocular es completa y carecen de setas en el episternum (Lewis, 1977).

4.5.1.2 En ambos sexos: el palpómero V es mayor que el palpómero III y presenta cerdas en el clipeo.

4.5.2 Género Brumptomyia (Franca & Parrot, 1921)

4.5.2.1 En este género, la sutura interocular es completa, mientras que en el género de las Lutzomyia es

incompleta, carácter importante para distinguir. La sutura post - frontal de estos flebotominos cuando

es completa se ensambla a la sutura interantenal (Lewis, 1977).



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4.5.2.2 En ambos sexos: las cerdas occipitales están distribuidas por toda la superficie, el palpómero III tiene

un par de cerdas espiniformes en la región apical y el esternito II presenta escamas en la región

basal. La hembra presenta el cibarium con la armadura bucal formada por dientes horizontales,

dispuestos en cuatro columnas.

4.5.3 Género Lutzomyia (Franca, 1924).

4.5.3.1 Género que agrupa un buen número de flebotominos y se subdivide en varios subgéneros y grupos

(Fairchild, 1955; Barretto, 1962; Theodor, 1965). La morfología de las diversas especies son variables

y algunas de ellas forman grupos no definidos.

4.5.3.2 En ambos sexos: Ausencia de ascoides en el último flagelómero AXVI.

4.5.3.3 En los machos, el penúltimo flagelómero AXVI presenta ascoides en número variable, con papilas

por lo menos en dos tergitos abdominales, gonostilo con una o dos espinas apicales (frecuentemente

una de ellas transformada en cerda espiniforme, insertada preapicalmente). En tanto las hembras

presentan de uno a dos pares de ascoides en el penúltimo flagelómero AXV, el cibario con un área

esclerosada estrecha y dientes verticales poco numerosos, dispuestos en una o dos hileras

transversales, lateralizados o ausentes (Galati, 1995).

Fuente: Rev Bras Entomol Sao Paulo 1999; 43 (3-4): 293.

Figura Nº 13. Diferenciación de los géneros Brumptomyia, Lutzomyia y Warileya, a nivel de la sutura interocular señalada

Brumptomyia quimperi Lutzomyia (T) arevaloi Warileya leponti

28



4.6 CARACTERÍSTICAS DIFERENCIALES A NIVEL DE SUB-GÉNEROS: Helcocyrtomyia,

Psychodopygus y Lutzomyia

4.6.1 Sub-género Helcocyrtomyia (Barretto, 1962)

4.6.1.1 Los flagelómeros AXII y AXIII carecen de sensillas en roseta. El tarsómetro I es mayor que la suma de

los tarsómetros II+III+IV+V.

4.6.1.2 Los machos presentan cinco espinas fuertes en el dististilo, siendo dos de ellas apicales, además

que el basistilo presenta un mechón de cerdas en la región basal o media.

4.6.1.3 Según Galati (1995), este sub-género presenta tres series: la serie sanguínea (con el 4to. y 5to. palpómero

reducidos), la serie osornoi (con el 4to. palpómero reducido) y la serie peruensis (con los lóbulos

laterales largos).

4.6.2 Sub-género Psychodopygus (Mangabeira,1941).

4.6.2.1 Ambos sexos presentan el 5to palpómero reducido y carecen de ascoides en los dos últimos

flagelómeros AXV y AXVI. Los machos presentan ascoides largos en AIV, un gonostilo con espina

apical, y carecen de cerda espiniforme preapical y de papilas en los tergitos abdominales. En tanto,

la hembra presenta el cibarium con un área esclerosada que ocupa gran extensión y los dientes

verticales frecuentemente son muy numerosos, bien desarrollados y dispuestos en varias hileras

transversales.

4.6.2.2 Ambos sexos también presentan el segmento AIII con sensilas en roseta en la región preascoidal y

cerdas simples en AXI a AXVI. Además, las hembras tienen el cibario dotado de dos o más pares de

dientes horizontales (raramente cuatro pares) y la espermateca presenta cuerpos y ductos individuales

formados por segmentación imbrincada.

4.6.3 Sub-género Lutzomyia (Franca, 1924).

4.6.3.1 En los machos, el gonostilo tiene un número variable de espinas apicales, el tarsómero I es menor

que la suma de los tarsómeros II+III+IV+V y presentan parámeros (con rosetas, con apéndices o con

cuernos largos). En tanto que las hembras el cibarium presenta un arco esclerosado completo

y la espermateca tienen el cuerpo anillado.

