Download - Guaa de Laboratorio Fisiologaa 2013
GUÍA PRÁCTICA DE LABORATORIOS DE
FISIOLOGÍA
“La esencia de la fisiología es el estudio de los mecanismos de regulación de
todas las funciones del organismo, lo que significa la interrelación morfológica y
funcional de todos los constituyentes del cuerpo. Se trata, por lo tanto, de un
enfoque integrativo u holístico, que solo es posible si previamente se ha estudiado
el funcionamiento de cada una de las partes…”
( Bruno Günter 2007)
Manos dibujándose así mismo, dibujo ocupado para explicar la autopoyesis…
Facultad de Ciencias de la Salud
Universidad Autónoma de Chile- Talca
Semestre
otoño
Profesores participantes:
Prof. Rodrigo Varas
Prof. Carlos Cisterna
Prof. José I. Loyola
Carreras:
Obstetricia
Enfermería
Kinesiología
Fonoaudiología
Medicina
20
13
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
1
2013
GUÍA PRÁCTICA DE LABORATORIOS DE
FISIOLOGÍA
Autores profesores:
Ma. Eliana Albornoz
Mauricio Quiroz
José Ignacio Loyola
Primera edición 2009
Segunda edición 2010
Tercera edición 2011
Cuarta edición 2012
Quinta edición 2013
Profesores participantes:
Prof. Rodrigo Varas
Prof. Carlos Cisterna
Prof. José Loyola
Carreras:
Enfermería
Obstetricia
Kinesiología
Fonoaudiología
Medicina
2013 d. r.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
2
2013
Calendario de Actividades Prácticas
Semana Actividad de Laboratorio
18 - 22 de Marzo
LABORATORIO Nº 1: ACTIVIDAD MULTIMEDIAL, SEMINARIO DE EXCITABILIDAD CELULAR
25 - 29 de Marzo
LABORATORIO Nº 2: ESTIMULACIÓN NERVIOSA Y MUSCULO ESQUELÉTICO
1- 5 de Abril LABORATORIO Nº 3: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA SOMESTESIA
8 -12 de Abril
LABORATORIO Nº 4: ELECTROMIOGRAFIA (EMGS) Y ACTIVIDAD REFLEJA
15- 19 de Abril
LABORATORIO Nº 5: : PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA ELECTROCARDIOGRAMA Y PRESIÓN ARTERIAL
22 – 26 de Abril
LABORATORIO Nº 6: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA FROTIS SANGUÍNEO, ANALISIS DEL HEMATOCRITO Y GRUPOS SANGUÍNEOS
29 - 3 de Mayo
LABORATORIO Nº 7: VOLUMENES PULMONARES ESPIROMETRÍA, CONTROL DE LA RESPIRACION (VIRTUAL) PhysioEx 6.0
6 -10 de Mayo
LABORATORIO Nº 8: FISIOLOGÍA DEL SISTEMA RENAL (VIRTUAL) PhysioEx 6.0
13 -17 de Mayo
LABORATORIO Nº 9: FISIOLOGÍA DEL SISTEMA ENDOCRINO I (VIRTUAL) PhysioEx 6.0
20-24 de Mayo
LABORATORIO Nº 10: FISIOLOGÍA DEL SISTEMA ENDOCRINO II (VIRTUAL) PhysioEx 6.0
27 – 31 Junio
PROCESOS FÍSICOS Y QUÍMICOS DE LA DIGESTIÓN (VIRTUAL) PhysioEx 6.0
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
3
2013
LABORATORIO Nº1: ACTIVIDAD MULTIMEDIAL, SEMINARIO DE EXCITABILIDAD
CELULAR
Este es un programa interactivo en el cual se simula un potencial de acción, sus diferentes
características, las corrientes iónicas que lo generan y el efecto de diversas sustancias químicas sobre su
generación y configuración.
Ud. deberá trabajar utilizando el programa instalado en un PC a su disposición. En relación al video de
simulación que se proyecte, responda y desarrolle cada una de las preguntas formuladas en el siguiente
seminario y entregar al término del seminario (NOTA: en cada respuesta no se debe exceder más
de 30 palabras):
Integrantes activos del grupo:
1. Defina los siguientes conceptos:
a.- Potencial de equilibrio electroquímico
b.- Potencial de reposo
c.- Potencial de acción
2. Reconozca en la figura y explique las siguientes etapas del potencial de acción:
a) Despolarización
b) Hiperpolarización
c) Período refractario absoluto
d) Período refractario relativo
[ E S C R I B I R L A D I R E C C I Ó N D E L A C O M P A Ñ Í A ]
Nombre Carrera
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
4
2013
3. ¿Cuál es el mecanismo de acción e importancia que tiene la bomba Na+ - K+ ATPasa en la
recuperación del Potencial de Membrana?
