informe de prácticas fv

Hecho por: Paloma María Andúgar Rocamora.

Curso académico 2013/2014.

Fisiología Vegetal.

Grado en Biología.

Universidad de Murcia.

Índice de prácticas:

1. Medida del potencial hídrico en tejidos vegetales. 3-6

2. Medida de la transpiración. 7-10

3. Pigmentos de cloroplastos: extracción y cromatografía. 11-

16

4. Espectro de absorción de las clorofilas y determinaciones

cuantitativas. 17-21

5. Reacción de Hill. 22-25

6. Efecto de la luz y la temperatura sobre la fotosíntesis. 26-29

7. Influencia del Ácido Indolacético sobre el crecimiento de

secciones del coleóptilo de Avena. 30-33

8. Efecto del Ácido Giberélico sobre la movilización de

reservas en el endospermo de semillas de Cebada. 34-42

9. Efecto de Kinetina sobre la senescencia de hojas. 43-45

10.Localización del crecimiento en tallos y raíces. 46-47

11. Ensayo de germinación de semillas. 48-54

12. Ensayo de viabilidad de semillas. 55-57

13. Extracción y medida de la actividad del enzima Lipasa de

semillas de Ricino. 58-62

14. Determinación de acidez y sólidos solubles en frutos.

Cálculo del índice de madurez. 63-66

Práctica 1. Medida del potencial hídrico en tejidos vegetales.

1- Propósito.

Medir el potencial hídrico del tubérculo de la patata. Se basa en la propiedad de las disoluciones que presentan distinto potencial hídrico y que al contactar se produce un flujo de agua hasta alcanzar un equilibrio.

2- Material necesario.

- Material vegetal: tubérculos de patata blanca o dulce.- Taladracorchos.- Hoja de afeitar.- Disoluciones de azúcar de 200ml cada una de las siguientes molalidades: 0.15,

0.20, 0.25, 0.30, 0.35, 0.40 y 0.50.- Ocho vasos de plástico.- Balanza.- Bisturí.- Cilindro graduado.- Regla medidora.- Papel de filtro.- Papel de aluminio.

3- Fundamento teórico.

Ψw patata > Ψw disolución de sacarosa: para alcanzar el equilibrio habrá un flujo de salida hídrico en el cilindro de tubérculo de patata. El cilindro en cuestión pesará menos que al inicio.

Ψw patata < Ψw disolución de sacarosa: para alcanzar el equilibrio habrá un flujo de entrada hídrico en el cilindro de tubérculo de patata. En este caso, el cilindro pesará más que al inicio.

Ψw patata < Ψw disolución de sacarosa: no se produce ningún tipo de flujo hídrico entre la patata y la disolución; por lo que el cilindro pesará lo mismo al inicio que al final.

4- Procedimiento.

Usando el taladracorchos sacamos 14 cilindros de 4 cm de longitud por 2 cm de ancho. Los secamos un poco con papel de filtro y seguidamente los pesamos de dos en dos, tomando nota del peso fresco total. Repetimos con el resto de cilindros y los introducimos seguidamente en los siete vasos (cada uno con su molalidad específica).

Cubrir los vasos con papel de aluminio y los guardamos en el armario situado en la esquina de la mesa de laboratorio durante 24 horas.

Lavar y ordenar instrumental.

Desechar los restos de patata al contenedor orgánico.

Pasadas las 24 horas, sacamos los cilindros (cada par a la vez) de las disoluciones, los secamos rápidamente con el papel de filtro y los pesamos, tomando nota del peso fresco total final.

Lavar y ordenar el instrumental.

Desechar los cilindros de patata y los vasos de plástico una vez acabado el análisis del experimento.

5- Resultados. Tablas y gráfica descriptiva.

Concentración molal. (Mol/L)

0.15 0.2 0.25 0.30 0.35 0.40 0.5

Masa de Sacarosa (g)

10.29 13.73 17.17 20.60 24.03 27.46 34.33

Masa cilindros de patata (g). Inicial.

4.46 4.78 4.67 4.89 4.77 5.01 4.96

Masa cilindros de patata (g).

4.68 4.97 4.68 4.59 4.43 4.17 4.92

Final.

Concentración Molal

Grupo 3

Grupo 6

Grupo 5

Grupo 7

Grupo 9

Grupo 8

Grupo 10

0.15 4.9 4.48 7.95 4.7 5.56 4 1.780.20 4 3.41 5.65 5.7 4.9 1.57 -0.680.25 0.32 3.62 1.36 4.06 0.91 -9.20.30 -6.01 0.95 -0.69 -0.47 -6.02 -20.520.35 -7.2 -5.31 -1.8 -1.68 -2.97 -10.6 -24.50.40 -16.7 -10.15 -11.96 -17.2 -14 -17.06 -

30.0250.50 -20.9 -18.91 -18.6 -9.17 -21.55 -23.34 - 28.37

Media de los porcentajes

Grupo 3

Grupo 6

Grupo 5

Grupo 7

Grupo 9

Grupo 8

Grupo 10

4.74 3.42 0.14 -5.35 -7.81 -15.15 -20.63

1) -Ψ= m * i * R* T ; i= 1 para la sacarosa; no electrolito.2) -Ψ= 0.25 * 1*0.083 *2933) -Ψ= 6.08 bares

6.08* (1bar/ 100000 Pa) = -608000 Pa = -0.628 MPa

Práctica 2. Medida de la transpiración.

1- Propósito.

Estudiar los efectos de varios factores ambientales sobre la velocidad de transpiración.


- Planta.- Tiesto.- Fuente de luz brillante.- Secador de mano.- Granatario.- Papel de filtro.- Papel de aluminio.- Estación meteorológica.

3- Procedimiento.

Utilizaremos el Método Gravimétrico, en el que se estima la pérdida de agua del sistema planta-suelo a través de las pérdidas de peso medidas con un granatario. A continuación se explica paso a paso:

1- Forrar el tiesto con papel de aluminio para evitar que el agua contenida en el tiesto se derrame o se evapore.

2- Pesar la maceta (P2).3- Dejar 5 minutos en las condiciones de laboratorio (condiciones control). A

determinar con la estación meteorológica. En este caso, 23.5 ºC y humedad relativa del 58 %.

4- Pesar la maceta (P4). Calcular P2 - P4 (cantidad de agua transpirada en las condiciones control).

5- Exponer la maceta a la fuente luminosa durante 10 minutos (en este caso, la bombilla es de 100 W). Girar la maceta a intervalos regulares para que quede iluminada por toda la superficie. La distancia entre la fuente luminosa y la maceta es de 21 cm aproximadamente.

6- Pesar la maceta (P6). Calcular P4 – P6 (cantidad de agua transpirada por efecto a la exposición luminosa).

7- Dejar reposar a la maceta en las condiciones control durante 5 minutos. Pesar la maceta (P7).

8- Aplicar aire caliente con el secador de mano durante 5 minutos. Pesar la maceta (P8) y calcular P7 – P8 (cantidad de agua transpirada por efecto del aire caliente).

9- Representar e interpretar los resultados.10- Lavar y ordenar el instrumental.

4- Resultados. Tablas y gráfica descriptiva.

Cálculos de pesos y pérdidas por transpiración tras someter a la planta a diferentes tipos de estrés:

P2 = 334.59 g, P4 = 334.48 g, P6 = 334.27 g, P7 = 334.17 g, y P8 = 331.73 g.

P2 – P4 = 0.08 g P4 – P6 = 0.21 g P7 – P8 = 2.44 g

Velocidades medias de transpiración:

V (P2 – P4): 0.08g / 5 min = 0.016 g/min

V (P4 – P6): 0.21g / 10 min = 0.021g/min

V (P7 – P8): 2.44g / 5 min = 0.488g/min

5- Conclusiones.

La transpiración de las plantas superiores puede acelerarse por la existencia de los siguientes factores:

La exposición a radiación luminosa estimula la apertura de los estomas foliares, aumentando la pérdida de agua y de peso de la planta.

La temperatura afecta dependiendo del rango de valores en el que se encuentre:

A temperatura ambiente (aproximadamente 25 ºC) se abren los estomas y hay pérdida de peso por transpiración.