4.7 CARACTERISTICAS DIFERENCIALES DEL GRUPO Verrucarum

4.7.1 Grupo Verrucarum (Theodor, 1965)

4.7.1.1 En ambos sexos el palpómero V es mayor que el palpómero III, observándose en este último las

espinas de Newstead.

4.7.1.2 Los machos presentan antenas con ascoides cortos, un ápice que generalmente llega hasta la mitad

del segmento, un ascoide en el flagelómero AXV, ausencia de sensilas en las rosetas de AXII al AXVI,



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los dististilos con 3 o 4 espinas fuertes y una cerda espiniforme preapical, los basistilos con o sin tufo

de cerda, y los lóbulos laterales con un ápice de forma redondeada y con parámeros simples.

4.7.1.3 Las hembras presentan ascoides cuyo ápide pueden llegar hasta la región subapical del segmento,

hipofaringe con dientes, un cibario con 4 dientes horizontales (los verticales dispuestos en 1 ó 2

hileras transversales) y un arco esclerosado completo, las espermatecas con un ducto común largo,

el cuerpo predominantemente vesiculoso con estriación transversal, con o sin anillo apical y una

cabeza visible (Galati, 1994).

30



SECCIÓN 5

INCRIMINAR DE Lutzomyia COMO VECTORES DE LEISHMANIOSIS Y ENFERMEDAD DE CARRIÓN

5.1 CRITERIOS PARA INCRIMINAR Lutzomyia COMO VECTORES DE PATÓGENOS AL HOMBRE

5.1.1 Los criterios esenciales para incrimar una especie de Lutzomyia como vector de Leishmaniosis son:

5.1.1.1 Tiene que ser antropófilo, es decir, debe picar a humanos.

5.1.1.2 Debe tener cierto grado de zoofilia, es decir, picar animales, para considerarse como posibles vectores

en ciclos zoonóticos.

5.1.1.3 Se le debe encontrar infectado naturalmente con el agente etiológico y deben haber ocurrido repetidos

aislamientos del mosquito y su respectiva identificación de la especie de Bartonella sp., Leishmania

sp. o virus, que debe ser semejante a la encontrada en el paciente.

5.1.1.4 Los estudios deben demostrar que existe preferencia alimentaria por los hospederos reservorios.

5.1.1.5 El vector debe favorecer el crecimiento del agente etiológico, permitiendo su adaptación, desarrollo

hasta llegar a la fase infectante y transmitirlo a un vertebrado mediante picadura.

5.2. Lutzomyia INCRIMINADAS COMO VECTORES NATURALES DE LA Bartonella bacilliformis,PATOGENO DE LA ENFERMEDAD DE CARRIÓN (VERRUGA PERUANA)

5.2.1 En el Perú, las áreas endémicas de la enfermedad de Carrión, están ubicadas en los valles occidentales

del norte, centro y en los valles interandinos del norte, centro y sur; asimismo, se han presentado

casos de esta enfermedad en localidades de algunas provincias que se ubican en selva alta, tales

como Bongará, Utcubamba, Bagua y parte de Luya (Amazonas); Huamalíes y Dos de Mayo (Huánuco);

San Ignacio, Jaén y Cutervo (Cajamarca) y La Convención (Cusco).

5.2.2 En las áreas donde la enfermedad de Carrión es endémica, Lu. (Pifanomyia) verrucarum (Townsend,

1913) está considerada como el vector principal. Esta es una especie antropofílica, con hábitos

domésticos, propia de ambientes rurales y periurbanos. La distribución geográfica de esta especie

se superpone con las áreas verrucógenas del Perú.

5.2.3 Recientemente, mediante la técnica de reacción en cadena de la polimerasa (PCR), se ha detectado

Bartonella bacilliformis en ejemplares de Lu. verrucarum capturados en áreas verrucógenas de la

provincia de Caraz (Ancash); asimismo, se ha detectado B. Bacilliformis en Lu. peruensis procedentes

de localidades donde se presentaron casos de bartonellosis humana en la provincia de Urubamba

(Cusco).

