manual de prácticas de patología veterinaria

PATOLOGÍA VETERINARIA

DELGADO, G. R.

CEPEDA, E. H

Torreón, Coahuila. México Agosto de 2011

Manual de Prácticas de Patología Veterinaria Agosto de 2011

M.C.V. RAMON ALFREDO DELGADO GONZALEZ

M.C. MARÍA HORTENSIA CEPEDA ELIZALDE

2

LA NECROPSIA EN LOS

ANIMALES DOMESTICOS

DELGADO, G. R.

CEPEDA, E. H.

Torreón, Coahuila. México Agosto de 2011




3

M.V.Z. M.C. Ramón Alfredo Delgado González.

Profesor de Patología

Departamento de Ciencias Médico Veterinarias

Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro, URL

Miembro de la Sociedad Mexicana de Patólogos Veterinarios, A.C.

Patólogo Veterinario aprobado por el Consejo Mexicano

de Certificación en Anatomopatología Veterinaria, A.C.

M.V.Z. E.P. M.C. María Hortensia Cepeda Elizalde

Profesora de Patología

Departamento de Ciencias Médico Veterinarias


Miembro de la Sociedad Mexicana de Patólogos Veterinarios, A.C.

Patóloga Veterinaria aprobada por el Consejo Mexicano

de Certificación en Anatomopatología Veterinaria, A.C.

La necropsia en los animales domésticos.

2ª Edición. Agosto de 2011.


División Regional de Ciencia Animal.

Departamento de Ciencias Médico Veterinarias.

Periférico y Carretera a Santa Fe.

Torreón, Coahuila.




4

INDICE

Página

ORGANIZACIÓN 6

I. INTRODUCCIÓN 7

II. OBJETIVOS Y FINALIDAD DE LA NECROPSIA 8

III. EL PROTOCOLO DE NECROPSIAS 10

IV. LA HISTORIA CLINICA 11

V. PREPARATIVOS PARA LA NECROPSIA 13

VI. METODOS DE EUTANASIA 17

VII. CAMBIOS POSTMORTEM 20

VIII. TÉCNICA DE NECROPSIAS 22

1) Inspección externa 22

2) Incisión primaria 22

3) Incisión secundaria 24

4) Inspección por sistemas 26

a. Órganos torácicos 26

b. Órganos abdominales 28

c. Órganos pélvicos y riñones 31

d. Las articulaciones 32

e. Inspección de la cabeza 32

IX. TOMA DE MUESTRAS 34

X. DESCRIPCION DE LESIONES 38

XI. INTERPRETACION DE LESIONES 40

XII. APÉNDICES 47

Apéndice 1. Registro de casos. 47

Apéndice 2. El protocolo de necropsias. 48

Apéndice 3. La historia clínica. 50

XIII. LITERATURA RECOMENDADA 52




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ÍNDICE DE FIGURAS

Página

Figura 1. Sala de necropsias de la Unidad de Diagnóstico de la UAAAN, URL 13

Figura 2. Ropa para necropsias 15

Figura 3. Instrumental para necropsias 15

Figura 4. Material para toma de muestras 16

Figura 5. Aturdidor de perno cautivo para el sacrificio de los animales domésticos 18

Figura 6. Cambios postmortem 19

Figura 7. Posición en decúbito lateral izquierdo de los rumiantes 22

Figura 8. Incisión primaria y desarticulación de miembros 23

Figura 9. Revisión de articulaciones 23

Figura 10. Extracción de lengua 24

Figura 11. Incisión secundaria. Corte de costillas con costotomo 25

Figura 12. Posición y situación de los órganos 25

Figura 13. Revisión de laringe y extracción de pulmones y corazón 26

Figura 14. Inspección del contenido del pericardio cortes del corazón 27

Figura 15. Inspección de laringe, tiroides, tráquea, bronquios y pulmón 28

Figura 16. Inspección del hígado 28

Figura 17. Inspección de la posición y extracción de órganos digestivos 29

Figura 18. Inspección de intestinos, preestómagos, estómago y mesenterio 30

Figura 19. Inspección del bazo 30

Figura 20. Inspección del riñón en su superficie y en corte longitudinal 31

Figura 21. Inspección de la cabeza 32

Figura 22. Extracción de encéfalo 33

Figura 23. Bronconeumonía fibrinosa. 40

Figura 24. Corazón redondo (forma de balón) con hipertrofia. 41

Figura 25. Hemangioma en bazo de canino 42

Figura 26. Enteritis fibrinonecrótica. Salmonella spp 44

Figura 27. Nefritis intersticial crónica. Leptospira spp 45

Figura 28. Hemangioma en vejiga urinaria por Pteridium aquilinum 46




6

ORGANIZACIÓN

Clases

Las clases se realizarán conforme al horario establecido y en las aulas programadas.

Cada estudiante deberá contar con un cuaderno exclusivo para el curso de patología

en el que registrará sus consultas, notas de clase y notas sobre las prácticas.

Sobre cada tema el alumno deberá hacer la consulta documental respectiva y tomar

notas de lo más relevante, asentando las referencias bibliográficas correspondientes.

Es conveniente que la consulta no se limite a sólo un libro, sino que incluya varios y

se complemente con artículos de revistas y, en especial, con reportes de casos.

En las sesiones de clase el maestros presentará los temas, los estudiantes

comentarán sus consultas y hallazgos de las prácticas, plantearán sus dudas e

inquietudes.

En un cuaderno el alumno elaborará un glosario con todos los términos que no le

resulten claros y consultará sus definiciones en diccionarios y libros de texto.

Prácticas

Antes de cada práctica el alumno deberá hacer la consulta documental respectiva

Las prácticas se llevarán a cabo en la Unidad de Diagnóstico bajo la supervisión del

maestro.

Para la realización de las prácticas los estudiantes se organizarán en equipos.

Cada equipo deberá conseguir oportunamente los animales u órganos

correspondientes, así como el equipo o instrumentos necesarios para la realización

de la práctica.

Durante las prácticas los estudiantes deberán usar bata u overol, mandil guantes,

botas de hule y cubrebocas.

De cada práctica deberá elaborarse un reporte que incluya la síntesis de la consulta

bibliográfica sobre el tema, la descripción del procedimiento seguido y los

hallazgos.

Los cadáveres serán depositados en bolsas negras de basura y llevados al horno

crematorio.

Se lavará y desinfectará el área donde se realizó la necropsia, así como el

instrumental.

Los reportes de práctica deberán entregarse en la semana siguiente a su realización.

Evaluación

Revisiones del cuaderno y glosario: 10%

Evaluaciones parciales: 70%

Prácticas: 20%

Conforme a la reglamentación respectiva, la calificación mínima para ser aprobado es de

7.0 (siete). Se deberá tener un 85% de asistencia para tener derecho a examen ordinario y

80% para extraordinario. Asistir a menos del 80% de las clases implica repetición del curso.




7

I. INTRODUCCION

La necropsia es la disección anatómica, rápida, sistémica y ordenada de un cadáver,

llevada a cabo para obtener, confirmar y descartar el diagnóstico de una enfermedad o la

causa de la muerte de un animal.

También las necropsias se realizan con la finalidad de investigar los efectos de una

sustancia tóxica, un fármaco o un biológico. Se utiliza con fines legales para que puedan

obtenerse argumentos en la demanda contra alguna empresa, médicos o particulares,

actuando así como medicina forense veterinaria.

En cada necropsia se deben establecer las relaciones estructurales y funcionales

relevantes de los cambios encontrados. Las lesiones deben evaluarse junto con la historia

clínica durante el curso de la necropsia, para llevar a cabo una selección de las muestras sin

pasar por alto las lesiones más importantes o significativas. La necropsia junto con la

historia clínica nos permite ayudar a identificar las enfermedades prevalentes en las granjas

que se están atendiendo. Se conocen errores y aciertos cometidos durante los tratamientos

recomendados. Se establecen las medidas correctivas sobre la base de los hallazgos para

evitar pérdidas económicas importantes, siempre y cuando la necropsia y la historia clínica

estén completas y bien hechas.

Los médicos que llevan a cabo necropsias constantemente, en forma adecuada,

obtienen beneficios importantes en su desempeño como profesional, ya que son una fuente

importante de información y enseñanza. La necropsia es como un libro, el cual es

importante saber leer e interpretar.

El presente manual fue elaborado con el fin de servir como material auxiliar para los

alumnos que cursan la materia de PATOLOGIA, así como para médicos veterinarios,

técnicos pecuarios y personal que labora en laboratorios de diagnóstico veterinario. En el se

incluyen los puntos básicos que son de utilidad en la realización de una necropsia en

diferentes especies domésticas y los procedimientos de rutina para la integración de un

diagnóstico definitivo. Para su mejor aprovechamiento es necesario que se lleven a cabo los

pasos correctamente para adquirir destreza para realizar una necropsia en forma sistemática

utilizando las herramientas recomendables para cada caso.

Es recomendable dar seguimiento a los lineamientos y normas referidos en el

manual, que se requieren para el cumplimiento del buen funcionamiento del laboratorio de

prácticas,

El propósito fundamental del presente manual es convertirse en instrumento de fácil

acceso para los alumnos y profesionales, apoyándose en las ilustraciones que se refieren

para la realización de la disección de las diferentes especies animales, por órganos y

sistemas.




8

II. OBJETIVOS Y FINALIDAD DE LA NECROPSIA

Objetivos de la necropsia.

- Adquirir destreza para realizar una necropsia en forma sistemática utilizando cuchillo,

pinzas de disección, tijeras y sierra de mano.

- Inspeccionar de manera adecuada los diferentes sistemas, órganos y tejidos de un

cadáver.

- Describir las lesiones observadas en una necropsia de una manera objetiva, empleando

la terminología apropiada.

- Interpretar las lesiones observadas de acuerdo al tipo de proceso, curso, distribución,

localización, grado y significancia.

- Diferenciar las lesiones de los cambios postmortem.

- Realizar la toma y envío de muestras adecuadamente para estudios de laboratorio (ver

toma de muestras), al momento de realizar la necropsia e inspeccionar algún órgano

lesionado.

- Conocer la metodología para la integración de un diagnóstico definitivo.

Finalidad de la necropsia.

Es una base imprescindible para el diagnóstico. Previamente a cualquier necropsia

debemos estudiar la historia clínica en la cual buscaremos la posible causa de la muerte que

permita tener una idea clara de que órganos y sistemas debemos revisar con mayor

detenimiento. Además es necesario utilizar técnicas especiales de laboratorio cuando se

estime necesario para apoyar el diagnóstico.

Un principio fundamental de la necropsia es respetar la continuidad de los órganos y

aparatos, es decir, no separarlos ni hacer disecciones de estos hasta después de un estudio

cuidadoso.

En la práctica veterinaria las necropsias no solo se realizan para un solo individuo,

sino para una cantidad considerable de animales cuyo resultado es de gran importancia

económica.

