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UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO FACULDADE DE ODONTOLOGIA DE RIBEIRÃO PRETO
AVALIAÇÃO DE PROTOCOLOS CLÍNICOS PARA A
DESINFECÇÃO DE
APARELHOS ORTODÔNTICOS REMOVÍVEIS
(CULTURA MICROBIANA E MEV)
Iza Teixeira Alves Peixoto
Ribeirão Preto 2007
IZA TEIXEIRA ALVES PEIXOTO
AVALIAÇÃO DE PROTOCOLOS CLÍNICOS PARA A
DESINFECÇÃO DE
APARELHOS ORTODÔNTICOS REMOVÍVEIS
(CULTURA MICROBIANA E MEV)
Dissertação apresentada à Faculdade de Odontologia de Ribeirão Preto da Universidade de São Paulo para a obtenção do grau de Mestre em Odontopediatria.
Orientadora: PROFA. DRA. MÍRIAN AIKO NAKANE MATSUMOTO
Ribeirão Preto - SP
2007
Peixoto, Iza Teixeira Alves Avaliação de protocolos clínicos para a desinfecção de aparelhos
ortodônticos removíveis (Cultura microbiana e MEV). Ribeirão Preto, 2007. 75p.: il.;30cm Dissertação de Mestrado apresentada à Faculdade de Odontologia de
Ribeirão Preto/USP – Programa: Odontopediatria. Orientadora: Matsumoto, Mírian Aiko Nakane 1.Aparelhos ortodônticos removíveis. 2.Estreptococos do grupo mutans. 3.Contaminação bacteriana. 4.Desinfecção. 5 Periogard®.
IZA TEIXEIRA ALVES PEIXOTO
AVALIAÇÃO DE PROTOCOLOS CLÍNICOS PARA A
DESINFECÇÃO DE
APARELHOS ORTODÔNTICOS REMOVÍVEIS
(CULTURA MICROBIANA E MEV)
Dissertação apresentada à Faculdade de Odontologia de Ribeirão Preto da Universidade de São Paulo para a obtenção do grau de Mestre em Odontopediatria.
Data da defesa:_____/____/________
Banca Examinadora Prof. Dr._________________________________________________ Julgamento____________________Assinatura_________________ Prof. Dr._________________________________________________ Julgamento____________________Assinatura_________________ Prof. Dr._________________________________________________ Julgamento____________________Assinatura_________________
DADOS CURRICULARES
IZA TEIXEIRA ALVES PEIXOTO
Nascimento 01/03/1979 – Salvador/BA Filiação: Aníbal Araújo Alves Peixoto
Sônia Maria Teixeira Peixoto 1999-2004 Curso de Graduação
Fundação Bahiana para o Desenvolvimento das Ciências – FBDC
2004-2005 Atuação profissional no Programa de Saúde da Família –Município
de São Félix – BA Curso de Odontologia Estética - Centro Bahiano de Estudos Odontológicos
2005-2007 Cursos de pós-graduação em Odontopediatria:
Mestrado na Faculdade de Odontologia de Ribeirão Preto – USP e Especialização na Associação Odontológica de Ribeirão Preto – AORP.
“Não paute sua vida, nem sua carreira, pelo dinheiro. Ame seu ofício com todo coração. Persiga fazer o melhor. Seja fascinado pelo realizar, que o dinheiro virá como conseqüência. E, geralmente, os que só pensam nele não o ganham. Porque são incapazes de sonhar. E tudo que fica pronto na vida foi construído antes, na alma.
Não estou fazendo com isso nenhuma apologia à pobreza, muito pelo contrário, digo apenas que pensar em realizar tem trazido mais fortuna do que pensar em fortuna. Pense no seu País, porque, principalmente hoje, pensar em todos é a melhor maneira de pensar em si. Seja quente ou seja frio, não seja morno que eu te vomito. É exatamente isso que está escrito na carta de Laudicéia: seja quente ou seja frio, não seja morno que eu te vomito. É preferível o erro à omissão. O fracasso, ao tédio. O escândalo, ao vazio. Porque já vi grandes livros e filmes sobre a tristeza, a tragédia, o fracasso. Mas ninguém narra o ócio, a acomodação, o não-fazer, o remanso. Colabore com seu biógrafo. Faça, erre, tente, falhe, lute. Mas, por favor, não jogue fora, acomodando-se, a extraordinária oportunidade de ter vivido. Tendo consciência de que cada homem foi feito para fazer história; que todo homem é um milagre e traz em si uma revolução; que é mais do que sexo ou dinheiro. Você foi criado para construir pirâmides e versos, descobrir continentes e mundos, e caminhar sempre com um saco de interrogações na mão e uma caixa de possibilidades na outra. Não use Rider, não dê férias a seus pés. Não se sente e passe a ser analista da vida alheia, espectador do mundo, comentarista do cotidiano, dessas pessoas que vivem a dizer: eu não disse! Eu sabia! Eu digo: trabalhem, trabalhem, trabalhem! Trabalho não mata. Ocupa o tempo. Evita o ócio, que é a morada do demônio, e constrói prodígios.
Trabalhe! Muitos de seus colegas dirão que você está perdendo sua vida, porque você vai trabalhar enquanto eles veraneiam. Porque você vai trabalhar, enquanto eles vão ao mesmo bar da semana anterior, conversar as mesmas conversas, mas o tempo, que é mesmo o senhor da razão, vai bendizer o fruto do seu esforço, e só o trabalho lhe leva a conhecer pessoas e mundos que os acomodados não conhecerão. E isso se chama sucesso.” ___________________________________________________________________ Trechos do discurso feito pelo publicitário Nizan Guanaes, como paraninfo de uma turma de formandos em Administração de Empresas da Bahia.
DEDICO ESTE TRABALHO Aos meus pais Sônia e Aníbal, Que entraram comigo nessa jornada de aprendizado. Em todos os momentos foi muito importante poder contar com as pessoas que me transmitiram todo o seu Amor e Sabedoria ao longo da minha vida. Hoje me inspiram a seguir o caminho do meu coração. “Um ladrão rouba um tesouro, mas não furta a inteligência. Uma crise destrói uma herança, mas não uma profissão. Não importa se você não tem dinheiro...” “Sem dinheiro o ser humano não compra mercadorias, mas sem educação o ser humano não sabe o seu valor, não sabe que a vida e a sabedoria não têm preço”.
Augusto Cury Hoje tudo o que sou, tudo o que valorizo e o pouco que conquistei dedico a vocês! Isso é só o começo! O melhor ainda está por vir!
AGRADECIMENTOS ESPECIAIS A Deus, Agradeço o Dom da Vida! Por estar presente guiando-me sempre com a Sua luz celeste. Por segurar na minha mão e caminhar ao meu lado. Pela segurança necessária em cada atitude tomada. Pela certeza na realização de um sonho. Pela vitória agora comemorada. Aos meus pais Sônia e Aníbal e Aos meus irmãos Gustavo, Aníbal e Mila, Por mais que estejamos longe fisicamente, nossa união permanece. Sinto-me privilegiada por ter irmãos que são amigos. Aproveito para demonstrar meu eterno carinho e nossa eterna amizade! A Daniel, Com seu Amor, sempre me fez sentir a distância de casa mais curta! Toda sua coragem e profissionalismo me incentivaram muito nessa busca incessante de conhecimento. Com o meu Amor, hoje te agradeço! À Profa. Dra. Mírian Aiko Nakane Matsumoto, Exemplo de profissional clínica e docente. Nessa jornada foram fundamentais a sua cumplicidade e competência, seus conselhos e opiniões. Vou levar a lembrança de sua dedicação e respeito, da sua orientação e incentivo. Foram muitos desafios! Crescemos, nos fortalecemos e enriquecemos nosso Ser! Muito obrigada! Ao Prof. Dr. Paulo Nelson-Filho, Sempre encontrei nele a imagem de um verdadeiro “mestre”. Despertando em mim profunda admiração, ensinou-me a amar a profissão que abraçamos. “Ele é incendiário, agitador e superinteligente. É capaz de despertar os alunos alienados e fazê-los sonhadores. É capaz de contagiar os alunos tímidos e fazê-los intrépidos, corajosos. É também capaz de instigar professores desanimados e fazê-los vendedores de sonhos que viram de cabeça pra baixo a sua escola.”
Augusto Cury À Profa. Dra. Izabel Yoko Ito, Com humildade, é um exemplo de vida, competência e dedicação profissional. Obrigada por me oferecer a honra de sua contribuição nesse trabalho. À amiga Carolina de Souza Guerra, “Muitas pessoas entrarão e sairão de sua vida. Mas apenas os amigos verdadeiros deixarão pegadas em seu coração.” Estarei sempre de portas abertas para você!!!
AGRADECIMENTOS À Faculdade de Odontologia de Ribeirão Preto da Universidade de São Paulo, no nome da
atual Diretora Profa. Dra. Marisa Semprini e da Vice-Diretora Profa. Dra. Sada Assed.
À Coordenação do Programa de Pós-Graduação em Odontopediatria da Faculdade de
Odontologia de Ribeirão Preto da Universidade de São Paulo, na pessoa da coordenadora
Profa. Dra. Léa Assed Bezerra da Silva e do vice-coordenador Prof. Dr. Paulo Nelson-Filho,
por terem me concedido a oportunidade e confiado no meu potencial para trilhar o início
da minha carreira neste conceituado Programa de Pós-Graduação.
Aos docentes do Departamento de Clínica Infantil, Odontologia Preventiva e Social da
Faculdade de Odontologia de Ribeirão Preto – USP, Profa. Dra. Sada Assed, Profa. Dra.
Aldevina Campos de Freitas, Profa. Dra. Léa Assed Bezerra da Silva, Prof. Dr. Mário
Leonardo, Profa. Dra. Maria Cristina Borsatto, Prof. Dr. Paulo Nelson Filho, Profa.
Alexandra Mussolino de Queiroz, Profa. Dra. Kranya Victoria Díaz-Serrano, Profa. Dra
Maria Conceição Pereira Saraiva, Prof. Dr. Adilson Thomazinho, Profa. Dra. Mírian Aiko
Nakane Matsumoto, Profa. Dra Maria Bernadete Sasso Stuani, Prof. Dr. José Tarcísio Lima
Ferreira e à Gisele Faria, por todos os conhecimentos transmitidos, orientação e
ensinamentos.
Ao grande coleguismo de Cristiane Tomaz Rocha e Patrícia Motta Fernandes, no início
dessa jornada.
Ao grande amigo Francisco Wanderley Garcia de Paula e Silva.
À amiga Profa Maria Olímpia Vilas Boas da Fundação Bahiana para o Desenvolvimento das
Ciências, por se fazer presente em momentos divisores de águas da minha vida com seus
sinceros conselhos.
À amiga ribeirão-pretana Carla Bertolini Frigori, que sempre esteve pronta para me ajudar
e à amiga bahiana Roberta Tunes, meu apoio em diversos momentos.
Aos pós-graduandos Jaciara Gomes Miranda Souza, Thaís Andreolli do Amaral, Carolina
de Souza Guerra, Patrícia Maria Monteiro, Patrícia Motta Fernandes, Soraya Dibb Sheyer
Gonçalves, Cristiane Tomaz Rocha, Christiane Ristum Bagatin Rossi, Maria Stella Gaspar
Gomes Raffaini, Francisco Wanderley Garcia de Paula e Silva, Adriana Sasso Stuani, Andréa
Soares de Oliveira Ortolan, Raquel Assed Bezerra da Silva e Valéria Pontelli Navarro pelas
experiências compartilhadas ao longo dessa jornada.
À Profa. Carla Enoki, cuja presteza, empenho e dedicação foram fundamentais para a
realização da parte clínica deste trabalho.
Aos técnicos de laboratório de Microscopia Eletrônica de Varredura Cláudia Aparecida
Rodrigues, José Augusto Maulin e Luciano Andrey Montoro.
Ao Departamento de Análises Clínicas, Toxicológicas e Bromatológicas da Faculdade de
Ciências Farmacêuticas de Ribeirão Preto – USP, em especial ao pós-graduando Evandro
Watanabe e à técnica Maraísa Palhão Verri, pela disponibilidade e contribuição no
processamento microbiológico.
À Profa. Dra. Maria Conceição Pereira Saraiva do Departamento de Clínica Infantil,
Odontologia Preventiva e Social da Faculdade de Odontologia de Ribeirão Preto – USP,
pelos ensinamentos relativos à análise estatística.
À Isabel Cristina Galino Sola e à Regiane Cristina Moi Sacilotto, funcionárias da Seção de
Pós-Graduação, pela presteza que sempre me dispensaram.
Aos funcionários do Departamento de Clínica Infantil, Odontologia Preventiva e Social da
Faculdade de Odontologia da Ribeirão Preto – USP, Marco Antônio dos Santos, Rejane
Gomes Cavalheiro Mazer e Carmo Eurípedes Terra Barreto pelas orientações, atenção e boa
vontade.
Aos funcionários Vera Ribeiro do Nascimento, José Aparecido Neves do Nascimento,
Kleber Barbosa Rita, Nilva Aparecida Afonso Ruggiero e Fátima Aparecida Jacinto Daniel,
do Departamento de Clínica Infantil, Odontologia Preventiva e Social da Faculdade de
Odontologia da Ribeirão Preto – USP, pela cordialidade e atenção.