5.2.4 Entre las especies de Lutzomyia incriminadas como vectores de la enfermedad de Carrión en los

valles occidentales, interandinos y selva alta, citamos las siguientes:

5.2.4.1 Lutzomyia (Helcocyrtomyia) peruensis (Shannon, 1929): Especie presente en los valles occidentales

e interandinos. En los valles occidentales tiene una distribución geográfica que va desde los 5º hasta



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los 13º de LS, mientras que en los valles interandinos se le encuentra en algunas localidades del

valle de Cajamarca y Cajabamba (Cajamarca), Callejón de Huaylas y Conchucos (Ancash) y del

valle Sagrado de los Incas (Cusco).

5.2.4.2 Lutzomyia gorbitzi (Blancas,1960): Pertenece al Grupo Baityi. Es una especie que se ha adaptado

a altitudes bajas (entre los 800 y 2200 msnm) de algunas localidades de Ancash. También ha sido

reportado en localidades de la provincia de Huancabamba (Piura).

5.2.4.3 Lutzomyia maranonensis (Galati, Cáceres & Le Pont, 1995): Es una especie que se encuentra en

localidades donde Lutzomyia verrucarum está ausente, aunque son consideradas áreas endémicas

de enfermedad de Carrión. Estas son: provincias de Jaén, San Ignacio y Chota (Cajamarca) y Bagua,

Utcubamba, Bongará y Rodríguez de Mendoza (Amazonas). Es una especie muy antropófila y zoófila,

con hábitos exclusivamente rurales, pero hay que considerar que un número limitado de individuos

ingresa a las viviendas.

5.2.4.4 Lutzomyia robusta (Galati, Cáceres & Le Pont, 1996): Esta especie se localiza en las mismas

provincias donde está presente Lu. maranonensis.

5.2.4.5 Lutzomyia serrana (Damasceno & Arouck, 1949): Especie incriminada como vector potencial de la

enfermedad de Carrión en las localidades del distrito de Monzón, provincia de Huamalies (Huánuco),

donde Lu. verrucarum hasta el momento no ha sido reportada. También está presente en La

Convención (Cusco) que, conjuntamente con Lu. verrucarum, Lu. peruensis y otras especies de

Lutzomyia han podido ocasionar los brotes de enfermedad de Carrión en 1997 y que se prolonga

hasta la actualidad. Esta especie ha sido capturada en otras áreas donde hasta el momento se han

presentado casos de verruga peruana.

5.2.4.6 Lutzomyia (Helcocyrtomyia) pescei (Hertig, 1943): Durante el brote de la enfermedad de Carrión

ocurrido entre 1959 y 1960 en el valle interandino del Mantaro, que abarcó los departamentos de

Junín, Huancavelica y Ayacucho, conocida con el nombre de "Epidemia de Anco", se realizaron

estudios entomológicos antes de la fumigación, llegando a capturar dos especies de Lutzomyia: Lu.

pescei y Lu. bicornuta. La primera, se encontró en las áreas donde se presentaron los casos de

enfermedad de Carrión, mientras que la segunda se capturó en lugares distantes del brote.

Por tal motivo, se implica a Lu. pescei como el vector potencial de la enfermedad de Carrión en las

provincias de Cajabamba (Cajamarca); Huancavelica, Churcampa y Tayacaja (Huancavelica); Cangallo

(Ayacucho); y recientemente en Urubamba y Quispicanchis (Cusco).

5.3. Lutzomyia INCRIMINADAS COMO VECTORES NATURALES DE PATÓGENOS DE LASLEISHMANIOSIS TEGUMENTARIA EN LOS VALLES OCCIDENTALES E INTERANDINOS

5.3.1 Estudios relacionados con la finalidad de determinar el vector o los vectores de la leishmaniosis

tegumentaria en el Perú, también conocida en el área como "uta", han sido realizados por

investigadores extranjeros y nacionales. Todos los investigadores han centrado sus estudios en los

valles occidentales y ciertos valles interandinos. Poco o casi nada se sabe respecto a la intervención

de las diferentes especies de Lutzomyia en la transmisión de la leishmaniosis tegumentaria en la

selva alta y en el llano amazónico. Por este motivo, a continuación se menciona las especies de

Lutzomyia consideradas como vectores de la leishmaniosis cutánea andina:

32



5.3.1.1 Lutzomyia (Helcocyrtomyia) ayacuchensis (Cáceres & Galati, 1988)

a. Es una especie muy antropofílica, además que se alimenta de la sangre de animales domésticos ysilvestres. Ha sido descrita con ejemplares capturados en áreas utógenas de las provincias deParinacochas y Lucanas (Ayacucho), entre 1400 y 2950 msnm.

