1

2

INDICE Presentación de la Asignatura 4

Identificación 4

Objetivos 4

Programa analítico 5 Bibliografía 8

Programa de examen 12

Nómina de trabajos prácticos y seminarios 12

Clases teóricas 13 Clases Prácticas 13

Seminarios 14

Evaluaciones 15

Regularización de la asignatura 15 Cronograma de actividades 16

Manejo y mantenimiento del microscopio 20

TPNº 1: Búsqueda bibliográfica y análisis de revistas y artículos científicos de genética 22

TPNº2: Sistemas genéticos bacterianos y virales 33

TPNº3: Estructura del gen y regulación de la acción génica 38

TPNº4: Análisis genético molecular 42

TPNº5: Análisis de cromosomas en mitosis 50 TPNº6: Cariotipo 56

TPNº7: Análisis de cromosomas en meiosis 60

TPNº8: Mendelismo. Mononíbridos y dihíbridos. 68

TPNº9: Mendelismo. Polihíbridos. Probabilidades. 75

TPNº10: Extensiones del mendelismo: interacción génica 77

TPNº11: Extensiones del mendelismo: Alelos múltiples, genes letales y herencia citoplasmática

82

TPNº12: Determinación cromosómica del sexo y Herencia ligada al sexo 88

TPNº13: Ligamiento, recombinación y mapeo de genes 93

TPNº14: Mutaciones cromosómicas estructurales 97

TPNº15: Mutaciones cromosómicas numéricas 102

TPNº16: Mutaciones génicas 106

TPNº17: Herencia cuantitativa 108 TPNº18: Genética de poblaciones 111

TPNº19: Análisis filogenético 113

TPNº20: Genética humana 118

Guía para el desarrollo de los seminarios 128

3

4

PRESENTACIÓN DE LA ASIGNATURA

1. IDENTIFICACIÓN

1.1. FACULTAD: Ciencias Exactas y Naturales y Agrimensura

1.2. DEPARTAMENTO: Biología

1.3. AREA: Biología General

1.4. ASIGNATURA: Genética

1.5. CARRERA: Profesorado en Ciencias Biológicas – Licenciatura en Ciencias Biológicas

1.6. DOCENTES:

Profesora Titular: Dra. Viviana Griselda Solís Neffa

Jefa de Trabajos Prácticos: Dra. Ivana Evelin Kovalsky

Jefe de Trabajos Prácticos Adscripto: Lic. Juan Manuel Roggero Luque

Ayudantes Alumnos Adscriptos: Srta. Silvia Andrea Fernández

Sr. Bruno Dematteis

1.7. MODALIDAD: Presencial

1.8. CARGA HORARIA TOTAL: 144 horas

1.9. CARGA HORARIA SEMANAL: 9 HORAS SEMANALES, 4 HS TEORIA/ 5 HS PRACTICA.

2. DESCRIPCIÓN

El curso de Genética se desarrolla durante el primer cuatrimestre del 3º año y tiene un total de 16 semanas de duración, siendo de carácter obligatorio.

2.1 OBJETIVOS

GENERAL

Introducir al alumno en el estudio de: 1) los mecanismos de transmisión de los genes de generación en generación, los patrones de estructura, función y organización del material hereditario, así como el comportamiento de los genes en las poblaciones naturales y el cambio evolutivo; 2) los fundamentos, resultados y limitaciones de los principales métodos de investigación en Genética y de 3) las distintas aplicaciones de los conocimientos básicos del análisis genético.

ESPECÍFICOS

Lograr que, mediante el proceso de enseñanza – aprendizaje, el alumno esté en condiciones de:

a) Comprender los conceptos básicos para interpretar los mecanismos de transmisión de los genes de generación en generación; los patrones de estructura, función y

5

organización del material hereditario, así como el comportamiento de los genes en las poblaciones naturales y el cambio evolutivo.

b) Interpretar los fundamentos, resultados y limitaciones de los principales métodos de análisis genéticos.

c) Instruirse en el empleo de la terminología de la Genética, tanto en su expresión gráfica, como escrita y oral.

d) Desarrollar un pensamiento reflexivo sobre la base del método científico.

e) Desarrollar las competencias intelectuales para integrar los conceptos de la Genética así como para la resolución de problemas

e) Ser capaz de obtener, seleccionar y registrar la información genética pertinente.

3. PROGRAMA ANALÍTICO

3.1. CONTENIDOS MÍNIMOS: Introducción a la Genética. Bases cromosómicas de la herencia. Citogenética. Genética mendeliana. Alteraciones de la información genética. Extensiones del mendelismo. Genética del sexo y herencia en relación con el sexo. Sistemas extracromosómicos en eucariotas. Ligamiento y recombinación génica en eucariota y procariotas. Mapas genéticos. Sistemas genéticos bacterianos y virales. Mutaciones génicas y cromosómicas. Genomas. Estructura del gen. Regulación de la acción génica. Ingeniería genética. Biotecnología. Bioética. Bioinformática. Genómica funcional y comparada. Genética del desarrollo. Genética Cuantitativa. Genética de Poblaciones. Procesos microevolutivos. Fuerzas evolutivas. Filogenia. Genética Humana y médica. Evolución humana. Genética y mejoramiento. Genética de la conservación.

3.2. CONTENIDOS POR UNIDAD

Unidad 1: Introducción a la Genética. Definición, objetivos, métodos y relaciones con otras ciencias. El surgimiento de la Genética. Divisiones de la Genética. Organismos genéticos modelo. La Genética como eje unificador en la Biología. Aplicaciones de la Genética.

Unidad 2: Genes y Genomas. Concepto y estructura del gen procariota y eucariota. Organización policistrónica y monocistrónica. Organización y composición de los genomas eucariota y procariota (genomas bacterianos, víricos y de orgánulos eucariotas. Elementos genéticos transponibles o móviles. Inestabilidad genética y el descubrimiento de los elementos transponibles. Características generales de los elementos transponibles. Transposones en bacterias. Transposones en eucariontes. Importancia genética y evolutiva de los transposones. Evolución de los genomas.

Unidad 3: Sistemas genéticos bacterianos y virales. Genomas bacterianos y víricos. Recombinación en bacterias y virus. Transferencia génica en bacterias. Transferencia génica natural y resistencia a antibióticos. Transformación en bacterias. Conjugación. Transducción por fagos. Episomas y plásmidos. Genética de los bacteriófagos. Bacteriófagos temperados y virulentos. Ciclos lítico y lisogénico en el fago lambda.

6

Virus con ARN. Virus de la inmunodeficiencia humana y sida. Tipos de mutantes virales. Interacciones entre virus. Mapeo de genomas virales.

Unidad 4: Regulación de la acción génica en procariotas y eucariotas. La regulación génica en procariotas. El modelo del operón. Metabolismo de la lactosa en E. coli. Operones inducibles y reprimibles. Regulación génica en eucariotas. Elementos reguladores y genes eucarióticos. Alteraciones genómicas y expresión génica. Metilación del ADN y amplificación génica. Factores de transcripción y proteínas activadoras de la transcripción. Regulación génica mediante el procesamiento y la degradación del ARN. Interferencia del ARN y regulación génica. Regulación génica postranscripcional. Control hormonal en la expresión génica. Epigenética.

Unidad 5: Fundamento de las técnicas de genética molecular. Técnicas moleculares empleadas para aislar, recombinar y amplificar genes. Técnicas moleculares para hallar genes de interés. Análisis de las secuencias de ADN. Técnicas moleculares para analizar la función de los genes.

Unidad 6: Mitosis y meiosis. Bases cromosómicas de la herencia. Citogenética. Análisis de cromosomas en mitosis. Morfología cromosómica. El complemento cromosómico. Cariotipo. Análisis de cromosomas en meiosis. Meiosis y recombinación. El modelo de Holliday. Importancia evolutiva de la recombinación, segregación y fecundación. Cromosomas politénicos y plumulados. Apomixis: tipos, importancia evolutiva y práctica.

Unidad 7: Genética mendeliana. Principios básicos de la herencia mendeliana. Terminología genética. Cruzamientos monohíbridos. El principio de segregación. Predicción de los resultados de los cruzamientos genéticos. Métodos del tablero y dicotómico. Retrocruzas. Cruzamiento de prueba. Aplicación de la probabilidad a los cruzamientos genéticos. Cruzamientos dihíbridos. El principio de la segregación independiente. La prueba de X2 de bondad de ajuste. Análisis de pedigríes. Las bases cromosómicas de la herencia. Desarrollo histórico de la teoría cromosómica. Meiosis. Relación entre el principio de la segregación independiente y la meiosis.

Unidad 8: Extensiones del mendelismo. Variación de la dominancia. Dominancia incompleta, codominancia y superdominancia. Alelos múltiples, concepto y notación. Pseudoalelismo. Pleiotropía. Interacción génica sin y con modificaciones de las proporciones mendelianas en F2 y retrocruza. Epístasis dominante. Epístasis recesiva. Epístasis dominante duplicado. Epístasis dominante y recesiva. Epístasis recesiva duplicada. Genes letales, semiletales y subvitales. Penetrancia y expresividad del gen. Herencia extranuclear. Efecto genético materno. Herencia citoplasmática.

Unidad 9: Genética del sexo y herencia en relación con el sexo. Sistemas cromosómicos de determinación del sexo. Los cromosomas sexuales. Sistemas génicos de determinación del sexo. Factores ambientales y determinación del sexo. Herencia ligada al sexo. Características ligadas al X. Compensación de la dosis. Características ligadas al Y. Letales ligados al sexo. Características influidas o limitadas por el sexo.

Unidad 10: Ligamiento, recombinación y mapas genéticos en eucariotas y procariotas. El descubrimiento del ligamiento. Recombinación. Notación. Ligamiento parcial y completo. Comparación entre el ligamiento completo y la segregación independiente. Entrecruzamiento con genes ligados. Cálculo de la frecuencia de

7

recombinación. Acoplamiento y repulsión. Demostración citológica del sobrecruzamiento. Frecuencia de quiasmas. Mapas de ligamiento. Concepto. Orden lineal de los genes. Mapeo de genes con frecuencias de recombinación. Construcción de un mapa genético mediante el cruzamiento de prueba. Determinación del orden y distancia de los genes. Aplicación de prueba de tres puntos. Interferencia y coincidencia. Sintenia.

Unidad 11: Mutaciones cromosómicas estructurales. Mutación somática versus mutación germinal. Tipos de mutaciones cromosómicas. Cambios en la estructura de los cromosomas. Deleciones. Duplicaciones. Inversiones. Translocaciones. Efectos citológicos y genéticos de los cambios en la estructura de los cromosomas. Importancia en la evolución.

Unidad 12: Mutaciones cromosómicas numéricas. Aneuploidía. Mecanismos de origen de aneuploides. Tipos de aneuploidía. Efectos de la aneuploidía. Euploidía. Poliploidía. Mecanismos de poliploidización. Tipos de poliploides. Fórmulas genómicas. Importancia evolutiva y práctica de la poliploidía.

Unidad 13: Mutaciones génicas. Importancia de las mutaciones. Tipos de mutaciones génicas. Efectos fenotípicos de las mutaciones. Mutaciones preadaptativas vs postadaptativas. Mutaciones supresoras. Tasas de mutación. Bases moleculares de la mutación. Errores espontáneos de replicación. Cambios químicos espontáneos. Mutaciones inducidas. Agentes mutagénicos: físicos y químicos; luz ultravioleta, radiaciones ionizantes, sustancias químicas.

Unidad 14: Análisis genómico. Ingeniería genética. Aplicaciones. Ingeniería genética y responsabilidad social. Bioinformática. Genómica y Preoteómica. Mapas físicos. Genómica funcional y comparada. Transcriptómica. Metabolómica. Metagenómica.

Unidad 15: Genética del desarrollo. Principios básicos de la Genética del desarrollo. Principales procesos del desarrollo embrionario. Genética del desarrollo embrionario. Control génico en el desarrollo. Transcripción diferencial en el desarrollo de procariotas y eucariotas. Establecimiento de la información posicional. Los genes Hox. Formación de patrones complejos. Homeobox. Homeodominio. Paralelismo entre la formación de patrones en insectos y vertebrados y entre animales y plantas.

Unidad 16: Genética cuantitativa. Variación continua. Genotipos y distribución fenotípica. Tipos de características cuantitativas. Herencia poligénica. Variación transgresiva. Genes modificadores. Análisis de las características cuantitativas. Distribuciones, media y varianza. Varianza fenotípica. Heredabilidad. Cuantificación de la heredabilidad. Localización de los genes que afectan las características cuantitativas.

Unidad 17: Genética poblacional y ecológica. Concepto. Acervo génico. Ley de Hardy-Weinberg. Polimorfismos y politipismo. Frecuencias génicas, genotípicas y fenotípicas. Heterocigosis. Endogamia y apareamientos preferenciales. Procesos microevoltivos. Fuerzas evolutivas: mutación, selección natural, flujo génico y deriva genética. Tamaño efectivo. Efecto fundador y de cuello de botella. Interacción entre los procesos evolutivos. Cambios en la estructura genética de las poblaciones en el espacio y en el tiempo. Variación y divergencia entre las poblaciones. El efecto del ambiente sobre la eficacia biológica. Seleccionismo vs. Neutralismo. Patrones espaciales de diferenciación geográfica. Clinas. Genética del Paisaje.

8

Unidad 18: Genética de la especiación. Concepto biológico de especie. Mecanismos de aislamiento reproductivo. Conceptos alternativos: tipológico, evolutivo y filogenético. Modelos de especiación. Modelos geográficos de especiación: alopátrico, parapátrico y simpátrico. Teorías genéticas de la especiación. Genética de la especiación. Macroevolución.

Unidad 19: Genética evolutiva. Reconstrucción de historias evolutivas a partir de datos genéticos. Filogenias moleculares. Teoría de la coalescencia. Tasas de evolución molecular y relojes moleculares. Evolución del genoma. Filogeografía.

Unidad 20: Genética humana y médica. El genoma humano. Enfermedades mendelianas y de herencia multifactorial. Citogenética clínica. Cariotipo humano y cromosomopatías. Genética bioquímica. Inmunogenética. Genética del cáncer. Terapia génica. Genética clínica y asesoramiento genético. Genética forense. Genética del comportamiento humano. Bioética: aspectos éticos, sociales y legales en genética humana. Evolución humana.

Unidad 21: Genética y mejoramiento. Recursos genéticos: origen, uso y conservación de la variabilidad. Orígenes de la agricultura. Origen genético y origen geográfico. Centros de origen. Centros de variación. Bancos de germoplasma. Efecto genético de la consanguinidad. Aplicación al mejoramiento. Heterosis: concepto, efectos en plantas y animales. Aplicaciones. Métodos de selección. Cruzamientos y manejo de poblaciones segregantes. Selección recurrente. Utilización de plantas transgénicas en la agricultura. Conceptos de bioseguridad aplicados al uso de organismos genéticamente modificados.

Unidad 22: Genética de la conservación. Concepto. Conservación de la biodiversidad. Importancia de la diversidad genética. Las consecuencias genéticas de la disminución del tamaño de la población. Depresión endogámica. Perdida de diversidad genética y extinción. Manejo genético de especies amenazadas. Manejo genético de poblaciones fragmentadas. Aspectos genéticos del diseño de reservas. Genómica y conservación de la biodiversidad. Consideraciones evolutivas en la conservación de poblaciones y especies en ambientes naturales. Consideraciones evolutivas en la gestión del hábitat. Evolución y conservación ex situ.

3.3. BIBLIOGRAFÍA

General

Burns GW (1983) The science of genetic. An introduction to heredity. 5ª ed. Ed. Macmillan. New York. USA.

Cardellino R, Rovira J. Mejoramiento Genético Animal. Ed. Hemisferio Sur. Montevideo, Uruguay.

Gardner EJ, Simmons MJ, Snustad DP (1998) Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México.

Griffiths AJF, Miller JH, Suzuki DT, Lewontin RC, Gelbart WM (1996) An Introduction to Genetic Analysis. 6ª ed. Ed. Freeman & Co. New York. USA.

9

Jorde LB, Carey MD, Bamshad MJ (2011) Genética Médica. 4 a ed. Elsevier España S.L. Barcelo, España.

Klug WS, Cummings MR (1999) Conceptos de Genética. 5a ed. Ed. Prentice Hall.

Lacadena JR (1988) Genética. Ed. Agesa. Madrid, España.

Levine L (1979) Biología del gen. Ed. Omega. Madrid, España.

Lewin B (2001) Genes VII. Ed. Marban. Madrid, España.

Mueller RF, Young ID, Emery EH (2001) Genética Médica. Ed. Marbán, Madrid España.

Novitski E (1982) Human Genetics. MacMillan. New York. USA.

Pierce BA (2010) Genética: Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. médica Panamericana S.A. Madrid.

Pierce BA (2011) Fundamentos de Genética. Conceptos y relaciones. Ed. Médica Panamericana. Madrid, España.

Puertas MJ (1992) Genética: fundamentos y perspectivas. 1º ed. Ed. McGraw - Hill Interamericana, Madrid. España.

Rubinstein C, Echenique V, Hopp E, Mroginski L Levitus G. (2009). Biotecnología y Mejoramiento Vegetal II. http://intainforma.inta.gov.ar/?cat=346.

Sanchez-Monge E & Jouve N (1989) Genética. Ed. Omega, Barcelona, España.

Sinnott WE, Dunn LC & Dobzhansky T (1978) Principios de Genética. Ed. Omega. Barcelona, España.

Solari AJ (2004) Genética Humana. Fundamentos y aplicaciones en medicina. 3ª ed. Ed. Medica Panamericana. Buenos Aires, Argentina.

Srb AM, Owen RD, Edgar RS (1978) Genética general. OMEGA. Madrid, España.

Srb AM, Owen RD, Edgar RS (1978) Facetas de la Genética. Selecciones de Scientific American. H. Blume Ediciones. Madrid, España.

Strickberger MW (1978) Genética. 2º ed. Ed. Omega, Barcelona, España.

Thompson JS, Thompson MW (1977) Genética humana. Ed. Salvat, Buenos Aires.

Específica

Alberts B, Bray D, Lewis J, Raff M, Roberts K, Watson JD (1989) Molecular biology of the cell. 2ª. ed. Ed. Garland Publ. Inc., New York. USA.

Avers CJ (1991) Biología Celular. Ed. Iberoamérica, México.

Avise WR (2000) Phylogeography. The history and Evolution. Harvard University Press. USA.

Ayala FJ (1979) Evolución Molecular. Omega. Barcelona.

Brown TA (2008) Genomas. 3 a ed. Ed. Médica Panamericana. Buenos Aires, Argentina

Clark MS, Wall WJ (1996) Chromosomes. Chapman & Hall. London, UK.

Cooper GM (2002) La célula. Ed. Marbán. Madrid. España.

10

Coyne JA, Orr HA (2004) Speciation. Sinauer Associates Publishers. Sunderland Mass. USA.

Curtis H, Barnes NS (1993) Biología. 5ª ed. Ed. Médica Panamericana. Buenos Aires, Argentina.

Darlington CD (1965) Cytology. Churchill Ltd. London, UK.

De Robertis EMF, Hib J, Ponzio R (2000) Biología Celular y Molecular. 13ª ed. Ed. El Ateneo. Buenos Aires, Argentina.

Dobzhansky T, Ayala FJ, Stebbins GL, Valentine JW (1980) Evolución. Ed. Omega. Barcelona, España.

Dover GA, Flavell RB (1982) Genome Evolution. Academic Press. UK.

Futuyma DJ (1998) Biología Evolutiva. Sociedad Brasilera de Genética. Brasil.

Fontdevilla A, Moya A (2003) Evolución. Origen, adaptación y divergencia de las especies. Síntesis, Madrid.

Grant V (1989) Especiación Vegetal. Ed. Liusa. México.

Heslop-Harrison JS, Flavell RB (1993) The chromosome. Bios Scientific Publishers. Oxford, UK.

Jauhar PP (1996) Methods of genome analysis in plants. CRC Press. Inc. Boca Ratón, Florida.

Karp G (1996) Biología Celular y Molecular. Ed. Mcgraw-Hill Interamericana.

Lacadena JR (1996) Citogenética. 1º ed. Ed. Complutense, Madrid, España.

Ridley M (1998) Evolution. Second edition. Blackwell Science.

Stebbins GL (1971) Chromosomal evolution in higher plants. Addison-Wesley Publishers. UK.

Stebbins GL (1978) Procesos de la evolución orgánica. PHI. Madrid, España.

Van Dyke F (2008) Conservation Biology. Foundations, concepts, applications. 2° ed. Springer.

White MJD (1978) Modes of speciation. WM Freeman and Co. USA.

Revistas científicas

Publicaciones disponibles en las Bibliotecas de la UNNE y en la Biblioteca Electrónica de la Secretaría General de Ciencia y Tecnología (http://www.biblioteca.secyt.gov.ar)

Advances in Genetics (USA)

Annual Reviews in Genetics (USA)

Annual Reviews of Genome and Human Genetics (USA)

Basic and Applied Genetics (Argentina)

BMC Genetics (USA)

11

BMC Genomics (Gran Bretaña)

Caryologia (Italia)

Chromosoma (Alemania)

Chromosome Research (Gran Bretaña)

Conservation Genetics (Gran Bretaña)

Cytologia (Japón)

Evolution (USA)

Evolutionary Ecology (USA)

Genetical Research (Gran Bretaña)

Genetica (Holanda)

Genetics (USA)

Genetics and Molecular Biology (Brasil)

Genome Research (USA)

Genome Biology (Gran Bretaña)

Genomics (USA)

Hereditas (Suecia)

Heredity (Gran Bretaña)

International Review of Cytology (USA)

Journal of Evolutionary Biology (Gran Bretaña)

Journal of Heredity (USA)

Molecular Ecology (USA)

Molecular Phylogenetics and Evolution (USA)

Mutagenesis (USA)

Nature (Gran Bretaña)

Science (USA)

Theoretical and Applied Genetics (Alemania)

Trends in Genetics (USA)

Trends in Ecology and Evolution (USA)

3.4. PROGRAMA DE EXÁMEN

12

Bolilla Temas Bolilla Temas

1 1-10-13 12 12-22-10

2 2-11-12 13 13-21- 11

3 3-9-14 14 14-20-8

4 4-8-15 15 15-19-9

5 5-7-16 16 16-18- 6

6 6-5-17 17 17-16-7

7 7-6-18 18 18-17-5

8 8-3-19 19 19-15-4

9 9-4-20 20 20-14-3

10 10-2-21 21 21-12-1

11 11-1-22 22 22-13-2

3.5. NÓMINA DE TRABAJOS PRÁCTICOS y SEMINARIOS

Trabajo Práctico N° 1: Búsqueda bibliográfica y análisis de revistas y artículos científicos de genética

Trabajo Práctico N° 2: Sistemas genéticos bacterianos y virales

Trabajo Práctico N° 3: Estructura del gen y regulación de la acción génica

Trabajo Práctico N° 4: Análisis genético molecular

Trabajo Práctico N° 5: Análisis de cromosomas en mitosis

Trabajo Práctico N° 6: Cariotipo

Trabajo Práctico N° 7: Análisis de cromosomas en meiosis

Trabajo Práctico N° 8: Mendelismo. Mononíbridos y dihíbridos.

Trabajo Práctico N° 9: Mendelismo. Polihíbridos. Probabilidades.

Trabajo Práctico N° 10: Extensiones del mendelismo: interacción génica

Trabajo Práctico N° 11: Extensiones del mendelismo: Alelos múltiples, genes letales y herencia citoplasmática

Trabajo Práctico N° 12: Determinación cromosómica del sexo y Herencia ligada al sexo

Trabajo Práctico N° 13: Ligamiento, recombinación y mapeo de genes

13

Trabajo Práctico N° 14: Mutaciones cromosómicas estructurales

Trabajo Práctico N° 15: Mutaciones cromosómicas numéricas

Trabajo Práctico N° 16: Mutación génica

Trabajo Práctico N° 17: Herencia cuantitativa

Trabajo Práctico N° 18: Genética de poblaciones

Trabajo Práctico N° 19: Genética evolutiva y de la especiación

Trabajo Práctico N° 19: Genética humana y médica

Temas de Seminarios

- Elementos genéticos transponibles

- Ingeniería genética

- Genética del desarrollo

- Genética de la especiación

- Evolución humana

- Genética y mejoramiento

- Genética de la conservación

- Bioética

4. TIPOS DE ACTIVIDADES

4.1. CLASES TEÓRICAS

En las clases teóricas se desarrollarán los aspectos básicos y la orientación general de la materia. Para facilitar la comprensión de los contenidos desarrollados, los alumnos dispondrán con anterioridad al desarrollo de cada clase teórica la bibliografía correspondiente. Los alumnos deberán estudiar y comprender las nociones que se imparten en las clases teóricas, sin lo cual no podrán desarrollar los trabajos prácticos en forma satisfactoria. Se recomienda la lectura de cada tema tratado tanto antes como después de cada clase, utilizando la bibliografía sugerida.

4.2. CLASES PRÁCTICAS

Las prácticas de laboratorio o trabajos prácticos son una actividad obligatoria para todos los alumnos inscriptos y se desarrollan dos veces por semana, guiados por uno o más auxiliares de docencia. Las bases conceptuales de los temas de los trabajos prácticos son desarrolladas previamente en las clases teóricas. Para las clases prácticas se empleará como estrategia de enseñanza la resolución de problemas (aprendizaje por indagación guiada). Las mismas consistirán principalmente en la resolución de los problemas de la Guía de Trabajos Prácticos, relacionados a cada uno de los temas impartidos en las clases teóricas. Además se realizarán algunas prácticas de informática en las que se instruirá a los alumnos en el diseño experimental así como en

14

el procesamiento y el análisis de datos empleando programas desarrollados específicamente para Genética. Para poder integrar los conocimientos teóricos y prácticos, que conduzcan a la comprensión global de la materia, es imprescindible que los alumnos concurran a los trabajos prácticos habiendo estudiado o preparado previamente el tema a desarrollar. La Genética se ha destacado desde su nacimiento por el rigor y la precisión de su metodología, lo cual permite hacer inferencias y resolver planteos teóricos ante situaciones hipotéticas. Es por ello, que además de los prácticos experimentales, algunas clases prácticas estarán destinadas a la resolución de problemas teóricos. La realización de cada trabajo práctico implica la comprensión de los principios teóricos del fenómeno en estudio, el adiestramiento manual del alumno, la práctica en el manejo instrumental y entrenamiento en la presentación de datos e interpretación de resultados. Las clases prácticas tendrán una duración aproximada de 3 horas. Los temas a desarrollar en los prácticos, así como los materiales necesarios y actividades, se detallan en la guía de trabajos prácticos. Al final de cada práctico, se incluyen referencias bibliográficas a las que el alumno podrá recurrir para aclarar conceptos o estudiar el tema.