4. Si un axón se sumerge en una solución sin sodio ¿Qué corriente iónica desaparecerá si se aplica un
estímulo supraumbral?
5. Que sucederá si se disminuye a una cuarta parte la concentración de sodio extracelular y a la vez que
sucede si aumenta en un 50%.
6. Que esperaría que ocurriera con el Potencial de Acción (PA) de una persona que padece una
deshidratación severa.
7. Existe una gran diversidad de toxinas que afectan los canales iónicos. Una de ellas es la
Tetrodotoxina (TTX), producida por una especie de pez globo. TTX bloquea los canales de sodio voltaje
dependiente y por lo tanto tiene potentes efectos sobre el sistema nervioso. La Saxitoxina, homologo
químico de la TTX tiene una acción similar a ésta y es producida por algunos dinoflagelados. ¿Por qué
no se deben consumir mariscos que han ingerido dinoflagelados de la marea roja? ¿Cuáles son los
efectos de la ingestión de saxitoxina sobre las neuronas?. Grafique cuáles son los efectos sobre el
potencial de acción si se agrega una solución de TTX (Tetradotoxina) y TEA (Tetraetilamonio).
8. ¿Por qué cuando un paciente requiere hacerse una extracción dental se aplica anestesia local? ¿Qué
relación existe entre los anestésicos locales y los canales de sodio voltaje dependientes?.
9. Explique qué ocurre con la velocidad de conducción nerviosa en los pacientes con Esclerosis
Múltiple.
10.- ¿Qué importancia le atribuye a los canales iónicos de Na+ y K+ en la generación de un PA.
11.- ¿Qué diferencia existen entre un canal iónico dependiente de voltaje y uno dependiente de ligando?
12.- ¿En qué estados funcionales puede encontrar los canales dependiente de voltaje de Na+ y K+?
13.- Explique las bases iónicas del PA.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
5
2013
LABORATORIO Nº2: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA
ESTIMULACIÓN NERVIOSA Y MUSCULO ESQUELÉTICO
INTRODUCCIÓN
Un potencial de acción en un axón motor, produce un potencial de acción en las fibras musculares
que inerva. El efecto del potencial de acción es aumentar el nivel de calcio intracelular por un periodo
breve, aportando la señal a la maquinaria contráctil molecular dentro de la fibra y generándose una breve
contracción denominada “sacudida muscular”.
Un músculo completo puede estar inervado por cientos de axones motores. Una forma a través de la cual,
el sistema nervioso puede controlar la fuerza de contracción es controlando el número de axones motores
que generan potenciales de acción y en consecuencia, el número de fibras musculares que se contraen.
Este proceso se denomina “reclutamiento”.
Una segunda forma a través de la cual el sistema nervioso controla la fuerza de contracción es
variando la frecuencia de los potenciales de acción en los axones motores. A frecuencias menores de 5
Hz, hay tiempo suficiente para que el calcio intracelular vuelva a sus valores normales entre potenciales
de acción; se producen entonces, sacudidas musculares separadas. A frecuencias entre 5 – 15 Hz, la
concentración de calcio intracelular en una sacudida muscular, se ha recuperado solo parcialmente
cuando llega el siguiente potencial de acción. La fibra muscular produce tensión pulsátil (suma de
contracciones) y la tensión que se genera es mayor que en una sacudida muscular única: entre pulsos, la
tensión nunca cae a cero. A frecuencias mayores, no se observa el componente pulsátil y la fibra genera
una contracción permanente y de mayor magnitud “tétanos”.
OBJETIVO GENERAL
Explorar como trabaja el sistema neuromuscular y examinar algunas de las propiedades de la
fatiga muscular.
OBJETIVOS ESPECIFICOS
Estimular eléctricamente nervios (en la zona del antebrazo) que inervan músculos de la mano,
modificando los parámetros de estimulación.
Demostrar los fenómenos de reclutamiento, sumación y tétanos.
MEDIDAS DE SEGURIDAD
El equipo de estimulación del Power/Lab está aislado eléctricamente para poder ser usado sin
peligro, sin embargo deben tomarse siempre las precauciones aquí mencionadas y personas con
marcapasos o equipos similares, epilépticos o con problemas cardíacos NO deben ser utilizados como
voluntarios para estos ejercicios.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
6
2013
Medidas que deben considerarse siempre:
1. Sólo los estimuladores eléctricos suplementados con el equipo deben ser utilizados para los
experimentos de estimulación (jamás si están dañados). Nunca deben ser usados separadamente (separar
el positivo del negativo), jamás deben ser puestos en la cabeza o el tórax o utilizar dos estimuladores en
cada mano.
2. Siempre usar crema o gel de conducción sobre la piel.
3. Siempre comenzar con la estimulación más baja y lentamente subir la corriente.
4. Si la persona voluntaria comienza a sentir malestar durante la experimentación deténgala y consulte
de inmediatamente al profesor.