En el intervalo de 30 ºC a 35 ºC, se estimulan los procesos fotorespiratorios que hacen aumentar la concentración de CO2 y provoca el cierre estomático. La transpiración disminuye.

Si la temperatura es superior a 40 ºC se observa un mecanismo de refrigeración que promueve la apertura estomática y por tanto aumenta la transpiración.

El efecto del viento en las hojas depende de algunas características físicas de estás como es su geometría, superficie, tamaño y espesor.

Si aumenta la velocidad del viento, la capa de aire estacionaria que rodea a la hoja pierde espesor de forma que a menor espesor de dicha capa habrá menor resistencia para la salida de agua por los estomas y la transpiración aumentará.

Este efecto viene expresado por las siguientes ecuaciones:

J = Δ c / R R= S / D Donde: J= flujo de agua, R= resistencia, D= cte, S= espesor.

http://es.wikipedia.org/wiki/%CE%94

Práctica 3. Pigmentos de cloroplastos: extracción y cromatografía.

1- Propósito.

Extraer los pigmentos del cloroplasto con disolventes estándar y separarlos por técnicas de cromatografía en papel.


- 1 g de tejido foliar de espinaca (sin nervios).- Éter etílico.- Acetona 80%.- Acetona pura.- Agua destilada.- CaCO3.- Na2SO4 anhidro.- Balanza.- Mortero con su maja.- Embudo de decantación.- Soporte con un aro para el embudo de decantación.- Papel de cromatografía de malla de celulosa Whatman Nº 1.- Tubo capilar.- Regla milimetrada.- Cuentagotas / Pipeta Pasteur.- Cámara cromatográfica (o un tubo volumétrico con tapa de corcho que realiza

una función similar).

3- Procedimiento.

Se realiza una serie de cuatro extracciones para obtener los pigmentos clorofílicos del tejido foliar:

1- Primera extracción: tras pesar el gramo de tejido foliar con la balanza, lo depositamos en el mortero y añadimos CaCO3 para evitar la pérdida de Mg. Trituramos la mezcla con la maja hasta que obtengamos una pulpa muy fina. Seguidamente adicionamos 6 ml de Acetona 80% y continuamos triturando. Dejamos reposar la mezcla y mientras tanto preparamos el embudo de decantación poniendo 10 ml de Éter etílico. Tras unos instantes de reposo, recogemos el sobrenadante con un cuentagotas y lo depositamos en el embudo.

2- Segunda extracción: añadimos otros 6 ml de Acetona 80%, trituramos la mezcla hasta homogenizar, extraemos el sobrenadante con el cuentagotas y lo añadimos al embudo.

3- Tercera extracción: añadimos 3 ml de Acetona pura y 3 ml de Éter etílico, trituramos la mezcla hasta homogenizar, extraemos el sobrenadante con el cuentagotas y lo añadimos al embudo.

4- Cuarta extracción: esta vez añadimos 6 ml de Éter etílico, trituramos por última vez, dejamos decantar y añadimos al embudo. Tras esta última añadimos 50 ml de agua destilada al embudo, colocamos su tapón y agitamos realizando movimientos circulares alrededor de un eje imaginario que parte al embudo longitudinalmente en dos partes iguales (teniendo precaución de que no se forme demasiado gas y salga el tapón propulsado debido a la salida de gas desde su interior).

Dejamos reposar la mezcla y observamos dos capas muy diferenciadas por su distinta coloración y densidad. Desechamos la fase inferior (acuosa, más densa) y decantamos la fase superior (de color verde intenso, menos densa) que presenta los dos pigmentos en un vaso de precipitados que lleva Na2SO4 anhidro (actúa como deshidratante del éter).

Lavar y ordenar el instrumental.

Los desechos producidos se deben de depositar en sus cubetas correspondientes.

A continuación realizamos la Cromatografía:

Como fase estacionaria utilizaremos una tira de papel de cromatografía Whatman Nº 1 y como fase móvil (Fm) la mezcla obtenida en la cuarta extracción (mezcla de disolventes, Hexano 85 %, Benceno 5% y Acetona 10 %).

Tras haber marcado con un punto el lugar donde colocamos las gotas de fase móvil con el tubo capilar, introducimos la tira a la cámara cromatográfica procurando que sólo la punta de flecha de la tira toque el disolvente de la cámara e inmediatamente la tapamos.

Esperamos 20 minutos y observamos que la fase móvil se desplaza arrastrando a los componentes de su disolución.

4- Resultados y conclusiones.

Tras la espera obtenemos en la tira bandas coloreadas a distintas alturas.

dx : distancia recorrida por cada componente.Cb: Clorofila B. Ca: Clorofila A. X1: Xantofila 1. X2: Xantofila 2. Bc: Beta caroteno.

df : distancia recorrida por el disolvente de la cámara cromatográfica. df: 8.5 cm.

Rf: dx / df

dCb: 2.1 cm; Rf= 2.1cm / 8.5cm = 0.25

dCa: 3.4 cm; Rf= 3.4 cm / 8.5cm = 0.4

dX1: 4.5 cm; Rf= 4.5 cm / 8.5cm = 0.53

dX2: 5.3 cm; Rf= 5.3 cm / 8.5cm = 0.62

dBc: 8.5 cm; Rf= 8.5 cm / 8.5cm = 1

- Describir los fenómenos envueltos en la separación de pigmentos sobre el papel (principios de cromatografía)

La fase estacionaria está constituida por el papel de filtro anteriormente citado. La muestra se deposita en un extremo colocando pequeñas gotas de la disolución y evaporando el disolvente. Luego el disolvente escogido para la fase móvil asciende por capilaridad.

Después de unos minutos tras ascender la fase móvil, si el disolvente elegido es el adecuado, las sustancias se verán como manchas de distinto color y separadas.

Formas estructurales:

o Clorofilas A, B y Xantofilas: presentes en los complejos antena de los

fotosistemas de los cloroplastos.

o Beta caroteno: presente en el centro activo de los complejos antena de los

fotosistemas de los cloroplastos.

o Pigmentos antociánicos: presentes en las vacuolas de las células

vegetales.

- La localización de los pigmentos antociánicos dentro de la célula.

Se hallan en las vacuolas de las células vegetales y otorgan un coloración rojiza, púrpura o azul.

- Los pigmentos que se desarrollaron en los órganos vegetales de las plantas que crecieron en la oscuridad y los cambios de color de los plastidios que pueden sufrir.

Las plantas crecidas en la oscuridad presentan un crecimiento etiolado que se caracteriza por un tallo anormalmente alto y estrecho con coloración pálida, comparadas con las plantas verdes crecidas en la luz; debido a que el pigmento clorofila no puede funcionar si no hay radiación luminosa de calidad (radiacción PAR).

La exposición a una pequeña cantidad de luz revierte el proceso de ``etiolización´´. Además de iniciar el proceso de producción de ``fotoasimilados´´, la luz inteviene en una serie de procesos ``fotomorfogenéticos´´.

- Define:

Fluorescencia: propiedad de una sustancia que es capaz de devolver los fotones radiantes lumínicos otra vez en forma de luz pero con una longitud de onda mayor a la inicial.

Fosforescencia: propiedad de una sustancia de almacenar energía y más tarde liberarla también en forma de luz.

Práctica 4. Espectro de absorción de las clorofilas y determinaciones cuantitativas.

1- Propósito.

Estudiar una técnica usada para determinar la cantidad de clorofila total, clorofila ``a´´ y clorofila ``b´´ presentes en las hojas, y determinar el espectro de absorción de ésta clorofila extraída.


- 0.5 g de hoja de espinaca.- Etanol 80 %.- Mortero con su maja (puede ser utilizado como homogenizador).- Embudo Büchner.- Plato caliente de laboratorio.- Pipeta Pasteur/ cuentagotas.- 2 Vasos de precipitados.- Agua.- Papel de filtro Whatman Nº 1.- Espectrofotómetro.- Cubeta de espectrofotómetro (10 mm).

3- Procedimiento.

En primer lugar realizamos la extracción de clorofila, seguidamente determinamos las cantidades de clorofila realizando sus espectros de absorción y los cálculos necesarios:

1- Extracción de clorofila: Método de Extracción en Caliente. En primer lugar se machacan 0.5 g de hoja de espinaca (sin nervios) en un mortero con su maja y se le añaden 5 ml de Etanol 80 %. Tras haber homogeneizado y obtenido una pulpa fina se introduce el sobrenadante en un tubo de ensayo.