Aos funcionários do “Centro de Formação de Recursos Humanos Especializados no
Atendimento Odontológico de Pacientes Especiais”, Benedita Viana Rodrigues, Fátima
Rizóli, Nadir Felício, Renata Aparecida Fernandes Rodrigues e às queridas Carolina Paes
Torres Mantovani e Gisele Faria.
À Colgate/Palmolive, pelas escovas, dentifrícios e Periogard® cedidos.
Aos alunos do curso de graduação em Odontologia da Faculdade de Odontologia de
Ribeirão Preto – USP, que participaram dessa pesquisa
A vocês, toda a minha gratidão por contribuírem para o aprendizado científico para a
comunidade odontológica.
À CAPES, pela bolsa concedida.
A todas as pessoas que me ajudaram a concretizar esse trabalho.
Vocês são muito especiais para mim!
OBRIGADA DO FUNDO DO CORAÇÃO!!!
“O que vai ficar na fotografia/São os laços invisíveis que havia
As cores, figuras, motivos/O sol passando sobre os amigos Histórias, bebidas, sorrisos/E afeto em frente ao mar.”
(Leoni/Leo Jaime)
Resumo
RESUMO Peixoto, ITA. Avaliação de protocolos clínicos para a desinfecção de aparelhos ortodônticos removíveis (cultura microbiana e MEV). [dissertação]. Ribeirão Preto: FORP – Univ. de São Paulo; 2007. O objetivo do presente trabalho foi avaliar in vivo, por meio de cultura microbiana e microscopia eletrônica de varredura, a contaminação de aparelhos ortodônticos removíveis por estreptococos do grupo mutans (EGM) e a eficácia de diferentes protocolos domiciliares de desinfecção com gluconato de clorexidina a 0,12% sob a forma de spray, aplicado na superfície acrílica dos aparelhos. Quinze indivíduos voluntários, estudantes de Odontologia da FORP/USP, foram divididos aleatoriamente em 3 grupos, utilizando uma tabela de números randômicos. O estudo constou de 3 etapas, com intervalo de uma semana entre cada uma, de forma que todos os protocolos fossem utilizados em todas as etapas, sob forma de rodízio pelos diferentes grupos. Os aparelhos foram utilizados em período integral, inclusive durante o sono, sendo removidos apenas durante as refeições. Em cada etapa os voluntários receberam um novo aparelho, dentifrício fluoretado e escova dental e foram instruídos individualmente sobre qual dos seguintes protocolos deveriam seguir: Protocolo I- escovação do aparelho à noite seguida de uso de água de torneira esterilizada sob forma de spray, por 7 dias (controle); Protocolo II- escovação do aparelho à noite por 7 dias e, no 7º dia após a instalação do aparelho, uso de Periogard® sob forma de spray; Protocolo III- escovação do aparelho à noite por 7 dias e uso do Periogard® sob forma de spray, no 4º e 7º dias após a instalação do aparelho. Após cada semana de uso, os aparelhos foram recolhidos e submetidos ao processamento microbiológico, em meio de cultura CaSa B, seletivo para EGM, para contagem das unidades formadoras de colônias/biofilmes (ufc) presentes na superfície do acrílico. Três aparelhos representativos dos resultados observados com a utilização de cada protocolo foram encaminhados para processamento e análise em microscopia eletrônica de varredura (MEV). Os resultados obtidos quanto à contagem das ufc de EGM foram submetidos à análise estatística pelo teste não-paramétrico de Friedman, com nível de significância de 5%. Pôde-se verificar que 100% dos aparelhos do Protocolo I (água de torneira esterilizada) encontraram-se altamente contaminados por EGM. Os protocolos II e III reduziram a formação de colônias/biofilmes na superfície acrílica dos aparelhos ortodônticos, tendo em vista que essas soluções se comportaram de maneira estatisticamente diferente (p<0,05) da água de torneira esterilizada (Protocolo I). Os resultados da cultura microbiana foram confirmados pela MEV. Conclui-se que a desinfecção dos aparelhos ortodônticos removíveis, com spray de gluconato de clorexidina a 0,12%, uma ou duas vezes por semana, apresentaram eficácia na redução de contaminação da superfície de acrílico por EGM, in vivo. Palavras-chave: Aparelhos ortodônticos removíveis, Estreptococos do grupo mutans, Contaminação bacteriana, Desinfecção, Periogard®.
Abstract
ABSTRACT
Peixoto, ITA. Evaluation of clinical protocols in a decontamination methods of orthodontic removable appliances. (Microbial culture and SEM). [dissertation]. Ribeirão Preto: FORP – Univ. de São Paulo; 2007. The objective of this study was to evaluate, in vivo, through a microbial culture and SEM, the contamination of orthodontic removable appliances by mutans streptococci (MS) and the efficacy of different protocols domiciliary of disinfection with chlorhexidine gluconate 0.12% under the form of spray. Fifteen individuals, dentistry students of the FORP/USP, were divided, using the random numbers table, into 3 groups. The study consisted of 3 stages, with interval of the one week among each one, so that all the protocols could be used in all stages, randomly assigned, by different groups. The orthodontic removable appliances were used throughout day and night, except during meals. In each stage, the students received a new appliance, toothpaste, and toothbrush and were instructed individually on which of the following protocols would have to follow: Protocol I: to brush the appliance and use of the sterilized tap water under form of spray, at night, during 7 days (control); Protocol II: to brush the appliance during 7 days and, in 7º day after the installation of the device, follows the use of Periogard® under form of spray at night; Protocol III: to brush the appliance during 7 days and use of the Periogard® under form of spray, at night, in 4º and 7º days after the installation of the appliance. After each week of use, the appliances were submitted microbiological analysis. Three appliances of each group were submitted to SEM. The results of the number of colony forming units (cfu) of mutans group streptococci were submitted to Friedman statistical test. Based on our results, the orthodontics removable appliance became infected with mutans group streptococci, with the colonies/biofilms development in all the cases, after protocol I. The protocol group II e III statistically reduced the colonies/biofilms formation in the orthodontic removable appliance surface, when compared to sterilized tap water (p<0,005) (Protocol I). SEM confirmed the microbial culture results. The disinfection of orthodontic removable appliances using chorhexidine 0,12% once or twice a week reduced the contamination in the acrylic surface by MS , in vivo. Key Words: Orthodontic removable appliance, mutans streptococci, bacterial contamination, disinfection, Periogard®
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO 13
2 PROPOSIÇÃO 17
3 MATERIAL E MÉTODO 19
3.1 SELEÇÃO DA AMOSTRA 20
3.2 DIVISÃO DOS GRUPOS EXPERIMENTAIS 22
3.3 PROCEDIMENTOS CLÍNICOS 24
3.4 PROCESSAMENTO MICROBIOLÓGICO – CULTURA MICROBIANA. 29
3.5 MICROSCOPIA ELETRÔNICA DE VARREDURA. 34
3.6 ANÁLISE ESTATÍSTICA 36
4 RESULTADOS 37
5 DISCUSSÃO 47
6 CONCLUSÃO 60
REFERÊNCIAS 62
APÊNDICES 71
ANEXO 74
Introdução 14
1 INTRODUÇÃO
O meio bucal apresenta inúmeras espécies de bactérias que se
estabelecem e colonizam as diferentes superfícies, determinando a presença de uma
microbiota residente bastante complexa. Esses microrganismos permanecem em
homeostase, como reflexo de um equilíbrio altamente dinâmico entre a microbiota e
o hospedeiro (Fejerskov e Kidd, 2005). Quando ocorrem alterações no ambiente
bucal como, por exemplo, pela instalação de aparelhos ortodônticos (Jorge et al.,
1987; Jordan e Leblanc, 2002), pode haver uma quebra na homeostase e, como
conseqüência, um aumento da predisposição a doenças (Marsh, 2006), em função do
favorecimento do acúmulo de microrganismos (Batoni et al., 2001).
Após a instalação dos aparelhos ortodônticos na cavidade bucal, há
contaminação microbiana de suas superfícies. Isso pode ser observado em bráquetes
metálicos e cerâmicos (Anhoury et al., 2002; Steinberg e Eyal, 2004; Ahn et al.,
2005; Brêtas et al., 2005; Leung et al., 2006), fios ortodônticos (Diedrich, 1989),
bandas (Anhoury et al., 2002 e Fulford et al., 2003), adesivos ortodônticos (Badawi
et al., 2003; Ahn et al., 2006), molas (Steinberg e Eyal, 2004), elásticos (Benson et
al., 2004; Steinberg e Eyal, 2004; Magno et al., 2007), disjuntores (Martins-Ortiz et
al., 2003) e acrílico (Sreenivasan et al., 2004; Auschill et al., 2005; Lessa et al.,
2007). Além disso, os acessórios do aparelho ortodôntico dificultam a higiene bucal e
formam sítios de retenção microbiana (Batoni et al., 2001).
Esses microrganismos se organizam sob a forma de biofilme, podendo
se aderir aos aparelhos ortodônticos removíveis, particularmente sobre a superfície
de acrílico dos mesmos, a qual apresenta-se com inúmeras porosidades que podem
atuar como nichos para a colonização bacteriana (Morgan e Wilson, 2000; Martins-
Ortiz et al., 2004). Em seu estado maduro, esse biofilme é composto por várias
espécies bacterianas, incluindo microrganismos cariogênicos, como os estreptococos
do grupo mutans (Deng e Ten Cate, 2004; Ferjerskov e Kidd, 2005; Lessa et al.,
2007).
Desde 1924, quando Clarke identificou os Streptococos mutans, estes
microrganismos têm sido intensamente estudados, particularmente em provas
bioquímicas, genéticas e epidemiológicas, em função de serem considerados os
Introdução 15
agentes etiológicos primários da cárie dental (Ajdic et al., 2002; Berkovitz, 2003;
Mcneil e Hamilton, 2003).
Na literatura específica, diversos autores têm evidenciado o aumento
dos níveis de estreptococos do grupo mutans tanto na saliva quanto no biofilme
dental, após instalação de aparelhos ortodônticos (Mattingly et al., 1983; Anhoury et
al., 2002; Ahn et al., 2002; Jordan e Leblanc, 2002; Leung et al., 2006). O acúmulo
de biofilme cariogênico ocasiona queda do pH, elevando o risco de desmineralização
das estruturas dentárias (Friedman et al., 1985; Ogaard, 1989).
A escovação adequada dos aparelhos ortodônticos removíveis pode ser
uma forma de controle do biofilme que se forma sobre sua superfície. No entanto,
em crianças, jovens e idosos, a destreza manual e o cuidado com a higiene, na maior
parte das vezes, são fatores que comprometem esse controle (Dills et al., 1988).
Além disso, segundo Diedrich (1989), a escovação é ineficaz para a remoção de
microrganismos de áreas retentivas dos aparelhos.
Por esses motivos, o uso de agentes antimicrobianos que interferem no
crescimento e metabolismo bacteriano (Twetman, 2004), particularmente dos
estreptococos do grupo mutans, pode auxiliar no controle do biofilme que se
desenvolve na superfície dos aparelhos ortodônticos removíveis (Lessa et al., 2007).
No entanto, os aparelhos ortodônticos removíveis não são
desinfectados sistematicamente na prática clínica. Embora o controle do biofilme
dental dos aparelhos removíveis não seja indicado rotineiramente pelos ortodontistas
e não haja um protocolo clínico específico, Moshrefi (2002) relata que a clorexidina é
considerada o antimicrobiano “padrão ouro”, quando comparada aos demais agentes
disponíveis no mercado especializado. Apesar de Lessa et al. em 2007, terem
evidenciado que o uso da clorexidina pelo pesquisador sob a forma de spray foi
eficaz em desinfecção de placas de resina acrílica, não há estudos avaliando a
eficácia de protocolos domiciliares sistemáticos de uso de clorexidina, com essa
finalidade.
Apesar dos recentes avanços nos materiais e técnicas empregados na
Ortodontia como especialidade, a desinfecção dos aparelhos é um assunto que tem
recebido pouca atenção por parte dos pesquisadores. O rigor no controle dos níveis
dos estreptococos do grupo mutans na cavidade bucal de pacientes sob tratamento
Introdução 16
ortodôntico é de fundamental relevância para manutenção da saúde bucal, reduzindo
a ocorrência de lesões de manchas brancas ou lesões de cárie com cavitação. Assim,
pesquisas analisando a eficácia de diferentes formas de aplicação de agentes
antimicrobianos, para controle dos microrganismos cariogênicos sobre as estruturas
dentais ou sobre componentes de aparelhos ortodônticos fixos e removíveis, são
necessárias.
Proposição 18
2 PROPOSIÇÃO
O objetivo do presente estudo foi avaliar in vivo, por meio de estudo clínico
randomizado (cultura microbiana e microscopia eletrônica de varredura):
• a contaminação de aparelhos ortodônticos removíveis por
estreptococos do grupo mutans; e
• a eficácia de diferentes protocolos domiciliares de desinfecção com
gluconato de clorexidina a 0,12%, sob a forma de spray.
Material e Método
20
3 MATERIAL E MÉTODO 3.1 SELEÇÃO DA AMOSTRA
Após a aprovação do projeto pelo Comitê de Ética em Pesquisa
envolvendo seres humanos da Faculdade de Odontologia de Ribeirão Preto da
Universidade de São Paulo (processo 2006.1.477.58.0 - Anexo A), foi obtido o
consentimento livre e esclarecido de cada participante da pesquisa. Foram
selecionados 150 indivíduos, estudantes do 3º e 4º ano da Faculdade de Odontologia
de Ribeirão Preto da Universidade de São Paulo, de ambos gêneros, com idade
variando entre 18 e 25 anos, que se interessaram em participar da pesquisa como
voluntários.
