· eduardo schmidt eler citotaxonomia de roedores do gênero proechimys (echimyidae) da região...
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INSTITUTO NACIONAL DE PESQUISAS DA AMAZÔNIA UNIVERSIDADE FEDERAL DO AMAZONAS
PROGRAMA INTEGRADO DE PÓS-GRADUAÇÃO EM BIOLOGIA TROPICAL E RECURSOS NATURAIS
Citotaxonomia de roedores do gênero Proechimys (Echimyidae) da região amazônica, Brasil
Eduardo Schmidt Eler
MANAUS, AMAZONAS JUNHO/2007
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Eduardo Schmidt Eler
Citotaxonomia de roedores do gênero Proechimys (Echimyidae) da região amazônica, Brasil
ORIENTADORA: Eliana Feldberg, Dra. CO-ORIENTADORA: Maria Nazareth Ferreira da Silva, PhD.
Dissertação apresentada ao Programa Integrado de Pós-Graduação em Biologia Tropical e Recursos Naturais do convênio INPA/UFAM, como parte dos requisitos para obtenção do título de Mestre em CIÊNCIAS BIOLÓGICAS, área de concentração em GENÉTICA, CONSERVAÇÃO E BIOLOGIA EVOLUTIVA.
MANAUS, AMAZONAS JUNHO/2007
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FICHA CATALOGRÁFICA
E39 Eler, Eduardo Schmidt
Citotaxonomia de roedores do gênero Proechimys (Echimyidae) da
região amazônica, Brasil / Eduardo Schmidt Eler - Manaus: INPA/UFAM, 2007.
xiii, 59 f. : il. Dissertação (mestrado)--INPA/UFAM, Manaus, 2007.
Orientadora: Eliana Feldberg Co-orientadora: Maria Nazareth Ferreira da Silva Área de Concentração: Genética, Conservação e Biologia Evolutiva
1. Proechimys – Amazônia 2. Proechimys – Citotaxonomia
CDD 19ª ed. 599.3230415
Sinopse:
Com o intuito de verificar marcadores citotaxonômicos para o gênero Proechimys, foram estudados indivíduos de duas localidades da bacia amazônica: médio rio Madeira (AM) e Vale do Jari (PA). As análises revelaram três números diplóides: 28 (P. cuvieri e P. gr. longicaudatus), 38 (Proechimys gr. guyannensis) e 40 (P. gardneri). Porém, P. gr. longicaudatus apresentou duas formas cariotípicas, evidenciadas por meio da RON e banda C.
Palavras-chave:
Amazônia; Sistemática; Roedores; Echimyidae; Diversidade Cariotípica; Rearranjos Cromossômicos; Heterocromatina Constitutiva; RON
iv
A meus pais, Sérgio e Cidnéa, meus maiores
incentivadores e exemplo de vida. À Tahisa e
Isabelle: vocês são o que melhor existiu em meu
mestrado.
v
“A ignorância gera confiança com mais freqüência do que o
conhecimento: são aqueles que sabem pouco, e não aqueles que
sabem muito, que tão positivamente afirmam que esse ou aquele
problema jamais será resolvido pela ciência”
Charles Darwin
"A ciência humana de maneira nenhuma nega a existência de
Deus. Quando considero quantas e quão maravilhosas coisas o
homem compreende, pesquisa e consegue realizar, então
reconheço claramente que o espírito humano é obra de Deus, e
a mais notável"
Galileu Galilei
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A realização deste trabalho foi possível devido:
Ao Programa Integrado de Pós-Graduação em Biologia Tropical e Recursos
Naturais do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA) e Universidade
Federal do Amazonas (UFAM), curso de Genética, Conservação e Biologia
Evolutiva.
Ao laboratório de Genética de Peixes do INPA / CPBA e Coleção de Mamíferos do
INPA, onde a maior parte deste trabalho foi desenvolvido.
Ao Conselho de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES), pela
concessão da bolsa de estudo.
Ao Banco Mundial, GEF (fundo para o meio ambiente mundial), CNPq e Ministério
do Meio Ambiente, financiadores do projeto “Inventário Faunístico do Médio rio
Madeira” - CNPq-PROBIO, convênio 2515.00/02, coordenado pela Dra. Lúcia
Helena Rapp Py-Daniel (INPA).
À Darwin Initiative - DEFRA (Department of Environment, Food and Rural Affairs),
financiadora do projeto “O valor biológico e funcional de florestas primárias,
secundárias e monocultivadas na Amazônia”, coordenado pelo Dr. Carlos A. Peres
(University of East Anglia, Inglaterra).
Ao CNPq, financiador do projeto “Sistemática, genética e ecologia de pequenos
mamíferos do vale do rio Jari, Pará e Amapá”. CNPq 480908/04 – 4, coordenado
pela Dra. Maria Nazareth Ferreira da Silva (INPA)
À Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado do Amazonas (FAPEAM) e ao INPA
pelo financiamento de material laboratorial e viagens para divulgação de resultados,
pela logística antes e depois das coletas de campo.
Ao Programa Beca (IEB), pelo auxílio financeiro para treinamento externo e
aquisição de livros.
Ao IBAMA, pela concessão das licenças.
vii
AGRADECIMENTOS
Acima de tudo agradeço a Deus, por me capacitar e por guiar cada passo
meu até aqui. Agradeço por me dar ânimo e força para suportar a distância e a
saudade dos meus pais, irmãos e amigos.
À minha orientadora, Dra. Eliana Feldberg, pelo acolhimento quando cheguei
à Manaus, pelo tempo investido em mim, pela confiança, conselhos, ensinamentos,
por disponibilizar e providenciar tudo o que foi necessário para o desenvolvimento
deste trabalho, pelas broncas nos momentos certos e pela amizade.
À minha co-orientadora, Dra. Maria Nazareth Ferreira da Silva, por acreditar
no meu trabalho, por desejar sempre o melhor para mim, pelo exemplo de
competência na pesquisa científica, por topar todas as minhas “empreitadas” e
disponibilizar o material da Coleção de Mamíferos do INPA, pelos conselhos,
ensinamentos, confiança, autonomia concedida a mim, pelas horas de conversa que
muito me enriqueceram profissional e pessoalmente e, acima de tudo, pela
amizade.
Aos amigos “polacos” Carlos Schneider, Maria Cláudia Gross e Maria
Leandra Terêncio, pela valiosa contribuição neste trabalho, especialmente na parte
final. Obrigado pela boa vizinhança, pela divertida convivência no laboratório e sala
de alunos, pela força nos momentos difíceis, por tantos favores, conselhos e
incentivo.
À Hercília e Alessandra, secretárias do curso de Genética, Conservação e
Biologia Evolutiva, por “quebrarem o meu galho” tantas vezes. À Hercília “Joana” o
meu muito obrigado pela amizade e pelos conselhos.
Ao colega Rafael do N. Leite, pelo auxílio na coleta e preparação de
pequenos mamíferos no Jari e por ceder a fotografia de Proechimys utilizada neste
trabalho. À Maria Clara A. Uribe, pelo auxílio na coleta de pequenos mamíferos
durante o PROBIO.
Ao José Ribeiro, meu auxiliar e bom companheiro de campo, por dividir a
batalha diária e tantas histórias inusitadas.
Ao Dr. Jorge Dergam, meu grande mentor e amigo, pelos primeiros
ensinamentos na citogenética e na pesquisa científica, por ter me preparado para
alçar vôos maiores, pelos conselhos e apoio constantes. Meu agradecimento ainda
pela correção do abstract deste trabalho.
viii
Ao Dr. Jorge Porto, pelos conselhos, discussões e críticas ao longo do
trabalho, pela amizade e incentivo profissional.
Aos membros da banca de qualificação e referees do trabalho, pelas críticas
e sugestões.
Ao professor Paulo César M. Andrade, pelo incentivo, confiança e pela
oportunidade de conhecer e coletar na Amazônia.
Aos amigos Luciano Pinheiro, Maria de Fátima Pinto, Raimundo Junior, Aline
Matos, Walfran Rojas, Carlos Eduardo Faresin, Marco Schetino, Tatiana Menicucci,
Vinícius Carvalho, Anndson B. Oliveira, Wander da S. Rodrigues, Carlos Dias A. Jr.,
Jonathas P. Nascimento e Paulo Henrique Oliveira pelos muitos momentos de
descontração, brincadeiras, trocas de experiência, vivência na Amazônia e
contribuições científicas.
À Tahisa e Isabelle, minha família, por me proporcionarem os melhores dias
da minha vida. Tata, obrigado pelo carinho, pelo apoio incondicional, pelas críticas,
sugestões e apoio técnico durante o mestrado, por nossa família e nosso lar.
Obrigado por estar ao meu lado e entender a minha ausência constante. Isabelle
“Piscareli”, obrigado pelo seu sorriso (ainda que quase sem dentes!), pelos abraços,
por ser tão ingênua e mostrar que vale à pena sonhar, e acima de tudo obrigado
pela confiança quando me chama de “pai”. Vocês me ensinam muito a cada dia.
Ao casal de amigos Maria Cláudia e Carlos, e ao meu grande amigo Rafael
Zerbini Coutinho. Obrigado por essa amizade tão sincera, pelo exemplo na
profissão, pelos conselhos e pela preocupação e apoio dedicados a mim, Tahisa e
Isabelle. Meu sincero agradecimento à Cláudia, por ser a minha terceira
orientadora. Vocês são verdadeiros irmãos.
Aos meus pais, Sérgio e Cidnéa, e meus irmãos Lílian e Luiz Felipe. É muito
difícil não ter vocês por perto. Pai e mãe, muito obrigado por tirarem tanto de vocês
para dar a mim, por garantirem todas as condições para que eu estudasse e por me
incentivarem nesse caminho sempre. Ipe e Milha, obrigado por diminuir a distância
nas conversas ao telefone e pelo desejo sincero de que eu obtenha sucesso.
Aos meus “comparsas” da Galerazig e de faculdade (Bio 2000/UFV). Vocês
estão sempre presentes, apesar da imensa distância, e sempre possuem uma
palavra de incentivo. Sempre existe em vocês um bom exemplo de luta e de vitória.
Obrigado a todos que, de alguma forma, contribuíram para a realização deste
trabalho e para o meu crescimento profissional e pessoal.
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RESUMO
Ratos espinhosos do gênero Proechimys estão entre os mais diversos roedores neotropicais e, na Amazônia, suas espécies estão amplamente distribuídas. Devido à sistemática deste grupo ser extremamente complexa, a genética tem sido cada vez mais evocada para auxiliar na delimitação das espécies. Dentro deste cenário, este trabalho teve como objetivo detectar marcadores cromossômicos que pudessem ser utilizados na taxonomia desse gênero. Para tanto, foram analisados citogeneticamente 17 indivíduos de Proechimys da região do médio rio Madeira (interflúvios Purus-Madeira, Madeira-Aripuanã e Aripuanã-Tapajós) (AM) e sete do vale do rio Jari (PA), totalizando 686 células examinadas. Dentre os caracteres cromossômicos, o número diplóide e o número de braços permitiram agrupar esses indivíduos em três grupos distintos: 2n=28, NFA=46 (P. cuvieri e um táxon ainda não determinado provavelmente relacionado ao grupo longicaudatus - sensu Patton 1987 - que aqui denominamos P. gr. longicaudatus – vale do rio Jari e margem direita do rio Madeira, respectivamente); 2n=38, NFA=52 (Proechimys gr. guyannensis – sensu Patton 1987, proveniente do vale do rio Jari); 2n=40, NFA=54 (P. gardneri – margem esquerda do rio Madeira). A morfologia e bandeamento dos cromossomos sexuais também foram espécie-específicos. O bandeamento G permitiu emparelhar corretamente os homólogos e em Proechimys gr. guyannensis. e P. gardneri auxiliou na determinação do par sexual. A RON esteve presente numa constricção secundária, intersticial no braço longo, de um par de submetacêntricos médios, como visto para todas as espécies de Proechimys já analisadas. Entretanto, sua posição no cariótipo foi variável. Ainda, uma duplicação dessa região em um dos homólogos foi detectada apenas em P. gr. longicaudatus do interflúvio Aripuanã-Tapajós (margem direita do rio Madeira). A heterocromatina constitutiva esteve presente na região pericentromérica da maioria dos cromossomos de Proechimys gr. guyannensis e P. gardneri, porém variando os pares marcados entre as duas espécies; já o cromossomo Y apresentou-se totalmente heterocromático em Proechimys gr. guyannensis e sem marcação alguma em P. gardneri. Em P. gr. longicaudatus, o padrão da heterocromatina constitutiva separou a população do interflúvio Aripuanã-Tapajós (citótipo A), com marcações pericentroméricas em alguns pares cromossômicos marcação, das populações do interflúvio Madeira-Aripuanã (citótipo B), com blocos heterocromáticos na região pericentromérica de todos os cromossomos. P. cuvieri apresentou padrão de banda C similar ao citótipo A de P. gr. longicaudatus. O padrão da heterocromatina constitutiva e da RON foram marcadores fundamentais para a identificação de duas unidades evolutivas de P. gr. longicaudatus na região do médio rio Madeira. Os dados obtidos neste trabalho confirmam a grande diversidade cariotípica do gênero Proechimys e comprovam o uso dos bandeamentos cromossômicos como boa ferramenta na delimitação das espécies. Foi sugerido uma ampliação na distribuição geográfica de P. gardneri e P. gr. longicaudatus e, para as espécies de Proechimys com 2n=38 cromossomos, foi verificado que a ocorrência, por enquanto, está restrita a leste do rio Negro e ao norte do rio Amazonas.
x
ABSTRACT
Spiny rats of the genus Proechimys are among the most diverse neotropical rodents
and its species are widely distributed in the Amazon Rain Forest. Due the complex
systematics of this group, genetic data have been useful to determine species
boundaries. The objectives of this work were to contribute towards a better
understanding of Proechimys cytogenetic taxonomy and evolutionary trends.