PROBABLEMENTE NADA SUSTITUYE A LA NECROPSIA COMO PODEROSO

INSTRUMENTO DE CONTROL DE CALIDAD, PREVENCIÓN Y PROTECCIÓN

DE LA SALUD PÚBLICA Y ANIMAL




9

FINALIDAD DE LA NECROPSIA

NECROPSIA

DIAGNÓSTICO DE

ENFERMEDADES

CONTROL DE

CALIDAD

VALOR

TERAPEUTICO ANATOMÍA

PATOLÓGICA

VALOR EXPERIMENTAL

NECROPSIA

DIAGNOSTICAR

PREVENCIÓN

ESTUDIO EXHAUSTIVO

DE UN CADÁVER

EXPONER EL PORQUE DE CADA CAMBIO CUANDO

SEA POSIBLE

CONTROL NTO

TRATAMIENTO

MEDIOS

DESCRIPCIÓN

DE LESIONES

ERRADICACIÓN DE

ENFERMEDADES




10

III. EL PROTOCOLO DE NECROPSIAS

Un protocolo de necropsias es un formato que debe contener la información

necesaria sobre un caso determinado, los datos recopilados son importantes para predecir

sobre lo que conviene hacer con el fin de establecer un diagnóstico o bien para encontrar la

causa de la muerte. Algunas ocasiones el clínico solicita pruebas específicas que deben ser

anotadas en el protocolo de cada caso.

El estudio postmortem debe ser un método sistemático en la inspección externa e

interna del cadáver, así mismo deberá contemplar datos de una anamnesis e historia clínica

lo más detallada posible, de esta manera solo registrando estos datos en el protocolo se

evitarán perderlos u olvidarlos.

Adicionalmente, el protocolo de necropsias debe incluir información que nos oriente

sobre la procedencia del cadáver, así como otros aspectos que correspondan a la persona

interesada en el diagnóstico. En este caso los datos útiles con fines administrativos serían

los siguientes:

1. Número de registro progresivo. Es el número con el que el laboratorio o el interesado

registra el caso.

2. Nombre, dirección y teléfono de la persona que remite el caso. Estos datos son útiles

para informar sobre el resultado final del estudio o para ampliar la información que se

requiera sobre el caso.

3. Datos particulares sobre el cadáver. Especie, raza, sexo, edad, identificación y señas

particulares. Se debe analizar sobre la patología particular por especie o bien la

enfermedad por sexo, o predisposición por raza, antes de empezar la inspección.

4. Fecha y hora de la muerte o método de eutanasia, según sea el caso. Los cambios

que ocurren después de la muerte pueden enmascarar lesiones importantes, de la misma

manera la forma como haya ocurrido la muerte del animal puede interferir con el

diagnóstico, especialmente cuando el dato no se incluye.

5. Historia clínica. Este es uno de los puntos más importantes que deben incluirse en el

protocolo ya que al conocerla con detalle, el patólogo puede decirle sobre las prácticas

particulares que se requerirán o bien sobre las lesiones en los aparatos.

6. Diagnóstico clínico presuntivo. El clínico debe apoyar al diagnóstico postmortem con

base en sus observaciones en el animal vivo, de esta forma puede emitirse un

diagnóstico final.

7. Descripción de lesiones. Después de la necropsia o durante la misma, se deben anotar

en el protocolo los datos más importantes obtenidos durante el proceso, por órgano,

aparato o sistema, el tipo de lesión, curso, grado, extensión, y distribución. También se

debe anotar un diagnóstico postmortem de acuerdo a las lesiones microscópicas,

siempre que esto sea posible.

8. Pruebas de laboratorio requeridas. Se deben anotar las pruebas particulares de

laboratorio que se requieran y el tipo de material enviado.

9. Fecha y hora de la necropsia. Es muy importante para dejar por escrito el tiempo que

transcurrió desde la muerte del animal hasta la disección del mismo.

10. Nombre del prosector. La persona que remita el caso podrá ser informado en forma

personal y detalladamente, sobre el caso, por el prosector.




11

IV. LA HISTORIA CLINICA

La historia clínica constituye un elemento muy importante para llegar al diagnóstico

de las diferentes enfermedades o síndromes, ya que nos da una idea clara y amplia de las

condiciones de vida y de proceso morboso de un individuo o de un grupo de animales.

Por medio de la historia clínica conocemos la epidemiología, el inicio y desarrollo

de un proceso patológico, como va afectando a los distintos animales según su edad y

función zootécnica, la rapidez de su evolución, signología más importante, respuestas a los

tratamientos y medidas de control. Una historia clínica elaborada en forma ordenada y

completa nos permite tener una versión más amplia del problema, confirmar o descartar un

diagnóstico con mayor exactitud, evitando pérdidas de tiempo y económicas, además de

formar un archivo de información científica, estableciendo la incidencia y distribución de

enfermedades en ciertas áreas, con la signología característica de éstas.

Los datos que integran una historia clínica se obtienen a partir del interrogatorio

hacia el dueño o encargado de los animales, y de la observación directa del médico

veterinario que está trabajando en el caso. Generalmente el dueño o el encargado no van a

comunicar todos los datos que conocen acerca de los animales a su cargo si el veterinario

no hace las preguntas precisas, tomando en cuenta la especie, el tipo de explotación, la

signología con la que se está enfrentando.

En forma concreta la historia clínica debe incluir un cuestionario con los detalles de

cada uno de los siguientes aspectos.

1. Identificación del caso.

a. Identificación del dueño respecto a su dirección y teléfono/fax para tener un punto

de referencia para el envío de los resultados.

b. Localización de la explotación. Si está alejada de los poblados de preferencia

dibujar un croquis para identificar la localización de la explotación en caso de realizar una

visita necesaria referente al caso.

c. Identificación del animal al que se le va a practicar la necropsia, incluyendo la

especie, raza, sexo, edad, número, marcas o señas particulares, y función Zootecnia.

2. Medio ambiente.

a. Macroclima. Se refiere a las condiciones ambientales generales que rodea a los

animales, con base en la ubicación geográfica conocida de la explotación. Se revisa la

altitud, latitud, temperatura, precipitación pluvial, humedad relativa en la región. Además

incluye el conocimiento de las explotaciones pecuarias que rodean el predio. Todo esto

sirve para conocer cuales son las enfermedades prevalentes en cada zona, o si se han

presentado problemas recientemente en una explotación cercana.

b. Microclima. Se refiere a las condiciones del medio ambiente que rodea a los

animales en forma directa, aquí se deben incluir los datos de:




12

- Las instalaciones para conocer el material de las construcciones, temperatura de

los locales, humedad, ventilación, o las medidas de higiene que se practican.

- La distribución y densidad de los animales que incluye los datos acerca del número

de animales, función zootécnica, especie relacionada, y procedencia de los animales.

- El manejo que se les da a los animales, ya sea una explotación intensiva,

semiintensiva o extensiva.

- La alimentación que se suministra, se debe conocer en cuanto a cantidad y calidad,

composición, marca, frecuencia del suministro y los cambios recientes en la dieta. Estos

datos se deben conocer tanto como para la alimentación líquida, el tipo de agua consumida,

como la sólida.

- La medicina preventiva para conocer los calendarios de vacunación,

desparasitación, medicamentos utilizados antes y actualmente, incluyendo marcas

comerciales y dosis de los productos.

3. Signología del hato.

Para cubrir este dato se debe conocer primero la historia sanitaria del hato referente

a las enfermedades que se han presentado anteriormente, cuales fueron estas, como se

diagnosticaron, cuantos animales enfermaron y cuantos murieron, tratamientos que se

aplicaron y la respuesta a estos, la periodicidad de su presentación, así como medidas de

control que se tomaron.

Después se debe conocer el problema actual del hato, considerando el número de

animales expuestos, enfermos (morbilidad), muertos (mortalidad), tipo de animales más

afectados, curso de la enfermedad en horas, días o semanas (agudo o crónico), signología

por sistemas, tratamientos que se aplicaron (productos, dosis, frecuencia), así como la

respuesta a los tratamientos.

4. Signología individual.

Respecto al animal que se le va a practicar la necropsia se debe conocer cuando

inició la enfermedad, signología particular, tratamientos que se le aplicaron al animal junto

con la respuesta. En el caso de que el animal llegue vivo al laboratorio o se sacrifique en el

campo, se debe anotar el método de eutanasia utilizado, ya que algunos métodos producen

cambios que pueden conducir a errores en la interpretación de lesiones. Cuando el animal

llega muerto al laboratorio de necropsias o que esta en el campo, se debe preguntar acerca

de la fecha y hora de la muerte, cuales fueron sus signos al morir, y a que condiciones

ambientales estuvo expuesto el cadáver (sol, sombra, lluvia, refrigeración, congelación).

5. Diagnóstico clínico presuntivo.

Con base en los datos anteriores y con la ayuda del médico veterinario que esté

atendiendo el problema, se debe emitir un diagnóstico clínico presuntivo y sus

diferenciales. Si no hay un médico veterinario atendiendo a los animales se le debe pedir

una opinión al encargado de los mismos. El diagnóstico clínico se confirma o descarta

posteriormente de acuerdo a los hallazgos a la necropsia y a los resultados obtenidos en el

laboratorio, y se emitirá un diagnóstico integrado.




13

V. PREPARATIVOS PARA LA NECROPSIA

MEDIDAS GENERALES DE SEGURIDAD: Todo trabajo de un patólogo encierra

peligro para sí mismo y sus colaboradores, por tal motivo se deben tener precauciones para

evitar accidentes y contaminaciones (NOM-017-STPS-2001). Antes de realizar una

necropsia, el prosector deberá tomar en cuenta lo siguiente:

- Registrar el caso.

- Revisar la historia clínica que acompaña el caso.

- Revisar todo el equipo necesario para la necropsia.

- Utilizar la ropa recomendable para realizar una necropsia.

- Tener a su alcance un botiquín para caso de heridas.

- Toda persona que trabaja con animales sospechosos de rabia debe esta vacunada.

TIEMPO DE LA NECROPSIA: La realización de la necropsia ha de ser lo más

inmediato posible a la muerte o sacrificio del animal y no debe demorarse más de 24 horas

para evitar cambios autolíticos.

LUGAR DE LA NECROPSIA: Los lugares para realizar una necropsia pueden ser una

sala especial en un laboratorio, una clínica, o el campo (NOM-003-ZOO-1994).

SALA DE NECROPSIAS: La sala de necropsias tiene la ventaja de tener al alcance todos

los instrumentos necesarios para el mejor desarrollo de la disección, así como la

disponibilidad de cualquier análisis encaminado a un diagnóstico más preciso de la causa

de la muerte. La toma y envío de muestras a los diferentes laboratorios se realiza en un

medio controlado más limpio (NOM-001-STPS-1999).

Figura 1. Sala de necropsias de la Unidad de Diagnóstico de la UAAAN, URL




14

El diseño de una sala de necropsias debe realizarse facilitando la limpieza e higiene

del local. La sala de necropsias debe contar con lo siguiente:

- Mallas de alambre en las ventanas para evitar entrada de moscas.

- Una lámpara de luz ultravioleta o sistema de ozonificación ambiental para disminuir la

contaminación bacteriana

- Las paredes y pisos deben ser de superficie lisa, color claro y vértices redondeados para

facilitar la limpieza.