Para a seleção da amostra, foi realizada a anamnese e o exame clínico,
dos 150 indivíduos, incluindo apenas aqueles que apresentam oclusão com
alinhamento dentário favorável e aqueles que apresentam boa saúde geral e que não
estiveram fazendo uso de antibióticos e/ou soluções antimicrobianas por um período
de 3 meses. Foram excluídos os casos de apinhamentos severos, diastemas
acentuados e problemas periodontais. De acordo com esses critérios indicados,
foram selecionados 100 voluntários.
Adicionalmente, a seleção da amostra foi restrita aos indivíduos que
apresentavam estreptococos do grupo mutans na saliva.
Avaliação dos níveis salivares de estreptococos do grupo mutans
Com o objetivo de avaliar se os 100 voluntários apresentavam
estreptococos do grupo mutans (EGM) na saliva, foram colhidos aproximadamente
2,0mL de saliva não estimulada em tubos de ensaio contendo pérolas de vidro. As
amostras, após homogeneização em aparelho Mixtron-Toptronix (São Paulo-SP),
foram submetidas à diluição decimal até 10-4, em solução salina tamponada
fosfatada (PBS), pH 7,0. Alíquotas de 0,05mL da saliva pura e após diluição foram
depositadas em placas de Petri contendo o meio de cultura SB20 modificado
(Azevedo, 1988; Torres et al, 1993), seletivo para estreptococos do grupo mutans, e
Material e Método
21
semeadas com auxílio de bastão de vidro angulado. Após semeadura, as placas
foram incubadas em microaerofilia, pela técnica da chama de vela, durante 72 horas,
a 37ºC.
Em seguida foi realizada a contagem do número de unidades
formadoras de colônia (ufc) por mL de saliva, com auxílio de microscópio
estereoscópico. Colônias características do grupo mutans foram transferidas para
tubos contendo o meio tioglicolato (Fluid thioglycollate medium w/o glucose or
indicator – Difco), incubados a 37ºC, por 24 horas, para biotipagem. Foram
efetuadas as seguintes provas bioquímicas, de acordo com Shklair e Keene (1974):
fermentação do manitol, sorbitol, rafinose e melibiose, resistência à bacitracina,
hidrólise da esculina e fermentação de peróxido de hidrogênio (Whittenbury, 1964),
segundo modificações propostas por Ito et al. (1993), e hidrólise da arginina.
Observou-se que 51 dos 150 voluntários apresentaram estreptococos
do grupo mutans na saliva, com números de ufc variando de 06 a 3.000.000. Entre
os 51 indivíduos, 100% apresentavam S. mutans, em níveis variando de 06 a
2.720.000 ufc/mL, enquanto que apenas 11,5% apresentaram S. sobrinus, em níveis
variando de 1.800 a 280.000 ufc/mL de saliva (tabela na estatística do texto).
Desta forma, levando-se em conta os critérios de inclusão
estabelecidos, indivíduos com níveis salivares mais elevados de estreptococos do
grupo mutans foram selecionados 21 para participar do estudo.
Material e Método
22
3.2 DIVISÃO DOS GRUPOS EXPERIMENTAIS (Randomização)
Após a leitura e assinatura do termo de consentimento livre e
esclarecido (Apêndice A) os 21 estudantes foram divididos em 3 grupos de 07
indivíduos por meio de sorteio (aleatorização), usando tabela de números ao acaso e
seguindo o protocolo “cross-over” randômico.
Os protocolos clínicos foram testados, sob a forma de rodízio, pelos
diferentes grupos de estudantes, em 3 etapas, com intervalo de uma semana entre
elas, com objetivo de minimizar a interferência de fatores de confusão nos
resultados. Foram analisados os seguintes protocolos para a desinfecção de
aparelhos ortodônticos:
• Protocolo I: escovação do aparelho por 7 dias (3 vezes ao dia) e uso
de água de torneira esterilizada sob a forma de spray à noite
(controle), por 7 dias.
• Protocolo II: escovação do aparelho por 7 dias (3 vezes ao dia) e uso
de Periogard® sob a forma de spray, à noite, no 7º dia após a
instalação do aparelho.
• Protocolo III: escovação do aparelho por 7 dias (3 vezes ao dia) e
uso de Periogard® sob a forma de spray à noite, no 4º e 7º dias após a
instalação do aparelho.
A tabela 1 apresenta a composição e o fabricante das soluções
empregadas:
Tabela 1 – Composição das soluções utilizadas.
Soluções utilizadas Fabricante Composição
Periogard®
Colgate Palmolive –
Kolynos do Brasil Ltda.
- Gluconato de clorexidina a 0,12% - Água - Glicerina - Etanol - Polisorbato 20 - Composição aromática com sabor de menta - Sacarinato de sódio - Corante FD&Blue nº1
Água de torneira
esterilizada
Laboratório de
Microbiologia/FCFRP/USP
__
Material e Método
23
Portanto, cada aluno utilizou 3 placas de acrílico, de tal modo que cada
aparelho fosse utilizado durante 7 dias. No 8º dia, os aparelhos foram recolhidos,
pela manhã, para avaliação microbiológica. Para cada aparelho foi utilizado um dos 3
protocolos de desinfecção. A tabela 2 apresenta a randomização dos voluntários nos
3 grupos e nas 3 etapas do estudo.
Tabela 2 – Randomização dos 24 estudantes nos 3 grupos e nas 3 etapas do estudo
Grupos 1ª Etapa 2ª Etapa 3ª Etapa
Grupo 1 - Protocolo I - Protocolo III - Protocolo II
Grupo 2 - Protocolo III - Protocolo II - Protocolo I
Grupo 3 - Protocolo II - Protocolo I - Protocolo III
Material e Método
24
3.3 PROCEDIMENTOS CLÍNICOS
Confecção dos aparelhos Ortodônticos
Os alunos foram moldados com alginato Jeltrate (Dentsply), utilizando-
se moldeira ortodôntica. Após a desinfecção do molde com spray de hipoclorito de
sódio a 1%, por 10 minutos, e lavagem em água corrente por 30 segundos, o molde
foi vazado com gesso pedra branco tipo alfa especial (Mossoró), para obtenção dos
modelos de gesso.
Para a confecção das placas de acrílico, foi utilizada resina acrílica
autopolimerizável Ortoclass (Artigos Odontológicos Clássicos LTDA.), seguindo a
proporção monômero/polímero recomendada pelo fabricante (figura 1 B).
O modelo de gesso foi isolado com Cel-Lac (SS White Artigos
Odontológicos) (figura 1 A), seguido da colocação do acrílico e remoção dos excessos
(figura 1 C e D). O modelo foi, então, colocado em panela sob pressão (VH Soft Line
– Polimerizador para acrílico) (figura 1 E) durante 15 minutos, para evitar a formação
de bolhas durante a polimerização do acrílico.
Após a polimerização, foi realizado o recorte e o acabamento do
aparelho (figura 1 F), utilizando fresa de tungstênio em motor com peça de mão
para baixa rotação, recortando os contornos em bisel. Para acabamento e
regularização da superfície, foram utilizadas lixas para madeira número 180,
montadas em mandris e motor para baixa rotação em peça de mão (figura 1 G). O
polimento do aparelho foi realizado inicialmente com escova de pêlos em forma de
roda, montada em torno para polimento, utilizando-se baixa velocidade e pasta de
pedra-pomes em pó e água (figura 1 I), seguido de roda de pano (figura 1 H). A
placa de acrílico foi, então, lavada com água e sabão para eliminar o excesso de
pedra-pomes. O acabamento final foi realizado em polidora química (PQ 9000 –
Termotron) (figura 1 J) aumentando, assim, o brilho e a lisura da superfície do
acrílico (figura 1 K).
Figura 1 – Confecção dos aparelhos ortodônticos A. Aplicação do Cel-Lac (SS White Artigos Odontológicos) no modelo de gesso.
B. Manipulação da resina acrílica.
C. e D. Remoção do excesso de resina no modelo de gesso.
E. Colocação do aparelho em panela sob pressão (VH Soft Line).
F. Recorte do parelho utilizando fresa de tungstênio.
G. Acabamento e regularização da superfície utilizando lixas montadas em mandris
em motor de peça de mão para baixa rotação.
H. Polimento com roda de pano montada no torno.
I. Polimento com escova de pêlos em forma de roda montada no torno.
J. Polimento químico (Polidora química PQ 9000 – Termotron).
K. Aspecto final do aparelho.
Material e Método
26
Orientações para a Higienização Bucal e do Aparelho Ortodôntico
Removível
Os alunos foram orientados a realizar a escovação com a técnica de
Bass (figura 2 E), 3 vezes ao dia após as refeições, com a escova dental (Colgate
Professional) (figura 2 B) e dentifrício (Colgate Máxima Proteção Anticáries), (figura 2
C), oferecidos pelos pesquisadores a cada voluntário, além da utilização do fio
dental. Foram instruídos também a higienizar mecanicamente as suas respectivas
placas de acrílico com a mesma freqüência e com a mesma escova dental e
dentifrício, a fim de padronizar a higiene bucal e do aparelho. Para cada aparelho
utilizado foi doada uma escova nova, de modo que cada aluno recebeu 3 escovas
(Colgate Professional) durante o experimento, além de 2 borrifadores de 100mL (IB-
Embalagens – Ribeirão Preto - SP) codificados (figura 2 D), contendo água de
torneira esterilizada e Periogard® (figura 2 A) e uma caixa plástica apropriada para
guardar o aparelho (figuras 2 F e G). As soluções foram acondicionadas nos frascos
individuais de plástico na forma de spray em câmara de fluxo laminar (Veco –
Campinas – SP).
Os aparelhos foram utilizados em tempo integral, inclusive durante o
período noturno, sendo removidos apenas durante as refeições.
Ao realizar a desinfecção de acordo com cada protocolo proposto
(figuras 2 H, I e J), o voluntário foi orientado a segurar o aparelho a uma distância
de no máximo 5 centímetros do frasco e borrifar a solução sobre os dois lados do
aparelho, 3 vezes em cada lado, num total de aproximadamente 2,5mL de solução
por aparelho. A solução deveria ser borrifada em toda a superfície do aparelho,
sendo o excesso da solução removido com o ato de bater a mão que estava
segurando o aparelho sobre a borda da pia sendo o aparelho em seguida recolocado
na cavidade bucal até a próxima higienização, até ser recolhido pelo pesquisador.
Material e Método
27
Transporte dos Aparelhos
No 8º dia pela manhã, após os protocolos serem realizados pelos
alunos, os aparelhos foram acondicionados em coletores universais esterilizados de
80mL (Pleion Indústria e Comércios Plásticos Ltda.) e transportados para o
laboratório de Microbiologia do Departamento de Análises Clínicas, Toxicológicas e
Bromatológicas da Faculdade de Ciências Farmacêuticas de Ribeirão Preto –
Universidade de São Paulo, para processamento microbiológico (figura 2 K).
Figura 2 – Higienização Bucal e do Aparelho Ortodôntico Removível
A. Solução de gluconato de clorexidina a 0,12% - Periogard®.
B. Escova dental (Colgate Professional) utilizada para higienização mecânica bucal
e dos aparelhos removíveis.
C. Dentifrício (Colgate Máxima Proteção Anticáries) utilizado para higienização
mecânica bucal e dos aparelhos removíveis.
D. Borrifadores de 100mL (IB-Embalagens – Ribeirão Preto - SP) codificados,
contendo água de torneira esterilizada e Periogard®.
E. Técnica de Bass explicada para os indivíduos da pesquisa.
F. Kit com Periogard® distribuído para os alunos.
G. Kit com água de torneira esterilizada distribuída para os alunos.
H. Protocolo I para desinfecção do aparelho – uso de água de torneira
esterilizada, uma vez ao dia, por 7 dias.
I. Protocolo II para desinfecção do aparelho – uso de Periogard® uma vez por
semana.
J. Protocolo III para desinfecção do aparelho – uso de Periogard® duas vezes por
semana.
K. Transporte dos aparelhos.
Material e Método
29
3.4 PROCESSAMENTO MICROBIOLÓGICO – CULTURA MICROBIANA
Preparo do meio de cultura CaSa B (Caldo Sacarose Bacitracina)
O meio de cultura CaSa B, seletivo enriquecedor para estreptococos do
grupo mutans, foi preparado como descrito por Jensen e Brattall (1989), sem azul de
tripan, como sugerido por Cesco et al. (1995).
Meio de cultura CaSa B – Composição
Casitone Difco 15,0g
Extrato de levedura Difco 5,0g
L-Cisteína Merck 0,2g
Sulfito de sódio Merck 0,1g
Acetato de sódio Reagen 20,0g
Sacarose Açúcar cristal 200,0g
Água destilada Qsp 1000,0mL
Os componentes, pesados em balança elétrica (Marte), foram
colocados em balão de Erlenmeyer, onde foram adicionados 1000,0mL de água
destilada. Após homogeinização, o meio foi esterilizado em autoclave a 120ºC, por
20 minutos. Decorrido este período, a autoclave foi aberta cuidadosamente para
resfriamento rápido, evitando a caramelização do açúcar. O meio preparado foi,
então, armazenado à temperatura ambiente. No momento do uso foi adicionado
1,0% da solução de bacitracina (Bacitracina/Sigma: 0,0033g; água destilada
esterilizada: 10,0mL) ao meio, o qual foi homogeneizado e distribuído nos coletores
universais esterilizados de 80,0mL de forma que, quando da colocação do aparelho
ortodôntico nesses coletores, o mesmo ficasse completamente imerso no meio de
cultura. O meio foi conservado em refrigerador, à temperatura de 4ºC, sendo
utilizado no prazo máximo de 7 dias, uma vez que a bacitracina perde a atividade
antimicrobiana após esse período.