Seventeen specimens of Proechimys from mid-Madeira River (Purus-Madeira,
Madeira-Aripuanã and Aripuanã-Tapajós interfluviums) (state of Amazonas) and
seven specimens from Jari River Valley (state of Pará) were collected and analyzed
cytogenetically. Diploid chromosome arm (fundamental) numbers allowed grouping
of individuals in three distinct groups: 2n=28, FN=46 (P. cuvieri and P. gr.
longicaudatus, occurring on the Jari region and on the right side of Madeira River,
respectly); 2n=38, NF=52 (Proechimys gr. guyannensis, in the Jari region); 2n=40,
NF=54 (P. gardneri, in the left side of Madeira River). Sexual chromosome
morphology and banding were also species-specific. G-banding allowed correct
homolog pairing and sexual chromosome identification in Proechimys gr.
guyannensis and P. gardneri. The NOR was also evident as a secondary interstitial
constriction in the long arm of a medium-sized submetacentric pair, as recognized
for this genus in previous works; however, NOR position varied among karyotypes (it
was species-specific or population-specific). A duplication of NOR was an
autapomorphy of P. gr. longicaudatus from Aripuanã-Tapajós interfluvium (right bank
of Madeira River). The constitutive heterochromatin was pericentromeric in most
chromosomes of Proechimys gr. guyannensis and P. gardneri, showing high levels
of variation between these two species. The Y chromosome was entirely
heterochromatic in Proechimys gr. guyannensis and unmarked in P. gardneri.
Constitutive heterochromatin and NOR patterns allowed the characterization of two
citotypes in P. gr. longicaudatus: population from Aripuanã-Tapajós interfluvium
(citotype A) showed some marked homolog pairs that differed from Madeira-
Aripuanã interfluvium (citotype B), which showed heterochromatic blocks in the
pericentromeric region of all chromosomes. P. cuvieri from Jari region was
characterized by the presence of heterochromatic blocks in the pericentromeric
region of all chromosomes and the RON pattern was similar to citotype B of P. gr.
longicaudatus. The C band and NOR patterns were fundamental markers to identify
two evolutionary units of P. gr. longicaudatus from mid-Madeira River. This work
confirmed the levels of great karyotypic diversity in Proechimys and allowed a better
understanding of the geographic distribution of P. gardneri and P. gr. longicaudatus,
as well as a restriction of 2n=38 chromosomes Proechimys species to the east of the
Negro River and north of the Amazonas River.
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SUMÁRIO
1. Introdução.............................................................................................................1 1.1. Aspectos Gerais ..............................................................................................1 1.2. A família Echimyidae e o gênero Proechimys .................................................3 1.3. Citogenética de roedores.................................................................................6 1.4. Objetivos..........................................................................................................8
1.4.1. Objetivo geral ............................................................................................8 1.4.2. Objetivos específicos ................................................................................8
2. Material e Métodos ...............................................................................................9 2.1. Material............................................................................................................9 2.2. Métodos.........................................................................................................14
2.2.1 Coleta e processamento dos espécimes .................................................14 2.2.2 Obtenção dos cromossomos mitóticos (tratamento “in vivo”) ..................15 2.2.3 Detecção da heterocromatina constitutiva (Banda C) ..............................16 2.2.4 Detecção das regiões organizadoras de nucléolo (RONs) ......................16 2.2.5 Banda G (GTG)........................................................................................17 2.2.6 Análise cariotípica ....................................................................................17
3. Resultados ..........................................................................................................18 3.1 Proechimys gr. longicaudatus – 2n=28...........................................................20 3.2 Proechimys cuvieri – 2n=28............................................................................23 3.3 Proechimys gr. guyannensis – 2n=38............................................................25 3.4 Proechimys gardneri – 2n=40.........................................................................27
4. Discussão ...........................................................................................................29 4.1 Características cromossômicas de Proechimys .............................................29
4.1.1 Proechimys gr. longicaudatus e P. cuvieri — 2n=28................................33 4.1.2 Proechimys gr. guyannensis — 2n=38 ....................................................36 4.1.3 Proechimys gardneri — 2n=40.................................................................37
4.2 Bandeamentos cromossômicos em Proechimys ............................................40
5. Conclusões .........................................................................................................46
6. Referências Bibliográficas ................................................................................47
APÊNDICE 1............................................................................................................59
xii
LISTA DE FIGURAS
Figura 1: Indivíduo de Proechimys spp., da região do médio rio Madeira..................9
Figura 2: Mapa de parte da América do Sul, indicando os locais de coleta .............10
Figura 3: Região do médio rio Madeira, com os pontos de coleta conforme indicados na Tabela 1 ..............................................................................................................12
Figura 4: Características cariotípicas de Proechimys gr. longicaudatus (2n=28) – Citótipo A..................................................................................................................21
Figura 5: Características cariotípicas de Proechimys gr. longicaudatus (2n=28) – Citótipo B..................................................................................................................22
Figura 6: Características cariotípicas de Proechimys cuvieri (2n=28)......................24
Figura 7: Características cariotípicas de Proechimys gr. guyannensis (2n=38).......26
Figura 8: Características cariotípicas de Proechimys gardneri (2n=40) ...................28
Figura 9: Mapa de distribuição das formas cariotípicas do grupo longicaudatus .....35
Figura 10: Mapa dos locais de ocorrência de Proechimys 2n=38............................37
Figura 11: Mapa de distribuição das formas cariotípicas de P. gardneri ..................39
xiii
LISTA DE TABELAS
Tabela 1: Áreas de coleta dos indivíduos e respectivos interflúvios na região do médio rio Madeira. ...................................................................................................11
Tabela 2: Áreas de coleta dos indivíduos na região do Vale do Jari.. ......................13
Tabela 3: Número diplóide, freqüência relativa (%), total de células analisadas e locais de coleta, para machos e fêmeas de Proechimys. ........................................18
Tabela 4: Formas cromossômicas determinadas para o gênero Proechimys compiladas da literatura e determinadas no presente trabalho (2n=número diplóide; NF=número de braços). ...........................................................................................29
1
1. Introdução
1.1. Aspectos Gerais
A Amazônia estende-se do oceano Atlântico às encostas orientais da
Cordilheira dos Andes até aproximadamente 600m de altitude (Ab'Saber, 1977),
cobrindo nove países sul-americanos. O Brasil possui uma área aproximada de 5
milhões de quilômetros quadrados de floresta amazônica (Amazônia brasileira),
abrangendo os estados do Acre, Amapá, Amazonas, Pará, Rondônia e Roraima e
parte dos estados do Mato Grosso, Maranhão e Tocantins (INPE, 1999).
A Amazônia brasileira corresponde a 40% do total de florestas úmidas no
planeta e abriga 40% de toda a diversidade biológica existente (Laurance et al.,
2001). Dentre os fatores ecológicos responsáveis pela imensa riqueza de espécies
desse bioma estão a estabilidade climática ao longo do tempo geológico, a
fertilidade do solo e a densidade do sub-bosque, sendo a quantidade e o padrão de
chuvas menos importantes (Wiens & Donoghue, 2004; Emmons, 1984).
O desmatamento da Amazônia é muito alto e crescente ultrapassando 25 mil
quilômetros quadrados ao ano (INPE, 2003), apesar do importante papel da floresta
na regulação do clima em escala regional e global e nos ciclos de água e carbono
(Shukla et al., 1990; Skole & Tucker, 1993; Houghton et al., 2000). A área
desmatada já atinge cerca de 548 mil quilômetros quadrados, área equivalente a
todo o território da França (Fearnside, 2001). Isso evidencia a necessidade urgente
de estudos faunísticos e florísticos, contribuindo assim com informações que
subsidiem ações de conservação. A degradação do meio ambiente pode tornar
algumas espécies raras ou até mesmo extintas, especialmente devido à perda de
hábitats, diminuição de recursos disponíveis, migração de espécies para áreas onde
não ocorriam, gerando assim sobreposição de nichos e por conseqüência a
competição, entre outros (Danielson, 1991).
Estima-se que existam 4600 espécies viventes de mamíferos (Wilson &
Reeder, 2005), e dessas, cerca de 1.115 ocorrem na região neotropical, sendo 80%
delas endêmicas (Patterson, 1994). Atualmente são descritas 311 espécies de
mamíferos para a Amazônia brasileira, e destas, 72 são de roedores, grupo de
interesse neste estudo. Este número deve ser considerado aproximado, e
certamente será alterado à medida que novos estudos forem feitos, tanto estudos
de revisão taxonômica quanto amostragens em novas áreas (da Silva et al., 2001).
Existem grandes lacunas no conhecimento científico sobre a fauna de
2
mamíferos amazônicos. Essas lacunas são atribuídas à grande riqueza de
espécies, diversidade de hábitats e especialmente grande extensão da floresta.
Voss & Emmons (1996) listaram dez sítios nas matas neotropicais onde inventários
da mastofauna podem ser considerados exemplares e desses, somente dois
situam-se na Amazônia brasileira. Desde então, pode-se acrescentar alguns outros
sítios a essa lista, como os trabalhos desenvolvidos por Patton et al. (2000), Voss et
al. (2001) e da Silva et al. (2007). Apesar desses esforços, a elaboração de listas de
espécies de mamíferos amazônicos ainda é uma tarefa difícil, especialmente entre
os roedores, marsupiais e quirópteros, que correspondem a cerca de dois terços da
diversidade total de mamíferos (da Silva et al, 2001). Portanto, inventários
abrangentes ainda precisam ser realizados em praticamente toda a região.
Segundo Emmons (1984) existe um decréscimo na diversidade de espécies
de oeste para leste da Amazônia. Peres (1997) sugere que para primatas, a riqueza
de espécies está intimamente relacionada com o tipo de floresta, e esta é maior nas
matas de terra firme, porém com densidade e biomassa menores do que na várzea.
Esse padrão também foi encontrado por Patton et al. (2000) para roedores e
marsupiais da região do rio Juruá.
Estudos preliminares com roedores e marsupiais sugerem ainda que na
Amazônia, os sistemas de água preta (segundo Sioli (1990), águas de cor escura,
pobres em material em suspensão e ricas em substâncias húmicas dissolvidas)
podem ser muito mais sensíveis a ações antrópicas, uma vez que a abundância
relativa de espécies é menor nessas áreas do que em áreas de água branca (águas
com coloração barrenta devido à grande quantidade de sedimentos em suspensão;
Sioli, 1990) (da Silva & Patton, dados não publicados).
Em áreas não amostradas suficientemente, ou mesmo nas já amostradas,
novos táxons são continuamente descobertos quando dados de levantamentos são
combinados com outras técnicas (Van-Gelder, 1969; da Silva et al., 2001), como a
citogenética e a biologia molecular. Em relação aos pequenos mamíferos (roedores,
marsupiais e quirópteros) esse problema é ainda mais evidente. Em um
levantamento de roedores e marsupiais realizado ao longo da região do rio Juruá,
nove novas espécies foram descritas, correspondendo a 20% do total de espécies
de roedores e marsupiais existentes (Patton & da Silva, 1995; da Silva, 1998; Patton
et al., 2000).
Cerca de 70% dos táxons, para os quais o limite de espécie ainda não está
bem definido, é composto por roedores, marsupiais e quirópteros. Dentro da ordem
3
Rodentia os exemplos mais notórios são os seguintes gêneros: Microsciurus,
Sciurus, Neacomys, Nectomys, Oecomys, Oryzomys, Rhipidomys, Coendou,
Dasyprocta, Myoprocta, Echimys, Mesomys e Proechimys, o mais amplamente
distribuído e diverso (Voss & Emmons, 1996). Espécies do gênero Proechimys são
caracterizadas por uma extensa variabilidade morfológica, sobrepondo em muitos
caracteres com espécies de outros gêneros (Thomas, 1928).
Comparando a relação entre a composição das comunidades de mamíferos
não-voadores da região do rio Juruá com outros 14 sítios, foi percebida a existência
de dois grupos geográficos claramente definidos na Amazônia, representando duas
unidades distintas: uma do leste e outra do oeste, limitadas pelo rio Negro, ao norte
do eixo Solimões-Amazonas e uma região ainda não muito bem definida entre os
rios Madeira e Xingu, ao sul (Patton et al., 2000). O reconhecimento dessa divisão é
extremamente importante do ponto de vista conservacionista, uma vez que essas
áreas são unidades evolutivas diferentes e isso deve ser levado em conta na
definição de áreas prioritárias para conservação (da Silva et al., 2001). Nesse
contexto, a caracterização da biodiversidade é fundamental.
1.2. A família Echimyidae e o gênero Proechimys
Os roedores, como são conhecidos os indivíduos da ordem Rodentia, são
distribuídos em todo o planeta exceto na Antártica, e tiveram sua origem na Eurásia
(Myers, 2000). Na América do Sul, as famílias mais representativas são Echimyidae
e Cricetidae, as quais colonizaram este continente em pelo menos dois eventos
distintos: equimídeos são bem representados desde o Oligoceno inferior até o
presente, enquanto cricetídeos chegaram à América do Sul posteriormente,
provavelmente no Plioceno (Eisenberg & Redford, 1989). Ambas famílias estão
amplamente distribuídas em toda a região amazônica (Emmons & Feer, 1997).