b. La Leishmania que infecta en forma natural a esta Lutzomyia ha sido caracterizada como Leishmania(Viannia) peruviana utilizando las técnicas de electroforesis de isoenzimas, PCR y cariotipajemolecular (Dujardin JC et al., 1993).

c. En las provincias de Parinacochas y Lucanas (Ayacucho), así como en San Ignacio y Chota(Cajamarca) muestran hábitos extradomiciliarios, aunque ocasionalmente ingresan a las viviendas.En Huancabamba (Piura) ejemplares de esta especie han sido capturados en el interior de las viviendasy en peridomicilios en pocas cantidades.

d. Además de las localidades peruanas mencionadas, están presentes en las provincias de Azuay yChimborazo (Ecuador). En estas provincias, la especie ha sido encontrada infectada naturalmentecon Leishmania (Leishmania) mexicana.

5.3.1.2 Lutzomyia (Helcocyrtomyia) peruensis (Shannon, 1929)

a. Esta especie de "titira" ha sido descrita con ejemplares capturados en localidades pertenecientes a laprovincia de Huarochirí (Lima) y está presente en la mayoría de las áreas utógenas del Perú. Es unaespecie muy antropófila, que también se alimenta de la sangre de animales domésticos y silvestres.En localidades donde la "uta" es endémica, esta especie de Lutzomyia se ha capturado en el intra,peri y extradomicilio de zonas rurales.

b. Lutzomyia peruensis ha sido incriminada como vector de la "uta" desde muchos años atrás, medianteevidencias epidemiológicas. A partir de 1980, se iniciaron estudios en forma sistemática y continuadacon la finalidad de demostrar el papel que cumple como vector natural de la "uta", siendo Herrer(1982) quien dió a conocer que esta especie era efectivamente un vector natural de esta enfermedad.

c. Estudios posteriores encontraron cuatro ejemplares de Lu. peruensis infectados naturalmente conLeishmania sp. Estos ejemplares fueron capturados en áreas utógenas de la provincia de Otuzco (LaLibertad).

d. Investigadores del Instituto de Medicina Tropical "Alexander von Humboldt" de la Universidad PeruanaCayetano Heredia, comunicaron el aislamiento de Leishmania sp. de Lu. peruensis procedentes dezonas utógenas de Bolognesi (Ancash), identificándose como Leishmania peruviana. Posteriormente,lograron detectar mediante PCR Leishmania pertenecientes al subgénero Viannia en ejemplares deLu. peruensis procedentes de Huarochirí (Lima), zona endémica de "uta".

Es una especie propia del Perú que está presente en los valles occidentales del norte y centro, asicomo en ciertas provincias de los valles interandinos. Con frecuencia se capturan sobre los 1600msnm y, en menor cantidad, por encima de los 3100 msnm.

5.3.1. 3 Lutzomyia (Helcocyrtomyia) tejadai (Galati & Cáceres, 1990)

a. Especie descrita con ejemplares procedentes de localidades pertenecientes a la provincia de Huánuco(Huánuco), consideradas áreas endémicas de leishmaniosis tegumentaria. Es una especie

antropofílica, pero también pica animales domésticos y silvestres.



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b. En ejemplares de esta especie, capturadas en el interior de las viviendas de áreas leishmaniósicasdel valle interandino de Higueras, afluente del río Huallaga (Huánuco), se ha detectado mediante

PCR Leishmania perteneciente al sub-género Viannia. Investigadores de Inglaterra la han encontrado

infectada en forma natural con Leishmania pertenecientes al sub-género Viannia, dichos ejemplares

fueron capturados en zonas de leishmaniosis de la provincia de Huánuco.

c. Se ha encontrado en cantidades elevadas en el interior de las viviendas, en el peri y extradomicilio.

Hasta el momento ha sido registrada solamente en áreas localizada de los valles interandinos con

afluentes del río Huallaga de las provincias de Huánuco, Ambo, Pachitea, Huamalíes (Huánuco) y

Daniel A. Carrión (Pasco).

5.4 Lutzomyia INCRIMINADAS COMO VECTORES DE PATÓGENOS DE LAS LEISHMANIOSISTEGUMENTARIA

Entre estas especies tenemos las siguientes:

5.4.1 Lutzomyia verrucarum (Townsend, 1913)

5.4.1.1 Especie propia del Perú. Esta "titira" fue descrita con ejemplares procedentes de localidades de

Huarochirí (Lima). Es antropófila y zoófila, capturándose en mayor número en el interior de las

viviendas, aunque también ha sido capturada en el peri y extradomicilio de zonas rurales.