- Desagües de 30 cm de ancho provistas de rejas movibles con el declive necesario.

- Mesas de acero inoxidable para realizar las necropsias tanto para pequeñas como para

grandes especies.

- La mesa para grandes especies debe ser de preferencia hidráulica.

- Cuarto frío y un incinerador para el desecho de los cadáveres.

- En un cuarto adyacente debe haber autoclave para esterilizar los instrumentos y la ropa

utilizados durante la necropsia.

- Mínimo dos lavabos, uno para instrumentos y otro para las manos, en este último las

llaves se manejarían con los codos.

- Vestidores y baño con regaderas.

- En la parte exterior se debe contar con una manga con altura de 1.65 por 1.00 m de

ancho, para recibir a los animales grandes y vivos, así como un riel con polea en el

techo para dirigir los cadáveres al interior de la sala.

NECROPSIA EN EL CAMPO: Al realizar una necropsia en el campo, se hará de

preferencia en un lugar sombreado, alejado de la gente, de los animales y del tránsito. Se

debe procurar que la necropsia sea lo más similar posible a la que se realiza en la sala de

necropsias, aunque en la mayoría de los casos esto no es posible. En el campo los detalles

más importantes son:

- Realizar la necropsia en una superficie dura como cemento o en tierra de consistencia

firme.

- Colocar al animal sobre una tela de plástico para facilitar su remoción.

- Debe haber suficiente agua para lavarse.

- Al terminar la necropsia el lugar se deberá espolvorear con “cal viva” o aplicar

cualquier otro desinfectante.

- El cadáver junto con sus órganos se entierran o se incineran (NOM-087-ECOL-SSA1-

2002). No se incineran en caso de enfermedades infectocontagiosas como Clostridium

spp y Bacillus anthracis.

- Al realizarse la incineración debe ser en una fosa séptica aplicando un combustible

como petróleo o diesel.

- En caso de ser enterrado deberá ser a una profundidad no menor de 1.20 m. En caso de

fiebre carbonosa y clostridiasis se aplica “cal viva”. No se incineran porque se liberan

esporas que pueden ser transportadas a otros lugares por el aire.

- El lugar de necropsia y de entierro no debe ser en tierras que se trabajan para fines

agrícolas.




15

Figura 2. Ropa para necropsias

ROPA PARA LA NECROPSIA: Overol, mandil de plástico, botas de hule, guantes de

hule, cubre-bocas.

Figura 3. Instrumental para necropsias

INSTRUMENTAL: Cuchillos de diferente tamaño, chaira, hacha, tijeras con punta roma,

pinzas de disección, espátula, sierra, dos costotomos para pequeñas y grandes especies,

martillo y cincel.

MATERIAL PARA TOMA DE MUESTRAS: Frascos con formalina al 10%, frascos

estériles, tubos al alto vacío sin anticoagulante, tubos al alto vacío con anticoagulante,

isopos estériles, bolsas de plástico, tela adhesiva, hilo cáñamo, jeringas, cajas de Petri,

etiquetas.




16

Figura 4. Material para toma de muestras

DESINFECTANTES: Antes de aplicar los desinfectantes se debe lavar bien con agua y

jabón, el material o la zona donde se van a utilizar.

- Jabones y detergentes

- Cresoles en alcohol y glicerina al 2%.

- Hipoclorito de calcio soluble en agua y alcohol al 2%. Se mezclan con agua

- Alcohol etílico

- Yodo

- Formol al 40%

- Cal viva

- Hidróxido de sodio (Lejía o sosa cáustica. caliente a una concentración del 2%)

- Cuaternario de amonio




17

VI. METODOS DE EUTANASIA

EUTANASIA. Significa muerte tranquila. Es el sacrificio humanitario de las diferentes

especies de animales domésticos (NOM-033-ZOO-1995) con los siguientes principios:

1. No debe causar dolor ni angustia, ni poner en peligro al operador.

2. Debe ser confiable y rápida en actuar.

3. Debe ser segura y fácil de aplicar.

4. Si es posible su costo no debe ser excesivo.

FUNCION: La función de la eutanasia es sacrificar un animal con la finalidad de

realizar una necropsia y establecer un diagnóstico para poder tomar las medidas necesarias,

ya sean de salud pública y salud animal, y para poder dar tratamiento a un hato en el que se

inició un brote de enfermedad. En otras ocasiones se decide la eutanasia de un animal que

no tiene posibilidades de curación debido a su edad o por la enfermedad que padece.

METODOS DE EUTANASIA

Métodos físicos mecánicos. Es recomendable utilizarlos en cavidad craneana.

- Pistola o fusil con bala. Este sistema implica riesgo ya que la bala puede rebotar si se

realiza dentro de un local.

- Arma con bala expansiva. La bala se desintegra inmediatamente después del disparo

explotando en la cavidad craneana al haber atravesado los huesos.

- Pistola de émbolo oculto (Stunner). Esta pistola acciona con un cartucho que impulsa

un émbolo de metal el cual regresa al mango inmediatamente después del disparo. Al

penetrar por los huesos del cráneo, produce un pequeño orificio en ellos. Es uno de los

métodos más comunes. Al caer el animal debe de procederse de inmediato al sangrado

por medio de un corte en las venas yugulares.

- Aturdidor de perno cautivo. Diseñado para sacrificio humanitario de animales de todo

tamaño, fácil de usar con cómodo agarre de caucho amortiguados para control del

operador. Funciona en todos los animales y se coloca en el cráneo del animal

- Pistola de concusión. También opera con cartuchos pero el émbolo es de punta roma,

de modo que no penetra al encéfalo sino que produce una insensibilización por medio

de una conmoción cerebral. Este método se utiliza en peros, bovinos, borregos, cabras,

cerdos o caballos. Después de la caída del animal debe procederse a su desangrado.

- Para animales pequeños. En los conejos, ratas, ratones, hamsters, cuyes, o aves

domésticas, los métodos físico mecánicos que se recomiendan son manuales o por

medio de instrumentos metálicos y de madera (desnucador). Otro instrumento útil,

especialmente para ratas y ratones, es la guillotina.

- En aves. El método más común es la dislocación cervical.




18

Figura 5. Aturdidor de perno cautivo para el sacrificio de los animales domésticos

Métodos físicos eléctricos. Para insensibilizar a un animal por medio de este sistema es de

primordial importancia que la corriente eléctrica atraviese el encéfalo, ya que si esto no

sucede el animal quedará paralizado e inmovilizado, pero no inconsciente.

El sistema eléctrico se considera efectivo y da resultados satisfactorios en bovinos,

equinos, borregos, caprinos, cerdos y perros. Existen pinzas eléctricas que hacen pasar una

cantidad conocida de electricidad de un lado a otro del encéfalo por medio de electrodos.

Estos se deben colocar, en equinos y ovinos adultos, a unos 2 cm arriba de cada ojo; en

vacas, sobre el centro de una línea imaginaria que va del ojo a la base de la oreja o del

cuerno; en cerdos, cabras y borregos en ambos lados de la cabeza en el vértice de un ángulo

recto formado por una línea horizontal que sale del borde superior de la trompa o del

hocico; en perros se utilizan cables con pinzas en sus terminales, una se coloca a nivel del

agujero magno y la otra en la base de la cola.

Durante la electrocución se presentan tres fases:

1. El animal flexiona los miembros posteriores y cae al suelo.

2. Los miembros posteriores se extienden y el animal realiza movimientos de locomoción.

3. Se presentan contracciones espasmódicas de los miembros posteriores y es cuando debe

procederse al sangrado.




19

Métodos químicos. Quizá el método más recomendable para la eutanasia en pequeñas

especies, incluyendo animales de laboratorio y aves.

- Barbitúricos. Fenobarbital, pentobarbital. Deprimen los centros respiratorio y

vasomotor. La vía endovenosa debe preferirse aplicando la dosis al doble de la utilizada

para anestesia.

- Sulfato de magnesio. Se aplica en forma de solución acuosa concentrada por vía

endovenosa al 80%.

- Hidrato de cloral. Deprime el centro respiratorio, se aplica vía endovenosa o rectal.

- Cloroformo y éter. Se utiliza sobre todo para animales de laboratorio. En un recipiente

bien cerrado se coloca un algodón impregnado con una de las dos sustancias, junto con

el animal.

- Bióxido de carbono. La concentración debe ser de 50 a 60% mezclada con un 30% de

oxígeno. Se conecta a un tubo o gabinete herméticamente cerrado.

- Monóxido de carbono. La óptima concentración de éste gas en una cámara es de 6%.

- Cloruro de potasio. Se aplica en forma de solución acuosa concentrada (saturada) por

vía endovenosa o directo al corazón. Produce paro cardiaco.

NINGUN METODO QUIMICO DEBE EMPLEARSE EN ANIMALES CUYA

CARNE VA A SER CONSUMIDA POR PERSONAS O ANIMALES.

Figura 6. Cambios postmortem. a) enfisema, b) enfisema, imbibición por bilis, c) autolisis,

y pseudomelanosis, d) pseudomelanosis y putrefacción




20

VII. CAMBIOS POSTMORTEM

Una vez que el animal ha muerto aparecen ciertas alteraciones de los tejidos que se

conocen como cambios postmortem, los cuales se deben diferenciar de las lesiones

producidas por algún agente etiológico y por lo tanto, estos son cambios que se presentan

en un cadáver como resultado de la descomposición o autolisis del mismo.

Factores que influyen en la presentación de los cambios postmortem.

1. Temperatura ambiental. La temperatura regula el crecimiento bacteriano y la

digestión enzimática o bacteriana. Las altas temperaturas aumentan esta actividad y los

animales se descomponen muy rápido. Por otra parte, las bajas temperaturas conservan

a los animales en buen estado por un tiempo más prolongado.

2. Tamaño del individuo. Entre más grande es el animal, más pronto se presentan los

cambios postmortem, debido a que estos tardan más en bajar la temperatura corporal.

3. Aislamiento externo. Las cubiertas como las plumas, pelo, lana, o piel gruesa, retardan

la disipación del calor corporal.

4. Estado nutricional. En un animal gordo es muy lenta la disipación del calor corporal

ya que la grasa es un aislante del medio externo.

5. Especie animal. Aparte del tamaño de las especies, las características de la musculatura

es diferente en cada una de ellas; por ejemplo, el cerdo tiene un músculo suave, húmedo

y contiene grasa, el caballo tiene músculo firme y muy seco. En cada caso los cambios

postmortem son diferentes.

6. Grado de actividad muscular. Entre más actividad muscular, más pronto aparece la

rigidez muscular, debido a la liberación prolongada de adrenalina.

7. Estado de salud. Un animal afectado, sobretodo por una enfermedad infecciosa, se

descompone más rápido debido a la presencia del agente en el organismo.

Cambios Postmortem

1. Alegor mortis o enfriamiento del cuerpo. Se presenta al detenerse el metabolismo

basal y por la ausencia de irrigación sanguínea, comienza inmediatamente después de la

muerte. También depende de la especie animal y de la temperatura ambiental.