Os equimídeos, ou ratos espinhosos são encontrados nas regiões
Neotropicais das Américas Central e do Sul, possuem aproximadamente 78
espécies (algumas já extintas), divididas em 20 gêneros. Dessas, 24 espécies são
encontradas na Amazônia (Voss & Emmons, 1996; Patton et al., 2000; da Silva et
al., 2001). É a família mais diversa dos roedores hystricognatos sul-americanos em
termos de número de espécies e possivelmente de diversidade ecológica. Os
equimídeos são animais de tamanho médio, possuindo de 80 a 500mm de
comprimento cabeça-corpo. Possuem focinho pontudo, olhos e orelhas de tamanho
4
médio e o comprimento da cauda varia de menos da metade do comprimento do
corpo até consideravelmente maior que o corpo. A cauda freqüentemente é
quebrada e perdida em alguns gêneros como Proechimys e Mesomys. As patas
dianteiras possuem quatro dedos funcionais e as patas traseiras cinco. O
comprimento dos dedos varia de acordo com o hábito da espécie. Equimídeos são
assim denominados devido à presença de pêlos espinhosos ou eriçados ao menos
na parte posterior do corpo, embora várias espécies possuam pêlos macios em todo
o corpo. A cor da pelagem também é variável entre as espécies, podendo ser
uniformemente escura, dourada e até branca, apresentando muitas vezes listras
faciais e um padrão geral de coloração bastante bonito e atraente. Eles ocupam
uma grande variedade de nichos. Alguns são completamente arbóreos,
provavelmente nunca descendo da copa das árvores. Outros passam a vida toda no
chão da floresta, e outros ainda podem explorar mais de um extrato da vegetação.
Existem ainda espécies fossoriais. Os hábitos alimentares também são variados,
podendo ser de folhas de bambu, frutos, castanhas ou insetos. A maioria das
espécies é solitária, com exceção de algumas, por exemplo, Trynomys yonenagae
(dunas do São Francisco, BA) e as do gênero Clyomys, que vivem em colônias. São
divididos em diversas sub-famílias, incluindo Eumysopinae (sub-família a qual
pertence o gênero Proechimys), Dactylomyinae, Heteropsomyinae e Echimyinae,
sendo esta última a que detém a maioria das espécies da família. Algumas espécies
podem vocalizar à noite, como por exemplo espécies de Dactylomys e Proechimys
(Nowak & Paradiso, 1983; McDonald, 1984; Vaughan, 1986; Eisenberg & Redford,
1989; Feldhamer et al., 1999; Myers, 2001; Wilson & Reeder, 2005).
No Brasil, cinco espécies de equimídeos (Callistomys pictus, Carterodon
sulcidens, Phyllomys brasiliensis, P. thomasi e P. unicolor) estão ameaçadas de
extinção, mas nenhuma delas ocorre na Amazônia (MMA, 2007).
O gênero Proechimys é o mais abundante dentre os mamíferos não-
voadores nas florestas neotropicais. Os indivíduos são de hábito terrestre; possuem
orelhas grandes e eretas; cabeça alongada; pés estreitos, compridos e de coloração
marrom escura ou preta na região ventral; a cauda é menor ou aproximadamente
igual ao comprimento do corpo. A coloração do ventre é branca e da região dorsal
marrom-avermelhado ou amarelado. Quando adultos, possuem pêlos aristiformes
facilmente identificados na região dorsal do indivíduo (Patton et al., 2000).
No Brasil, populações de Proechimys guyannensis são indicadas como
reservatórios importantes de Leishmania tegumentaria, fato também observado no
5
Panamá (P. semispinosus) e na Venezuela (P. guyannensis). Além disso, já foi
registrada uma população parasitada por Trypanosoma cruzi na Venezuela, e ainda
existem evidências de que este gênero tenha relação com a história natural de
arbovirus. Ainda, na Colômbia, foi relatada a existência de populações que
hospedam naturalmente o vírus da EEV (Encefalite Eqüina Venezuelana), dentre
outras zoonozes (Bueno et al, 1989). Desta forma, é necessário grande
conhecimento sobre a diversidade e biologia do gênero (Reig & Useche, 1976).
A sistemática desse grupo é extremamente complexa e na Amazônia há
vários relatos de espécies ocorrendo em simpatria (Moojen, 1948; Patton & Gardner
1972; Patton et al., 2000). Vários caracteres morfológicos têm sido usados para
conseguir uma delimitação das espécies, tais como morfologia do crânio, do báculo
peniano, de pêlos, dentição, bula timpânica e coloração dos pêlos. Um dos mais
importantes trabalhos de sistemática desse gênero foi feito por Patton (1987), o qual
utilizou caracteres qualitativos de crânio, dentição e báculo para agrupar os 59
nomes válidos para o gênero em nove grupos distintos: guyannensis, goeldii,
longicaudatus, simonsi, cuvieri, trinitatus, semispinosus, canicollis e decumanus.
Apesar deste esforço, não é possível reconhecer cada uma das espécies
apenas por meio de caracteres morfológicos, já que vários desses caracteres
possuem variação geográfica, etária e sexual, muito embora eles sejam úteis para
diferenciar espécies simpátricas (Patton & Gardner 1972, Gardner & Emmons,
1984). A combinação de caracteres morfológicos associados a informações
extraídas do cariótipo e seqüenciamento de DNA tem se revelado como ferramenta
poderosa para o entendimento da diversidade existente em Proechimys (Patton &
Gardner 1972; da Silva 1998; Patton et al., 2000; Weksler et al., 2001). Contudo,
ainda não existe uma filogenia robusta para as espécies desse gênero, o que
dificulta o entendimento das relações de parentesco entre as espécies, o estudo de
evolução dos caracteres e especialmente o estudo de evolução cromossômica.
Atualmente são atribuídas 25 espécies a esse gênero (Wilson & Reeder,
2005), mas esse número poderá mudar uma vez que novas áreas sejam
amostradas e novos estudos sobre a sistemática de Proechimys sejam realizados
combinando dados ecológicos, morfológicos, citogenéticos e moleculares.
6
1.3. Citogenética de roedores
A taxonomia dos roedores muitas vezes é dificultada pelas variações
discretas na morfologia externa e craniana dos indivíduos (Bonvicino & Almeida,
2000; Gonçalves & Oliveira, 2004). Assim, o número de espécies de pequenos
mamíferos terrestres conhecidos atualmente, provavelmente, encontra-se
subestimado.
Inicialmente, a determinação e distinção das espécies e suas relações de
parentesco realizavam-se com base em suas diferenças e semelhanças
morfológicas (Guerra, 1988). Em alguns casos, duas espécies podem apresentar
padrões morfológicos com diferenças sutis ou até mesmo indistinguíveis, sendo
consideradas espécies crípticas (Futuyma, 1992), necessitando assim a utilização
de técnicas mais acuradas para seu reconhecimento. Nesse sentido, a citogenética
constitui uma ferramenta fundamental para a separação de espécies crípticas ou
complexos de espécies especialmente quando ocorrem em simpatria (Aniskin &
Volobouev, 1999; Weksler et al., 2001; Granjon & Domigny, 2003; Lima et al.,
2003), conforme observado em estudos nos gêneros Proechimys (Gardner &
Emmons, 1984; Patton et al., 2000; Weksler et al., 2001) e Oryzomys (Musser et al.,
1998; Volobouev & Aniskin, 2000). Algumas espécies de roedores apresentam o
cariótipo bastante similar entre si, contudo, apresentam variação intraespecífica
tanto na morfologia como no número de cromossomos (Aniskin & Volobouev, 1999),
evidenciando a presença de rearranjos cromossômicos.
Os dados citogenéticos mais comumente utilizados para a caracterização de
espécies são o número, a morfologia e o padrão de bandeamentos cromossômicos
(G ou C) (Guerra, 1988). Estes estudos permitem detectar polimorfismos
cromossômicos (inversões, deleções, fissões, fusões e duplicações), os quais
podem gerar a formação de indivíduos com cariótipos diversos na população,
podendo ou não ocasionar a diferenciação de uma espécie por isolamento
reprodutivo (meiose inviável) e conseqüente especiação (Volobouev & Catzeflis,
2000). A descoberta de diferenciação cariotípica em espécies nominais tem
freqüentemente iniciado estudos de outros caracteres, resultando em descoberta de
novas espécies (Capanna et al., 1977; Zima, 2000). Assim, investigações
cromossômicas em espécies ainda não estudadas cariotipicamente podem
contribuir para o entendimento da sistemática das mesmas, quando combinadas
com análises morfológicas e moleculares. (Zima, 2000; Ventura et al., 2004).
Os roedores ocupam uma posição de destaque na citogenética animal,
7
especialmente porque, comumente apresentam uma grande variabilidade
cariotípica inter e intra-específica, além de uma alta freqüência de polimorfismo
cromossômico, o que faz a caracterização cromossômica, nesse grupo, ser cada
vez mais útil para a sistemática (Leal-Mesquita, 1991). Análises citogenéticas têm
fornecido dados importantes sobre organização, variação e evolução
cromossômica, além de, em alguns casos, serem caracteres diagnósticos em nível
de espécie.
No Brasil, os estudos citogenéticos nos pequenos mamíferos terrestres
começaram em 1939, com um trabalho sobre Didelphis aurita, e somente depois de
quase 30 anos outros esforços foram aplicados nessa área (Yonenaga-Yassuda et
al., 1976). Na Amazônia poucos estudos citogenéticos com roedores têm sido
feitos, tanto pela carência de recursos humanos e financeiros, como pelas
dificuldades logísticas proporcionadas pela própria região, como por exemplo, o
deslocamento a regiões mais distantes. Aproximadamente 45 espécies de roedores
amazônicos foram cariotipadas, sendo os gêneros Proechimys, Oryzomys e
Oecomys os mais representados. Entretanto, poucos desses trabalhos
apresentaram dados de bandeamentos cromossômicos.
A análise dos cromossomos mitóticos é determinante na caracterização e
diferenciação de espécies de roedores, especialmente na Amazônia, onde muitas
dessas espécies apresentam difícil separação morfológica. Estudos no gênero
Proechimys revelam que a maioria das espécies possui cariótipos distinguíveis, mas
nem sempre esses dados estão disponíveis ou o padrão geral não é diferente entre
as espécies (Garder & Emmons, 1984). Dados cariotípicos têm sido úteis
principalmente para a diferenciação de espécies simpátricas (Patton & Gardner,
1972; da Silva 1995; da Silva, 1998), todavia apresentando grande variação
geográfica (Reig et al., 1980; Gardner & Emmons, 1984). Deste modo, este trabalho
buscou fazer a caracterização citogenética de espécies do gênero Proechimys,
dados esses que, quando associados a outras técnicas, auxiliarão na determinação
do status taxonômico dessas espécies e no elucidamento do seu processo evolutivo
e limites de distribuição.
8
1.4. Objetivos
1.4.1. Objetivo geral
Detectar marcadores cromossômicos espécie-específicos em espécies
do gênero Proechimys, da região do Médio rio Madeira e vale do rio
Jari (Amazônia), fornecendo dados que auxiliem na taxonomia das
espécies.
1.4.2. Objetivos específicos
Revisar os dados citogenéticos do gênero Proechimys, disponíveis na
literatura.
Apresentar o cariótipo de espécies do gênero Proechimys, da região
do médio rio Madeira e vale do Jari (Amazônia).
Estabelecer o padrão de distribuição da heterocromatina constitutiva
(Banda C), das regiões organizadoras de nucléolo (RONs) e padrão
de Banda G nos cromossomos mitóticos das espécies estudadas.
9
2. Material e Métodos
2.1. Material
Os animais utilizados nesse estudo foram obtidos a partir da colaboração
estabelecida com os seguintes projetos: (1) “Inventário Faunístico do Médio rio
Madeira” - CNPq-PROBIO/MMA, (2) “Sistemática, genética e ecologia de pequenos
mamíferos do Vale do rio Jari, Pará e Amapá” - CNPq 480908/04, e (3) “O Valor
Biológico e Funcional de Florestas Primárias, Secundárias e Monocultivadas na
Amazônia”. Foram coletados 52 indivíduos do gênero Proechimys (Figura 1), sendo
45 da região do médio rio Madeira e sete do vale do rio Jari (Figuras 2 e 3; Tabelas
1 e 2).
Figura 1: Indivíduo de Proechimys spp., capturado na região do médio rio Madeira.
10
Figura 2: Mapa da região norte da América do Sul, indicando os locais de coleta:
1 – região do médio rio Madeira; 2 – região do vale do rio Jari.
O vale do rio Madeira engloba aproximadamente 1,4 milhões de quilômetros
quadrados, cobrindo cerca de 20% da bacia amazônica. O rio Madeira nasce na
Bolívia a cerca de 3.300 quilômetros da sua desembocadura no rio Amazonas,
sendo o seu mais longo tributário. Caracteriza-se por possuir águas fortemente
barrentas ou “brancas”, enquanto seus tributários, como os rios Aripuanã e
Machado (Ji-Paranã), localizados na margem direita, apresentam águas claras.
Apresenta ainda, tributários de menor porte com águas pretas (Goulding et al.,
2003). A maior parte da bacia em solo brasileiro corre em um vale aluvial, sujeito a
inundações temporárias. A flutuação nesta parte do rio Madeira pode chegar a
pouco mais de 10 metros e boa parte desta marcada flutuação é causada pelo
barramento do rio Amazonas. Na região do médio rio Madeira localiza-se a
desembocadura do rio Aripuanã, último grande afluente da porção médio-inferior na
margem direita do Madeira, que está localizada em frente à cidade de Novo
Aripuanã, a cerca de 400 quilômetros da boca do rio Madeira (Rapp Py-Daniel et al.,
2007).
11
O rio Madeira tem sido apontado como divisor faunístico das regiões oeste e
leste meridionais na Amazônia, desde os estudos de Wallace (1852) com primatas
(o divisor setentrional seria o rio Negro e o rio Solimões/Amazonas o eixo divisor N-
S). Trata-se também de uma importante via fluvial na região e mais recentemente
foi aprovado o projeto de implantação do Gasoduto/ Petrobrás (Fase II – Urucu –
Porto Velho), que percorrerá a área de interflúvio Madeira-Purus, com
conseqüências ambientais ainda não estimadas.
Para inventariar a área, foram escolhidos trechos nos rios Madeira e
Aripuanã que possibilitassem acesso às duas margens de ambos os rios e
representassem diferentes ambientes: várzea, terra firme e campina.
