TECNOLÓGICO NACIONAL DE MÉXICO
INSTITUTO TECNOLÓGICO DE TORREÓN
DIVISIÓN DE ESTUDIOS DE POSGRADO E INVESTIGACIÓN
PROGRAMA DE MAESTRÍA EN CIENCIAS EN SUELOS
SOLUCIONES ORGÁNICAS Y QUÍMICAS EN LA EFICIENCIA
FISIOLÓGICA Y DESBALANCE NUTRIMENTAL EN
PLANTAS DE MELÓN
Tesis que presenta:
NATIVIDAD MANUEL GÓMEZ OCHOA
Como requisito parcial para obtener el grado de:
MAESTRO EN CIENCIAS EN SUELOS
Director de tesis:
DR. JORGE ARNALDO OROZCO VIDAL
Torreón, Coahuila, México.
Noviembre 2018
Tesis elaborada bajo la supervisión del comité particular de tesis, la cual
ha sido aprobada y aceptada como requisito parcial para obtener el
grado de:
MAESTRO EN CIENCIAS
EN SUELOS
ASESOR PRINCIPAL
DR. JORGE ARNALDO OROZCO VIDAL
ASESOR
MC. ZAIDA CRISPIN DEL RÍO
ASESOR
MC. LETICIA ALFARO HERNÁNDEZ
Torreón Coahuila, México. Noviembre 2018
iii
DEDICATORIAS
A mi madre Esperanza Ochoa Segura que es mi fuente de inspiración de
fuerza y constancia, quien con su ejemplo de vida me ha demostrado su gran
tenacidad y amor por la misma.
A mi esposa Diana Guadalupe Acevedo Delgado por ser mi cómplice durante
todo este trayecto y alentarme con su calidez y amor incondicional en las altas
y bajas que este camino presenta.
A mis hermanos Gerardo, Jesús y Teódulo Gómez Ochoa por el cariño,
apoyo y ser parte fundamental en el diseño de la estructuración del proyecto.
A cada uno de mis maestros que con profesionalismo, conocimiento y
disposición siempre me brindaron su apoyo, contribuyendo así de forma
directa en mi formación personal y profesional.
A mis compañeros y todas las personas que de forma directa e indirecta
estuvieron involucrados en mi formación profesional.
iv
AGRADECIMIENTOS
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACyT) por brindarme la
oportunidad de continuar con mis estudios de posgrado.
Al Instituto Tecnológico de Torreón por permitirme el uso de sus instalaciones
para la elaboración de mi proyecto de investigación.
Al Dr. Jorge Arnaldo Orozco por su apoyo constante, confianza, dedicación y
profesionalismo desde el inicio hasta la conclusión del proyecto.
A todos los colaboradores por su apoyo, dedicación y disponibilidad siempre
expuesta de forma amable e impoluto profesionalismo.
A mis maestros que cada uno con profesionalismo y conocimiento
contribuyeron de forma sólida mi formación profesional.
A todo el personal y compañeros de la institución que con respeto y cordialidad
brindaron su apoyo durante todo el proceso del proyecto de investigación.
v
ÍNDICE DE CONTENIDO
Pág.
DEDICATORIAS ................................................................................................... iii
AGRADECIMIENTOS .......................................................................................... iv
ÍNDICE DE CONTENIDOS ................................................................................... v
ÍNDICE DE CUADROS ....................................................................................... viii
ÍNDICE DE FIGURAS .......................................................................................... ix
RESUMEN ............................................................................................................ x
ABSTRACT .......................................................................................................... xi
1. INTRODUCCIÓN .............................................................................................. 1
1.1. Objetivos……………………………………………………………………… 4
1.1.1. General ............................................................................................. 4
1.1.2. Específicos ........................................................................................ 4
2. REVISIÓN DE LITERATURA ........................................................................... 5
2.1. Solución nutritiva………………………………………………………………. 6
2.2. Soluciones químicas………………………………………………………….. 7
2.3. Soluciones orgánicas…………………………………………………………. 8
2.4. Uso de lixiviados de lombriz……………………………………………….. 10
2.5. Importancia de la hidropónia………………………………………………. 12
2.5.1. Generalidades de la hidropónia ...................................................... 12
2.5.2. Sistemas hidropónicos .................................................................... 13
2.5.2.1. Sistemas hidropónicos en agua circulante o NFT. ....................... 13
2.5.2.2. Raíz flotante o cultivo en agua ...................................................... 14
2.5.3. Soluciones nutritivas en cultivos hidropónicos………………………... 14
2.6. Invernadero y casa sombra………………………………………………… 15
2.7. Descripción botánica del cultivo del melón………………………………. 16
2.7.1. Generalidades del cultivo del melón ................................................ 17
2.8. Sistema integrado de diagnóstico y recomendación (DRIS)……………. 18
2.8.1. Índice de desbalance nutrimental (IDN) .......................................... 19
2.8.2. Orden de requerimiento nutrimental (ORN) ................................... 20
vi
2.9. Comportamiento del crecimiento vegetal………………………………… 20
2.10. Estudio del crecimiento vegetal…………………………………………. 21
2.10.1 Análisis de crecimiento y sus parámetros ....................................... 22
2.11. Índices de eficiencia fisiológica 24
2.11.1. Relación de área foliar (RAF) .......................................................... 24
2.11.2. Área foliar especifica (AFE) ............................................................. 24
2.11.3. Relación del peso foliar (RPF) ........................................................ 25
2.11.4. Índice de área foliar (IAF) ................................................................ 26
2.12. Los estomas……………………………………………………………….. 27
2.12.1. Función ........................................................................................... 28
2.12.2. Importancia ..................................................................................... 28
2.12.3. Estructura ........................................................................................ 30
2.12.3.1. Ostiolo ........................................................................................ 30
2.12.3.2. Células guarda ........................................................................... 31
2.13. Factores involucrados en la apertura estomática 31
2.13.1. Fotosíntesis ..................................................................................... 32
2.13.2. Transpiración .................................................................................. 33
2.13.3. Factores ambientales ...................................................................... 34
2.13.3.1.Temperatura ................................................................................. 35
2.13.3.2.Luz ................................................................................................ 36
2.13.3.3. Humedad ..................................................................................... 36
2.13.3.4. Intercambio gaseoso ................................................................... 37
3. MATERIALES Y MÉTODOS .......................................................................... 38
3.1. Localización geográfica de la Comarca Lagunera…………………….… 38
3.2. Localización del sitio experimental…………………………………….….. 39
3.3. Material vegetal……………………………………………………….…….. 40
3.4. Tratamientos evaluados…………………………………………………… 41
3.4.1. Características de las fuentes de fertilización ................................... 41
3.5. Diseño experimental………………………………………………………… 44
3.6. Materiales utilizados en área experimental………………………………. 44
3.7. Establecimiento del sistema hidropónico…………………………………. 45
vii
3.8. Germinación de plántulas de melón………………………………………. 47
3.8.1. Trasplante en el sistema hidropónico ................................................. 48
3.8.2. Aplicación de las fuentes de fertilización en los canales
hidropónicos ................................................................................................. 48
3.8.3. Verificación de los valores de CE y pH de las fuentes de
fertilización .................................................................................................... 48
3.9. Muestreos de plantas……………………………………………………….. 49
3.10. Variables a evaluar………………………………………………………….. 49
3.10.1. Densidad estomática. ..................................................................... 49
3.10.2. DRIS (Sistema Integrado de Diagnóstico de Recomendación) ....... 51
3.10.2.1. Índices DRIS ............................................................................... 52
3.10.2.2. Determinación del índice del desbalance nutrimental (IDN) ........ 53
3.10.2.3. Orden de requerimiento nutricional ............................................. 53
3.11. Acumulación de biomasa………………………………………………… 54
3.11.1. Comportamiento relativo del aparato fotosintético ........................... 54
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ....................................................................... 57
4.1 Comportamiento relativo del aparato fotosintético………………………… 57
4.2. Producción de biomasa total………………………………………………… 60
4.3. Densidad estomática………………………………………………………… 62
4.4. Índice de desbalance nutrimental…………………………………………… 65
5. CONCLUSIÓN ................................................................................................ 70
6. LITERATURA CITADA ................................................................................... 72
viii
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro 3. 1.Características del híbrido cruiser. ............................................... 40
Cuadro 3. 2 Composición química de hydro environment. ............................... 42
Cuadro 3. 3 Composición química del lombricompost ...................................... 43
Cuadro 3. 4 Composición química del extracto de algas (ACADIAN) ............... 43
Cuadro 3. 5 Lista de materiales utilizados. ....................................................... 45
Cuadro 4. 1 Índices del comportamiento relativo del aparato fotosintético. ...... 58
Cuadro 4. 2 Promedio del peso seco total ........................................................ 60
Cuadro 4. 3 Densidad estomática del aparato fotosintético ............................. 63
Cuadro 4. 4 Concentración porcentual foliar media. ........................................ 66
Cuadro 4. 5 Normas obtenidas para el cálculo de los índices DRIS ................. 67
Cuadro 4. 6 Índices DRIS, ORN e IDN. ............................................................ 68
Pág.
ix
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 3. 1.Localización del sitio experimental. ................................................ 39
Figura 3. 2 Croquis experimental. ..................................................................... 44
Figura 3. 3 Diseño y componentes del área experimental. ............................... 47
Figura 4. 1 Peso seco ....................................................................................... 61
Figura 4. 2 Densidad estomatica en haz ........................................................... 64
Figura 4. 3 Densidad estomatica en envés ....................................................... 65
Pág.
x
RESUMEN
En la actualidad la agricultura protegida es una de las alternativas más viable
para incrementar la producción, reduce el uso de grandes volúmenes de agua y
al mismo tiempo ofrece gran adaptabilidad en la utilización de fertilizantes de
origen químicos y otros de origen orgánico como son algunos lixiviados y
extractos de algas. El Sistema Integrado de Diagnóstico y Recomendación
(DRIS), clasifica en orden de importancia los nutrimientos que requiere la planta,
detecta deficiencias y excesos relativos. La eficiencia fisiológica de los cultivos
es influenciada por el comportamiento relativo del aparato fotosintético en el
desarrollo y distribución de la materia seca a cada uno de los órganos de las
plantas. Índices de crecimiento como: AFE, IAF, RPF y RAF son utilizados para
explicar el rendimiento de los cultivos a través de la formación y acumulación de
biomasa. En la presente investigación se evaluaron una fuente de fertilización
de origen químico comercial (T1 Solución química) y dos de origen orgánico,
lixiviado de lombricompost (T2 Lixiviado de Lombricompost) y extracto de algas
marinas (T3 ACADIAN) en plantas de melón bajo un sistema hidropónico, con el
objetivo de conocer el comportamiento del aparato fotosintético en relación a su
Índice de Desbalance Nutrimental (IDN); donde los valores de RAF en
tratamiento químico y en el lixiviado de lombricompost fueron mayores con hojas
más delgadas, área foliar mayor y valores de densidad estomática más elevados
en comparación con el tratamiento tres extracto de algas el cual reportó el valor
del IDN (índice de desbalance nutrimental) mayor.
xi
ABSTRACT
Currently, protected agriculture is one of the most viable alternatives to increase
production, reduces the use of large volumes of water and at the same time
offers a great adaptability in the use of fertilizers of chemical origin and others of
organic origin such as some leachates and Seaweed extracts. The Integrated
Diagnostic and Recommendation System (DRIS) classifies in order of
importance the nutrients required by the plant, detects deficiencies and relative
excesses. The physiological efficiency of the crops is influenced by the relative
behavior of the photosynthetic apparatus in the development and distribution of
the dry matter to each of the organs of the plants. Growth indices such as: AFE,
IAF, RPF and RAF are used to explain crop yields through the formation and
accumulation of biomass. In the present investigation, were evaluated a source
of fertilization of commercial chemical origin (T1 chemical solution) and two of
organic origin, lixiviated from vermicompost (T2 lixiviated from vermicompost)
and a seaweed extract (T3 ACADIAN) in melon plants under a hydroponic
system. with the aim of knowing the behavior of the photosynthetic apparatus in
relation to its Nutritional Imbalance Index (IDN); where the values of RAF in
chemical treatment and in the leaching of vermicompost were higher with thinner
leaves, larger leaf area and higher stomatal density values compared to the
treatment number three seaweed extract which reported a higher value of the
IDN (Nutritional Imbalance Index).