Para la realización de las actividades prácticas, los alumnos deberán proveerse de los siguientes materiales:

Guía de Trabajos Prácticos

Carpeta con hojas blancas tamaño oficio

Lápiz negro

Goma de borrar

Regla milimetrada

Calculadora

Los materiales que deberán llevar a cada trabajo práctico se detallan en la guía de actividades de laboratorio.

Para cada clase práctica el alumno deberá concurrir conociendo la finalidad del trabajo y trayendo la guía de trabajos prácticos y los materiales necesarios mencionados en la misma. Al finalizar cada trabajo práctico, el alumno deberá entregar en forma individual las actividades realizadas durante la clase para su evaluación (ilustraciones, respuestas del cuestionario, problemas resueltos, etc.). Si dicho informe se presenta en estado deficiente o incompleto se considerará que no ha cumplido con la clase práctica. Igualmente, cuando el alumno se encuentre ajeno al trabajo, sea por ignorar los fundamentos teóricos de la actividad o por permanecer inactivo en la práctica, se considerará que no ha cumplido esa clase práctica.

4.3. SEMINARIOS Durante los seminarios los alumnos analizarán artículos científicos, relacionados con los temas desarrollados en las clases teóricas. Estas clases tendrán como objetivo analizar los aspectos prácticos de los conceptos teóricos y su importancia en el desarrollo de protocolos y en el análisis genético. Para el desarrollo de los seminarios, los alumnos realizarán trabajos individuales, al final de los cuales, presentarán informes escritos o exposiciones orales. Para tal fin, los alumnos emplearán bibliografía actualizada sobre los temas a tratar, recurriendo tanto a la consulta de libros como de revistas científicas especializadas disponibles en la página web de la

15

Cátedra, las bibliotecas dependientes de la UNNE y en la biblioteca electrónica de la SGCYT.

4.4. CLASES DE CONSULTA

Además de las consultas que los alumnos puedan realizar después de cada clase teórica o práctica, se podrán hacer consultas a los docentes del curso en los horarios establecidos a tal fin.

5. EVALUACIONES

Las evaluaciones estarán destinadas a determinar el grado de comprensión de los diferentes temas por parte de los alumnos y estimar el grado en que los objetivos propuestos por la asignatura se cumplen.

a.- Evaluaciones de las Actividades Prácticas: tienen como objetivo determinar si el grado de comprensión de los fundamentos del tema es satisfactorio y verificar si el alumno es capaz de aplicar dichos conocimientos en la resolución de problemas hipotético-deductivos. La evaluación de las mismas se realizará a partir de los trabajos o problemas realizados por los alumnos, que serán entregados al finalizar cada clase. El no cumplimento de las actividades previstas en cada práctico o la incorrecta elaboración de los informes implicará la desaprobación del trabajo práctico realizado.

b.- Evaluaciones Parciales: se realizarán tres evaluaciones parciales, que comprenderán temas estrechamente relacionados, cuya comprensión es fundamental para la correcta asimilación de los temas posteriores. Los parciales serán desarrollados por escrito, y tendrán como objetivo fundamental evaluar la capacidad de análisis y de las diferentes situaciones que pudieran plantearse. Los contenidos a evaluar en las evaluaciones parciales comprenden los trabajos prácticos realizados y los fundamentos teóricos de los mismos. Dentro de los 7 días posteriores a cada evaluación se realizarán los recuperatorios correspondientes.

6. REGULARIZACIÓN DE LA ASIGNATURA Al finalizar el curso se considerará alumno regular a aquellos alumnos que cumplieran con las siguientes exigencias:

Alcanzar el 75 % de asistencia en las clases prácticas Aprobar el 75% de las clases prácticas. Aprobar el 100% de las evaluaciones parciales con calificación 6 (seis) o superior.

Los alumnos que no cumplieran con los tres requisitos mencionados serán considerados alumnos libres.

Condiciones Para Aprobar la Materia Con Examen Final.

Alumnos Regulares: Los alumnos deberán sacar dos bolillas del plan de examen y

exponer un tema de una de las bolillas a elección del alumno y luego los temas que el

16

profesor solicite de las bolillas correspondientes o de cualquier tema del programa. Se

aprobara la materia con 6 (Seis)

Alumnos Libres: Deben rendir un trabajo práctico (TP) escrito a elección de la mesa

evaluadora.

Una vez aprobado el TP con 6 (Seis) tendrá opción al examen de los contenidos

teóricos de la asignatura.

7. CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES

Las clases teóricas se dictarán los martes y jueves de 14:30 a 16:30 hs y las clases prácticas los martes y jueves de 17:00 a 20:00 hs. Clases de consulta: viernes de 10 a 12 hs en el Instituto de Botánica del Nordeste.

17

7.1. Cronograma de clases teóricas

Semana Clase 1 Clase 2

1 Clase Inaugural. Introducción a la

Genética

Genes y Genomas

2 Sistemas genéticos bacterianos y

virales

Regulación de la acción génica

3 Fundamentos de las técnicas de

genética molecular

Mitosis

4 Meiosis Principios básicos de la herencia

mendeliana

5 Principios básicos de la herencia mendeliana Extensiones del mendelismo

6 Extensiones del mendelismo Genética del sexo y herencia en relación

con el sexo

7 Ligamiento, recombinación y

mapeo de genes Mutaciones cromosómicas numéricas

8 Mutaciones cromosómicas estructurales

Mutaciones génicas

9 Tecnología del ADN recombinante

10 Genética del desarrollo Genética cuantitativa

11 Genética poblacional y ecológica Genética de la especiación

12 Genética evolutiva Genética humana y médica

13 Genética y mejoramiento Genética de la conservación

14 Tercer Examen Parcial

15 Exámen Recuperatorio Tercer Parcial

16 Exámenes Recuperatorios

Extraordinarios

18

7.2 Cronograma de clases prácticas

Semana Clase 1 Clase 2

1 Búsqueda bibliográfica y análisis de revistas y artículos científicos de genética

2 Sistemas genéticos bacterianos y

virales

Estructura del gen y regulación de la acción génica

3 Análisis genético molecular Análisis de cromosomas en mitosis

4 Cariotipo Análisis de cromosomas en meiosis

5 Mendelismo. Mononíbridos y dihíbridos. Mendelismo. Polihíbridos y

probabilidades

6 Extensiones del mendelismo: interacción génica

Extensiones del mendelismo: Alelos

múltiples, genes letales y herencia

citoplasmática

7 Primer Examen Parcial Determinación cromosómica del sexo y herencia ligada al sexo

8 Recuperatorio Primer Exam. Parc. Ligamiento, recombinación y mapeo de

genes

9 Mutaciones cromosómicas numéricas

Mutaciones cromosómicas estructurales

10 Mutaciones génicas Segundo Examen Parcial

11 Herencia cuantitativa Recuperatorio Segundo Exam. Parc.

12 Genética de poblaciones Genética evolutiva

13 Genética humana y médica Seminarios integradores

14 Tercer Examen Parcial

15 Examen Recuperatorio Tercer Parcial

16 Exámenes Recuperatorios

Extraordinarios

19

20

MANEJO y MANTENIMIENTO DEL MICROSCOPIO

1. Conectar la luz.

2. Colocar el preparado sobre la platina y centrar, mirando exteriormente, la zona teñida sobre el eje del objetivo.

3. Abrir el diafragma del condensador y colocar éste en su posición más alta.

4. Colocar el objetivo de menor aumento (10) lo más cerca posible del preparado, sin que llegue a tocarlo. Hacer esta operación empleando el tornillo macrométrico, observando lateralmente el microscopio.

5. Observar a través del ocular y mover el tornillo macrométrico, hasta que aparezca la imagen nítida.

6. Una vez enfocado el preparado, no volver a tocar el tornillo macrométrico. Los enfoques con los otros objetivos se realizarán únicamente con el tornillo micrométrico.

7. Para observar el preparado, mover ordenadamente la platina con los tornillos del vernier, de izquierda a derecha y de arriba abajo, procurando no pasar dos veces por el mismo punto del preparado. Tomar las coordenadas de aquellas células que resulte interesante observar con objetivos de mayor aumento. Para ello:

Situar en el centro del campo visual la célula cuyas coordenadas queremos anotar.

En el eje de abscisas (horizontal) existe una escala pequeña fija, dividida del 0 al 10 (nonius); sobre ella se desliza una escala grande, cuya numeración depende del modelo de microscopio. La parte entera de la medida, está indicada por la división de la escala grande que queda situada inmediatamente antes del 0 del nonius. Si dicho 0 llegara a coincidir exactamente con una división de la escala grande, no habría en este caso parte decimal. Esta última estará dada por la división de la escala pequeña que coincida exactamente con una división de la escala grande.

En el eje de las ordenadas (vertical) existen también dos escalas. La escala grande se desliza sobre una escala pequeña fija, que va del 0 al 10. La lectura de las coordenadas se realiza de igual manera que en el eje de abscisas.

9. Finalizada la revisión del preparado, observar con mayor aumento las células cuyas

coordenadas se anotaron. Tanto con el objetivo de 40 como con el de inmersión

(100), tener la precaución de no tocar nunca el preparado. Para observar con el

objetivo de 100, colocar una gota de aceite de inmersión sobre el preparado.

10. En cada paso a objetivos de mayor aumento, rectificar el enfoque, si ello fuera necesario, utilizando exclusivamente el tornillo micrométrico.

11. Mover siempre suave y lentamente cualquier elemento del microscopio.

12. Una vez finalizada la observación:

21

Poner el objetivo de 10.

Quitar el preparado.

Limpiar el objetivo de inmersión.

Desconectar el microscopio.

Poner la funda al microscopio.

Recomendaciones - Apagar el microscopio si no se está utilizando, aunque tampoco encenderlo y apagarlo a intervalos cortos de tiempo. - No deslizar el microscopio sobre la mesa para evitar vibraciones.

22

TRABAJO PRÁCTICO N° 1

BÚSQUEDA BIBLIOGRÁFICA Y ANÁLISIS DE REVISTAS Y ARTÍCULOS CIENTÍFICOS DE GENÉTICA

La Genética es un campo que avanza con mucha rapidez y, en consecuencia, los

contenidos de los libros no pueden mantenerse actualizados por mucho tiempo. Por este motivo, resulta imprescindible recurrir a la lectura de artículos publicados en diferentes revistas científicas. En la actualidad es posible acceder a numerosos artículos de Genética a través de Internet.

En la Argentina, la Biblioteca Electrónica de Ciencia y Tecnología (http://www.biblioteca.mincyt.gob.ar/) funciona en el marco de la Subsecretaría de Coordinación Institucional, dependiente de la Secretaría de Articulación Científico

Tecnológica del Ministerio de Ciencia, Tecnología e Innovación Productiva (MINCyT). Su principal objetivo es brindar acceso, a través de Internet, a artículos completos de publicaciones periódicas científicas y tecnológicas, bases de datos referenciales, resúmenes y demás información bibliográfica nacional e internacional de interés para los integrantes del Sistema de Ciencia y Tecnología. La Biblioteca Electrónica de Ciencia y Tecnología brinda a los investigadores argentinos acceso, desde las instituciones habilitadas, a través de internet al texto completo de más de 17.000 títulos de revistas científico-técnicas, 9.000 libros, 5.000 estándares y a bases de datos referenciales de gran valor para la comunidad científica.

A través de la Biblioteca Electrónica también es posible acceder a diferentes portales nacionales e internacionales que brindan acceso a revistas científico-técnicas, tesis, informes de investigación, presentaciones a congresos y demás documentación científica de acceso abierto que pueden consultarse desde cualquier sitio con conexión a Internet. Los objetos digitales disponibles, pueden ser accedidos en forma gratuita, leídos, descargados, copiados, distribuidos, impresos, buscados o enlazados y

utilizados con propósitos legítimos ligados a la investigación científica, a la educación o a la gestión de políticas públicas, sin otras barreras económicas, legales o técnicas que las que suponga Internet en sí misma. La única condición, para la reproducción y distribución de las obras, es la obligación de otorgar a los autores el control sobre la integridad de su trabajo y el derecho a ser adecuadamente reconocidos y citados

A continuación se citan algunos Repositorios argentinos adheridos al Sistema Nacional de Repositorios Digitales a los cuales puede accederse a través de la Biblioteca Electrónica (http://www.biblioteca.mincyt.gob.ar/sitio/page?view=repositorios-nacionales):

�

23

Bdu2 (http://bdu.siu.edu.ar/cgi-bin/query.pl): Es un cosechador de repositorios institucionales desarrollado por el Consorcio de Universidades SIU a través del cual se pueden recuperar objetos digitales de diferentes repositorios argentinos.

�

Biblioteca Digital de la FCEN (http://digital.bl.fcen.uba.ar/gsdl-282/cgi-bin/library.cgi): repositorio institucional de la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales de la Universidad de Buenos Aires, que tiene como finalidad almacenar, preservar y difundir la producción científica, académica e institucional de la Facultad.

�

Biblioteca Digital de la Universidad del Aconcagua (http://bibliotecadigital.uda.edu.ar/):: contiene los trabajos digitalizados a texto completo de seminarios, tesinas de grado, tesis de posgrado y con texto restringido,

los libros publicados por la Editorial de la Universidad del Aconcagua; destinado a toda la comunidad educativa-científica, siendo su acceso abierto y gratuito.

�

Biblioteca Digital de la Universidad Católica Argentina

(http://bibliotecadigital.uca.edu.ar/greenstone/cgi-bin/library.cgi): repositorio institucional que alberga tesis y trabajos finales seleccionados por cada Facultad, revistas y documentos de investigación, ponencias presentadas en jornadas, libros, etc.

�

Biblioteca Digital de la Universidad Nacional de Cuyo (http://bdigital.uncu.edu.ar/): espacio virtual a través del cual se accede a la producción científica, académica, artística y cultural de la UNCuyo en formato digital.

�

Biblioteca Virtual de la Universidad Nacional del Litoral(http://www.unl.edu.ar/bibliotecavirtual): repositorio institucional de la

24

producción científico-académica de la Universidad, en formato digital. Se divide en 2 Bibliotecas que contienen colecciones específicas: la Biblioteca de Tesis y la de Publicaciones Periódicas.

�

Cor-Ciencia (http://www.corciencia.org.ar/): plataforma digital de acceso libre y abierto a la producción científica de la provincia de Córdoba, elaborada por el Acuerdo de Bibliotecas Universitarias de Córdoba (ABUC) y financiada por el Ministerio de Ciencia y Tecnología de la misma provincia.

�

FAUBA DIGITAL(http://ri.agro.uba.ar/): repositorio institucional científico y académico de la Facultad de Agronomía de la Universidad de Buenos Aires. Tiene por

objetivo garantizar la preservación de la producción intelectual de alumnos y docentes de la Facultad y difundir internacionalmente sus publicaciones.

�

Memoria Académica (http://www.memoria.fahce.unlp.edu.ar/): repositorio institucional de la FaHCE-UNLP y tiene por objeto la reunión, el registro, la difusión y la preservación de la producción académico-científica, editada e inédita, de los miembros de la comunidad académica de la FaHCE-UNLP.

�

Naturalis (http://naturalis.fcnym.unlp.edu.ar/): repositorio institucional de la Biblioteca Florentino Ameghino, que toma como base el sistema de información de la producción científica y técnica de la Facultad de Ciencias Naturales y Museo (FCNyM) de la Universidad Nacional de La Plata en conjunto con la Secretaría de Investigación y Transferencia.

25

�

Ocean Docs (http://iodeweb1.vliz.be/odin/handle/1834/1355): Repositorio que brinda acceso a la producción científica de los investigadores del Instituto Nacional de Investigación y Desarrollo Pesquero, que incluye artículos en las series publicadas por el Instituto y en otras revistas internacionales.

�

REDI (http://redi.ufasta.edu.ar/): Base de datos que cuenta con trabajos académicos a texto completo producidos por la Universidad FASTA. La colección del repositorio está integrada por tesis de graduación, proyectos de investigación, artículos científicos, libros, y materiales educativos entre otros documentos.

�

RepHipUNR (http://rephip.unr.edu.ar/): Repositorio académico abierto creado para archivar, preservar y distribuir digitalmente, en variados formatos, tanto materiales de

enseñanza y aprendizaje, como la producción científica de I+D de los profesores, profesionales e investigadores de la Universidad Nacional de Rosario. El contenido de RepHipUNR se organiza en "Comunidades" que corresponden a Facultades, departamentos, Centros de Investigación y otras organizaciones dedicadas a la educación y/o investigación bajo convenio con la UNR.

�

RICABIB (http://ricabib.cab.cnea.gov.ar/): Repositorio Digital Institucional del Centro Atómico e Instituto Balseiro. Colección digital, de acceso abierto, de los resultados de la investigación en ciencia, tecnología y temas relacionados con el uso de la energía nuclear para fines pacíficos.

26

�

SciELO (Scientific Electronic Library Online) (http://www.scielo.org.ar/): Biblioteca electrónica que conforma una red iberoamericana de colecciones de revistas

científicas en texto completo y con acceso abierto, libre y gratuito. En Argentina este proyecto cooperativo regional forma parte de las políticas científicas del CONICET y se gestiona a través del Centro Argentino de Información Científica y Tecnológica (CAICyT). Las revistas que integran la colección SciELO-Argentina tienen cobertura en todas las áreas del conocimiento y cuentan con la confiabilidad que les otorga el ser parte del Núcleo Básico de Publicaciones Científicas Argentinas y con el rigor científico de sus artículos evaluados por pares; quienes son miembros del Comité Científico Asesor designado por el CONICET.

�

Servicio de Difusión de la Creación Intelectual (http://sedici.unlp.edu.ar/): Se brinda en el marco del Proyecto de Enlace de Bibliotecas (PrEBi) de la Universidad Nacional de La Plata. Sus objetivos incluyen la difusión electrónica de tesis, tesinas, disertaciones y

también de otros tipos de creaciones intelectuales, pretendiendo abarcar la ciencia, la tecnología y el arte.

Los siguientes son algunos de los Repositorios internacionales de acceso abierto, a los cuales también puede accederse a través de la Biblioteca Electrónica del MINCyT (http://www.biblioteca.mincyt.gob.ar/sitio/page?view=repositorios-internacionales):

�

LA REFERENCIA (http://www.lareferencia.info/vufind): Red Federada

Latinoamericana de Repositorios Institucionales de Publicaciones Científicas. Dessde aquí se puede acceder a las publicaciones científico-técnicas depositadas en los repositorios integrantes de LA Referencia.

�

Aquatic Commons (http://aquaticcommons.org/): Repositorio digital que cubre

temas sobre ambientes marinos naturales, estuarios de agua salobre y de agua fresca. Incluye todos los aspectos de la ciencia, tecnología, administración y conservación de

27

estos ambientes, sus organismos y recursos, y los aspectos económicos, sociológicos y legales.

�

arXyv.org (http://arxiv.org/): Archivo internacional que contiene más de 578 mil documentos científicos en áreas de física, matemática, ciencias de la computación, biología cuantitativa, finanza cuantitativa y estadísticas.

�

Australian research online (http://research.nla.gov.au/): servicio de la Biblioteca Nacional de Australia que brinda acceso a más de 350 mil documentos científicos que, a través de sus repositorios institucionales, hacen disponibles universidades, organismos de gobiernos e institutos de investigación australianos.

�

BASE- Bielefeld Academic Search Engine (http://www.base-search.net/Search/Advanced): permite el acceso a artículos, revistas, libros, documentos, crónicas, conferencias, tesis doctorales, críticas literarias, archivos de audio, videos, imágenes, mapas, software, partituras y datos primarios disponibles en acceso abierto en repositorios de todo el mundo.

�

BioMed Central (http://www.biomedcentral.com/): Cuenta con 204 títulos de revistas. Incluye títulos generales y especializados de ciencias biomédicas.

�

28

Cogprints (http://cogprints.org/): Archivo electrónico de documentos para el estudio de la cognición en cualquier área de psicología, neurología y lingüística, muchas áreas de ciencias de la computación, lógica, biología, medicina y antropología, así como otras áreas disciplinares pertinentes. Brinda acceso a más de 3400 documentos científicos.

�

Copernicus Publications (http://publications.copernicus.org/open_access_journals/open_access_journals_a_z.html): Editorial que ofrece acceso abierto a 24 revistas científicas en temáticas relativas a geociencias.

�

DASH (http://dash.harvard.edu/): Repositorio centralizado que ofrece acceso abierto a la producción científica generada por los investigadores de la universidad de Harvard.

�

DiVA (http://www.diva-portal.org/smash/search.jsf?rvn=1): buscador de publicaciones científicas y tesis de 27 universidades de Suecia, Noruega y Dinamarca que brinda acceso a más de 217 mil documentos científicos (15.700 a texto completo) y 45 mil tesis (33.800 a texto completo).

�

DOAJ (http://www.doaj.org/): Directorio de publicaciones periódicas que cubre revistas científicas y académicas de acceso abierto de todas las áreas del

conocimiento. Actualmente, contiene información bibliográfica de 4.390 revistas y permite la búsqueda a nivel artículo en 1.684 de ellas.

�

29

Driver - Digital Repository Infrastructure Vision for European Research (http://search2.driver.research-infrastructures.eu/): Brinda acceso a aproximadamente 1 millón de documentos científicos (artículos de revista, tesis y disertaciones, libros, reportes, etc.) de más de 250 repositorios institucionales o temáticos de 29 países de Europa.

�

Hindawi (http://www.hindawi.com/): Editor de publicaciones académicas con más de 150 revistas de acceso abierto en áreas de ciencias, tecnología y medicina.

�

DDLTD - Networked Digital Library of Theses and Dissertations (http://www.ndltd.org/serviceproviders/scirus-etd-search/): A través de este portal es posible acceder a tesis y disertaciones de más de 100 instituciones y consorcios miembros.

�

OAIster (http://oaister.worldcat.org/): Catálogo de millones de registros representando recursos digitales en archivo abierto, que usa el Protocolo OAI-PMH para recuperar los registros disponibles en colecciones en acceso abierto alrededor del mundo. Actualmente cuenta con más de 23 millones de registros de más de 1100 instituciones contribuyentes.

�

Open DOAR (http://www.opendoar.org/) : Directorio de más de 1.500 repositorios académicos de acceso abierto. Cada repositorio es visitado y revisado por este servicio para verificar la información. Permite realizar búsquedas de los contenidos de los repositorios.

30

�

Open J-Gate (http://www.openj-gate.com/): Portal que brinda acceso a más de 6.000 revistas académicas (muchas de acceso abierto y otras de acceso gratuito).

�

Oxford Journals

(http://www.oxfordjournals.org/oxfordopen/open_access_titles.html): Brinda acceso a 93 revistas multidisciplinarias editadas por la prestigiosa editorial Oxford University Press.

�

PLoS - Public Library of Science (http://www.plos.org/journals/index.php): Biblioteca Pública de Ciencia que brinda acceso a 7 revistas científicas especializadas en Biología y Medicina: PLoS Biology, PLoS Medicine, PLoS ONE, PLoS Computational Biology, PLoS Genetics, PLoS Pathogens, PLoS Neglected Tropical Diseases.

�

PubMed Central (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/): Archivo digital libre de más de 780 revistas de biomedicina y ciencias de la salud existentes en los Institutos Nacionales de Salud de los Estados Unidos, desarrollado y administrado por NIH's

National Center for Biotechnology Information (NCBI) de la National Library of Medicine (NLM).

�

RECOLECTA (http://www.recolecta.net/buscador/index2.jsp): Desarrollado por La Fundación Española para la Ciencia y la Tecnología (FECYT) y la Red de Bibliotecas

31

Universitarias REBIUN de la CRUE, permite recuperar información disponible en repositorios y demás recursos de acceso abierto españoles.

�

Redalyc (http://redalyc.uaemex.mx/): Hemeroteca científica en línea de libre acceso que contiene 550 revistas de diversas disciplinas científicas. La Red de Revistas Científicas de América Latina y el Caribe, España y Portugal es un proyecto impulsado por la Universidad Autónoma del Estado de México (UAEM), con el objetivo de contribuir a la difusión de la actividad científica editorial que se produce en y sobre Iberoamérica.

�

Royal Society Publishing (http://royalsocietypublishing.org/): brinda acceso a los

artículos con más de 70 años de antigüedad publicados en las revistas de la Royal Society Publishing, incluyendo el primer número de Philosophical Transactions publicada en 1965, considerada una de las primeras publicaciones periódicas del mundo junto al Journal des Savants y, una de las primeras que contó con sistema de arbitraje.

�

Scientific Electronic Library Online (http://www.scielo.org/php/index.php?lang=es): Biblioteca electrónica que conforma una red iberoamericana de colecciones de revistas científicas en texto completo y con acceso abierto, libre y gratuito. Es una iniciativa de BIREME, que desde sus inicios en 1997 cuenta con el financiamiento de la Fundación de Apoyo a la Investigación del Estado de São Paulo (FAPESP).

�

ScientificCommons.org (http://en.scientificcommons.org/): Brinda acceso a 34.949.485 publicaciones de acceso abierto alojadas en 1.202 repositorios alrededor

del mundo. Es un proyecto de la University of St. Gallen (Suiza) desarrollado por el Institute for Media and Communications Management.

32

�

HighWire (http://highwire.stanford.edu/): Ofrece acceso gratuito a casi 2 millones de artículos científicos a texto completo.

�

ProQuest's UMI Dissertation Publishing (http://pqdtopen.proquest.com/): Ofrece acceso al texto completo de tesis y disertaciones en formato pdf cuando los autores optan por este sistema de publicación.

Objetivos: Obtener, seleccionar y registrar información sobre Genética.

Materiales:

Guía de trabajos prácticos Conexión a internet.

Actividades: 1) Ingrese a la Biblioteca Electrónica de la Secretaría General de Ciencia y Tecnología (http://www.biblioteca.mincyt.gob.ar/) y cite al menos diez revistas de Genética disponibles en dicha biblioteca. 2) Ingrese a la página de tres revistas científicas y analice sus (aims and scopes). 3) En la Biblioteca Electrónica de la SGCyT y en Google Schoolar, realice una búsqueda bibliográfica por las palabras clave (key words) y por los autores que le serán indicados. Cite al menos tres trabajos por palabra clave y tres trabajos por autor. Autor. Año. Título del trabajo. Revista. Vol. N° y páginas. 4) Identifique en un artículo el autor para correspondencias y redacte un modelo de correo electrónico solicitando el artículo de interés. 5) Analice el artículo que le será entregado y describa si se trata de un artículo original, una revisión, una nota breve o una nota técnica. 6) Los resultados de la búsqueda deberán ser entregados al finalizar el trabajo práctico.

33

TRABAJO PRÁCTICO N°2

SISTEMAS GENÉTICOS BACTERIANOS Y VIRALES

Desde la década de 1940, los sistemas genéticos de las bacterias y de los virus han contribuido al descubrimiento de muchos conceptos importantes en Genética. En un principio, el estudio de la genética molecular se centró casi por completo en sus genes; en la actualidad, las bacterias y los virus son aún herramientas esenciales por comprobar la naturaleza de los genes en los microorganismos más complejos, en parte porque ellos poseen varias características que los hacen adecuados para los estudios genéticos: 1. La reproducción es rápida. 2. Se producen muchas progenies. 3. El genoma haploide permite que todas las mutaciones se expresen de modo directo. 4. La reproducción asexual simplifica el aislamiento de cepas genéticamente puras. 5. El cultivo en el laboratorio es fácil y requiere poco espacio. 6. Los genomas son pequeños. 7. Existen técnicas para aislar y manipular sus genes. 8. Tienen importancia médica. 9. Pueden ser modificados mediante ingeniería genética para producir sustancias de valor comercial.