Transferir el líquido verde resultante a un embudo Büchner forrado con dos círculos de papel de filtro Whatman Nº 1.

Repetir la mezcla con otros 20 ml de Etanol 80 % y filtrar de nuevo con el embudo Büchner.

Lavar con etanol el mortero y su maja.

Colocar el tubo de ensayo en un vaso de precipitados con agua hirviendo sobre un plato caliente de laboratorio. El tubo de ensayo se calentará al ``baño María´´ durante 10 minutos.

Con un cuentagotas colocar la preparación sobre una cubeta de espectrofotómetro y tarar con agua para a continuación calcular los valores a 645, 652 y 663 nm. Determinación de cantidades de clorofila (cálculos y resultados expuestos en el apartado cuatro).

Imprimir la representación obtenida e interpretarla.

Pasos de la obtención del extracto de clorofilas en la probeta.


D645: 0.3245

D652: 0.446

D663: 0.7305

0.02 = V /1000; 0.5=W

mg.clorofila a/ g tejido: ((12.7* 0.7305 – 2*0.3245) *(0.02*0.5))= 0.08628

mg.clorofila b/ g tejido: ((22.9 *0.3245) - (4.69*0.7305)) * (0.02* 0.5) = 0.0399

mg.clorofila total / g tejido: ((20.2*0.3245 + 8.02*0.7305) * (0.02*0.5)) = 0.1241

mg.clorofila total / g tejido: (0.446* (1000/34.5))* (0.2* 0.5) = 0.129

- Considerar en las observaciones la razón del uso de acetona de 80% como medio de extracción y como blanco en las determinaciones espectrofotométricas. Con respecto a las ecuaciones usadas en el cálculo de la cantidad de clorofila ¿qué importancia tienen los coeficientes de absorción usados y por qué fueron utilizadas las lecturas de densidad óptica a 645, 663, 652 nm? ¿El método para determinación de clorofila presentado en éste experimento puede tener error? Explicarlo.

Usamos Acetona porque las clorofilas no se disuelven en él.

.

- ¿Qué importancia tiene el espectro de absorción de un producto natural para su identificación? ¿Cuál es la diferencia entre espectro de absorción y espectro de acción y cómo se usan para obtener información sobre las respuestas de plantas inducidas por luz?

Espectro de Absorción: la medición "in vitro" de la energía absorbida por una molécula y es determinado por un espectrofotómetro que nos da una gráfica de la probabilidad de absorción de la fracción de radiación versus la longitud de onda. Conociendo el espectro de absorción de algunas especies moleculares, se puede

predecir si la radiación de una cierta longitud de onda puede producir un efecto fotoquímico en dichas especies moleculares.

Espectro Activo o de Acciones: la cantidad de radiación lumínica no ionizante absorbida que es eficaz para producir la reacción fotoquímica; por tanto, no es necesariamente paralela con el Espectro de Absorción, sin embargo los límites de este último deben contener longitudes de onda que se encuentren en el espectro activo.

Este experimento nos sirve para identificar de manera rápida y sencilla un determinado pigmento, ya que al medir su absorbancia con el espectrofotómetro todos van a presentar un espectro de absorción distinto al de los demás.

Práctica 5. Reacción de Hill.

1- Propósito.

En esta práctica aislaremos cloroplastos de hojas de espinacas y mediremos su absorbancia.

Realizaremos la reacción de Hill con modificaciones: reacciones dependientes de la luz y catalizada por NADP+ reductasa, en el cual, una sustancia distinta a NADP es reducida. También usaremos inhibidores de la reacción para ver los distintos efectos que se obtienen.

REACCIÓN DE HILL :

DCPIP+ + H2 DCPIP-H + ½ O2

2 NADP+ + 2 H2O 2 NADPH + 2H+ + O2


- 5 g de hojas de espinaca fresca.- Tampón fosfato 0.05 M a pH 6´5- 0.1 ml de disolución saturada de Atrazina.- Disolución de 2, 6-diclorofenol indofenol 1´1 *10^-4 M- Baño de hielo - Papel de filtro.- Mortero y maja fríos.- Centrífuga refrigerada.- 5 tubos de ensayo.- Papel de aluminio.- Pipeta graduada de 10 ml.- Pipeta graduada de 1 ml.- Agua destilada.- Tubo de colorímetro.- Bombilla de 100 W.- Embudo Büchner.

3- Procedimiento.

Primera parte. Aislamiento de los cloroplastos.

Pesamos en una balanza 5 gramos de espinacas, previamente troceadas y lavadas. Las homogeneizamos en un mortero frío con 30 mL de tampón fosfato.

Tras homogeneizarlo lo filtramos con el embudo Büchner. Recogemos el filtrado y lo colocamos en nuestro tubo de centrifugado.

Al pesar el tubo con la balanza obtenemos 43’69 gramos que centrifugaremos a 2.500 revoluciones por minuto durante 5 minutos.

A continuación, recogeremos de la centrifugadora nuestro tubo, del cual extraeremos el precipitado (fase sólida) desechando el sobrenadante. Le añadimos de nuevo 20 mL de tampón fosfato, lo agitamos y volvemos a pesar (39 gramos).

Centrifugamos otra vez a 2.500 r/min durante 5 minutos, extraemos el sobrenadante y le añadimos 5 mL de tampón fosfato.

Lo que hemos obtenido es lo que vamos a usar para medir la absorbancia a 620 nm.

Segunda parte. Reacción de Hill a distintas condiciones.

Tubo Tampón Tricina 0.05 M

(mL)

Cloroplastos(mL)

Herbicida (Atracina)

DCPIP(mL)

12

3 (oscuridad)4 (hervidos)5 (herbicida)

105555

0.50.50.5

0.5 (a 100 ºC)0.5

----

0.1

-5555

Los cloroplastos se hierven durante 10 minutos al baño maría. Son los últimos que se añaden a los tubos.

Una vez que estén todos preparados se mezclan bien y el tubo 3 se tapa completamente con papel de aluminio (oscuridad).

Ahora se meten todos los tubos al baño durante 15 minutos expuestos a la luz. Una vez transcurrido este tiempo, medimos la absorbancia a 620 nm usando un espectrofotómetro en todos los tubos comparándolos con uno blanco de agua destilada.


Los resultados al medir la absorbancia a 620 nm son los siguientes:

Tubo Absorbancia1 0.4062 0.3093 0.9514 1.2005 0.901

El tubo nº 1 se ha utilizado como control, y por lo tanto se debe restar su valor al valor de los demás tubos. Esto se hace para medir únicamente la absorbancia del DCPIP sin tener en cuenta la absorbancia de los cloroplastos y del tampón fosfato. Por lo que vamos a tener los valores reales de la absorbancia. Tras restar el valor del tubo nº 1, los datos quedarían así:

Tubo Absorbancia2 -0.0973 0.5454 0.7945 0.495

- El tubo 1 no ha sufrido ningún cambio ya que es el tubo control y no contiene DCPIP.

- El tubo 2 ha sufrido un cambio de color. El DCPIP en u estado oxidado es azul, mientras que cuando está reducido es incoloro, por lo tanto, si dejamos un tubo con una solución de cloroplastos con DCPIP en las condiciones necesarias para que se dé la fotosíntesis, lo que se producirá es que la NADP reductasa le cederá electrones al aceptor de electrones reduciéndolo, por lo cual el DCPIP que antes le daba un color azul a la disolución, ahora pasará a tener un color incoloro o mucho más claro.

- En el tubo 3, puesto que lo pusimos en oscuridad, no se produce la fotosíntesis y por lo tanto tampoco la reacción de Hill.

- El tubo 4, al hervirlo lo que hemos hecho ha sido destruir los cloroplastos.

- El tubo 5 contiene atrazina que bloquea la reacción de Hill, se inhibe la fotosíntesis. La atrazina actúa bloqueando el flujo de electrones entre las plastoquinonas que se

encuentran entre el fotosistema II y el fotosistema I. Ocupan el sitio de unión de Qb impidiendo que la Qa reducida ceda sus electrones y se oxide.