1 Introducción
1
1. INTRODUCCIÓN
La escasez mundial de materias primas para la producción de fertilizantes
químicos ha incrementado el aprovechamiento de los residuos urbanos,
industriales y agrícolas con la intención de generar productos alternativos para
el uso agrícola (Fernández y Testeslaf, 2002; De Gante-Cabrera, 2013).
Materiales orgánicos líquidos como extracto líquido de estiércol (Capulín et al.,
2005), lixiviado de compost o vermicompost (Jarecki y Voroney, 2005, García et
al., 2008), te de compost (Hargeaves et al., 2008, 2009, Ochoa et al., 2009),
soluciones pueden ser aplicadas en sistemas de riego presurizado e hidropónia
que promueven el reciclaje de residuos orgánicos (Rippy et al., 2004).
Los estomas desempeñan un papel vital en el mantenimiento de la homeostasis
de la planta y procesos metabólicos como la fotosíntesis y transpiración
(Sánchez-Díaz y Aguirreolea, 1996). Rubino et al. (1989) y Takur (1990)
señalaron que la disminución de la densidad estomática (DE) limita la
transpiración afectando su crecimiento, ya que la regulación del intercambio
gaseoso es crucial para el crecimiento de las plantas y los procesos de
desarrollo (Assmann y Shimazaki, 1999).
1 Introducción
2
Considerando que el estado nutricional de las plantas influye en la producción
de biomasa seca cuya composición es 90 % de carbono, hidrógeno y oxígeno,
los restos de la composición de la nutrición de otros nutrientes esenciales para
las plantas, tales como: nitrógeno, fósforo, potasio, calcio, magnesio y otros
elementos captados del medio ambiente (Epstein y Bloom, 2006).
Beaufils (1973) desarrolló el método denominado Sistema Integrado de
Diagnóstico y Recomendación (DRIS), este clasifica en orden de importancia
los nutrimientos que requiere la planta, toma en cuenta su interacción, el
balance nutrimental y detecta deficiencias y excesos relativos, realiza
diagnósticos en cualquier etapa de desarrollo y diferente posición de la hoja en
la planta (Beaufils, 1973; Walworth y Sumner, 1987; Singh et al., 2000).
A nivel mundial se siembra una superficie de 364,339 ha, México aporta 6.6 %
de producción de melón a nivel mundial con una superficie de 20,047 ha y se
producen más de 593,717 toneladas (FAOSTAT, 2016). Coahuila aporta el 21
% de la producción nacional, con más de 119,187 toneladas, colocando este
cultivo como una importante fuente económica regional y nacional.
A través del método DRIS es posible calcular el Índice de Desbalance
Nutrimental (IDN) en el cultivo de melón fertilizado con dos fuentes
1 Introducción
3
nutrimentales orgánicas y una química para explicar el comportamiento
relativo del aparato fotosintético.
1 Introducción
4
1.1. Objetivos
1.1.1. General
Evaluar soluciones nutrimentales, dos fuentes de fertilización orgánica y una
química sobre el índice de desbalance nutrimental (IDN) y la eficiencia
fisiológica del cultivo de melón.
1.1.2. Específicos
a) Determinar el índice de desbalance nutrimental (IDN) y el nutrimento más
deficiente al momento del muestreo.
b) Determinar los componentes relativos del aparato fotosintético como: RAF,
IAF, AFE y RPF.
c) Evaluar la densidad estomática.
1.2. Hipótesis
El establecimiento de plantas de melón en diferentes soluciones de
nutrimentales y por lo tanto diferentes condiciones para su crecimiento,
modificará su balance nutrimental y densidad estomática, así como los
patrones de acumulación de biomasa en su aparato fotosintético.
2. Revisión de literatura
5
2. REVISIÓN DE LITERATURA
La preocupación mundial por reducir la contaminación, el cuidado por la salud y
la disminución de costos por insumos, en especial los fertilizantes dado el alto
costo de estos en los últimos años, ha llevado a la búsqueda de sistemas de
producción sustentables; razón por la cual productores de diversos países han
adaptado prácticas orgánicas al cultivo sin suelo (Inden y Torres, 2005; Grigatti
et al., 2007). Esto ha dado como resultado el uso de residuos que se derivan
del sector agropecuario (Porter, 2000).
La escasez de materias primas para la producción de fertilizantes químicos ha
incrementado el aprovechamiento de los residuos urbanos, industriales y
agrícolas con la intención de generar productos alternativos para el uso
agrícolas (Fernández y Testeslaf, 2002; De Gante-Cabrera, 2013).
Estos problemas han impulsado la búsqueda de alternativas de fertilización que
suplan los requerimientos nutrimentales de los cultivos, sin afectar el
rendimiento y la calidad de frutos (Nieto et al., 2002). Duran-Umaña y
Henríquez-Henríquez (2007), los abonos orgánicos por sus características
físicas, químicas y biológicas han sido utilizados en diversas especies hortícolas
con efectos favorables.
2. Revisión de literatura
6
Una alternativa para disminuir los costos de fertilizantes sintéticos, es la
utilización de materiales orgánicos líquidos como el uso de lixiviados (Pant et
al., 2009; Preciado et al., 2011), el cual se puede aplicar en sistemas de riego
presurizado (Shrestha et al., 2012).
2.1. Solución nutritiva
Los fertilizantes son responsables del 50 % de producción de los cultivos,
aseguran la productividad agrícola y su calidad nutricional (ANFFE, 2015), en
una producción intensiva, la fertilización se realiza por medio de una solución
nutritiva que se elabora con fertilizantes de alta solubilidad, además de propiciar
un medio ambiente menos restrictivo (Fortis et al., 2011).
Una solución nutritiva (SN) consta de agua con oxígeno y de todos los
nutrimientos esenciales en forma única y eventualmente, de algunos
compuestos orgánicos tales como los quelatos de fierro y de algún otro
micronutrimento que puede estar presente (Steiner, 1968). Una SN verdadera
es aquella que contiene las especies químicas indicadas en la solución por lo
que deben de coincidir con las que se determinen mediante el análisis químico
correspondiente (Steiner, 1961).
2. Revisión de literatura
7
2.2. Soluciones químicas
La solución nutritiva (SN) está regida por las leyes de la química inorgánica que
conducen a la formación de complejos y a la precipitación de los iones en ella,
lo cual evita que estos estén disponibles para las raíces de las plantas (De Rijck
y Schrevens, 1998).
La perdida por precipitación de una o varias formas iónicas de los nutrimientos
puede ocasionar su deficiencia en la planta además de un desbalance en la
relación mutua entre los iones. Es esencial que la solución nutritiva tenga la
proporción adecuada, necesaria para que las plantas absorban los nutrimentos;
lo que dará lugar a excesos o déficits en el medio de cultivo y afectará la
producción (Rincón, 1997).
La planta no absorbe nutrimientos en la misma cantidad durante el ciclo, ya que
lo hace según la etapa fenológica y las condiciones climáticas, por lo que el
equilibrio iónico de la SN se adapta al ritmo de la absorción de la planta
(Adams, 1994; Rincón, 1997).
Los parámetros que caracterizan la SN son: el pH, la presión osmótica y las
relaciones mutuas entre los aniones y los cationes (Adams, 1994; Rincón,
1997).
Preciado (2001), indica que una de las características más importantes de la
solución nutritiva es la presión osmótica. Un aumento de la presión osmótica
2. Revisión de literatura
8
debido al incremento en el contenido de nutrimentos o de otros iones en la
solución nutritiva provoca que la planta realice un esfuerzo mayor para absorber
agua y algunos nutrientes y por consiguiente un desgaste de energía
metabólica.
Preciado et al., (2003) al medir el efecto de presión osmótica de las soluciones
nutritivas en plántulas de melón, comparo el uso de soluciones nutritivas con
diferentes presiones osmóticas con la fertilización del suelo sobre la absorción
nutrimental de las plantas concluyendo que con la utilización de las soluciones
nutritivas se obtuvieron plántulas con mayor crecimiento y absorción nutrimental
que las obtenidas con las fertilización del suelo.
2.3. Soluciones orgánicas
Son una alternativa para satisfacer la demanda nutricional de los cultivos,
además y reducción de los costos y la dependencia de los fertilizantes
sintéticos; son materiales orgánicos líquidos como extracto líquido de estiércol
(Capulín et al., 2005; 2007), lixiviado de compost o vermi-compost (García et
al., 2008), té de compost (Hargreaves et al., 2008; 2009; Ochoa et al., 2009) y
té de vermicompost (Pant et al., 2009).
El uso de extractos de algas marinas y algunos de sus derivados en la
agricultura se practica en muchos los países, con resultados en los
2. Revisión de literatura
9
rendimientos y la calidad de las cosechas muy satisfactorios, así como el
mejoramiento de las condiciones del suelo por la incorporación de la materia
orgánica (Canales, 1999).
La aplicación de extractos de algas se considera mayormente en cultivos de
riego controlados o en su caso con muy buen temporal, dado que su actividad
enzimática es por hidrólisis, y sin agua, no tienen lugar o con escasez de la
misma, su actividad se reduce (Canales, 1999).
Estas soluciones pueden ser aplicadas en riego presurizado, lo cual las hace
utilizables en sistemas de producción a gran escala además de que se
promueve el reciclaje de residuos orgánicos (Rippy et al., 2004).
El suministro de bio-productos a los cultivos es cada vez mayor desde el punto
de vista económico y ecológico, además debe considerarse que los mismos
actúan como estimuladores o reguladores del crecimiento de las plantas (Cruz-
Crespo et al., 2013).
Hoy en día, en la agricultura protegida se experimenta con materiales orgánicos
derivados del sector agropecuario y de otros sectores, con el fin de usarlos
como sustratos para las plantas, para lo cual puede o no sufrir un proceso de
tratamiento, tal como el vermicompost; este producto generado a partir de
diversos estiércoles, ha dado resultados favorables sobre el crecimiento y
2. Revisión de literatura
10
rendimiento de diversas especies (Azarmi et al, 2008; Herrera et al, 2008; Singh
et al, 2008; Azarmi et al., 2009), ya que posee propiedades físicas, químicas y
biológicas que mejoran el medio de crecimiento y aporta nutrimentos (Zaller,
2007). Sin embargo, el vermicompost por si solo es difícil que cumpla con las
condiciones adecuadas para el buen desarrollo de las plantas, motivo por el
cual es necesario hacer mezclas con otros materiales.
Al respecto, el vermicompost es un material que se ha convertido en una opción
como sustrato para el cultivo de plantas, gracias a las características que ésta
confiere al medio de crecimiento y por el aporte de nutrimentos, además de que
su utilización favorece la disminución del deterioro del medio ambiente al
aprovechar los diversos desechos agropecuarios (Sánchez-Hernández et al.,
2006). Sin embargo, un material por si solo es difícil que cumpla con las
mejores condiciones físicas y químicas para el desarrollo de las plantas, por lo
que es necesario hacer mezclas de materiales con diferentes propiedades
físicas y químicas, lo cual se aprovecha en la elaboración de un nuevo sustrato
para obtener mejores condiciones de crecimiento (Burés 1997; Strojny y Nowak,
2001).
2.4. Uso de lixiviados de lombriz
La baja productividad de los suelos por malas fertilizaciones y los problemas de
salud generados por residuos químicos agrícolas, han incrementado la
tendencia por la utilización de productos nutrimentales naturales, como son los
2. Revisión de literatura
11
líquidos lixiviados de la lombricultura, otros a base de extracto de algas
marinas y ácidos fúlvicos, los cuales aumentan el rendimiento de los cultivos sin
consecuencias para la salud humana (Calderón, 2011).