Los genomas bacterianos están constituídos, generalmente, por un único cromosoma circular de ADN bicatenario. En las células bacterianas también se pueden encontrar fragmentos pequeños de ADN bicatenario, denominados plásmidos, los que pueden replicarse en forma independiente del cromosoma más grande. Sin embargo, las bacterias han desarrollado tres mecanismos para intercambiar material genético entre células, cada uno de los cuales supone algún tipo de transferencia y recombinación de ADN entre el ADN transferido y el cromosoma bacteriano.

La conjugación (Fig. 1) tiene lugar cuando el material genético pasa en forma directa de una bacteria a otra. En la conjugación, dos bacterias se encuentran próximas y se forma una conexión entre ellas. Un plásmido o una parte del cromosoma bacteriano pasa de una célula (donante) a otra célula (receptora). Después de la conjugación, se produce el entrecruzamiento entre las secuencias homólogas del ADN transferido y el cromosoma de la célula receptora. En la conjugación, el ADN solamente se transfiere de la célula donante a la receptora, sin intercambio recíproco de material genético.

La transformación (Fig. 2) tiene lugar cuando una bacteria capta el ADN del medio en el cual se desarrolla. Después de la transformación, puede ocurrir la recombinación entre los genes introducidos y los del cromosoma bacteriano.

La transducción (Fig. 3) tiene lugar cuando los virus bacterianos (bacteriófagos) transportan el ADN de una bacteria a la otra. Una vez en el interior de la bacteria, el ADN recién introducido puede sufrir una recombinación con el cromosoma bacteriano.

34

Figura 1. Conjugación entre bacterias F+ y F- (Extraído de Klug, 2006)

35

Figura 2. Transformación (Extraído de Klug, 2006)

36

Figura 3. (Extraído de Klug, 2006). .

Los virus son estructuras que se replican y que poseen genomas de ADN o ARN

que pueden ser bicatenarios o monocatenarios, lineales o circulares. En los bacteriófagos se han estudiado varios fenotipos mutantes los que han servido de base para investigar el intercambio genético y los mapas entre estos virus. Objetivos: - Comprender los diferentes mecanismos de intercambio de material genético de las

bacterias y virus. Materiales:

Guía de trabajos prácticos.

37

Lápiz negro, lapiceras, goma de borrar, etc. Calculadora científica.

Actividades 1) Resolver los problemas teóricos. Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo de los mismos, deberán ser entregados al finalizar el trabajo práctico.

Cuestionario 1) ¿En qué se diferencia un ciclo lítico de un ciclo lisogénico? 2) Describir el ciclo reproductivo de un retrovirus. Bibliografía Klug, W.S., Cummings M.R., Spencer C.A. 2006. Conceptos de Genética. 8ª edición. Ed.

Pearson Educación S.A. Madrid. Joklik, W.K., Willet, H.P, Amos D.B. 1986. Zinsser Microbiología. 18° edición. Ed. Médica

Panamericana S.A. Buenos Aires. Pierce, B.A. 2010. Genética: Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. Médica

Panamericana S.A. Madrid.

38

Trabajo Práctico N° 3

ESTRUCTURA DEL GEN Y REGULACIÓN DE LA ACCIÓN GÉNICA

En los organismos multicelulares, cada tipo de célula tiene una forma

característica, realiza actividades muy específicas y produce un grupo distinto de proteínas. Sin embargo, con pocas excepciones, todas las células de un organismo contienen la misma información genética. Las células difieren porque la expresión génica está controlada, y sólo ciertos subgrupos de la información genética total se expresan en alguna célula dada. Por ejemplo, las células hepáticas no expresan los genes para el color de los ojos y las células cerebrales no expresan proteínas que intervienen en la digestión. En cualquier célula, sólo del 5 al 10% de los genes están activos.

La expresión de un gen implica tres etapas básicas: la transcripción del gen para formar el ARNm, la traducción del ARNm y la activación de la proteína para que pueda realizar una función específica en la célula. Los procesos por los cuales los genes se expresan o no constituyen los mecanismos de regulación de la expresión génica. Los mecanismos de control utilizan varias señales (hormonas, nutrientes y otros químicos), algunas se originan dentro de la célula y otras proceden de otras células o del medio ambiente. Estas señales interactúan con el ADN, el ARN o las proteínas. Varios tipos de secuencias de ADN están involucrados en la regulación de la expresión génica. En los procariotas, la regulación génica es principalmente en respuesta a los estímulos del medio ambiente; mientras que en los eucariotas la regulación génica contribuye a mantener la homeostasis celular.

En bacterias, con frecuencia, los genes funcionalmente relacionados se agrupan en una unidad transcripcional denominada operón. Un operón clásico incluye varios genes estructurales, un promotor para estos genes y un sitio operador al cual se une el producto del gen regulador. La regulación de la expresión génica con frecuencia consiste en controlar la transcripción de genes cuyos productos están implicados en el uso de los recursos. Los promotores son regiones de ADN que permiten que proteínas como la ARN polimerasa se unan y activen genes. El gen regulador ayuda a regular la transcripción de los genes estructurales del operón. Además las proteínas regulatorias pueden unirse a otras secuencias llamadas estimuladores o enhacers, e incrementar la producción de la proteína. Un operón inducible normalmente está inactivo; mientras que un operón reprimible se encuentra normalmente activo. Ambos tipos de operón están bajo control negativo aunque algunos tipos de operones inducibles también pueden estar bajo control positivo. Los genes constitutivos se mantienen activos en todo momento. Las bacterias también presentan algunos controles postranscripcionales como la inhibición por retroalimentación.

La regulación de la expresión génica en las células eucariotas se caracteriza por una mayor diversidad de mecanismos que actúan en los diferentes puntos a lo largo de una vía molecular (transcripción, postranscripción, traducción y postraducción), lo cual es coherente con la mayor complejidad de las células eucariotas y la necesidad de controlar el desarrollo de los organismos multicelulares. Dichos mecanismos comprenden los cambios en la estructura de la cromatina (modificación de las histonas, remodelación de la cromatina y metilación del ADN), el corte y empalme

39

alternativos del pre-ARNm, la interferencia del ARN, el silenciamiento génico del ARN y el silenciamiento génico postranscripcional.

Figura 4. Organización del operón lac y otros genes involucrados en el metabolismo de

la lactosa (Extraído de Lewin 2001).

Figura 5. Regulación del gen eucariota

40

Objetivos - Comprender los principales mecanismos de regulación de la expresión génica en procariotas y eucariotas. Materiales

Guía de trabajos prácticos. Lápiz negro, lapiceras, goma de borrar, etc.

Actividades 1) Analice el artículo “Los Genes”. 2) Observe el video: Cell Signals (DNA Dollan learning Center). 3) Conteste el cuestionario. Cuestionario a) Defina operón y explique cuáles son las funciones de las regiones del operador y el promotor. b) Distinguir entre genes constitutivos, inducibles y reprimibles. c) Diferencie el control positivo y el negativo. d) Describa los tipos de control postranscripcional en las bacterias. e) Analice la estructura de un gen eucariota típico y los elementos del ADN implicados en la regulación de ese gen. f) Explique cómo un cambio en la estructura cromosómica puede afectar la actividad de un gen. g) Explique cómo un gen de un organismo multicelular puede elaborar diferentes productos en distintos tipos de células. h) Describa algunos de los tipos de controles de regulación en eucariotas que funcionan luego de la formación del ARNm maduro. Bibliografía Klug W.S., Cummings M.R., Spencer C.A. 2006. Conceptos de Genética. 8ª edición. Ed. Pearson Educación S.A. Madrid. Levine L (1979) Biología del gen. Ed. Omega. Madrid, España.

Lewin B (2001) Genes VII. Ed. Marban. Madrid, España.

41

Pierce BA (2011) Fundamentos de Genética. Conceptos y relaciones. Ed. Médica Panamericana. Madrid, España.

Pierce, B.A. 2010. Genética: Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. médica Panamericana S.A. Madrid.

42

Trabajo Práctico N° 4

ANALISIS GENÉTICO MOLECULAR

Desde que en 1912 Feulgen inventó la técnica para detectar ADN hasta la fecha se

han desarrollado numerosas técnicas (marcadores moleculares) que permiten caracterizar los ácidos nucleicos y que pueden aplicarse tanto para el mejoramiento, en genética de poblaciones, para estudios de diversidad como así también para investigar las relaciones filogenéticas entre especies, entre otras tantas aplicaciones.

Un marcador molecular es un segmento de ADN con una ubicación específica en un cromosoma cuya herencia puede seguirse en individuos de una población. La secuencia puede pertenecer a regiones de ADN genómico codificantes (genes en copia simple, familias multigénicas y genes codificantes de ARN) y no codificantes (con función estructural y en la regulación génica y repeticiones en tándem [minisatélites y microsatélites]), así como a ADN plastidial (mitocondrial o cloroplático).

Con el advenimiento de las técnicas modernas de biología molecular, surgieron diversos métodos de detección de polimorfismo genético directamente a nivel de ADN. En la actualidad, se puede obtener un número prácticamente ilimitado de marcadores en cualquier organismo vivo que permiten analizar la totalidad de la información genética (genoma) de un organismo.

Existen diferentes tipos de marcadores moleculares los que difieren entre sí en la metodología que se emplea para su detección (tratamientos con enzimas de restricción, reacción en cadena de la polimerasa o secuenciación). El primer paso en todas estas técnicas es la extracción del ADN genómico del organismo bajo estudio. 1) Tratamiento con enzimas de restricción RFLP (Restriction Fragment Length Polymorphism) o polimorfismo en la longitud de fragmentos de restricción. Se basa en la comparación de perfiles de bandas generados a partir del ADN de distintos individuos por digestión con enzimas de restricción. Los fragmentos obtenidos se separan por su tamaño mediante electroforesis y se transfieren a una membrana donde son desnaturalizados y luego hibridados con una sonda.

Figura 6. Etapas de la técnica de RFLP

43

VNTR (Variable Number of Tandem Repeats): o repeticiones en tandem de número variable. Los VNTR, también conocidos como minisatélites, son repeticiones de secuencias de 9 a 100 pares de bases. El número de repeticiones es variable pero en general es menor a 1000. El ADN es digerido con enzimas de restricción que clivan por fuera de los arreglos de repeticiones en tándem. También pueden ser analizados por PCR. 2) Marcadores basados en la amplificación del ADN por PCR. La reacción en cadena de la polimerasa (PCR) es un método que permite sintetizar grandes cantidades de un segmento específico de ADN a partir de cantidades inferiores a 1 µg del ADN de muestra. Multiplica («amplifica») exponencialmente una secuencia específica de ADN bicatenario. Comprende varios ciclos divididos en tres etapas (desnaturalización, hibridación y extensión del cebador). Entre los marcadores moleculares basados en PCR se encuentran:

Figura 7. Etapas de la técnica de PCR (arriba) y termociclador (abajo).

44

RAPDs (Random Amplified Polymorphic DNAs): o ADN polimórfico amplificado aleatoriamente. Esta técnica es una variante de PCR que utiliza un solo oligonucleótido de 10 bp que hibrida al azar con el ADN en estudio. Para que se genere un fragmento RAPD es necesario que el oligonucleótido iniciador hibride en las dos cadenas del ADN en orientaciones opuestas suficientemente cercanas (menos de 3000 bp) como para permitir la amplificación. La secuencia del oligonucleótido es aleatoria al igual que los sitios de hibridación en el ADN, por lo tanto la secuencia amplificada es desconocida. AFLPs (Amplified Fragment Length Polymorphism): o polimorfismos en la longitud de fragmentos amplificados. Los marcadores AFLP constituyen una herramienta poderosa de análisis del genoma dado que poseen un alto poder de detección de la variabilidad genética. El ensayo de AFLP combina la especificidad, resolución y poder de muestreo de la digestión con enzimas de restricción con la velocidad y practicidad de la detección de polimorfismos mediante PCR, sin necesidad de disponer de información previa del genoma a estudiar. Consiste esencialmente en cuatro etapas: i) el ADN genómico es cortado con dos enzimas de restricción, una de corte raro (ej. EcoRI) que reconoce de 6 a 8 pares de bases y otra de corte frecuente (ej. MseI) que reconoce 4 pares de bases; ii) los fragmentos de ADN doble cadena de 20 a 30 pares de bases (adaptadores) se ligan en forma específica a los extremos de los fragmentos obtenidos en el paso anterior, generando el molde para la amplificación posterior del ADN; iii) se amplifican selectivamente fragmentos por PCR en dos etapas: una primera amplificación selectiva empleando un nucleótido arbitrario (preamplificación) y luego, este producto de amplificación obtenido es empleado como molde en una nueva amplificación empleando iniciadores de aproximadamente 20 nucleótidos que contienen una secuencia específica complementaria a la secuencia de los adaptadores y además 2 nucleótido selectivos adicionales a los del paso anterior (amplificación final); iv) los fragmentos amplificados se analizan mediante electroforesis en geles de poliacrilamida desnaturalizantes. Si uno de los iniciadores empleados está marcado radiactivamente, se visualizará mediante autorradiografía, si uno de los iniciadores está marcado con un compuesto fluorescente, puede ser resuelto empleando un secuenciador automático. Alternativamente, se puede visualizar mediante tinción con nitrato de plata (Figura 8).

Figura 8. Patrón de bandas de AFLP.

45

Microsatélites (Simple Sequence Length Polymorphism -SSLP, Simple Sequence Repeat Polymorphism - SSRP), Simple Sequence Repeats - SSR) o Sequence-Tagged Microsatellite Sites - STMS). Son regiones hipervariables del genoma que contienen arreglos de secuencias simples en tandem de mono, di, tri, tetra o pentanucleótidos que se repiten entre 10 y 100 veces. Se encuentran distribuidos por todo el genoma de la mayoría de las especies eucariotas. Se detectan mediante su amplificación por PCR usando iniciadores específicos de 20 a 30 pb de longitud que hibridan en la región que flanquea al tandem de repeticiones (microsatélite). Estos marcadores se resuelven por electroforesis en geles de poliacrilamida en condiciones desnaturalizantes, mediante tinción con plata o por autorradiografía (en el caso de usar un iniciador marcado radioactivamente). Si se dispone de un secuenciador automático, se pueden resolver por tamaño mediante el empleo de un iniciador marcado con un fluoróforo, posibilitando un análisis automatizado. La base genética del polimorfismo detectado en microsatélites se basa en la variabilidad del número de repeticiones en tandem y, consecuentemente, en el tamaño del microsatélite amplificado en individuos de una especie. Estas diferencias son originadas durante la replicación del ADN debido a fallas en la acción de la ADN polimerasa durante el copiado de una región repetida donde incorpora o elimina repeticiones. Otro mecanismo responsable de la variación es el entrecruzamiento desigual entre cromosomas homólogos. En este caso se generan alelos con diferencias mayores en el número de repeticiones. El desarrollo de marcadores microsatélites requiere del conocimiento de las secuencias flanqueantes adecuadas para el diseño de los iniciadores específicos. 3) Secuenciación del ADN. El término secuencia designa la composición de nucleótidos de un segmento de ADN o la de aminoácidos de una proteína. Ese trozo de ADN puede corresponder a un gen, un genoma, o a una parte de ellos. Secuenciar es determinar la estructura de una secuencia de ADN, es decir, el tipo y orden de sus nucleótidos.

El método Sanger (Figura 9) es, actualmente, el método de secuenciación más usado en los laboratorios. Este método se basa en la replicación. El fragmento que se va a secuenciar se usa como molde para la síntesis de una serie de nuevas moléculas de ADN. Durante el proceso, la replicación a veces (pero no siempre) se interrumpe cuando se encuentra una base específica, por lo que se generan cadenas de ADN de diferentes longitudes, cada una de las cuales termina en la misma base. En el método Sanger, las reacciones se realizan en presencia de un nucleótido especial, llamado didesoxirribonucleósido fosfato (ddNTP) o dideoxinucleótido. Éstas, son moléculas similares a los nucleótidos normales, pero carecen del grupo 3’-OH, lo que impide que otros nucleótidos se unan a él, deteniendo la replicación del ADN.

Las reacciones para secuenciar el ADN son similares a cualquier reacción de PCR (Polimerasa Chain Reaction). Las copias del ADN muestra se aíslan y se colocan en cuatro partes diferentes. La mezcla incluye una muestra de ADN, nucleótidos libres, una enzima (generalmente una variante de la Taq polimerasa) y un primer -o cebador- (una pieza pequeña –de 20 a 30 nucleótidos- de ADN de una sola hebra) que sea capaz de hibridar con una de las hebras de la muestra de ADN, y una péquela cantidad de unos de los cuatro tipos de dideoxinucleótido (cada uno de los cuatro tubos recibe un ddNTP diferente). Dentro de cada uno de los tubos, la ADN polimerasa sintetiza ADN. Si consideramos la reacción en uno de ellos; por ejemplo, al replicar hebras de ADN en presencia de dideoxi-T, la mayor parte de las veces cuando se necesite una 'T' para la

46

nueva hebra, la enzima encontrará una T correcta, y la replicación continuará añadiendo más nucleótidos. Sin embargo, un porcentaje de las veces (proporcional a la cantidad de dideoxi-T que se haya incluido) la enzima colocará un ddTTP y el crecimiento de la hebra se detendrá. En los tubos restantes tienen lugar reacciones similares, pero la síntesis se interrumpe en nucleótidos con una base diferente en cada uno de ellos. Una vez finalizada la reacción de polimerización, todo el ADN se desnaturaliza, y los productos de cada simple de cada reacción se separan por electroforesis en gel. Los contenidos de cada uno de los cuatro tubos se separan uno al lado del otro en un gel de poliacrilamida, de modo que pueden distinguirse las cadenas de ADN que difieren en un solo nucleótido. Luego de la electroforesis, sus ubicaciones, y por lo tanto sus tamaños, se revelan mediante una autorradiografía. La secuencia puede ser leída directamente de las bandas que aparecen en la autorradiografía del gel, comenzando por la parte inferior. Debe tenerse en cuenta que la secuencia obtenida es complemento de la cadena molde original.

Figura 9. Método Sanger (o dideoxi) de secuenciación del ADN.

Durante muchos años, la secuenciación de ADN se hizo a mano, y resultaba difícil y costosa. En la actualidad se realiza con máquinas automatizadas que utilizan marcas fluorescentes y escáneres con láser para secuenciar cientos de pares de bases

47

en unas pocas horas. En ellas también se utiliza la reacción dideoxi, pero los ddNTP usados se marcan con un pigmento fluorescente, y se utiliza un color diferente para cada tipo de dideoxinucleótido. En este caso, las cuatro reacciones de secuenciación pueden realizarse en el mismo tubo, y colocarse en la misma calle para la electroforesis. La información obtenida en la reacción de secuenciación se introduce en un ordenador para su interpretación, y los resultados se imprimen como una serie de picos en un gráfico denominado cromatograma (Figura 10).

Figura 10.Cromatograma que representa una secuencia de ADN. Los diferentes

nucleótidos en la secuencia se representan con picos de diferentes colores Bioinformática. Ya se han determinado vastas cantidades de secuencias de ADN; la velocidad de caracterización de nuevas secuencias está en continuo incremento. Catalogar, almacenar, buscar y analizar este enorme conjunto de datos son los principales desafíos de la Genética moderna. La Bioinformática es un nuevo campo que reúne a la Biología Molecular y la ciencia de la computación, y que se centra en el desarrollo de bases de datos, algoritmos de búsqueda en ordenadores, programas de predicción de genes y otras herramientas analíticas que se usan para entender los datos de secuencias del ADN, el ARN, y las proteínas. Las principales bases de datos son el GenBank de los Institutos Nacionales para la Salud (National Institutes of Health, NIH) en Bethesda, Maryland, y el EMBL Sequence Data Base, del Laboratorio de Biología Molecular Europeo, en Heidelberg. Estas bases de datos intercambian continuamente las secuencias recién informadas y las ponen a disposición de investigadores especializados en biología celular molecular de todo el mundo, a través de Internet. Las secuencias recién obtenidas se pueden comparar con otras determinadas con anterioridad, para buscar similitudes: las secuencias homólogas. Se traducen regiones codificadoras de proteínas a secuencias de aminoácidos, que también se comparan. Debido a la degeneración del código genético, las proteínas relacionadas a menudo exhiben mayor homología que los genes que las codifican. Las bases de datos de secuencias parciales de cDNA (base de datos EST) son de particular utilidad en el diseño de sondas para la búsqueda de las bibliotecas.

Bases de datos de bioinformática

Nombre Descripción URL Gen Bank Información sobre la secuencia de

ADN primaria mantenida por los Institutos Nacionales de Salud de los Estados Unidos

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Genbank/

EMBL-Bank Información sobre la secuencia de http://www.ebi.ac.uk/embl/

48

ADN primaria mantenida por investigadores europeos

dbEST Base de datos de EST de muchos organismos

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/dbEST/

MMDB Base de datos de modelos moleculares con estructuras tridimensionales macromoleculares de proteínas y nucleótidos

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Structure/MMDB/mmdb.shtml

FlyBase Información genética diversa sobre Drosophila melanogaster

http://flybase.bio.indiana.edu/

UniProt Datos de secuencias y otra información sobre proteínas de distintos organismos

http://www.ebi.ac.uk/uniprot/

Objetivos

Introducir al alumno en el conocimiento y manejo de las bases de datos de secuencias de ADN y proteínas.

Actividades 1) A partir de la lectura del capítulo “Marcadores moleculares”, complete el siguiente cuadro:

RFLP RAPD VNTR AFLP SSR

Polimorfismo

Reproducibilidad

Herencia

Costo

Aplicación

2) Realice la búsqueda de secuencias de ADN propuestas por el profesor. 3) Dada una secuencia de ADN anónima, determine el tipo de secuencia de que se trata mediante rastreo de una base de datos. 4) Dada una secuencia problema de aminoácidos, busque al menos tres proteínas diferentes que presenten similitud (homología) con ella. Bibliografía Lodish, H., Berk, A., Lawrence Zipurski, S., Matsudaira, P., Baltimore, D. y Darnell, J. E.

2005. Biología Celular y Molecular. 5º edición. Editorial médica Panamericana S.A., Buenos Aires.

Pierce, B.A. 2010. Genética: Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. médica Panamericana S.A. Madrid.

49

Rubinstein C, Echenique V, Hopp E, Mroginski L Levitus G. (2009). Biotecnología y Mejoramiento Vegetal II. http://intainforma.inta.gov.ar/?cat=346.

50

Trabajo Práctico N° 5

ANÁLISIS DE CROMOSOMAS EN MITOSIS

La mitosis es un proceso de división celular, Constituye un mecanismo estable que

tienen las células para distribuir de forma exacta la información genética entre las células hijas. La división celular consta de dos procesos fundamentales: la mitosis o división del núcleo y la citocinesis o división del citoplasma. Ambos procesos son independientes pero deben ocurrir sincronizadamente. El resultado son dos células hijas con igual dotación cromosómica entre sí e igual a la de la célula madre. El período entre dos divisiones celulares define al ciclo celular (Fig. 11).

Figura 11. Ciclo celular Cuando una célula no se está dividiendo se dice que está en interfase (Fig. 12 A), lo

que corresponde al lapso de tiempo que transcurre entre dos mitosis sucesivas. Durante este período la cromatina está descondensada y existe mucha actividad metabólica porque es cuando la mayor parte de los genes se expresan, aunque en cada tipo celular lo harán solo los necesarios para que desarrolle su función específica. Un suceso importante de la interfase es la replicación del ADN que ocurre en el período denominado S, tras la cual los cromosomas ya tienen dos réplicas idénticas denominadas cromátidas hermanas. Esta fase va antecedida por el período G1 y seguida del período G2 en los que hay crecimiento celular, actividad transcripcional y la célula se prepara para dividirse. A continuación se iniciaría la mitosis. Si después de una mitosis la célula no va a dividirse de nuevo, se queda en lo que llamamos fase G0. Si indicamos como M a la mitosis, el ciclo celular es una sucesión cíclica de los distintos períodos.

Una vez que se inicia, el proceso mitótico transcurre de forma continua sin que haya interrupciones, pero ocurren una serie de acontecimientos que son clave para que el reparto de la información genética sea correcto y en los que nos basamos para distinguir cuatro etapas:

51

Figura 12. Mitosis en células de la punta de la raíz de Lilium regale. A) Interfase. B)

Profase temprana. C) Profase tardía. D) Metafase. E) Anafase. F) Telofase (Extraído de Mc Leish & Noad, 1958).

Profase (Fig. 12 B y C). Durante este período la fibra de cromatina, que ha ido

organizándose en plegamientos cada vez más complejos, aparece como cromosomas visibles que van condensándose gradualmente. Hay 2n cromosomas en la célula y cada uno de ellos consta de dos cromátidas hermanas con igual información y morfología. Éstas aparecen unidas a nivel del centrómero y a lo largo de los brazos cromosómicos gracias a complejos proteicos. Al final de la profase se desorganizan los nucléolos y desparece la membrana nuclear cuyos componentes quedan dispersos en el núcleo.

Metafase (Fig. 12 D). Los cromosomas se encuentran ahora libres en el citoplasma y los centrómeros de cada cromosoma contactan con las fibras del huso, que se organizan en el centro organizador de microtúbulos (MTOC), formado por los centríolos (en células animales), que actúan como centro de atracción de los cromosomas hacia los polos, y la masa amorfa pericentriolar. La intervención de las fibras del huso y de otras proteínas de movimiento cromosómico permite a los cromosomas organizarse en la llamada placa metafásica. Cada cromátida hermana se orienta hacia un polo distinto lo que garantiza el reparto de la información genética de

52

cada cromosoma a las dos células hijas. Ahora los cromosomas alcanzan su máximo grado de condensación y su morfología se hace evidente (Fig. 13).

Figura 13. Morfología cromosómica

El centrómero es la constricción primaria que aparece en todos los cromosomas y donde se asocian los cinetocoros o estructura proteica a la que se unen las fibras de huso mitótico. Su posición define el número de brazos de un cromosoma. Si está situado en un extremo del cromosoma, éste tendrá un solo brazo y si está en otra posición veremos cromosomas con dos brazos. El cinetocoro funciona a modo de un “interfaz” entre el centrómero y las fibras del huso. En algunos cromosomas aparecen constricciones secundarias, normalmente asociadas a la región organizadora nucleolar (NOR) donde se encuentran los genes para ARN ribosómico. El fragmento de cromosoma que va desde la constricción secundaria al telómero se denomina satélite cromosómico. El telómero constituye el extremo cromosómico por lo que hay uno en cada brazo cromosómico y juega un papel fundamental en el mantenimiento de la integridad del cromosoma.