2. Livor mortis o lividez cadavérica. Es la palidez de un cadáver por la ausencia de

irrigación sanguínea. Se debe diferenciar de procesos de anemia.

3. Rigor mortis o rigidez cadavérica. Se caracteriza por endurecimiento y contracción

muscular. Primero son afectados los músculos de más actividad como el corazón y

externamente, a partir de la cabeza, cuello, tronco y miembros anteriores, y al final

miembros posteriores y cola. Se inicia de 2 a 8 horas después de ocurrida la muerte, y




21

desaparece de 4 a 48 horas en el orden que apareció. Su presentación depende de la

temperatura ambiental.

4. Coagulación sanguínea. Las células endoteliales al degenerarse liberan trombokinasas

iniciando la coagulación de la sangre, ayudada por estasis sanguínea. El coágulo de

“grasa de pollo” corresponde a un coágulo con abundante proteína y fibrina que aparece

con frecuencia en animales con muerte agónica. La coagulación sanguínea puede ser

alterada por enfermedades septicémicas como clostridiasis y fiebre carbonosa (ántrax) o

algunas intoxicaciones (warfarina), evitando la coagulación completa de la sangre.

5. Congestión hipostática. Es el acúmulo de sangre en las porciones ventrales de los

órganos y del cuerpo debido a la gravedad.

6. Timpanización. Son fermentaciones producidas por bacterias saprófitas donde

estómago e intestinos se dilatan; se puede acompañar con seudoprolapso rectal y

espuma con sangre en ollares, hocico, ano y ruptura de órganos.

7. Enfisema. Son fermentaciones producidas por bacterias saprófitas que se presentan en

los órganos en general, en forma de burbujas de gas en la superficie de los órganos, que

se rompen con facilidad.

8. Autolisis. Es la digestión de los tejidos por las propias enzimas celulares. El cerebro se

licúa al igual que la sangre y los órganos se vuelven friables. El formol, el

glutaraldehido, el alcohol y metales pesados evitan la autolisis.

9. Putrefacción. Es la descomposición de los tejidos por enzimas bacterianas y bacterias.

10. Cambios de coloración. Es la pigmentación de los órganos y tejidos con aspecto

rojizo, amarillento y posteriormente van oscureciendo de color verde, azul o negro.

a. La imbibición por hemoglobina da la coloración rojiza al extravasarse esta, debido a

hemolisis y pérdida de la permeabilidad de los vasos sanguíneos.

b. La imbibición por bilis es una coloración amarilla o verde que ocurre alrededor de

la vesícula biliar. La bilis se difunde a través de las paredes autolisadas de esta.

c. La seudomelanosis ocurre durante la putrefacción por la acción de las bacterias

saprófitas que producen sulfuro de hidrógeno; al combinarse con el hierro liberado

de los glóbulos rojos, producen sulfuro de hierro, dando coloraciones verdes, azules

o negras.

11. Desplazamiento y ruptura de órganos. Sucede cuando hay excesiva presión de gases

de la fermentación bacteriana y cuando el animal muerto es rodeado o removido.

12. Otros cambios importantes.

a. Desprendimiento de pelo. La temperatura ambiental acelera el desprendimiento de

pelo, ocurriendo éste alrededor de las 4 a 8 horas.

b. Larvas de mosca. Los huevecillos de las moscas miden 1 mm y se desarrollan a

temperatura entre 25° y 35° C. Las primeras larvas se observan entre las ocho y

doce horas. Son de color blanco y miden 2 m de largo.




22

VIII. TECNICA DE NECROPSIAS

Cada médico hace la necropsia como mejor le convenga, ya que las técnicas son

muy variadas, existen particularidades anatómicas en las distintas especies, y cada caso es

diferente necesitando modificaciones específicas para realizar un diagnóstico. Aún así, es

recomendable llevar a cabo una rutina en la técnica para no perder detalles que puedan

pasar desapercibidos.

Posición del cadáver para la necropsia.

- El caballo debe estar en decúbito lateral derecho, por la posición del ciego.

- Los rumiantes deben estar en decúbito lateral izquierdo, por la posición del rumen.

- El cerdo, perro, gato y conejo deben estar en decúbito dorsal.

Figura 7. Posición en decúbito lateral izquierdo de los rumiantes

1. Inspección externa.

Se revisan marcas, tatuajes, fierros, color, sexo, edad, condición general del cadáver,

indicando el tiempo que tiene de muerto o la presencia de cambios postmortem, estados de

carnes, características del pelo, lesiones en piel, patas, vagina, pene y mucosas de orificios

naturales como ojos, oídos, boca y ano.

2. Incisión primaria.

En perros, gatos, rumiantes, caballos y conejos se incide solo la piel por la línea media

desde la mandíbula hasta el ano; la ubre o el pene, según sea el caso, se inciden alrededor

para desprenderlos.

a. En perros, gatos y conejos, la piel se separa en cortes que van de la línea media de la

región axilar a los miembros anteriores y de la región inguinal a los miembros posteriores,

separando la mayor parte de la piel y mostrando el tejido subcutáneo.




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b. En rumiantes y caballo estos cortes se realizan solo en el lado que queda hacia arriba. En

todo caso se diseccionan los músculos de la región pectoral que fijan la escápula a la

cavidad torácica y se desarticula el fémur del acetábulo.

c. En cerdo se efectúan dos cortes, el primero se realiza de la mandíbula a las axilas

desarticulando los miembros anteriores, y el segundo desarticulando los miembros

posteriores. Se corta la piel con músculos desde la mandíbula hasta el abdomen en la región

inguinal, siguiendo la línea de las articulaciones costocondrales hasta dejar descubiertas las

cavidades.

Figura 8. Incisión primaria y desarticulación de miembros

Figura 9. Revisión de articulaciones




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En esta primera incisión se revisa el tejido subcutáneo, los nódulos linfáticos

explorables superficialmente, músculos y articulaciones. Al separar las articulaciones, se

observan las superficies, la membrana sinovial, la consistencia y el color del líquido

sinovial, así como la presencia de sustancias extrañas.

3. Incisión secundaria.

La lengua es extraída de la cavidad bucal por medio de cortes longitudinales en la parte

interna de las ramas de la mandíbula, la lengua e atrae en dirección al cuello, se

desarticulan los huesos hioides quedando libre la cavidad. Al realizar la disección de

cavidad bucal se revisan el paladar, los dientes, encías, laringe, faringe, lengua, amígdalas,

glándulas salivales, y nódulos linfáticos retrofaríngeos submaxilares. Se tira la lengua

hacia atrás y se separan tráquea y esófago del cuello hasta la entrada de la cavidad torácica;

aquí se examinan tiroides, paratiroides y timo en animales jóvenes.

Figura 10. Extracción de lengua

En estos cortes se examinan las cavidades abdominal, torácica y pélvica, procurando no

manipular mucho los tejidos y no contaminar, en caso de ser necesaria la toma de muestras

para microbiología.

a. Cavidad abdominal. Primero se practica una incisión por la línea media de los músculos

abdominales hasta la sínfisis púbica; después se realiza un corte transverso por todo lo

largo de las últimas costillas hasta las proximidades de las apófisis transversas de la

columna vertebral. Los músculos se retiran hacia fuera y se revisan. En este momento

se observan el peritoneo, la posición de los órganos y el líquido peritoneal.




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Figura 11. Incisión secundaria. Corte de costillas con costotomo

b. Cavidad torácica. Se hace una incisión en el diafragma para observar el vacío propio de

la cavidad, en ese instante se debe escuchar la succión de aire a su interior y el colapso

de los pulmones normales. Posteriormente se traza con cuchillo una línea de la primera

a la última costilla a nivel de las uniones costovertebrales, cortando los músculos

superficiales. En cerdos, perros, gatos y conejos se realiza el corte por ambos lados

utilizando costotomos o sierra; en rumiantes y equinos solo se corta la línea trazada por

el lado que se encuentra hacia arriba, con costotomo, hacha o sierra, y también a nivel

de las uniones costoesternales. Al retirar la pared torácica (puede ser utilizada como

charola), se inspecciona la posición de los órganos, pulmones, corazón, pleura, nódulos

linfáticos mediastínicos y líquido pleural.

Figura 12. Posición y situación de los órganos




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c. Cavidad pélvica. Esta se inspecciona cuando se extraen los órganos abdominales. Se

practican dos cortes a los lados de la sínfisis púbica para analizar la posición de los

órganos reproductivos, glándulas anexas y vejiga urinaria.

4. Inspección por sistemas.

a. Órganos torácicos.

El paquete formado por la lengua, esófago y tráquea se atraen hacia la parte posterior

del animal, los grandes vasos como arteria aorta y vena cava se cortan hacia su salida del

diafragma lo más lejos posible del corazón; se separa el esófago de la tráquea seguido por

el paquete pulmonar y cardiaco, cortando los ligamentos mediastínicos – del pericardio al

esternón y de los pulmones al diafragma -. Una vez liberados los pulmones y el corazón se

revisan en conjunto.

Figura 13. Revisión de laringe y extracción de pulmones y corazón

La lengua se inspecciona haciendo incisiones transversales. Laringe y tráquea se abren

longitudinalmente, se continúa con bronquios de ambos pulmones hasta llegar a sus

porciones más distales y se revisan nódulos linfáticos bronquiales, mediastínicos y timo en

animales jóvenes. Posteriormente se realizan cortes transversales examinando la superficie

de corte.

Se incide el saco pericárdico observándose su contenido que debe ser escaso y

transparente, se revisa epicardio, y se evalúa la forma del corazón. El interior del corazón se

inspecciona siguiendo el sentido de la circulación sanguínea, unido todavía a los pulmones.

Se sostiene el corazón con la mano izquierda, se localiza el lado derecho (es mas blando y

no llega al ápice, se inciden las venas cavas hasta llegar Al atrio derecho, se localiza el

orificio atrio ventricular (válvula tricúspide), se corta la pared del ventrículo derecho




27

siguiendo el septo interventricular terminando el corte en la arteria pulmonar, incidiéndola

hasta donde sea posible, dentro de los pulmones. Se revisa cuidadosamente el endocardio

mural y valvular, así como las válvulas semilunares pulmonares.

Figura 14. Inspección del contenido del pericardio cortes del corazón

La inspección del lado izquierdo es análoga, se inciden las venas pulmonares, hasta

llegar al atrio izquierdo, se localiza el orificio atrio ventricular (válvula mitral o bicúspide),

se corta la pared del ventrículo izquierdo siguiendo el septo interventricular terminando el

corte en la arteria aorta. Se revisa cuidadosamente el endocardio mural y valvular, así como

las válvulas semilunares de la aorta. Al miocardio se le hacen varias incisiones

transversales para inspeccionarlo y evaluar el grosor de sus paredes en ambos lados.

Los pulmones se palpan, sin manipular excesivamente, para apreciar la consistencia de

los mismos. Los vasos sanguíneos se revisan dándole continuidad al corte del corazón por

las ramas de la arteria pulmonar. La tráquea se incide longitudinalmente por el borde

membranoso hasta la bifurcación de los bronquios. Al momento de llegar a los pulmones, el

corte se continúa hacia todos los lóbulos, se inspecciona la superficie de la mucosa, y se

revisan los nódulos linfáticos bronquiales y mediastínicos, con cortes transversos, delgados

para inspeccionar su corteza y médula. Posteriormente los lóbulos de pulmonares se cortan

transversalmente, para observar el resto del parénquima.