En el caso de compostas y lombricompostas preparadas con excretas de
ganado bovino y cerdos se han encontrado concentraciones de entre 4-8% de
ácidos húmicos totales (AHT). Dado que las lombricompostas se deben regar
constantemente, ya que las lombrices requieren que el sustrato (excretas)
mantenga una humedad del 70 al 80% para facilitar su locomoción y el
consumo del sustrato, el líquido que escurre de las camas después del riego se
conoce como lixiviado (Lix). Durante el proceso de percolación a través de la
materia orgánica, el agua arrastra nutrientes, microorganismos benéficos y los
ácidos húmicos (AH), lo cual genera un producto líquido usado como abono y
regenerador orgánico, por lo tanto, este producto es ideal para la aplicación en
cualquier tipo de cultivos. Los lixiviados contienen entre 1.0-2.5% de sólidos
totales de los cuales entre el 20-45% es materia orgánica y el resto son
minerales (fósforo, potasio, calcio, magnesio y sodio) en cantidades variables;
además contienen pequeñas cantidades de nitrógeno. Los AH y ácidos fúlvicos
(HF) sumados representan a los AH totales (AHT) que presentan una
concentración entre 0.61-0.66 mg/L de Lix.(Gómez et al., 2011).
2. Revisión de literatura
12
Los lixiviados están conformados por microorganismos y ácidos húmicos,
condiciones que le permites ser utilizados como fertilizantes orgánicos en gran
variedad de cultivos, los lixiviados son generados como producto del
vermicompostaje (materia orgánica digerida por lombriz), material drenado y
recolectado. Los lixiviados deben ser disueltos el menos al 50 % antes de
aplicarlos para evitar efectos tóxicos debido al exceso de contenido de sales
(Ferruzi 1994, García et al. 2008, Gutiérrez-Miceli et al. 2008, Fortis et al. 2009,
Garg y Gupta 2009, Nath et al. 2009, Arauz 2011, Preciado et al. 2011).
2.5. Importancia de la hidropónia
Según la Facultad de Ciencias Agricolas Xalapa Mx. (2007), la hidroponía es
considerada como un sistema de producción agrícola que tiene gran
importancia dentro de los contextos ecológico, económico y social. Dicha
importancia se basa en las gran flexibilidad del sistema, es decir, por la
disponibilidad de aplicarlo con éxito, bajo muy distintas condiciones y para
diversos usos.
2.5.1. Generalidades de la hidropónia
La palabra hidroponía deriva de las palabras griegas hydro (agua) y ponos
(labor o trabajo) y significa literalmente “trabajo en agua”. En algunos casos, el
término “hidroponía” es usado solo para describir sistemas basados en agua,
pero el sentido más amplio. El término es el de cultivo sin suelo. La hidroponía
2. Revisión de literatura
13
es la ciencia que estudia los cultivos sin tierra. Es una técnica que permite
cultivar en pequeña o gran escala, sin necesidad de suelo como sustrato,
incorporando los nutrimientos (soluciones nutritivas) que la planta necesita para
crecer a través del riego y efectivizar el cultivo (Recursos de Hidropónia en
Español, 2007).
La producción de cultivos en condiciones protegidas y el uso de sistemas
hidropónicos han permitido incrementos en rendimientos y calidad de frutos, al
propiciar un ambiente poco restrictivo para el óptimo desarrollo de los cultivos.
2.5.2. Sistemas hidropónicos
Rodríguez et al. (2004), mencionan que existen diferentes tipos de sistemas
hidropónicos, desde los más simples, con funcionamiento manual o
semiautomático, hasta los más sofisticados y completamente automatizados.-
Los sistemas de hidropónia se pueden clasificar en dos categorías:
a) Sistema hidropónico en agua.
b) Sistema hidropónico en sustrato.
2.5.2.1. Sistemas hidropónicos en agua circulante o NFT.
Samperio (1997) manifiesta que este sistema consiste en hacer recircular en
forma permanente una película fina constituida por una determinada cantidad
de solución nutritiva, la cual permitirá tanto la respiración de las raíces (al
2. Revisión de literatura
14
aportarles oxigeno), como la absorción de los nutrientes y del agua durante el
periodo vegetativo de la planta. Esta película no deberá alcanzar una altura
superior a los 5 o 7 centímetros desde el contenedor.
2.5.2.2. Raíz flotante o cultivo en agua
La hidropónia se realiza en un medio líquido que contiene agua y sales
nutritivas en baja concentración (7 cm3 de solución nutritiva por cada 1000 cm3
de agua). Este sistema es muy conveniente para el cultivo de la albahaca, apio,
berro, escarola y varios tipos de lechuga, con excelentes resultados en ahorro
de tiempo y rendimientos pos cada metro cuadrado cultivado. En sistema de
raíz flotante las raíces crecen dentro de la solución nutritiva. Las plantas están
sostenidas sobre una lámina de icopor con la ayuda de un cubito de esponja; el
conjunto de lámina y plantas flota sobre la superficie del líquido. Este sistema
se recomienda para climas frescos porque en climas muy calientes, el oxígeno
(indispensable para que las raíces respiren y tomen los nutrientes) se evapora
con mayor rapidez (Tabares, 2003).
2.5.3. Soluciones nutritivas en cultivos hidropónicos
En la hidropónia comercial, cantidades apropiadas del fertilizante necesario
para preparar la solución nutritiva son mezcladas con agua dentro de tanques
para formar una solución base concentrada (Savvas, 2003). Las diferentes
sales fertilizantes que se pueden usar para la solución de nutrientes tienen a la
2. Revisión de literatura
15
vez diferente solubilidad, es decir, la medida de la concentración de sal que
permanece en solución cuando se disuelve en agua; si una sal tiene baja
solubilidad, solamente una pequeña cantidad de ésta se disolverá en el agua.
En los cultivos hidropónicos las sales fertilizantes deben tener una alta
solubilidad, puesto que deben permanecer en solución para ser tomadas por las
plantas (WALCO S.A., 2004). Así, cuando las plantas del cultivo hidropónico
deban ser regadas, las soluciones base son diluidas en el agua de irrigación en
proporciones adecuadas a través de sistemas automáticos de inyección de
fertilizante, para formar una solución nutritiva fresca, la que es entregada al
cultivo (Savvas, 2003).
Por lo menos debe haber tres macroelementos presentes en el medio nutritivo
en forma de cationes, ellos son potasio, calcio y magnesio. Los tres aniones
macroelementos son nitratos, fosfatos y sulfatos. Todos los macroelementos
deben por lo tanto ser suministrados por tres sales, por ejemplo, nitrato de
potasio, fosfato de calcio y sulfato de magnesio. En adición a los
macroelementos, una concentración apropiada de microelementos debe ser
suministrada a la solución a bajos pero adecuados niveles (WALCO S.A.,
2004).
2.6. Invernadero y casa sombra
En zonas áridas, como resultado de las actividades intensivas del sector
agrícola, ha causado gran deterioro de los recursos naturales, esta situación ha
2. Revisión de literatura
16
llevado a la implementación de nuevas alternativas de manejo para un uso
sustentable del ecosistema (DeFries et al, 2004; Arroita et al., 2013). Opciones
como el uso de invernaderos, invernaderos de tecnología media y casa
sombras son utilizadas frecuentemente para el uso eficiente de los recursos (Liu
et al., 2008).
Los cultivos en invernadero de tecnología media ofrecen al horticultor la ventaja
de controlar con precisión el agua y fertilizantes aplicados a las plantas de
acuerdo con su estado fenológico. También se puede controlar temperatura,
ventilación, humedad, luminosidad, disponibilidad de CO2, e incidencia de
insectos-plaga y de enfermedades, entre otras ventajas (Jones, 2008).
En estos sistemas de producción intensiva la fertilización se realiza por medio
de una solución nutritiva que se elabora con fertilizantes de alta solubilidad,
generalmente importados, lo que incrementa significativamente los costos de
producción (Muñoz, 2004).
2.7. Descripción botánica del cultivo del melón
El melón (Cucumis melo L.) tiene un sistema radicular abundante, muy
ramificado y de rápido desarrollo; su tallo principal está cubierto por
formaciones pilosas y con nudos; es herbácea, de porte rastrero y trepador.
Desarrolla hojas, sarcillos y flores, brotando nuevos tallos de las axilas de las
hojas; sus hojas de limbo orbicular aovado, reniforme o pentagonal, dividido en
2. Revisión de literatura
17
tres y hasta siete lóbulos con los márgenes dentados llenas de vellosidades
incluso por el envés; sus flores son de color amarillos y su fruto es de forma
esférica con la cubierta de colores variados; verde, amarillo, blanco con sus
variantes, su corteza puede ser lisa reticulada o estirada. La pulpa puede ser
blanca amarilla o anaranjada. Las semillas están envueltas entre una
membrana inferior conocida como placenta la cual es gelatinosa y acuosa
(SIAP, 2010).
2.7.1. Generalidades del cultivo del melón
Es una especie originaria de África y Asia, los inicios de su cultivo se remontan
a 2400 a.c. en el Egipto antiguo. Al principio de la era cristiana ya era una
especie muy conocida en la India y en los desiertos iraníes posteriormente se
difundió por toda Europa donde debido a las expediciones comerciales del siglo
XVII se favoreció enormemente la dispersión del melón a todos los continentes,
permitiendo con ello el desarrollo de las principales especies conocidas en
nuestros días (SIAP, 2010).
Mundialmente se siembra una superficie de 364 mil 339 ha; principal productor
mundial de melón (Cucumis melo L.) es China, con 16 millones 9 mil 584 de
toneladas, México produce el 6.6 %, con una superficie de 20047 ha y se
producen más de 593 mil 717 toneladas (FAOSTAT, 2016).
2. Revisión de literatura
18
El 75% de esta producción se adquirió básicamente de cuatro estados:
Coahuila, Sonora, Michoacán y Guerrero. Tres de cada cuatro dólares que
México obtiene por concepto de exportación de melón proviene de los Estados
Unidos (Espinoza et al., 2011). Coahuila aporta el 21 % de la producción
nacional, con más de 119,187 toneladas (SAGARPA, 2017).
El melón mexicano es una hortaliza que ha mantenido su participación en el
mercado internacional por su calidad. Representa una fuerte derrama
económica por su manejo, cosecha y empaque. Contiene agua en un 90 %,
fibra dietética, energía, proteína, vitaminas y minerales. Su consumo es en
fresco (CABI, 2010).
2.8. Sistema integrado de diagnóstico y recomendación (DRIS)
Con la finalidad de obtener diagnósticos más precisos y completos Beaufils
(1973), desarrollo un método para clasificar el orden de importancia de los
nutrimientos requeridos por la planta tomando en cuenta su interacción, el
balance nutrimental, detectando deficiencias y excesos relativos; a este método
lo denominó Sistema Integrado de Diagnostico de Recomendación o DRIS
(Diagntostic Recomendation Integrated System) por sus siglas en ingles.
2. Revisión de literatura
19
El (DRIS) señala el orden de limitación relativa de los elementos que son
contemplados en el estudio nutricional (Beaufils, 1973). Sus ventajas sobre el
valor crítico y sobre los rangos de suficiencia, permiten la identificación de las
necesidades nutrimentales, el DRIS considera relaciones para el cálculo de
índices que reflejen el estado nutrimental del cultivo, al elaborar programas de
fertilización y estudiar la respuesta del rendimiento con el aporte del fertilizante
(Beberly et al.,1984; Walworth et al., 1986).
Las normas DRIS son creadas a partir de la generación de poblaciones de
referencia entre las relaciones entre todos los pares de nutrientes, y sus
respectivos coeficientes de variación.
2.8.1. Índice de desbalance nutrimental (IDN)
Las metodología para explicar el estado nutrimental de las planta, como
análisis vegetal, destaca por ser muy versátil, pues identifica de forma directa
los desórdenes nutrimentales en la planta. El IDN (índice de desbalance
nutrimental), es la suma de todos los índices independientes del signo (+ ó -)
donde el valor más grande indica mayor desbalance nutrimental (Davee et al.,
1986).
2. Revisión de literatura
20
2.8.2. Orden de requerimiento nutrimental (ORN)
La suma aritmética de los índices debe ser cero para que exista un balance
entre los nutrimentos de la muestra analizada, donde los índices positivos,
indican suficiencia o exceso de nutrimentos. El más negativo es el más
deficiente y los que le siguen indican el orden de los requerimientos
nutrimentales (Walwort y Sumner, 1987).