Anafase (Fig. 12 E). Esta fase es, en general, la etapa más corta de la mitosis. Cada centrómero se divide en dos y se desorganizan las proteínas que mantenían unidas a las cromátidas hermanas, lo que les permite migrar a polos opuestos. En cada polo celular veremos un grupo de cromosomas (2n) con una sola cromátida orientados hacia el polo correspondiente.

Telofase (Fig. 12 F). Los cromosomas agrupados en cada polo comienzan a descondensarse y los nucleolos y la membrana nuclear vuelven a organizarse a partir de material preexistente y de nueva síntesis. La división celular se completa al final de esta etapa con la citocinesis, donde hay también un reparto de los orgánulos y componentes citoplásmicos a las dos células hijas, aunque no se realiza de forma tan precisa como durante la mitosis. El resultado final del proceso mitótico son dos células con 2n cromosomas.

La caracterización cromosómica se realiza en metafase mitótica debido a que, en

esta fase, los cromosomas han alcanzado su máximo grado de condensación y sus límites están perfectamente definidos. En esta fase, los cromosomas también muestran las mejores condiciones de tinción. Esto hace que podamos conocer en este momento cuántos cromosomas tiene una especie, dónde se localiza el centrómero (o constricción primaria), el número de brazos cromosómicos que presentan o la existencia de constricciones secundarias y satélites, identificar homólogos y

53

confeccionar un cariotipo o realizar estudios comparativos entre especies y conocer la evolución cariotípica ocurrida dentro de un taxón.

Para este análisis generalmente se emplean tejidos que presentan un alto índice mitótico.

Índice mitótico (IM)= N° de células en división / N° total de células observadas

Para poder analizar la morfología cromosómica, los tejidos son pre-tratados con diversas sustancias que inhiben la formación del huso mitótico (colchicina, 8-hidroxiquinoleína, paclosol, etc.) a los efectos de acumular metafases, dispersar los cromosomas en el citoplasma y producir una mayor condensación de los mismos. Los materiales se fijan y luego se tiñen con colorantes nucleares (fucsina básica, orceína, carmín, giemsa, etc.). Con estos métodos de tinción, los cromosomas metafásicos observados con un microscopio óptico aparecen uniformemente teñidos, excepto en el centrómero (constricción primaria) y en algunas constricciones menores (secundarias). Objetivos

Reconocer las distintas fases de la mitosis.

Comprender la importancia de determinar el índice mitótico para el análisis de los cromosomas en mitosis,

Analizar las diferencias entre los métodos de obtención de preparados. Materiales

Guía de trabajos prácticos Preparados de centeno otorgados por la cátedra, Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma de borrar, etc.) Calculadora Actividades

1) Observe detenidamente los preparados y diferencie las células en interfase y en división. Luego, complete el siguiente cuadro indicando el número de células que están en cada fase. A partir de esta información, calcule el índice mitótico (IM).

Horario

1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 Interfase

Profase

Metafase

Anafase Telofase

Total

IM

2) En cada una de las microfotografías de cebolla (Allium cepa) de la Figura 14 indicar la fase de la mitosis en la que se encuentra la célula y si el material fue sometido o no a

54

pretratamiento. Cuando fuera posible, indique el número cromosómico (2n) de la especie estudiada.

Figura 14. Cromosomas mitóticos de Allium cepa con y sin pretratamiento Cuestionario

1. Un individuo diploide y homocigótico AA, ¿Cuántas copias del alelo A tiene en el periodo G1 de la interfase y cuántas en metafase? 2. Un individuo diploide y heterocigótico Aa, ¿Cuántas copias del alelo A tiene en el periodo G1 de la interfase y cuántas en metafase? 3. ¿Por qué es importante determinar el índice mitótico? 4. ¿En qué fase del ciclo celular se observan los cromosomas para el análisis cariotípico? ¿Por qué? 5. ¿Cuáles son las diferencias entre los preparados realizados con pretratamiento y sin pretratamiento en plantas? 6. La cebolla, Allium cepa es una especie vegetal con 2n=16 cromosomas ¿Cuántas cromátidas tiene cada uno de los cromosomas de cebolla en telofase? 7. ¿Las cromátidas de un cromosoma son idénticas a las cromátidas de su homólogo? ¿Por qué? Bibliografía

De Robertis, E.M.F., J. Hib & R. Ponzio. 1996. Biología Celular y Molecular. Ed. El Ateneo, Buenos Aires.

Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México.

55

Lacadena, J.R. 1996. Citogenética. 1º edición. Ed. Complutense. Madrid. Mc Leish, J. & B. Noad. 1958. Looking at chromosomes. Copyrigth. Macmillan. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.

56

Trabajo Práctico N° 6

CARIOTIPO

La caracterización cromosómica de especies o variedades se inicia con la

descripción del cariotipo a través del análisis del número, el tamaño y la forma de los cromosomas que presentan (complemento cromosómico).

Mediante la observación microscópica se determina el número cromosómico somático (2n) y, a través del análisis de microfotografías o dibujos de metafases con cromosomas bien definidos y separados, se establecen los cariotipos. Para ello, se analiza la morfología de los cromosomas determinando la posición del centrómero y la longitud de los brazos corto (bc) y largo (bl), así como la longitud total (lt) de cada cromosoma. A partir de estas medidas, se calcula el índice centromérico [IC = (bc / lt) × 100], según el cual los cromosomas se clasifican en cinco tipos morfológicos: metacéntricos (m, IC = 50 - 37,5, centrómero equidistante de los extremos, brazos de igual longitud), submetacéntricos (sm, IC = 37,5 – 25, centrómero muy próximo al centro), subtelocéntricos (st, IC = 25-12,5), acrocéntricos (t, IC = 12,5 – 0, centrómero muy próximo a un extremo) y telocéntricos (T, IC = 0, centrómero terminal, no se puede hablar propiamente de constricción, ni de brazos, sólo existe un brazo).

Figura 15. Tipos de cromosomas según su morfología. Otro aspecto a considerar para caracterizar morfológicamente a los cromosomas

es la presencia y la posición de las constricciones secundarias, así como la presencia y el tipo de satélites. En general, las primeras corresponden a regiones or|ganizadoras de los nucleolos (NORs) y los últimos a las porciones cromosómicas distales delimitadas por la constricción secundaria y el telómero de los brazos que los portan. Los cromosomas que presentan satélites se denominan cromosomas SAT.

57

Para la confección del cariotipo los cromosomas del complemento se ordenan según su morfología (de metacéntricos a submetacéntricos, subtelocéntricos, acrocéntricos y telocéntricos) y, dentro de cada tipo, según su tamaño (de mayor a menor) ubicando los centrómeros alineados a una misma altura y los brazos cortos hacia arriba. El orden que ocupa en el cariotipo cada par de cromosomas se indica mediante un número y, mediante una letra, el tipo cromosómico al que pertenece de acuerdo a su morfología. La representación gráfica del cariotipo se denomina idiograma. La composición de un complemento cromosómico también se puede expresar mediante una fórmula cariotípica, en la que se indica el número de cada tipo morfológico de cromosomas que presenta el material analizado (ej. 16 m + 10 sm + 2 st + 2 t).

En muchas especies, la identificación de los diferentes pares de homólogos del cariotipo puede resultar engorrosa debido a que presentan cromosomas con morfología muy similar. En estos casos, la aplicación de determinados tratamientos en combinación con diferentes tipos de tinción, puede revelar regiones cromosómicas con condensación o composición cromatínica diferencial (bandas), generando marcadores cromosómicos adicionales. Así, el tratamiento de los cromosomas con un álcali y la posterior tinción con Giemsa revela regiones de heterocromatina constitutiva, mientras que la impregnación argéntica (bandeo Ag-NOR) revela las NORs activas. Además, pueden utilizarse diversos fluorocromos que tienen la capacidad de intercalarse preferentemente en regiones del ADN con una composición de bases particular. Por ejemplo, las regiones ricas en adenina y timina son reveladas con DAPI o quinacrina, mientras que las ricas en guanina y citosina lo son con CMA3 (cromomicina A3). Las bandas pueden ser de tamaño e intensidad diferentes y presentar una distribución particular sobre los cromosomas (se localizan, por lo general, en las regiones pericentroméricas y teloméricas) de un complemento generando un patrón de bandeo característico. Estas técnicas de bandeo cromosómico han permitido, en muchos casos, la identificación inequívoca de cromosomas homólogos, la caracterización de genomas así como el seguimiento de cromosomas o bloques cromosómicos en híbridos y líneas de introgresión.

La información obtenida a partir del análisis de los cariotipos permite identificar cromosomas, clasificar los cariotipos, realizar análisis comparativos entre grupos de especies más o menos relacionadas e inferir sus tendencias evolutivas. Asimismo, permite detectar las anomalías numéricas y estructurales en los complementos cromosómicos de células o individuos.

Objetivos

Adquirir destreza en la confección de cariotipos.

Comprender la importancia del análisis cariotípico en los estudios taxonómicos y evolutivos. Materiales

Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma de borrar, etc.) Actividades

58

1) Realice el cariotipo de Lathyrus sp. a partir de la siguiente microfotografía de una placa metafásica:

Figura 16. Metafase mitótica de Lathyrus sp. Escala= 5 μm.

Para confeccionar el cariotipo: a) Numere cada uno de los cromosomas. b) En cada uno de los cromosomas, con una regla milimetrada tome las medidas del brazo corto y del brazo largo. Luego calcule su longitud total y el índice centromérico:

Cromosoma Brazo corto Brazo largo Longitud total Indice centromérico 1

2

3

4

5

6

7

8 9

10

11

12

13

59

14 c) Forme los pares de cromosomas teniendo en cuenta el índice centromérico y la longitud total de cada cromosoma. Para cada par cromosómico calcule los valores promedio de de las variables analizadas y complete el siguiente cuadro:

Par Brazo corto Brazo largo Longitud total Indice centromérico

1

2 3

4

5

6 7

d) A partir de los valores de la tabla anterior escriba la fórmula cariotípica de Lathyrus sp. y calcule los siguientes parámetros cariotípicos:

- Fórmula cariotípica: - Longitud total del complemento: - Longitud cromosómica media: - Indice centromérico promedio:

e) Responder el siguiente cuestionario: 1.¿En qué fase del ciclo celular se observan los cromosomas para el análisis cariotípico?¿Por qué? 2.¿Las cromátidas de un cromosoma son idénticas a las cromátidas de su homólogo?¿Por qué? 3.¿Qué tienen en común dos cromosomas homólogos?

Bibliografía

Lacadena, J.R. 1996. Citogenética. 1º edición. Ed. Complutense. Madrid. Seijo, J.G. & A. Fernández. 2003. Karyotype analysis and chromosome evolution in

South American species of Lathyrus (Leguminosae). Amer. J. Bot. 90(7): 980–987.

60

Trabajo Práctico Nº 7

ANÁLISIS DE CROMOSOMAS EN MEOISIS

La meiosis es un tipo especial de división celular que ocurre durante la

gametogénesis. Consiste en dos divisiones nucleares pero sólo una vuelta de replicación del ADN. Como resultado las cuatro células hijas resultantes son haploides, es decir que contienen sólo un cromosoma de cada par. En la reproducción sexual, mediante la fertilización se reconstituye el complemento diploide encontrado en las células somáticas.

La meiosis difiere de la mitosis en aspectos genéticos y citológicos. En primer lugar, los cromosomas homólogos se aparean durante la profase de la Meiosis I. En segundo lugar, se producen intercambios regulares entre los cromosomas homólogos (crossing over). Esto genera cromosomas con segmentos tanto de origen materno como paterno, dando lugar a combinaciones nuevas, lo que se conoce como recombinación genética. En tercer lugar, el juego cromosómico se reduce a la mitad en la Meiosis I, por lo tanto se forman células haploides.

Fases de la meiosis

La meiosis es un proceso celular y bioquímico complejo. El curso observable de la misma en términos citológicos y las consecuencias genéticas no tienen una correspondencia temporal exacta, sim embargo para su mejor estudio se divide en dos etapas. En la primera división meiótica ocurre una serie de intercambios de material genético entre los cromosomas homólogos. Este fenómeno es un proceso complejo que comprende una larga profase en la que, para su mejor estudio y comprensión, se distinguen los estadíos:

Profase I

Leptotene. El material cromatínico interfásico comienza a condensarse y los cromosomas, aunque todavía extendidos, se hacen visibles.

Cigotene. La célula diploide presenta en este momento 2n cromosomas completamente espiralizados (condensados). Los cromosomas homólogos se aparean, empezando a desarrollarse entre ellos el complejo sinaptonémico. Los homólogos apareados constituyen una estructura denominada bivalente. El número de bivalentes de una especie dada es igual a su número haploide n.

Paquitene. En este estadío se terminaliza el apareamiento de los cromosomas homólogos. Los n bivalentes se visualizan engrosados y cada uno de los cromosomas están compuestos de dos cromátidas. La estructura de cuatro miembros también se denomina tétrada, y cada tétrada tiene dos pares de cromátidas hermanas.

Diplotene. Las dobles parejas de cromátidas homólogas comienzan a separarse, permaneciendo unidas por ciertos puntos que son los quiasmas, los cuales representan los lugares en donde las cromátidas no hermanas han sufrido intercambio genético mediante el proceso denominado sobrecruzamiento (crossing-over).

61

Figura 17. Meiosis y formación de granos de polen en Lillium regale. a) Leptotene. b) Cigotene. c) Paquitene. d) Diplotene. e) Diacinesis. f) Metafase I. g) Anafase I temprana. h) Anafase I tardía. (Extraído de Mc Leish & Noad, 1958).

62

Figura 17 (continuación). i) Telofase I. j) Interfase. l) Metafase II. m) Anafase II. n) Telofase II. o) Una tétrada. p) Granos de polen jóvenes. (Extraído de Mc Leish & Noad, 1958).

63

Figura 18. Arriba. Microfotografía de un bivalente de espermatocito de salamandra en diplotene. Abajo. Interpretación esquemática de la microfotografía. Se observan los dos quiasmas y la posición de los centrómeros. Los centrómeros hermanos están uno al lado del otro.

Diacinesis. En este estadío las tétradas aparecen muy condensadas. Los cromosomas se separan, pero las cromátidas no hermanas permanecen íntimamente asociadas mediante los quiasmas, los cuales se desplazan hacia los extremos de la tétrada a medida que progresa la separación; proceso denominado terminalización.

Figura 19. Configuraciones de los bivalentes de Schistocerca gregaria en diacinesis. El univalente señalado con la flecha es el cromosomas sexual. (i) Bivalente con tres quiasmas. (ii) Bivalente en anillo con dos quiasmas. (iii) Bivalente con un quiasma

64

terminal. (iv) Bivalente en forma de cruz con dos quiasmas. (Extraído de Clarck & Wall, 1996).

Metafase I. Los cromosomas se condensan al máximo. Son visibles los quiasmas terminales de cada tétrada y parecen ser los únicos que mantienen unidas a las cromátidas no hermanas. Cada tétrada interactúa con las fibras del huso, facilitando el movimiento hacia la placa ecuatorial.

Anafase I. En este estadío ocurre la rotura y desaparición de la membrana nuclear y la separación de los bivalentes, migrando n cromosomas a cada polo. Es importante señalar en primer lugar que la repartición de n cromosomas homólogos a cada polo ocurre al azar, y en segundo lugar que, a diferencia de la mitosis, en esta primera división meiótica no hay división longitudinal del centrómero, y por lo tanto separación de las cromátidas, sino que éstas permanecen unidas por sus respectivos centrómeros. Por lo tanto, esta división meiótica I es una división reduccional. La separación de los cromosomas homólogos se denomina disyunción.

Figura 20. Diagrama donde se muestra el comportamiento de bivalentes de diferentes tipos en Anafase I. A) Bivalente abierto con un solo quiasma. B)- D) Bivalentes con dos quiasmas. (Extraído de Darlington, 1965).

Telofase I. Ocurre el restablecimiento de la membrana nuclear.

División meiótica II

Entre la Telofase I y el comienzo de la segunda división meiótica, a diferencia de la mitosis, no hay un período de síntesis y duplicación del ADN, por lo demás la división meiótica II, tiene lugar como la mitosis normal en cada una de las células haploides, resultantes de la división meiótica I.

65

Profase II. En este estadío los cromosomas aparecen formados por dos cromátidas hermanas, unidas por un centrómero común.

Metafase II. Los n cromosomas de cada una de las células hijas, se disponen en la placa ecuatorial del huso, al mismo tiempo que desaparece la membrana nuclear.

Anafase II. Ocurre la división longitudinal del centrómero y repartición al azar de n cromátidas a cada uno de los polos, de modo que las cromátidas hermanas (que no serán idénticas debido al sobrecruzamiento) van siempre a lados opuestos.

Telofase II. En esta fase tiene lugar la individualización de las cuatro células hijas, con aparición de las membranas plasmática y nuclear. Ahora bien, a diferencia de la mitosis, las dos células resultantes de cada meiocito de segundo orden son diferentes, porque sus cromátidas han intercambiado material genético previamente en la Profase I.

A continuación, ocurre la desespiralización de las cromátidas y el período de síntesis y duplicación del ADN. No obstante, se presentan numerosas excepciones a este esquema general de la meiosis, según sean los ciclos haplontes, diplontes o diplohaplontes de las especies, o en una misma especie en la espermatogénesis y ovogénesis.

Objetivos

Reconocer las distintas fases de la división meiótica.

Observar el apareamiento de los cromosomas homólogos.

Visualizar la forma que adoptan los cromosomas meióticos.

Esquematizar todas las etapas de la división meiótica. Materiales

Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma, etc.)

Actividades

1) Observe detenidamente los preparados. Localice, analice y esquematice las siguientes etapas de la división meiótica: Paquitene, Diplotene, Diacinesis, Metafase I, Anafase I, Telofase I, Profase II, Metafase II, Anafase II, Telofase II, Esporadas, Granos de polen.

2) A partir del análisis de las fases de la meiosis en el punto anterior, conteste el siguiente cuestionario. En el material estudiado:

a- ¿Cuántos bivalentes observó durante diacinesis y metafase I? b- ¿Cuál es el número promedio de quiasmas que pudo observar en una célula? c- ¿Cuantas células y con cuántos cromosomas se obtienen al final de la meiosis? d- ¿Cuáles son las diferencias entre la mitosis y la meiosis? Considere las

diferencias tanto en el mecanismo como en los productos finales. e- ¿Cuántas cromátidas componen un cromosoma en los siguientes estadios

celulares?: - G1

66

- Anafase I - Metafase II - G2 - Metafase mitótica - Telofase II - Profase mitótica - Interfase

3) Analice la siguiente microfotografía y luego represente gráficamente las configuraciones de los bivalentes.

Figura 21. Microfotografía de bivalentes de Schistocerca gregaria en Metafase I. (Extraído de Clarck & Wall, 1996).

4) Marcar con una cruz las respuestas correctas: a- Una célula humana tiene 46 cromosomas en total o 23 pares de cromosomas. A

continuación de la mitosis, las células hijas tendrán cada una un total de ______

cromosomas. Después de la meiosis I, las dos células hijas tendrán _____cromosomas, y

después de la meiosis II ______ cromosomas.

A. 46, 46, 46

B. 46, 23, 23

C. 23, 23, 23

D. 46, 12, 12

b- El proceso de meiosis produce cuatro células con cromosomas no idénticos. Esta diversificación ocurre durante:

A. Telofase I

B. Profase I

C. Metafase II

D. Profase II

c- Algunos organismos son capaces de reproducirse asexual o sexualmente. Bajo condiciones favorables, la reproducción procede asexualmente. Cuándo las condiciones se vuelven más estresantes la reproducción cambia al modo sexual. ¿Por qué?

67

A. La reproducción sexual es simple y más rápida permitiendo producir un número mayor de descendientes.

B. La reproducción sexual requiere dos individuos separados, quienes pueden mutuamente proveer apoyo nutritivo durante el estrés.

C. La reproducción asexual requiere más energía.

D. La reproducción sexual produce individuos con nuevas combinaciones de cromosomas, incrementando la diversidad.

d- El estado de meiosis dónde las células se vuelven haploides es:

e- Uno de los más tempranos eventos que distingue la meiosis ocurre en Profase I e

involucra:

A. Condensación de los cromosomas

B. Pérdida de la membrana nuclear

C. Movimiento de los cromosomas hacia la placa metafásica

D. Apareamiento de los cromosomas homólogos (sinapsis)

f- El coral crece por gemación, es decir que el nuevo organismo crece a partir del viejo por

mitosis. Esta forma de replicación es un ejemplo de:

A. Meiosis para producir un cigoto

B. Reproducción asexual

C. Reproducción sexual

D. Formación de gametos

Bibliografía Clarck, M.S. & W.J. Wall. 1996. Chromosomes. The complex code. Ed. Chapman & Hall.

London. Darlington, C.D. 1965 Recent advances in cytology. J. and A. Churchill Ltd. London. Klug WS, Cummings MR (1999) Conceptos de Genética. 5a ed. Ed. Prentice Hall. Lacadena, J.R. 1996. Citogenética. 1º edición. Ed. Complutense. Madrid. Solari AJ (2004) Genética Humana. Fundamentos y aplicaciones en medicina. 3a

ed. Ed. Médica Panamericana. Buenos Aires, Argentina.

A. Profase I

B. Profase II

C. Anafase I

D. Anafase II

68

Trabajo práctico Nº 8

PRINCIPIOS BÁSICOS DE LA HERENCIA MENDELIANA

La ley de la segregación. Al cruzar entre sí dos variedades o razas puras de una

misma especie que difieren en un único par de caracteres, la primera generación o filial 1 (F1) es uniforme en cuanto a su genotipo y fenotipo. La segunda generación o F2 no es uniforme, sino que se observan 2 o 3 fenotipos diferentes, según se trate de caracteres con dominancia completa o con codominancia.

Desde el punto de vista genético, cada individuo tiene estructura doble, debido a que lleva en sus células dos series de factores: una aportada por la madre por medio del gameto femenino y otra por el padre por medio del gameto masculino. Entonces para cada par de factores que se considere, los gametos llevan uno solo de ellos (dosis simple o n) y las células somáticas dos (dosis doble o 2n).

En la arveja (Pisum sativum) por ejemplo, un individuo puro para el carácter de flor roja se habría originado seguramente de un gameto femenino con un factor para rojo. Análogamente, un individuo de flor blanca habrá sido originado por un gameto femenino fecundado por un gameto masculino llevando ambos un factor para el color blanco. Si se cruza una planta de flores blancas por otra de flor roja pura, la descendencia inmediata será de flores rojas. Se deduce que el factor para rojo es dominante con respecto al factor para color blanco, siendo éste recesivo con respecto a aquel. Los genes dominantes se representan con la letra correspondiente mayúscula y los recesivos con la misma letra pero minúscula.

Un individuo puro para el carácter de flor roja (homocigota) lleva en sus células somáticas dos factores R (RR), pues proviene de un gameto femenino R fecundada por un masculino R. Análogamente, un individuo de flores blancas tendrá la constitución rr.

La constitución genética de un individuo para un carácter o característica en estudio (Ej.: RR, Rr, rr) se llama genotipo, en tanto que las características apreciables por los sentidos que distinguen a los individuos, se llama fenotipo (genotipo + ambiente).

La segregación independiente. Cuando se efectúa el cruzamiento entre individuos que difieren en dos pares de factores, partiendo de líneas homocigotas dominantes y recesivas respectivamente, la F1 obtenida será homogénea en cuanto a su fenotipo y genotipo. Sin embargo, al realizar el cruzamiento F1 x F1, se obtiene una F2 en la que segregan los diferentes factores, obteniéndose una proporción fenotípica de 9:3:3:1.

Si consideramos el cruzamiento de una planta pura homocigota para los caracteres semilla lisa (L) y cotiledones amarillos (A), por otra de semilla rugosa (l) y cotiledones verdes (a), se obtiene: P: AALL X aall G: AL al F1: AaLl Genotipo: Heterocigota

69

Fenotipo: Lisa y Amarilla.

Los gametos de la madre que intervienen en éste cruzamiento son de una sola clase AL, ya que el individuo es homocigota (AALL). Si hubiésemos tomado éstos genes por separado, por ejemplo AA, los gametos serían A, por lo tanto, el gameto debe llevar la mitad de cada par de factores existentes en el padre.

Siendo el genotipo de la F1, AaLl, para obtener los gametos empleamos el método corto o dicotómico. Los genes citados se hallan en cromosomas diferentes, por lo cual cada gen de un par puede combinarse para formar gametos con cada uno del segundo par, es decir: Par Aa Par Ll Gametos L = AL

A l = Al L = aL a l = al

Para la obtención de la F2 hacemos uso de métodos que nos ayudan a obtener las combinaciones posibles entre los factores que actúan en forma independiente:

1. Método del cuadrado de Punnett o tablero de ajedrez. 2. Método algebraico 3. Método corto o dicotómico. 1. Método del cuadrado de Punnett

Cada uno de los individuos de la F1 da los cuatro gametos (G) detalladas

anteriormente.

G AL Al aL al

AL AALL AALl AaLL AaLl

Al AALl AAll AaLl Aall

aL AaLL AaLl aaLL aaLl

al AaLl Aall aaLl aall

2. Método algebraico

70

Este fue el método utilizado por Mendel en sus experimentos. Por ejemplo, si cruzamos Aa x Ll, para hallar el fenotipo se tiene en cuenta la frecuencia de los fenotipos de la F2 para monohíbridos (3:1). 1º par: 3 A_ : 1 aa 2º par: 3 L_ : 1 ll

9 A_L_ : 3 A_ll : 3 aaL_ : 1 aall

Para hallar el genotipo se tienen en cuenta las frecuencias de los genotipos en la F2 para monohíbridos (1:2:1). 1º par: 1 AA : 2 Aa : 1 aa 2º par: 1 LL : 2 Ll : 1 ll

1AALL : 2AaLL : 1aaLL : 2AA Ll : 4AaLl : 2aaLl : 1AAll : 2Aall : 1aall

3. Método dicotómico

Para hallar el fenotipo hay que recordar las frecuencias de fenotipos en F2 para monohíbridos (3:1). Par Aa Par Ll Frecuencias Genotipos 3 L_ = 9 A_L_ 3 A_ 1 ll = 3 A_ll 3 L_ = 3 aaL_ 1 aa 1 ll = 1 aall

Para hallar el genotipo hay que basarse en la frecuencia de genotipos en F2 para monohíbridos (1:2:1). Par Aa Par Ll Frecuencias Genotipos 1 LL = 1 AALL 1 AA 2 Ll = 2 AALl 1 ll = 1 AAll 1 LL = 2 AaLL

71

2 Aa 2 Ll = 4 AaLl 1 ll = 2 Aall 1 LL = 1 aaLL 1 aa 2 Ll = 2 aaLl 1 ll = 1 aall Retrocruza. La retrocruza es el cruzamiento de uno de los descendientes con alguno de los progenitores. Retrocruza por el padre dominante: (método dicotómico)

Cruzamiento: AaLl AALL Par Aa Par Ll Genotipos Fenotipos 1 LL = 1 AALL = amarillo-lisa 1 AA 1 Ll = 1 AALl = amarillo-lisa 1 LL = 1 AaLL = amarillo-lisa 1 Aa 1 Ll = 1AaLl = amarillo-lisa Retrocruza por el padre recesivo (cruza de prueba):

Cruzamiento: AaLl aall Par Aa Par Ll Genotipos Fenotipos 1 Ll = 1 AaLl = amarillo-lisa 1 Aa 1 ll = 1 Aall = amarillo-rugosa 1 Ll = 1 aaLl = verde-lisa 1 aa 1 ll = 1 aall = verde rugosa

Segregación en polihíbridos. Cuando se efectúa el cruzamiento entre individuos que difieren en tres o más pares de genes, partiendo de líneas homocigotas

72

dominantes y recesivas respectivamente, la F1 obtenida será homogénea en cuanto a su fenotipo y genotipo. Al realizar el cruzamiento F1 x F1, se obtiene una F2 en la que segregan los diferentes factores, obteniéndose las siguientes proporciones fenotípicas: siguiendo con la arveja, cruzaremos individuos homocigotas para tallo alto (T), cotiledones amarillos (A) y semillas lisas (L), por tallo enano (t), cotiledones verdes (a) y semillas rugosas (l).