Material e Método
30
O meio de cultura seletivo enriquecedor CaSa B foi empregado para
avaliar a formação de biofilme pelos estreptococos do grupo mutans, sobre a
superfície acrílica do aparelho.
Preparo do meio de cultura SB20 (Ágar Sacarose Bacitracina) modificado
O meio de cultura SB20 modificado, seletivo para estreptococos do
grupo mutans, foi preparado como preconizado por Azevedo (1988) e Torres et al.
(1993).
Meio de cultura SB20 – Composição
Casitone Difco 15,0g
Extrato de levedura Difco 5,0g
L-Cisteína Merck 0,2g
Sulfito de sódio Merck 0,1g
Acetato de sódio Reagen 20,0g
Sacarose Açúcar cristal 200,0g
Agar-ágar Difco 15,0g
Água destilada Qsp 1000,0mL
Por meio da utilização de uma balança elétrica (Marte), com exceção
do ágar e da sacarose, os componentes foram pesados e colocados em um cálice
com 1000,0mL de água destilada, sendo dissolvidos com auxílio de bastão de vidro.
Ao ágar e à sacarose, pesados e colocados em balão de Erlenmeyer, foi adicionada a
solução obtida, lavando-se as paredes do balão. A seguir, os balões foram
tamponados com algodão, identificados e autoclavados por 20 minutos, a 120ºC.
Após o resfriamento até cerca de 50ºC, 1,0% da solução de bacitracina foi
adicionada e homogeneizada. Assepticamente, o meio obtido foi vertido em placas
de Petri de 20x100mm esterilizadas, em volumes de 20,0mL. Após a solidificação, as
Material e Método
31
placas foram mantidas em refrigerador, a 4ºC, sendo utilizadas no período máximo
de 7 dias.
Este meio de cultura seletivo foi utilizado para confirmar se os
microrganismos que se desenvolveram sobre a superfície acrílica do aparelho
ortodôntico removível, sob a forma de colônias/biofilmes, realmente eram
pertencentes ao grupo mutans.
Semeadura e Incubação
Após serem imersos nos coletores universais contendo o meio de
cultura CaSa B, os aparelhos foram incubados por 3 ou 4 dias, a 37ºC. Decorrido o
tempo de incubação, os aparelhos foram submetidos à agitação manual no próprio
meio de cultura e retirados, cuidadosamente, dos coletores.
Contagem das Colônias/Biofilmes de Estrepcocos do Grupo Mutans
A seguir, os aparelhos de cada grupo foram analisados quanto à
presença ou não de desenvolvimento de biofilme sobre a superfície do acrílico, com o
auxílio de microscópio estereoscópico (Nikon – Japão), sob luz refletida, sendo
efetuada a contagem das colônias/biofilmes de estreptococos do grupo mutans
aderidas ao acrílico.
Como sugerido por Barbosa (2003), Pereira (2004), Nelson-Filho et al.
(2006) e Lessa et al. (2007) o número de colônias foi expresso tendo como base os
seguintes parâmetros:
• 0: ausência de biofilme;
• 1 a 100: quando foi possível efetuar a contagem exata do número de
unidades formadoras de colônia presentes;
• Incontável: contagem de valores superiores a 100 colônias ou quando
o desenvolvimento bacteriano foi tão intenso, inclusive com colônias
confluentes, impossibilitando a contagem exata do número de unidades
formadoras de colônias/biofilmes de estreptococos do grupo mutans.
Material e Método
32
Confirmação da Identidade Microbiana
A confirmação de que os microrganismos presentes nos aparelhos,
contados sob a forma de colônias/biofilmes, realmente eram pertencentes ao grupo
mutans, foi realizada transferindo-se algumas colônias/biofilmes presentes nos
aparelhos para tubos contendo pérolas de vidro e 2,0mL de Tampão Fosfato
Sorensen (PBS), preparado segundo Sober e Harte (1968). Após agitação em
aparelho Mixtron-Toptronix (São Paulo – SP), em velocidade 4 por 2 minutos, foi
efetuada a semeadura de alíquotas da suspensão resultante do meio de cultura SB20
modificado, seletivo para estreptococos do grupo mutans. Decorridas 72 horas de
incubação em microaerofilia, a 37ºC, foi verificado o desenvolvimento de unidades
formadoras de colônia, efetuando-se a identificação bioquímica de acordo com
Shklair e Keene (1974), com modificações propostas por Ito et al., (1993).
A figura 3 apresenta o fluxograma da metodologia empregada no
processamento microbiológico.
Material e Método
33
Material e Método
34
3.5 MICROSCOPIA ELETRÔNICA DE VARREDURA
Após a realização do processamento microbiológico e contagem das
colônias/biofilmes, 3 aparelhos representativos dos resultados observados em cada
protocolo (I, II e III) foram seccionados com alicate e colocados em solução fixadora
de cacodilato de sódio a 0,1M e glutaraldeído a 3%. Em seguida, foram
transportados ao laboratório de microscopia da Faculdade de Ciências Agrárias e
Veterinárias de Jaboticabal (Universidade Estadual Paulista), para processamento e
análise em microscopia eletrônica de varredura (MEV).
Decorridas 48 horas de permanência no glutaraldeído, os aparelhos
foram lavados com água destilada e colocados em frascos contendo álcool em
diferentes concentrações (30, 50, 70, 80, 90 e 100%), seqüencialmente, por um
período de 10 minutos em cada frasco.
Para análise em microscópio eletrônico, os aparelhos foram submetidos
à secagem com CO2, no ponto crítico, em aparelho EMS 850, e montados em “stubs”
metálicos com fita adesiva e cola de prata condutora. A seguir, foram submetidos ao
processo de metalização em ouro sob vácuo em aparelho Delton Vacuum Desk II,
durante 60 segundos. A análise foi efetuada em microscópio eletrônico (Zeiss EVO-
50), a 15KV. Para evidenciar a presença ou ausência de biofilme bacteriano, foram
efetuadas eletromicrografias dos aparelhos, com aumentos variando entre 800 a
40.000 vezes.
A figura 4 representa o fluxograma da metodologia empregada no
processamento para a microscopia eletrônica de varredura.
Material e Método
35
Material e Método
36
3.6 ANÁLISE ESTATÍSTICA
Para a realização da análise estatística com relação à presença ou
ausência de colônias/biofilmes sobre a superfície acrílica dos aparelhos após cultura
microbiana, os números de colônias/biofilmes foram convertidos em escores, tendo
como base os seguintes parâmetros:
Escore 0: aparelhos com ausência de colônias/biofilmes;
Escore 1: de 1 a 50 colônias/biofilmes de estreptococos do grupo mutans;
Escore 2: de 50 a 100 colônias/biofilmes de estreptococos do grupo mutans;
Escore 3: mais de 100 colônias/biofilmes de estreptococos do grupo mutans.
O programa estatístico SAS (Statistical Analyses System - SAS) foi
empregado para realização da análise estatística.
Uma vez que a variável “unidade formadora de colônia” não seguia a
distribuição normal, optou-se por um teste de distribuição livre ou não paramétrico.
O teste estatístico de Friedman para amostras vinculadas foi aplicado para
verificação de possíveis diferenças entre os protocolos estudados, com relação à
inibição ou não da formação do biofilme microbiano sobre a superfície dos aparelhos
ortodônticos. O nível de significância adotado foi de 5%.
Resultados
38
4 RESULTADOS
Da cultura microbiana
Dos 21 alunos selecionados para este estudo, apenas 15 (71,42%)
foram incluídos, uma vez que 3 alunos tomaram antibiótico após ter iniciado o
estudo, 2 não compareceram às etapas nos dias das coletas e 1 indivíduo perdeu um
aparelho sendo, portanto, excluídos do estudo. Os resultados microbiológicos,
relativos ao número de colônias/biofilmes de estreptococos do grupo mutans
evidenciado na superfície acrílica dos aparelhos ortodônticos, após seguir os
diferentes protocolos (figuras 5A, 6A e 7A) estão apresentados na Tabela 3. As
colônias/biofilmes de estreptococos do grupo mutans estavam presentes em todos os
aparelhos ortodônticos (100%) do grupo controle (Protocolo I – borrifados com água
de torneira esterilizada), com número de colônias/biofilmes variando de 28 a
incontável. Dos 15 casos desse grupo, 11 apresentaram intensa contaminação
microbiana, com número incontável de colônias/biofilmes (figuras 5B a E).
Já nos grupos onde foram utilizados os Protocolos II (Periogard® 1 vez
por semana) e III (Periogard® 2 vezes por semana) observou-se 80 e 60% de
contaminação por estreptococos do grupo mutans, respectivamente, com número de
colônias variando de 0 a incontável no Protocolo II (figuras 6B a E) e no Protocolo III
(figuras 7B a E). Em 7 aparelhos do protocolo II e em 4 do protocolo III observou-se
número incontável de colônias/biofilmes. Um total de 6 aparelhos do protocolo III
(40%) e 3 aparelhos do protocolo II (20%) apresentaram ausência de
colônias/biofilmes de estreptococos do grupo mutans (figuras 6 C e E; 7 B e C).
Comparativamente ao uso da água de torneira esterilizada, houve
redução numérica da contagem de colônias/biofilmes de estreptococos do grupo
mutans na superfície acrílica dos aparelhos ortodônticos em 7 casos (46,6%), após o
uso do Protocolo II, e em 11 casos (73,3%) após o uso do Protocolo III.
Resultados
39
Tabela 3 - Número de colônias/biofilmes de estreptococos do grupo mutans na superfície acrílica dos aparelhos ortodônticos, após o uso dos diferentes protocolos (protocolo I: água de torneira esterilizada; protocolo II: Periogard® no 7º dia; e protocolo III: Periogard® no 4º e no 7º dias), sob forma de spray.
Caso PROTOCOLO I PROTOCOLO II PROTOCOLO III
1 64 45 0 2 66 Inc Inc 3 Inc 1 0 4 Inc Inc 10 5 Inc Inc 0 6 Inc 0 5 7 95 0 9 8 Inc Inc 36 9 Inc 96 0 10 28 57 9 11 Inc Inc Inc 12 Inc Inc Inc 13 Inc 0 0 14 Inc Inc Inc 15 Inc 24 0
Número total de casos positivos para
estreptococos do grupo mutans
15 (100%)
12 (80%)
9 (60,0%)
Inc: incontável; 0: ausência de colônias/biofilmes.
Da confirmação da identidade microbiana
A semeadura de colônias com morfologia macro e microscópica
característica, no meio de cultura SB20 modificado, confirmou que as colônias que se
desenvolveram na superfície acrílica dos aparelhos eram realmente pertencentes ao
grupo mutans.
Resultados
40
Da Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV)
Após cultura microbiana, a análise em microscópio eletrônico de
varredura de 3 aparelhos ortodônticos representativos de cada grupo (Protocolos I,
II e III), evidenciou que:
Quando a cultura microbiana foi positiva, com evidenciação de
colônias/biofilmes ao microscópio estereoscópico, observou-se também a
formação de biofilme bacteriano na superfície dos aparelhos, em MEV
(figuras 5F, G, H, I e J; 6G e H; 7G e H).
Nos casos onde não houve formação de colônias/biofilmes ao microscópio
estereoscópico, observou-se na MEV a ausência de microrganismos
(Protocolos II e III) ou, em alguns casos do protocolo II, apenas a
presença de microrganismos esparsos após a utilização do Periogard®
(figuras 6F e 7F).
Figura 5 – Protocolo I - Água de torneira esterilizada
Solução sendo borrifada sobre o aparelho.
Intenso número de colônias/biofilmes de estreptococos do grupo mutans
sobre a superfície acrílica dos aparelhos ortodônticos removíveis, após
cultura microbiana.
Eletromicrografias evidenciando a formação de colônias/biofilmes em
aumentos de 1000 a 20000x.
A.
B a E.
F a J.
Figura 6 – Protocolo II - Periogard® 1 vez por semana
Solução sendo borrifada sobre o aparelho.
Formação de colônias/biofilmes de estreptococos do grupo mutans sobre
a superfície acrílica dos aparelhos ortodônticos removíveis, após cultura
microbiana.
Eletromicrografias evidenciando a formação de colônias/biofilmes em
aumentos de 2000 a 20000x.
A.
B a E.
F a H.
Figura 7 – Protocolo III - Periogard® 2 vezes por semana
Solução sendo borrifada sobre o aparelho.
Formação de colônias/biofilmes de estreptococos do grupo mutans sobre
a superfície acrílica dos aparelhos ortodônticos removíveis, após cultura
microbiana.
Eletromicrografias evidenciando a formação de colônias/biofilmes em
aumentos de 800 a 40000x.
B a E.
A.
F a H.