5.4.1.2 Está presente en los valles occidentales del norte y centro del Perú, desde Ayabaca (Piura) hasta

Huaytara (Huancavelica), encontrándose en altitudes comprendidas entre 1100 y 2980 msnm. En losvalles interandinos del centro y sur, están presentes desde los 1200 hasta los 3200 msnm, a lo largodel Valle de Cajamarca, Cajabamba y Celendín (Cajamarca); en Utcubamba, Bogará, Luya yChachapoyas (Amazonas); en Bolívar y Pataz (La Libertad); en todas las provincias que integran elCallejón de Huaylas y Conchucos (Ancash); en Marañón, Huamalíes, Huacaybamaba, Dos de Mayo,Harowilca y Huánuco (Huánuco); y en La Convención y Paucartambo (Cusco).

5.4.1.3 En áreas utógenas de la provincia de Huarochirí (Lima) se han llevado a cabo investigaciones conLu. verrucarum, obteniéndose como resultado la detección de Leishmania del sub-género Vianniamediante PCR, motivo por el cual es considerada vector potencial de esta enfermedad.

5.4.2 Lutzomyia (Helcocyrtomyia) pescei (Hertig, 1943)

5.4.2.1 Especie propia del Perú. Ha sido descrita con ejemplares capturados en localidades utógenas de laprovincia de Andahuaylas (Apurímac). Es una "titira" que pica humanos, animales domésticos ysilvestres. Se ha capturado en el interior de las viviendas, lugares donde encierran animalesdomésticos, cuevas y raíces de árboles. Se le encuentra con frecuencia en localidades ubicadasentre los 2200 y 3300 msnm.

5.4.2.2 En las provincias de Andahuaylas (Apurímac) y Calca (Cusco) se le incrimina como vector potencialde la leishmaniosis tegumentaria por evidencias epidemiológicas, pues en dichas provincias estaespecie ha sido capturada en localidades endémicas.

5.4.2.3 También están presentes en Cajabamba (Cajamarca); Huancavelica, Churcampa y Tayacaja(Huancavelica); Cangallo (Ayacucho); Urubamba y Quispicanchis (Cusco); Huancayo (Junín) y Cerro

de Pasco (Pasco).

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SECCIÓN 6

GLOSARIO

6.1 antenómero: cada segmento que conforman las antenas.

6.2 antenómeros: se refiere a los 16 segmentos insertados uno a continuación de otro y que constituyenla antena.

6.3 ascoide: estructura translúcida, hialina a manera de espinas insertadas en el tercio proximal o distalde la mayoría de los segmentos de la antena.

6.4 basistilo: estructura alargada de la genitalia del macho adulto, que emerge de la parte final y superiordel abdomen.

6.5 cápsula cefálica: área esclerotizada de la cabeza que contiene los órganos cefálicos

6.6 cerda espiniforme: pelo del cuerpo de los flebotominos que nacen de una inserción y terminan enforma puntiaguda.

6.7 cibario o cibarium: estructura quitinosa localizado en la parte interna de la cabeza, que constituye lacavidad bucal.

6.8 dientes horizontales: estructuras quitinosas del cibarium que se presentan en un solo plano y selevantan en un solo plano.

6.9 dientes laterales: estructuras quitinosas del cibarium que se presentan a los lados del arco cibarial

6.10 dientes verticales: estructuras quitinosas del cibarium que se presentan en dos planos (horizontal yvertical).

6.11 dististilo: estructura alargada de la genitalia del macho adulto que emerge conectada al basistilo enla parte más distal.

6.12 endofilia: tendencia del insecto a reposar en el día o noche en el interior de una vivienda

6.13 epifaringe: estructura bucal de una Lutzomyia que forma parte de la proboscis

6.14 espermateca: saco o reservorio de la genitalia de la hembra que recibe y almacena la esperma delos machos.

6.15 espinas de Newstead: estructura a manera de cepillo que se inserta en los palpos y tienen funciónsensitiva.