P: TTAALL ttaall G: TAL tal F1: TtAaLl Genotipo: heterocigota Fenotipo: alta, amarilla y lisa. F2 Fenotipos 3 L_ = 27 T_ A_ L_ 3 A_ 1 ll = 9 T_ A_ ll 3 T_ 3 L_ = 9 T_ aa L_ 1 aa 1 ll = 3 T_ aa ll 3 L_ = 9 tt A_ L_ 3 A_ 1 ll = 3 tt A_ ll 1 tt 3 L_ = 3 tt aa L_ 1 aa 1 ll = 1 tt aa ll Total = 64 individuos F2 Genotipos 1 LL = 1 TT AA LL 1 AA 2 Ll = 2 TT AA Ll 1 ll = 1 TT AA ll

73

1 LL = 2 TT Aa LL 1 TT 2 Aa 2 Ll = 4 TT Aa Ll 1 ll = 2 TT Aa ll 1 LL = 1 TT aa LL 1 aa 2 Ll = 2 TT aa Ll 1 ll = 1 TT aa ll 1 LL = 2 Tt AA LL 1 AA 2 Ll = 4 Tt AA Ll 1 ll = 2 Tt AA ll 1 LL = 4 Tt Aa LL 2 Tt 2 Aa 2 Ll = 8 Tt Aa Ll 1 ll = 4 Tt Aa ll 1 LL = 2 Tt aa LL 1 aa 2 Ll = 4 Tt aa Ll 1 ll = 2 Tt aa ll 1 LL = 1 tt AA LL 1 AA 2 Ll = 2 tt AA Ll 1 ll = 1 tt AA ll 1 LL = 2 tt Aa LL 1 tt 2 Aa 2 Ll = 4 tt Aa Ll 1 ll = 2 tt Aa ll 1 LL = 1 tt aa LL 1 aa 2 Ll = 2 tt aa Ll 1 ll = 1 tt aa ll

Total = 64 individuos Objetivos

Diferenciar los términos fenotipo y genotipo.

Comprender el mecanismo de transmisión de los caracteres.

Entender la forma de obtención de los gametos y de la descendencia.

Comprender el mecanismo de segregación independiente de los genes.

Adquirir destreza en el cálculo de frecuencias fenotípicas y genotípicas de la descendencia de individuos que difieren en tres o más pares de genes.

Conocer y aplicar los diferentes métodos para obtener los fenotipos y genotipos de la descendencia.

74

Materiales

Calculadora científica Lápiz negro y goma Hojas blancas

Actividades

1) Resolver los problemas teóricos utilizando los métodos descriptos anteriormente. Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo de los mismos, deberán ser entregados al finalizar el trabajo práctico. Bibliografía

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México.

Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.

Lacadena, J.R. 1988. Genética. 4º edición. Ed. Agesa, Madrid. Sanchez-Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona. Sinnott, E.W., Dunn, L.C. & T. Dobzhansky. 1961. Principios de Genética. Ed. Omega.

Barcelona. Stansfield, W.D. 1971. Teoría y problemas de Genética. Ed. McGraw-Hill. México. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.

75

Trabajo práctico Nº 9

PROBABILIDADES

La probabilidad se refiere a la posibilidad de que un resultado específico de un

evento ocurra en una situación particular (con respecto a todos los resultados posibles del suceso) y se calcula como el cociente del resultado del suceso entre el número total de maneras en las que todos los resultados del suceso pueden ocurrir. Los límites de probabilidad van de 0 (si el evento nunca ocurre) a 1 (si siempre ocurre). Si dos o mas eventos son independientes, la probabilidad de que ocurran juntos es igual al producto de sus probabilidades por separado.

Cuando se trabaja con probabilidades, los resultados se someten a pruebas de significancia estadística, siendo una de las más usadas la prueba de ji cuadrado (X2). Esta prueba es un mecanismo por el cual las desviaciones a partir de una proporción hipotética se reducen a un solo valor con base en el tamaño de la muestra. Esto permite determinar la probabilidad de que una suma determinada de desviaciones suceda al azar. Esta prueba toma en cuenta el tamaño de la muestra y las desviaciones con respecto a la proporción esperada y se calcula mediante la fórmula:

X2 = (O - E)2 O: valor observado

E E: valor esperado Donde (O-E) es la desviación entre cada valor de clase observado y cada valor

de clase esperado.

Una vez obtenido el valor de X2, se observa el grado de significancia en una tabla de doble entrada:

Tabla de Ji cuadrado. R.A:Fisher y F. Yates.1943

Grados de Libertad

p = 0,99 p = 0,95 p = 0,80 p = 0,50 p = 0,20 p = 0,05 p = 0,01

1 0,000157 0,00393 0,0642 0,455 1,642 3,841 6,635

2 0,02 0,103 0,446 1,386 3,219 5,991 9,21

3 0,115 0,325 1,005 2,366 4,642 7,815 11,345

4 0,297 0,711 1,649 3,357 5,989 9,488 13,277

5 0,554 1,145 2,343 4,351 7,289 11,07 15,086

6 0,872 1,635 3,07 5,348 8,558 12,592 16,812

7 1,239 2,167 3,822 6,346 9,803 14,067 18,475

8 1,646 2,733 4,594 7,344 11,03 15,507 20,09

9 2,088 3,325 5,38 8,343 12,242 16,919 21,666

10 2,558 3,94 6,179 9,342 13,442 18,307 23,209

15 5,229 7,261 10,307 14,339 19,311 24,996 30,578

20 8,26 10,851 14,578 19,337 25,038 31,41 37,566

25 11,524 14,611 18,94 24,337 30,675 37,652 44,314

30 14,953 18,493 23,364 29,336 36,25 43,773 50,892

76

Los grados de libertad se calculan por medio de la fórmula: GL = n – 1 Siendo n el número de clases con que se ha trabajado. El valor p es el valor de

probabilidad por debajo del cual las diferencias entre observado y calculado se dan al azar. En biología por lo general se trabaja con un p ≥0.05. Si el valor de X2 cae por debajo del valor de P para un determinado grado de libertad, quiere decir que las diferencias no son significativas y que por lo tanto, esas pequeñas diferencias se dan por puro azar. En general, cuanto más elevado es el valor de X2, menor es la posibilidad de que las diferencias se deban al azar. Cuando el resultado de X2 es significativo, la diferencia no se dio al azar, sino por otros factores debido a un error experimental o a que hay una correlación entre las clases como por ejemplo el caso de los genes ligados. Objetivos

Comprender el cálculo de probabilidades.

Comprender la importancia del método de X2.

Adquirir destreza en el cálculo de frecuencias, probabilidades y su significancia estadística

Materiales

Calculadora científica Lápiz negro y goma Hojas blancas

Actividades

1) Resolver los problemas teóricos utilizando los métodos descriptos anteriormente. Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo de los mismos, deberán ser entregados al finalizar el trabajo práctico. Bibliografía

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México.

Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.

Lacadena, J.R. 1988. Genética. 4º edición. Ed. Agesa, Madrid. Sanchez-Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona. Sinnott, E.W., Dunn, L.C. & T. Dobzhansky. 1961. Principios de Genética. Ed. Omega.

Barcelona. Stansfield, W.D. 1971. Teoría y problemas de Genética. Ed. McGraw-Hill. México. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.

77

Trabajo Práctico N° 10

INTERACCIÓN GÉNICA

Se denomina interacción génica a la influencia mutua entre genes no alélicos en la producción de un fenotipo determinado. Debido a tal interacción, las proporciones mendelianas típicas, tales como 3:1 o 9:3:3:1, no se presentan en todos los cruzamientos. En base a esto, las interacciones pueden clasificarse en dos categorías: sin modificación de las proporciones mendelianas y con modificación de las proporciones.

El concepto de interacción génica no significa que dos o más genes, o sus productos, necesariamente interactúen directamente para dar lugar a un fenotipo concreto; sino que implica que la función celular de numerosos productos génicos está relacionada con el desarrollo de un fenotipo común.

1. Sin variación de las proporciones mendelianas. Se obtiene en la F2 una proporción 9:3:3:1, pero con la aparición de nuevos fenotipos que no estaban en los parentales ni en la F1.

El ejemplo más conocido es la herencia del tipo de cresta en las gallinas, en las cuales existen cuatro tipos diferentes de crestas llamados: arveja, roseta, sencilla y nuez. P: arveja roseta RR pp rr PP F1: nuez Rr Pp F2: 9 nuez : 3 arveja : 3 roseta : 1 sencilla R_ P_ R_ pp rr P_ rr pp

Estos dos pares actúan en la manifestación de un solo carácter. La cresta nuez

depende de la presencia de los genes R y P, uno solo de éstos genes R produce cresta arveja y P produce roseta, los dos alelos recesivos en conjunto producen sencilla. Hay interacción de factores cuando 2 o más pares de genes actúan en la manifestación de un solo carácter.

2. Con modificación de las proporciones mendelianas. La modificación de las proporciones ocurre cuando un gen enmascara o suprime la manifestación del otro. Este tipo de interacción no es recíproca y se denomina epistasis. Las epistasis se pueden clasificar como sigue:

a) Epistasis simple dominante. Es cuando el alelo dominante de un par de genes suprime o enmascara la manifestación del otro par. Aquí las proporciones fenotípicas observadas en la F2 son 12:3:1. Por ejemplo, en el sorgo el color de la semilla está determinado por un par de genes que interactúan de tal forma que: B

roseta arveja nuez sencilla

Esquema extraído de Oliver FL 1977.

78

produce color pardo y R produce color amarillo; pero B es epistático dominante, dando:

P BB RR x bb rr pardo blanco F1 Bb Rr

pardo F2: 9 B_R_Pardos : 3 B_rr Pardos : 3 bbR_ Amarillos : 1 bbrr Blanco

12 Pardos 3 Amarillos 1 Blanco

b) Epistasis simple recesiva. Esto ocurre cuando un doble recesivo de un par de genes es capaz de enmascarar la manifestación fenotípica del otro par. Las frecuencias observadas en la F2 son 9:3:4. Uno de los ejemplos más conocidos es el pelaje de muchos animales como las ratas. En las ratas la presencia de color es determinada por el alelo C, en tanto que el alelo recesivo c causa la ausencia de color y por lo tanto las ratas son albinas. El color es determinado por otro par de genes, el alelo R produce pelaje negro, mientras que r causa pelaje color crema. Al cruzar dos individuos homocigotas se obtiene una F1 en donde todas las ratas son negras, pero en la F2 se obtienen 9 negros, 3 crema y 4 albinos. En este caso, la presencia del alelo c en homocigosis enmascara la presencia de los alelos R y r que determinan el color negro o crema, respectivamente.

P negro CC RR x cc rr albino F1 Cc Aa negro F2 9 C_ A_ 3 C_ aa 3 cc A_ 1 cc aa

negros crema albinos albino

79

c) Interacción con inhibidor o epistasis doble dominante-recesiva. En este caso, la epistasis dominante y la epistasis recesiva se presentan en un mismo cruzamiento, obteniéndose en la F2 una proporción fenotípica de 13:3. El alelo dominante de un par de genes y el recesivo de la otra suprimen la acción de los otros miembros. Se llama inhibidor a todo factor dominante que, por su presencia, impide la manifestación de otro factor dominante. Por ejemplo en las gallinas la raza Leghorn el color blanco se debe a la presencia del gen inhibidor I, que es dominante e inhibe la expresión de los genes del color. Las razas Wyandotte y Plymounth Rock son blancas por la presencia de un gen recesivo que condiciona la ausencia del cromógeno necesario para color. Las aves homocigotas recesivas cc son blancas aunque lleven genes para color, porque estos genes no pueden expresarse en ausencia del cromógeno. Si cruzamos una Leghorn blanca por una Wyandotte blanca toda la F1 será blanca porque heredan el gen I del progenitor Leghorn. En la F2, sin embargo, aparecerán individuos con color en una proporción característica.

P Leghorn II CC x ii cc Wyandotte blanca blanca F1 Ii Cc

blancas F2 3 C_ 9 II C_ blancas (por I) 3 I_ 1 cc 3 I_ cc blancas (por I) 3 C_ 3 ii C_ coloreadas (por C) 1 ii 1 cc 1 ii cc blancas (por la presencia de cc)

En la F2 se puede ver que doce de las 16 heredan el gen dominante I y por lo tanto serán blancas. Las otras cuatro no lo tienen pero una de ellas será blanca debido a la condición homocigótica del gen recesivo epistático c. Solamente tres de las 16 aves tienen el genotipo necesario para la producción de color (iiCC).

d) Genes recesivos duplicados o epistasis doble recesiva. En la epistasis doble recesiva cada uno de los pares de genes contiene un gen epistático recesivo. Se los llama genes recesivos duplicados porque cualquiera de los dos pares en estado recesivo, separados o juntos, manifiestan el mismo carácter produciendo una proporción fenotípica de 9: 7 en la F2. Por ejemplo, en la margarita común, las flores pueden presentar el centro amarillo o púrpura. El color púrpura se produce debido a la acción complementaria de los alelos dominantes de dos pares de genes; al faltar alguno de éstos alelos, se altera el proceso normal de síntesis del pigmento y se producen flores amarillas.

P PP rr x pp RR amarillo amarillo

80

F1 PpRr púrpura F2 3 R_ 9 P_ R_ púrpura 3 P_ 1 rr 3 P_ rr amarillo 3 R_ 3 pp R_ amarillo 1 pp 1 rr 1 pp rr amarillo

e) Genes dominantes duplicados o epistasis doble dominante. En la epistasis doble dominante cada par de genes tiene un alelo epistático dominante. En este caso, se los llama duplicados porque cualquiera de los dos dominantes o los dos juntos, son capaces de producir un fenotipo determinante. Por ejemplo, en las gallinas existen razas con patas emplumadas y razas con patas sin plumas. La raza Black Langshans tiene plumas en las patas, mientras que la raza Buff Rock carece de ellas. Un cruzamiento entre ambas razas produce una F1 con patas emplumadas y al cruzar la F1 entre si se obtiene una F2 con una proporción fenotípica de 15 emplumadas y 1 sin plumas.

P FF SS x ff ss emplumadas sin plumas F1 Ff Ss emplumadas F2 3 S_ 9 F_S_ emplumadas 3 F_ 1 ss 3 F_ss emplumadas 3 S_ 3 ffS_ emplumadas 1 ff 1 ss 1 ffss sin plumas

f) Genes duplicados con efecto acumulativo. Son genes que producen un efecto individual semejante, pero diferente al de los dos conjuntos. Por ejemplo, los cerdos Duroc Jersey generalmente tienen el pelaje de color rojo, pero existe una mutación de color arena que es recesiva con respecto al rojo, y un color blanco o albino producido por el doble homocigota recesivo. Al cruzar dos cerdos color arena, la F1 es roja, pero en la F2 se obtiene una descendencia de 9 rojo, 6 arena y 1 blanco.

P rr SS x RR ss arena arena

81

F1 Rr Ss rojo

F2 3 S_ 9 R_ S_ rojo 3 R_ 1 ss 3 R_ ss arena 3 S_ 3 rr S_ arena 1 rr 1 ss 1 rr ss blanco

82

Trabajo Práctico N° 11

EXTENSIONES DEL MENDELISMO

Alelos múltiples, genes letales y herencia citoplasmática

Alelos múltiples. La mayoría de los sistemas génicos analizados hasta ahora

consisten en dos alelos. Por ejemplo, en los guisantes de Mendel un alelo codifica semillas lisas y el otro alelo codifica semillas rugosas. Pero como se sabe, los genes pueden mutar a formas distintas dentro del mismo locus. Cada cambio tiene el potencial de dar lugar a un alelo diferente. Por consiguiente, para cualquier gen, el número de alelos presentes en los individuos de una población no tiene por qué estar limitado a dos. Cuando un mismo gen presenta más de dos estados alternativos, es decir más de dos alelos, el modo de herencia se denomina alelismo múltiple. Los alelos múltiples pueden también denominarse series alélicas, simbolizando cada alelo como A1, A2, A3,.... An, por ejemplo.

En los organismos diploides, generalmente, cada gen tiene solamente dos alelos, dado que los cromosomas se encuentran de a pares y cada cromosoma homólogo lleva un alelo. Estos sistemas también se pueden presentar en los organismos haploides, pero en lugar de tener dos alelos a la vez como en los diploides, hay solo una copia de cada gen.

La herencia de las características codificadas por alelos múltiples no difiere de la herencia de las codificadas por dos alelos, salvo que es posible una mayor variedad de genotipos y fenotipos.

Uno de los casos más conocidos de alelos múltiples es el color del pelaje de los conejos, para los cuales se conocen varios genes: agutí, chinchilla, himalaya y albino. Estos genes pueden combinarse dando diferentes genotipos y fenotipos con respecto al color de pelo. El orden de dominancia de un alelo sobre el otro es el siguiente:

C: agutí > cch: chinchilla > ch: himalaya > c: albino

Figura 22. Esquema extraído de Oliver (1977).

El primer sistema de alelos múltiples que se encontró en el hombre fue el sistema ABO, el cual consiste en tres alelos diferentes: IA, IB e i. Los alelos IA e IB son codominantes entre sí, pero dominantes con respecto al alelo i. Estos tres alelos se pueden combinar para formar cuatro fenotipos diferentes. El grupo sanguíneo A se presenta cuando un individuo es homocigota para el gen IA (IAIA) o bien cuando es heterocigota combinado con i (IAi), el grupo B se produce en presencia homocigota del gen IB (IBIB) o bien cuando es heterocigota combinado con i (IBi), mientras que el fenotipo AB se presenta cuando un individuo es heterocigota para los alelos IAIB. El fenotipo restante, el grupo O, se produce por la presencia del alelo i en homocigosis (ii). Las personas que presentan un determinado antígeno sanguíneo tienen

83

anticuerpos contra los restantes antígenos. Debido a ello se producen reacciones al realizar una transfusión de sangre a una persona.

Grupo Antígeno Anticuerpo Genotipo Reacción con suero A B AB O

A

A

anti B

IAIA o IAi

– + ± –

B B anti A IBIB o IBi + – ± –

AB AB – IAIB – – – –

O – anti A y anti B ii + + + –

Por las reacciones que se producen, a las personas con grupo sanguíneo O

(ausencia de antígenos A y B) se las denomina dadores universales, mientras que a las personas con sangre AB (ausencia de anticuerpos A y B) se las llama receptores universales. Actualmente se sabe que los antígenos sanguíneos son glucolípidos ubicados en la membrana plasmática de los eritrocitos. Los grupos A y B difieren en las cadenas de oligosacáridos de los glucolípidos, mientras que las personas con sangre del grupo O carecen de este glucolípido.

Sistema MN En 1927 se descubrió el sistema MN, mediante experimentos con conejos. Los

grupos MN dependen de un par de alelos codominantes M y N, responsables de tres genotipos: MM, MN y NN y sus respectivos fenotipos M, MN y N. Este sistema es de escasa importancia en la transfusión sanguínea o en la incompatibilidad materno fetal. Su significación principal en la genética médica deriva del hecho de que sus frecuencias relativas y su herencia codominante los hacen especialmente útiles para resolver problemas de identificación, paternidad etc.

Sistema Rhesus Un tercer sistema de antígenos de superficie de los eritrocitos es el sistema

Rhesus descubierto por Landsteiner, Wiener y Levine en 1940. En un primer análisis y para simplificar se consideran dos grupos en este sistema:

- Rh+, individuos que poseen antígenos Rh. - Rh-, indviduos que no poseen antígenos Rh. Los anticuerpos anti-Rh no son anticuerpos “naturales”, no existen

normalmente en la sangre, pero aparecen en individuos Rh- que han recibido antígenos Rh como consecuencia de una transfusión de un donante Rh+ o después de un embarazo. La madre Rh- se sensibiliza por los eritrocitos Rh+ del primer hijo, produciendo anticuerpos anti-Rh. El segundo embarazo de un niño Rh+ produce un aumento masivo de anticuerpos, que pasan a través de la placenta y aglutinan los glóbulos rojos del niño.

Este sistema reveló la explicación de una enfermedad hemolítica que se produce en el recién nacido, la eritroblastosis fetal, además de las reacciones de

84

aglutinación que ocurrían en transfusiones de sangre entre personas del mismo tipo respecto al sistema AB0.

Las bases genéticas del sistema Rh son complejas, al estar constituido por un gran número de antígenos eritrocitarios distintos. Este sistema está codificado por tres loci muy próximos entre sí (C, D, E y sus recesivos respectivos c, d, y e) en el brazo corto del cromosoma 1, que se encuentran ligados. Cada uno de los alelos produce un antígeno y los anticuerpos correspondientes aparecen para todos menos para el d.

El alelo D, es de un interés primordial al ser el responsable de la codificación del antígeno D que es muy antigénico y provoca la sensibilización. Es por esto que para fines prácticos las personas se consideran Rh+ si poseen el alelo D y Rh- si carecen del alelo D según la siguiente tabla:

Alelos (Nomenclatura de Fisher-Race)

Fenotipo

CDE CDe Rh+

cDE

cDe

CdE Cde Rh-

cdE

cde

Posteriormente se han descrito otros grupos sanguíneos, que no son de gran

importancia en las reacciones de aglutinación postransfusión pero pueden ser utilizados como marcadores genéticos útiles para la exclusión de posible paternidad, determinación del grado de histocompatibilidad etc.

GENES LETALES

Los genes que porta un organismo determinan no solo los caracteres visibles sino, además, otras características como la viabilidad. Los numerosos estudios realizados en genética de la transmisión han demostrado que los organismos que portan ciertos genes o combinaciones de genes tienen una posición desventajosa con respecto a otros que no los poseen. Por ejemplo, en Drosophila se sabe que las moscas con ojos blancos y alas vestigiales tienen una menor viabilidad que el fenotipo salvaje. Estos efectos fisiológicos perjudiciales están asociados con los genes que intervienen, en este caso w y vg.

Muchos genes no tienen efectos en la apariencia de los organismos pero influyen en la viabilidad del organismo de algún modo. Otros genes tienen efectos tan graves que hacen imposible la vida del organismo, en este caso se habla de genes letales. Cuando se descubrió la forma en que se heredan los caracteres era difícil de concebir que existieran genes capaces de causarle la muerte a un organismo. Sin embargo, en 1905, el genetista francés Cuenot informó sobre la herencia del gen que determina el color Amarillo de las ratas que no se ajustaba a las proporciones mendelianas típicas. El gen Amarillo parecía tener un efecto dominante, pero sin

85

embargo no se comportaba como una cepa pura. Al cruzar dos ratas amarillas entre sí siempre se producen individuos amarillos y salvajes o agutí. Al retrocruzar los individuos amarillos con los parentales amarillos, Cuenot encontró que todas las ratas eran heterocigotas para el gen Amarillo y que no podían encontrarse amarillos homocigotas. En un principio Cuenot supuso que los espermatozoides portadores de Amarillo no podían penetrar los óvulos de otros portadores del gen amarillo. Sin embargo, tiempo después Castle y Little demostraron que los homocigotas amarillos se formaban pero que morían en el útero durante el embarazo. Según ellos, el gen amarillo se comportaba como dominante, pero a la vez era un letal recesivo, de manera que los cruzamientos entre ratas amarillas siempre producían 2/3 amarillo y 1/3 agutí en lugar de ¾ amarillo y ¼ agutí como cabría esperar. La progenie amarilla faltante eran los homocigotas amarillos inviables. Sin embargo, la letalidad no está limitada a genes con efecto fenotípico dominante sino que también puede ser causada por genes recesivos. En estos casos, en condición heterocigótica no afectan la viabilidad del organismo y no producen un efecto fenotípico observable, pero en homocigosis producen cambios notables y muerte.

Ya sea si el gen tiene efecto fenotípico dominante o bien recesivo, se dice que presenta letalidad recesiva cuando los individuos homocigóticos para el alelo deletéreo no sobreviven. Los alelos con letalidad dominante son aquellos que incluso en heterocigosis producen la muerte, ya que una sola copia del alelo silvestre no es suficiente para el desarrollo normal.

Se han encontrado numerosos ejemplos de genes letales que tienen un efecto fenotípico dominante en el heterocigota pero que son letales en condición homocigota. El gen Dexter del ganado vacuno produce terneros con patas cortas (llamados bulldog) en condición heterocigota pero es letal en homocigosis y los terneros generalmente mueren antes de nacer. En el hombre, la aparición de gran número de lunares es causada por el gen de Xeroderma pigmentosum y también es letal cuando el gen está en condición homocigota.

Una característica de los genes letales es que pueden presentar variación en cuanto a su penetración, de modo que no todos los individuos genotípicamente afectados sean fenotípicamente letales. Algunos letales tienen un alto grado de penetración y expresión de manera que muy pocos individuos o más generalmente ninguno pasa el estado embrionario o infantil. En otros casos en cambio, algunos genes permiten la supervivencia de una mayor proporción de genotipos afectados. Según el grado de penetración de los genes letales, se pueden clasificar en:

letales: producen la muerte de todos los individuos que llevan ese gen.

semiletales: cuando producen la muerte de más del 50% de los individuos.

subvitales: producen una proporción de muertes entre el 10% y el 50%. Los genes letales actúan, generalmente, en un estado temprano del desarrollo

(cigóticos), pero también pueden producir la muerte en los gametos (gaméticos). Los genes letales pueden tener un efecto fenotípico dominante o recesivo. Si bien el tipo recesivo es el más común en las poblaciones naturales, se conocen algunos casos de dominantes.