2.9. Comportamiento del crecimiento vegetal
En general las plantas presentan tres fases de crecimiento relacionadas con el
peso de materia seca por unidad de superficie por cultivo o planta individual en
relación con el tiempo, generalmente este comportamiento corresponde a una
curva tipo sigmoidal caracterizada por tres fases: a) Fase logarítmica, donde el
tamaño aumenta en forma exponencial con el tiempo, la rapidez de crecimiento
es proporcional al tamaño del organismo, cuanto mayor sea este más rápido
crece, abarca desde la germinación hasta la etapa juvenil, b) la fase lineal,
donde el crecimiento vegetativo continua a una velocidad casi constante y
usualmente máxima por algún tiempo, por lo que se tiene la mayor demanda de
agua y nutrientes y c) la fase del estado constante, donde se acumula la mayor
cantidad de materia seca, se le conoce como madurez fisiológica, en esta fase
las ganancias en materia seca están equilibradas con las pérdidas (Gardner et
al., 1990).
2. Revisión de literatura
21
2.10. Estudio del crecimiento vegetal
Desde el punto de vista agronómico, el crecimiento y la productividad de una
planta o un cultivo, están determinados por cinco características fisiológicas del
crecimiento: a) la cantidad de energía luminosa interceptada por el dosel; b) La
eficacia con que la energía luminosa interceptada se usa en la producción de
nueva materia seca; c) la proporción de la nueva materia seca asignada a las
diferentes partes de la planta; d) La proporción de pérdida de materia seca de la
planta, por cualquier causa; e) La duración del crecimiento en la planta de la
parte de interés (Hunt, 1990).
Uno de los métodos que se emplea con más frecuencia para expresar el
crecimiento vegetal, es la acumulación del peso seco, se tiene la gran ventaja
de que al determinar el peso seco, se elimina totalmente al agua de los tejidos
vegetales, factor que puede distorsionar los resultados finales; sin embargo,
también tiene la gran desventaja de que para realizar las mediciones hay que
destruir totalmente el órgano vegetal objeto de estudio, lo que lo hace inviable
en ciertas ocasiones (Pérez y Martínez, 1994) .
Las hojas son los órganos más ricos en materiales minerales (hasta 50 % de la
materia seca) en comparación con las raíces, probablemente porque las raíces
son órganos de paso. Con el cambium, las yemas y los órganos florales son el
centro más activo de la fisiología de la planta, sin embargo, aquí también es
muy grande la variabilidad (5 a 25 %) (Baeyens, 1970).
2. Revisión de literatura
22
2.10.1 Análisis de crecimiento y sus parámetros
El análisis de crecimiento vegetal permite cuantificar diferentes aspectos del
mismo, tales como: la duración del ciclo, la definición de las etapas de
desarrollo y la distribución de los fotoasimilados en cada uno de sus órganos.
Este análisis es básico para comprender mejor los procesos fisiológicos que
determinan la producción vegetal y así fundamentar más racionalmente las
prácticas de manejo de los cultivos (Azofeifa y Moreira, 2004).
Según Azofeifa y Moreira (2004), el peso seco es el criterio más apropiado
para medir la acumulación de biomasa en la planta y el área foliar es la
magnitud del sistema de asimilación en la planta.
Los eventos que ocurren desde el inicio hasta el final del proceso de
crecimiento pueden tener marcada influencia sobre el rendimiento de la materia
seca. Una aproximación al análisis de los factores que influyen en el
rendimiento y desarrollo vegetal es la acumulación de fotosintatos a través del
tiempo.
Para realizar un análisis de la eficiencia fisiológica de una planta en función de
sus parámetros de crecimiento se requieren dos operaciones básicas:
A. La cuantificación del material vegetal existente en una planta o cultivo.
B. La medida del sistema asimilador de esa planta o ese cultivo en intervalos de
tiempo sucesivos.
2. Revisión de literatura
23
De esas operaciones se obtienen medidas directas, como masa seca (W), área
foliar total (AF), tiempo (t) e índices derivados como la tasa relativa de
crecimiento (TRC), índice de área foliar (IAF), tasa de asimilación neta (TAN),
tasa de crecimiento del cultivo (TCC), área foliar específica (AFE) y relación de
área foliar (RAF), que se deben obtener por cálculos del análisis funcional.
El índice de crecimiento evalúa cuantitativamente el crecimiento de las plantas
e involucra técnicas mediante comparaciones que permiten estudiar los
patrones de crecimiento vegetal (Hunt, 1978).
Puede efectuarse mediante dos métodos:
A. Método clásico: el cual evalúa el crecimiento con base en datos que
provienen de muestras con un alto número de repeticiones pero a intervalos
prolongados, en este método no se realiza el ajuste de datos mediante modelos
matemáticos, aunque pueden analizarse estadísticamente (Hunt 1982).
B. Método funcional: donde el crecimiento es evaluado a datos con pocas
repeticiones pero a intervalos cortos sobre todo cuando existe mucha variación
en la información, los cuales pueden ser utilizados para ajuste de modelos
(Hunt, 1982).
2. Revisión de literatura
24
El análisis de crecimiento con el enfoque funcional, utiliza datos a partir de
muestras colectadas periódicamente y se ha utilizado con éxito en plantas
anuales, bianuales y perennes (Brand G. D., Weetman, F.G. 1987).
2.11. Índices de eficiencia fisiológica
El crecimiento vegetal puede analizar mediante el cálculo de índices de
eficiencia, los cuales se pueden determinar con el peso seco de la planta
completa o con diferentes partes de ésta (raíces, tallos u hojas). Estos índices
tienen significado biológico, pues muestran como un ambiente particular o
práctica de manejo es o no más conveniente para una especie que para otra y
comparan funcionamiento de diferentes especies creciendo bajo las mismas
condiciones o de una especie creciendo en diferentes condiciones (Hunt, 1978).
2.11.1. Relación de área foliar (RAF)
Se refiere a la razón de material asimilatorio por unidad de material vegetal
presente, indica la cantidad de área foliar producida con relación al peso seco
total de la planta (Beadle, 1985; Hunt, 1982). Se expresa en unidad de área por
gramo de peso seco (cm2·g-1).
2.11.2. Área foliar especifica (AFE)
El área foliar específica (AFE) explica en mayor parte la variación de
crecimiento entre las especies. Las especies con crecimiento más rápido, bajo
2. Revisión de literatura
25
óptimas condiciones, son aquellas que tienen la mayor área foliar específica
(Porter, 2002). El área foliar específica es la razón entre el área de la hoja y su
peso seco.
Un incremento en el área foliar específica implica que la hoja invierte menos
biomasa por unidad de área. Esta variable se correlaciona fuertemente con una
variedad de parámetros fisiológicos y químicos. Las especies con alta AFE
poseen altas concentraciones de componentes citoplasmáticos como proteínas,
minerales y ácidos orgánicos. Asimismo presentan altas concentraciones de N y
altas tasas de actividad fotosintética. Especies con baja AFE poseen mayor
cantidad de componentes de pared celular, especialmente lignina. Este tipo de
hojas son más duras y menos atractivas para los herbívoros. Estas especies
también se caracterizan por poseer altos valores en el contenido de materia
seca (masa seca/ masa fresca), y presentar mayor longevidad en raíces y hojas
(Porter, 2002).
2.11.3. Relación del peso foliar (RPF)
Determina la distribución de asimilados hacia las hojas y es un indicador de la
frondosidad de la planta. Páez et al., (2000) al evaluar la producción de
biomasa en tomate en condiciones de sombreado, encontraron que la RPF
también aumenta con la disminución de luz, y por lo tanto la distribución de
biomasa que forma la superficie.
2. Revisión de literatura
26
Baeza (2002), comparando el área específica foliar entre las mismas especies
de gramíneas dominantes en condiciones de clausura y de pastoreo, encontró
mayores valores de AFE para las especies en condiciones bajo pastoreo y
propuso que estos resultados podrían explicarse por un aumento en la
fotosíntesis neta de las especies sometidas a pastoreo dado que el AFE se
correlaciona positivamente con la capacidad fotosintética.
2.11.4. Índice de área foliar (IAF)
Dado que la tasa de asimilación neta (TAN) proporciona una adecuada
estimación de la eficiencia de las hojas de un cultivo como productoras de
materia seca, entonces el conocer la cantidad de hojas del cultivo es necesario
para evaluar su rendimiento (Hunt, 1978).
La absorción de luz incidente sobre un cultivo depende de la amplitud de su
superficie foliar. Una medida que expresa la capacidad de la estructura para
interceptar la radiación solar es el índice de área foliar (IAF). Este índice
representa la suma de la totalidad de las superficies de las hojas existentes en
un área de suelo, expresadas ambas en las mismas unidades. Los cultivos de
especies diferentes absorben distintas cantidades de fotones, aun con el mismo
IAF. Este comportamiento se debe a la orientación de las hojas en el espacio
(Montaldi, 1995).
2. Revisión de literatura
27
2.12. Los estomas
Son poros microscópicos conformados por dos células oclusivas de gran
capacidad de difusión cuya función regular la perdida de agua y permitir la
absorción de CO2 (Acharya y Assman, 2009). Se encuentran en mayor cantidad
en las hojas de las plantas, están rodeados por células oclusivas, las cuales
controlan su apertura. Su evolución permitió el intercambio gaseoso y su
presencia es crítica para la producción agrícola, así como para la cadena
alimenticia (Nadeau y Zack, 2002).
Los estomas, a pesar de su tamaño, constituyen una ruta muy eficiente para el
intercambio gaseoso, permiten una pérdida de agua en forma de vapor desde
la células foliares. Por su densidad (los estomas) permiten clasificar a las
plantas como epistomáticas (mayor densidad estomática en la superficie
adaxial), e hipoestomáticas (las de mayor densidad estomática en la superficie
abaxial) clasificando como ambiestomáticas a las plantas que tienen similar
número de estomas en ambos lados (Hopkins, 1999).
Los estomas colaboran con el proceso de fotosíntesis mediante el intercambio
gaseoso, obteniendo de esta forma el CO2 necesario para la producción de
azucares en la elaboración de fotoasimilados, es decir a través de los estomas
se obtiene el CO2 fuente para realizar el ciclo de Calvin; el carbono fijado
puede ser incorporado dentro de los azucares de transporte para exportar a
varios tejidos demandantes de este elemento (Taiz y Zeiger 2006).
2. Revisión de literatura
28
2.12.1. Función
Regulan el intercambio gaseoso así como la perdida de vapor de agua entre el
mesófilo y la atmosfera. Su densidad es variable dependiendo de la especie,
sin embargo oscilan entre 50 y 500 estomas por mm2 (Beck, 2010). Se
localizan mayormente en las hojas en ambos lados dependiendo del tipo de
plantas siendo mayor las que tienen mayor cantidad de estomas en el envés
(Salisbury y Ross, 1994).
Los estomas reducen su conductancia considerablemente en condiciones de
déficit de humedad, este proceso ocasiona pérdidas en rendimiento, a la vez
que evita la deshidratación de la planta, este es un mecanismo natural que
utilizan las especies vegetales como estrategia de regulación para su
sobrevivencia, pues perderán eficiencia fisiológica del cultivo en la disminución
de perdida de agua(Ludlow y Muchow, 1990; Ritchie et al., 1990, Webb y
Mansfield, 1992).
2.12.2. Importancia
La importancia de los estomas radica en el intercambio de gases, pues este
compromete la perdida de agua en forma de vapor a cambio de la obtención
de CO2 necesario para que dentro de la hoja se lleve a cabo la fotosíntesis
como parte del proceso de producción de biomasa, y su respuesta a los
diferentes factores es dependiente de la especie así como de su capacidad de
aclimatación (Chacón et al., 2010).
2. Revisión de literatura
29
La conductancia estomática es una medida de la capacidad de difusión de los
gases, que está determinada por la apertura del poro y por el número de
estomas (Long et al., 2004). La conductancia estomática regula un alto
porcentaje de intercambio gaseoso en las hojas de la planta, donde son
involucradas muchas sustancias que controlan la apertura estomática,
presentando variación en ambientes.
La máxima conductancia estomática es determinada por el tamaño y densidad
de estomas (largo/ancho) del poro, de esta forma al aumentar el tamaño del
poro en una unidad de área foliar, incrementa la conductividad estomática
(Taylor, 2012). Es muy importante la turgencia en las plantas aun en
condiciones de escasez de agua para evitar la disminución de producción
tornándose en bajos rendimientos. La conductancia estomática es un indicador
fisiológico de estado hídrico de la planta, pues esta es sensible a las
condiciones ambientales (Gil-Marín et al., 2006; Toral et al., 2010).