Resultados
44
Da análise estatística
A tabela 4 apresenta os resultados em escores do número de
colônias/biofilmes de estreptococos do grupo mutans presentes na superfície
acrílica dos aparelhos ortodônticos, após o uso dos diferentes protocolos, sob a
forma de spray, submetidos à análise no programa estatístico SAS.
Tabela 4 – Escores do número de colônias/biofilmes de estreptococos do grupo mutans na superfície acrílica dos aparelhos ortodônticos, após o uso dos diferentes protocolos (protocolo I: água de torneira esterilizada; protocolo II: Periogard® no 7º dia e protocolo III: Periogard® no 4º e no 7º dias), sob a forma de spray.
Caso PROTOCOLO I PROTOCOLO II PROTOCOLO III
1 2 1 0 2 2 3 3 3 3 1 0 4 3 3 1 5 3 3 0 6 3 0 1 7 2 0 1 8 3 3 1 9 3 2 0 10 1 2 1 11 3 3 3 12 3 3 3 13 3 0 0 14 3 3 3 15 3 1 0
Resultados
45
A figura 8 apresenta os resultados, em escores, obtidos com o uso dos
diferentes protocolos, em relação à formação ou não de colônias/biofilmes sobre a
superfície acrílica dos aparelhos ortodônticos.
Figura 8 – Resultados em escores da formação ou não de colônias/biofilmes sobre a superfície dos aparelhos ortodônticos removíveis, após o uso dos diferentes protocolos.
Os dados obtidos foram confrontados dois a dois por meio do teste de
Friedman. De acordo com os resultados dessa comparação entre os protocolos dois a
dois (Apêndice B), pôde-se evidenciar que houve diferença estatisticamente
significante entre os protocolos.
De acordo com os resultados numéricos obtidos, pôde-se verificar que
os Protocolos II (Periogard® 1 vez por semana) e III (Periogard® 2 vezes por
semana) reduziram a formação de colônias/biofilmes na superfície dos aparelhos
ortodônticos. Entretanto apenas o protocolo III se comportou de maneira
estatisticamente diferente (p<0,05) da água de torneira esterilizada (Protocolo I).
Embora o Protocolo III tenha apresentado maior redução numérica na contagem de
colônias/biofilmes de estreptococos do grupo mutans na superfície dos aparelhos
I II III
0
1
2
3
Protocolos
Esco
res
Água
Periogard® 1x/semana
Periogard® 2x/semana
Resultados
46
ortodônticos (80% dos casos), que o Protocolo II (60%), quando comparados, não
apresentaram diferença estatisticamente significante entre si (p>0,05).
Assim, estatisticamente os protocolos II e III apresentaram eficácia. No
entanto, numericamente pode-se inferir que o Protocolo III apresentou melhores
resultados.
Discussão 48
5 DISCUSSÃO
5.1 DA METODOLOGIA
O presente estudo microbiológico e em microscopia eletrônica de
varredura foi randomizado, com o objetivo de minimizar a incorporação de vieses,
os quais poderiam interferir nos resultados obtidos com o uso das diferentes
soluções. Optou-se pela realização de um estudo clínico randomizado, pois esse
representa o “padrão ouro” (delineamento ideal) das pesquisas que avaliam a
eficácia clínica de materiais e técnicas de tratamento (Fletcher et al., 2002).
A cavidade bucal apresenta inúmeras espécies de microrganismos
presentes na saliva ou colonizando suas diferentes superfícies, sob a forma de
biofilme (Fejerskov e Kidd, 2005). Embora os aparelhos ortodônticos, após sua
utilização, possam ser contaminados por diferentes bactérias, vírus e fungos
presentes nesse ambiente, avaliamos apenas a presença de estreptococos do
grupo mutans, em função desses serem considerados os agentes etiológicos
primários da cárie dental (Ajdic et al., 2002; Berkowitz, 2003; Fejerskov e Kidd,
2005) e de serem os microrganismos que mais comumente contaminam os
aparelhos ortodônticos (Sreenivasan et al., 2004).
A contaminação microbiana dos aparelhos ortodônticos pode, à
semelhança do que ocorre com as escovas dentais, sofrer a influência do tipo de
dentifrício utilizado. Quando o dentifrício apresenta agentes antimicrobianos como
o triclosan em sua composição, há uma redução desta contaminação (Sreenivasan
et al., 2004; Nelson-Filho et al., 2004). Tendo em vista que o objetivo do presente
estudo foi avaliar a contaminação da superfície acrílica de aparelhos ortodônticos
por estreptococos do grupo mutans e a eficácia de protocolos para a sua
desinfecção, foi utilizado dentifrício contendo apenas flúor durante a escovação, a
fim de que não houvesse interferências nos resultados. Além disso, os voluntários
foram orientados a efetuar um enxágüe vigoroso dos aparelhos, após escovação,
pois, apesar da ausência de consenso (Kolahi e Soolari, 2006), alguns autores
(Jones, 1997; Kolahi e Soolari, 2006) relataram que o lauril sulfato de sódio e o
Discussão 49
monofluorfosfato de sódio, presente nos dentifrícios são incompatíveis com a
clorexidina.
Os aparelhos ortodônticos removíveis são confeccionados utilizando
resina acrílica à base de polimetacrilato de metila, que sofre auto-polimerização
por meio de reações entre o monômero e o polímero. Falhas nessa mistura podem
favorecer o aparecimento de porosidades que, quando presentes na superfície do
aparelho, dificultam ou impossibilitam seu polimento e sua limpeza diária
adequada, permitindo a retenção/adesão de microrganismos. Quanto maior for a
quantidade de polímero, menor a contração da resina. No entanto, deve-se
empregar uma quantidade suficiente de monômero para umedecer cada pérola de
polímero (Philips, 1993). Independentemente do tipo de acabamento utilizado, os
microrganismos podem penetrar e se manter viáveis a uma profundidade que
varia de 1 a 2 micrometros (Davenport, 1972).
A confecção das placas de resina acrílica empregadas nesse trabalho
foi padronizada, como descrito nos estudos de Sreenivasan et al. (2004) e Auschill
et al. (2005), diminuindo a influência da energia de superfície e rugosidade na
formação do biofilme dental. O acrílico do aparelho ortodôntico deve ser polido
para obter lisura superficial (Bollen et al., 1997), reduzindo a presença de
microrganismos que podem penetrar no interior da resina (Chau et al., 1995; Lin
et al., 1999). Martins-Ortiz et al. (2004) evidenciaram, em microscopia eletrônica
de varredura, que o acrílico dos aparelhos ortodônticos se comporta como uma
esponja, com inúmeras porosidades que possibilitam grande retenção de resíduos
e microrganismos. Com o objetivo de reduzir as irregularidades e porosidades da
resina acrílica, realizamos o polimento químico, a fim de tornar a superfície do
aparelho menos susceptível à retenção/adesão de microrganismos.
No presente estudo clínico randomizado, foi avaliada a eficácia de 2
protocolos clínicos domiciliares para a desinfecção de placas de acrílico
empregadas na confecção de aparelhos ortodônticos removíveis (protocolos
experimentais), tendo a água de torneira esterilizada como controle. A fim de
oferecer respaldo para a adoção de um protocolo eficaz do ponto de vista clínico a
ser indicado pelos ortodontistas e odontopediatras, delineamos um estudo in vivo
Discussão 50
que simulasse e refletisse a prática clínica diária. Assim, após a instalação dos
aparelhos, o material para higiene e desinfecção foi entregue aos voluntários, que
receberam as orientações com relação à maneira e freqüência de desinfecção dos
aparelhos, de acordo com cada protocolo. Acreditamos que, assim como em
qualquer pesquisa clínica, alguns fatores inerentes à colaboração e dedicação por
parte dos indivíduos que participaram do estudo possam ter apresentado alguma
influência nos resultados.
Nos 2 protocolos experimentais foi empregado o Periogard®, que é uma
solução à base de gluconato de clorexidina a 0,12% disponível no comércio e
amplamente utilizada na prática odontológica, com finalidades diversas (Denton,
1991).
Os métodos de desinfecção de aparelhos acrílicos devem ser capazes
de promover a inativação rápida dos microrganismos patogênicos, sem causar
efeitos adversos à estrutura do aparelho (Pavarina et al., 2003a). A desinfecção
por imersão em soluções químicas pode predispor a resina acrílica ao
comprometimento da sua estrutura, devido a sua propriedade de absorção de
moléculas de água. Atentos a esse problema, Asad et al. (1992) relataram que a
clorexidina a 0,5% não afetou a estrutura do acrílico significativamente após 5
dias de imersão. Entretanto, quando mantidos em soluções desinfetantes a base
de álcool e fenol, pelo mesmo período de 7 dias, esses atuaram como solventes,
tornando os aparelhos mais susceptíveis a fraturas ao redor das linhas de
rachaduras (Shen et al., 1989; Ma et al., 1997).
Nos diferentes protocolos experimentais (Protocolos I, II e III) as
soluções foram aplicadas sob a forma de spray, como descrito por Meier et al.
(1996), Sato et al. (2005), Nelson-Filho et al. (2006) e Lessa et al. (2007). Embora
os ortodontistas e protesistas, na prática clínica, geralmente recomendem
desinfetar os parelhos ortodônticos e próteses mergulhando-os em diferentes
agentes antimicrobianos, por determinados períodos de tempo (Dills et al., 1988;
Morgan e Wilson, 2000; Pavarina et al., 2003b; Pavarina et al., 2003a), a
aplicação dessas substâncias, sob a forma de spray é mais prática e econômica
(Sato et al., 2005; Nelson-Filho et al., 2006; Lessa et al., 2007).
Discussão 51
Para a avaliação microbiológica, em nosso estudo, não foi empregada a
técnica de diluição, onde os aparatos são submetidos à agitação mecânica ou
ultra-sônica para dessorção dos microrganismos, sendo as suspensões resultantes
diluídas e semeadas em meio de cultura sólido. Os aparelhos foram incubados
diretamente no meio de cultura líquido pois, além de avaliar a contaminação
microbiana, objetivamos evidenciar a formação do biofilme in situ, sobre a
superfície acrílica dos aparelhos.
Diferentes meios de cultura sólidos têm sido empregados para a
detecção de estreptococos do grupo mutans, tais como o ágar Mitis Salivarius
Bacitracina – MSB (Gold et al., 1973; Tedjosasongko e Kozai, 2002), o ágar
Sacarose-Bacitracina – SB20 (Davey e Rogers, 1984; Sanches et al., 2001), o ágar
Sacarose-Bacitracina modificado (Azevedo, 1988; Torres et al., 1993) e o
Tryptone-Yeast extract-Cysteine-Sucrose-Bacitracin – TYCSB (Wan et al., 2003).
Utilizamos o Caldo Sacarose Bacitracina (CaSa B), já empregado nos trabalhos de
Louvain (2002), Macari (2002), Barbosa (2003), Pereira (2004), Sato et al. (2005),
Nelson-Filho et al. (2006), Lessa et al. (2007) e Magno et al. (2007), por ser este
um meio de cultura líquido, seletivo enriquecedor, o qual possibilita o
desenvolvimento do biofilme bacteriano diretamente sobre a superfície acrílica dos
aparelhos ortodônticos. Este meio de cultura serve de substrato para os
estreptococos do grupo mutans e limita o crescimento de outros tipos de
microrganismos, em função da presença da sacarose e da bacitracina (antibiótico),
em sua composição.
Discussão 52
5.2 DOS RESULTADOS
Do Protocolo I (uso de água de torneira esterilizada, sob a forma de spray, 1 vez
ao dia, por 7 dias)
Os usuários de aparelhos ortodônticos apresentam níveis elevados
de estreptococos do grupo mutans e lactobacilos na saliva e no biofilme dental
(Mattingly et al., 1983; Anhoury et al., 2002; Ahn et al., 2002; Jordan e Leblanc,
2002; Leung et al., 2006).
Pacientes portadores de aparelhos ortodônticos removíveis também
exibem maior tendência ao desenvolvimento de lesões de cárie, uma vez que
esses proporcionam maior acúmulo de biofilme dental e, consequentemente,
maiores níveis de estreptococos do grupo mutans (Bjerklin et al., 1983; Friedman
et al., 1985; Mathperson et al., 1990; Amitha e Munshi, 1995; Batoni et al., 2001;
Glass, 2001; Martins-Ortiz et al., 2004; Auschill et al., 2005; Lessa et al., 2007).
Além disso, a superfície de acrílico do aparelho, mesmo quando adequadamente
polida, atua como uma superfície rígida não-descamativa, propícia à adesão
microbiana e formação de biofilme. Na literatura específica, observa-se que a
contaminação da resina acrílica pode ser considerada como fator adicional para
aquisição de estomatites, como infecções fúngicas na mucosa oral (van Reenen,
1973; Jorge et al., 1987).
Em humanos, a colonização por bactérias é conseqüência de
interações no biofilme bucal, cujo entendimento torna-se imprescindível para o
entendimento da doença cárie (Beighton, 2005). O biofilme, segundo Costerton e
Lashen (1984), é produto do crescimento natural das bactérias em superfícies
sólidas, em ecossistemas que contêm líquido. É uma comunidade/consórcio
microbiano, embutida na matriz de polissacarídeo extracelular, resultante da
aderência, multiplicação e desenvolvimento de microrganismos sobre superfícies
sólidas (substrato), em ambiente líquido. Os microrganismos formam o biofilme
como “estratégia universal” para otimizar sua sobrevivência, ou seja, para a
perpetuação da espécie (Kolenbrander e London, 1993; Costerton et al., 1995;
Discussão 53
Marsh, 2003), sendo constituídos por microrganismos de uma única ou de diversas
espécies (Costerton et al., 1995). O biofilme cariogênico tem como
microrganismos pioneiros os estreptococos do grupo mutans, os quais apresentam
a característica de se aderirem a superfícies duras, por interações físico-químicas
(Kolenbrander e London, 1993).