Un ejemplo de letales dominantes se da en las gallinas de la raza creeper, que se caracterizan por tener alas y patas cortas. Cuando las creeper se cruzan con gallinas

86

normales, se obtiene siempre igual proporción de normales y creeper, pero cuando se cruzan dos creeper, las proporciones obtenidas son diferentes: P: creeper x creeper Cc Cc F1: 1 CC : 2 Cc : 1 cc muere creeper normal

Los casos de genes letales recesivos son bastantes numerosos. Uno de los más típicos es el albinismo en las plantas. En este caso mueren los individuos homocigotas, pero los heterocigotas son completamente normales. P: Aa x Aa normal normal F1: 1AA : 2 Aa : 1aa normal normal muere

HERENCIA CITOPLASMÁTICA

Sabemos que los genes cromosómicos son los reguladores naturales de la

herencia; sin embargo, algunas características son codificados por genes localizados en el citoplasma. La herencia citoplasmática se define como una herencia no mendeliana, en la que interviene el ADN de organelos citoplásmicos que se duplican, como mitocondrias y plastidios. La herencia citoplasmática difiere en varios aspectos de la herencia de las características codificadas por genes nucleares:

1) Un cigoto hereda todos los genes nucleares de ambos progenitores, pero todos

sus orgánulos provienen de uno solo de los gametos, generalmente el óvulo. En este caso, los rasgos ligados al citoplasma están presentes en hembras y machos, y pasan a la descendencia desde la madre, nunca desde el padre.

2) Las características heredadas a partir del citoplasma exhiben con frecuencia una gran variación fenotípica dado que no existen mecanismos que garanticen que los genes citoplasmáticos se distribuyan en forma pareja en la división celular.

3) La falta de segregación mendeliana y de proporciones mendelianas características que dependan de la transmisión cromosómica en la meiosis sugiere transmisión extracromosómica.

4) La sustitución de núcleos podría clarificar la existencia de herencia extracromosómica. La transmisión de caracteres sin la transmisión de genes nucleares sugeriría herencia extranuclear.

87

Objetivos

Reconocer la presencia de alelos múltiples en la determinación de un carácter determinado y comprender su forma de herencia.

Reconocer los tipos de genes letales y observar las desviaciones respecto a las proporciones mendelianas clásicas.

Comprender el fenómeno de herencia extracromosómica.

Materiales

Calculadora científica. Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma, etc.)

Actividades

1) Resolver los problemas teóricos utilizando los métodos descriptos anteriormente. Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo de los mismos, deberán ser entregados al finalizar el trabajo práctico.

2) Responder el siguiente cuestionario: a. ¿Por qué se tiene en cuenta el grupo sanguíneo de las series AB0 y Rh en

las transfusiones y no los grupos de otras series? b. ¿Por qué el antígeno D define básicamente al grupo Rh? c. ¿Por qué el análisis de los grupos sanguíneos sólo sirve en algunos casos

para excluir la paternidad y no para asignarla?

Bibliografía

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México.

Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.

Klug, W.S. & M.R. Cummings. 2006. Conceptos de Genética, 8ª ed. Pearson Educación. Lacadena, J.R. 1988. Genética. 4º edición. Ed. Agesa, Madrid. Pierce, B.A. 2010. Genética. Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. Médica

Panamericana. Sanchez-Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.

88

Trabajo Práctico Nº 12

GENÉTICA DEL SEXO Y HERENCIA EN RELACIÓN CON EL SEXO

Los organismos con sexos separados tienen dos tipos de cromosomas: los autosomas y los cromosomas sexuales o alosomas. Según la cantidad de cromosomas implicados en la determinación del sexo y en cual sexo se encuentran presentes, existen diversos tipos de sistemas.

Cromosomas sexuales Los cromosomas heteromórficos, como el par X-Y, caracterizan a menudo a un sexo o al otro, dando lugar a su denominación de cromosomas sexuales. No obstante, son los genes más que los cromosomas, los que finalmente sirven de base subyacente para la determinación del sexo. Diferenciación sexual En el desarrollo temprano, cada embrión pasa por un período en el que es potencialmente hermafrodita. Hacia la quinta semana de gestación, los primordios gonadales aparecen como un par de crestas asociados con cada riñón embrionario. Las células germinales primordiales migran a dichas crestas, en donde se forma un córtex (que se puede desarrollar en ovario), y una médula interna (que se puede desarrollar en testículos), además en cada embrión hay dos series de conductos indiferenciados, masculinos (Wolffian) y femeninos (Mullerian). El cromosoma Y determina la masculinidad Después de establecer que el cromosoma Y contiene la información genética necesaria para la masculinidad, las investigaciones fueron dirigidas a precisar el o los genes específicos capaces de proporcionar la “señal” para determinar el sexo. Durante mucho tiempo se pensó que el cromosoma Y era genéticamente nulo. Sin embargo, ahora se sabe que eso no es cierto, aunque contiene menos genes que el X. Análisis recientes mostraron genes y regiones con función genética potencial, con y sin alelos homólogos en el X. Las Regiones pseudoautosómicas (PAR) están presentes en ambos extremos del cromosoma Y, son homólogas de regiones del cromosoma X, con las que establecen sinapsis y se recombinan durante la meiosis. El resto del cromosoma (aprox. 95%) no se recombina con el X, por ello se lo llamó originalmente Región no recombinante del Y. Pero más recientemente, los investigadores la llamaron Región masculina específica del Y (MSY). Esta última se divide en regiones eucromáticas que contienen genes funcionales y heterocromáticas que carecen de genes. Dentro de la eucromatina, junto a la PAR del brazo corto hay un gen esencial que controla el desarrollo sexual masculino, en la llamada región que determina el sexo (SRY). Esta región codifica el factor de la determinación testicular (TDF).

89

Compensación de dosis La presencia de dos cromosomas X en las mujeres normales y de un único X en los varones normales, es un caso particular cuando se compara con el número igual de autosomas presentes en las células de ambos sexos, esta disparidad daría lugar a un problema de “dosis génica” para todos los genes ligados al X. Los experimentos de Barr y Bertram, realizados en gatas, así como los experimentos de Barr y Moore en la especie humana, demostraron un mecanismo genético que compensa la disparidad de dosis. Las pruebas experimentales demostraron que existe un corpúsculo, llamado corpúsculo de cromatina sexual o corpúsculo de Barr, que corresponde a uno de los dos cromosomas X que se encuentra inactivado. La hipótesis de Lyon explica que la inactivación del cromosoma X es al azar en las células somáticas en una etapa temprana del desarrollo embrionario.

Figura 23. Cromosoma Y humano

PAR

SRY

eucromatina

centrómero

heterocromatina

PAR

eucromatina

Referencias: PAR: Región pseudoautosómica. SRY: Región del Y que determina el sexo. MSY: Región específica masculina del Y MSY

90

Sistemas simples: presentan solamente un par de cromosomas sexuales.

Sistema XX/XY: está presente en el hombre, en la mayoría de los mamíferos y en Drosophila. El hombre tiene 2n=46 cromosomas, de los cuales 44 son autosomas y 2 son sexuales. Aquí las hembras son homogaméticas (XX) y los machos heterogaméticos (XY). Sistema XX/XO: se halla presente en algunos insectos como las langostas (ortópteros) y las chinches (hemípteros). En éstos la hembra tiene XX (sexo homogamético) mientras que el macho posee un solo cromosoma X (sexo heterogamético). Sistema ZZ/ZW: se observa en las aves y algunas mariposas (lepidópteros). La hembra es heterogamética ZW y el macho es homogamético ZZ. Sistema ZZ/ZO: se encuentra en algunas mariposas y otros insectos. La hembra es heterogamética ZO y el macho es homogamético ZZ.

Sistemas múltiples: presentan 3 o más cromosomas sexuales presentes.

Sistema X1X1X2X2/X1X2Y: está presente en algunos mamíferos, las hembras son homogaméticas (X1X1X2X2) y los machos heterogaméticos (X1X2Y). Sistema X1X1X2X2/X1X2O: se halla presente en algunas arañas. En éstos la hembra tiene X1X1X2X2 (sexo homogamético) mientras que el macho posee X1X2O (sexo heterogamético). Sistema ZW1W2/ZZ: se observa en las serpientes; la hembra es heterogamética ZW1W2 y el macho es homogamético ZZ. Sistema Z1Z2W/Z1Z1Z2Z2: aquí la hembra es heterogamética Z1Z2W y el macho es homogamético Z1Z1Z2Z2.

Sistema haplodiploide: en abejas, avispas y hormigas (himenópteros). En el caso de las abejas, la hembra tiene 2n=32 (diploide) y el macho 2n=16 (haploide).

Herencia ligada al sexo. La relación entre la determinación del sexo y la presencia de otros caracteres no sexuales fue establecida por primera vez por Morgan en Drosophila melanogaster. Cualquier gen localizado en el cromosoma X o en su análogo Z (en las aves) se dice que está ligado al sexo. El primer gen ligado al sexo encontrado fue un mutante recesivo que determina el color blanco de ojos (w). En un cultivo de Drosophila apareció espontáneamente un macho mutante con ojos blancos y se realizaron los siguientes cruzamientos: P: ♀ ojos rojos x ♂ ojos blancos

91

F1: ♀ y ♂ ojos rojos F2: ♂ ojos rojos : ♂ ojos blancos : ♀ ojos rojos

En la F2 se encontraban ausentes las hembras con ojos blancos que deberían aparecer. Sin embargo, si se realizaba una retrocruza entre las hembras de ojos rojos de la F1 con los machos parentales de ojos blancos se obtenían ojos blancos en las hembras. Debido a que el macho de Drosophila tiene un solo cromosoma X, el carácter ojos blancos (w) se expresa a pesar de ser recesivo (el Y no tiene ningún gen para el color de ojos). Considerando los genotipos, los resultados obtenidos por Morgan se pueden explicar de la siguiente manera: P: ♀ WW x ♂ wY rojo blanco F1: ♂ WY : ♀ Ww rojo rojo F2: ♂ WY : ♂ wY : ♀ WW : ♀ Ww rojo blanco rojo rojo

Objetivos

Comprender los sistemas de determinación cromosómica del sexo.

Comprender el mecanismo de herencia de un carácter ligado al sexo.

Observar y determinar las diferencias en la segregación de un gen ligado al sexo respecto a un gen autosómico.

Materiales

Calculadora científica Lápiz negro y goma Hojas blancas

Actividades

1) Resolver los problemas teóricos utilizando los métodos descriptos anteriormente. Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo de los mismos, deberán ser entregados al finalizar el trabajo práctico.

Bibliografía

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México.

Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.

Lacadena, J.R. 1988. Genética. 4º edición. Ed. Agesa, Madrid. Sanchez-Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona.

92

Sinnott, E.W., Dunn, L.C. & T. Dobzhansky. 1961. Principios de Genética. Ed. Omega. Barcelona.

Stansfield, W.D. 1971. Teoría y problemas de Genética. Ed. McGraw-Hill. México. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.

93

Trabajo práctico Nº 13

LIGAMIENTO, RECOMBINACIÓN Y MAPEO DE LOS GENES

Cuando Sutton en 1903 relacionó por primera vez los factores mendelianos con

los cromosomas, supuso que probablemente el número de cromosomas de todos los organismos sería inferior a la cantidad de factores mendelianos. Por lo tanto cabría esperar que los genes situados en un mismo cromosoma tendieran a transmitirse en grupo o sea como si estuvieran ligados en una sola unidad.

Las primeras pruebas de la ocurrencia de ligamiento fueron encontradas comparando las proporciones fenotípicas esperadas para la transmisión independiente con las frecuencias observadas. Como sabemos cuando hay transmisión independiente de genes, en la F2 se espera una proporción fenotípica de 9 A_B_: 3A_bb; 3 aaB_: 1 aabb. El primer ejemplo de una desviación de estas proporciones fue encontrado por Bateson y Punnett en 1906 cruzando diferentes variedades de guisantes. Ellos encontraron que al cruzar variedades con diferente color de flor y distinta forma de fruto (AABB x aabb), en la F2 se obtenía una proporción muy alta de individuos con los fenotipos parentales (A_B_ y aabb) y una cantidad disminuida de combinaciones nuevas (A_bb y aaB_). Parecía como si las variedades paternas originales AABB y aabb produjesen gametos en los cuales los genes AB y ab permanecían asociados en forma permanente a lo largo de las generaciones. La posibilidad de éstos genes de ir a gametos separados, está dada por la frecuencia de recombinación que exista entre los genes, y esta depende a su vez de la distancia física a la que se encuentren.

Para detectar la diferencia entre la transmisión independiente y el ligamiento de dos pares de genes el método más sencillo consiste en comparar las cantidades de individuos de cada clase fenotípica observada con las cantidades esperadas según la transmisión independiente. La diferencia entre ambas cantidades se puede comprobar mediante una prueba de X2. Por ejemplo, el apareamiento de un heterocigota AaBb con una homocigota recesivo aabb daría cuatro tipos de descendientes: AaBb, Aabb, aaBb y aabb. Si la transmisión de los genes a y b fuera independiente, se esperaría ¼ o 25% de cada clase y cualquier distorsión con respecto a estas proporciones se pueden detectar con una prueba de X2.

Por ejemplo se cruzan dos individuos AABB x aabb y a la F1 heterocigota se le hace una cruza prueba dando estos resultados:

AaBb Aabb aaBb aabb total Observado 140 38 32 150 360 Esperado 90 90 90 90 360 La prueba de X2 para tres grados de libertad da un total de 135,19 lo cual indica

que las desviaciones observadas son significativamente diferentes a las esperadas. Para descartar una distribución distorsionada de los genes a y b individuales se puede calcular la X2 de cada uno de ellos.

Mapas genéticos. Cuando en 1911 Morgan descubrió el ligamiento en Drosophila supuso que probablemente existía alguna relación entre la frecuencia de recombinación de los genes ligados y la distancia lineal existente entre los genes en el

94

cromosoma. Numerosos experimentos, principalmente en Drosophila demostraron que esto realmente es así.

El grado de separación entre los genes puede establecerse en forma relativa a través de su frecuencia de recombinación. Mediante esta técnica puede determinarse el orden y la distancia relativa entre los genes y construirse un mapa de ligamiento o mapa genético. Si el orden de tres genes es A-B-C y se utiliza la frecuencia de recombinación para estimar las distancias, la suma de las distancias entre A-B y B-C será igual a la distancia entre A-C. Esto se debe a que la frecuencia de recombinación es una función de la distancia entre los genes. Si dos genes se encuentran muy separados en el cromosoma, la probabilidad de recombinación será mayor que si estos genes se encuentran ubicados cerca. Este hecho conduce a la posibilidad de confeccionar mapas genéticos, que son diagramas que muestran la posición relativa de los genes en los cromosomas.

Diagrama teórico de una experiencia para mapas genéticos

Se utilizan dos cepas de D. melanogaster, una salvaje y otra mutante para tres genes recesivos: white (ojos blancos), cut (alas cortadas) y forked (quetas retorcidas).

a b c + + + Padres X

a b c F1 Cruza + + + a b c Prueba X a b c

Suponiendo que el orden de los genes en el cromosoma es a - b - c, se pueden

distinguir dos regiones. a b c Región I II + + + Tipos progenitores Hembras Machos a b c a b c a b c

95

a b c + + + + + + Crossing-over en Región I (SI) a b c a + + a + + a b c + b c + b c Crossing-over en Región II (SII) a b c a b + a b + a b c + + c + + c Crossing-over en Región I-II (DI-II) a b c + b + + b + a b c a + c a + c

Si el orden de los loci en el cromosoma es a - b - c, el ligamiento entre los loci a y b puede determinarse dividiendo la suma de clases que recombinan en la región I (SI

96

+ D1 - II) por el número total de individuos analizados. De la misma manera la distancia entre b y c se determina sumando SII + DI -II y dividiendo por el número total de individuos analizados. La distancia entre a y c será:

SI + SII + 2 DI - II =

TOTAL

Para determinar el orden de los tres loci se debe tener en cuenta lo siguiente: 1) Las clases progenitoras difieren de las clases con doble "cross-over" por el gen que

está en el centro. 2) Las clases que no han experimentado "cross-over" son siempre muy numerosas,

mientras que las que tienen doble "cross-over" son las menos numerosas. Objetivos

Comprender el fenómeno de ligamiento.

Determinar la frecuencia de recombinación entre dos genes determinados.

Establecer el grado de ligamiento entre genes.

Comprender la utilidad de la construcción de mapas genéticos

Establecer el orden de ligamiento de los genes

Determinar las distancias relativas entre tres genes a través de su frecuencia de recombinación

Materiales

Calculadora científica Lápiz negro y goma Hojas blancas

Actividades

1) Resolver los problemas teóricos utilizando los métodos descriptos anteriormente. Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo de los mismos, deberán ser entregados al finalizar el trabajo práctico.

Bibliografía

Bridges, C. B. & K. S Brehne. 1944. The mutants of Drosophila melanogaster. Carnegie Institution, Washington. Publ. 552.

Demerec, M. & B.P. Kaufmann. 1964. Drosophila guide, introduction to the genetics and cytology of Drosophila melanogaster. Carnegie Institution, Washington. 44 pp.

Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.

Lacadena, J.R. 1981. Genética. 3º edición. Ed. AGESA. Madrid. Lacadena, J.R. 1996. Citogenética. 1º edición. Ed. Complutense. Madrid. Strickberger, M.W. 1962. Experiments in genetics with Drosophila. John Wiley and

Sons, New York. 144 pp. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.

97

Trabajo Práctico N° 14

MUTACIONES CROMOSÓMICAS ESTRUCTURALES

Las mutaciones son cambios producidos en la constitución genética de un

individuo, que son heredables y se transmiten a las generaciones futuras. Las mutaciones pueden ocurrir en células somáticas, en cuyo caso solo afectan al individuo en que ocurren y solamente en forma parcial, produciendo un mosaico genético. Una mutación somática no se transmite a la descendencia y desaparece con la muerte del propio individuo.

En las especies con reproducción sexual, las mutaciones que afectan la línea germinal sí se transmiten a la descendencia, originando individuos que llevan la mutación tanto en la línea somática como en la germinal.

Las mutaciones, en general, se pueden clasificar de la siguiente manera: 1- Cromosómicas a) Numéricas aneuploidía euploidía b) Estructurales deleción duplicación inversión translocación

2- Génicas o puntuales

En los rearreglos estructurales de los cromosomas, el número de cromosomas en la mayoría de los casos permanece constante pero se produce pérdida, ganancia o reordenación del material hereditario. Según el número de rupturas, su localización y la forma de unión de los extremos rotos se pueden producir varios cambios estructurales diferentes. A estos se los puede clasificar en dos grandes grupos:

Cambios en el número de genes - Deficiencias o deleciones - Duplicaciones

Cambios en el ordenamiento o disposición de los genes - Inversiones - Translocaciones

Deficiencias o deleciones. Las deleciones constituyen una pérdida de material

cromosómico. Si ocurre una sola ruptura cerca del extremo del cromosoma se pierde el segmento restante del cromosoma generándose una deficiencia terminal. También pueden producirse dos roturas y posterior pérdida del segmento con lo que se produce una deficiencia intersticial. Las deleciones terminales parecen ser más simples y por lo tanto más factibles de ocurrir ya que implican solamente una rotura. Sin embargo, la gran mayoría de las deficiencias detectadas hasta ahora son de tipo intersticial o sea intercalado en el cromosoma. Al producirse una deleción el segmento se pierde ya que carece de centrómero y no puede migrar a los polos en la anafase. Al perderse este fragmento, uno de los cromosomas del individuo carecerá de los genes ubicados en

98

esa región. Debido a ello, cualquier alelo recesivo que presente el cromosoma homólogo en esa región se va a manifestar.

Duplicaciones. Las duplicaciones son cambios estructurales donde se produce la repetición de un segmento cromosómico. Las duplicaciones constituyen adiciones de partes de un cromosoma, produciéndose la presencia en exceso de una sección de un cromosoma con respecto a lo normal.

Desde el punto de vista funcional, la ocurrencia de duplicaciones permite que no se produzcan desequilibrios funcionales en caso de que ocurra una mutación en una de las copias del gen. Desde el punto de vista evolutivo las duplicaciones han tenido un rol preponderante en el origen de las familias multigénicas o sea varios genes relacionados que han derivado de un único gen, como es el caso de las hemoglobinas. Al producirse la duplicación de un gen, una de las copias puede con el tiempo cambiar su función sin alterar el funcionamiento normal del individuo pudiendo originar nuevos genes con funciones similares o diferentes.

Inversiones. Los cambios estructurales que vimos hasta ahora producen

cambios en el número de genes. Sin embargo, en muchos rearreglos la cantidad de material hereditario permanece constante pero la disposición de dicho material puede variar dando lugar a efectos nuevos. Uno de estos rearreglos implica a las inversiones, en las que un segmento del cromosoma cambia de sentido dentro del propio cromosoma. Es decir se producen dos roturas seguidas de un giro de 180º del segmento, invirtiéndose el orden de los genes que comprende esa región.

Según la región de los cromosomas que comprendan, las inversiones pueden ser pericéntricas si la región invertida incluye al centrómero, o paracéntricas si no incluye al centrómero. Una de las mayores modificaciones o alteraciones que causan las inversiones es el apareamiento de los cromosomas durante la meiosis y la recombinación de los cromosomas. En los individuos heterocigotas para una inversión el cromosoma no invertido forma una especie de bucle o lazo dentro del cual se dispone el cromosoma invertido formando un asa pero en orden inverso o contrario. A través de esta asa de inversión los cromosomas homólogos se pueden aparear en toda su longitud, a pesar de la inversión de un segmento de uno de ellos.

En individuos heterocigotas para una inversión paracéntrica, si ocurre un solo entrecruzamiento dentro del asa de inversión se formará un fragmento acéntrico y un cromosoma dicéntrico entre las cromátidas involucradas. El fragmento acéntrico se pierde ya que no puede migrar a los polos, mientras que el dicéntrico formará un puente en Anafase I que se puede romper en cualquier parte. Como consecuencia de ello, las dos cromátidas recombinantes serán inviables mientras que las otras dos que no sufrieron entrecruzamiento darán gametos viables. O sea se produce una reducción de la fertilidad del 50% y los cromosomas resultantes son de tipo parental, es decir sin recombinación.

En los heterocigotas para una inversión pericéntrica también se formará el asa de inversión, pero la ocurrencia de un entrecruzamiento traerá como consecuencia la formación de cromátidas recombinantes anormales, una con duplicaciones y la otra con deleciones. Al igual que en las inversiones paracéntricas solamente las dos cromátidas parentales darán origen a gametos normales.

99

Las inversiones son en sí mismas un mecanismo supresor de la recombinación, ya sea porque no se produce recombinación dentro del asa de inversión o porque si se producen todos los productos recombinantes resultan inviables. Los únicos gametos viables serán los que presentan cromosomas parentales sin recombinación. La ocurrencia de doble entrecruzamiento es poco probable, por lo cual las inversiones en general tienen un efecto supresor de la recombinación y por lo tanto los genes ubicados en la región invertida tenderán a transmitirse como una unidad. En muchos casos puede formarse lo que Darlington denomina un supergen, es decir un grupo de genes ligados que son transmitidos o tienden a ser transmitidos como una unidad hereditaria y se mantienen juntos en el cromosoma.

Translocaciones. Las translocaciones son cambios estructurales en que se

produce la transferencia de una porción de un cromosoma a otro cromosoma no homólogo. Es decir, un segmento de cromosoma cambia su posición dentro del complemento cromosómico modificando los grupos de ligamiento. A las translocaciones se las puede clasificar de varias maneras diferentes y existen numerosas clasificaciones. Pero según el número de cortes y cromosomas implicados las podemos clasificar simplemente en:

Translocaciones simples: implican una sola ruptura en el cromosoma y la transferencia del fragmento resultante al telómero de otro cromosoma.

Translocaciones recíprocas o intercambios: estas translocaciones ocurren cuando se producen rupturas en dos cromosomas no homólogos y los fragmentos resultantes se intercambian.

En los individuos homocigotas para las translocaciones la meiosis será normal,

formándose la misma cantidad de bivalentes que en los individuos sin translocación y produciéndose gametos viables. Sin embargo, el apareamiento y los productos meióticos son bastante distintos en el caso de un individuo heterocigota para una translocación recíproca. En este individuo en la meiosis se aparearán los dos cromosomas translocados y los dos homólogos correspondientes formándose un tetravalente. En la anafase I los cromosomas pueden segregar de dos maneras diferentes. En la orientación alterna o en zig-zag los cromosomas no translocados se dirigen a un polo y los cromosomas translocados van al otro, de manera que cada gameto tendrá un complemento cromosómico equilibrado y los gametos serán viables. En la orientación adyacente se forma un anillo en metafase y se dirigen a cada polo un cromosoma translocado y uno no translocado, dando lugar a gametos no equilibrados con duplicaciones y deleciones. La orientación adyacente puede producirse de dos maneras diferentes, una cuando migran los centrómeros homólogos a los mismos polos y la otra si migran centrómeros no homólogos al mismo polo. En cualquier caso, la consecuencia de la orientación adyacente será la producción de gametos desequilibrados y la orientación alterna dará gametos balanceados.

Cuando las translocaciones implican a más de dos pares de cromosomas en la meiosis pueden encontrarse anillos con seis, ocho o más cromosomas. En estos casos se habla de translocaciones múltiples. En algunas especies, se ha producido la acumulación de translocaciones recíprocas a lo largo de la evolución, pudiendo en

100

algunos casos llegar a formar complejos en que están implicados todos los cromosomas del complemento. Las translocaciones múltiples son frecuentes principalmente en plantas, dónde los casos más conocidos pertenecen a los géneros Oenothera y Rhoeo. Rhoeo discolor presenta diferentes combinaciones de translocaciones, por lo que en la meiosis se encuentran desde seis bivalentes individuales (raramente) hasta anillos de 12 cromosomas.

Figura 24. a. Duplicación. b. Deleción. c. Translocación. d. Inversión. (Extraído de Pierce 2010).

Objetivos

Diferenciar los distintos tipo de rearreglos cromosómicos estructurales.

Analizar el comportamiento meiótico de cromosomas con rearreglos estructurales.

Comprender las consecuencias evolutivas de los cambios estructurales. Actividades

1) Analice las consecuencias citológicas de las inversiones en preparados de Oziroë argentinensis. Para ello:

a- Observe y esquematice los cromosomas en Anafase I en las que se observe puentes anafásicos y fragmentos acéntricos. b- Calcule la frecuencia de los puentes y fragmentos contando no menos de 200 células en Anafase I. c- Explique el origen de los puentes y fragmentos mediante un diagrama marcando con letras los segmentos cromosómicos. d- Determine el tipo de inversión que se ha producido en este individuo.

2) Analice las consecuencias citológicas de las translocaciones en preparados de Rhoeo discolor, una especie heterocigota para translocaciones.

a- Analice las configuraciones de los cromosomas meióticos de Rhoeo discolor.

a.

d. c.

b.

101

b- Observe y esquematice las distintas orientaciones que pueden presentar los cromosomas en Metafase I y Anafase I. c- Explique las consecuencias que traerán aparejadas las orientaciones observadas.