28

Figura 15. Inspección de laringe, tiroides, tráquea, bronquios y parénquima pulmonar

b. Órganos abdominales.

Es recomendable extraer el estómago, intestinos, hígado, páncreas y bazo juntos, en

caso de que el animal sea muy grande y esto no sea posible, entonces se disecciona

primeramente el hígado.

Figura 16. Inspección del hígado

Se procede a la extracción del hígado, constatando el flujo de la bilis hacia el intestino,

incidiendo en los primeros centímetros del duodeno, presionando la vesícula biliar para




29

observar la salida de bilis por el ámpula. Se cortan las inserciones del hígado con el

diafragma y el ligamento gastrohepático. Antes de cortar la vena cava se debe ligar a nivel

torácico para evitar el derramamiento de sangre. Al quedar libre el hígado, se inspecciona el

color, forma integridad, superficie y bordes. Se hacen cortes a partir de las venas hepáticas

hacia su interior, lo más profundo posible. Después se inciden los conductos biliares,

partiendo de la vesícula biliar, esta se abre en toda su longitud, se inspecciona su contenido

así como el grosor de sus paredes. Para finalizar se hacen múltiples incisiones en los

diferentes lóbulos revisando la superficie de corte y verificando su consistencia al tomar

entre los dedos pulgar e índice y haciendo presión moderada. Un pequeño corte de un

centímetro cuadrado se sumerge en agua para observar la presencia de hígado graso.

Para extraer esófago, estómago e intestinos en el caso de pequeñas especies, se cortan

sus inserciones con el diafragma y se jala hacia la parte posterior del animal. Se corta el

ligamento gastrofrénico y las inserciones mesentéricas procurando dejar en su sitio los

aparatos urinario y reproductor. Se liga el esófago y el recto y se extrae todo el paquete

digestivo.

En el caso de grandes especies se requiere que un ayudante, situado en el lado del dorso

del animal, jale hacia él, el paquete digestivo mientras que el prosector corta las inserciones

mesentéricas lumbares; también se pueden extraer jalando las vísceras al lado del prosector,

hacia el abdomen del cadáver, y cortando el mesenterio.

Figura 17. Inspección de la posición y extracción de órganos digestivos

Es necesario separar las asas intestinales cortando el mesenterio que las une para

extenderlas. Al hacerlo debe tenerse cuidado en localizar y revisar la cadena linfática

mesentérica. Una vez hecho esto, se procede a incidir longitudinalmente el esófago en su

totalidad, así como los preestómagos en el caso de los rumiantes, y el estómago, revisando

su contenido. No se debe “barrer” con los dedos, con el cuchillo o tijeras la mucosa de estos

órganos antes de haber observado cuidadosamente, para no perder detalles importantes. Los

cortes de preestómagos y estómago se realizan preferentemente por su curvatura mayor

para tener mayor superficie de visibilidad.




30

El intestino se revisa longitudinalmente en su totalidad o n porciones amplias

representativas de cada segmento. En caso de enviar muestras a los laboratorios de apoyo

es recomendable colectar porciones que no se hayan abierto e incluso ligar por ambos

extremos.

El páncreas se examina junto con el duodeno inspeccionando coloración, forma, tamaño

y superficie, se realizan cortes transversales y se observa la superficie de corte. El bazo se

analiza externamente su forma, tamaño y consistencia, al final se hacen múltiples incisiones

transversales y se revisa la coloración y superficie de corte.

Figura 18. Inspección de intestinos, preestómagos, estómago y mesenterio

Figura 19. Inspección del bazo




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c. Órganos pélvicos y riñones.

Los riñones se revisan después de examinar los órganos digestivos, junto con los

ureteres, sin separarlos de la vejiga para lo cual se procede a la apertura de la cavidad

pélvica; antes de extraerlos se localizan las glándulas adrenales y se inspeccionan

observando su forma, tamaño, y su superficie.

La aorta posterior se revisa con los riñones incidiéndola longitudinalmente hasta

cavidad pélvica, revisando los troncos mesentéricos anterior y posterior, así como su

cuadrifurcación en arterias ilíacas.

Los riñones se extraen cortando el peritoneo y separando la grasa perirrenal sin cortar

ureteres. Se inciden longitudinalmente desde su curvatura hasta la pelvicilla renal y se

revisa la superficie de corte. Se separa la cápsula del riñón y se revisa su superficie. Se

evalúa el tamaño, color y consistencia haciendo múltiples incisiones. Siempre y cuando sea

posible los ureteres se cortan en toda su longitud desde la pelvicilla renal hasta la vejiga

urinaria.

Figura 20. Inspección del riñón en su superficie y en corte longitudinal

Al inspeccionar vejiga urinaria se verifica el flujo de orina presionándola y observando

la salida a través de la uretra. Posteriormente se corta y se examina como los órganos

huecos, continuando la incisión a todo lo largo de la uretra.

Los ovarios se desprenden junto con los oviductos, cuernos y el útero completos, se

incluye el cérvix, vagina y de ser posible la vulva. Se inciden en forma longitudinal y se

inspeccionan en su interior. Los ovarios se palpan y se inciden después.




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Los testículos se revisan cortando el escroto, sin separarlos, se inciden por su eje central

incluyendo el epidídimo, y luego en cortes transversos. Se evalúa forma y tamaño. El pene

y glándulas accesorias se revisan cuidadosamente separando la piel, el tejido conectivo y la

grasa que los rodean.

d. Las articulaciones.

El examen de las articulaciones se inicia por su inspección externa y palpación. Acto

seguido se cortan sus cápsulas previa incisión de piel y se exponen las superficies

articulares; se revisa el color, la consistencia, volumen del líquido sinovial y superficie del

cartílago articular. Se recomienda inspeccionar un mínimo de 5 articulaciones:

Coxofemoral, tibiotarsianas, escapulohumeral, femorotibiorotulianas y atlantooccipital.

e. Inspección de la cabeza.

Considerando que cada especie, y dentro de cada especie, hay cráneos diferentes, se

recomienda el siguiente procedimiento para la extracción de cerebro.

Se expone la articulación atlantooccipital para desarticular la cabeza, se separa la piel

de toda la cabeza hasta la cara y la mandíbula, cortando las orejas y alrededor de los ojos.

En este momento se puede obtener líquido cerebroespinal. Se inserta el cuchillo en el

agujero magno, se cortan los ligamentos articulares dorsales, ventrales y la médula para

separar la cabeza.

Figura 21. Inspección de la cabeza a) agujero occipital y líquido cefalorraquídeo, b) ojo y

nervio óptico, c) oído medio

Los ojos se separan haciendo tracción de la piel alrededor de ellos, se cortan los tejidos

circundantes a la órbita lo más profundo que se pueda, utilizando cuchillo delgado o tijeras.

Se introduce el pulgar de la mano izquierda en la cuenca del ojo y se hace un corte




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transversal con tijeras a través del frontal y por detrás del proceso supraorbital. Se corta el

nervio óptico lo más largo que se pueda y se extraen juntos.

Figura 22. Extracción de encéfalo

La cabeza se coloca sobre el lado derecho, los dedos anular, medio e índice, se

introducen en la cuenca del ojo y el pulgar se apoya en el ángulo de la mandíbula, con el

uso de una sierra, se hace un corte sagital medial al cóndilo occipital izquierdo. Se voltea la

cabeza sobre el lado izquierdo, con la parte craneal de la cabeza hacia el prosector, el

pulgar dentro de la órbita y los otros dedos alrededor de la mandíbula, y se hace un corte

sagital medial en el cóndilo occipital derecho.

Ambos cortes se prolongan sagitalmente hacia el frente hasta 2 o 3 cm antes de llegar a

la órbita ocular. Los cortes derecho e izquierdo a esta distancia se unen con otra incisión

transversal. Se presiona hacia arriba el cráneo con un cuchillo y se levanta la porción de

hueso a modo de tapa, se separa y se corta la paquimeninge y se revisa la superficie. El

encéfalo se extrae inclinando y apoyando la cabeza en los cóndilos de la articulación

atlantooccipital para que por gravedad se desplace y se aproveche a cortar con tijeras las

ramas de los nervios craneales.

Para finalizar se revisan los senos frontales, esfenoides, maxilares y las fosas nasales, la

cabeza se divide longitudinalmente en dos mitades con la sierra, y los senos se cortan

transversalmente. Con esta técnica se analizan bolsas guturales en los caballos, y cuando se

sospecha de rinitis o de parásitos en todas las especies.




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IX. TOMA DE MUESTRAS.

Se requiere cierta experiencia para seleccionar muestras adecuadas y necesarias, de

acuerdo a la enfermedad del animal para obtener un diagnóstico, ya que las pruebas

solicitadas deben de permitir la realización de un resultado en corto tiempo con ahorro de

material y esfuerzo. Hay que obtener una historia clínica completa del caso, y describir de

manera precisa y detallada cada punto que se considere importante y seleccionar, tomar,

identificar y conservar bien la muestra y solicitar el estudio apropiado para evitar pasar por

alto enfermedades combinadas, o contaminar las muestras y confundirlas entre ellas

provocando una interpretación equivocada de resultados.

El objetivo primordial de la toma de muestras, es diagnosticar y tratar de identificar

al o a los agentes causantes de la enfermedad y muerte de los animales, apoyándose en los

laboratorios de diagnóstico veterinario.

a. Consideraciones generales.

Las muestras que se envían a un laboratorio son potencialmente patógenas. Por tal

motivo, hay que obtener asépticamente las muestras del sitio anatómico que con mayor

probabilidad contenga el agente etiológico de que se sospeche, de acuerdo a la signología

del animal y a las lesiones observadas. Todas las muestras deben ir acompañadas de una

historia clínica.

Es recomendable enviar las muestras al laboratorio con un mensajero directo. Si se

utiliza el servicio de paquetería las muestras deben tener protecciones dobles como bolsas

de plástico, cajas de cartón, poliuretano, o recipientes de vidrio amortiguados con papel

para que resistan el transporte y sellar las tapas y cajas con cinta adhesiva para aislarlas. Se

deben evitar empaques defectuosos y tapas flojas.

Cada muestra debe estar bien identificada, separando en recipientes de vidrio o de

plástico, cada órgano, tejido o líquido. Los paquetes deberán especificar las condiciones de

transporte como "empacado en hielo seco", "urgente", "entrega inmediata", "material

congelado", "material con hielo", “material biológico”, o cualquier explicación adecuada.

Es necesaria la refrigeración para evitar la descomposición de las muestras y

conservar la viabilidad de los organismos. Los materiales para aislamiento de virus de

preferencia deben estar congelados. Para las muestras congeladas es necesario el hielo seco

en la envoltura exterior del recipiente sellado.