6.16 espina interna: estructura que se inserta en la cara interna del dististilo

6.17 esternitos: estructuras o escleritos ventrales ubicados en el tórax

6.18 exofilia: tendencia del mosquito a reposar fuera del domicilio

6.19 exhuvia: piel que deja la larva en su metamorfosis

6.20 faringe: estructura del aparato digestivo que se conecta al estómago y que se observa en la parteposterior de la cabeza como una estructura quitinosa con estrías o espinas.



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6.21 flagelómero: se le denomina a cada uno de los segmentos que conforman el flagelo, tercer apéndiceo apéndice distal de la antena después del escapo y pedicelo, los cuáles no tienen músculos y son deforma cilíndrica, a excepción de los tres últimos que son a manera de conos.

6.22 furcas metatoráxicas: estructuras quitinosas a nivel del abdomen del insecto y que les sirven de ejeo soporte interno.

6.23 gonocoxito: estructura caudal que continúa al abdomen y que forma parte de la gonapofisis inferior.Es llamada tambien gonopodio.

6.24 hematofágica: hábito del mosquito hembra para alimentarse de sangre, ya sea del hombre o deanimales de sangre caliente o fría.

6.25 hipofaringe: estructura del aparato bucal de la Lutzomyia que se encuentra detrás en la parte inferiorde los estiletes maxilares.

6.26 labro-epifaringe: estructura del aparato bucal de la Lutzomyia que se encuentra encima de losestiletes maxilares.

6.27 metafémur: fémur posterior del tercer par de patas de un insecto

6.28 metatarsómero: segmentos tarsales del último par de patas o posteriores

6.29 metatibia: es la tibia posterior del tercer par de patas de un insecto

6.30 metepisternum: es la parte del episternum que se pone en contacto con el abdomen

6.31 palpómero: segmento del palpo que se encuentra en la cabeza

6.32 papilas: estructura pequeña evaginada

6.33 parámero: estructura de la genitalia del macho que tiene forma característica para diferenciar especies

6.34 proboscis: conjunto de apéndices y estiletes que conforman el aparato picador-chupador de lasLutzomyia y que se inserta en la parte anterior de la cabeza.

6.35 sensilas en roseta: estructura sensitiva de las antenas que tienen una especie de pelos

6.36 sutura interantenal: estructura limítrofe entre las antenas que al juntarse forma una línea

6.37 sutura interocular: estructura limítrofe entre los ojos compuestos que no se llegan a juntar en elcaso de las Lutzomyia.

6.38 tufo del coxite: estructura a manera de peine con diferentes bases que se encuentran adornando elcoxite o basistilo.

6.39 tergitos: segmento quitinoso de la parte ventral del abdomen

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BIBLIOGRAFÍA

• Barretto MP. Observaciones sobre la biología de Phlebotomus intermedius Luz e Neiva 1912 (Diptera:

Psychodidae) em condicoes experimentais. Ann Fac Med Sao Paulo 1940; 16: 143-61.

• Barretto MP. Morfología dos huevos, larvas e pupas de algunos flebotomos de Sao Paulo. An Fac

Med Sao Paulo 1941; 17: 357-532.

• Cáceres GA, Villaseca P, Llanos-Cuentas A. Actividad horaria nocturna de Lutzomyia ayacuchensis

(Diptera: Psychodidae, Phlebotominae) en área utógena de Parinacochas (Ayacucho, Perú).

V Congreso Panamericano de Infectología. Lima; 1991.

• Cáceres GA, Galati BAE, Pinto J, Paredes R, Reátegui R, Pérez J, et al. Psychodidae (Diptera)

del Perú I. Phlebotominae en Huánuco, Pasco y Cusco, su relación con la enfermedad de Carrión y

la leishmaniasis tegumentaria. Rev Per Bio 2000; 7: 27-42.

• Cáceres GA. Especies de Lutzomyia (Diptera: Psychodidae), vectores de la uta en el Perú. Rev Per

Entomol 1995; 38: 23-6.

• Christensen HA. Colonization of Lutzomyia trinidadensis and Lutzomyia verpertillionis (Diptera:

Psychodidae). Ann Entomol Soc Amer 1972; 65: 683-6.

• CIDEIM. Curso de Entomología. Programa de Capacitación. Atlanta: CDC/OMS; 1994. p. 220.

• Davies CR, Lane RR, Villaseca P, Pyke S, Campos P, Llanos-Cuentas A. The relationship between

CDC light-trap and human-bait catches of endophagic sandflies (Diptera: Psychodidae) in the peruvian

andes. Med Vet Entomol 1995; 9: 241-8.