Bibliografía

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México.

Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.

Lacadena, J.R. 1981. Genética. 3º edición. Ed. AGESA. Madrid. Lacadena, J.R. 1996. Citogenética. 1º edición. Ed. Complutense. Madrid. Sanchez-Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona. Pierce, B.A. 2010. Genética. Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. Médica

Panamericana.

102

Trabajo Práctico N°15

MUTACIONES CROMOSÓMICAS NUMÉRICAS

Las mutaciones numéricas pueden ser de dos tipos euploidía que implica dotaciones completas de cromosomas y la aneuploidía que son variaciones que involucran cromosomas aislados o individuales de una dotación cromosómica. En este trabajo veremos el primer caso, la poliploidía.

Las variaciones en juegos completos de cromosomas son altamente frecuentes en las plantas y algo raras en algunos grupos de animales. En la euploidía todo el complemento cromosómico se encuentra duplicado una o varias veces, de manera que un individuo puede tener tres cuatro o más cromosomas de cada clase. A los individuos que presentan duplicaciones del juego haploide de cromosomas se los denomina poliploides. Cuando hay tres cromosomas de cada clase, o sea tres juegos haploides completos se los llama triploides, si hay cuatro tetraploide, si hay seis hexaploides y así sucesivamente.

Un individuo diploide tiene una dotación cromosómica normal con dos juegos idénticos de x cromosomas cada uno, de manera que tales x son diferentes entre sí. Al conjunto de x cromosomas se lo llama genomio, y al conjunto de cromosomas que forman un x se lo llama número básico. Por lo tanto, un triploide tendrá 3x o tres juegos de cromosomas, un tetraploide 4x o cuatro juegos de cromosomas, y así sucesivamente.

Dentro de los poliploides, se pueden distinguir dos tipos diferentes: - Autopoliploides: se originan por duplicación de cromosomas de la misma especie,

por ejemplo si denominamos a una especie A, un diploide tendrá dos jegos de cromosomas (AA), pero un autopoliploide tendrá juegos adicionales (AAA, AAAA, etc.).

- Alopoliploides: son producto de hibridación entre las especies y subsiguiente duplicación de cada complemento cromosómico. En este caso se produce la hibridación de una especie A con una B y el híbrido resultante (AB) sufre duplicación de los cromosomas de manera que tendrá dos juegos de cromosomas de la especie A y dos juegos de la especie B (AABB) en el caso de un tetraploide.

Debido al diferente origen de estos dos tipos de poliploides, el comportamiento de los cromosomas en la meiosis es significativamente diferente en los autopoliploides y en los alopoliploides. En los autopoliploides habrá varios cromosomas idénticos por lo cual se formarán multivalentes en la meiosis y en muchos casos habrá segregación anormal de los cromosomas. Por ejemplo un autotetraploide (AAAA) tiene cuatro cromosomas del mismo tipo y por lo tanto en lugar de formarse bivalentes tenderá a formar tetravalentes que frecuentemente tienen un comportamiento irregular en la anafase. En la anafase, pueden migrar dos cromosomas hacia cada polo, pero también pueden segregar en forma desbalanceada yendo tres a un polo y uno solo al otro. De esta manera, algunos gametos tendrán cromosomas de más y otros tendrán cromosomas de menos, reduciendo la fertilidad del individuo.

En los alopoliploides, la situación es generalmente diferente. Por ejemplo en un alotetraploide habrá dos juegos cromosómicos de cada especie parental (AABB) y por lo tanto en la meiosis se producirán bivalentes que migrarán en forma normal a los polos sin producirse gametos desbalanceados y reducción de la fertilidad del individuo.

103

Los alopoliploides se producen por hibridación entre dos especies y posterior duplicación de los cromosomas. Al cruzarse entre sí dos especies diploides, el híbrido producido (AB) será estéril debido a que tiene 1 solo cromosoma de cada clase que se comportarán en forma irregular en la meiosis. Sin embargo, ocasionalmente el híbrido puede formar gametos sin reducir, es decir diploides. Si se unen dos de estos gametos, el individuo resultante será un tetraploide (AABB) en que cada cromosoma tendrá otro idéntico, con lo cual se formarán bivalentes y se producirán gametos normales.

ESQUEMA DE LOS DIFERENTES TIPOS DE POLIPLOIDES

104

Objetivos

Reconocer los distintos tipos de poliploidía

Analizar el comportamiento meiótico de organismos autopoliploides

Distinguir las consecuencias de la poliploidía Materiales

Elementos de dibujo.

Actividades [Se les entregará a los alumnos una serie de preparados ya teñidos de Allium

pulcherrima (Liliaceae), una especie poliploide. Se deberán observar los preparados de meiosis y analizar el comportamiento de los cromosomas, tratando de detectar las configuraciones que presenta. Para ello se deberán observar no menos de 30 células en diacinesis o metafase I.

A partir de las observaciones realizadas deberá realizar las siguientes actividades: 1. Establecer si se encuentran multivalentes en la meiosis. En caso positivo indique la

cantidad. 2. Determinar qué tipo de poliploide es la especie en estudio. Explique detalladamente

porque. 3. ¿Cuál es el nivel de ploidía de la especie?. 4. En base a las observaciones anteriores establecer la formula genómica de esta

especie. 5. Determinar la frecuencia de cromosomas rezagados en anafase I contando no

menos de 100 células.] Determinar el grado de ploidía de las siguientes especies de Turnera. Determinación de la Fertilidad del Polen En un programa de mejoramiento, cuando se debe elegir el parental masculino, es muy importante seleccionar aquél que tenga mayor porcentaje de polen viable. Para la elaboración de los preparados, recoger flores adultas. Se hace la disección para retirar las anteras y se las coloca en un portaobjetos, separando los granos de polen. Sobre éstos se vierte una gota del colorante Carmín-Glicerina y se coloca el cubreobjetos. Esperar media hora. Al microscopio, observar los preparados, contabilizando los granos fértiles, que son los que están totalmente coloreados, generalmente esféricos de tamaño medio. Es necesario, como término medio, efectuar un recuento de al menos 300 granos de polen en total. Con los valores hallados, se determina el porcentaje de granos fértiles de cada especie:

Granos fértiles Granos estériles % de granos fértiles

105

Observados Suma de observaciones

Bibliografía

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México.

Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.

Lacadena, J.R. 1981. Genética. 3º edición. Ed. AGESA. Madrid. Lacadena, J.R. 1996. Citogenética. 1º edición. Ed. Complutense. Madrid. Sanchez-Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona. Sinnott, E.W., Dunn, L.C. & T. Dobzhansky. 1970. Principios de Genética. 4º edición. Ed.

Omega. Barcelona. Srb, A.M., Owen, R. D. & R. S. Edgar. 1978. Genética General. 4º edición. Ed. Omega.

Barcelona. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.

106

Trabajo Práctico Nº 16

MUTACIONES GÉNICAS O PUNTUALES

Las mutaciones génicas o puntuales, son cambios que se producen a nivel de un gen, como puede ser la sustitución de una base, un error en la reparación del ADN o un daño causado por agentes mutágenos.

Tipos de mutaciones génicas: - Sustituciones de bases. Es la alteración de un solo nucleótido en el ADN. Hay dos

tipos de sustituciones de bases. En una transición se reemplaza una purina por otra diferente (A G), o alternativamente, una pirimidina se reemplaza por otra pirimidina diferente (C T). En una transversión, una purina es reemplazada por una pirimidina, o viceversa.

Figura 25. Esquema de las distintas sustituciones de bases.

- Inserciones y deleciones. Es la adición (inserción) o la eliminación (deleción) de uno o

más pares de nucleótidos. Las inserciones y deleciones dentro de secuencias que codifican proteínas pueden conducir a mutaciones del marco de lectura, que son cambios en el marco de lectura de un gen. Las mutaciones del marco de lectura suelen alterar todos los aminoácidos codificados por los nucleótidos que se ubican después de la mutación y, por lo tanto, tienen efectos drásticos en el fenotipo. Una excepción la constituyen las inserciones/deleciones que consisten en algún múltiplo de tres nucleótidos y que restablecen el marco de lectura (Figura 26).

107

Figura 26. Analogía de los efectos de la sustitución, la deleción y la inserción de una letra en una frase formada por palabras de tres letras, que demuestra las mutaciones puntuales y de cambio de marco de lectura. *Nota: La frase THE CAT SAW THE DOG, se traduce “el gato vio al perro”, y en la columna de sustituciones: THE BAT SAW THE DOG (el murciélago vio al perro), THE CAT SAW THE HOG (el gato vio al erizo), y THE CAT SAT THE DOG (el gato entristeció al perro) (modificado de Klug et al., 2006).

Objetivos

Asimilar el significado del término mutación

Reconocer los tipos de mutaciones posibles y el nivel a los que pueden ocurrir

Comprender la importancia evolutiva de las mutaciones Materiales

Calculadora científica. Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma, etc.) Actividades

1) Resuelva los problemas teóricos. Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo de los mismos, deberán ser entregados al finalizar el trabajo práctico. Bibliografía

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México.

Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.

Klug W.S., Cummings M.R., Spencer C.A. 2006. Conceptos de Genética. 8ª edición. Ed. Pearson Educación S.A. Madrid.

Lacadena, J.R. 1981. Genética. 3º edición. Ed. AGESA. Madrid. Pierce, B.A. 2010. Genética: Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. médica

Panamericana S.A. Madrid. Sanchez-Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.

Mutación puntual Mutación de marco de lectura Mutación de marco de lectura

108

Trabajo Práctico N° 17

HERENCIA CUANTITATIVA

Mendel en sus trabajos sobre arvejas veía caracteres perfectamente

contratantes (flores rojas o flores blancas, planta alta o enana). No obstante no todas las diferencias entre los individuos y entre las variedades o razas son de ésta clase. Existen caracteres como la estatura y el peso, y la mayoría de los caracteres económicos importantes como ser: producción de frutos, semillas, huevos, cantidad de leche, carne, etc., que no pueden ser clasificados en clases perfectamente distinguibles. Estos caracteres reciben el nombre de cuantitativos. En cambio, a los caracteres en que si pueden distinguirse clases o categorías se los llama cualitativos. Se llama herencia cuantitativa o herencia multifactorial, cuando varios juegos de alelos producen efectos más o menos iguales y acumulativos sobre el mismo carácter.

Por ejemplo en el trigo algunas variedades tienen granos rojos y otras blancos, siendo el rojo dominante sobre el blanco. Cada alelo dominante aporta una parte a la generación del color rojo, pero al haber tres pares de genes implicados existían heterocigotas que son más rojos que otros. Al cruzar un individuo homocigota dominante (rojo) por otro homocigota recesivo (blanco) toda la descendencia presenta color rojo claro o rosado. Al cruzar entre sí a estos individuos, en la descendencia de obtendrá una proporción de 63 individuos con diferentes tonos de rojos y solamente 1 blanco. La distribución fenotípica resultante de la segregación de los tres pares de genes se acerca bastante a la distribución normal esperada para los caracteres cuantitativos. P: R1R1R2R2R3R3 x r1r1r2r2r3r3 F1: R1r1R2r2R3r3 F2: 1 R3R3 1 R1R1R2R2R3R3 rojo

1 R2R2 2 R3r3 2 R1R1R2R2R3r3 1 r3r3 1 R1R1R2R2r3r3 1 R3R3 2 R1R1R2r2R3R3 1 R1R1 2 R2r2 2 R3r3 4 R1R1R2r2R3r3

1 r3r3 2 R1R1R2r2r3r3 1 R3R3 1 R1R1r2r2R3R3 1 r2r2 2 R3r3 2 R1R1r2r2R3r3 1 r3r3 1 R1R1r2r2r3r3 1 R3R3 2 R1r1R2R2R3R3 1 R2R2 2 R3r3 4 R1r1R2R2R3r3 1 r3r3 2 R1r1R2R2r3r3 1 R3R3 4 R1r1R2r2R3R3 2 R1r1 2 R2r2 2 R3r3 8 R1r1R2r2R3r3 rosado

109

1 r3r3 4 R1r1R2r2r3r3 1 R3R3 2 R1r1r2r2R3R3 1 r2r2 2 R3r3 4 R1r1r2r2R3r3 1 r3r3 2 R1r1r2r2r3r3 1 R3R3 1 r1r1R2R2R3R3 1 R2R2 2 R3r3 2 r1r1R2R2R3r3 1 r3r3 1 r1r1R2R2r3r3 1 R3R3 2 r1r1R2r2R3R3 1 r1r1 2 R2r2 2 R3r3 4 r1r1R2r2R3r3 1 r3r3 2 r1r1R2r2r3r3 1 R3R3 1 r1r1r2r2R3R3 1 r2r2 2 R3r3 2 r1r1r2r2R3r3 1 r3r3 1 r1r1r2r2r3r3 blanco

Cualquiera de los R1, R2 o R3 aportan para producir el tono rojo y su intensidad depende de cuántos de éstos genes se encuentren juntos. Es decir, los efectos de éstos genes actúan en forma acumulativa y no existe codominancia.

La causa de esta distribución es la segregación al azar de los tres pares de genes implicados. Aunque en la distribución de estos tres pares de genes aun existen grados o clases que pueden diferenciarse, las clases se van reduciendo al aumentar el número de genes implicados en la determinación del carácter cuantitativo. Debido que en la determinación de una carácter cuantitativo intervienen varios pares de genes a estos se los denomina factores o genes múltiples. A los factores múltiples se los denomina también poligenes. Los poligenes pueden definirse como genes que presentan un efecto fenotípico pequeño sobre un carácter determinado y que pueden complementarse entre sí para producir cambios cuantitativos observables. En muchos casos, estos efectos cuantitativos son aditivos, es decir pueden sumarse y dar fenotipos que son la suma total de los efectos positivos y negativos de los genes individuales. Determinación del número de genes

El numero posible de genes puede estimarse considerando que al aumentar la cantidad de pares de genes disminuye la proporción de individuos exactamente iguales a los progenitores originales. Por ejemplo, a partir de un cruzamiento inicial entre homocigotas para una par de genes (AA x aa), una cuarta parte de la F2 será igual a cada uno de los progenitores originales (1/4 AA, 2/4 Aa, 1/4 aa). Para dos pares de genes, la proporción de la F2 con un genotipo paterno desciende a 1/16. Para tres la proporción es 1/64. Un cruzamiento entre individuos de la F1 heterocigota para n pares de genes dará lugar por lo tanto a 1/4n de descendientes con el genotipo de uno de los progenitores. Así, para 4 pares de genes se esperaría que 1/256 (1/44) individuos de la F2 presentasen el mismo genotipo que uno de los progenitores.

110

Genes modificadores

Un caso interesante de genes múltiples se presenta cuando dichos genes producen su efecto en un carácter cuya aparición depende a su vez de otro gen. Por ejemplo el pelaje manchado de muchos animales se debe a un gen recesivo que podemos designar s, de manera que los individuos de color uniforme son SS o Ss, mientras que los animales ss son manchados. Sin embargo, el grado del manchado está determinado por genes múltiples, de manera que los individuos varían considerablemente en cuanto a las manchas, oscilando entre casi sin manchas a muy manchados. Como el carácter manchado depende de un solo gen, a los genes múltiples que lo afectan se los denomina genes modificadores.

Los genes modificadores actúan cambiando la magnitud del efecto de un gen principal o mayor. Los genes modificadores tienen un efecto pequeño que determinan el efecto final del gen mayor. Estos no tienen ningún efecto si no está presente el gen principal. Para el caso anterior, los genes modificadores que determinan el grado del manchado no tienen ningún efecto en individuos sin manchas. Objetivos

Interpretar la forma de transmisión de los caracteres cuantitativos.

Resolver problemas sobre caracteres determinados en forma cuantitativa.

Comprender la utilidad del conocimiento de la herencia cuantitativa. Materiales Calculadora Lápiz negro y goma Hojas blancas Procedimiento

Se entregarán a los alumnos una serie de problemas teóricos, que deberán resolver detallando el planteo y desarrollo de los mismos. Esto deberá ser entregado al finalizar el trabajo práctico.

111

Trabajo Práctico N° 18

GENÉTICA DE POBLACIONES

La Genética de Poblaciones es la rama de la Genética que estudia la dotación genética de los grupos de individuos y cómo cambia con el tiempo la composición genética de un grupo. Los genetistas poblacionales generalmente enfocan su atención en una población mendeliana, que es un grupo de individuos que se cruzan entre ellos, que se reproducen sexualmente, y que poseen un conjunto de genes comunes, el conjunto génico. Una población evoluciona a través de cambios en este conjunto génico; por lo tanto, la Genética de Poblaciones es también un estudio de la evolución. Los genetistas poblacionales estudian la variación de los alelos dentro de un grupo y entre grupos, y las fuerzas evolutivas responsables de formar los patrones de variación genética que se encuentran en la naturaleza.

La composición genética de una población puede describirse a partir de sus frecuencias genotípicas y génicas. La ley de Hardy-Weinberg describe los efectos de la reproducción y de las leyes de Mendel sobre las frecuencias génica y genotípica de una población. Supone que una población es grande, con apareamiento al azar y libre de los efectos de mutación, migración y selección natural. Cuando estas condiciones se cumplen, las frecuencias génicas no cambian y las frecuencias genotípicas se estabilizan después de una generación de apareamiento al azar en las proporciones de equilibrio de Hardy-Weinberg p2, 2pq y q2, donde p y q son la frecuencia de los genes.

Si consideramos por ejemplo el grupo sanguíneo MN, hay un total de 200 genes en una población de 100 individuos. Si en la población hay 50 individuos MM, 20 MN y 30 NN, la frecuencia del gen M será: 100 (50x2) + 20: 120/200 o 0,6 y la frecuencia del gen N será: 20 + 60 (30x2): 80/200 o 0,4. Designamos como p a la frecuencia del gen M y q a la frecuencia del gen N, de manera que siempre p + q = 1. De acuerdo a la ley de Hardy-Weinberg, las frecuencias genotípicas en equilibrio estarán dadas por:

p2(MM) + 2pq(Mn) + q2(nn) = 1 Si la frecuencia de p (M) es 0,6 y la de q (N) es 0,4, las frecuencias genotípicas en equilibrio serán:

p2 (MM)= (0,60)2 = 0,36 2pq (MN)= 2 . (0,60) . (0,4) = 0,48

q2 (NN) = (0,40)2 = 0,16 Objetivos

Calcular las frecuencias génicas y genotípicas de una población.

Comprender el principio o ley de Hardy-Weinberg y sus aplicaciones.

Estimar las frecuencias genotípicas de equilibrio de una población. Materiales

112

Guía de Trabajos Prácticos Calculadora científica Lápiz negro, goma, etc. Actividades

1) Resolver los problemas teóricos utilizando los métodos descriptos anteriormente. Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo de los mismos, deberán ser entregados al finalizar el trabajo práctico. Cuestionario Bibliografía

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México.

Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.

Lacadena, J.R. 1981. Genética. 3º edición. Ed. AGESA. Madrid. Pierce, B.A. 2010. Genética: Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. médica

Panamericana S.A. Madrid. Sanchez-Monge, E. 1974. Fitogenética, Mejora de plantas. Ed. INIA. Madrid. Sanchez-Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona. Sinnott, E.W., Dunn, L.C. & T. Dobzhansky. 1970. Principios de Genética. 4º edición. Ed.

Omega. Barcelona. Srb, A.M., Owen, R. D. & R. S. Edgar. 1978. Genética General. 4º edición. Ed. Omega.

Barcelona. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.

113

Trabajo Práctico N° 19

ANÁLISIS FILOGENÉTICO

Las relaciones evolutivas entre un grupo de organismos se denominan filogenia. Dado que la mayor parte de la evolución se produce a lo largo de períodos de tiempo prolongados y no es pasible de observación directa, los biólogos deben reconstruir las filogenias mediante la inferencia de las relaciones evolutivas entre los organismos presentes en la actualidad.

La filogenia molecular consiste en el estudio de las relaciones evolutivas entre organismos a partir de datos moleculares ordenados en un alineamiento múltiple de secuencias de ADN o de proteínas.

En el análisis filogenético, el objetivo es la construcción de un árbol filogenético (Figura 27) que ilustre la historia evolutiva de un grupo de especies. Un árbol filogenético es un gráfico compuesto de nodos y ramas en el que una rama conecta dos nodos adyacentes. Los nodos representan a las especies y las ramas definen las relaciones entre esas especies en términos de descendencia y ascendencia. El patrón de ramificación se denomina topología del árbol. Hay que distinguir entre nodos terminales y nodos internos. Estos últimos representan a especies ancestrales hipotéticas mientras que los nodos terminales representan a especies existentes en la actualidad. Las especies que están conectadas por ramas a un mismo nodo interno, comparte ese nodo ancestral. Las ramas que conectan nodos externos con nodos internos se denominan ramas externas o terminales mientras que las que conectan nodos internos son ramas internas. Las relaciones filogenéticas entre las especies se espera que sean ramificadas, como en un árbol dicotómico, formado por bifurcaciones que representan la evolución de un linaje y se unen a otros linajes mediante nodos. En los casos en que surjan más de dos ramas (linajes) de un nodo, se habla de politomía (en oposición a la dicotomía).

Figura 27 . Componentes de un árbol filogenético (Modificado de Gallardo, 2011)

Un clado natural o grupo monofilético consiste en un grupo de taxones

(especies, géneros, familias, etc.) que derivan de un ancestral común que no es

114

compartido con ningún otro táxon fuera del grupo. Se espera que un grupo taxonómico sea monofilético. Sin embargo, algunos grupos taxonómicos establecidos actualmente pueden ser no monofiléticos: la filogenia molecular ha demostrado, en algunos casos, que un grupo taxonómico tiene un ancestral común compartido con otros táxones (grupo parafilético); un grupo polifilético está formado por dos linajes que han adquirido un mismo carácter por convergencia evolutiva (los organismos clasificados en un mismo grupo polifilético comparten homoplasias fenotípicas). (Figura 2)

Figura . Árbol filogenético parcial de los vertebrados. Los reptiles no forman un

clado monofilético debido a que los cocodrilos y las aves comparten un ancestro común más reciente que el resto de los reptiles (tortugas y serpientes). Adhiriendo al principio de monofilia, los reptiles deberían incluir a todos los linajes que descienden

de un ancestro común. Como las aves no son incluidas en esta clasificación, los reptiles no constituyen un clado natural sino un grupo parafilético. (Modificado de Gallardo,

2011)

Un árbol puede ser un árbol con raíz cuando existe un nodo, la raíz, que de forma inequívoca es el ancestral común más reciente de todas las especies comparadas. Un árbol sin raíz es un árbol que sólo especifica las relaciones de parentesco entre las especies comparadas sin describir los pasos evolutivos que han conducido desde un ancestral común a dichas especies.

Para un grupo determinado de especies existen diferentes árboles posibles y el número de estos se incrementa en relación al número de especies comparadas. Sin embargo, sólo uno de esos árboles es el árbol correcto que, dependiendo de la precisión de nuestros datos y de nuestros análisis, puede coincidir o no con el árbol inferido en nuestra reconstrucción filogenética.

En cualquier caso, siempre tenemos que tener presente que en nuestro análisis lo que comparamos son secuencias homólogas de ADN obtenidas de cada una de las especies que estamos estudiando. Por tanto, para obtener un árbol de especies lo más preciso posible, es más correcto analizar la historia de diferentes genes y secuencias no génicas. La tasa de cambio de las secuencias comparadas es algo que debemos tener muy en cuenta a la hora de elegir qué tipo de secuencias vamos a utilizar en nuestro análisis filogenético. Así, si el grupo a comparar está formado por especies muy próximas filogenéticamente, se requiere una secuencia que evolucione más rápidamente y haya acumulado suficientes cambios en el proceso de diversificación del grupo comparado. Suele ser útil el uso de secuencias génicas de ADN mitocondrial que tienen una tasa de evolución más rápida que las secuencias de ADN nuclear.

115

Cuando la comparación es entre especies de grupos taxonómicos alejados, por el contrario, las secuencias no génicas pueden ser muy dispares y ser poco aconsejables para el análisis filogenético. En este caso, es más conveniente el uso de secuencias más conservadas. Métodos de reconstrucción filogenética. La mayoría de los métodos de inferencia filogenética definen un criterio de optimización determinado que persigue elegir el mejor árbol de entre todos los posibles que podrían explicar los datos de partida. Este criterio da diferentes valores a cada árbol posible. Este valor es el que se usa para comparar los diferentes árboles. Existen diferentes algoritmos que permiten computar dichos valores e identificar el mejor árbol de acuerdo al criterio de optimización.

En la actualidad disponemos de los siguientes métodos de inferencia filogenética: a) métodos basados en matrices de distancias genéticas; b) método de máxima parsimonia; c) método de máxima verosimilitud; d) método bayesiano. Métodos basados en matrices de distancias. Convierten los caracteres en una matriz de distancia que representa la divergencia evolutiva entre pares de especies. Para ello se estiman las diferencias entre cada par de secuencias del alineamiento. La forma más simple de calcular la distancia genética es calculando el número de diferencias (p) entre las secuencias. Se han desarrollo un número amplio de métodos de cálculo de distancias corregidas basados en modelos probabilísticos. Los cálculos de dichas distancias son valores corregidos de p según dichos modelos. Cada modelo asume un patrón evolutivo diferente con respecto a composición nucleotídica y tasas de cambio para cada tipo de substitución nucleotídica, para cada posición nucleotídica y para cada linaje. Una matriz de distancias típica tiene esta apariencia:

Especie A B C

B dAB - - C dAC dBC -

D dAD dBD dCD

Cuando se calculan las distancias entre un taxón y su ancestro, la longitud del

árbol es la suma de la longitud de sus ramas. Luego, el árbol se infiere usando algoritmos tales como UPGMA (Unweighted Pair Group Method with Arithmetic mean), el algoritmo de Evolución Mínima, o el algoritmo del Vecino más Cercano (Neighbor Joining). Este último es el más popular, y se basa en un algoritmo que trata de buscar el árbol más corto, es decir, aquel que minimiza la longitud total del árbol, entendida ésta como la suma de las longitudes de todas sus ramas. Primero se identifican las dos secuencias que más se parecen (menor distancia genética hay entre ellas). Es decir, de entre todos los pares de secuencias comparados, se identifican aquellas dos secuencias cuya suma de las longitudes de sus ramas es la menor. Ese par de secuencias constituyen el primer par de "vecinos", conectados a través de un nodo interno. El siguiente paso es considerar a este par como una sola secuencia computándose la distancia media aritmética entre ellas y el resto de secuencias y construyendo una nueva matriz de distancias. A continuación se elige de nuevo el par de secuencias cuya suma de las longitudes de sus ramas es la menor, procedimiento que se continúa hasta que se identifican todos los nodos internos del árbol.