Los refrigerantes utilizados pueden ser bolsas o recipientes de plástico sellados que

contengan agua o mezclas frigoríficas congeladas o hielo, los cuales deben estar bien

conservados y sellados, para evitar que se salga el agua cuando este se derrita.

No es recomendable enviar las muestras en horas y días inhábiles, para ello es

necesario llegar a un acuerdo con el laboratorio receptor.




35

b. Toma, conservación y envío de muestras.

1. Sangre. Las muestras de sangre se toman cuando los animales llegan vivos. Esta se

extrae de diferentes venas, según la especie de que se trate, el calibre de la aguja varía de

16 a 25 y la longitud de 1.0 a 3.0 pulgadas, dependiendo de la talla del paciente. Se toma un

mínimo de 5 ml de sangre para biometría hemática, hematocrito, y determinación de

hemoglobina, o se separa el plasma para químicas sanguíneas específicas. Se utilizan tubos

al alto vacío con anticoagulantes como EDTA, de 2 a 3 mg por ml; oxalato de sodio 2 mg

por ml; citrato de sodio de 2 a 4 mg por ml y heparina de 0.1 a 0.2 mg por ml de sangre. Es

importante evitar la hemólisis; la aguja y el tubo deben estar estériles y secos; la sangre

debe fluir libremente en el tubo ejerciendo el menor movimiento posible, resbalando por las

paredes y disolverlo inmediata y suavemente con el anticoagulante. Comercialmente

existen tubos de ensaye al alto vacío con aguja y anticoagulante incluido.

Para análisis sanguíneos especiales, como determinación de pH y gases, la muestra

debe extraerse por procedimientos anaeróbicos con heparina y colocar la muestra de

inmediato en un baño de hielo para analizarla en menos de dos horas. Es recomendable el

uso de sangre arterial y utilizar frascos de color ámbar para evitar cambios por efecto de la

luz solar.

La sangre sin anticoagulante se toma para separar el suero y realizar estudios

serológicos para determinar presencia de antígenos o anticuerpos en inmunología, para el

estudio químico sanguíneo para la determinación de funcionamiento endocrino, renal o

hepático y niveles de electrólitos, hormonas, enzimas y otras sustancias. La sangre también

se puede extraer para realizar frotis sanguíneos para estudios de hemoparásitos y larvas de

nemátodos, y en forma aséptica para exámenes bacteriológicos y además para remitirla de

inmediato al laboratorio para la preparación de medios de cultivo.

2. Exudados, líquidos y descamaciones. Los exudados, y líquidos como el cerebroespinal,

torácico, abdominal, sinovial, de lavados pulmonares, masajes prostáticos, de quistes y

orina, se toman directo del cadáver en recipientes estériles que cierren herméticamente. Las

descamaciones se toman igualmente del animal muerto, o en animales vivos por medio de

frotis directos, improntas (impresión que consiste en poner en contacto un corte de tejido

con un portaobjetos), raspados con hojas de bisturí, punción con aguja delgada (calibre 21)

de órganos sólidos como testículos, próstata, páncreas, hígado, glándulas y nódulos

linfáticos entre otros, o con hisopos, de piel, conjuntiva, vagina, mucosa oral, de cavidades,

abscesos, quistes y tumores superficiales o profundos y aspiración de médula ósea. Se

pueden enviar las muestras frescas, refrigeradas o preparadas en portaobjetos limpios,

fijados en alcohol etílico al 70 % durante 5 a 20 minutos.

3. Órganos y tejidos. Las muestras de órganos y tejidos pueden obtenerse de biopsias en el

caso de animales vivos y de animales muertos a la necropsia. De cualquier forma es

recomendable fijar inmediatamente el tejido seleccionado adecuadamente, de acuerdo a las

características observadas macroscópicamente, en formalina al 10% amortiguado con

fosfatos a pH 7.6 en una proporción de una parte de tejido por diez a veinte partes de

formol, es decir 1 g de tejido por 10 a 20 ml de formalina al 10%, para estudios

histopatológicos. En estos casos es preferible realizar cortes de tejido afectado y cortes de




36

tejido aparentemente normal, describir detalladamente la lesión observada en los órganos o

tejidos referidos y lavar con agua corriente los órganos que tengan mucha sangre para

obtener una buena fijación. Las muestras deberán tener un grosor de 0.5 cm y de 1 a 2 cm

de longitud o más largas.

Los estudios de microscopía electrónica requieren muestras de 1 a 2 mm de grosor

procedentes de animales vivos o recién muertos (menos de 5 minutos). Las muestras se

fijan en una solución de glutaraldehído amortiguado con cacodilato a un pH de 7.2 a 7.4

(Solución de Karnovsky modificada), o con glutaformol.

Para casos de estudios virológicos, las muestras se transportan en frascos de vidrio

estériles o recipientes de plástico, y se conservan mejor en congelación. Para el diagnóstico

de rabia es aceptable remitir la cabeza entera o el cerebro entero en un recipiente sellado,

colocado dentro de otro que contenga hielo, además es necesario que las muestras se

entreguen directamente al laboratorio y no por medio de paquetería.

Para estudios bacteriológicos, las muestras se transportan en frascos de vidrio

estériles o bolsas de plástico nuevas. En el caso especial de toma de muestras para el

diagnóstico de tuberculosis bovina (NOM-031-ZOO-1995), los tejidos seleccionados de

nódulos linfáticos u otros tejidos se conservarán en Borato de sodio al 6% (o en solución

saturada) en frascos de 125 ml con 2/3 de altura de estos, con la solución.

4. Orina. En animales vivos, para la obtención de orina se utiliza una sonda de teflón que

se introduce por la uretra, evitando causar dolor y teniendo cuidado de no perforar la vejiga,

para ello se utiliza un aceite especial. La conservación de la orina es adecuada con

refrigeración para uso inmediato o es recomendable agregar sustancias como tolueno o

formol (1 gota de formol por 30 ml de orina). Muchos cambios bioquímicos que ocurren en

enfermedades metabólicas en forma subclínica, aparecen en la orina. Los parámetros a

estudiar son proteínas, pH, minerales, citología, presencia de cuerpos cetónicos, bilirrubina,

hemoglobina, y otros.

5. Heces fecales. Las muestras de heces se colectan directamente del recto o de excretas

recientes. Se deberán enviar en frascos limpios o bolsas de plástico para el examen

coproparasitoscópico y en frascos estériles para estudios bacteriológicos, análisis

inmunológicos, pruebas de absorción intestinal defectuosa y de funcionamiento

pancreático. Los recipientes deberán estar bien cerrados, identificados y refrigerados.

6. Contenido gastrointestinal. En caso de ser necesario, el contenido estomacal deberá

enviarse fresco en bolsas de plástico nuevas o en frascos estériles de boca ancha y cierre

hermético para análisis bacteriológico y toxicológico. En rumiantes el líquido ruminal, se

obtiene con sonda ruminal y bomba de extracción a las 2 horas después de que el animal

haya comido, o se puede realizar punción con aguja, son suficientes 200 ml para los

estudios. Se debe trabajar inmediatamente para verificar el pH, actividad y número de

protozoarios, población bacteriana, estudio organoléptico, tiempo de sedimentación –

flotación, actividad reductiva con azul de metileno. Si se envía a un laboratorio debe

trabajarse en las próximas 6 horas máximo, después de la toma de la muestra. Por lo tanto,




37

es importante revisar bien la hora de toma de muestra. Para conservarlo se recomienda

utilizar dos gotas de cloruro de mercurio en solución saturada por cada 10 ml de líquido.

c. Recomendaciones para el envío de muestras.

De acuerdo a la signología que presenten los animales y a las lesiones encontradas,

se clasifican las muestras que se van a enviar al laboratorio. Siempre es recomendable

tomar muestras de sangre con y sin anticoagulantes, para estudios de sangre completa y

separación de suero, de los animales vivos con signos de la enfermedad o moribundos, de

preferencia el que se le va a practicar la necropsia. También se sugiere tomar muestras de

todos los tejidos frescos y fijados en formol, posteriormente se decide si se procesan todos

o parte de ellos. Otras muestras que hay que tomar son el contenido gástrico e intestinal.

Si los signos son nerviosos, hay que enviar el encéfalo y médula espinal, se pueden

incluir hígado, pulmón y riñones, ya que algunas enfermedades metabólicas, infecciosas o

tóxicas, producen este tipo de trastornos.

Cuando la signología es respiratoria las muestras son cavidad nasal, tráquea, y

pulmones. Se pueden acompañar de muestras de hígado, riñón e intestinos, ya que procesos

septicémicos producen neumonía intersticial. En caso de trastornos digestivos, se

consideran muestras de esófago, preestómagos, estómago, intestinos, hígado, y páncreas,

ocasionalmente riñones, adrenales y pulmones.

En lesiones características de una insuficiencia cardiaca se envía el corazón, y si es

necesario, los órganos y tejidos involucrados en la patogenia.

En casos de problemas urinarios, los riñones, y vejiga urinaria. En trastornos

reproductivos de la hembra, ovarios, útero, cérvix y vagina. En el macho, testículos y

glándulas anexas. Se pueden enviar como paquete completo el sistema urinario y

reproductor, ya que se encuentran íntimamente ligados entre sí.




38

X. DESCRIPCIÓN DE LESIONES

1. SITUACIÓN Y RELACIÓN DE LOS ÓRGANOS ENTRE SÍ

- Se debe tener conocimiento previo de la anatomía topográfica normal.

- Describir las características anormales de forma sistemática, cuidadosa y objetiva,

sin omitir detalles, que permitan integrar un diagnóstico.

- Mencionar y explicar las distopias orgánicas, adherencias o neoformaciones.

2. VOLÚMEN

- Desviación hacia un aumento como hipertrofia, hiperplasia, neoplasia o

inflamación.

- Desviación hacia una disminución como agenesia, hipoplasia o atrofia.

- Detallar los tamaños en centímetros (ejemplo: 2.0 X 4.0 X 8.0 cm).

- Comparar los tamaños con almendras, naranjas, nueces, lentejas, mijo, u otras

semejanzas con la finalidad de tener todos una idea similar.

3. PESO

- El aumento puede ser por líquidos, fibras, células, en órganos y tejidos.

- El peso aproximado se debe detallar en gramos o kilogramos.

- Los líquidos se deben aproximar en mililitros y litros.

- Se debe diferenciar entre exudado y trasudado (ejemplo: en 200 ml de agua con 4

gotas de ácido glacial acético, se agregan unas gotas del líquido que se requiere

analizar; si deja un hilillo turbio es exudado).

4. FORMA

- Se describe la variación morfológica como:

- Multilobulado - Comprimido

- Multinodular - Abultado

- Bordes irregulares - Bordes agudos

- Bordes redondeados - Bordes dentados

- Bordes regulares - Estrellado

5. COLOR

El color es una sensación subjetiva que no se valora con medidas.

Ejemplos:

- Blanco nacarado de las lesiones miliares de la tuberculosis.

- Rojo brillante en casos de hiperemia (sangre en lado arterial).

- Rojo azulado por congestión (sangre en lado venoso).

- Negro rojizo de un infarto hemorrágico.

- Café pardo u ocre de la hemosiderosis.