Ecuación de la Reacción de Hill:

DCPIP + H2O DCPIPH + ½ O2

Oxidado Reducido

Color azul Incoloro

El agua es la que en última reduce al DCPIP, los electrones que se liberan en la fotolisis del agua terminan tras el transporte de electrones por los fotosistemas reduciendo a una ferredoxina la cual cederá sus electrones al DCPIP por acción de la NADP reductasa.

El tampón fosfato que añadimos en los tubos se encarga de mantener el pH en condiciones fisiológicas para que se pueda producir la fotosíntesis y el 2,6-diclorofenol cindofenol permite visualizar la reducción de los aceptores de electrones que se dan en la reacción de Hill, al pasar de su estado oxidado azul al reducido incoloro.

Práctica 6. Efecto de la luz y la temperatura sobre la fotosíntesis.

1. Propósito.

Determinar el efecto de intensidad luminosa y temperatura sobre la velocidad de fotosíntesis en ramas de Elodea canadensis.

2. Material necesario.

- Ramas de Elodea.

- 100 ml de disolución de bicarbonato sódico (0.1%)

- Tubo de ensayo grande.

- Hoja de afeitar.

- Vasija de vidrio.

- Regla.

- Fuente de luz blanca de alta intensidad.

- Termómetro.

- Vaso.

- Cronómetro.

3. Procedimiento.

El experimento está basado en la siguiente fórmula química de producción fotosintética.

CO2 + H2O + luz = O2 + (CH2O)n

Se trata de calcular una tasa de producción de burbujas (O2).

Tomamos una rama de Elodea y cortamos la base. Lo sumergimos con el ápice hacia abajo y la superficie del corte hacia arriba dentro del tubo de ensayo, el cual llenaremos con 100 mL de bicarbonato sódico (0’1%), dejando la rama cubierta por completo.

Procederemos al conteo de burbujas tras un periodo de aclimatación de 5 minutos.

Someteremos al tubo a las siguientes condiciones distintas de temperatura y energía lumínica:

Condición 1. Temperatura constante de 20ºC y distancias del tubo respecto al foco luminoso variables:

Distancia respecto a la luz

15 cm 30 cm 45 cm

Nº de Burbujas/ min

142 120 95

¿Posible suceso de fotoinhibición?

Condición 2. Distancia del tubo respecto al foco luminoso constante de 30 cm y temperaturas variables:

Temperatura 30ºC 40ºC 50ºCNº de Burbujas/ min

126 135 214

Termostato (izquierda) donde colocamos los tubos de ensayo con las ramas de Elodea (derechas).

4. Resultados y conclusiones.

La relación entre intensidad luminosa y distancia desde la planta a la fuente luminosa es la siguiente: Así, si la distancia original (d1) entre la luz y la planta se dobla (d2), la intensidad original (I1) queda dividida por cuatro. -En la evaluación de los resultados se debe considerar lo siguiente:

Gas desprendido por la planta: Oxígeno.

Fiabilidad del método usado para estimar la velocidad de fotosíntesis: Es inexacta porque sólo nos va a permitir ver si con unas condiciones determinadas afectan en mayor o menor medida que otras, a la velocidad fotosintética sobre un mismo trozo de planta al que también van a afectar otros factores.

Las unidades usadas en la medida de la intensidad luminosa: Centímetros de distancia de la fuente de energía.

La diferencia entre intensidad lumínica y cantidad de luz: A bajas intensidades luminosas pueden o no desprenderse burbujas porque no llega la luz necesaria para que se produzca la fotosíntesis, un aumento de la intensidad hará que aumente la velocidad fotosintética, hasta llegar a un punto de saturación.

Razón del uso de la disolución de bicarbonato sódico: La razón de usar bicarbonato sódico es por la planta lo utiliza como fuente de carbono.

-Describir una situación en dónde el aumento de concentración de dióxido de carbono no tenga efecto sobre la velocidad de fotosíntesis. Clasificar también todos los factores que se considera que afectan a la fotosíntesis y discutir cómo limitan éstos factores el proceso en una planta normal durante un periodo de 24 horas (día y noche). Concentración de CO2: La alta concentración de CO2 es beneficiosa para la fotosíntesis porque se produce una saturación de la enzima Rubisco y se alcanzan velocidades mayores de fotosíntesis. (La concentración de CO2 regulará la fotosíntesis en las horas del día en que un aumento de luz no influya en la velocidad fotosintética).

Efecto de la luz: La luz es un factor esencial para que ocurra la fotosíntesis porque cuando aumenta la intensidad lumínica dentro de unos rangos óptimos la velocidad fotosintética se verá aumentada. Ocurre al contrario cuando la intensidad lumínica es baja, hasta llegar a un punto en el que si la luz no es suficiente se anula la fotosíntesis. Se dice por ello que la luz es un factor limitante.

Temperatura: Si la temperatura es muy elevada puede llevarse a cabo un proceso de desnaturalización de las moléculas que intervienen en la fotosíntesis, es necesario que esta se encuentre dentro de un rango de valores óptimos. En verano, durante las horas más calurosas habrá menos velocidad fotosintética.

También afectan la humedad del aire, del suelo y las cantidades de nutrientes.

Representar:

Velocidad de fotosíntesis entre la intensidad lumínica

Velocidad de fotosíntesis entre el nº de burbujas.

Práctica 7. Influencia del Ácido Indolacético sobre el crecimiento de secciones del coleóptilo de Avena.

1- Propósito.

Ilustrar las técnicas usadas en un bioensayo para auxinas y estudiar el efecto del ácido indolacético sobre el crecimiento de secciones de coleóptilo de avena. Bioensayo AIA.


- 25 coleóptilos de Avena (Avena sativa) crecidas en la oscuridad.- Bisturí.- Papel milimetrado o una regla.- Agua destilada.- Cinco cápsulas de Petri.- Dos vasos de precipitados.- Pipeta.- Disolución de AIA 10^-2 M- 94 ml de disolución tampón KH2PO4 0’01M con pH 4’5 conteniendo el 2%

(w/v) de sacarosa. Medio basal.

3- Procedimiento.

Germinación de semillas y crecimiento de plántulas.

Esta parte de la práctica fue realizada por los profesores que impartieron las prácticas unos días antes de la realización de ésta.

Se estilizaron alrededor de 60 semillas de avena durante 5 minutos en disolución de hipoclorito sódico al 1%. Después se lavaron a fondo con agua destilada, quitando los restos de hipoclorito, empapándolas en agua destilada estéril durante una hora aproximadamente.

Una vez transcurrido este tiempo, se sembraron las semillas con vermiculita y si dejaron crecer a 25ºC y una humedad relativa del 85% aproximadamente. En lugar de dejarlas

completamente a oscuras se dejaron crecer bajo la luz roja continua de baja intensidad, con una bombilla de 10w.

Test de la sección de coleóptilo.

Tomamos 25 coleóptilos de avena, de los que vamos a cortar secciones de 5 mm de longitud, descartando los 3 primeros mm, donde se producen las auxinas de forma natural. Podremos 5 secciones por placa de Petri (5 coleóptilos distintos) que son las que vamos a poner en contacto con las diferentes disoluciones.

Realizaremos disoluciones seriadas (desde la disolución 1 a la 6) para obtener las distintas concentraciones de AIA, en las que vamos a incubar las secciones de los coleóptilos.

1. Medio basal (MB): 20 ml de AIA 2. AIA 10^-4 M: 20 ml de MB + 200 micro l (0.2 ml) de AIA 10^-2 M3. AIA 10^-5 M: 18 ml de MB + 2 ml de AIA 10^-4 M 4. AIA 10 ^-6M: 18 ml de MB + 2ml de AIA 10^-5 M5. AIA 10^-7 M: 18 ml de MB + 2 ml de AIA 10 ^ -6 M

Tras 20 horas de incubación medimos las secciones.

Realización de disoluciones seriadas de AIA en las cápsulas de Petri.

Corte de un coleóptilo a bisturí usando la regla.


Control. Medio basal.