Tabela 1: Áreas de coleta dos indivíduos e respectivos interflúvios na região do médio rio Madeira.
Ponto
Estação
Área Interflúvio Coordenadas N
Boca do Juma, 06o00'53 S 1 seca margem direita do rio Aripuanã
Aripuanã-Tapajós 60o10'45 W
7
Lago Açaí, 06o00'52.7 S 2 seca margem esquerda do rio Aripuanã
Madeira-Aripuanã 60o12'32.4 W
5
Itapinima, 05o25'28.1 S 3 seca margem direita do rio Madeira
Madeira-Aripuanã 60o42'54.8 W
0
Cachoeirinha, 05o29'26.6 S 4 seca margem esquerda do rio Madeira
Madeira-Purus 60o49'28.5 W
2
Trilha Pau Rosa, 06o17'45 S 5 chuva margem direita do rio Aripuanã
Aripuanã-Tapajós 60o23'35 W
3
Igarapé Arauazinho, 06o17'44.3 S 6 chuva margem esquerda do rio Aripuanã
Madeira-Aripuanã 60o23'33.99 W
19
Comunidade Bela Vista, 05o14'45.97 S 7 chuva margem esquerda do rio Madeira
Madeira-Purus 60o42'50.58 W
9
12
Figura 3: Região do médio rio Madeira, com os pontos de coleta conforme indicados na Tabela 1 (modificado de da Silva et al., 2007).
A região do vale do rio Jari abrange uma área de 17 mil quilômetros
quadrados, divididos entre os estados do Pará (55%) e Amapá (45%), às margens
do rio Jari (norte da bacia amazônica - 0o27'S; 51o40'W e 1o30'S; 53o20'W). Esta
área pertence à empresa de Silvicultura Jari Celulose S.A., uma das maiores
empresas do Brasil no ramo. A área é caracterizada por uma extensa plantação de
Eucalyptus urograndis, com ciclo de rotação de seis anos, intercaladas e
circundadas por áreas de florestas primárias e secundárias (Jari S.A., 2005),
oferecendo um mosaico de ambientes naturais e antropogênicos, o que permite
avaliar os efeitos desse cenário sobre a biodiversidade da região. As médias da
temperatura anual e precipitação são de 26,4oC e 2.115mm, respectivamente
(Spangenberg et al., 1996; Leite, 2006).
13
Tabela 2: Áreas de coleta dos indivíduos na região do Vale do Jari. A nomenclatura das áreas é a mesma utilizada pela empresa Jari Celulose S.A.
Estação
Área Tipo de vegetação Coordenadas N
0o42'42.64 S seca Trilha 56, Monte Dourado, Pará Floresta secundária 52o40'0.86 W
2
0o49'58.65 S seca Área 14, Monte Dourado, Pará Floresta de eucalipto 52o39'29.69 W
3
0o35'13.05 S seca Área 55, Monte Dourado, Pará Floresta secundária 52o39'31.63 W
1
Mata da Bituba, Monte Dourado, 01o11'28.3 S seca Pará
Floresta primária 52o38'5.85 W
1
14
2.2 Métodos
2.2.1 Coleta e processamento dos espécimes
Na região do médio rio Madeira foram abertos sete transectos de 1.600
metros de extensão em matas primárias, sendo dois no interflúvio Madeira – Purus,
três no interflúvio Madeira – Aripuanã e dois no interflúvio Aripuanã – Tapajós,
perpendiculares à margem do rio. No vale do Jari foram abertos nove transectos
também com 1.600 metros de extensão, sendo três em matas primárias, três em
matas secundárias (capoeira) e três em matas de eucalipto. Esses transectos foram
feitos após um recuo de pelo menos 200m da borda da mata. A cada 20 metros
foram colocadas duas armadilhas, uma do tipo Tomahawk (14x14x40cm) e outra do
tipo Sherman (8x8x23cm). Nas estações ímpares, a armadilha do tipo Sherman foi
disposta no sub-bosque e a do tipo Tomahawk no chão. Nas estações pares, a
armadilha do tipo Sherman foi disposta no chão e a do tipo Tomahawk no sub-
bosque, totalizando 160 armadilhas por transecto. Adicionalmente foram instaladas
duas linhas de armadilhas do tipo pitfall, dispostas perpendicularmente, em cada
transecto. Cada linha de pitfall foi composta por 10 baldes de 60L, distantes 10m
um do outro, e uma faixa de lona conectando os baldes, que serviu como cerca-
guia.
As estações foram verificadas todas as manhãs e as armadilhas iscadas a
cada dois dias ou conforme a necessidade (por exemplo se a isca foi removida por
algum inseto). A isca foi composta por rodelas de banana e bolotas de amendoim
torrado e moído. O período de amostragem foi de 12 dias consecutivos em cada
transecto, sendo dois transectos amostrados simultaneamente na região do Jari.
Para cada localidade, os espécimes foram coletados e preparados segundo
procedimentos utilizados em coleções científicas mastozoológicas. O primeiro
passo foi a pesagem do animal com Pesolas®, seguida de injeção de colchicina e
após o tempo ideal o indivíduo foi sacrificado mediante inalação de éter etílico.
Medidas externas foram tomadas antes da preparação dos espécimes e incluem:
comprimento total, comprimento da cauda, comprimento da pata traseira e
comprimento da orelha. Os animais tiveram sua condição reprodutiva verificada
através da morfologia externa e autópsia. Foi feita uma incisão de
aproximadamente 4cm na região ventral do animal para a retirada do fêmur,
passando então para os demais procedimentos. Tais procedimentos incluíram
preparações de pele e crânio; pele, crânio e esqueleto parcial; esqueletos
15
completos; pele, crânio e carcaça em meio líquido (fixada em formol 10% e
preservada em álcool 70%); corpo em meio líquido com o crânio removido (fixado
em formol 10% e preservado em álcool 70%). A identificação dos espécimes do Jari
foi feita inicialmente pelo biólogo Rafael do Nascimento Leite, que estudou a
ecologia de comunidades de pequenos mamíferos do Jari, e confirmada pela Dra.
Maria Nazareth Ferreira da Silva (curadora da Coleção de Mamíferos/INPA); os
espécimes do rio Madeira foram identificados preliminarmente e continuam sendo
estudados pela mesma pesquisadora. Todos os espécimes foram depositados na
Coleção de Mamíferos do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (Apêndice
1). As coletas e transporte do material biológico das duas áreas foram autorizados
pelo IBAMA, através dos processos 02005.000641/03-11, 02000.002336/2003-93 e
02005002672/04.
2.2.2 Obtenção dos cromossomos mitóticos (tratamento “in vivo”)
Os cromossomos mitóticos foram obtidos a partir da medula óssea dos
espécimes de roedores segundo a técnica “air drying” de Ford & Harmerton (1956)
com algumas modificações. Foi injetada, intramuscular, uma solução aqüosa de
colchicina 0,0125%, na proporção de 1mL/100g de peso corpóreo do indivíduo.
Após 40 minutos, o indivíduo foi sacrificado por inalação de éter etílico, e seguiu a
retirada do fêmur. Com o auxílio de uma seringa, foi feita a lavagem sucessiva do
canal ósseo com 10mL de solução hipotônica de cloreto de potássio 0,075M,
coletando-se a medula óssea em uma cubeta de vidro. Em seguida, os fragmentos
de medula óssea foram dissociados com o auxílio de uma seringa de vidro de
10mL, até a homogeneização completa da solução. A suspensão celular obtida foi
mantida em banho-maria a 37°C por 20 minutos. Após este tempo, o material foi
ressuspendido cuidadosamente com o auxílio de uma pipeta Pasteur e transferido
para um tubo de centrífuga. Dez gotas de fixador Carnoy (metanol: ácido acético
3:1) foram adicionadas à suspensão celular, que foi centrifugada por 10 minutos a
900 rpm, sendo posteriormente descartado o sobrenadante. Novamente o material
foi ressuspendido com o auxílio de uma pipeta Pasteur em 10mL de fixador Carnoy.
A suspensão foi novamente centrifugada durante 10 minutos a 900 rpm, sendo este
procedimento repetido por mais duas vezes. Após a última centrifugação e a
eliminação do sobrenadante, 1,5mL de fixador foram adicionados e o material
ressuspendido com cuidado. Essa suspensão celular foi então guardada em tubo
“eppendorf” e mantida em freezer para posterior preparação de lâminas.
16
Para o preparo das lâminas, foram pingadas duas a três gotas da suspensão
em uma lâmina de vidro limpa (aquecida em água destilada até 50oC), à uma altura
de 30-40cm e deixada secar à temperatura ambiente. Essas lâminas foram coradas
com solução de Giemsa, diluído a 5% em tampão fosfato pH 6,8, por 10 minutos, e
em seguida lavadas em água destilada e deixadas secar ao ar.
2.2.3 Detecção da heterocromatina constitutiva (Banda C)
Para o estudo da heterocromatina constitutiva foi utilizada a técnica de
Sumner (1972), com pequenas modificações. Lâminas contendo duas ou três gotas
da suspensão celular foram envelhecidas em estufa a 60oC por uma semana. Após
esse período, as lâminas foram tratadas durante 2 minutos com HCl 0,2N a 45oC,
lavadas em água destilada à temperatura ambiente e secas ao ar. Posteriormente,
foram incubadas a 60oC, em solução salina de cloreto de sódio 0,3M e citrato
trisódico 0,03M, pH 6,8 (2xSSC), por 15 minutos, e lavadas em água destilada e
secas ao ar. Em seguida cada lâmina foi tratada separadamente em solução de
hidróxido de bário 5%, filtrada e recém preparada, por 20 a 30 segundos. A ação do
hidróxido de bário foi interrompida imergindo-se rapidamente a lâmina em solução
de HCl 0,2N (45oC), sendo posteriormente lavada em água destilada. Após secas,
as lâminas foram incubadas em solução 2xSSC, em banho-maria a 60oC, por um
período de 40 minutos, sendo posteriormente secas ao ar, coradas com Giemsa 5%
em tampão fosfato 0,06M e pH 6,8 por 20 minutos, lavadas e novamente secas ao
ar.
2.2.4 Detecção das regiões organizadoras de nucléolo (RONs)
Para a detecção das regiões organizadoras de nucléolo foi utilizada a técnica
de precipitação de cristais de prata (Ag-RON), descrita por Howell & Black (1980),
com pequenas modificações. Consistiu em pingar sobre a lâmina recém preparada
2 gotas de uma solução coloidal (1g de gelatina comercial sem sabor, em 50mL de
água destilada acrescida de 0,5ml de ácido fórmico) e adicionar sobre a mesma
quatro gotas de solução aqüosa de nitrato de prata (AgNO3) a 50%. Agitar
levemente a lâmina, que foi coberta com uma lamínula. A lâmina foi colocada em
câmara úmida, em banho-maria a 60oC, por um período de 3 a 7 minutos, até atingir
uma coloração marrom dourada, sendo então lavada em água destilada, permitindo
que a lamínula seja retirada naturalmente pela própria água. As lâminas foram
secas diretamente ao ar. Quando necessário, as lâminas foram coradas com
17
Giemsa 3% em tampão fosfato 0,06M e pH 6,8 por 30 segundos, lavadas e secas
ao ar.
2.2.5 Banda G (GTG)
Para o bandeamento G foi utilizada a técnica descrita por Seabright (1971),
com pequenas modificações. Esta constituiu em hidrolisar as lâminas recém
preparadas por 15 minutos em solução 2xSSC (cloreto de sódio 0,3M e citrato
trissódico 0,06M e pH 6,8) a 60oC, lavar em água destilada e secar ao ar.
Posteriormente as lâminas foram imersas em uma solução contendo 5mL de
tripsina 1% e 95mL de tampão fosfato pH 6,8, a uma temperatura próxima do
congelamento. A ação da tripsina foi interrompida por meio de uma lavagem rápida
em uma solução de 49mL de tampão fosfato acrescida de 1mL de soro bovino fetal
e em seguida em uma solução de tampão fosfato e por último uma lavagem em
água destilada. Após a secagem em temperatura ambiente, as lâminas foram
coradas com Giemsa 5%, por 7 minutos, lavadas com água e secas ao ar.
2.2.6 Análise cariotípica
As preparações cromossômicas foram examinadas em microscópio óptico
comum com objetiva de imersão. Foram contadas pelo menos 30 metáfases de
cada indivíduo, com o intuito de estabelecer o valor modal (2n) e o número
fundamental (número de braços) de cada espécime. As melhores metáfases foram
fotografadas em microscópio óptico Zeiss Axiostar Plus utilizando uma máquina
fotográfica digital Sony Cyber-shot DSC W7. As fotografias foram editadas em
software para edição de imagem.
Para a montagem dos cariótipos, os cromossomos metafásicos mitóticos
bandeados (banda G) foram emparelhados, medidos e colocados em ordem
decrescente de tamanho. A morfologia dos cromossomos foi determinada de acordo
com a posição do centrômero segundo Levan et al. (1964). Os cromossomos
mitóticos foram classificados com base no índice de relação de braços (RB=
comprimento do braço maior/comprimento do braço menor), podendo ser
metacêntricos (m) (RB= 1,0-1,70), submetacêntricos (sm) (RB=1,71-3,00),
subtelocêntricos (st) (RB=3,01-7,00) e acrocêntricos (a) (RB>7,00).
Na determinação do número de braços (NFA) foram considerados apenas os
autossomos, sendo que os metacêntricos, submetacêntricos e subtelocêntricos
como tendo dois braços e os acrocêntricos apenas um braço.
18
3. Resultados
Foram analisados citogeneticamente 24 indivíduos (14 e 10 ) do gênero
Proechimys, sendo 17 da região do médio rio Madeira e sete do vale do Jari,
totalizando 686 células estudadas para a determinação do número diplóide (Tabela
3). Os espécimes foram agrupados em três grupos distintos: 2n=28 (duas espécies),
2n=38 e 2n=40.