O difícil controle do acúmulo de bactérias e fungos na superfície dos
aparelhos favorece a instalação de um foco de infecção intrabucal iatrogênico, que
não pode ser ignorado. Deve-se ressaltar que nunca houve uma análise a respeito
das conseqüências sistêmicas do uso de aparelhos contaminados, por longos
períodos de tempo. Na verdade, sequer valoriza-se, registra-se ou mensura-se a
maior ocorrência primária ou recorrente de gripes, resfriados, candidoses,
irritações na mucosa, amidalites e outras infecções oportunistas, durante o
tratamento ortodôntico (Martins-Ortiz et al., 2004).
De acordo com os resultados obtidos no presente estudo, observou-
se a formação de biofilme em 100% dos casos em que as placas de acrílico foram
borrifadas apenas com a água de torneira esterilizada. Estes resultados estão de
acordo com Auschill et al. (2005) que, avaliaram in vivo a formação de biofilme
inespecífico em placas de acrílico observando, também, elevados níveis de
contaminação.
No entanto, a contaminação in situ de placas de resina acrílica, sob a
forma de colônias/biofilmes especificamente de estreptococos do grupo mutans,
foi avaliada apenas nos trabalhos de Morgan e Wilson (2000), Sreenivasan et al.
(2004) e Lessa et al. (2007).
Os resultados do presente estudo também foram semelhantes aos
obtidos por Lessa et al. (2007) que, trabalhando com crianças de 6 a 12 anos,
observaram 100% de contaminação por níveis extremamente elevados de
colônias/biofilmes de estreptococos do grupo mutans, com número de
colônias/biofilmes variando de 21 a incontável, nos aparelhos borrifados pelo
pesquisador com água de torneira esterilizada.
Assim, observou-se que após uma semana da instalação dos
aparelhos na cavidade bucal, os aparelhos pertencentes ao Protocolo I
Discussão 54
apresentaram intensa contaminação bacteriana (p<0,05), com números de
colônias/biofilmes variando de 28 a incontável o que, a nosso ver, justifica a
necessidade da implementação de protocolos para sua desinfecção, após sua
limpeza mecânica.
À semelhança do que ocorre com escovas dentais (Pereira, 2004;
Sato et al., 2005; Nelson-Filho et al., 2006), chupetas (Louvain, 2002), próteses
totais e próteses removíveis (Dills et al., 1988; Glass, 2001; Pavarina et al.,
2003a), o controle da contaminação microbiana dos aparelhos ortodônticos
removíveis por meio da desinfecção dos mesmos é de fundamental importância,
não apenas para diminuir o risco à cárie, mas também para preservar a saúde
geral do paciente, uma vez que no consultório odontológico não são tratados
apenas pacientes saudáveis, mas também cardiopatas, diabéticos,
imunodeprimidos e pacientes com outras alterações sistêmicas. Esses pacientes
necessitam de cuidados adicionais, uma vez que há possibilidade de ocorrência de
bacteriemias e infecções indesejáveis (Martins-Ortiz et al., 2004).
Dos Protocolos II (uso de gluconato de clorexidina a 0,12%, sob a forma de spray,
1 vez por semana) e III (uso de gluconato de clorexidina a 0,12%, sob a forma de
spray, 2 vezes por semana)
A ciência e tecnologia não têm produzido protocolos práticos
domiciliares preventivos capazes de erradicar a cárie dental (Bryers e Ratner,
2006). Entretanto, o aumento crescente das pesquisas científicas sobre a
formação do biofilme na cavidade bucal tem comprovado a grande possibilidade
de controle dessa doença, por meio da aplicação de estratégias preventivas em
populações suscetíveis (Bryers e Ratner, 2006; Slayton et al., 2006).
A desinfecção de aparelhos ortodônticos removíveis é um assunto
que tem recebido pouca atenção por parte dos pesquisadores. Apesar de saber
que os mesmos podem estar contaminados por microrganismos associados a
doenças bacterianas e fúngicas na cavidade bucal (Bjerklin et al., 1983; Friedman
et al., 1985; Jorge et al., 1987; Mathperson et al., 1990; Batoni et al., 2001;
Discussão 55
Glass, 2001; Martins-Ortiz et al., 2004; Auschill et al., 2005; Lessa et al., 2007)
poucos autores têm se preocupado em avaliar sua contaminação microbiana,
propondo métodos de desinfecção aplicáveis, do ponto de vista clínico (Morgan e
Wilson, 2000; Sreenivan et al., 2004; Auschill et al., 2005; Lessa et al., 2007).
Assim como as escovas dentais, os aparelhos ortodônticos podem
servir como fonte de inoculação e reinoculação de microrganismos na cavidade
bucal (Nelson-Filho et al., 2004), sendo esse acúmulo um foco em potencial de
infecção (Glass, 2001; Martins-Ortiz et al., 2004). Dessa forma, medidas
domiciliares adicionais para o controle do biofilme são necessárias (Slayton et al.,
2006) já que, quando instruções preventivas diversas são implementadas, o
paciente pode apresentar menor risco para o desenvolvimento de lesões de cárie
que aqueles não tratados ortodonticamente (Wisth e Nord, 1977; Ulukapi et al.,
1997).
Pelo exposto, um dos objetivos do presente trabalho foi elaborar e
avaliar protocolos domiciliares de fácil execução, com o objetivo de desinfetar
aparelhos ortodônticos removíveis, diminuindo o nível de estreptococos do grupo
mutans e, assim, o risco à cárie nesse grupo de pacientes.
A substância ideal para desinfecção de aparelhos ortodônticos
removíveis deveria ser bactericida e possuir um amplo espectro de ação, ser
atóxica, não carcinogênica e não irritante. Além disso, devem ser de fácil uso,
efetiva na remoção do biofilme sem provocar danos ao aparelho, quimicamente
estável, não devem conter álcool e devem apresentar baixo custo (Kolstad e Petit,
1983; Abelson, 1985). Com essa finalidade, no presente estudo foi utilizado o
Periogard® (gluconato de Clorexidina a 0,12%) após a escovação do aparelho,
para sua desinfecção. Tendo em vista que não há um agente antimicrobiano que
reúna todos os requisitos da substância ideal, concordamos com Moshrefi (2002)
quando relata que a clorexidina ainda é considerada o antimicrobiano “padrão
ouro”, quando comparada aos demais agentes utilizados para controle do biofilme
dental.
A clorexidina é uma biguanida (Hidalgo e Dominguez, 2001),
descoberta na década de 40 por pesquisadores que buscavam desenvolver
Discussão 56
agentes antimalária (Parson, 1974). Embora nunca tenha sido utilizada no
tratamento da malária, este agente antimicrobiano é amplamente utilizado na área
médica, para o tratamento de queimaduras e anti-sepsia da pele, mãos e braços
(Hidalgo e Dominguez, 2001), entre outras utilizações, desde 1950 (Lopes et al.,
1992). A clorexidina tem sido empregada topicamente para o controle do biofilme
dental desde 1959, porém foi a partir do estudo clássico de Loe et al., em 1976,
que o seu uso se popularizou, na Odontologia, particularmente em função do seu
amplo espectro de ação, ou seja, sua eficácia contra microrganismos gram-
positivos, gram-negativos, aeróbios, anaeróbios facultativos, leveduras e vírus
(Hidalgo e Dominguez, 2001).
A atividade antimicrobiana da clorexidina origina-se de sua carga
positiva em pH fisiológico, facilitando sua adesão de forma não específica à parede
bacteriana, carregada negativamente. Esta interação ocasiona uma alteração no
equilíbrio osmótico bacteriano, com extravasamento de potássio e fósforo e
precipitação do citoplasma, com conseqüente morte da bactéria (Hidalgo e
Dominguez, 2001). Adicionalmente, a adesão deste agente antimicrobiano à
bactéria e às glicoproteínas salivares interfere na formação da película e na
adsorção bacteriana ao dente (Rolla e Melsen, 1975).
A atividade antimicrobiana da clorexidina, in vivo, em parte é
decorrente do seu efeito prolongado (substantividade), que é a propriedade de se
adsorver, reversivelmente, à mucosa bucal, película dentária, proteínas salivares e
hidroxiapatita (Rolla et al., 1971), sendo lentamente liberada na cavidade bucal
por até 24 horas (Gjermo et al., 1974). Quando utilizada topicamente, a
clorexidina é uma substância segura, com baixo potencial de toxicidade (Loe et
al., 1976; Fardal e Turnbull, 1986; Thylstrup e Fejerskov, 2001), não ocasionando
alterações nas bactérias nem induzindo a seleção de cepas mutantes resistentes
(Sreenivasan e Gaffar, 2002).
O uso prolongado da clorexidina pode ocasionar efeitos colaterais,
como pigmentação marrom-amarelada, alterações na sensação gustativa (Fardal e
Turnbull, 1986), sabor amargo e pigmentação da língua, entre outros (Fardal e
Turnbull, 1986; Thylstrup e Fejerskov, 2001). No presente estudo, não foram
Discussão 57
observados casos de manchamento das placas de acrílico, mesmo após a
utilização do protocolo III (uso do gluconato de clorexidina a 0,12%, 2 vezes por
semana). Possivelmente, isso ocorreu em função da baixa concentração, da
pequena freqüência e do curto período de tempo de uso da clorexidina. Estudos
adicionais são necessários, a fim de avaliar se o uso desse protocolo, por longos
períodos, não ocasionaria manchamento na estrutura da placa de acrílico.
Microrganismos Gram-positivos são mais sensíveis à clorexidina que os
Gram-negativos (Hennessey, 1973; Thylstrup e Fejerskov, 2001), enquanto que os
estreptococos são mais sensíveis que os estafilococos (Hennessey, 1973). Como
relatado por Emilson (1977), Kara et al. (2006) e Featherstone (2006), os S.
mutans são altamente sensíveis à clorexidina, podendo esta ser usada para
reduzir a quantidade desses microrganismos na cavidade bucal (Maltz et al.,1981;
Amitha e Munshi, 1995; Menendez et al., 2005), ocasionando uma redução na
incidência de lesões de cárie (Bjerklin et al., 1983; Friedman et al., 1985;
Macpherson et al., 1990; Batoni et al., 2001; Glass, 2001, Auschill et al., 2005;
Lessa et al., 2007). De acordo com os resultados do presente estudo, observamos
que o gluconato de clorexidina a 0,12% apresentou eficácia de 46,6% no
Protocolo II e de 73,3% no Protocolo III, no controle da contaminação por
estreptococos do grupo mutans. Segundo Featherstone (2006), com o uso da
clorexidina as bactérias podem não ser eliminadas, mas sim reduzidas,
confirmando os resultados desse estudo.
Além disso, a eficácia do uso domiciliar da clorexidina pode ter seu
potencial subestimado, tendo em vista a necessidade da colaboração do paciente,
para obter o resultado esperado (Featherstone 2006). Essa afirmativa pode
explicar a observação, no presente estudo, de níveis incontáveis de estreptococos
do grupo mutans em 7 e em 4 aparelhos submetidos aos Protocolos II e III,
respectivamente, e a ocorrência de um número menor de colônias/biofilmes no
Protocolo I, em 2 casos (Tabela 3).
Diferentemente da metodologia empregada por Lessa et al. (2007),
onde os aparelhos ortodônticos foram borrifados com clorexidina pelo próprio
pesquisador, no presente trabalho os aparelhos foram borrifados pelos próprios
Discussão 58
alunos voluntários, nos seus domicílios, simulando a situação da prática domiciliar
de desinfecção. Esse fato possivelmente explica as diferenças na eficácia da
clorexidina obtida por esses autores (35,3%), com as obtidas no presente estudo
(20% para o Protocolo II).
Ainda que a susceptibilidade individual de diversos microrganismos a
essa solução tenha sido comprovada por vários estudos (Emilson, 1977; Fardal e
Turnbull, 1986; Featherstone, 2006; Nelson-Filho et al., 2006), há dificuldades na
predição do efeito de agentes antimicrobianos sobre o biofilme dental (Emilson,
1977). Essa afirmativa pode também explicar os resultados do presente trabalho,
onde, em alguns casos, a contaminação dos aparelhos não foi proporcional á
freqüência de uso da clorexidina, ou seja, níveis mais elevados de estreptococos
do grupo mutans no protocolo III (2 casos) em comparação ao protocolo II, além
de casos em que os estreptococos permaneceram incontáveis no protocolo III (4
casos). Mais estudos sobre o consórcio microbiano do biofilme dental devem ser
realizados, já que o potencial metabólico de comunidades é maior do que o
individual. Nos estudos de Friedman et al. (1985) e Menendez et al. (2005) os
resultados também apontam para a falta de reprodutibilidade de estudos clínicos
com a clorexidina a 0,12%. No estudo de Menendez et al. (2005), houve uma
significante variabilidade de S. mutans no grupo que fez uso de clorexidina. No 7º
dia de uso da solução para bochecho a contaminação bucal foi menor que no 21º
dia. Já no grupo controle, o qual recebeu placebo, obteve maior contaminação no
7º dia, em relação ao 21º dia. Os autores atribuem que fatores não identificados
possam ter interferido, como mudanças na dieta e/ou variação na técnica de
higiene bucal.