El control de la conductancia estomática en la hoja es una de las formas que
los vegetales tienen para controlar la perdida de agua por transpiración. A
menudo se utiliza la medida de esta conductancia o su inversa, la resistencia
estomática, como indicador de estrés. Todos los factores climáticos influyen en
la transpiración produciendo variaciones en la apertura estomática pero son
especialmente importantes la radiación y la humedad relativa (Jolliet, 1993).
2. Revisión de literatura
30
Las hojas en los cultivos de melón, es el órgano principal fotosintético de las
plantas, son la fuente de acumulación de carbohidratos en las frutas y
suministra carbono para la síntesis de azucares y metabolismo de los
carbohidratos. La fotosíntesis de la hoja es fundamental para el crecimiento y
la calidad del fruto. El cambio en el contenido de clorofila, las tasas de
fotosíntesis y la partición de carbohidratos en las hojas fuente pueden alterar las
tasas de exportación de fotoasimilados, las cuales están directamente
relacionados con la acumulación de carbohidratos en las frutas (Liu, 2011).
2.12.3. Estructura
El estoma está conformado por un poro (ostiolo) y dos células oclusivas que lo
rodean (células guarda). Su forma varía según la especie vegetal, las
dicotiledóneas, por ejemplo, son arriñonadas con una distribución
completamente al azar, mientras que en las monocotiledóneas son alargadas
y su distribución es paralela a las nervaduras en toda la lámina de la hoja
(Lallana y Lallana, 2003).
2.12.3.1. Ostiolo
El ostiolo varía su tamaño al regular el cierre y apertura del estoma, los
factores edáficos; a su vez se encuentra involucrado en el intercambio
gaseoso ya que la tensión del agua retenida también regula el tamaño y la
densidad de las estomas (Swarthout, 2008).
2. Revisión de literatura
31
En caso de déficit hídrico en el suelo y altas temperaturas en el ambiente el
ostiolo da la señal al estoma para cerrarse, siendo de esta forma un
mecanismo eficiente para frenar la evapotranspiración evitando la perdida
excesiva de agua, aunque con ello disminuye el intercambio de gases y por
consecuencia el rendimiento fotosintético es reducido (Daily et al., 1997).
2.12.3.2. Células guarda
Las células guarda presentan una hendidura entre las dos asas rodeadas por
células epidérmicas, con un contorno elíptico con su poro central (Taiz y Zeiger,
2006). Las células guarda abren y cierran al estoma regulando el intercambio
de gases en el tejido de la planta entre los espacios intercelulares, lo que
influye en los dos procesos más importantes para la planta, fotosíntesis y la
transpiración (Hetherington y Woodward, 2003).
2.13. Factores involucrados en la apertura estomática
La hoja está estructurada para regular la difusión del CO2 entre el aire exterior y
el mesófilo a través de los estomas, en el proceso de la fotosíntesis, la energía
utilizada para la producción de materia orgánica es efectuada mediante la
reducción de CO2. Este mecanismo conocido como fotosíntesis se compone de
dos fase bien diferenciadas conocidas como fase luminosa (producción de ATP
y NADH), y en la fase oscura con el ciclo de Calvin que utiliza la energía
2. Revisión de literatura
32
obtenida en la fase luminosa para la reducción del CO2 para la obtención de
azucares y otras sustancias.
2.13.1. Fotosíntesis
Entre el 85 y 90% de la materia seca de las plantas consiste de material de la
fotosíntesis (Milthrope y Moorby, 1982). Es un proceso biológico complejo en el
que pueden distinguirse dos fases bien diferenciadas, una primera de absorción
y conversión de energía y otra segunda de toma y asimilación de elementos
constitutivos de la materia orgánica (C, H, O, N, S, etc.). La energía luminosa es
absorbida por las biomoléculas fotosensibles y transformada en una forma de
energía bioquímica estable. Los elementos constitutivos son tomados de
fuentes minerales inorgánicas e incorporados en biomoléculas metabolizadles
(De Las Rivas, 2000).
La fotosíntesis es el proceso mediante el cual las planta capturan el carbono
que se encuentra en la atmosfera, siendo este proceso sin duda alguna, la base
de la vida en el planeta. Este se encuentra vinculado el medio ambiente en
cuanto a la fisiología y regulación de la fotosíntesis ha sido estudiada con
detenimiento (Hall y Rao, 1995; Garab, 1999).
La fotosíntesis tiene como parte de sus procesos la regulación de la apertura
estomática para la evaporación del agua que para a través del xilema desde el
suelo hasta las hojas, por los estomas o de las cutículas, este proceso permite
2. Revisión de literatura
33
a su vez el intercambio gaseoso, es decir, la asimilación del CO2 de la
atmosfera (Düring, 1987).
Los vegetales son capaces de transformar la energía lumínica procedente del
sol en energía química utilizable para las reacciones metabólicas; por otra
parte, el dióxido de carbono asimilado en los órganos fotosintéticos constituye,
junto con el hidrógeno procedente del agua y los elementos minerales
absorbidos por las raíces la base estructural del crecimiento de los vegetales y,
en consecuencia de la producción primaria de los ecosistemas y la biosfera. Por
ello, la fotosíntesis es un proceso fundamental para la vida en la tierra (Medrano
y Flexas, 2000).
La fotosíntesis es uno de los procesos metabólicos más altamente integrado y
regulado para maximizar el uso de luz disponible, minimizar el efecto dañino del
exceso de luz y optimizar el uso de recursos limitantes de carbono y nitrógeno
(Paul y Foyer 2001).
2.13.2. Transpiración
La presión hidráulica negativa necesaria para subir el agua desde el suelo por
la raíz, a través del xilema, es llevado a cabo por el proceso de evaporación de
agua continua a nivel foliar ya sea por la cutícula o por los estomas se le
conoce como transpiración. El volumen de transpiración más importante es el
que se lleva en los estomas. Éstos son influidos por los factores ambientales y
2. Revisión de literatura
34
este comportamiento estomático ha sido evidenciado por numerosos autores
(McDonald y Davies, 1996).
La pérdida continua de agua por largos periodos a causa de restricción hídrica
limita a la hoja, pues se enfrenta ante un dilema, la asimilación de CO2 que se
encuentra en la atmosfera, el cual requiere para la formación de azucares para
la producción de biomasa o prevenir la perdida excesiva de agua en forma de
vapor, a través de los estomas, ya que estos últimos forman papel crucial en
ambos procesos (Düring, 1987).
2.13.3. Factores ambientales
La apertura o cierre de los estomas es efectuado por las células guarda y estas
a su vez son conducidas por la turgencia de estas. Los factores ambientales
más importantes que afectan la transpiración son: radiación solar, déficit de
presión de vapor del aire, temperatura, velocidad del viento, concentración de
CO2 y disponibilidad de humedad (Sánchez-Díaz & Aguirreolea, 2008;
Pritchard & Amthor, 2005).
Evidentemente, los factores ambientales no solamente influyen en los procesos
físicos de difusión y de evaporación, sino también en la apertura y en el cierre
de los estomas de la superficie foliar, a través de los que pasa el agua y el CO2
(Salisbury & Ross, 2000). Todos estos procesos se encuentran estrechamente
relacionados.
2. Revisión de literatura
35
2.13.3.1. Temperatura
La temperatura es uno de los principales controladores de la distribución y
productividad de las plantas, con efectos importantes en la actividad fisiológica
en todas las escalas temporales y espaciales (Budowski 1965, Sage & Kubien
2007). La fotosíntesis es la derivación de las temperaturas óptimas para la
disolución del oxígeno y del CO2, ya que al aumentar la temperatura disminuye
la solubilidad de estos aumentando la actividad oxigenasa de la rubisco, en
resumen a altas temperaturas la fotosíntesis es inhibida (Lea & Leegood 1999).
En función del metabolismo de la planta, la temperatura de la hoja es por lo
general superior a la del aire a su alrededor. Así, los cambios en el metabolismo
pueden ser medidos indirectamente en función de la temperatura de la hoja
mientras el mismo permanezca activo (Atkin et al., 2000).
La diferencia entre la temperatura superficial de la vegetación (Tc) y la
temperatura del aire (Ta), (Tc – Ta), ha sido también empleada por varios
autores (Jackson and Pinter Jr, 1981; Sepulcre-Cantó et al., 2006) como un
índice asociado con el estado hídrico de la vegetación ya que un incremento del
mismo suele responder al cierre de estomas de la planta como respuesta
conservativa del agua en condiciones de altas temperaturas y déficit hídrico, y
trabajos como el de Jones (1999) demuestran la vinculación entre la
conductancia estomática y la temperatura superficial de la vegetación.
2. Revisión de literatura
36
2.13.3.2. Luz
Aunque usualmente la apertura de los estomas ocurre en presencia de luz no
se ha podido precisar si esto es debido a un efecto directo de este factor o si
ocurre porque la fotosíntesis disminuye la concentración de CO2 interno.
Aniveles bajos de radiación, la concentración de CO2 sería el principal factor
regulador de la apertura estomática; a niveles elevados de radiación, la
respuesta directa a la luz puede sobre compensar el requerimiento de CO2 para
la fotosíntesis y provocar un aumento en la concentración de CO2 intracelular
(Sharkey y Raschke, 1981).
2.13.3.3. Humedad
Este factor influye directamente la fotosíntesis con la disponibilidad hídrica y el
intercambio gaseoso (Naves-Barbeiro et al., 2000). El agua se pierde por
transpiración, con intensidad variable en función de la conductancia estomática
y del gradiente de potencial entre la superficie foliar y la atmósfera, siguiendo
una corriente de potenciales hídricos (Pereira-Netto et al., 2002).
La disminución de la transpiración está asociada al cierre de los estomas, y
cambios en la apertura estomática causan alteraciones potenciales en el
potencial hídrico (Brodribb & Hill, 2000). Los estomas se cierran cuando los
niveles lumínicos están bajo, de esta manera la planta evita el estrés hídrico
(Cochard et al., 2002). Las características fisiológicas están influenciadas por la
disponibilidad de agua y otros factores ambientales (Ometto et al., 2003).
2. Revisión de literatura
37
2.13.3.4. Intercambio gaseoso
Los procesos fisiológicos en la planta, como la fotosíntesis y la transpiración
para la producción de biomasa, provocan la necesidad hídrica a través del
intercambio gaseoso (CO2 y O2) entre la planta y la atmosfera (Taiz y Zieger,
2006). Cuando la planta transpira a través de los estomas, permiten el
intercambio gaseoso entre la atmosfera y la hoja, permitiéndole el acceso al
CO2 necesario para la elaboración de fotoasimilados a través de la fotosíntesis,
sin embargo las moléculas de H2O son más pequeñas por lo que su ruta de
escape es más rápida que la ruta de entrada del CO2.
Un factor muy importante que influye dentro del proceso del intercambio
gaseoso, es la densidad estomática (SD), que refiere al número de estomas
por área (Ferries, 1994; Ferris Taylor, 1995).
La máxima eficiencia fotosintética requiere una mayor distribución de CO2 y luz
en la hoja pues las estructuras que elevan la eficiencia para la fotosíntesis
están constituidas por células empalizadas y estomas en la zona adaxial (Cosa
& Dottori, 2010). A mayor espesor del mesófilo, hay una mayor concentración
de clorofila, y con ello un incremento en la taza de asimilación de CO2, así como
una mayor eficiencia de agua (Bianco et al. 2004).
3. Materiales y métodos
38
3. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Localización geográfica de la Comarca Lagunera
La Comarca Lagunera se localiza en la parte centro norte de México. Entre los
meridianos 102°22´ y 104°47´ de longitud oeste y los paralelos 24°22´y 26°23´
longitud norte a 1120 msnm. Geográficamente la región está formada por una
enorme planicie semidesértica de clima caluroso y con un alto grado de aridez;
con grandes llanuras resecas, bolsones y valles muy extensos, cuenta con
pocas prominencias orográficas, pero tiene mucha importancia no obstante son
sierras y cerros de mediana elevación (SEMARNAT, 2005).