10^-7 10^-6 10^-5 10^-4

Grupo 3 3.2 mm 4.0 mm 6.0 mm 5.4 mm 3.6 mmGrupo 4 3.0 mm 5.2 mm 3.8 mm 5.6 mm 4.0 mmGrupo 5 1.3 mm 2.8 mm 5.2 mm 7.1 mm 5.1 mmGrupo 6 2.8 mm 3.5 mm 4.1 mm 7.4 mm 2.3 mmGrupo 7 4.4 mm 4.4 mm 7.4 mm 11 mm no

cuenta6.0 mm

Grupo 8 4.9 mm 4.0 mm 5.2 mm 6.6 mm 3.8 mmGrupo 9 3.2 mm 4.6 mm 6.8 mm 7.8 mm 6.6 mmGrupo 10 3.1 mm 3.9 mm 5.6 mm 6.3 mm 3.9 mmMedia de los datos.

3.24 mm 4.05 mm 5.51mm 7.62mm 4.41mm

Control. Medio basal.

10^-7 10^-6 10^-5 10^-4

Grupo 3 64 % 80 % 120 % 108 % 72 %Grupo 4 60 % 104 % 76 % 112 % 80 %Grupo 5 26 % 56 % 104 % 144 % 102 %Grupo 6 56 % 70 % 82 % 148 % 46%Grupo 7 88 % 88 % 148 % 220 %No

cuenta120 %

Grupo 8 98 % 80 % 104 % 132 % 76 %Grupo 9 64 % 92 % 136 % 156 % 132 %Grupo 10 62 % 78 % 112 % 126 % 84 %Media de los datos.

64.75 % 81 % 110.25 % 132.3 % 89%

Práctica 8. Efecto del Ácido Giberélico sobre la movilización de reservas en el endospermo de semillas de Cebada.

1- Propósito.

Estudiar el efecto del Ácido Giberélico sobre la actividad amilasa en el endospermo de cebada, la cual es medida por la detección de azúcares reductores.


- 60 semillas de Trigo (Triticum spp) empapados en H2O durante toda la noche. Asignado a los grupos de la banqueta más cercana a la puerta y 60 semillas de Cebada (Hordeum leporinum) a los grupos de la banqueta más alejada de la puerta.

- Disolución de Hipoclorito Sódico al 1%.- Ácido Giberélico 10^-2 M- 10ml de Ácido Dinitrosalicílico

- 1.2 ml de disolución de D-glucosa- Espectrofotómetro a 540 nm.- 7 tubos de espectrofotómetro.- 16 tubos de ensayo.- 5 vasos de precipitados de 100 ml.- Pipetas (de 1ml y de 10 ml).- Agua destilada.

3- Procedimiento.

La preparación de semillas de cebada y trigo y la concentración de las disoluciones de ácido giberélico fueron llevadas a cabo por los profesores, previamente a la realización de la práctica con el fin de agilizar la tarea.

Preparación de semillas de cebada.

Baño de las semillas de trigo en la disolución de hipoclorito sódico.

Tras esperar cinco minutos, se decanta el contenido en otro vaso de precipitados vacío para eliminar la disolución. Tras éste paso, se lava con agua destilada para eliminar residuos de hipoclorito sódico.

Disoluciones de Ácido Giberélico.

Partiendo de la disolución patrón de ácido giberélico, se prepararon las distintas disoluciones de ensayo por dilución en serie:

1. Control: 1ml de H2O2. 10^-5M: 1 ml de disolución patrón + 9 ml de H2O.3. 10^-6M: 1 ml de disolución 10^-5M + 9 ml de H2O.4. 10^-7M: 1 ml de disolución 10^-6M + 9 ml de H2O.5. 10^-8M: 1 ml de disolución 10^-7M + 9 ml de H2O.6. 10^-9M: 1 ml de disolución 10^-8M + 9 ml de H2O.

Contabilización de las semillas de Trigo.

Tratamiento de las semillas con Ácido Giberélico.

Colocar en los tubos de ensayo preparados anteriormente 10 mitades de las semillas (endospermo) por tubo. Tapar los tubos e incubar las semillas a temperatura ambiente durante 20 horas.

6 Tubos de ensayo tras su incubación con ácido Giberélico durante 20 horas.

Detección de azúcares reductores.

Para medir azúcares reductores en el medio de incubación se tomará 0.5 ml del medio sobrenadante de cada tubo de los seis incubados.

Preparar una nueva serie de 10 tubos de ensayo que contengan:

1. 0.5 ml de 10^-9 M de A. G incubado + 0.5 ml de D-glucosa + 0.5 ml de agua

destilada + 1 ml de ácido dinitrosalicílico.









6. 0.5 ml de Control incubado + 0.5 ml de D-glucosa + 0.5 ml de agua destilada +

1 ml de ácido dinitrosalicílico.

7. 0 ml de D-glucosa+ 1ml de agua destilada + 1 ml de ácido dinitrosalicílico.

8. 0.2 ml de D-glucosa + 0.8 ml de agua destilada + 1 ml de ácido dinitrosalicílico.



A.G: Ácido Giberélico.

Hervir los 10 tubos durante 5 minutos, a continuación añadir 10 ml de agua destilada a temperatura ambiente y medir la absorbancia de cada tubo a 540 nm utilizando 11 tubos de colorímetro (uno más que sirve para tarar, 1ml de agua).

Algunos de los pasos de la segunda sesión en fotografías:

Nueva serie de 10 tubos de ensayo, rotulados y listos para depositar las disoluciones pertinentes.

Los 10 tubos tras un baño en agua hirviendo durante 5 minutos.

Los diez tubos de ensayo después de añadir 10 ml de agua destilada a cada tubo (temperatura ambiente) para enfriar las disoluciones con sus correspondientes concentraciones de glucosa y de ácido dinitrosalicílico.


[Ácido giberélico] [Glucosa] 10^-2M

0 10^-9 10^-8 10^-7 10^-6 10^-5 0 0.2 0.4 0.6Grupo 3 0.39 0.40 0.37 0.55 0.36 0.22 0 0.20 0.41 0.55Grupo 4 0.35 0.49 0.54 0.39 0.27 0.30 0 0.18 0.35 0.53Grupo 5 0.35 0.42 0.60 0.38 0.40 0.25 0 0.23 0.44 0.61Grupo 6 0.34 0.44 0.66 0.56 0.37 0.19 0 0.17 0.38 0.59Grupo 7 0.37 0.31 0.58 0.40 0.24 0.31 0 0.15 0.43 0.57Grupo 8 0.42 0.41 0.33 0.31 0.25 0.31 0 0.21 0.34 0.54Grupo 9 0.38 0.55 0.63 0.58 0.41 0.20 0 0.19 0.40 0.60Grupo 10 0.38 0.40 0.54 0.38 0.29 0.30 0 0.19 0.35 0.52

Valor medio de absorbancia

0.37 0.43 0.53 0.44 0.32 0.26 0 0.19 0.39 0.56

Los resultados están expresados en nm.

Curva patrón para la interpretación de los datos obtenidos con las absorbancias de glucosa en los 10 tubos analizados con colorímetro.

Datos medios de absorbancia obtenidos en la práctica representados en la gráfica anterior.

Tabla de equivalencia entre las medias de las absorbancias (nm, segunda fila con valores) de los distintos tubos de los distintos grupos y los ml de D-glucosa 10^-2 M hidrolizada (datos provenientes de la curva patrón, tercera fila con valores):

Tubos con 5 ml de [Ácido giberélico] Tubos con diferentes concentraciones de [Glucosa] 10^-2M

0 10^-9 10^-8 10^-7 10^-6 10^-5 0 0.2 0.4 0.6

0.37 0.43 0.53 0.44 0.32 0.2 0 0.19 0.39 0.56

0.225 0.26 0.32 0.265 0.19 0.115

0 0.11 0.235 0.335

La presencia de Ácido Giberélico, la actividad amilasa y la presencia de azúcares reductores en el endospermo parecen necesarios en el crecimiento normal de las

semillas de cebada, ya que sus tejidos de reserva están compuestos mayoritariamente por almidón y sin estos tres componentes no se puede hidrolizar el almidón en glucosa y utilizar esta como combustible hasta que la planta pueda realizar la fotosíntesis. Se observa que en plantas con déficit en la síntesis de giberelinas se produce enanismo en las plantas que germinan.