- Café pardo de la atrofia parda de la grasa.

- Salpicado de pimienta, en la antracosis.

- Mucosas amarillentas en la ictericia.




39

- Hígado amarillento en la lipidosis.

- Dientes amarillentos en la fluorosis.

6. SUPERFICIE

- Externa. Los tejidos se analizan por el exterior y se describen como de superficie lisa,

agamuzado, rugoso, con depresiones, húmedo, seco, brillante, opaco.

- De corte. Siempre hay que cortar para analizar el interior y describir al corte si es

granular, crepitante, quística, mate, grasosa, viscosa.

7. CONSISTENCIA

- La consistencia de los tejidos es indicativo de su estado normal o patológico, y se

considera, pastoso, friable, blando, elástico, firme, consolidado, duro, pétreo o

calcáreo, dependiendo de que órgano se trate.

8. CAVIDADES

- En la inspección del cadáver a la incisión de cavidades, antes de realizar cualquier

maniobra es importante analizar la amplitud de la cavidad, así como la presencia de

alguna dilatación o grosor, consistencia y presencia de anormalidades.

9. OLOR

- Ciertas enfermedades presentan olores característicos. Sin embargo, no todos los

olores son característicos de una enfermedad, como por ejemplo: todas las enteritis

hemorrágicas tienen un olor de sangre digerida, y por lo tanto no son olores

específicos de parvovirosis canina.

Ejemplos:

Amoniaco – Uremia.

Olor agridulce (butírico) – Enterotoxemia.

Ajo – Leptospirosis.

10. ARTEFACTOS

- Habrá que analizar si lo observado corresponde a trastornos patológicos o

simplemente se trata de cambios autolíticos.




40

XI. INTERPRETACION DE LESIONES

En este apartado es difícil extenderse para explicar las interpretaciones de las

lesiones observadas con más frecuencia en los bovinos, sin embargo se tratará de clasificar

lo más breve posible las alteraciones que se presentan en cada sistema. Para mayor

información deberá extenderse el estudio a compendios y atlas de anatomía patológica para

la comprensión más exacta de las enfermedades que se requieren detallar.

1. SISTEMA RESPIRATORIO

Figura 23. Bronconeumonía fibrinosa. Atelectasia y consolidación anteroventral con

adherencias de fibrina. Mycoplasma sp

TIPOS DE NEUMONÍAS

Bronconeumonía. Consistencia firme, áreas rojas de consolidación y atelectasia, puede ser

supurativa (exudado purulento en bronquios) o fibrinosa (en espacios interlobulillares y

pleura). Ejemplo: Mannhemiosis, pasterelosis, micoplasmosis, actinomicosis.

Neumonía intersticial. Consistencia elástica, blando al corte, aumento de tamaño difuso.

Posteriormente se asocia a infecciones bacterianas secundarias. Ejemplo: Enfermedades

virales, tóxicas, septicemias.

Neumonía embólica. Consistencia firme o blanda multinodular. Ejemplo: Abscesos en la

trombosis de la vena cava posterior, metástasis de neoplasias.

Neumonía granulomatosa. Consistencia dura multifocal, crepitante al corte. Ejemplo:

Tuberculosis, micosis, migraciones parasitarias.




41

OTRAS LESIONES EN PULMONES

Edema. Presencia de líquido y espuma en tráquea y bronquios. Ejemplo: En casos de

muerte con agonía, intoxicaciones, hipoproteinemia.

Enfisema. Presencia de bullas (burbujas) de aire intersticial o interalveolar, multifocal o

difuso en el parénquima pulmonar. Ejemplo: Secuestro de aire en neumonías, asociado a

edema en intoxicación con triptófano, en infección por virus sincicial respiratorio bovino.

Congestión. Coloración rojo oscura difusa con salida de sangre al corte. Ejemplo:

Frecuentemente asociado a insuficiencia cardiaca congestiva, en enfermedades febriles.

Habrá que evitar confusión con cambios postmortem y considerar la congestión hipostática.

Hemorragias. Multifocales en parches, petequiales, equimosis, o sufusiones. Ejemplo:

Innumerables enfermedades infecciosas, septicémicas o toxémicas.

Atelectasia. Es una lesión que se produce por colapso del pulmón y se observa de color rojo

oscuro con depresiones en el parénquima. Ejemplo: Atelectasia congénita, bronco-

neumonía.

2. SISTEMA CARDIOVASCULAR

Figura 24. Corazón redondo (forma de balón) con hipertrofia. Insuficiencia cardiaca

asociada a Dirofilaria immitis

LESIONES EN CORAZÓN

Pericarditis fibrinosa. Aspecto de pan con mantequilla. Ejemplo: Pericarditis traumática,

pasterelosis, hemofilosis, histophilosis, clostridiasis, mannhemiosis, micoplasmosis.

Miocarditis necrótica. Lesiones rojas negruzcas en miocardio, asociado a gangrena húmeda

o gaseosa. Ejemplo: Pericarditis traumática, clostridiasis.




42

Músculo blanco. Coloración blanquecina o pálida de miocardio. Ejemplo: Deficiencia de

vitamina E o Selenio. En ocasiones se aprecian metástasis multifocales de linfomas. Otras

coloraciones pálidas amarillentas son por infiltración de grasa.

Hemorragias. Petequiales, equimóticas, sufusiones, en pericardio, miocardio o endocardio.

Ejemplo: Infecciones sistémicas, toxemias, muerte por agonía, clostridiasis, deficiencia de

vitamina E y selenio en cerdo (enfermedad del corazón de mora).

Insuficiencia cardiaca. Dilatación de ventrículo derecho. Ejemplo: Cor pulmonar.

Figura 25. Hemangioma en bazo de canino

LESIONES EN BAZO

Esplenomegalia. Bazo aumentado de tamaño, al corte de consistencia friable, con

abundante sangre, con aspecto de mermelada de frambuesa, rojo oscuro. Característico de

secuestro sanguíneo. Ejemplo: Clostridiasis, ántrax, torsión gástrica, anaplasmosis.

Esplenitis. Presencia de exudado purulento, fibrinoso, color verde o azul oscuro olor fétido,

característico de gangrena húmeda. Ejemplo: Retículo esplenitis traumática.

Neoplasias. El hemangioma es un tumor benigno frecuente en el bazo de los canidos, puede

manifestarse en su forma maligna, hemangiosarcoma, sin embargo hay otros tumores que

pueden encontrarse en el bazo como los linfomas.




43

LESIONES EN CAVIDAD ORAL, FARINGE Y ESÓFAGO

Estomatitis. Presencia de vesículas, úlceras, pápulas y costras en cavidad oral, labios y

lengua. Ejemplo: Enfermedades virales vesiculares, ulcerativas, papulares, uremia.

Necrobacilosis. Coloración amarillenta y negruzca de la cavidad oral abarcando el paladar,

faringe y en ocasiones esófago con adherencias de fibrina. Ejemplo: Difteria de los

terneros. Se debe diferenciar de lesiones traumáticas con necrosis.

Esofagitis ulcerativa. Se aprecian úlceras las cuales hay que observar si se encuentran a

todo lo largo, en el primer o último tercio. Ejemplo: Infecciones virales, uremia,

regurgitación y vómito, ingestión de sustancias corrosivas.

Esofagitis parasitaria. Se observan los parásitos. Ejemplo: Sarcocystis spp

3. SISTEMA DIGESTIVO

LESIONES EN PREESTOMAGOS Y ESTOMAGO

Rumenitis. Coloración negra de la mucosa, atrofia de vellosidades, hiperqueratosis,

paraqueratosis, úlceras. Ejemplo: Acidosis y alcalosis ruminal, micosis.

Línea timpánica. Coloración roja del esófago y palidez del rumen a la entrada del esfínter

esofágico inferior. Ejemplo: Timpanismo.

Reticulitis traumática. Necrosis con perforación. Ejemplo: Perforación por cuerpo extraño

Gastritis. Se observan con hemorragias difusas o multifocales, úlceras, exudado catarral, o

mucopurulento, hipertrofia de la mucosa, perforaciones o enfisema. Ejemplo: Infecciones

virales, enterotoxemia por clostridiasis, colibacilosis, estrés, cuerpos extraños, parásitos,

alergia a alimentos, sustancias químicas y otros tóxicos.

LESIONES EN INTESTINOS

Enteritis ulcerativa. Ulceras únicas, superficiales o perforantes, múltiples, hiperémicas,

botonosas y fibrinosas. Ejemplo: Infecciones virales, salmonelosis, uremia, cuerpos

extraños, idiopáticas, por estrés.

Enteritis hemorrágica. Hemorragias de la mucosa, difuso en todo el intestino, delgado o

grueso, petequias, equimosis, sufusiones, focales en parches. Ejemplo: clostridiasis,

salmonelosis, colibacilosis, coronavirus, rotavirus, coccidiosis, intoxicaciones.

Enteritis catarral. Presencia de abundante contenido mucoso en intestinos con o sin

adherencias de fibrina y desprendimiento de mucosa, heces acuosas a pastosas, color

blanquecina, cremosa o amarillenta, frecuentemente intestinos dilatados y transparentes.

Ejemplo: Colibacilosis, alimentos y sustancias irritantes, presencia de material extraño,

amibiasis, giardiasis.




44

Figura 26. Enteritis fibrinonecrótica. Salmonella spp

Enteritis fibrinosa. Presencia de membranas de fibrina solas o combinadas con hemorragias

y necrosis, en ocasiones con estrías de moco y sangre, coloración amarillenta, café hasta

negruzca. Ejemplo: Salmonelosis, disentería porcina, campilobacteriosis, amibiasis,

giardiasis.

Enteritis proliferativa. Engrosamiento de la mucosa difusa o multifocal, blanda o dura al

corte con crepitaciones. Ejemplo: Granulomas de tuberculosis, parásitos enquistados, y

paratuberculosis.

LESIONES EN HÍGADO

Lipidosis hepática. Color amarillo difuso o focal con aspecto grasoso. Ejemplo: Difuso por

acetonemia, deficiencia de colina, intoxicaciones por micotoxinas, por alcohol, asociado a

vacas gordas, enfermedades crónicas. Focal en lipidosis por tensión asociado a ligamentos.

Congestión. Coloración rojo oscuro con mucha sangre en casos agudos, o con aspecto de

nuez moscada. Ejemplo: Insuficiencia cardiaca congestiva, aguda y crónica.

Hepatitis necrótica. Focos necróticos múltiples en parénquima, del tamaño de la cabeza de

un alfiler hasta lesiones grandes mayores de 1.0 cm. Coloración blanquecina a amarillenta,

café oscuros o negros, otros casos con aspecto cocido difuso. Ejemplo: Salmonelosis,

clostridiasis, toxemias o septicemias.

Hepatitis abscedativa. Abscesos multifocales desde 0.5 cm de diámetro, caracterizados por

exudado purulento amarillento, cremoso o verdoso, con cápsula fibrosa. Ejemplo: Infección

del cordón umbilical; asociado a acidosis ruminal crónica, por Fusobacterium necrophorum

o bacterias piógenas.