El clima es árido con lluvias deficientes en todas las estaciones del año. La
temperatura promedio fluctúa entre los 28 y 40 °c pero puede alcanzar los 48°c
en verano y los -8°c en invierno. La región está ubicada dentro de la región
subtropical de alta presión; esta posición de su latitud y situación altitudinal
intervienen en el comportamiento climático de la zona (SEMARNAT, 2008).
3. Materiales y métodos
39
3.2. Localización del sitio experimental
El experimento fue establecido en un invernadero tipo malla sombra dentro de
los límites perimetrales del Instituto Tecnológico de Torreón, que se encuentra
en Torreón, Coahuila, México. Las coordenadas son 25°36´ 47.65’’ latitud
norte 103°22’23.66” longitud oeste, a 1200 m de altura sobre el nivel del mar.
El invernadero tipo malla sombra se localiza dentro de las instalaciones del
Instituto Tecnológico de Torreón (ver Figura 3.1); las dimensiones de la casa
sombra en la cual se colocó el sistema hidropónico son de 30.00 m de largo y
9.50 m de ancho, cubierto con malla-sombra raschel al 50 % y tiene una altura
de 4.00 m con forma elíptica.
Figura 3. 1.Localización del sitio experimental.
3. Materiales y métodos
40
3.3. Material vegetal
Se evaluó el híbrido Cruiser F1, siendo el que más se adapta a las condiciones
de esta región por ser de ciclo precoz.
En el Cuadro 3.1 se muestran las características generales de la semilla del
híbrido de melón que se utilizado en el proyecto de investigación.
Cuadro 3. 1.Características del híbrido cruiser.
Híbrido Registro Germinación Año Expiración
Cruiser F1 batch 95 % 2016 12 meses
Especificaciones de acuerdo a la etiqueta del producto comercial.
Este híbrido es un melón cantaloupe con frutos de forma redonda a
ligeramente ovaladas, sin suturas y con una red uniforme y cerrada, presenta
altos rendimientos, alta calidad de empaque, excelente color exterior dorado,
fruto uniforme de alta calidad interna, embarque a larga distancia y de
comportamiento muy estable. Es de amplia adaptación, los días de cosecha
varían de acuerdo a las temperaturas existentes al momento de la siembra y a
las condiciones climáticas que se presentan en su desarrollo; cuenta solamente
con resistencia intermedia a mildiu polvoriento (Harry Seeds, 2016).
3. Materiales y métodos
41
3.4. Tratamientos evaluados
Fueron evaluados tres tratamientos que consistieron en una solución química
comercial con el nombre comercial “Hydro environment (T1), y dos soluciones
orgánicas, lixiviado de lombricompost producido en el Instituto Tecnológico de
Torreón (T2), extracto de algas marinas mediante un producto comercial
denominado ACADIAN(T3).
3.4.1. Características de las fuentes de fertilización
Los fertilizantes fueron diluidos en 40 lt de agua, que es la capacidad a la que
se llenaron las canaletas y fueron diluidas en base a la formula expuesta por
Koneman y Elmer (2003).
C1V1=C2V2
( 1)
Donde
C1= Concentración 1
C2= Concentración 2
V1= Volumen 1
V2= Volumen 2
3. Materiales y métodos
42
Fertilizante químico (Hydro Environment), es una solución que no se precipita
al disolverse en agua por lo que no varía la cantidad durante el ciclo de
producción, en el Cuadro 3.2 se muestra su composición química.
Cuadro 3. 2 Composición química de hydro environment (garantía de composición).
Nitrógeno (N) 10.00 % Hierro (Fe) 0.10 %
Fosforo (P2O5) 8.00% Boro (B) 0.0002 %
Potasio (K2O) 18.00 % Zinc (Zn) 0.010 %
Azufre (S) 2.50 % Cobre ((Cu) 14.16 %
Magnesio(Mg) 1.80 % Manganeso (Mn) 0.002 %
Calcio (Ca) 5.90 %
El fertilizante para preparar Solución Nutritiva para Hortalizas en su
presentación de 1.5 kilogramos diluidos en 1000 litros de agua(al canal del
tratamiento uno se le agrego 60 gm)
En el Cuadro 3.3 se muestra la composición química del lixiviado de
lombricompost. (producido en ITT), así como la concentración en 36 llitros de
agua para completar los 40 lt siendo esta la capacidad de la canaleta, la
solución fue ajustada a una conductividad eléctrica (CE) de 2.0 dS·m-1, a fin de
evitar problemas de Fito-toxicidad (Carballo et al.,2009; Olivia-Llaven et al.,
2010) y el pH fue ajustado a 5.5 con ácido sulfúrico (Capulín et al., 2007).
3. Materiales y métodos
43
Cuadro 3. 3 Composición química del lombricompost
Concentración
(mg-l-1) canal 40 lt (mg-l-1) canal 40 lt
Nitrógeno (N) 21 2.3 Magnesio(Mg) 11 1.2
Fosforo (P2O5) 13 1.4 Azufre (S) 437 12.14
Potasio (K2O) 255 28.33 Cloro (Cl) 634 70.4
Calcio (Ca) 19 2.1
Concentración en mg-l -1 de los elementos en el lixiviado de lombricompost producido en el Instituto Tecnológico de Torreón.
Extracto de algas (ACADIAN), es un fertilizante orgánico/ líquido que cubre los
requerimientos de cultivos de alto rendimiento, como hortícolas en sistemas de
producción intensiva en campo, en invernaderos y en hidropónia, está
elaborado a base de extracto de algas marinas, su composición se muestra en
el Cuadro 3.4. La cantidad inicial agregada a la canaleta del tratamiento tres fue
de 200 ml ajustándose a las indicaciones de la etiqueta del producto.
Cuadro 3. 4 Composición química del extracto de algas ACADIAN (análisis garantizado).
ACADIAN fertilizante orgánico líquido
Nitrógeno (N) 0.34 % Ácido aspártico 0.116 %
Potasio (K) 6.84 % Ácido glumático 0.274 %
Azufre (S) 1.58 % Glicina 0.061 %
Magnesio(Mg) 0.14 % Isoleucina 0.032 %
Calcio (Ca) 0.12 % Lisina 0.026 %
Boro (B) 64.50 ppm Leucina 0.081 %
Fierro (Fe) 40.17 ppm Metionina 0.016 %
Manganeso (Mn) 6.601 ppm Fenilalinina 0.046 %
Zinc (Zn) 7.48 Prolina 0.056 %
Materia orgánica 14.16 % Tirosina 0.028 %
Alanina 0.079 % Valina 0.063 % Triptofano 0.010 %
3. Materiales y métodos
44
Concentración en 200 lt de agua de acuerdo a la etiqueta el producto comercial.
3.5. Diseño experimental
Los tres tratamientos fueron evaluados bajo en un diseño de distribución
completamente al azar con cuatro repeticiones, realizando la comparación
mediante la prueba de medias Tukey (p≤0.05), los datos fueron analizados
mediante el programa estadístico con minitab 17.
El diseño experimental fue distribuido dentro de la casa sombra como lo
muestra la Figura 3.2, donde T1 = tratamiento uno solución química, T2=
Tratamiento dos lixiviado de lombricompost y T3= Tratamiento tres Acadian.
Figura 3. 2 Croquis experimental.
3.6. Materiales utilizados en área experimental
En la elaboración del sistema hidropónico se utilizaron 2 tubos de 6” de
diámetro con una longitud de 6.00 m de material PVC sanitario donde se
T3
T2
T1
3. Materiales y métodos
45
trasplantó el melón para la distribución de los tratamientos en la zona
experimental. También se hizo uso de diversos materiales comúnmente
utilizados en diferentes tipos de sistemas de riego por aspersión, así como el
diseño de láminas clip que funcionaron como soporte de las plantas y evitaron
la deformidad de los canales provocado por el peso del agua. En el cuadro 3.5
se muestra el listado con los diferentes tipos de materiales necesarios para
llevar a cabo el proyecto de investigación.
Cuadro 3. 5 Lista de materiales utilizados.
Material Concepto Cantidad
Bomba de agua sumergible Aireación del agua 3
Tubo sanitario PVC 6 “ Canaletas 2
Tapones de PVC 6” Contención del agua en canaletas 8
Coples de PVC 6” Para la unión de los tubos de PVC 3
Láminas Clip Soporte de las plantas 72
Bloques de concreto #15 Soporte de las canaletas de los
tratamientos.
24
Pegamento (PVC) Para la unión de las canaletas 1(l)
Manguera negra flexible 1” Vía de circulación del oxígeno 3(7.5 m)
Tubín (microtubo) ¼ “
diámetro
Para distribuir el aire en canaletas 12 m
Coples de inserción ¼ Para unir tubínes ¼ con
manguera negra 1”
18
Concepto y cantidad de materiales requeridos para la realización del proyecto.
3.7. Establecimiento del sistema hidropónico
La elaboración de los canales hidropónicos se diseñó para mantener un nivel
mínimo por el cual las soluciones nutritivas serán transportadas y dispuestas
para el sistema radical del cultivo.
3. Materiales y métodos
46
Se utilizaron coples y tapones del mismo diámetro, de esta forma se les dio
continuidad a los conductos de los tratamientos para seccionar en ocho metros
limitando con tapón de PVC de seis pulgadas con un total de tres canaletas
cortadas a la mitad de forma horizontal.
La continua turbulencia para la oxigenación estuvo a cargo de las bombas
sumergibles para cada tratamiento y repetición, conectadas a una manguera
de 1” pulgada de diámetro donde se insertaron los tubínes distribuidos de
forma conveniente a lo largo de las canaletas, generando una inyección de
oxígeno óptimo para el cultivo.
Para el soporte individual de las plantas en los tratamientos se diseñaron
láminas clip, las cuales constan de un mecanismo de inserción en las canaletas
mediante un ángulo interno menor a 90° que permiten decidir la densidad de
población y ubicación de las plantas dentro del canal y tratamientos, además
que evitan la deformidad de los canales a causa de la carga hídrica.
Se utilizaron bloques tipo U con medidas 15X20X40 cm, dimensiones ideales
para brindar el soporte y ajuste de nivel cero a las canaletas de cada uno de los
tratamientos. La Figura 3.3 muestra el diseño del proyecto y sus componentes.
3. Materiales y métodos
47
Figura 3. 3 Diseño y componentes del área experimental.
3.8. Germinación y desarrollo de plántulas de melón
Se utilizaron de láminas de peat foam (foam agrícola) de 120 cavidades
previamente humedecidas, colocando una semilla en cada cavidad (Bierbaum,
2006).
Las plántulas permanecieron en las láminas de germinación por 20 días
alcanzando una altura óptima de 10 y 12 cm, y una estructura radicular
adecuada.
Tapas
límite
Compresores
eléctricos
Bombas sumergibles
3. Materiales y métodos
48
3.8.1. Trasplante en el sistema hidropónico
Una vez que las plantas alcanzaron la estructura adecuada fueron
trasplantados en cada uno de las láminas de soporte de forma individual; en su
tratamiento de evaluación correspondiente.
3.8.2. Aplicación de las fuentes de fertilización en los canales
hidropónicos
Las diferentes fuentes de fertilización correspondientes a los tratamientos
evaluados fueron vertidos en los canales del sistema hidropónico manteniendo
un volumen de experimental. Diluyendo las soluciones químicas y orgánicas
hasta llegar a los rangos óptimos de CE y pH.
3.8.3. Verificación de los valores de CE y pH de las fuentes de fertilización
Se mantuvieron valores de CE no mayores a 2 dSm-1 y un pH no mayor a 6 no
menor de 5.5, dichos valores se verificaron mediante equipos de medición
cuyo número de modelo son: HI98129 para pH y HI130 para CE, ambos
marca Hanna Instruments.
Dentro del invernadero se realizaron aplicaciones de herbicidas del tipo no
selectivo para terminar con dichos agentes que potencializarían el riesgo de
presencia de hospederos que dañen el cultivo.