Tabela 3: Número diplóide, freqüência relativa (%), total de células analisadas e locais de coleta, para machos e fêmeas de Proechimys.
Variação do 2n Local de Coleta Espécie/sexo
26 27 28 29
30
36 37 38 39 40 41
42
total de células
INPA 4749
5 2 22 2 3 34 INPA 4762
2 3 23 2 30 INPA 4764
3 2 20 2 4 31 INPA 4789
3 4 19 2 2 30
Arip
uanã
-Tap
ajós
INPA 5410
2 3 11 1 1 18 INPA 4754
7 4 16 1 3 31 INPA 4757
6 5 14 2 3 30 INPA 5401
3 4 21 2 2 32 INPA 5414
5 2 18 2 3 30
Arip
uanã
-Mad
eira
INPA 4798
2 9 1 12
Total 38 29 173
15
23
278
Mad
eira
% 14,0
10,0
62,2
5,5
8,3
INPA 5050
7 6 19 2 34
Jari
% 20,0
18,0
56,0
6,0
INPA 5044
6 6 13 2 3 30 INPA 5045
5 2 17 2 4 1 31 INPA 5052
1 4 18 4 1 2 30 INPA 5053
5 6 14 3 2 1 31 INPA 5054
5 2 18 3 2 30 INPA 5229
6 1 16 4 1 1 1 30 Total 28 21 96 18 13 5 1 182
Jari
% 15,5
11,5
52,7
9,9 7,1 2,8
0,5
INPA 4796
2 2 5 17 3 1 30 INPA 5376
2 4 4 18 2 2 32 INPA 5383
1 4 4 19 2 1 31 INPA 5390
3 5 20 1 1 30 INPA 5391
1 5 2 1 9 INPA 5395
2 1 2 3 20 1 1 30 INPA 5396
6 3 18 1 2 30 Total 2 6 21 25 117
12
9 192
Mad
eira
Mad
eira
-Pur
us
% 1,2 3,0 11,0
13,0
60,9
6,2
4,7
19
Analisando a distribuição geográfica das espécies que apresentam 2n=28
cromossomos (Tabela 4), ao norte do local de coleta dos indivíduos do médio rio
Madeira encontra-se P. cuvieri (2n=28 e NFA=46, rio Uatumã) e ao sul P.
longicaudatus (2n=28 e NFA=48-50, norte do Mato Grosso, Rondônia e Goiás – alto
rio Madeira). Considerando caracteres morfológicos do crânio e principalmente do
baculum, acreditamos que os indivíduos com 2n=28 cromossomos, provenientes da
região do rio Madeira, constituem uma nova espécie de Proechimys, provavelmente
pertencente ao grupo longicaudatus (sensu Patton 1987). Já o indivíduo com 2n=28
cromossomos capturado no Vale do rio Jari foi alocado na espécie P. cuvieri,
baseado no número diplóide e distribuição geográfica desta espécie. Contudo, este
apresentou características cranianas consideradas delicadas para esta espécie,
sugerindo que talvez ele pertença a um outro grupo. Esse material está sendo
analisado morfológica e molecularmente por da Silva e colaboradores (da Silva,
com. Pess.).
Os indivíduos que apresentaram 2n=40 cromossomos, provenientes da
região do rio Madeira, foram alocados na espécie P. gardneri baseado em
caracteres morfológicos do crânio e do baculum.
Os indivíduos do Vale do rio Jari que apresentaram 2n=38 cromossomos
foram alocados no grupo guyannensis (sensu Patton 1987) baseado na morfologia
do crânio e baculum, número diplóide e distribuição geográfica.
20
3.1 Proechimys gr. longicaudatus – 2n=28
Os indivíduos com 28 cromossomos da região do médio rio Madeira (8 e
2 ) apresentaram 14m+4sm+2st+6a + XX/XY e NFA=46. Os cromossomos sexuais
são do tipo metacêntrico, sendo o cromossomo X maior que o Y. Três pares
cromossômicos são significativamente maiores que os demais, sendo estes o
primeiro par metacêntrico, primeiro par acrocêntrico e o par subtelocêntrico (Figuras
4a e 5a).
A região organizadora de nucléolo (RON) localizou-se intersticialmente, no
braço longo do segundo par submetacêntrico (par 9), sendo esta uma região de
constricção secundária, visível em coloração convencional. Em cinco indivíduos
provenientes do interflúvio Aripuanã-Tapajós foi observado heteromorfismo de
tamanho da região organizadora de nucléolo em um dos homólogos (duplicação do
sítio da RON), o que não foi observado nos indivíduos do interflúvio Aripuanã-
Madeira, sugerindo tratar-se de dois citótipos: A (Figura 4b) e B (Figura 5b),
respectivamente.
A banda G permitiu o correto emparelhamento da maioria dos cromossomos
homólogos (Figuras 4c e 5c). Para comparação entre os indivíduos foram
escolhidos os quatro maiores pares cromossômicos e o par da RON. Esta
comparação mostrou que o padrão de bandas é idêntico para todos os indivíduos.
O padrão de heterocromatina constitutiva também separou os indivíduos em
dois citótipos. O citótipo A (4 e 1 ) caracterizou-se por apresentar blocos
heterocromáticos pericentroméricos em três pares metacêntricos (5, 6, 7), no par da
RON (9), nos três pares acrocêntricos (11, 12 e 13) e nos cromossomos sexuais X e
Y, não havendo marcação nos demais cromossomos. Em adição à marcação
pericentromérica no cromossomo X, há também um pequena banda na região
proximal deste cromossomo (Figura 4d). O citótipo B (4 e 1 ) caracterizou-se por
apresentar blocos heterocromáticos fortemente marcados na região
pericentromérica de todos os cromossomos, inclusive dos sexuais (Figura 5d).
Em todos os casos, a RON foi negativa para a banda G e Banda C.
21
Figura 4: Características cariotípicas de Proechimys gr. longicaudatus (2n=28) – Citótipo A: a) coloração convencional; b) RON (cromossomos estão com maior ampliação); c) Banda G; d) Banda C.
22
Figura 5: Características cariotípicas de Proechimys gr. longicaudatus (2n=28) – Citótipo B: a) coloração convencional; b) RON; c) Banda G; d) Banda C. Em destaque os cromossomos sexuais do sexo oposto.
23
3.2 Proechimys cuvieri – 2n=28
O único indivíduo com 28 cromossomos ( ) da região do vale do Jari
apresentou 14m+4sm+2st+6a + XX/XY e NFA=46. Os cromossomos sexuais são do
tipo metacêntrico, sendo o cromossomo X maior que o Y. Três pares
cromossômicos são significativamente maiores que os demais, sendo estes o
primeiro par metacêntrico, primeiro par acrocêntrico e o par subtelocêntrico (Figura
6a).
A região organizadora de nucléolo (RON) localizou-se intersticialmente, no
braço longo do segundo par submetacêntrico (par 9), sendo esta uma região de
constricção secundária, visível em coloração convencional (Figura 6b).
A banda G permitiu o correto emparelhamento da maioria dos cromossomos
homólogos (Figura 6c) e auxiliou também na determinação dos cromossomos
sexuais.
O padrão de heterocromatina constitutiva apresentou blocos
heterocromáticos pericentroméricos em três pares metacêntricos (5, 6, 7), no par da
RON (9), nos três pares acrocêntricos (11, 12 e 13) e no cromossomo sexual X, não
havendo marcação nos demais cromossomos. Em adição à marcação
pericentromérica no cromossomo X, um dos homólogos apresentou também uma
pequena banda na região proximal (Figura 6d).
Neste, a RON foi negativa para a banda G e Banda C.
24
Figura 6: Características cariotípicas de Proechimys cuvieri (2n=28): a) coloração convencional; b) RON; c) Banda G; d) Banda C.
25
3.3 Proechimys gr. guyannensis – 2n=38
Os indivíduos com 38 cromossomos (4 e 2 ), provenientes do vale do Jari
apresentaram 6m+4sm+6st+20a + XX/XY e NFA=52. O cromossomo X é do tipo
subtelocêntrico e o Y é um pequeno acrocêntrico. Ainda, os três pares
subtelocêntricos são significativamente maiores que os demais cromossomos do
complemento (Figura 7a).
A região organizadora de nucléolo localizou-se, intersticialmente, no braço
longo do segundo par submetacêntrico (par 5), numa região de constrição
secundária (Figura 7b).
A banda G permitiu o emparelhamento preciso de todos os homólogos
(Figura 7c).
A heterocromatina constitutiva apresentou-se como marcações tênuas,
presentes na região pericentromérica da maioria dos cromossomos, inclusive do X,
sendo que os subtelocêntricos não tiveram nenhuma marcação. O cromossomo Y
apresentou-se totalmente heterocromático (Figura 7d).
Nesta espécie a RON também foi negativa para a banda C e G.
26
Figura 7: Características cariotípicas de Proechimys gr. guyannensis (2n=38): a) coloração convencional; b) NOR; c) Banda G; d) Banda C. Em destaque os cromossomos sexuais do sexo oposto.
27
3.4 Proechimys gardneri – 2n=40
Os indivíduos com 40 cromossomos, provenientes da margem esquerda do
rio Madeira (2 , 5 ), apresentaram 12m+4sm+22a + XX/XY e NFA=54. Os
cromossomos X e Y são acrocêntricos de tamanho médio e pequeno,
respectivamente, em relação aos demais cromossomos do complemento. Os pares
1 e 2(m), 7(sm), 9, 10 e 11 (a) são de tamanho significativamente maior em relação
aos demais cromossomos com a mesma morfologia (Figura 8a).
A região organizadora de nucléolo localizou-se intersticialmente no braço
longo do segundo par submetacêntrico (par 8) (Figura 8b).
A banda G permitiu o correto emparelhamento da maioria dos cromossomos
homólogos e auxiliou na determinação dos cromossomos sexuais (Figura 8c).
O padrão de heterocromatina constitutiva apresentou-se em blocos
conspícuos na região pericentromérica dos pares 3, 4, 5, 6, 9 -19 (todos os
acrocêntricos) e no cromossomo sexual X , sendo que o Y não mostrou nenhuma
marcação (Figura 8d).
Nesta espécie a RON também foi negativa para a banda C e G.
28
Figura 8: Características cariotípicas de Proechimys gardneri (2n=40): a) coloração convencional; b) NOR; c) Banda G; d) Banda C. Em destaque os cromossomos sexuais do sexo oposto.
29
4. Discussão
4.1 Características cromossômicas de Proechimys
Desde o início da década de 1970 estudos cariológicos vêm sendo realizados
em espécies do gênero Proechimys (Patton, 1972). Em 1976 eram conhecidas 13
formas cariotípicas para, provavelmente, o mesmo número de espécies (Reig &
Useche, 1976). Quase uma década depois, em 1984, esses números dobraram,
com 28 formas cariotípicas para 25 espécies estudadas (Gardner & Emmons,
1984). Em uma revisão citogenética feita mais recentemente para o gênero, foi
identificada a existência de 52 formas cariotípicas, com o número diplóide variando
de 14 a 62 cromossomos (Weksler et al., 2001). Posteriormente, pelo menos outras
cinco novas formas cariotípicas foram descritas (Bonvicino et al., 2005; Machado et
al., 2005), totalizando assim 57 formas para o gênero Proechimys, embora
correspondendo a um número menor de espécies (Tabela 4). Por outro lado,
técnicas de bandeamento cromossômico só começaram a ser empregadas no final
da década de 1970 (Barros, 1978) e ainda hoje os trabalhos que envolvem tais
técnicas são escassos.
Tabela 4: Formas cromossômicas determinadas para o gênero Proechimys compiladas da literatura e determinadas no presente trabalho (2n=número diplóide; NF=número de braços). Entre parênteses estão os nomes conforme a literatura original. *Grupos sensu Patton 1987.