Hepatitis granulomatosa. Granulomas focales, multifocales o difusos, sobretodo a nivel de

conductos biliares, desde 0.5 cm de diámetro, caracterizado por ser crepitante al corte




45

(mineralización). Ejemplo: Tuberculosis NOM-031-ZOO-1995, migraciones parasitarias,

fasciolasis.

3. SISTEMA URINARIO

Figura 27. Nefritis intersticial crónica. Leptospira spp

LESIONES RENALES

Nefritis intersticial. Riñón con focos blanquecinos de 1.0 mm de diámetro. Ejemplo:

Leptospirosis.

Nefritis embólica. “Riñón con manchas blancas” de 0.2 a 1.0 cm de diámetro. Ejemplo:

Colibacilosis, brucelosis NOM-041-ZOO-1995, corinebacteriosis, salmonelosis, bacterias

piógenas.

Pielonefritis. Presencia de exudado purulento en pelvicilla renal, proveniente de sangre

(descendente) o de vías urinarias (ascendente). Ejemplo: Corinebacteriosis, bacterias

piógenas.

Riñón terminal. Riñón con atrofia, rugoso y fibroso, cápsula adherida. Ejemplo: Infecciones

crónicas. Se pueden apreciar lesiones quísticas multifocales.

Riñón quístico. Se aprecian quistes únicos o múltiples, en corteza y médula de 0.1 hasta 5

cm de diámetro, con presencia de líquido transparente. Ejemplo: Congénito o adquirido en

lesiones renales crónicas por obstrucción de túbulos.

Vejiga urinaria. La presencia de hemangiomas y otros tumores en vejiga urinaria son

frecuentes en bovinos en áreas donde consumen accidentalmente Helecho macho

(Pteridium aquilinum)




46

Figura 28. Hemangioma en vejiga urinaria por Pteridium aquilinum (Helecho macho)

4. SISTEMA REPRODUCTOR

LESIONES EN UTERO

Metritis fibrinonecrótica. Presencia de fibrina, olor fétido y estrías de exudado purulento

verdoso a negruzco. Ejemplo: Retenciones placentarias con infección de bacterias piógenas

o saprofitas oportunistas.

Metritis purulenta. Se encuentra el útero con abundante exudado purulento, fétido,

cremoso, amarillento a verdoso. Ejemplo: Brucelosis NOM-041-ZOO-1995, bacterias

piógenas.

Metritis granulomatosa. Lesiones focales o multifocales, duras, crepitantes al corte, con

frecuencia pasan desapercibidas. Ejemplo: tuberculosis bovina NOM-031-ZOO-1995.

Metritis abscedativa. Se encuentran abscesos, focales o multifocales, encapsulados con

exudado purulento. Ejemplo: Bacterias piógenas, comunes por iatrogenia.

Vulvovaginitis pustular. Focos múltiples blanquecinos de 1 a 3 mm de diámetro en mucosa

vulvovaginal. Ejemplo: Viral (IBR), ureaplasmosis, inespecífico.




47

XII. APÉNDICES

_________________________________________________________________________

Apéndice 1. Registro de casos

REGISTRO DE CASOS

No. Registro _________

Fecha y hora de recepción: ___________________________________________________

Persona que recibió el caso: __________________________________________________

Propietario: _______________________________________________________________

Domicilio: ________________________________________________________________

_______________________________________________ Teléfono __________________

M.V.Z. que remite o atiende el caso: ___________________________________________

Nombre de la explotación: ___________________________________________________

Ubicación: ______________________________________ Teléfono __________________

Municipio: ____________________________ Estado: _____________________________

Especie: __________________ Raza: __________________ Sexo: ___________________

Edad: _________________ Peso: __________________ Identificación: _______________

Función Zootécnica: ______________________ Tipo de explotación: _________________

No. de animales: ______________ Enfermos: ________________ Muertos: ____________

Vivo ( ) Muerto ( ) Fecha y hora de la muerte: __________________________________

Inicio y duración de la enfermedad: ____________________________________________

Curso de la enfermedad: Hiperagudo ( ) Agudo ( ) Subagudo ( ) Crónico ( )

Historia clínica (Signos clínicos, lesiones, tratamientos, vacunas, desparasitaciones,

alimentación, agua e instalaciones): ____________________________________________

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________

Diagnóstico clínico presuntivo: ________________________________________________

Fecha y hora de toma de muestras: _____________________________________________

Muestras:

_________________________________________________________________________

Identificación Tipo de Conservador Estudio

de la muestra muestra Solicitado

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________




48

____________________________________________________________________

Apéndice 2. El protocolo de necropsias

PROTOCOLO DE NECROPSIA

No. Registro _________

Fecha y hora de recepción: ___________________________________________________


Propietario: _______________________________________________________________

Domicilio: ________________________________________________________________

_______________________________________________ Teléfono __________________

Municipio: ____________________________ Estado: _____________________________

Especie: __________________ Raza: __________________ Sexo: ___________________

Edad: _________________ Peso: __________________ Identificación: _______________

I. Inspección externa del cadáver:

Estado general del cadáver: ___________________________________________________

Estado de carnes: ___________________________________________________________

Piel y faneras: _____________________________________________________________

Orificios corporales: ________________________________________________________

Ojos: ______________________________________________________________

Oídos: _____________________________________________________________

Fosas nasales: _______________________________________________________

Cavidad oral: ________________________________________________________

Pene: ______________________________________________________________

Vulva: _____________________________________________________________

Ano: _______________________________________________________________

II. Inspección interna del cadáver:

Incisión primaria: __________________________________________________________

Tejido subcutáneo: ___________________________________________________

Articulaciones: _______________________________________________________

Linfonódulos superficiales: _____________________________________________

III. Inspección por sistemas:

Incisión secundaria: _________________________________________________________

Cavidad Torácica: __________________________________________________________

1. Sistema Respiratorio

Laringe: ____________________________________________________________

Tráquea: ____________________________________________________________

Bronquios: __________________________________________________________

Bronquiolos: ________________________________________________________




49

Pulmones: __________________________________________________________

Pleura: _____________________________________________________________

Paredes torácicas: ____________________________________________________

Linfonódulos mediastínicos: ____________________________________________

2. Sistema cardiovascular

Corazón: ___________________________________________________________

Venas y Arterias: _____________________________________________________

Timo: ______________________________________________________________

Cavidad Abdominal

3. Sistema digestivo:

Laringe: ____________________________________________________________

Esófago: ____________________________________________________________

Estómago: __________________________________________________________

Preestómagos: _______________________________________________________

Intestino delgado: ____________________________________________________

Intestino grueso: _____________________________________________________

Sacos ciegos: ________________________________________________________

Recto: ______________________________________________________________

Linfonódulos mesentéricos: ____________________________________________

Cavidad Pelviana

4. Sistema urinario:

Riñones: ____________________________________________________________

Ovarios: ____________________________________________________________

Tracto reproductor: ___________________________________________________

Muestras:

_________________________________________________________________________

Identificación Tipo de Conservador Estudio

de la muestra muestra Solicitado

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________




50

Apéndice 3. La historia clínica.

HISTORIA CLÍNICA

No. Registro: _________

Fecha: ______________________________________________ Hora: _______________


I. IDENTIFICACIÓN DEL CASO:

Propietario: _______________________________________________________________

Dirección: ___________________________________________ Tel o Fax: ___________

Nombre de la explotación: ___________________________________________________

Ubicación: ___________________________________________ Tel o Fax: ___________

(Dibujar un croquis para identificar la localización de la explotación)

Municipio: _____________________________ Estado: ____________________________

Especie: _________________ Raza: ___________________ Sexo: ___________________

Edad: ___________________ Peso: ___________________ Identificación: ____________

Función Zootécnica: ___________________ Tipo de explotación: ____________________

II. MEDIO AMBIENTE:

Macroclima: Condiciones ambientales generales como altitud, latitud, temperatura

ambiental, precipitación pluvial, ubicación geográfica: _____________________________

Tipo de flora y fauna silvestres: _______________________________________________

Microclima: Condiciones ambientales particulares:

Tipo de instalaciones: _______________________________________________________

Temperatura: ____________ Humedad: ______________ Ventilación: ________________

Medidas de higiene que se practican: ___________________________________________

Número de animales: __________________ Especies relacionadas: ___________________

Distribución y densidad de los animales: ________________________________________




51

Procedencia de los animales: __________________________________________________

Alimentación: (Cantidad, calidad, composición, marca, frecuencia del suministro, cambios

recientes en la dieta, tipo de agua consumida): ____________________________________

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________

Medicina Preventiva: (Calendarios de vacunación, desparasitación, medicamentos

utilizados, marcas comerciales y dosis de los productos): ___________________________

_________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________

III. SIGNOLOGIA DEL HATO:

Enfermedades padecidas anteriormente: _________________________________________

Inicio y duración de la enfermedad: ____________________________________________

Métodos de diagnóstico: _____________________________________________________

Cuantos animales enfermaron: ___________ Cuantos animales murieron: ______________

Tratamientos y respuesta de estos: _____________________________________________

Medidas de control: _________________________________________________________

Inicio y duración actual de la enfermedad: _______________________________________

No. de animales enfermos: ______________ No. de animales muertos: _______________

Edad de animales afectados: ____________ Curso de la enfermedad: _________________

IV. SIGNOLOGIA INDIVIDUAL:

Inicio y duración de la enfermedad: ____________________ Curso __________________

Fecha y hora de la muerte: ___________________________________________________

Enfermedades padecidas anteriormente: _________________________________________

Tratamientos: ______________________________________________________________

Signos clínicos: ____________________________________________________________

Lesiones: _________________________________________________________________

Diagnóstico clínico presuntivo: ________________________________________________




52

XIII. LITERATURA RECOMENDADA

1. Aluja S.A y Constantino C.F. Técnicas de Necropsias en Animales Domésticos.

Manual Moderno. México. 2002.

2. Cotran R.S. Kumar V. y Robbins S.L. Patología estructural y funcional. 6a ed. Editorial

Mc Graw Hill Interamericana, México, D.F. 1999.

3. Cheville N.F. Introduction to Veterinary Pathology. 2nd

ed. Iowa State University Press,

Ames, Iowa. 1999.

4. Majno G. y Jorris I. Cells, Tissues and Disease: Principles of general pathology.

Blackwell Science, Massachusetts. 1996.

5. Pérez Tamayo R., Principios de Patología. De. Médica Panamericana, México, D.F.

1990.

6. Rubin, E. y Farber, J.L. Pathology. 3rd

ed. Lippincott-Raven. Philadelphia. 1999.

7. Slauson, D.O. y Cooper, B.J. Mechanism of Disease. 3rd

.ed. Mosby, St. Louis, 2002.

8. Thomson, R.G., General Veterinary Pathology. Saunders. Philadelphia, 1984.

9. Trigo, T, F.: Patología General Veterinaria. FMVZ. UNAM. 4ª Edición 2004.

10.Valero, G. Diagnóstico Veterinario. 2a Edición. Sociedad Mexicana de Patólogos

Veterinarios, A.C. México D.F. 1997.

manual de prácticas de patología veterinaria

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