3. Materiales y métodos
49
3.9. Muestreos de plantas
Se realizaron tres muestreos cada 20 días por tratamiento a los 20, 40 y 60
días después del trasplante (ddt) separando en órganos vegetativos (tallos,
ramas, hojas), y órganos reproductivos (flores ), obteniendo su área foliar,
posteriormente se colocaron en bolsas de papel llevándolas a una estufa de
desecación a 62°c por 24 horas.
A partir de los pesos de materia seca obtenidos, se calculó la acumulación y
distribución de biomasa así como los índices de crecimiento basados en las
fórmulas de Escalante y Kohashi (1993).
3.10. Variables a evaluar
1. Densidad estomática
2. Índice de desbalance nutrimental (IDN).
3. Acumulación de biomasa
4. Comportamiento relativo del aparato fotosintético.
3.10.1. Densidad estomática.
Se aislaron estomas in situ por tratamiento y repetición mediante la técnica del
barniz colocándolos en porta objetos previamente identificados, Para
posteriormente ser observados en un microscopio óptico a una resolución de
3. Materiales y métodos
50
40x; equipado con cámara fotográfica con la que se captaron las imagines de
estos procedimiento de acuerdo a la metodología descrita por Capellades et al.
(1990). Estas imágenes fueron analizadas mediante el software image plus
5.1.
La densidad estomática se calculó determinando el número de estomas en la
misma superficie sobre la banda estomática según el método propuesto por
Dunlap y Stettler (2001); Pyakurel y Wang, (2014).
𝑆𝐷 =𝑁𝑜. 𝑑𝑒 𝑒𝑠𝑡𝑜𝑚𝑎𝑠
𝐴𝐹 ( 2)
Dónde:
SD= Densidad estomática
No. de estomas = número de estomas visibles en un aumento de 40X
AF= área foliar visible con un aumento de 40X = 0.02479mm2
40X = 0.02479mm2
3.10.1.1. Aislamiento estomático
Se aislaron estomas in situ por tratamiento y repetición mediante la técnica del
barniz colocándolos en porta objetos previamente identificados.
3. Materiales y métodos
51
3.10.2. DRIS (Sistema Integrado de Diagnóstico de Recomendación)
Las normas DRIS fueron obtenidas a partir de la valoración de un conjunto
datos en tres ciclos vegetativos en el cultivo de melón en la región lagunera de
acuerdo con Letzsch y Sumner (1984), mencionan que las mejores normas
DRIS son obtenidas considerando un límite alto de rendimiento.
Mediante un análisis de laboratorio fueron obtenidos los valores de
nutrimentales correspondientes. Los análisis del laboratorio de cada muestra
se utilizaron para hacer el diagnostico nutrimental del cultivo de cada una de las
muestras por tratamiento al momento de la floración cuando las plantas tenían
60 dds.
El nitrógeno (N) fue analizado mediante el método kjeldhal, el fosforo (P), por
calcinación y determinación por colorimetría del fosfo-vanadomolibdato. Calcio
(Ca), potasio (K), y magnesio (Mg), por calcinación y determinación por
espectrofotometría de absorción y emisión atómica.
Para terminar los índices DRIS en cada muestra obtenida, se siguió el
siguiente procedimiento, basado en la metodología de Walworth y Sumner,
(1987) utilizando las siguientes ecuaciones:
3. Materiales y métodos
52
a) Cuando la muestra foliar es mayor que la norma DRIS.
𝑓 (𝐴
𝐵) = 100 (
𝐴𝐵𝑎𝑏
− 1) 𝑘/𝐶𝑉 ( 3)
b) Cuando la muestra foliar es menor que la norma DRIS.
𝑓 (𝐴
𝐵) = 100 (1 −
𝑎𝑏𝐴𝐵
) 𝑘/𝐶𝑉 ( 4)
Dónde:
A/B= Relaciones entre los elementos de la muestra foliar.
a/b = Relaciones entre los elementos en la norma DRIS.
k= factor arbitrario.
CV= Coeficiente de variación.
3.10.2.1. Índices DRIS
Un índice DRIS es la media de las funciones de todas las relaciones que
contienen el nutrimento, el cual está balanceado cuando su valor es cero
(Walworth y Sumner, 1987). En el cálculo de las funciones, si el nutrimento que
3. Materiales y métodos
53
se calcula está en el numerador, se le da el signo positivo, pero si está en el
denominador, se le da el signo negativo.
Índice (A) = f(A1)+f(A2)+…f(An)/ nf ( 5)
Dónde:
A = elemento a evaluar.
nf= número de funciones que involucran el elemento.
3.10.2.2. Determinación del índice del desbalance nutrimental (IDN)
Una vez determinados los índices DRIS para cada nutrimento se calculó el
índice de desbalance nutrimental, sumando todos los índices e
independientemente del signo. El valor más grande indica mayor desbalance
nutrimental (Davee et al., 1986).
3.10.2.3. Orden de requerimiento nutricional
La suma de los índices positivos y negativos deben ser cero para que exista un
balance entre los elementos de la muestra analizada. Índices negativos
significan deficiencia, y positivos significan suficiencia. El más negativo es el
más deficiente y los que le siguen, indican el orden de requerimiento de los
nutrimentos (Walworth y Sumner, 1987).
3. Materiales y métodos
54
3.11. Acumulación de Biomasa
A partir de los pesos secos obtenidos de los órganos vegetativos y
reproductivos, se obtuvo su biomasa seca total así como la distribución de esta
en la planta.
3.11.1. Comportamiento relativo del aparato fotosintético
Con la finalidad de conocer el análisis de crecimiento en cada uno de los tres
se evaluaron los siguientes índices: la relación del área foliar (RAF) y el área
foliar especifica (AFE). En comunidades, particularmente en agricultura, y en
algunos estudios en producción vegetal natural se utilizan el índice de área
foliar (IAF), (Hunt, 1978) y Relación de peso foliar (RPF) (Paez et al., 2000).
a) Relación de área foliar (RAF)
Estima la magnitud del aparato fotosintético de la planta.
𝑅𝐴𝐹 =𝐴𝐹
𝑃𝑆 cm2 g-1de PS
( 6)
Dónde:
PS = Peso seco total
AF = Área foliar de la planta
3. Materiales y métodos
55
b) Área foliar específica (AFE)
Este parámetro representa la superficie foliar por gramo de hoja (indicador del
grosor de la hoja).
AFE =𝐴𝐹
𝑃𝑆𝐴𝐹 cm2 g-1
( 7)
Dónde:
AF= Área foliar
PSAF = Peso seco del área foliar.
c) Relación de peso foliar (RPF)
Determina la distribución de asimilados hacia las hojas, y es un indicador de la
frondosidad de la planta.
𝑆𝐷 =𝑃𝑆𝐴𝐹
Sde la planta, g−1
( 8)
Dónde:
PSAF = Peso seco del área foliar.
S= Superficie
3. Materiales y métodos
56
d) Índice de área foliar (IAF)
El área foliar por unidad de superficie de suelo.
𝐼𝐴𝐹 =𝐴𝐹𝑇
𝑆 m-2
( 9)
Dónde:
AFT = Área foliar total
S= Superficie
4. Resultados y discusión
57
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1 Comportamiento Relativo del Aparato Fotosintético
Las variables de estudio son presentadas en forma separada para mejor
interpretación del comportamiento del aparato fotosintético en el cultivo de
melón bajo condiciones de hidropónia.
En cuanto a los componentes relativos al aparato fotosintético, la relación del
área foliar (RAF) disminuyó a través del tiempo, como se observa en el Cuadro
4.1; debido al mayor aumento progresivo del peso de la planta con relación al
incremento del área foliar.
Con respecto a la relación a los valores que se muestran en el Cuadro 4.1 de
la relación del peso foliar (RPF), no se muestran diferencias significativas entre
los tratamientos aunque los valores más altos los arrojó el tratamiento uno (T1
solución Química con valor de 0.61 ) en diferencia con respecto al valor mas
bajo que lo obtuvo el tratamiento tres (T3 ACADIAN con valor de 0.42).
4. Resultados y discusión
58
Cuadro 4. 1 Índices del comportamiento relativo del aparato fotosintético.
Índices Muestreo
(ddt) T1
(Sol. Química) T2
Lix. Lomb. T3 (Acadian)
20 140.01 a 137.71 b 130.60 C
RAF 40 108.28 a 94.93 b 106.60 A
cm2 gr-1 60 106.11 a 85.55 c 89.87 B
20 264.37 a 198.68 a 201.45 B
AFE 40 211.22 a 197.66 b 194.07 B
cm2 gr-1 60 193.22 b 191.77 c 188.09 C
20 0.69 a 0.68 ab 0.67 B
RPF 40 0.53 ab 0.54 a 0.49 B
gr gr-1 60 0.61 a 0.45 b 0.42 B
20 0.17 b 0.10 b 0.10 B
IAF 40 0.22 a 0.15 b 0.10 B
m2 m2 60 0.22 a 0.18 a 0.16 a
Cultivo de melón bajo condiciones de hidropónia. Medias dentro de cada
columna seguida con la misma no son significativamente (Tukey: p≤ 0.05); ddt=
días después del trasplante.
Se observó que mientras la planta envejecía los valores del parámetro
correspondiente al área foliar específica (AFE) fueron disminuyendo,
presentando un mayor grosor a los 20 ddt para los tres tratamientos. arrojando
una diferencia estadística significativa entre los tratamientos evaluados
observándose mayores valores en las plantas que crecieron bajo la solución
química (140.01), así como con el uso de lixiviados (137.71) para el caso de los
tratamientos organopónicos permitiendo un aumento en su área foliar por
gramo de peso seco, presentando hojas más grandes pero más delgadas
coincidiendo con lo reportado por (Páez., 2000), estos valores implican que la
hoja invierte menos biomasa por unidad de área, lo cual se correlaciona con
4. Resultados y discusión
59
una variedad de parámetros fisiológicos (Porter, 2002), esto indica que poseen
altas concentraciones de componentes citoplasmáticos como proteínas,
minerales, ácidos orgánicos así como altas concentraciones de nitrógeno y por
lo tanto altas tasas de actividad fotosintética al presentar una mayor densidad
estomática provocada por la mayor área foliar, generando una mayor
acumulación de biomasa total (Cuadro 4.1 ), situación contraria en el
tratamiento donde se utilizó ACADIAN, al poseer valores más bajos de AFE a
los 20, 40 y 60 ddt (201.45, 194.07 y 188.09 correspondientemente), podría
asumirse de acuerdo con Porter (2002), que poseen mayor contenido de
componentes de pared celular, especialmente lignina generando hojas más
duras y gruesas considerando que el grosor de la hoja determina la
disponibilidad de espacio para acomodar cloroplastos por lo que en hojas
gruesas bajo la solución de ACADIAN presentan espacios vacantes a lo largo
de las células del mesofilo que son ocupadas por cloroplastos (Oguchi et, al
2003).
El proceso de disminución de estos índices desde las primeras etapas de
crecimiento a las etapas finales en todos los tratamientos, se considera normal
ya que en las fases iniciales las plantas invierten la mayor parte de los
fotoasimilados en sus estructuras vegetativas y en el desarrollo de su aparato
fotosintético; pero cuando se inicia la fase reproductiva los fotoasimilados se
utilizan en el crecimiento y desarrollo de los órganos reproductivos (Orozco
2011).
4. Resultados y discusión
60
4.2. Producción de Biomasa Total
En el Cuadro 4.2 se observa que la mayor actividad metabólica y acumulación
de biomasa registrada en los muestreos se presentó a los 60 ddt, existiendo
diferencias estadísticas significativas siendo el tratamiento uno (T1 Sol.
Química) quien presento el valor más alto 30.32 g.m-2 con diferencias de 4.1
g.m-2 con respecto al tratamiento tres (T3 ACADIAN) y 2.1 g.m-2 con respecto
al tratamiento dos (T2 Lix. Lombricompost).
Cuadro 4. 2 Promedio del peso seco total
PESO SECO TOTAL
Tratamiento Muestreo ddt Media gm-2
20 17.78 a
T1 sol. Química 40 28.1 a
60 30.32 a
T2 Lix. 20 10.20 b
Lombricompost 40 19.30 b
60 28.10 a
20 9.91 b
T3 Acadian 40 15.20 c
60 25.81 ab
Promedio del peso seco total por metro cuadrado del cultivo de melón bajo
condiciones de hidropónia. Medias entre líneas con la misma letra son
estadísticamente iguales (Tukey: p≤ 0.05); ddt= días después del trasplante.