Grupo*/Espécies 2n NF Localidade Referência
guyannensis P. roberti (oris) 30 56 Curuá-Una e Primavera (Pará, Brasil)
10, 16
P. roberti 30 54-55
Goiás, Tocantins, Maranhão (Brasil) 26
P. roberti 30 56
Uruçuí-Una (Piuí, Brasil); Paranã, Peixe (Tocantins, Brasil); Cláudia, Gaucha do Norte, Vila Rica (Mato Grosso, Brasil)
17
P. cherriei 40 54 Cairara del Orinoco, Venezuela 23
Proechimys sp.A 38 52 Barcelos e Santa Isabel (Amazonas, Brasil) 4
Proechimys gr. guyannensis 38 52 Vale do Jari (Pará, Brasil) este trabalho
P. guyannensis 40 54 Cayenne e Saül, Guiana Francesa 24
P. guyannensis 40 56 Balta, Peru 20
Proechimys sp.B 46 50 São João da Baliza (Roraima, Brasil) 4
30
Grupo*/Espécies 2n NF Localidade Referência
goeldii
P. goeldii 24 42 Rio Xingu (Pará, Brasil) 21
P. steerei 24 40-42
rio Juruá (Amazonas, Brasil) 21
P. steerei 24 42 Pucallpa; Loreto; Balta (Peru) 10, 20, 23 P. cf. steerei 24 44 Ucayali, Peru 2 P. amphichoricus 26 44 Território Federal Amazonas, Venezuela
23 P. quadruplicatus 28 44 Limoncocha (Napo, Equador) 10
P. quadruplicatus 28 42 La Poza (Santiago, Peru); Lago Meduiním, Amazonas (Brasil) 4, 10, 21
longicaudatus
P. longicaudatus 28 46 margem direita, médio rio Madeira, Brasil
este trabalho
P. longicaudatus 28 48 rio Jamari (Rondônia, Brasil), Juruena e Aripuanã (Mato Grosso, Brasil) 16, 17
P. longicaudatus 28 50 Apiacás (Mato Grosso, Brasil), Parque Nacional das Emas (Goiás, Brasil) 17, 25
P. brevicauda 28 48 rio Juruá, Acre, Brasil 21
P. brevicauda 28 48 rio Tambopata, Madre de Dios, Peru 10 P. brevicauda (longicaudatus) 28 50 Tingo María, Peru 10, 19, 20 P. brevicauda (longicaudatus) 28 50 Balta, Peru 10, 19, 20 P. brevicauda (longicaudatus) 28 50 rio Curanja, Ucayali, Peru 10, 19, 20 P. brevicauda 30 48 Rio Cenepa, Amazonas, Peru 10 P. gularis 30 48 Limoncocha (Napo, Equador) 10 Proechimys sp.1 28 51-52
Ucayali, Peru 2 Proechimys sp.2 30 50 Ucayali, Peru 2 Proechimys sp.3 28 51-52
Loreto, Peru 2 Proechimys sp.4 34 56 Loreto, Peru 2 Proechimys gr. longicaudatus 30 52 rio Jamari (Rondônia, Brasil) 16
simonsi P. simonsii (hendeei) 32 58 Balta, Peru; Putumayo, Colômbia 20, 23 P. simonsii 32 58 Equador e região sul do Peru 10 P. cf. simonsii 32 57-58
Ucayali, Loreto (Peru) 2
cuvieri
P. cuvieri 28 46 Usina Hidrelétrica de Balbina (rio Uatumã), Macaco (rio Jaú); Vale do Jari (Pará, Brasil)
18, 21, este trabalho
P. cuvieri 28 48 Altamira (Pará, Brasil) 21 P. cuvieri 28 50 Cayenne, Guiana Francesa; Acre, Brasil
21, 24
trinitatis P. poliopus 42 72 Táchira, Zulia, Merida (Venezuela) 23
P. poliopus 42 76 Kasmera, Los Andes del Tucuco (Venezuela) 1
P. guairae 44-50 72 Aragua, Venezuela 22 P. guairae 46-52 72-74
El Limon Turimo, Palmero, Turém, Cueva de Agua e San Juan de Areo (Venezuela)
1
31
Grupo*/Espécies 2n NF Localidade Referência P. guairae 46 68 Aragua, Carabobo, Falcon (Venezuela)
23
P. guairae 46 70 Ocumare, Aragua (Venezuela) 11 P. mincae 48 68 Minca, Magdalena (Colombia) 10 P. guairae spp. 50 66 Cojedes, Portuguesa (Venezuela) 23
P. trinitatis 62 80 Cueva del Guacharo, Venezuela 1 P. trinitatis (P. urichi) 62 76 Monagas, Venezuela 23 P. urichi (Proechimys sp.) 62 66 Barinas, Venezuela 23
Proechimys sp. semispinosus
62 74 Guaquitas, Tierra Buena Las Matas, La Nulita (Venezuela) 1
P. semispinosus 30 50 Ilha Gorgona, Choco (Colômbia) 5, 12 P. semispinosus 30 52 Santa Rosa, Equador 10
P. semispinosus 30 50-54
Limón, Costa Rica; Canal Zone, Panamá; Valle, Colômbia; Esmeraldas e El Oro, Equador
10, 20
P. semispinosus 30 54 Cariari, Costa Rica 20 P. oconnelli 32 52 Meta, Colômbia 10
canicollis
P. canicollis 24 44 Bonda, Magdalena (Colômbia); rio Cachiri, Venezuela) 1, 10
decumanus
P. decumanus 30 54 Aguas Verdes, Tumbes (Peru); Guayas, El Oro (Equador) 10
Não determinado
P. pattoni ‡ 40 56 alto rio Juruá (Acre, Brasil); Ucayali, Madre de Dios, Puno, Balta, Loreto (Peru)
7, 20, 19
P. gardneri 40 54 margem esquerda, médio rio Madeira (Amazonas, Brasil)
este trabalho
P. gardneri 40 56 rio Juruá (Amazonas, Brasil); Abuna e General Frederico Roman (Bolívia)
7
P. echinothrix 32 60 rio Juruá (Amazonas, Brasil) 7 P. kulinae 34 52 rio Juruá (Amazonas, Brasil) 7 Proechimys sp.5 14-16 18 Amazonas, Brasil 3 Proechimys sp.6 30 52 rio Jamari (Rondônia, Brasil) 16 Proechimys sp.7 32 54 Boyacá, Colômbia 7
Proechimys sp.8 44 52 Acampamento Cabo Frio (Manaus, Amazonas, Brasil) 16
1 = Aguilera & Corti (1994); 2 = Aniskin (1994); 3 = Barros (1978); 4 = Bonvicino et al. (2005); 5 = Bueno & Gomez-Laverde (1993); 6 = Bueno et al. (1989); 7 = da Silva (1998); 8 = Emmons (1982); 9 = Emmons & Feer (1997); 10 = Gardner & Emmons (1984); 11 = George & Weir (1973); 12 = Gomez-Laverde et al. (1990); 13 = King (1993); 14 = Lara et al. (1996); 15 = Lara & Patton (2000); 16 = Leal-Mesquita (1991); 17 = Machado et al. (2005); 18 = Maia & Langguth (1993); 19 = Patton (1987); 20 = Patton & Gardner (1972); 21 = Patton et al. (2000); 22 = Reig (1989); 23 = Reig & Useche (1976); 24 = Reig et al. (1979); 25 = Rodrigues et al. (2002) ; 26 = Weksler et al. (2001)
32
‡ Patton & Gardner (1972) referiram-se aos espécimes de Balta, Perú, como P. guyannensis, enquanto Patton (1987) os denominou Proechimys sp, incluindo-os provisoriamente no grupo cuvieri. Em 1998, da Silva incluiu os espécimes de Balta na nova espécie P. pattoni. Considerando as diferenças morfológicas e a inexistência de evidências moleculares associando esta espécie a um dos grupos de Proechimys definidos por Patton (1987), optou-se pela não determinação do grupo no qual P. pattoni estaria associado.
Devido ao caos taxonômico ainda existente para Proechimys, a simples
comparação dos dados cromossômicos obtidos com os disponíveis na literatura
torna-se uma atividade difícil. Uma mesma espécie, pela falta de estudos
adequados, pode ainda ser chamada por dois nomes distintos. Existe grande
sobreposição de número diplóide entre diferentes espécies, como é o caso de P.
pattoni e P. gardneri da região do rio Juruá, em que ambas apresentam 2n=40
cromossomos e NFA=56 (da Silva, 1998), ou ainda, uma mesma espécie pode
apresentar mais de uma forma cariotípica, tal como P. cuvieri, com 2n=28
cromossomos, mas com populações apresentando NFA=46 (Amazonas e Acre,
Brasil) e outras com NFA=50 (Amazonas, Brasil; Guiana Francesa) (Reig et al.,
1979; Maia & Langguth, 1993; Patton et al., 2000).
No caso em que espécies distintas apresentam o mesmo cariótipo, os
bandeamentos cromossômicos tornam-se ferramentas indispensáveis na
caracterização cromossômica das mesmas. É importante ressaltar que em alguns
casos o NF não é uma boa ferramenta de comparação entre as espécies de
roedores, pois este pode variar de acordo com o grau de condensação dos
cromossomos nas metáfases estudadas, especialmente em cromossomos
pequenos (Bueno et al., 1989).
A grande diversidade cariotípica do gênero Proechimys é freqüentemente
relatada (Patton & Gardner, 1972; Reig & Useche, 1976; Gardner & Emmons, 1984;
Weksler et al., 2001; Bonvicino et al., 2005). Essa diversidade, aliada à dificuldade
para a delimitação das espécies desse gênero, sugere que esse é um grupo de
vertebrados em evolução ativa, propício para estudar o processo evolutivo e suas
manifestações iniciais (Reig & Useche, 1976). Na maioria dos casos, essa grande
diversidade cariotípica não pode ser explicada exclusivamente por eventos
robertsonianos de fusão-fissão cêntrica, já que estudos com populações da
Venezuela mostraram que além desses, rearranjos não-robertsonianos como
inversões pericêntricas, deleções, entre outros foram necessários para originar tais
33
cariótipos (Reig & Useche, 1976). É sabido que, em geral, cariótipos com baixo
número diplóide possuem, em sua maioria, cromossomos de dois braços, enquanto
cariótipos com número diplóide elevado possuem maior número de cromossomos
com um braço, o que deixa evidente que rearranjos robertsonianos estão atuando
na evolução cariotípica deste grupo.
Reig & Useche (1976) hipotetizaram que, em roedores, cariótipos com
elevado número diplóide e cariótipos com baixo número diplóide representam duas
tendências de evolução cromossômica, a partir de cariótipos com número diplóide
intermediário entre 40 e 50 cromossomos. No presente trabalho foram verificados
três números diplóides (28, 38, 40). Neste contexto, poderíamos sugerir que
Proechimys gardneri (2n=40 cromossomos) seria uma espécie mais basal,
enquanto as demais, P. cuvieri (2n=28), P. gr. longicaudatus (2n=28) e Proechimys
gr. guyannensis (2n=38) mais derivadas.
Entretanto, não existe na literatura uma filogenia para o gênero Proechimys
onde as relações entre as espécies desse roedor sejam bem estabelecidas,
inviabilizando, no momento, qualquer análise mais profunda sobre evolução
cromossômica entre espécies de Proechimys. Em 1998, da Silva apresentou uma
filogenia molecular tendo por base o gene mitocondrial citocromo b. Embora essas
análises tenham apoiado a extrema diferenciação dos 13 táxons de Proechimys
representados, o suporte para os nós mais profundos (e antigos) da árvore foi
praticamente inexistente. Estudos moleculares em andamento (Schetino, da Silva &
Porto, dados não publicados) procuram abordar essa questão.
4.1.1 Proechimys gr. longicaudatus e P. cuvieri — 2n=28
Até o momento, 2n=28 cromossomos foi relatado para seis espécies de
Proechimys: P. longicaudatus, P. quadruplicatus. P. brevicauda, P. cuvieri, P. sp.1 e
P. sp.3, com os valores do número fundamental variando entre as espécies e
mesmo dentro de uma mesma espécie (Tabela 4).
Cromossomicamente P. cuvieri da região do vale do Jari se assemelha a P.
cuvieri da região do rio Uatumã, diferenciando na nomenclatura do maior par
cromossômico (Maia & Langguh, 1993) e na morfologia dos cromossomos sexuais,
pois em P. cuvieri da região do rio Uatumã os cromossomos X e Y são
acrocêntricos e em P. cuvieri da região do Jari são metacêntricos, sendo o X maior
que o Y, em ambos casos. Entretanto, não se pode afirmar qual morfologia dos
34
cromossomos sexuais é mais basal, uma vez que não existem dados filogenéticos
robustos para esse gênero. Contudo, é possível afirmar que essa diferenciação
cromossômica envolveu rearranjos do tipo inversão pericêntrica.
Mesmo essas duas populações apresentado complementos autossômicos
iguais (mesmo NFA), a diferença verificada nos cromossomos sexuais e no padrão
de banda C permite afirmar que elas representam unidades evolutivas distintas e a
forma cariotípica encontrada na região do Jari é inédita para o gênero.
Segundo Patton (1987), o grupo no qual essa espécie está inserida (grupo
cuvieri) é monotípico. Entretanto, já são conhecidas pelo menos três formas
cariotípicas para P. cuvieri, todas com 2n=28 cromossomos, mas variando o NFA
(46, 48 e 50) e os dados do presente trabalho mostram mais um citótipo. Deste
modo, faz-se necessário uma revisão taxonômica do grupo para verificar se esta
variabilidade cromossômica representa ou não espécies distintas e neste caso, o
grupo cuvieri deixaria de ser monotípico.
Já para P. gr. longicaudatus, também é a primeira vez que é registrada uma
população com 28 cromossomos e NF=46. Outros três citótipos com o mesmo
número diplóide foram verificados na região do alto rio Madeira e Goiás, mas com
NFA variando de 48-50. Nestes, é verificado apenas um par de cromossomos
acrocêntricos, sendo que na população do Parque Nacional das Emas (GO), este
par é de tamanho pequeno em relação aos demais do complemento e nas
populações do norte do Mato Grosso e Rondônia (alto Madeira) são de tamanho
grande. Já em P. gr. longicaudatus do médio rio Madeira (presente trabalho) foram
verificados três pares de cromossomos acrocêntricos.
Outra importante diferença entre as populações de P. longicaudatus do alto e
médio rio Madeira são os cromossomos sexuais. As populações do alto Madeira
apresentam o cromossomo X como sendo um submetacêntrico de tamanho médio e
o Y um pequeno acrocêntrico. Na população de Goiás ambos são acrocêntricos,
sendo o X maior que o Y. Já nas populações do médio rio Madeira os cromossomos
X e Y são metacêntricos, sendo o X maior que o Y. Novamente não podemos
afirmar qual desses caracteres é ancestral, entretanto fica claro que são eventos de
inversão pericêntrica que originaram essa diversidade de cromossomos sexuais e
ainda, tais eventos ocorreram independentemente nos cromossomos X e Y.
Considerando a distribuição geográfica proposta para o grupo P.
longicaudatus (Patton, 1987), a amostragem deste trabalho juntamente com os
dados de Machado et al. (2005) indicam uma ampliação da mesma, estendendo o
35
limite leste até o interflúvio Aripuanã-Tapajós e o limite sudeste atingindo o estado
de Goiás (Figura 9).