116

Método de máxima parsimonia. Mediante este método de optimización, se selecciona el árbol filogenético que tenga el menor número de cambios (= pasos) en el carácter (o caracteres) elegido(s) para explicar los datos observados. También supone que cada sitio mutable lo ha hecho sólo una vez, de modo que la diferencia la comparten todos los miembros del linaje mutado. El método asume que el árbol más corto refleja las verdaderas relaciones de parentesco. Si hay más de un árbol con esas características, se puede obtener un árbol consenso, del que podemos distinguir: a) consenso estricto (strict consensus), en el que todas las ramas conflictivas se resuelven colapsándolas a un único nodo politómico; b) consenso por la regla de la mayoría (majority-rule consensus) en el que las ramas en conflicto se resuelven mediante la selección del patrón de ramificación observado en más del 50% de los árboles obtenidos. Método de máxima verosimilitud. La verosimilitud, L, de un árbol filogenético es la probabilidad de que los datos observados en un alineamiento se puedan explicar a partir de esa filogenia construida según un modelo evolutivo de substitución nucleotídica determinado, es decir, L = P(datos|árbol+modelo). El objetivo del método de máxima verosimilitud es encontrar el árbol con el mayor valor de L, de entre todos los árboles posibles que explicarían los datos observados. Método de inferencia bayesiana. La inferencia bayesiana de una filogenia está basada en una cantidad llamada probabilidad posterior de árboles de distribución, que es la probabilidad de un árbol condicionado por las observaciones [P(árbol+modelo|datos)]. El condicionamiento se logra a través del teorema de Bayes. No es posible calcular analíticamente la probabilidad posterior de árboles de distribución. A cambio, se utiliza una técnica de simulación llamada Monte Carlo de cadena de Harkov (MCMC) para aproximar esta probabilidad. Fiabilidad de la reconstrucción filogenética. Los remuestreos aleatorios son una forma muy usada para validar los nodos de un árbol y para cuantificar el grado de apoyo (o soporte) de cada rama. Entre los ejemplos más conocidos para dar apoyo a una topología determinada, están el bootstrap y el jacknife.

El método de bootstrap consiste en remuestrar aleatoriamente la matriz original mediante extracción y reemplazo de los datos, hasta tener una matriz con igual número de filas y columnas que la inicial. Como el proceso es aleatorio, algunos puntos son remuestreados varias veces y otros no lo son nunca. El bootstrapping nos da una idea de cuán probable es que una rama no se afecte si se agregaran datos con la misma distribución. Como regla general, si el valor de bootstrap de una rama interior determinada es superior al 95%, se acepta que la topología de esa rama es correcta.

El método de jacknife es una metodología muy similar al bootstrap, porque elimina aleatoriamente datos puntuales (filas o columnas) en cada remuestreo de la matriz original. Después se recompita la estimación de cada rama y se proporciona un valor de jacknife. Objetivos

Comprender la metodología utilizada en el análisis filogenético.

Adquirir conocimiento en el uso de programas informáticos de análisis filogenético.

117

Actividades

1) Establezca las relaciones evolutivas entre grupos de organismos a través de un análisis filogenético. Para ello se les entregarán datos de secuencias de ADN obtenidos de las bases de datos disponibles en Internet, que deberán procesar para la construcción de árboles filogenéticos. Bibliografía Pierce, B.A. 2010. Genética: Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. médica Panamericana S.A. Madrid. Gallardo, M.H. 2011. Evolución, El curso de la vida. 1º edición. Ed. médica

Panamericana S.A. Buenos Aires.

118

Trabajo Práctico Nº 20

GENÉTICA HUMANA

La genética humana provee un marco teórico para entender la biología de

nuestra especie. El descubrimiento de la base bioquímica de la herencia y el desarrollo de la citogenética humana en la década de 1950 aumentaron el interés en este campo. Muchos científicos y médicos son confrontados con problemas genéticos y hacen uso de conceptos y metodología de genética humana en investigación y diagnosis. Los métodos desarrollados en numerosos campos de las ciencias biológica, química, médica y estadística son utilizados para la resolución de problemas genéticos.

El conocimiento mejorado de las causas genéticas de un número creciente de enfermedades ayuda a redefinir el diagnóstico, a encontrar nuevos tratamientos, a prevenirlas. Es posible que las diferencias genéticas involucradas en el desarrollo de la personalidad, facultades cognoscitivas y posiblemente el comportamiento humano, sean tan importantes como la variación genética que afecta la salud de manera directa.

Como individuos y como miembros de la sociedad, necesitamos alcanzar un consenso acerca del impacto social, político, cultural, ético y legal de la genética y sus tecnologías asociadas y cómo usar estos avances para beneficio de la humanidad. Como parte de esta discusión, un entendimiento de las nuevas elecciones que enfrentamos y las consecuencias sociales de usar estas tecnologías deben ser discutidas. Los consumidores se enfrentarán cada vez más con un número abrumador de elecciones basadas en la genética y la tecnología del ADN recombinante. Esto incluye los test de paternidad, sitios web que ofrecen rastrear la genealogía hasta individuos que vivieron hace miles de años, tarjetas de identificación de ADN con el perfil genético de las personas, y escaneos para analizar los factores de riesgo para enfermedades genéticas. No es difícil imaginar que en los próximos años, los reportes médicos incluirán una secuencia genómica personal junto con información sobre las enfermedades que un individuo ha tenido, tiene o puede tener en un futuro. Estos datos serán utilizados para desarrollar planes personalizados de medicina, con tratamientos y selección de drogas y dosis basados en perfiles de alelos.

El cariotipo humano. En la especie humana la dotación cromosómica es de 2n = 46 (22 pares de autosomas y un par de cromosomas sexuales). Utilizando técnicas de tinción estándar los cromosomas aparecen uniformemente teñidos en metafase y se clasifican en 7 grupos según su longitud relativa y a la posición del centrómero que define su morfología. Los autosomas se numeran del 1 al 22 ordenados por tamaños decrecientes y por la posición del centrómero. Los cromosomas sexuales X e Y constituyen un par aparte, independientemente del resto. De esta forma el cariotipo humano queda constituido así:

119

Grupo Pares cromosómicos Características A 1, 2 y 3 Cr. muy grandes casi metacéntricos (1 y

3 metacéntricos, pero 2 submetacéntrico)

B 4 y 5 Cr. grandes y submetacéntricos, con dos brazos muy diferentes en tamaño

C 6, 7, 8, 9, 10, 11 y 12 Cr. medianos submetacéntricos D 13, 14 y 15 Cr. medianos acrocéntricos con satélites E 16, 17 y 18 Cr. pequeños, metacéntrico el 16 y

submetacéntricos 17, 18 F 19 y 20 Cr. pequeños y metacéntricos G 21 y 22 Cr. pequeños y acrocéntricos, con

satélites. X, Y El cr. X es parecido al 6. El Y, al grupo G,

pero sin satélites.

Sin embargo, para identificar inequívocamente cada par de cromosomas es necesario utilizar diferentes técnicas de bandeo cromosómico. Los distintos patrones de bandas que se encuentran son constantes y específicos de cada técnica y determinan la distribución de regiones cromosómicas que se revelan positiva o negativamente según el método utilizado.

120

Figura 28 – Cariotipos humanos normales femenino y masculino.

Cromosomopatías. Las enfermedades producidas por las alteraciones del número, la estructura interna o la disposición de las partes de los cromosomas se conocen como cromosomopatías. Éstas se expresan como alteraciones fenotípicas múltiples y de acentuada gravedad, dado que cada una de ellas involucra bloques de millares de genes. Hay dos tipos fundamentales de cromosomopatías:

- Variaciones cromosómicas estructurales: afectan a la estructura del cromosoma en cuanto a la ordenación lineal de los genes. Aquí se incluyen deleciones, duplicaciones, inversiones y translocaciones.

- Variaciones cromosómicas numéricas: afectan al número de cromosomas. Incluyen la poliploidía (triploidía; tetraploidía) y los diversos tipos de aneuploidía (trisomías: 2n+1; monosomías: 2n-1).

Las alteraciones cromosómicas más frecuentes en humanos son:

Anomalías autosómicas:

121

Síndrome de Down, por trisomía del cromosoma 21, translocación 21/21 o translocación 14/21. Síndrome de Patau, por trisomía del par 13. Síndrome de Edwards, por trisomía del par 18. Síndrome Cri du Chat, por deleción parcial del brazo corto del cromosoma 5 (5p). Síndrome de DiGeorge, por deleción parcial del brazo largo del cromosoma 22 (22q11). Cromosoma Filadelfia, formado por una translocación entre los cromosomas 9 y 22. Anomalías de los cromosomas sexuales: Síndrome de Klinefelter, por una constitución XXY, XXXY, XXXXY. Síndrome XYY, cromosoma Y extra en varones. Síndrome de Turner, constitución X0. Síndrome XXX, cromosoma X extra en mujeres.

Actualmente se ha llegado a profundizar bastante en el conocimiento del cariotipo humano y se sabe que es relativamente frecuente la aparición de anomalías cromosómicas. Las cromosomopatías se observan en el 0,5 al 1% de los recién nacidos vivos, y se encuentran en el 6% de los niños que mueren en la época perinatal y en el 39% de los abortos espontáneos.

Estas alteraciones no sólo pueden producir anomalías en el propio individuo sino que, por tratarse de anomalías genéticas, pueden transmitirse a la descendencia en el caso de afectar a las células germinales. La detección anticipada de anomalías cromosómicas permite dictaminar las posibilidades de que la descendencia de una pareja portadora de una de ellas pueda presentarla o no. Para ello es preciso conocer el cariotipo de cada progenitor, lo que permite emitir un diagnóstico de su posible descendencia, con lo que el individuo será consciente de sus posibilidades.

El estudio del cariotipo tiene también su aplicación en el diagnóstico prenatal. Es posible determinar la constitución cromosómica del feto antes de su nacimiento pudiendo así observarse si presenta alguna anomalía cromosómica detectable.

Nomenclatura. Se ha establecido un “Sistema Internacional de Nomenclatura para Citogenética Humana” (SINCH = ISCN en inglés) por medio del cual la descripción del cariotipo normal y anormal está estandarizada. Este Sistema de Nomenclatura se creó a partir de la necesidad de categorizar los casos normales y anormales y de lograr una comunicación común entre investigadores, médicos, citogenetistas y demás profesionales relacionados con el área. El comité de soporte del ISCN recomienda que este sistema de nomenclatura sea usado en otras especies.

Abreviaturas ace Fragmento acéntrico

Del Deleción

der Cromosoma derivativo

Dic Dicéntrico Dup Duplicación

122

Fra Sitio Frágil i Isocromosoma

Ins Inserción

Inv Inversión o Invertido

mar Cromosoma marcador p Brazo corto

q Brazo largo

qr Cuadriradial

r Cromosoma en anillo Trc Tricéntrico

t Translocación

tr Triradial

SIMBOLOS ; Separa cromosomas alterados y puntos de rompimiento en

rearreglos estructurales involucrando más de un cromosoma

( ) Rodea cromosomas alterados estructuralmente y rompimientos

+ Ganancia - Pérdida de material

: : Se rompió y se reunió

/ Separa líneas celulares en la descripción del mosaico

→ Desde hasta

Estudios genealógicos en genética humana. En los seres humanos, los rasgos con

un patrón sencillo de herencia a veces se pueden localizar con la suficiente exactitud como para justificar predicciones respecto a su probabilidad de ocurrencia en futuros descendientes cuando se casan individuos emparentados o con un historial familiar relacionado con dichos rasgos. Al hacer un análisis de este tipo, el primer paso consiste en determinar si el rasgo en cuestión se comporta como dominante o recesivo. Aunque la mayor parte de las características humanas son afectadas por muchos genes, algunos han sido identificados como dominantes o recesivos en ciertos grupos familiares.

Los genes recesivos son difíciles de localizar debido a que sus alelos dominantes los mantienen ocultos generación tras generación. Sus portadores en la población, por lo general, no se pueden identificar hasta que se manifiesten los genes recesivos. Unos caracteres dependientes de genes recesivos aparecen repentinamente en familias que no los habían presentado antes. Los genes recesivos se expresan con más frecuencia en familias en que el padre y la madre están estrechamente emparentados entre sí que con la población en general, ya que la probabilidad de presencia de genes similares es mayor cuando los progenitores son descendientes de un ancestro común.

Ante la ausencia de datos que indiquen cuáles individuos son los portadores, el genetista puede recurrir a la probabilidad como el mejor instrumento disponible para determinar la posibilidad de que se vaya a manifestar un determinado gen recesivo en una familia dada. Cuando un rasgo nunca se manifestó en una familia, se puede usar como base de probabilidad una estimación de la frecuencia del gen que lo determina en la población en general. Si el mismo rasgo ya se manifestó en la familia, es posible

123

hacer cálculos más precisos de probabilidad basándose en la historia familiar registrada en un árbol genealógico.

I 1 2 3 4 II 1 2 3 4 5 6 7 8 9 III 1 2 3 4 5

En la genealogía se indica el orden de las generaciones con números romanos. La primera generación (I) corresponde a la primera persona de la que se posean datos, por ejemplo la de los abuelos del alumno; la segunda (II) correspondería a la de los padres y tíos, y la tercera (III), a la generación del alumno.

Los varones se representan con cuadrados, las mujeres con círculos, y por rombos los individuos de los que no se conocen los datos (II.9). Las parejas se unen por una línea horizontal. Los descendientes se disponen bajo una línea horizontal desde la que parte una línea vertical por individuo, excepto en el caso de mellizos (III.4 y 5) o gemelos fraternos (II.4 y 5), que se indican por líneas convergentes (ver figura). Los individuos que muestran el fenotipo en estudio se indican rellenando el símbolo.

Genética Forense. La genética forense es una rama de la genética que se basa en el análisis de los polimorfismos responsables de la variabilidad genética en la población humana aplicados a ciertos problemas judiciales. Los usos del ADN para la identificación forense incluyen:

Identificación de sospechosos potenciales cuyo ADN puede ser compatible con

la evidencia de una escena de un crimen.

Exoneración de personas acusadas injustamente de cometer un crimen.

Identificación de víctimas de catástrofes y crímenes.

Establecimiento de paternidad y otras relaciones de parentesco.

Identificación de donantes de órganos compatibles con receptores en

programas de trasplantes.

Perfil genético. En 1975, el doctor Alec Jeffreys desarrolló el primer método para

desarrollar lo que hoy conocemos como perfiles de ADN, y lo usó para comparar

124

perfiles de diferentes personas. Lo nombró huella digital de ADN. Poco después, lo utilizó para resolver dos asesinatos al comparar muestras de ADN de algunos hombres con otra encontrada en la escena del crimen. Este descubrimiento revolucionó las investigaciones de delitos en todo el mundo.

Muestras de ADN. Los perfiles pueden prepararse a partir de muestras muy pequeñas de ADN (gracias a la PCR) obtenidas de diferentes fuentes. Las muestras más frecuentes en donde se encuentra DNA son: la sangre fresca, saliva, semen, fluidos mixtos (semen-sangre-epitelios), tejidos cadavéricos (tejidos blandos, huesos o dientes), así como fluidos en soportes sólidos como hisopos, papel de filtro, etc. Sin embargo, existen fuentes menos frecuentes como uñas, estampillas postales, sobres, colillas, restos de utensilios (vasos, afeitadoras, cepillos de dientes, etc.) entre otros sitios. No obstante, la obtención de DNA en estas muestras es más difícil porque existe un alto grado de contaminación ambiental y la muestra puede ser muy pequeña. Los perfiles también pueden obtenerse de muestras muy viejas de ADN, lo que incrementa su utilidad en casos legales. De hecho se han preparado perfiles de ADN de momias de más de 2400 años de antigüedad.

Tipos de ADN. Aparte del ADN nuclear autosómico, son de interés forense el ADN mitocondrial y el del cromosoma Y. El ADN mitocondrial (ADNm) es heredado por vía materna. Todos los miembros de un mismo grupo familiar que compartan esta línea tendrán el mismo ADNm. Su mayor ventaja es que se encuentra en un gran número de copias en cada célula (hay entre 100 y 1000 copias de ADNm por una de genoma nuclear) y, por tanto, se puede detectar en muchos casos en los que no es posible la obtención de ADN nuclear (ej. restos óseos antiguos). El estudio del ADN del cromosoma Y, implica que todos los miembros varones de un grupo familiar que compartan la línea paterna tienen el mismo haplotipo de cromosoma Y. El análisis de sus regiones STR (Y-STR) permite obtener un patrón genético específico del varón, lo que resulta muy útil en la identificación genética de restos de semen y otros fluidos biológicos en los casos de agresiones sexuales a mujeres.

Pasos del análisis. Tras la obtención de las muestras y el envío al laboratorio, los genetistas forenses proceden a la obtención de los perfiles genéticos de las muestras debitadas (sangre, saliva, orina, etc.) y las muestras de referencia (una toma bucal mediante hisopo o una muestra de sangre) utilizando los siguientes procedimientos:

Extracción y purificación del ADN.

Cuantificación del ADN humano obtenido para asegurar así la obtención de

perfiles de alta calidad y reproducibilidad.

Amplificación y marcaje fluorescente de las regiones variables de ADN de

interés (STR, ADNm, Y-STR) por PCR.

Separación por electroforesis y detección de los segmentos de ADN marcados

generados mediante PCR.

Comparación de los perfiles genéticos obtenidos e interpretación de los

resultados.

Base de datos de ADN. En 1998, el FBI comenzó a catalogar perfiles y muestras de

ADN obtenidos de convictos, ahora la base contiene más de 1.700.000 perfiles. Muchos estados obtienen muestras de las personas arrestadas por cualquier delito e

125

ingresan su perfil de ADN a las bases de datos. Conforme se acumulan grandes cantidades de perfiles, estas bases de datos se convierten en herramientas importantes para resolver delitos. Fiabilidad. En la tabla se recoge la probabilidad de coincidencia al azar promedio entre individuos no relacionados genéticamente. Tipo de perfil genético Probabilidad de coincidencia al azar

Perfil genético de 10-16 regiones STRs 10-11 – 10-19

Haplotipo de ADN Mitocondrial 10-2 – 10-4

Haplotipo de STRs del Cromosoma Y 10-2 – 10-5 Obviamente, cuanto más baja es la probabilidad de encontrar otro perfil igual entre individuos no relacionados genéticamente, mayor es el poder de discriminación. Otros usos. Los biohistoriadores usan análisis de ADN para identificar correctamente cuerpos o partes corporales de personas cuyas tumbas se han removido varias veces o se han descubierto de manera reciente. Por ejemplo, el zar Nicolás II de Rusia y su familia fueron asesinados en 1917 y enterrados sin señalizaciones. En 1991, unos restos que se encontraron fueron identificados como pertenecientes a los miembros de esta familia. Otra de sus aplicaciones importantes es la identificación de la paternidad. Las muestras compatibles del padre, la madre y el hijo permiten 100% de eficacia en la identificación de los padres. El uso de los perfiles de ADN en las pruebas de paternidad asegura que muchos niños reciban la pensión que les corresponde. Genética forense en Argentina. La Sociedad Argentina de Genética Forense tiene como propósitos: Realizar todas aquellas actividades científicas y de divulgación que contribuyan al progreso de la Genética Forense, cooperar en el asesoramiento de entidades oficiales y/o privadas en cualquier tema relacionado con la Genética Forense, cooperar en la actualización técnico-científica de sus asociados y controlar su buen desempeño en la especialidad. Asimismo, el Servicio de Huellas Digitales Genéticas (SHDG) de la Facultad de Farmacia y Bioquímica de la Universidad de Buenos Aires es el primer centro institucional argentino dedicado a la Biología Molecular Forense. Creado en 1991 y dirigido por el Doctor Daniel Corach, el SHDG hizo numerosos análisis que condujeron a la resolución de causas civiles y criminales mediante el empleo de técnicas moleculares de identificación de individuos, restos humanos y manchas de fluidos biológicos. Aunque los primeros estudios hechos fueron de filiación, la tarea se volcó crecientemente hacia la identificaciones de cadáveres, análisis de violaciones e identificaciones de rastros, habiendo actuado en más de 6.000 causas criminales, entre ellas los atentado a la Embajada de Israel y a la AMIA, el accidente de aviación de LAPA, el "caso Carrasco" y el suicido de Alfredo Yabrán. También aporta a la comunidad forense las bases de datos de referencia para los marcadores genéticos más empleados en la actualidad. Esta contribución hace posible disponer de datos para las diferentes regiones y provincias de nuestro país, proporcionando además información relevante potencialmente aplicable en estudios de antropología molecular.

126

El Banco Nacional de Datos Genéticos es un organismo dependiente del Ministerio de Ciencia, Tecnología e Innovación Productiva, creado para garantizar la obtención, almacenamiento y análisis de la información genética utilizados para la identificación humana. Toda persona que dude de su identidad puede solicitar la intervención de esta institución.

Índice de abuelidad. Las características genéticas de los niños provienen de sus padres, y los genes de estos, a su vez, provienen de los abuelos. Por lo tanto, se pueden probar estas relaciones familiares analizando a los abuelos supuestos. En caso de que los padres supuestos estén desaparecidos es necesario hacer una modificación de las formulaciones matemáticas de la probabilidad de inclusión de paternidad para tener en cuenta esa situación. En estos casos, no se habla de probabilidad de inclusión de paternidad, sino de probabilidad de inclusión de abuelidad o índice de abuelidad, es decir la probabilidad, expresada en porcentaje, de que un conjunto de abuelos supuestos sean efectivamente los abuelos reales de un niño determinado. Los principios son exactamente los mismos que en las pruebas de paternidad. Lo que varía es que los genotipos de los supuestos padres del niño deben inferirse del estudio de los genotipos de sus padres, es decir de los abuelos supuestos del niño. Es decir que no se tiene la certeza de los genotipos de los padres, sino una inferencia. La situación ideal se da cuando los cuatro supuestos abuelos están disponibles para estudio, y hay además parientes colaterales como hermanos de los padres supuestos y sus descendientes (posibles tíos y primos del niño). En estos casos se pueden deducir los genotipos de los padres supuestos con casi la misma certeza que si se los analizara directamente. Objetivos

Analizar el cariotipo humano.

Distinguir el cariotipo normal de aquellos cariotipos que reflejan alteraciones cromosómicas.

Conocer la transmisión de algunos caracteres sencillos y de fácil observación.

Conocer los conceptos básicos de la genética forense. Materiales Guía de Trabajos Prácticos Lápiz negro, goma, etc.

Actividades 1) Resolver los problemas teóricos. Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo de los mismos, deberán ser entregados al finalizar el trabajo práctico.

Cuestionario a.- ¿Qué características permiten diferenciar, en general, unos cromosomas de otros?

b.- ¿Qué células del organismo llevan el cariotipo diploide completo?

c.- ¿Qué mecanismos cromosómicos producen anomalías en el cariotipo humano?

127

d.- ¿Se manifiestan siempre las alteraciones cromosómicas en el fenotipo del individuo que las transmite? Justificar.

Bibliografía Mueller, R.F., I.D. Young & E.H. Emery. 2001. Genética Médica. Ed. Marbán, Madrid

,España. Novitski, E. 1982. Human Genetics. MacMillan. New York. USA. Solari, A.J. 2004. Genética Humana. Fundamentos y aplicaciones en medicina. 3ª ed. Ed.

Médica Panamericana. Buenos Aires, Argentina. Thompson, J.S. & M.W. Thompson. 1977. Genética humana. Ed. Salvat, Buenos Aires,

Argentina. Yashon, R.K. & M.R. Cummings. 2010. Genética Humana y Sociedad. 1 ª ed. Ed. Cengage

Learning, Méjico.

128

GUÍA PARA EL DESARROLLO DE LOS SEMINARIOS

Generalmente el trabajo científico está estructurado en las siguientes secciones: 1) Título 2) Autores y su filiación 3) Resumen (abstract) 4) Introducción 5) Materiales y Métodos (o Procedimientos Experimentales) 6) Resultados 7) Discusión y/o Conclusiones 8) Bibliografía citada. En algunos casos las secciones 6 y 7 se reúnen en una sola. El estilo general del trabajo científico debe ser claro, sintético y preciso. Resumen: permite al lector tener una idea de lo que los autores encontraron sin necesidad de leer todo el trabajo. Introducción: incluye los antecedentes publicados del tema en forma breve, sin convertirse en una revisión (review) sobre dicho tema. Materiales y Métodos: presentan toda la información necesaria para que el lector sea capaz de reproducir los experimentos descriptos sin problemas. Si parte de la metodología ha sido publicada previamente, ésta no se describe en detalle sino que se incluye la cita bibliográfica correspondiente. Resultados: esta sección se limita a la descripción, lo más objetiva posible, de los resultados obtenidos. Estos se encuentran volcados en figuras (gráficos, fotos, micrografías, etc.) y tablas numéricas. Cada figura o tabla lleva una leyenda aclaratoria del contenido. Discusión: se comentan los resultados obtenidos a la luz de lo que se conocía previamente en la literatura. Se proponen teorías, nuevas hipótesis y perspectivas. Se lucubra (no demasiado!) y se sugieren nuevos experimentos. Bibliografía: existen dos formas de citar la bibliografía en el texto: 1) Numérica: por orden de aparición en el texto, con números arábigos consecutivos entre paréntesis. Luego, en las Referencias Bibliográficas se ordenan las citas numéricamente. 2) Por apellidos: entre paréntesis se coloca el apellido del autor seguido de una coma y del año de publicación. Ej: (Brown, 1984) Si los autores son 2, se cita (Brown & Smith, 1983) Si los autores son 3, se cita (Brown, Smith & Jones, 1975) Si los autores son más de 3, se cita (Brown et al., 1986). Luego, en las Referencias Bibliográficas se ordenan las citas por orden alfabético respecto del primer autor. Formas de citas bibliográficas: a) Sin incluir el título del trabajo:

129

-Autores (año). Nombre de la revista Nº de volumen, paginación. Ejemplo: Maxam, A.M. & Gilbert, W. (1980) Methods Enzymol. 65, 499-580. b) Incluyendo el título del trabajo: -Autores (año) título del trabajo. Nombre de la revista Nº de volumen, paginación. Ejemplo: Goldstein, J.L. & Brown, M.S. (1977) The low density lipoprotein pathway and its relation to atherosclerosis. Ann. Rev. Biochem. 46, 897-930. c) Citas de trabajos que forman parte de libros: -Autores (año) El nombre del libro. Editores responsables. (Ciudad de edición: casa editora), paginación. Ejemplo: Pestka, S. (1977) In Molecular Mechanisms of Protein Biosynthesis, eds. Welssbach, H. & Pestka, S. (New York: Academic Press), 467-553. Desarrollo de un seminario El objetivo del seminario es leer e interpretar los resultados de un trabajo científico. Simultáneamente se reconocen aspectos formales del trabajo científico, como son estructuración, lenguaje utilizado, claridad, etc. RECOMENDACIONES: - No lea una traducción hecha por otro. Se desvirtuaría el objetivo del seminario. - Dé una primera leída al trabajo científico. Ubique las palabras o frases que no entiende. - En un principio pase por alto todo aquello que le parezca incomprensible y tome ventaja reafirmando todo aquello que le resulte fácil entender. En lecturas sucesivas se aclararán los párrafos originalmente incomprensibles.