Práctica 9. Efecto de Kinetina sobre la senescencia de hojas.

1- Propósito.

Estudiar la influencia de las citoquininas en el retraso de la senescencia, midiendo la retención de clorofila en las hojas separadas de la planta.


- Hojas verdes de plantas jóvenes de perejil.- Acetona al 80 %.- Cápsulas Petri.- 3 disoluciones de Kinetina de concentraciones 10, 1 y 0.1 mg/ L.- Mortero con su maja.- Espectrofotómetro.

3- Procedimiento.

1- Seleccionar hojas sanas de perejil y pesar cuatro lotes de 0,5 gr cada uno. Cortar las hojas en trozos de 1-2 centímetros de longitud.

2- Preparar cuatro placas de Petri con 25 ml de cada una de las siguientes disoluciones:

- Placa 1: agua destilada.

- Placa 2: 25 mL de Kinetina 10mg/L.

- Placa 3: extraemos 2’5 mL de la disolución anterior y le añadimos 22’5 mL de agua, obteniendo de esta manera la disolución de concentración de Kinetina 1mg/L.

- Placa 4: realizamos el mismo proceso que el anterior y obtenemos la concentración de Kinetina 0’1mg/L.

3- Colocar las secciones en las placas y taparlas. Guardarlas en la oscuridad durante 7 días.

Hojas de perejil con distintos tratamientos con kinetina antes de incubar en oscuridad durante una semana.

4- Transcurrido este tiempo, determinar el contenido en clorofila total (mg clorofila/g tejido) de las hojas de cada tratamiento, utilizando el procedimiento descrito en el apartado E. Determinar, asimismo, el contenido de clorofila de hojas recién cortadas de la planta, siendo este el valor que nos proporcionará una referencia sobre la pérdida de clorofila que experimentan las hojas en cada tratamiento.

5- El procedimiento para determinar el contenido en clorofila de las hojas es el siguiente:

a) Extracción de clorofila: Colocar 0,5g de hojas limpias en el mortero. Triturar el tejido hasta que se quede una fina pulpa y añadir 20 ml de acetona al 80%. Transferir el sobrenadante a una probeta. Repetir la trituración de la pulpa con otros 15 ml de acetona y volver a transferir el sobrenadante a la probeta. Volver a repetir el proceso añadiendo 10 ml de acetona. El volumen final de la probeta debe llegar hasta los 50 ml. Filtrar los 50 ml con un embudo Büchner y papel de filtro.

b) Determinación de la cantidad de clorofila: Con ayuda del espectrofotómetro, anotar la absorbancia de cada extracto. Se tiene que medir a 652 nm. La cantidad total de clorofila se calcula empleando la siguiente ecuación:

Clorofila (mg/g) = ((D652 *100) / 34.5) * (V / (100 * W))

D652 = Valor espectrofotómetro.

V = Volumen final en ml (50).

W = Peso muestra en g (0.5).


Absorbancia a 652 nm

Clorofila total (mg/g)

Placa 1 0.203 0.588Placa 2 0.516 1.496Placa 3 0.202 0.588Placa 4 0.115 0.34

Diferentes efectos de las citoquininas sobre las plantas:

Inducen la división celular, la formación de órganos en cultivo de tejidos, activan el crecimiento de yemas laterales, estimulan la movilización de nutrientes, estimulan la pérdida de agua por transpiración, eliminan la dormición que presentan las yemas laterales y semillas de algunas especies.

La kinetina actúa suprimiendo la expresión de los genes específicos de la senescencia o favoreciendo la actividad de los genes implicados en la fotosíntesis incrementando la presencia de ARNm y proteínas del aparato fotosintético. Además intervienen evitando la alteración de los cloroplastos.

Una forma para evitar la senescencia de las hojas es aumentando la concentración de óxido nítrico y disminuir la concentración de etileno.

Práctica 10. Localización del crecimiento en tallos y raíces.

1- Propósito.

En las plantas el crecimiento lo vamos a encontrar en unas zonas concretas, no va a estar distribuido por todo el organismo.

Podemos ver que la raíz sólo tiene una región de crecimiento, situada a unos 2mm del extremo.

En el tallo el crecimiento ocurre por debajo del ápice.


- Cámara húmeda.

- Plántulas de Altramuz y Habichuelas.

- Marcaje (rotulador de punta fija).

- Regla milimetrada.

- Recipientes.

- Vermiculita.

3- Procedimiento.

Cogeremos 7 plántulas de guisante que presenten raíces rectas y que sean 2cm de largo.

Usando la regla milimetrada vamos a marcar rápidamente a las raíces de 6 plántulas(dos habichuelas, dos altramuces, un altramuz en oscuridad y una habichuela en oscuridad), haremos señales finas a intervalos de 2 mm, comenzando por el extremo. [Nota hay que tener cuidado de no dañar a las raíces].

Colocaremos por cada recipiente con vermiculita dos plántulas.

1- Dos habichuelas.

2- Dos altramuces.

Vamos a dejar que crezcan durante una semana. Una vez pasados los dos días mediremos las distancias entre las señales en todas las raíces. Sacamos los incrementos de longitudes.

Práctica 11. Ensayo de germinación de semillas.

1- Propósito.

Determinar la capacidad de germinar y de que pueda germinar de una semilla, estudiando la influencia de diferentes factores físicos y químicos que actúan sobre ella. Observar los diferentes órganos que aparecen en la germinación de distintos tipos de semillas.


Las semillas son la unidad de reproducción sexual de las plantas y tienen la función de multiplicar y perpetuar la especie a la que pertenecen. Además, es uno de los elementos más eficaces para que la especie se disperse, tanto en el tiempo como en el espacio.

Para que la semilla cumpla con su objetivo es necesario que el embrión se transforme en una plántula, que sea capaz de valerse por sí misma y, finalmente convertirse en una planta adulta. Todo ello comprende una serie de procesos metabólicos y morfogenéticos cuyo resultado final es la germinación de las semillas.

Las semillas, atendiendo a la posición de los cotiledones respecto a la superficie del sustrato, pueden diferenciarse en la forma de germinar. Podemos distinguir dos tipos deferentes de germinación: epigea e hipogea

Para que el proceso de germinación, es decir, la recuperación de la actividad biológica por parte de la semilla, tenga lugar, es necesario que se den una serie de condiciones ambientales favorables como son: un sustrato húmedo, suficiente disponibilidad de oxígeno que permita la respiración aerobia y, una temperatura adecuada para los distintos procesos metabólicos y para el desarrollo de la plántula.

En el proceso de germinación podemos distinguir tres fases o etapas:

1- Fase de hidratación: Durante esta fase se produce una intensa absorción de agua por parte de los distintos tejidos que forman la semilla. Esta fase se produce tanto en semillas vivas y muertas y, por tanto, es independiente de la actividad metabólica de la semilla. En las semillas viables, su metabolismo se activa por la hidratación.

2- Fase de germinación: Representa el verdadero proceso de la germinación. En ella se reanuda la actividad metabólica, necesaria para el correcto desarrollo de la plántula. En esta fase la absorción de agua se reduce considerablemente, llegando incluso a detenerse.

3- Fase de crecimiento: Es la última fase de la germinación y se asocia con la emergencia de la radícula (cambio morfológico visible). Esta fase se caracteriza porque la absorción de agua vuelve a aumentar, así como la actividad respiratoria.

Se produce sólo en las semillas que germinan y obviamente se asocia a una fuerte actividad metabólica que comprende el inicio del crecimiento de la plántula y la movilización de las reservas.

Cuando una semilla germina, la primera estructura que emerge, de la mayoría de las especies, después de la rehidratación de los diferentes tejidos es la radícula como consecuencia de la elongación celular y se produce porque los tejidos que la rodean sufren un proceso de ablandamiento provocado por el desmantelamiento de la estructura de la pared celular. Sin embargo, en otras semillas el crecimiento comienza por el hipocótilo.


- 40 Semillas de dicotiledóneas (20 de Altramuz y 20 de Garbanzo) y 20 de monocotiledóneas (trigo).