Figura 9: Mapa de distribuição das formas cariotípicas do grupo longicaudatus. A área escura mostra a distribuição geográfica proposta para o grupo (Patton, 1987) e a área hachurada a ampliação da distribuição proposta. 1= P. gularis – 2n=30, NFA=48, Napo, Equador (Gardner & Emmons, 1984); 2= P. brevicauda – 2n=30, NFA=48, rio Cenepa, Peru (Gardner & Emmons, 1984); 3= Proechimys sp.3 – 2n=28, NFA=51-52, Loreto, Peru (Aniskin, 1994); 4= Proechimys sp.4 – 2n=34, NFA=56, Loreto, Peru (Aniskin, 1994); 5= P. brevicauda – 2n=28, NFA=50, Tingo María, Peru (Gardner & Emmons, 1984; Patton, 1987; Patton & Gardner, 1972); 6= P. brevicauda – 2n=28, NFA=50, rio Curanja, Ucayali, Peru (Gardner & Emmons, 1984; Patton, 1987; Patton & Gardner, 1972); 7= Proechimys sp.1 – 2n=28, NFA=51-52, Ucayali, Peru (Aniskin, 1994); 8= Proechimys sp.2 – 2n=30, NFA=50, Ucayali, Peru (Aniskin, 1994); 9= P. brevicauda – 2n=28, NFA=48, rio Juruá, Acre, Brasil (Patton et al., 2000); 10= P. brevicauda – 2n=28, NFA=50, Balta, Peru (Gardner & Emmons, 1984; Patton, 1987; Patton & Gardner, 1972); 11= P. brevicauda – 2n=28, NFA=48, rio Tambopata, Madre de Dios, Peru (Gardner & Emmons, 1984); 12= P. longicaudatus – 2n=28, NFA=48, rio Jamari, Mato Grosso, Brasil (Leal-Mesquita, 1991; Machado et al., 2005); 13= P. gr. longicaudatus – 2n=30, NFA=52, rio Jamari, Mato Grosso, Brasil (Leal-Mesquita, 1991); 14= P. gr. longicaudatus – 2n=28, NFA=46, margem direita do rio Madeira, Amazonas, Brasil (este trabalho); 15 e 16= P. longicaudatus – 2n=28, NFA=48, Aripuanã (15) e Juruena (16), Mato Grosso, Brasil (Machado et al, 2005); 17 e 18= P. longicaudatus – 2n=28, NFA=50, Apiacás, Mato Grosso (17) e Parque Nacional das Emas, Goiás (18), Brasil (Machado et al., 2005; Rodrigues et al., 2002).
36
4.1.2 Proechimys gr. guyannensis — 2n=38
Para o gênero Proechimys, esta é a segunda ocorrência do número diplóide
igual a 38 cromossomos. O primeiro registro desse cariótipo foi feito por Bonvicino
et al. (2005) para animais provenientes da região de Barcelos e Santa Isabel
(margem esquerda, alto rio Negro, AM).
O cariótipo verificado no presente trabalho para Proechimys gr. guyannensis
é idêntico ao descrito por Bonvincino et al. (op.cit.) para o número diplóide 38,
inclusive o padrão de banda G. Todavia, esses autores classificaram o cromossomo
X como sendo um acrocêntrico de tamanho médio. Em Proechimys gr. guyannensis
(presente trabalho) este cromossomo apresentou-se como submetacêntrico de
tamanho médio. Uma comparação da Figura 6 (este estudo) e Figura 2 de
Bonvincino et al. (2005) sugere tratar-se de um único cariótipo, mas com uma
diferença de classificação cromossômica entre os estudos.
Bonvicino et al. (2005) também associaram os animais com número diplóide
de 38 cromossomos do alto rio Negro ao grupo guyannensis (sensu Patton, 1987).
Apesar de provável, ainda não é possível afirmar tratar-se de uma mesma espécie,
pois existe uma grande distância geográfica separando tais populações.
Como visto anteriormente, algumas espécies do gênero possuem o cariótipo
idêntico, ao menos em nível de número diplóide e número fundamental, embora no
caso em questão o padrão de bandeamento similar sugira tratar-se de um único
táxon. Estudos moleculares e morfológicos em andamento irão provavelmente
elucidar essa questão (da Silva e colaboradores, dados não publicados). É
interessante notar que as localidades de ocorrência do 2n=38 cromossomos no
gênero Proechimys estão numa região delimitada a oeste pelo rio Negro e ao sul
pelo rio Amazonas (figura 10).
37
Figura 10: Mapa dos locais de ocorrência de Proechimys 2n=38. A área escura
mostra a distribuição geográfica delimitada pelo rio Negro (a oeste) e Amazonas (ao
sul). 1= Proechimys sp.A., alto rio Negro, Amazonas (Bonvicino et al., 2005);
2= Proechimys gr. guyannensis, vale do Jari, Pará (este trabalho).
4.1.3 Proechimys gardneri — 2n=40
Animais do rio Madeira com número diplóide de 40 cromossomos foram
provisoriamente identificados como P. gardneri tendo por base caracteres
morfológicos e citogenéticos, embora aparentemente esses animais sejam maiores,
mais robustos e com pêlos aristiformes mais rígidos que os indivíduos provenientes
do rio Juruá. Análises moleculares em andamento permitirão uma melhor
apreciação da associação e grau de diferenciação entre os animais provenientes de
ambas bacias hidrográficas (da Silva e colaboradores, com. pessoal), contribuindo
assim para uma determinação taxonômica mais acurada.
Até o momento, são conhecidas quatro espécies com número diplóide igual a
40 cromossomos: P. cherriei, P. guyannensis (ambas com NFA=54), P. pattoni e P.
gardneri (com NFA=56) (Tabela 4). Apesar do cariótipo de Proechimys gardneri do
38
rio Madeira estudado no presente trabalho ter os mesmos número diplóide e
fundamental que P. guyannensis e P. cherriei, da Guiana Francesa e Venezuela,
respectivamente (Reig et al., 1979; Reig & Useche, 1976), morfologicamente os
cromossomos dessa espécie são mais semelhantes aos cromossomos de P.
gardneri e P. pattoni , ambas da região do rio Juruá.
Proechimys gardneri da região do médio rio Madeira possui dois pares de
cromossomos metacêntricos maiores que os demais de mesma morfologia, dois
pares submetacêntricos, sendo um ligeiramente maior que o outro e três pares
acrocêntricos significativamente maiores que os demais de mesma morfologia
(Figura 8). Essas características são observadas em P. pattoni e P. gardneri da
região do rio Juruá (da Silva, 1998), sendo a diferença entre essas e Proechimys
gardneri do rio Madeira aqui estudada apenas um par de cromossomos, que nesta
espécie é o menor par acrocêntrico e nas outras duas o menor par metacêntrico.
Deste modo, confirmada a determinação dos animais do rio Madeira, é registrada
no presente trabalho uma nova forma cariotípica para P. gardneri.
P. guyannensis e P. cherriei, as duas espécies com NFA=54, possuem cinco
pares cromossômicos submetacêntricos, sendo dois deles de tamanho
significativamente maior que os demais, e um par de acrocêntricos também
significativamente maior que os demais de mesma morfologia. Os cromossomos
sexuais de P. gardneri do médio rio Madeira, por sua vez, são semelhantes aos
cromossomos sexuais das espécies P. pattoni e P. gardneri, que apresentam
NFA=56, sendo X e Y acrocêntricos e X maior que o Y. Já, o cromossomo X das
espécies com NFA=54 é subtelocêntrico.
Considerando a distribuição geográfica proposta para P. gardneri por da Silva
(1998), os dados do presente trabalho reforçam que o limite leste de distribuição
para esta espécie pode ser o rio Madeira, sugerindo, portanto uma ampliação da
distribuição dessa espécie nessa direção, tendo possivelmente o rio Solimões e um
pequeno trecho do rio Amazonas (até a foz do rio Madeira) como limite norte
(Figura 11).
39
Figura 11: Mapa de distribuição das formas cariotípicas de P. gardneri. A área escura mostra a distribuição proposta para a espécie (da Silva, 1998) e área hachurada o aumento da distribuição proposta neste trabalho. 1= Altamira, rio Juruá, Brasil (da Silva, 1998); 2= Província Abuna, Bolívia (da Silva, 1998); 3= Provincia General Federico Roman, Bolívia (da Silva, 1998); 4= alto rio Urucú, Amazonas, Brasil (da Silva, 1998); 5= margem esquerda do médio rio Madeira, Amazonas, Brasil (este trabalho).
O papel dos grandes rios como barreiras geográficas e delimitadores de
distribuição de espécies na Amazônia há muito vem sendo discutido (Wallace,
1852; Haffer 1969, 1997; Ayres, 1986; Capparella, 1987, 1988 e 1991; Cracraft &.
Prum, 1988; Ayres & Clutton-Brock, 1992; Cohn-Haft, 2000). No que se refere a
distribuição geográfica das espécies de Proechimys, é plausível considerar o papel
que os grandes rios da região tiveram como barreira geográfica e
conseqüentemente como limitadores de distribuição das espécies. Entretanto,
inúmeros exemplos podem ser citados onde um dado táxon ocorre nas duas
margens de grandes rios, como é o caso de P. cuvieri, que ocorre em ambas
margens do rio Amazonas, P. gardneri, que ocorre nas duas margens dos rios
Juruá e Purus, ou ainda P. steerei e P. simonsi encontrado em ambas as margens
dos rio Juruá (Matocq et al., 2000).
40
Alguns trabalhos com mamíferos foram feitos analisando a hipótese dos rios
como barreiras e delimitadores zoogeográficos na região amazônica (da Silva &
Patton, 1993; Patton et al., 1994, 1996, 2000; Peres et al., 1996; Matocq et al.,
2000) e os resultados, principalmente genéticos, confirmaram que na maioria das
vezes os rios não são os principais delimitadores da distribuição das espécies.
Desta forma, acredita-se que a diversidade de habitat, dentre outros fatores, atua
mais fortemente neste processo e os rios apenas podem coincidir em alguns casos
com os limites de distribuição.
4.2 Bandeamentos cromossômicos em Proechimys
Apesar da grande variabilidade cromossômica em Proechimys, poucos
estudos utilizaram bandeamentos para comparação entre espécies. Dentre estes, o
bandeamento G tem sido uma das técnicas mais utilizadas, mas em sua maioria,
apenas para emparelhar corretamente os cromossomos homólogos.
No presente trabalho, a banda G foi utilizada para comparar os dois citótipos
de Proechimys gr. longicaudatus e foi verificada uma grande homeologia no padrão
de bandas. Para a comparação, foram utilizados os cromossomos de maior
tamanho (cromossomos 1, 8, 9, 10 e 11) (Figuras 4c, 5c). Em geral, tal homeologia
é verificada na maioria das espécies do gênero.
Comparando os dados do presente trabalho com os padrões de banda G
observados para outras espécies de Proechimys com 2n=28 cromossomos
(Machado et al., 2005; Bonvicino et al., 2005), verificou-se que também existe uma
razoável homeologia. Porém, esta comparação nem sempre foi muito precisa,
devido à qualidade das bandas e/ou o diferente grau de condensação dos
cromossomos. O mesmo ocorreu para Proechimys gr. guyannensis quando
comparada com a outra espécie de mesmo número diplóide analisada por
Bonvicino et al. (2005) (Proechimys sp.A). Para Proechimys gardneri, este
bandeamento foi útil apenas para o correto emparelhamento dos homólogos, devido
ao alto grau de condensação dos cromossomos.
Em relação à região organizadora de nucléolo, todos os trabalhos com
espécies de Proechimys mostraram um sistema simples de RON, com as
marcações coincidentes com uma constricção secundária, localizada na região
distal do braço longo de um par submetacêntrico de tamanho médio (Yonenaga-
41
Yassuda et al., 1985; Bueno et al., 1989; Gomez-Laverde et al., 1990; Leal-
Mesquita, 1991; Maia & Langguth, 1993; Bueno & Gomez-Laverde, 1993; Aguilera
et al., 1995; Machado et al., 2005).
Segundo Yonenaga-Yassuda et al. (1985), uma constricção secundária em
um par cromossômico é uma característica presente em todas as espécies da
família Echimyidae e tal característica também foi verificada nas quatro espécies
estudadas no presente trabalho, indicando a homeologia do par nucleolar nesta
família. Entretanto, a posição deste par no cariótipo é diferente, ou seja, em P.
gardneri a RON está no par 8, em P. cuvieri e P. gr. longicaudatus no par 9 e em
Proechimys gr. guyannensis no par 5, e isto se deve a rearranjos robertsonianos e
não-robertsonianos que ocorreram no processo evolutivo deste gênero, alterando a
fórmula cariotípica das espécies. Deste modo, embora o par nucleolar seja
homeólogo em todas as espécies de Proechimys, sua posição no cariótipo pode ser
um marcador espécie-específico. Numa análise citogenética de duas populações de
P. semispinosus da região continental da Colômbia (Bueno & Gomez-Laverde,
1993) e de uma população da Ilha de Gorgona (Gomez-Laverde et al., 1990) foi
observado que as três populações apresentaram o mesmo número diplóide
(2n=30), porém diferiram no NFA, alterando assim a posição do par nucleolar no
cariótipo.
Ainda, nos indivíduos de P. gr. longicaudatus do interflúvio Aripuanã-Tapajós
(citótipo A), o par nucleolar apresentou-se heteromórfico, devido uma duplicação do
sítio ribossomal em um dos homólogos (figura 4b).
Yonenaga-Yassuda et al. (1985) também verificaram uma duplicação dos
sítios ribossomais em P. iheringi da Mata Atlântica (SP), hoje pertencente ao gênero
Trinomys. Segundo os autores, essa variação de tamanho das marcações foi
devido a uma redução parcial ou ganho de genes de rDNA. Variação semelhante
também foi observada em Trichomys apereoides (Yonenaga-Yassuda et al.,1985).
Um resultado parecido foi encontrado numa população de macacos da
espécie Macaca fuscata fuscata, do Zigokudami Monkey Park (Japão) (Hirai et al.,
1998). Em um estudo de 36 indivíduos fêmeas de uma população, cinco
apresentaram heteromorfismo no par cromossômico da RON (par 9). Um dos
homólogos apresentou duas marcações com nitrato de prata coincidentes com as
duas constrições secundárias, sendo a banda proximal de mesmo tamanho e
localização em ambos homólogos (caráter normal) e a marcação distal três vezes
maior, separada da outra por uma porção de eucromatina. Essa região também foi
42
estudada com a técnica de fluorecence in situ hybridization (FISH) utilizando a
sonda rDNA 18S de humano, que comprovou a duplicação e a separação das duas
marcações. Foi possível verificar ainda que em muitas células a banda distal
inativou tanto a banda proximal como a do seu homólogo, sugerindo que existe uma
maior atividade de expressão gênica em tal região.