Embora Lessa et al. (2007) tenham avaliado a eficácia de uma única
aplicação de clorexidina, pelo pesquisador, na desinfecção de aparelhos
ortodônticos, nenhum estudo avaliando a eficácia de protocolos domiciliares de
spray de clorexidina foi publicado com essa finalidade. Nesse estudo, o uso de
Periogard® aplicado uma única vez pelo próprio pesquisador sob a forma de spray,
atingiu nível de eficácia (35,34%) similar ao protocolo II do presente trabalho
(46,6%).
Discussão 59
O estudo de Lessa et al. (2007) também demonstrou eficácia
antimicrobiana com a utilização dessa substância em aparelhos ortodônticos
removíveis, sob a forma de spray, havendo redução numérica de contagem de
colônias/biofilmes de estreptococos do grupo mutans em 100% dos casos, quando
comparados ao uso de água de torneira esterilizada.
Adicionalmente, a análise macro e microscópica das placas de acrílico
com cultura microbiana positiva, efetuada no presente estudo, permitiu evidenciar
a formação do biofilme bacteriano cariogênico, aderido a sua superfície após
microscopia eletrônica de varredura, como já relatado por Lessa et al. (2007).
Finalizando, a análise dos resultados obtidos no presente estudo nos
permitiu verificar que, embora o protocolo III tenha apresentado maior redução
numérica dos estreptococos do grupo mutans, os protocolos II e III foram
estatisticamente iguais entre si, podendo, assim, ambos serem indicados como
protocolos domiciliares de desinfecção. Deve ser ressaltado que enfocamos
basicamente os estreptococos do grupo mutans. Assim, é imprescindível que se
realize estudos, avaliando a contaminação dos aparelhos ortodônticos removíveis
por diferentes tipos de vírus, fungos e outras bactérias patogênicas.
Desta forma, deve-se promover uma maior divulgação sobre a maneira
adequada de higienizar e desinfectar os aparelhos ortodônticos removíveis, após
sua utilização, como um hábito de higiene pessoal rotineiro, entre alunos de
graduação e cirurgiões-dentistas, para que esses possam assimilar esses
conhecimentos e orientar seus pacientes.
Vale ressaltar que o impacto dessas medidas sobre a saúde bucal, a
longo prazo, permanece desconhecido, justificando, mais uma vez, a necessidade
de estudos adicionais.
Conclusões 61
6 CONCLUSÕES
De acordo com as condições específicas desse trabalho, e tendo como base
os resultados deste estudo clínico randomizado (cultura microbiana e microscopia
eletrônica de varredura), pôde-se concluir que:
A superfície acrílica dos aparelhos ortodônticos removíveis tornaram-se
contaminadas por estreptococos do grupo mutans em 100% dos casos, após
1 semana de uso.
Conclui-se que a desinfecção dos aparelhos ortodônticos removíveis, com
spray de gluconato de clorexidina a 0,12%, uma ou duas vezes por semana,
apresentam eficácia na redução de contaminação da superfície de acrílico
por estreptococos do grupo mutans, in vivo.
Referências
63
REFERÊNCIAS*
1. Abelson DC. Denture plaque and denture cleansers: review of literature. Gerodontics 1985; 1(5):202-6.
2. Ajdic D, McShan WM, McLaughlin RE, Savis G, Chang J, Carson MB et al.
Genome sequence of Streptococcus mutans UA 159, a cariogenic dental pathogen. PNAS 2002;99: 14434-9.
3. Ahn SJ, Kho HS, Lee SW, Nahm DS. Roles of salivary proteins in the
adherence of oral streptococci to various brackets. J Dent Res. 2002; 81(6): 411-5.
4. Ahn SJ, Lim BS, Yang HC, Chang Y-II. Quantitative analysis of the adhesion
of cariogenic streptococci to orthodontic metal brackets. Angle Orthodontist. 2005; 75:666-71.
5. Ahn SJ, Lim BS, Lee SW, Nahm DS. Quantitative determination of adhesion
paterns of cariogenis streptococci to various orthodontic adhesives. Angle Orthodontist. 2006; 76(5):869-75.
6. Amitha H, Munshi AK. Effect of chlorhexidine gluconato mouthwash on the
plaque microflora in children using intra oral appliances. J Clin Pediatr Dent. 1995; 20:23-9.
7. Anhoury P, Nathanson D, Hughes CV, Socransky S, Feres M, Chou LL.
Microbial profile on metallic and ceramic bracket materials. Angle Orthodontist. 2002; 72(4): 338-43.
8. Asad T, Watkinson AC, Huggett R. The effect of disinfection procedures on
flexural properties of denture base acrylic resins. J Prosthet Dent. 1992; 68:191-5.
9. Auschill TM, Hein M, Hellwig E, Follo M, Scullean A, Arweiler NB. Effect of
two antimicrobials agents on early in situ biofilms formation. J Clin Periodontol. 2005; 32: 147-52.
10. Azevedo RPV. O emprego da bacteriocinotipagem (mutacinotipagem) no
rastreamento epidemiológico de streptococos mutans [tese]. São Paulo: FORP – Universidade de São Paulo; 1988.
_________________________________________________________________ * Normas internas do Programa de Pós-Graduação em Odontopediatria da FORP/USP(2003), de acordo com o
International Committee of Medical Journal Editors. Uniform requiriments for manuscripts submited by Medical Journal, 1997. Disponível em : <http//www.mja.com.au/public/information/uniform.html>. Acesso em 16 de junho de 2003, e com a Associação Brasileira de Normas Técnicas – NBR 6023,ago.2002.
Referências
64
11. Badawi H, Evans RD, Wilson M, Ready D, Noar JH, Pratten J. the effect of orthodontic bonding materials on dental plaque accumulation and composition in vitro. Biomaterials 2003; 3345-50.
12. Barbosa BMC. Avaliação da contaminação microbiana e eficácia de agentes
antimicrobianos na desinfecção de escovas dentais de pacientes portadores de necessidades especiais [dissertação]. Ribeirão Preto: FORP – Universidade de São paulo; 2003.
13. Batoni G, Pardini M, Giannotti A, Ota F, Giuca MR, Gabriele M, Campa M,
Senesi S. Effect of removable orthodontic appliances on oral colonisation by mutans streptococci in children. Eur J Sci 2001;109:388-92.
14. Beighton D. The complex oral microflora of high-risk individuals and groups
and its role in the caries process. Community Dent Oral Epidemiol. 2005; 33: 248-55.
15. Benson PE, Douglas CW, Martin MV. Fluoridated elastomers: effect on the
microbiology of plaque. Am J Dentofacial Orthop. 2004; 126(3): 325-30.
16. Berkowitz RJ. Causes, treatment and prevention early childhood caries: a microbiology prespective. J Can Dent Assoc 2003;69:304-7.
17. Bjerklin K, Garskog B, Ronnerman A. Proximal caries increment in connection
with orthodontic treatment with orthodontic treatmentwith removable appliances. Br J Orthod 1983;10:21-4.
18. Bollen CML, Lambrechts P, Quirynen M. Comparison of surface roughness of
oral hard materials to the threshold surface roughness for bacterial plaque retention: a review of the literature. Dent Mater 1997; 13:258-69.
19. Brêtas SM, Macari S, Elias AM, Ito IY, Matsumoto MAN. Effect of 0,4%
stannous fluoride gel on Streptococci mutans in relation to elastomeric rings and steel ligatures in ortjodontic patients. J Orthod Dentofacial Orthop. 2005; 127:428-33.
20. Bryers JD, Ratner BD. Biomaterials approaches to combating oral biofilme
and dental disease. BMC Oral Health 2006 Jun 15; 6 Suppl 1:S15.
21. Cesco RT, Bignelli P, Santos CP, Ito IY. Toothbrushes: avaluation of contamination level by streptococci of mutans group. In: WORLD CONGRESS ON PREVENTIVE DENTISTRY, 5TH; 1995, São Paulo. Proceedings... São Paulo, 1995. P. 103.
22. Chau VB, Saunders TM, Pimsler M, Elfring DR. In-depth disinfection of acrylic
resin. Journal of Prosthetic Dentistry 1995; 74: 309. 23. Costerton JW, LashenES. Influence of biofilm on efficacy of biocides on
corrosion-causes bacteria. Mater Perform 1984; 23:13-7.
Referências
65
24. Costerton JW, Lewandowski Z, Caldwell DE, Korber DR, Lappin-Scott HM. Microbial biofilms. Annu Rev Microbiol. 1995; 49:711-45.
25. Davey AL, Rogers AH. Multiple tipes of the bacterium Streptococccus mutans
in the human mouth and their intra family transmission. Arch Oral Biol 1984; 29: 453-60.
26. Davenport JC. The denture surface. Br Dent J. 1972; 133: 101-5.
27. Deng DM, ten Cate JM. Demineralization of dentin by Streptococos mutans
biofilms grown in the constant depth film fermentor. Caries Res. 2004; 38: 54-61.
28. Denton GW. Chlorhexidine. In: Block SS, editors. Disinfction, sterization,
preservations. 4th ed. Philadelphia:Ed. Lea & Fegiber; 1991.p.274-89.
29. Diedrich P. Microbial colonisation and various cleaning procedures for orthodontic appliances. Fortschr Kieferorthop 1989;50:231-9.
30. Dills SS, Olshan AM, Goldner S, Brogdon C. Comparison of the antimicrobial
capability of an abrasive paste and chemical-soak denture cleaners. J Prosthet Dent. 1988; 60(4):467-70.
31. Emilson CG. Susceptibility of various microorganisms to chorhexidine. Scand
J Dent Res. 1977; 85: 255-65. 32. Fardal O, Turnbull RS. A review of the literature on use of chlorhexidina in
dentistry. Journal of America Dental Association 1986; 112: 863. 33. Featherstone JDB. Delivery challenges for fluoride, chlorhexidine and xylitol.
BMD Oral Health 2006; 15;6 Suppl 1:S8.
34. Fejerskov O, Kidd E. Cárie Dentária. A doença e seu tratamento clínico. São Paulo: Ed Santos, 2005.
35. Fletcher RH, Fletcher SW, Wagner EH. Epidemiologia clínica: elementos
essenciais. 3a ed. Porto Alegre: Artmed; 2002. 36. Friedman M, Harari D, Raz H, Golomb G, Brayer L. Plaque inhibition by
sustained release of chlorhexidine from removable appliances. J dent Res 1985; 64(11): 1319-1321.
37. Fulford MR, Ireland AJ, Main BG. Decontamination of tried-in orthodontic
molar bands. European Journal of Orthodontics 2003; 25: 621-2. 38. Gjermo P. Chlorhexidine in dental practice. J Clin Periodontol. 1974; 1: 143-
52.
Referências
66
39. Glass RT. The infected toothbrush, the infected denture, and transmission of disease: a disease. Compend Contin Educ Dent. 2001; 8(7): 592-8.
40. Gold OJ, Jordan HV, van Houte JA. Seletive medium for Streptococccus
mutans. Arch Oral Biol 1973; 18:1357-64.
41. Hennessey TD. Some bacterial properties of chlorhexidine. J Periodont Res 1973; 8:61-7.
42. Hidalgo E, Dominguez C. Mechanisms underlying chlorhexidine induced
citotoxity. Toxicol in Vitro 2001;15: 271-6. 43. Ito IY, Albuqurque Jr RF, Alonso Verri R. Estreptococos: modificação na
técnica de identificação das cepas isoladas da cavidade oral. In: Jornada odontológica de Ribeirão Preto, 15°, 1993, Ribeirão Preto. Anais... Ribeirão Preto : USP, 1993. P.5.
44. Jensen B, Bratthall D. Anew method for estimation of mutans streptococci in
human saliva, J Den Res 1989;68:468-71.
45. Jones CG. Chorhexidine: is it still the gold standard? Periodontol 2000 1997; 15:55-62.
46. Jordan C, Leblanc DJ. Influences of orthodontics appliances on oral
populations of mutans streptococci, Oral Microbiol Immunol 2002;17:65-71. 47. Jorge AOC, Almeida NQ, Unterkircher CS, Schimizu MI. Influência do uso dos
aparelhos ortodônticos sobre a presença da Cândida albicans na cavidade bucal. Rev APCD 1987;41:308-10.
48. Kara D, Luppens SBI, ten Cate JM. Differences between single and dual
species biofilms of Streptococcus mutans and Veillonella parvula in growth, acidogenicity and susceptibility to chlorhexidine. Eur j Oral Sci 2006; 114:58-63.
49. Kolahi J, Soolari A. Rinsing with chorhexidine gluconate solution after
brushinh and flossing theeth: a systematic review of effectiveness. Quintessence international 2006; 37 (8): 605-12.
50. Kolenbrander PE, London J. Adhere today, here tomorrow: oral bacterial
adherence. J Bacteriol. 1993; 175:3247-52. 51. Kolstad R, Petti H. A safe, effective germicide-deodorizer for removable
appliances. J Clin Orthod 1983; 17:56-7. 52. Lessa FCR, Enoki C, Ito IY, Matsumoto MAN, Faria G, Nelson-Filho P.