- Cápsulas Petri con discos de papel de filtro.- Bandejas de plástico.- Agua.- Vaso de precipitados.- Vermiculita.- Disolución de Ácido Abscísico (ABA) 0.1 mM.- Disolución de Hipoclorito Sódico al 5%.

4- Procedimiento.

Según el grupo al que pertenezcamos realizaremos la práctica con semillas de monocotiledóneas (gramíneas) o con dicotiledóneas (garbanzos y habichuelas); en oscuridad; en agua o en ABA.

El profesorado puso a imbibir las tres muestras en agua y en ABA.

En primer lugar tenemos que esterilizar con

Colocaremos 12 semillas en las placas de Petri con agua y otras 12 con ABA, ambas placas estarán tendrán humedecidas dos capas de papel de filtro con sus respectivas disoluciones. Por otra parte también nos ha tocado realizar la siembra de 15 semillas de garbanzos y otras 15 de habichuelas todas en la misma bandeja, con ABA en oscuridad.

Transcurridos 7 días contaremos el número de semillas germinadas y calcularemos el porcentaje de germinación.


ABA ABA Agua Agua

% Germinación Longitud Coleóptilo – Raíz.

% Germinación Longitud Coleóptilo – Raíz

Altramuz 50 1.82 cm 50 4.18 cm

Garbanzos 100 3.42 cm 90 3.84 cm

Podemos ver que para la avena, el ABA es un fuerte inhibidor de la germinación. En el caso de las habichuelas vemos que el ABA no tiene un gran efecto a la hora de inhibir la germinación. En el caso de los garbanzos inhibe la germinación, pero también vemos que hay un porcentaje de plantas que si que germinan.

En las plantas crecidas a oscuridad a simple vista podemos ver que presentan un color blanco y que las plantas son bastante largas. Esto es debido a que al no estar siendo iluminada, la planta tiende a alargarse para encontrar la luz. El color blanco es debido a que la luz no está induciendo la síntesis de clorofilas.

Por otro lado, las plantas crecidas en la luz podemos ver que son más cortas, pero tienen color verde. Esto es debido a que en cuanto notan la presencia de luz se induce la síntesis de clorofilas para empezar a fotosintetizar. De este modo la planta no tiene que alargarse, ya que la planta tiene luz para comenzar con su anabolismo.

Diferencias entre plantas que crecen en luz y plantas que crecen en oscuridad.

La luz actúa como activador de muchos procesos fisiológicos como la producción de pigmentos.

Plantas crecidas a la luz → posesión de pigmentos y color más verdoso. Crecimiento menor en elongación y mayor crecimiento con yemas laterales y producción de hojas. Presencia de fototropismos con un crecimiento de las células produciendo una orientación del tallo hacia la luz.

Plantas crecidas en oscuridad → no presentan pigmentos ni el color verdoso. Mayor crecimiento en elongación pero sin yemas ni hojas. Ausencia de fototropismo.

Papel de la luz en el crecimiento.

La luz es una fuente de información muy valiosa para la planta. La cantidad de luz que incide sobre la planta en unidad de tiempo y superficie (irradiancia), su composición espectral, la dirección con que incide y su duración diaria son aspectos que cambian según las condiciones ambientales y que proporcionan información a la planta como la época del año, la presencia de plantas vecinas, etc. Esta información es utilizada por los fotorreceptores de la planta (fitocromos, criptocromos y receptores de ultravioleta) de forma que cambian según las condiciones lumínicas y producen en consecuencia

cambios en el desarrollo y en el crecimiento. Por ejemplo una plántula que está enterrada y crece hasta salir a la superficie, al recibir los primeros fotones de luz estos son captados por los fotorreceptores que al percibir el cambio lumínico modifican la morfología de la planta en un sentido ventajoso para esta, crecimiento lateral, formación de hojas, síntesis de pigmentos, etc.

Papel de la luz en la fotosíntesis .

La luz influye en la diferenciación de los protoplastos hasta cloroplastos, por lo que es necesaria para la síntesis de clorofilas. Cuando hay luz, la membrana del proplasto se invagina formando prolongaciones. La invaginación se aplasta y evolucionan a estructuras típicas de tilacoides, donde ocurre una síntesis de clorofila y proteínas. Sin embargo, cuando no hay luz, la diferenciación se detiene en el etioplasto que es incoloro y contiene protoclorofila. Al aparecer la luz hay una transformación directa de etioplasto a cloroplasto.

Práctica 12. Ensayo de viabilidad de semillas.

1- Propósito.

El propósito de la practica será hacer una medida lo más aproximada posible de la viabilidad de una muestra de semillas


El que una semilla germine y el que pueda germinar son dos hechos completamente distintos. Una semilla puede germinar si está viva; que germine o no dependerá de factores externos (temperatura, humedad) o internos (letargo).

También procederemos a medir la capacidad de germinar una semilla, y la de que pueda o sea capaz de hacerlo. Para ello usaremos un reactivo (cloruro 2, 3, 5-trifeniltetrazoilo) que se denomina cloruro que en su forma oxidada es incoloro, pero cuando es reducido genera un compuesto coloreado (rojizo). El cloruro de tetrazoilo acepta electrones de la cadena de transporte de electrones de las células vegetales, por lo que si las células están vivas se producirá el transporte de electrones y por ello la tinción de esas zonas con el tetrazoilo al reducirse.


- 10 semillas de dicotiledóneas (Habichuelas).- Placas de Petri.- Bisturí.- Cuchilla de afeitar.- Vaso de precipitados.- Disolución de Cloruro de Tetrazoilo.- Pipeta milimetrada.

4- Procedimiento.

Tenemos 10 habichuelas, podremos 5 estarán hervidas y las otras 5 serán frescas. Las debemos de partir longitudinalmente. Colocaremos las 20 ½ en placas Petris bocabajo, las 10 ½ hervidas en una y el resto en la otra. A ambas placas añadiremos cloruro de 2, 3, 5-trifenilo de tetrazoilo.

Habichuelas para imbibición con H2O (izq.). Habichuelas hirviendo (der.).

Mitades de habichuela a falta de oscuridad para revelado con cloruro de tetrazolio.


Mitades de habichuelas hervidas (izq.) y con AIA (der.). Revelado con cloruro de tetrazolio.

El compuesto soluble e incoloro de 2,3,5-trifenil tetrazoilo que posee un potencial de reducción intermedio entre los transportadores de la cadena, al captar los electrones del flujo respiratorio se reduce hasta formar un compuesto insoluble que se deposita sobre el tejido de las semillas de garbanzo y lo tiñe de rosa.

Observamos que las 5 habichuelas que hervimos dan negativo para esta reacción mientras que las 5 restantes adquieren el color rosa.

Porcentaje de viabilidad:

• Habichuelas 10 de 10 = 100%

• En semillas hervidas no se produciría la reacción con el reactivo tetrazoilo porque al hervirlas se lleva a cabo la desnaturalización de las proteínas de la cadena de transporte de electrones y por ello no se produciría la reducción del reactivo.

Práctica 13. Extracción y medida de la actividad del enzima Lipasa de semillas de Ricino.

1- Propósito.

Estudiar y medir la actividad de las lipasas presentes en semillas de ricino, siendo las lipasas un grupo de enzimas que degradan los triglicéridos. Para que la lipasa actúe bien tiene que estar en medio acido.


- 6 semillas de Ricino.- 2 ml de Ácido acético 0.1 M.- NaOH 0.1 M.- Disolución de Fenolftaleína.- 2 tubos de ensayo.- Baño de agua hirviendo (termostato).- Vaso de precipitados.- Mortero con su maja.- Baño de agua a 35 ºC.- Probeta.- Bureta.- Pipetas.- Barilla de vidrio.- 25 ml de agua destilada.- Papel de parafilm.

3- Procedimiento.

1- Empezaremos por pelar las 6 semillas de ricino, quitándole la cápsula y la cáscara, dejando la semilla totalmente desnuda.

2- Después se colocan en un mortero y las trituramos añadiendo 10 ml de agua en dos veces (5 ml) obteniendo una suspensión blanca homogénea, teniendo la precaución de no inhalar el polvo, pues es tóxico.

4- Depositar la suspensión en una probeta. Enrasar con agua procedente del lavado del mortero hasta 25 ml. Agitar el contenido tapando la boca de la probeta con papel de parafilm.