A duplicação encontrada em P. gr. longicaudatus (Aripuanã-Tapajós –
citótipo A) pode ter tido sua origem em uma duplicação da região ou mesmo ser
devido a um crossing-over desigual do par nucleolar. Este heteromorfismo
encontrado em apenas uma população pode vir a ser um bom marcador
populacional, necessitando portanto atentar para este caráter. Feldberg et al.
(1999), analisando uma espécie de peixe de três localidades da bacia amazônica,
verificaram heteromorfismo no tamanho das RONs, o que caracterizou cada
população, sendo este um marcador populacional para a referida espécie.
Apesar da RON duplicada estar presente em todos os indivíduos de P. gr.
longicaudatus do interflúvio Aripuanã-Tapajós, não podemos dizer que este caráter
esteja indicando um evento de especiação de tal população, mas associando este a
outros caracteres cromossômicos e geográficos (diferença no padrão de banda C e
o rio Aripuanã dividindo as populações), é possível sugerir que a população do
interflúvio Aripuanã-Tapajós esteja caminhando para tal evento.
Já para o bandeamento C, dados se limitam a algumas espécies
venezuelanas (Aguilera & Perez-Zapata, 1991; Aguilera & Corti, 1994), duas
espécies colombianas (Bueno et al., 1989; Gomez-Laverde et al., 1990) e algumas
espécies brasileiras (Barros, 1978; Yonenaga-Yassuda et al., 1985; Leal-Mesquita,
1991; Maia & Langguth, 1993; Bonvicino et al., 2005; Machado et al., 2005).
Entretanto, mesmo sendo poucos os trabalhos que descreveram bandeamento C,
diferentes padrões foram verificados para Proechimys.
Em geral, os blocos heterocromáticos estão presentes nas regiões
centroméricas de todos (ou pelo menos da maioria) dos cromossomos e em alguns
casos, marcações intersticiais também são vistas, especialmente nos cromossomos
de maior tamanho. Os cromossomos sexuais, na maioria das espécies, também
apresentam blocos heterocromáticos em sua região centromérica e, algumas vezes
o cromossomo Y apresenta-se totalmente heterocromático (Maia & Langguth, 1993;
Machado et al., 2005). Com menos freqüência são detectados padrões em que a
região pericentromérica de apenas alguns cromossomos é marcada (Gomez-
Laverde et al., 1990; Machado et al., 2005). É importante ressaltar que esses
43
padrões variam, geralmente, entre populações e muitas vezes a intensidade das
marcações pode ser diferenciada entre “forte” e “tênue”.
Para as quatro espécies analisadas no presente trabalho, dois padrões de
banda C ficam evidentes: um em que todos os cromossomos apresentaram blocos
heterocromáticos na região centromérica (P. gr. longicaudatus - citótipo B) e outro
em que apenas alguns cromossomos apresentam blocos heterocromáticos
centroméricos (P. gr. longicaudatus - citótipo A, P. cuvieri, P. gardneri e Proechimys
gr. guyannensis). Entretanto, no segundo padrão o número e o tipo de cromossomo
que apresenta marcação é variável; em Proechimys gr. guyannensis marcações
tênues estiveram presentes na região pericentromérica da maioria dos
cromossomos, mas não nos subtelocêntricos e em um par acrocêntrico; em P.
gardneri, as marcações estiveram presentes em todos os cromossomos
acrocêntricos, em quatro pares metacêntricos, em P. gr. longicaudatus – citótipo A e
P. cuvieri as marcações foram em 4 pares metacêntricos, no par da RON e nos
acrocêntricos.
Em relação aos cromossomos sexuais, o X de todas as populações
estudadas apresentou blocos heterocromáticos na região centromérica. Por outro
lado, o Y apresentou blocos centroméricos em P. gr. longicaudatus (ambos
citótipos) e P. cuvieri, foi totalmente heterocromático em Proechimys gr.
guyannensis e não apresentou nenhuma marcação em P. gardneri. Deste modo, os
cromossomos sexuais, principalmente o Y, devem ser considerados marcadores
para espécies do gênero Proechimys, tanto do ponto de vista da morfologia como
do padrão de banda C.
O padrão de banda C de P. cuvieri do vale do Jari foi diferente do padrão
descrito para esta espécie na região do rio Uatumã (Maia & Langguth, 1993).
Apesar de ambas populações apresentarem marcações centroméricas, na
população do vale do Jari seis pares cromossômicos não apresentaram marcações,
enquanto em P. cuvieri do rio Uatumã foram apenas dois pares sem marcação.
Dentre os pares que apresentaram marcações, nem todos foram homeólogos entre
as duas populações. O cromossomo X de ambas apresentou uma banda
heterocromática intersticial proximal. Não foi possível fazer comparação entre o
cromossomo Y pois o único indivíduo do vale do Jari era uma fêmea.
Já, para P. gr. longicaudatus, diferentes padrões de distribuição de
heterocromatina constitutiva já foram apresentados para populações do norte do
Mato Grosso, Rondônia e Goiás (Machado et al., 2005). Três delas (Usina
44
Hidrelétrica de Samuel – Rondônia, Aripuanã e Juruena – Mato Grosso)
apresentaram todos ou quase todos os centrômeros com blocos heterocromáticos,
padrão esse similar a P. gr. longicaudatus – citótipo B, estudado no presente
trabalho. Contudo, as marcações dos cromossomos sexuais diferiram entre essas
populações. A população do Parque Nacional das Emas – Goiás (Machado et al.,
2005) apresentou marcações teloméricas, intersticiais e centroméricas, padrão esse
pouco comum para espécies deste gênero. O padrão verificado em Proechimys gr.
longicaudatus – citótipo A foi diferente de todos estes, com marcações
centroméricas em apenas 16 cromossomos.
Em mamíferos, a alteração na quantidade e distribuição da heterocromatina
tem sido considerada uma das formas mais comuns de evolução cromossômica,
sendo que sequências altamente repetitivas de DNA (banda C) são importantes sob
vários aspectos, como no emparelhamento dos homólogos, nos eventos de
mutação e recombinação, no metabolismo celular e por conseqüência no processo
de especiação (Baker et al, 1987). Segundo Robbins & Baker (1981) foram
observadas em várias espécies de roedores, evidências do papel dos rearranjos
cromossômicos na evolução e especiação do grupo, sendo as translocações
robertsonianas, inversões e adição de heterocromatina constitutiva, os eventos mais
comuns.
Entretanto, uma questão importante a ser considerada é se a variação no
padrão de banda C é devido a perda ou ganho de heterocromatina, se envolve
alteração bioquímica de heterocromatina para eucromatina ou vice-versa, se
alterações bioquímicas na heterocromatina poderiam afetar a afinidade dela por
corante (Maia & Langguth, 1993), ou ainda se tal diferença é verificada intra
(polimorfismo) ou interpopulacionalmente (variabilidade). Estes mesmos autores, ao
analisar o polimorfismo no padrão de banda C, em paquíteno, para um par
cromossômico de P. cuvieri da região do rio Uatumã, verificaram que não houve
qualquer problema na formação do bivalente. Especificamente para P. gr.
longicaudatus analisada no presente trabalho, os dados de banda C juntamente
com os de RON, permitem considerar que os dois citótipos verificados no médio rio
Madeira são duas unidades evolutivas, diferentes de P. longicaudatus do alto rio
Maderia. Considerando ainda os dados morfológicos, podem tratar-se até mesmo
de uma nova espécie (da Silva, comunicação pessoal).
Não foi possível comparar o padrão de banda C de Proechimys gr.
guyannensis (Vale do Jari) com Proechimys sp.A da região do alto rio Negro, já que
45
o presente trabalho apresenta pela primeira vez dados de distribuição de
heterocromatina constitutiva em espécie de Proechimys com 2n=38 cromossomos.
Com relação a P. gardneri (2n=40), não existem dados de banda C na
literatura para as espécies com o mesmo número diplóide. Entretanto, o padrão
verificado para essa espécie é parecido com o de Proechimys sp.A e Proechimys
gr. guyannensis, espécies com 2n=38 cromossomos, pertencentes ao grupo
guyannensis.
Dois aspectos interessantes verificados nas espécies de Proechimys aqui
estudadas foram a RON negativa para banda C e G e a homeologia do par
nucleolar entre elas. Tais fenômenos também são vistos em outras espécies de
Proechimys. Considerando que a técnica de banda G evidencia regiões ricas em
bases A-T (Alberts et al., 2002), podemos afirmar que a RON, nestas espécies,
seria rica em bases G-C. Contudo, Clark & Wall (1996) propõem que a banda G não
marca necessariamente regiões A-T, mas registra diferenças na replicação dos
cromossomos, sendo as bandas claras regiões de replicação precoce e as bandas
escuras, regiões de replicação tardia.
Deste modo, mais uma vez a citogenética mostrou-se uma ferramenta útil
para o estudo taxonômico do gênero Proechimys e os dados de bandeamentos
cromossômicos mostram-se indispensáveis a estes estudos, pois, como
comprovado no presente trabalho, é possível identificar populações geneticamente
distintas a partir destes dados, iniciando assim estudos sistemáticos mais
aprofundados.
46
5. Conclusões
1) Os dados obtidos neste trabalho confirmam a grande diversidade cariotípica
existente no gênero Proechimys. Em geral, essa diversidade é subestimada pela
inexistência de dados de bandeamentos cromossômicos associados aos
números diplóide e fundamental.
2) Na região do médio rio Madeira são encontradas duas espécies de Proechimys:
P. gardneri e P. gr. longicaudatus, sendo que a primeira ocorre na margem
esquerda do rio Madeira e a outra na margem direita. Já, na região do vale do
Jari, outras duas espécies, simpátricas, são verificadas: P. cuvieri e Proechimys
gr. guyannensis.
3) O padrão da heterocromatina constitutiva e da RON foram marcadores
fundamentais para a identificação de duas unidades evolutivas em P. gr.
longicaudatus, (citótipos A e B, com ocorrência em margens opostas do rio
Aripuanã).
4) Os bandeamentos cromossômicos, associados aos números diplóide e
fundamental, permitem distinguir espécies do gênero Proechimys, indicando a
condição espécie-específica e às vezes populacionais desses caracteres.
5) A distribuição geográfica de P. gardneri foi ampliada para leste, até a margem
esquerda do rio Madeira; a do grupo de P. longicaudatus foi ampliada a leste,
até a região do interflúvio Aripuanã-Tapajós.
6) A distribuição geográfica de Proechimys com 2n=38 cromossomos está restrita a
leste do rio Negro e ao norte do rio Amazonas.
47
6. Referências Bibliográficas
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59
APÊNDICE 1
Número do coletor, sexo, espécie e localidades dos indivíduos analisados citogeneticamente.
Espécime* No coletor/sexo
Espécie Localidade
INPA 4749 CGB04
P. gr. longicaudatus Boca do Juma, margem direita do rio Aripuanã
INPA 4762 CGB17
P. gr. longicaudatus Boca do Juma, margem direita do rio Aripuanã
INPA 4764 CGB19
P. gr. longicaudatus Boca do Juma, margem direita do rio Aripuanã
INPA 4789 CGB44
P. gr. longicaudatus Boca do Juma, margem direita do rio Aripuanã
INPA 5410 MCA37
P. gr. longicaudatus Trilha do Pau-Rosa, margem direita do rio Aripuanã
INPA 4754 CGB09
P. gr. longicaudatus Lago Açaí, margem esquerda do rio Aripuanã
INPA 4757 CGB12
P. gr. longicaudatus Lago Açaí, margem esquerda do rio Aripuanã
INPA 5401 MCA28
P. gr. longicaudatus Igarapé Arauazinho, margem esquerda do rio Aripuanã
INPA 5414 MCA41
P. gr. longicaudatus Igarapé Arauazinho, margem esquerda do rio Aripuanã
INPA 4798 MCA53
P. gr. longicaudatus Igarapé Arauazinho, margem esquerda do rio Aripuanã
INPA 4796 CGB51
P. gardneri Cachoeirinha, margem esquerda do rio Madeira
INPA 5376 MCA02
P. gardneri Comun. Bela Vista, margem esquerda do rio Madeira
INPA 5383 MCA10
P. gardneri Comun. Bela Vista, margem esquerda do rio Madeira
INPA 5390 MCA17
P. gardneri Comun. Bela Vista, margem esquerda do rio Madeira
INPA 5391 MCA18
P. gardneri Comun. Bela Vista, margem esquerda do rio Madeira
INPA 5395 MCA22
P. gardneri Comun. Bela Vista, margem esquerda do rio Madeira
INPA 5396 MCA23
P. gardneri Comun. Bela Vista, margem esquerda do rio Madeira
INPA 5044 RNL28
P. gr. guyannensis Trilha 56 (capoeira), vale do rio Jari
INPA 5045 RNL29
P. gr. guyannensis Trilha 56 (capoeira), vale do rio Jari
INPA 5052 RNL36
P. gr. guyannensis Área 14 (eucalipto), vale do rio Jari
INPA 5053 RNL37
P. gr. guyannensis Área 14 (eucalipto), vale do rio Jari
INPA 5054 RNL38
P. gr. guyannensis Área 14 (eucalipto), vale do rio Jari
INPA 5229 TAG3191
P. gr. guyannensis Área 55, vale do rio Jari
INPA 5050 RNL34
P. cuvieri Mata da Bituba, vale do rio Jari * - número de tombamento na Coleção de Mamíferos do INPA
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