En general cuando ocurrió la máxima acumulación y estabilización de la
biomasa de los órganos vegetativos (40 – 60 ddt), cuando la planta se
4. Resultados y discusión
61
encontraba en transición de floración , lo que indicaría el claro antagonismo
entre el crecimiento de las estructuras reproductivas y las estructuras
vegetativas como en la mayoría de los cultivos, coincidiendo con (Taiz y
Sieger, 2010). En la Figura 4.1 se puede apreciar el comportamiento de
producción de biomasa donde M1 = primer muestreo a los 20 ddt, M2=
segundo muestreo a los 40 ddt y M3 = tercer muestreo a los 60 ddt donde en
los tres muestreos el tratamiento uno (T1= solución química) muestra los
valores más elevados (30.32 gr.m2) seguido del tratamiento dos (T2= lixiviado
de lombricompost) con valores máximo de 28.1 gr.m2.
Figura 4. 1 Peso seco. Peso m2 de cada uno de los muestreos.
17.78
10.20 9.91
28.1
19.3 15.2
30.32 28.10
25.81
0
5
10
15
20
25
30
35
1 2 3
No. de Tratamiento
PESO SECO
M1
M2
M3
4. Resultados y discusión
62
4.3. Densidad estomática
Los resultados de la densidad estomática (DE) en la superficie abaxial (envés)
son mayores en comparación con la superficie adaxial (haz), como se muestra
en el Cuadro 4.3, se puede diferenciar a los 20 ddt una mayor densidad
estomática en el tratamiento uno (T1 Sol. química), DE del Envés 443.73mm-2,
DE Haz 403.39 mm-2 en comparación con los tratamientos orgánicos,
presentando el menor valor en densidad estomática al utilizar la solución de
nutrición orgánica del tratamiento tres (T3 ACADIAN) DE en Envés 201.69mm-
2 ,DE en Haz 161.36 mm-2. Lo que sugiere una mayor actividad de
transpiración y por consecuencia una mayor tasa de absorción nutrimental
aumentan la actividad metabólica dentro de las plantas desde el inicio de su
crecimiento, pudiéndose asumir un mayor intercambio gaseoso y una mayor
fotosíntesis permitiendo así una mayor producción de biomasa. De acuerdo con
Erazuu et al., 2016 y González et al., 2010; 2014., a mayor tejido mayor
densidad estomática.
4. Resultados y discusión
63
Cuadro 4. 3 Densidad estomática del aparato fotosintético del cultivo de melón.
Tratamiento
Muestreo Ddt
Densidad Estomática
Envés
Densidad Estomática
Haz
Diferencia Porcentual
Tratamiento 1 Solución química
20 443.73 a 403.39 a 9.10
40 307.58 a 267.24 b 13.11
60 327.75 a 287.41 b 12.31
Tratamiento 2 Lixiviado Lombricompost
20 242.03 b 201.69 b 16.67
40 282.37 b 242.03 a 14.29
60 257.16 b 216.82 ab 15.69
Tratamiento 3 Solución orgánica ACADIAN
20 201.69 c 161.36 ab 20.00
40 231.95 c 191.61 a 17.39
60 231.95 c 191.61 a 17.39
Medias entre líneas que se encuentran con la misma letra son
estadísticamente iguales (Tukey: p≤ 0.05); ddt= días después del trasplante.
Los valores de la densidad estomática DE expuestos en el cuadro 4.3,
obtenidos en el último muestreo donde el tratamiento uno (T1 Químico) se
presenta densidades estomáticas mayores de DE Envés 307.58 mm-2 y DE Haz
287.41 mm-2, es decir una reducción 30.68 % en comparación con el valor
inicial registrado en el primer muestreo con (DE Envés 443.73mm-2 y DE Haz
403.39 mm-2) los tratamientos constituidos por lixiviados de origen
organopónico. Esta disminución estomática refiere a la etapa fisiológica de la
planta (etapa de floración y frutos) la cual destina su energía para producción
de biomasa necesaria en el metabolismo para la formación de flores y fruto
deteniendo en el órgano fotosintético la formación de nuevas células guarda
reduciendo así el proceso de la formación de estomas afectando directamente
4. Resultados y discusión
64
su densidad en la hoja. Concordando con lo expuesto por Carranza et al.,
2009 durante el estado de desarrollo cesan su expansión algunas hojas
entran en senescencia, obteniendo plantas que acumulan mayor materia seca y
disminuyen su área fotosintética.
En las Figura 4.2 se pueden observar los estomas en la superficie adaxial (haz)
de los tres tratamientos; la cual muestra al tratamiento uno (a = T1 solucion
química con ocho estomas visibles) en comparación con el tratamiento tres (c=
T3 solución orgánica ACADIAN con cuatro estomas visibles).
Figura 4.2 Densidad estomática en haz. Distribucion de estomas en la superficie adaxial (a =T1 solución química, b =T2 Lix. lombricompost y c =T3 ACADIAN )
En las Figura 4.3 se pueden observar los estomas en la superficie abaxial
(envés) de los tres tratamientos; la cual muestra al tratamiento uno (a = T1
solucion química con nueve estomas visibles) en comparación con los
a b c
4. Resultados y discusión
65
tratamientos dos y tres (b= T2 solución orgánica lixiviado de lombricompost y
c= T3 solución orgánica ACADIAN con siete estomas visibles cada uno).
Figura 4.3 Densidad estomática en envés. Distribución de estomas en la superficie abaxial (a =T1 solución química, b =T2 Lix. lombricompost y c =T3 ACADIAN )
Coincidiendo con lo indicado por Porter (2002), el tratamiento uno al poseer
altas concentraciones de componentes citoplasmáticos y de nutrimentos, la
densidad estomática mayor, eleva la tasa de actividad fotosintética provocando
mayor producción de biomasa.
4.4. Índice de desbalance nutrimental
El Cuadro 4.4 muestran los valores de los rangos de suficiencia de los
elementos nutrimentales para el cultivo de melón (Hochmuth, 1992). En el
Cuadro 4.4 también se muestra los valores de la concentración foliar media
de cada uno de los tres tratamientos obtenidos de las pruebas en laboratorio,
para los elementos nitrógeno (N), fosforo (P), potasio (k), calcio (Ca) y
b a c
4. Resultados y discusión
66
magnesio (Mg). Con estos valores se calcula la norma media mediante las
relaciones existentes entre los elementos con la cual se calculó la norma
media.
Cuadro 4. 4 Concentración porcentual foliar media.
Tratamientos N P K Ca Mg
1 4.62 0.48 3.445 1.995 0.54
2 4.145 0.41 3.03 1.95 0.495
3 3.48 2.35 1.83 1.125 0.41
*Intervalos de suficiencia 3.5 a 4.5 0.24 a 0.4 1.8 a 5.0 2.3 a 3.0 0.3 a 3.5
* Valores críticos para análisis químico de hojas de melón cantaloupe durante
sus etapas de crecimiento (Hochmuth, 1992).
En el Cuadro 4.5 se muestra los valores de la muestra foliar de la norma
media de cada uno de los tratamientos, obtenidos con los valores de la
concentración foliar (ver Cuadro 4.4), las normas DRIS, el coeficiente de
variación, los cinco nutrimentos y sus combinaciones entre ellos(relación). A
partir de los cuales se calcularon los índices DRIS, orden de requerimiento
nutrimental (ORN) y el índice de desbalance nutrimental (IDN).
4. Resultados y discusión
67
Cuadro 4. 5 Normas obtenidas para el cálculo de los índices DRIS.
Tratamiento Relación Muestra foliar Norma media
X media Norma DRIS
C.V.%
Tratamiento 1
Solución Química
N/P 10.87 4.0374 13.02
N/K 1.43 0.5941 11.33
Mg/N 0.11 0.2549 14.32
Ca/N 0.40 0.5193 21.56
PM/g 0.85 0.9648 15.37
K/P 7.60 6.9685 16.69
Ca/P 4.38 2.1331 26.52
Ca/K 0.58 0.2911 25.29
Mg/K 0.15 0.1465 18.49
Mg/Ca 0.27 0.5095 23.13
Tratamiento 2 Lix. Lombricompost
N/P 10.68 4.0374 13.02
N/K 1.51 0.5941 11.33
Mg/N 0.11 0.2549 14.32
Ca/N 0.45 0.5193 21.56
PM/g 0.82 0.9648 15.37
K/P 7.08 6.9685 16.69
Ca/P 4.80 2.1331 26.52
Ca/K 0.68 0.2911 25.29
Mg/K 0.17 0.1465 18.49
Mg/Ca 0.26 0.5095 23.13
Tratamiento 3 ACADIAN
N/P 1.67 4.0374 13.02
N/K 2.03 0.5941 11.33
Mg/N 0.11 0.2549 14.32
Ca/N 0.32 0.5193 21.56
P/Mg 5.68 0.9648 15.37
K/P 0.82 6.9685 16.69
Ca/P 0.54 2.1331 26.52
Ca/K 0.66 0.2911 25.29
Mg/K 0.21 0.1465 18.49
Mg/Ca 0.33 0.5095 23.13
Valores de las de la columna de la muestra foliar representan las diferentes
combinaciones entre los elementos para cada tratamiento.
En el Cuadro 4.6 los índices DRIS indican diferencias estadísticas significativa
entre tratamientos observándose que con el T1 solución química de 202.4) se
4. Resultados y discusión
68
presentan el menor desbalance nutrimental en la planta siendo el fosforo el
elemento más deficiente lo que coincide con los organopónicos al presentar en
el lixiviado de vermicompost también fosforo como nutriente de mayor
requerimiento; esto podemos suponerlo debido a la mayor densidad estomática
presente en las hojas con ambos tratamientos con respecto al T3, para lo cual
se indica que de acuerdo a la tasa de transpiración será directamente
proporcional a la tasa de absorción de agua y nutrientes y por consiguiente una
mayor eficiencia del cultivo para producir biomasa lo cual es mencionado por
Sumner (1986), que indica que la producción de biomasa coincide con el IDN
menor.
Cuadro 4.6 Índices DRIS, ORN e IDN.
Nutrimentos Índices DRIS
Tratamiento
N
P
K
Ca
Mg
IDN
ORN
T3 ACADIAN 42.19 266.3 -185.82 -24.82 -97.93 617.1 a K>Mg>Ca>N>P
T2 Lix. Lomb 79.04 -44.12 -41.83 33.310 -26.40 224.7 b P>K>Mg>Ca>N
T1 Sol. Quim.
77.72 -37.85 -35.52 23.48 -27.82 202.4 b P>K>Mg>Ca>N
Índices DRIS, Orden de Requerimiento Nutrimental (ORN) e Índice de Desbalance Nutrimental (IDN).
Por lo que IDN mayor es inversamente proporcional a los resultados
obtenidos en densidad estomática, reduciendo el intercambio gaseoso y
producción de biomasa.
De la misma manera la deficiencia y mayor requerimiento de potasio en el T3
indica que los niveles bajos de este elemento podrían tener un efecto negativo
4. Resultados y discusión
69
en la transpiración de la planta a partir de la apertura estomática ya que la
concentración de K+ produce el potencial osmótico en las células guarda
provocando mayor turgencia y apertura estomática (Hetherington & Woodward,
2003). Y por consiguiente generar una disminución de la tasa de absorción de
agua y nutrientes.
5. Conclusión
70
5. CONCLUSIÓN
Para el caso del comportamiento relativo del aparato fotosintético, el tratamiento
químico y el tratamiento organopónico lixiviado de lombricompost, presentaron
los mayores valores de RAF (relación de área foliar), arrojando hojas más
delgadas y área foliar mayor traduciéndose en una mayor densidad estomática
con respecto al tratamiento tres (T3 ACADIAN).
Dentro de los tratamientos organopónicos el tratamiento dos (lixiviado de
lombricompost) generó en el cultivo un menor IDN índice de desbalance
nutrimental, esto al presentar una mayor disponibilidad de nutrimientos en
solución, así como una mayor taza de absorción producida por la alta
transpiración que genero la mayor densidad estomática en ese tratamiento.
1
6. Literatura citada
72
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