5- Depositar en cada uno de los dos tubos de ensayo (A, hervido), (B, problema), 10 ml de la suspensión y añadir 1ml de Ácido acético.

6- Hervir al baño maría a 100 ºC, el tubo A durante 5 minutos. Proteger su boca con papel de aluminio.

7- Colocar los dos tubos de ensayo en una gradilla dentro del termostato a 35 ºC durante 30 minutos.

8- Tras esto los sacamos, colocamos su contenido en un vaso precipitado primero el tubo A, añadimos 4 gotas de fenolftaleína y lo valoramos, lavamos el vaso de precipitados, enrasamos de nuevo la bureta hasta 25 ml de base fuerte NaOH 0.1 N, añadimos 4 gotas de fenolftaleína al vaso de precipitados y valoramos el contenido del tubo B.

Cuando la preparación se ponga de color rosa permanente ya está neutralizados los equivalentes de ácido de la suspensión problema con los de base fuerte.


- Viraje del tubo A → ml de NaOH

- Viraje del tubo B → ml de NaOH.

Como podemos observar el tubo B requiere más concentración de NaOH para neutralizar los ácidos, puesto que ya habrá ácidos que se hayan hidrolizado, debido a la acción de la lipasa. El volumen de NaOH que se ha necesitado se calcula de la siguiente forma:

Vb-Va= Vlipasa

Vlipasa =11.3 –2.7= 8.6 ml de lipasa

Nº de equivalentes = N x Vlipasa

Nº de equivalentes = 0,1 x 0,0086= 8.6 x 10-4 equivalentes de Ácido Ricinoléico Nº de equivalentes = Nº moles / valencia Nº moles = Nº equivalentes x valencia

Al ser un ácido con un solo grupo COOH, la valencia por la que se multiplica el número de equivalentes es 1.

Nº moles = Nº equivalentes x 1= 8.6 x 10-4 moles

Número de moles = gramos/ peso molecular

Peso molecular Ácido Ricinoleico: 298.46g /mol

Gramos = 298’46g/mol x 8.6x10^-4 = 0.239 g de Ácido Ricinoléico

*Cálculo de gramos de Ricinoleina → dividimos los moles de acido por 3 (pues de la Ricinoleina obtenemos 3 ácidos ricinoleicos): Gramos de Ricinoleina = (numero de moles x Pm)/3

Peso molecular de la Ricinoleína: 932g /mol

Gramos Ricinoleína = (932g/mol x (8.6x10^-4) ) / 3 =0.267 g

Conforme vamos añadiendo NaOH a la disolución a valorar, los ácidos se van neutralizando y va tomando un tono más claro. Dan sal sódica soluble. Anteriormente los ácidos grasos, insolubles, estaban emulsionados dándole ese aspecto translucido.

Práctica 14. Determinación de acidez y sólidos solubles en frutos. Cálculo del índice de madurez.

1- Propósito.

En esta práctica vamos a medir el grado de madurez de diferentes frutos climatéricos (maduración disparada) y no climatéricos (maduración no disparada). Para ello vamos a comparar sus grados Brix, es decir la acumulación de sólidos solubles (azucares), por refractometria, con la concentración de ácidos acumulados (siendo el acido cítrico el acido mayoritario) mediante valoraciones.


En esta práctica queremos hacer una medida de la maduración de los frutos (cambios de sabor, color, textura en los frutos…). Cuando un fruto madura, disminuye la acidez y aumenta el dulzor (salvo en los cítricos).

Estudio con frutos no climatélicos.

Índice de madurez = SS / AT

El ácido cítrico (a la izquierda) es un ácido orgánico tricarboxílico que está presente en la mayoría de las frutas, sobre todo en cítricos como el limón y la naranja. Su fórmula química es C6H8O7.

En bioquímica aparece como un metabolito intermediario en el ciclo de los ácidos tricarboxílicos, proceso realizado por la mayoría de los seres vivos.

El nombre IUPAC del ácido cítrico es ácido 2-hidroxi-1,2,3-propanotricarboxílico.

http://es.wikipedia.org/wiki/Ser_vivo

http://es.wikipedia.org/wiki/Ciclo_de_los_%C3%A1cidos_tricarbox%C3%ADlicos

http://es.wikipedia.org/wiki/Ciclo_de_los_%C3%A1cidos_tricarbox%C3%ADlicos

http://es.wikipedia.org/wiki/Metabolito

http://es.wikipedia.org/wiki/Bioqu%C3%ADmica

http://es.wikipedia.org/wiki/Naranja_(fruto)

http://es.wikipedia.org/wiki/Citrus_%C3%97_limon

http://es.wikipedia.org/wiki/Citrus

http://es.wikipedia.org/wiki/Fruta

http://es.wikipedia.org/wiki/Tricarbox%C3%ADlico

http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%81cido_org%C3%A1nico

El citrato de sodio (a la derecha) es un compuesto químico que, por lo general, se refiere al ion del citrato unido a tres átomos de sodio: el citrato trisódico. Sin embargo, puede tratarse también del citrato monosódico o del citrato disódico cuando el citrato se encuentra unido a uno o dos átomos de sodio respectivamente. Químicamente, los citratos de sodio son sales sódicas del citrato también llamado ácido cítrico que es un componente común de las células del cuerpo humano.


- Limón.- Naranja Salobre.- Naranja Navel.- Pomelo- pHmetro- Disolución de Fenolftaleína.- NaOH 0.1 N- Vaso de precipitados.- Pipeta.- Bureta.- Exprimidora para zumos.- Refractómetro.

4- Procedimiento.

Del limón extraeremos 2 ml de su jugo y la misma cantidad para los dos tipos de naranja y para el pomelo.

http://es.wikipedia.org/wiki/C%C3%A9lula

http://es.wikipedia.org/wiki/Sal

http://es.wikipedia.org/wiki/Citrato

http://es.wikipedia.org/wiki/Sodio

http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%81tomo

Para medir la acidez del limón se realiza una valoración ácido-base con una base fuerte (NaOH al 0.1 N) utilizando la bureta para valorar los equivalentes de ácido presentes en la disolución (dispuesto en un vaso de precipitados al que se le ha añadido posteriormente 6 gotas de fenolftaleína). Cuando la muestra se neutralice se pondrá de color rosa.

También se realizará una valoración ácido-base con el pHmetro sin adicionar fenolftaleína.

Para medir el porcentaje de sacarosa en las disoluciones anteriores se utiliza el refractómetro, tarando con agua destilada, para conocer los grados Brix. Las medidas que hemos extraído del jugo del limón la pondremos en un vaso de precipitados y le añadimos dos gotas de fenolftaleína. Vamos agitando y añadiendo gota a gota la sosa. Cuando se neutralice la muestra se pondrá de color rosa.


Contenido sólido soluble: mL (limón)

Los sólidos solubles se determinan midiendo los grados de Brix con el porcentaje de sacarosa utilizando refractómetros por medio de la presencia de azúcares = grados Brix

Resultados de la valoración del zumo de limón con pHmetro:

1º pH 1ml de NaOH 0.1 N 2.372º pH 1ml de NaOH 0.1 N 2.87

3º pH 1ml de NaOH 0.1 N 3.434º pH 1ml de NaOH 0.1 N 4.005º pH 1ml de NaOH 0.1 N 4.486º pH 1ml de NaOH 0.1 N 5.017º pH 0.5 ml de NaOH 0.1 N 5.348º pH 0.5 ml de NaOH 0.1 N 5.679º pH 0.5 ml de NaOH 0.1 N 6.0110º pH 0.5 ml de NaOH 0.1 N 6.4311º pH 0.5 ml de NaOH 0.1 N 7.3012º pH 0.5 ml de NaOH 0.1 N 10.23

Resultados obtenidos de las mediciones de la concentración de azúcares y de la acidez total de los cítricos estudiados:

Naranja NavelSS AT

Naranja SalustreSS AT

LimónSS AT

PomeloSS AT

13 0.62 11.1 0.45 9.5 2.62 12.2 1.75

SS (grados Brix).

Fruta IM = SS/ ATNaranja Navel 20.97

Naranja Salustre 24.67Limón 3.62

Pomelo 6.98

informe de prácticas fv

Documents