• Dujardin JC, Llanos-Cuentas A, Cáceres A, Arana M, Dujardin JP, Guerrini F, et al. Molecular

kariotipe variation in Leishmania (Viannia) peruviana: indication of geographical population in Peru

distributed along a north-south cline. Ann Trop Med Parasitol 1993; 87: 335-47.

• Endris RG, Perkins PV, Young DG, Johnson RN. Techniques for laboratory rearing of sandflies.

Mosq News 1982; 42: 400-7.

• Fernández M, Cáceres GA. Apuntes sobre colonización de Lutzomyia ayacuchensis, Cáceres &

Galati, 1988 (Diptera: Psychodidae). Biociencias 1992; 1:10-2.

• Galati EA, Cáceres GA. Descricao de Lutzomyia pallidithorax sp. n.e. de Lutzomyia castanea sp. n.

do Peru e analisis cladistica das series do subgenero Helcocyrtomyia barretto (Diptera: Psychodidae).

Rev Bras Entomol 1994; 38(2): 471-88.

• Lewis DJ, Young DG, Fairchild GB, Minter DM. Proposals for a stable classification of the

Phlebotomine sandflies (Diptera:Psychodidae). System Entomol 1977; 2: 319-32.

• Galati BAE, Cáceres GA, Le Pont F. Descricoes de duas especies novas de Phlebotominae (Diptera:

Psychodidae) e consideracoes sobre o sub-género Pifanomyia (Ortiz & Scorza). Rev Bras Entomol

1995; 39 (2):431-46.



MPR-CNSP-012

• Galati BAE. Phylogenetic systematics of Phlebotominae (Diptera: Psychodidae) with emphasis on

american groups. Bol Direcc Malariol y San Amb 1995; 35: 133-42.

• Galati EA, Cáceres GA. Descricao de tres novas Phlebotominae (Diptera: Psychodidae) do

departamento de Pasco, Perú. Rev Bras Entomol Sao Paulo 1999; 43 (3-4): 293-9.

• Hertig M, Johnson P. The rearing of Phlebotomus Sandflies (Diptera: Psychodidae) I. Technique.

Ann Entomol Soc Am 1961; 54 (6): 753-4.

• Lewis DJ, Young DG, Fairchild GB, Minter DM. Proposals for a stable classification of the

Phlebotomine sandflies (Diptera: Psychodidae). System Entomol 1977; 2: 319-32.

• Llanos ZB. Los flebotomos del Perú y su distribución geográfica. Rev Per Entomol 1981; 24 (1): 183-4.

• Morales A. Congelando Lutzomyia sp. para la conservación de promastigote. Cali: Instituto Nacional

de Salud; 1987.

• Ogusuku E, Pérez JE. Duración de los estadíos inmaduros de Lutzomyia peruensis y Lu. verrucarum

(Diptera:Psychodidae, Phlebotominae) del Perú. Rev Per Entomol 1996; 38: 27-8.

• Pérez JE, Villaseca P, Llanos-Cuentas A, Campos M, Guerra H. Técnicas para colectar titiras

(Lutzomyia sp. Diptera Psychodidae) en ambientes altoandinos peruanos. Rev Per Entomol 1987;

30: 77-80.

• Pérez JE, Villaseca P, Cáceres GA, López M, Zolessi A, Campos M, et al. Leishmania (Viannia)

peruviana isolated from the sandfly Lutzomyia peruensis (Diptera: Psychodidae) and a sentinel hamster

in the Huayllacayan Valley. Ancash, Perú. Trans R Soc Trop Med Hyg 1991; 85: 60.

• Villaseca P, Llanos-Cuentas A, Pérez E, Davies CR. A comparative field study of the relative

importance of Lutzomyia peruensis and Lutzomyia verrucarum as vector of cutaneous leishmaniasis

in the peruvian andes. Am J Trop Med Hyg 1993; 49(2): 260-9.

• Young D, Arias JR. Phlebotomus: vectores de la leishmaniasis en las Américas. Washington: OPS;

1992. Cuaderno Técnico N°33.

• Young D, Duncan MA. Guide to the identification and geographic distibution of Lutzomyia sandflies in

Mexico, the West Indies, Central and South America (Diptera: Psychodidae). Mem Amer Entomol Inst

1994; 54: 1-881.

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