Evaluation of bacterial contamination and disinfection of acrylic baseplates of
Referências
67
removable orthodontic appliances. Am J Orthod Dentofacial Orthoped. 2007; in press.
53. Leung NM, Chen R, Rudney JD. Oral bacteria in plaque and invading bucal
cells young orthodontic patients. Am J Orthod Dentofacial Orthop. 2006; 130: 698.e18.
54. Lin JJ, Cameron SM, Runyan DA, Craft DW. Disinfection of denture base
acrylic resin. Journal of Prosthetic Dentistry 1999; 81:202-6. 55. Loe H, Schiott CR, Glavind L, Kaning T. Two years oh use of chlorhexidine in
man. Genrral design and effects. J Periodont Res. 1976; 11:135-4.
56. Lopes JL, Saba-Chujfi E, Fernandes PA, Saba MEC. A utilização do digluconato de clorexidina nos últimos anos e suas perspectivas futuras. Rev Paulista de Odontologia 1992; 4:16-20.
57. Louvain MC. Avaliação da formação de biofilme e métodos de desinfecção de
chupetas, por meio da técnica de cultura microbiana e microscopia eletrônica de varredura [dissertação]. Ribeirão Preto: FORP- USP; 2002.
58. Ma T, Johnson GH, Gordon GE. Effects of chemical disinfectants on the
surface characteristics and color of denture resins. J Prosthet Dent. 1997; 77:197-204.
59. Macari S. Eficácia de soluções antimicrobianas, na forma de spray, para a
desinfecção de escovas dentais de crianças [dissertação]. Ribeirãoi Preto: FORP/Universidade de São Paulo; 2002.
60. Macpherson LMD, MacFarlane TW, Stephen KW. An intra-oral appliance
study of the plaque microflora associated with early enamel demineralization. J Dent Res 1990; 69(11):1712-1716.
61. Maltz M, Zicket I, Krasse B. Effects of different caries preventive measures in
children highly infected mutans streptococci. Scand J Dent Res 1981; 89: 445-9.
62. Magno AFF, Enoki C, Ito IY, Matsumoto MAN, Faria G, Nelson-Filho P. in vivo
evaluation of contamination of super slick elastomeric rings by mutans streptococci in orthodontics patients. Am J Orthod Dentofacial Orthoped. 2007; in press.
63. Marsh PD, Bradshaw DJ. Physiological approaches to the control of oral
biofilms. Adv Dent Res 1997; 11(1): 176-85. 64. Marsh PD. Dental plaque as a biofilm and a microbial community –
implications for health and disease. BMC Oral Health 2006; 6 (Suplemento 1): S14.
Referências
68
65. Martins-Ortiz MF, Reis-Costa A, Consolaro A. Acúmulo de bactérias e outros produtos sobre o acrílico de aparelhos dentomucossuportados. Dental Press Ortodon Ortop Facial 2003; 8-25.
66. Martins-Ortiz MF, Freitas PZ, Nelson-Filho P, Consolaro A. Por que se
preocupar com a higienização dos aparelhos? Dental Press Orthodon Ortop Facial 2004;9:30-32.
67. Mattingly JÁ, Sauer GJ, Yancey JM, Arnold RR. Enhancement of Streptocccus
mutans colonization by direct bonded orthodontic appliances. J Dent Res. 1983; 62: 1209-11.
68. Mc Neill K, Hamilton IR. Acid tolerance response of biofilms cells of
Streptocococs mutans. FEMS Microbiol Lett. 2003; 221: 25-30.
69. Meier S, Collier C, Scalleta MG, Stephens J, Kimbrought R, Kettering JD. An in vitro investigation of the efficacy of CPC for use in toothbrush decontamination. Dent Hyg. 1996;70: 161-5.
70. Menendez A, Li F, Michalek SM, Kirk K, Makhija SK, Childers NK.
Comparative analysis of the antibacterial effects of combined mouthrinses on Streptococcus mutans. Oral Microbiol Immunol 2005; 20: 31-4.
71. Morgan TD, Wilson M. Anti-adhesive and antibacterial properties of
proprietary denture cleanser. Journal of Applied Microbiology 2000; 89: 617-23.
72. Moshrefi A. Chlorhexidine. J West Soc Periodontol Periodontal Abstr 2002;
50:5-9.
73. Nelson-Filho P, Faria G, Silva RAB, Rossi MA, Ito IY. Evaluation of the contamination and disinfection methods of toothbrushes used by 24 –to- 48-month – old children. Journal of Dentistry for children 2006; 73:3.
74. Nelson-Filho P, Isper AR, Assed S, Faria G, Ito IY. Effect of triclosan
dentifrice on toothbrush contamination. Pediatr Dent. 2004; 26:11-6.
75. Ogaard B. Prevalence of white spots lesion in 19-year olds: a study on untrated and orthodontically treated persons 5 years after treatment. Am J Orthod Dentofacial Orthop. 1989; 96:423-7.
76. Parson JC. Chemoterapy of dental plaque – a review. J Periodontol 1974;
45: 177-86. 77. Pavarina AC, Machado AL, Giampaolo ET, Vergani CE. Effectes of chemcal
disinfectants on the transverse strenght of denture base acrylic resins. Journal of Oral Rehabilitation 2003a; 30: 1085-9.
Referências
69
78. Pavarina AC, Pizzolitto AC, Machado AL, Vergani CE, Giampaolo ET. An infection control protocol: effectiveness of immersion solutions to reduce the microbial growth on dental prostheses. Journal of Oral Rehabilitation 2003b; 30: 532-6.
79. Pereira MSS. Avaliação da contaminação de escovas dentais em crianças em
idade pré-escolar, em função do uso de diferentes soluções antimicrobianas: Estudo clínico randomizado (cultura microbiana e MEV) [dissertação]. Ribeirão Preto : FORP – Univarsidade de São Paulo; 2004.
80. Phillips RW. Skinner Matreiais Dentários. 9ª ed. Rio de Janeiro: Guanabara
Koogan; 1993. 81. Rolla G, Loe H, Schiott CR. Retention of chlorhexidine in the human oral
cavity. Arch oral Biol. 1971; 16: 1109-16.
82. Rolla G, Melsen B. The mechanism of the plaque inhibition by chlorhexidine. J Dent Res 1975; 54:57-62.
83. Sanches MH, Peres SHCS, Peres AS, Bastos JRM. Descontaminação das
escovas dentais por imersão em soluções anti-sépticas. RGO 2001; 49:167-71.
84. SAS Softwere. Versão 8.02. SAS Institute Inc, Carry, NC, USA, 2001. 85. Sato S, Pedrazi V, Guimarães Lara EH, Panzeri H, Ferreira de Albuquerque
RJr, Ito IY. Antimicrobial spray for toothbrush disinfection: an in vivo evaluation. Quintessence Int. 2005; 36(10):812-6.
86. Shen C, Javid NS, Colaizzi FA. The effect of glutaraldehyde base
disinfectants on denture base resins. J Prosthet Dent. 1989; 61:583-9.
87. Shklair IL, Keene HJ. A biochemical scheme fot the separation of the five varieties of Streptococos mutans. Arch Oral Biol 1974; 19: 1079-81.
88. Slayton RL, Bryers JD, Milgrom P. Biotech and biomaterials research to
reduce the caries epidemic. BMC Oral Health 2006; 6(suplemento 1):1-4.
89. Sober HA, Harte RA. Handbook of biochemistry: selected data for molecular biology. Cleveland: Chemical Rubber; 1968.
90. Sreenivasan PK, Gaffar A. Antiplaque biocides and bacterial resistence: a
review. J Clin Periodontol. 2002; 29:965-74. 91. Sreenivasan PK, Mattai J, Nabi N, Xu T, Gaffar A. A simple approach to
examine early microbial formation biofilm and effects of treatments. Oral Microbiol Immunol 2004; 19: 297-302.
Referências
70
92. Steinberg D, Eyal S. initial biofilms formation of Streptococcus sobrinus on various orthodontics appliances. Journal of Oral Rehabilitation 2004; 31:1041-5.
93. Tedjosasongko U, Kozai K. Inicial acquisition and transmition of mutans
streptococci in children at day nursey. J Dent Child 2002; 69:284-8. 94. Thylstrup A, Fejerskov O. Cariologia Clínica. 2nd ed. São Paulo: Editora
Santos; 2001. 95. Torres AS, Pizzolitto AC, Ellias AM, Ito IY. Estreptococos do grupo mutans:
avaliação do ágar SB20 e MSB na determinação de ufc na saliva e na placa dental de adolescentes. Rev Brás Odontol 1993; 50:18-21.
96. Twetman S. Antimicrobials in future caries control? Caries Res 2004; 38:
223-9. 97. Ulukapi H, Koray F, Efes B. Monitoring the caries risk of orthodontic patients.
Quintessence Int. 1997; 28(1):27-9. 98. Van Reenen JF. Microbiologic studies on deture stomatitis. J Prosthet Dent.
1973; 30(4):493.
99. Wan AKL, Seonw WK, Purdie DM, Bird PS, Walsh GK, Tudehope DI. A longitudinal study of streptococos mutans colonization in infants after tooth eruption. J Dent Res 2003; 82: 504-8.
100. Wisth PJ, Nord A. Caries experience in orthodontic treated individuals.
Angle Orthod. 1977; 47:59-64.
101. Whittenburry R. Hidrogen peroxide formation and catalase activity in the lactic acid bacteria. J Gen Microbiol 1964; 35:13-26.
Apêndices 72
APÊNDICE A – Termo de consentimento livre e esclarecido
TERMO DE CONSENTIMENTO
Eu,..................................................................., CPF........................., aceito participar da pesquisa:
“Avaliação de protocolos clínicos para a desinfecção de aparelhos ortodônticos removíveis (Cultura microbiana e
MEV)”, conduzida pela pós-graduanda Iza Teixeira Alves Peixoto – Área de Odontopediatria da Faculdade de
Odontologia de Ribeirão Preto – Universidade de São Paulo, sob orientação da Profa. Dra. Mírian Aiko Nakane
Matsumoto.O propósito do estudo será estabelecer um protocolo de desinfecção para aparelhos ortodônticos
removíveis por meio da avaliação in vivo da contaminação desses aparelhos por estreptococos do grupo mutans e
a eficácia de diferentes protocolos de desinfecção com Periogard® sob a forma de spray, pelas técnicas de meio
de cultura microbiana e microscopia eletrônica de varredura. Estou ciente de que esta pesquisa é científica e
poderá ser publicada em jornais, revistas e/ou congressos científicos no país e no exterior, mantendo-se o sigilo.
Declaro que fui devidamente esclarecido(a), de forma oral e escrita que:
1)O estudo tem por objetivo estabelecer um protocolo de desinfecção para aparelhos ortodônticos removíveis.
2)A pesquisa não irá ocasionar nenhum prejuízo físico ou moral, e não causará desconforto ou risco;
3)Foi-me assegurado sigilo da minha privacidade.
4)Tenho plena liberdade de recusar-me a participar desta pesquisa, assim como tenho liberdade de retirar-me a
qualquer momento, sem penalização alguma e sem prejuízo do atendimento;
5)Os pesquisadores se comprometem a prestar assistência, caso ocorra algum problema relacionado à execução
da parte clínica do projeto (Pós-Graduanda Iza Teixeira Alves Peixoto - Av. do Café S/N - Departamento de Clínica
Infantil, Odontologia Preventiva e Social, FORP-USP, Telefones: 3602 3995 ou 3602-4115 e Profa. Dra. Mírian
Aiko Nakane Matsumoto – Av. do Café s/N - Departamento de Clínica Infantil, Odontologia Preventiva e Social,
FORP-USP, Telefone: 3602 3992).
- Não é previsto o pagamento de despesas ou indenizações, já que os procedimentos já descritos não
são agressivos à saúde física ou moral.
- Estou ciente de que esta pesquisa tem como responsável a Profa. Dra. Mírian Aiko Nakane Matsumoto
e a pós-graduanda Iza Teixeira Alves Peixoto. Assino este documento de livre e espontânea vontade, estando
ciente do seu conteúdo.
Ribeirão Preto, ___ de ____________ de 2006.
___________________________
Assinatura do aluno voluntário
___________________________________ ______________________
Profa. Dra. Mírian Aiko Nakane Matsumoto PG. Iza Teixeira Alves Peixoto
Apêndices 73
APÊNDICE B – Resultados da análise estatística Tabela 5 – Comparação entre os Protocolos I, II e III, dois a dois, de acordo com o teste de Friedman.
Comparação dos Protocolos
Valor do teste Valor de p
Protocolos I e II 2,77 p = 0,0956
Protocolos I e III 7,36 p = 0,0067
Protocolos II e III 3,60 p = 0,00578
Anexo 75
ANEXO A
UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO
FACULDADE DE ODONTOLOGIA DE RIBEIRÃO PRETO COMITÊ DE ÉTICA EM PESQUISA
AUTORIZAÇÃO PARA REPRODUÇÃO
Autorizo a reprodução e/ou divulgação total ou parcial
da presente obra, por qualquer meio convencional ou
eletrônico, desde que citada a fonte.
Iza Teixeira Alves Peixoto
Universidade de São Paulo Faculdade de Odontologia de Ribeirão Preto Departamento de Clínica Infantil, Odontologia Preventiva e Social Ribeirão Preto/Fevereiro de 2007 Avenida do Café s/n CEP 14040-904 e-mail: [email protected]
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