5. Siempre al usar el estimulador se debe ver una luz verde intermitente, si es amarilla indica que los
electrodos no están bien conectados (problema de conducción), en ese caso chequear la piel y las
conexiones (en especial en experimentos más extensos).
6. Estar siempre alerta de cualquier situación de problema en el voluntario, en ese caso detener la
estimulación bajando el interruptor en el panel frontal del Power/Lab.
MATERIALES
PowerLab conectado a un computador
Transductor de fuerza conectado a un conector
Electrodo de estimulación de barra
Crema conductora para electrodos
Dinamómetro de mano
Cinta adhesiva
METODODOLOGÍA
1. Asegúrese que el Power/Lab esté conectado y encendido
2. Conecte el transductor de fuerza al Imput 1 de la unidad Power/Lab y asegúrelo con cinta adhesiva
sobre el mesón del laboratorio, como se indica en la figura N°1.
Figura 1. Instalación del sistema para iniciar la actividad
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
7
2013
3. Conecte el electrodo de estimulación de barra a la salida de la unidad aisladora de estímulo: el cable
rojo (positivo) a la salida roja y el cable negro (negativo) a la salida negra.
4. Coloque una pequeña cantidad de crema conductora a ambas placas metálicas de la barra
estimuladora.
ACTIVIDAD N°1: EFECTOS DE ESTIMULACIÓN NERVIOSA
Objetivos
Explorar los efectos sensoriales y motores de la estimulación eléctrica, utilizando los nervios del
Antebrazo y una barra de electrodos estimuladora.
Procedimiento
En este primer ejercicio, la unidad Power/Lab se utiliza sólo como un estimulador, sin registrar. Ud. sólo
deberá observar las respuestas musculares mirando la mano del voluntario.
1. Entre a set-up y abra la ventada del estimulador aislado; asegúrese que la programación sea la
siguiente:
Modo: continuo
Rango: Hz
Frecuencia: 1 Hz
Duración del pulso: 200 µs
Corriente de pulso: Variación en la intensidad del estimulo, cada vez con mayor intensidad en mA (de
1mA…..).
2. Coloque la barra de estimulación sobre el nervio ulnar a la altura de la muñeca, como lo indica la
figura N° 2
Figura 2. Ubicación de la barra de estimulación sobre el nervio ulnar.
3. Ponga el estimulador en posición ON.
4. Note que las sacudidas musculares afectan el dedo pulgar y los otros dedos. Ajuste la posición del
electrodo hasta que observe sacudidas de mayor magnitud.
5. Detenga el estimulador.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
8
2013
Preguntas de la Actividad Nº1:
1. Defina y determine cuál es su umbral sensitivo
2. Defina y determine cuál es su umbral Motor
3. Anote los efectos motores que usted pudo observar
ACTIVIDAD N°2: SACUDIDA MUSCULAR Y RECLUTAMIENTO
Objetivos
Medir una respuesta de sacudida muscular gatillada por estimulación nerviosa y mostrar reclutamiento
en la respuesta de sacudida cuando aumenta la intensidad del estímulo.
Procedimiento
1. Asegúrese que el transductor de fuerza esté firmemente unido al mesón, no debe moverse cuando se
le aplique fuerza a las hojas.
2. Coloque su mano como lo muestra la figura N°3; con los dedos bajo el mesón y la punta del pulgar
descansando suavemente sobre las hojas metálicas del transductor.
Figura 3. Pulgar ubicado sobre el transductor de presión
3. Coloque la barra de estimulación sobre el nervio ulnar a la altura de la muñeca y fíjelo firmemente en
este lugar.
4. Coloque la corriente del pulso de estimulación en 0 mA.
5. Presione el botón de inicio de la ventana de Windows. Chart realizará un registro de duración fija de
0.5 seg. y luego se detendrá automáticamente.
6. Desde el valor de su umbral motor aumente la corriente de estimulación 1 mA cada vez hasta que la
respuesta no aumente más. Para la mayoría de los sujetos, este estímulo máximo está entre 6-15 mA.
7. Anote todos los datos de su registro.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
9
2013
Análisis de la Actividad Nº2:
1. Use el cursor para medir la amplitud de cada pick del registro.
2. Grafique la relación entre corriente de estimulación y tamaño de la respuesta obtenida. (Relación
intensidad del estimulo v/s fuerza generada).
Preguntas de la Actividad Nº2:
1. ¿Pudo usted evocar una sacudida muscular visible con un estímulo de 0 mA? ¿Cuál será el número de
fibras musculares que se contraen con esta corriente de estimulación?.
2. ¿Cuál fue la corriente mínima necesaria para provocar una contracción máxima? ¿Qué proporción de
las fibras musculares se estarán contrayendo con esta intensidad de estimulo?.
3. ¿Qué concluye usted con respecto al número de fibras que se contraen cuando la corriente del
estímulo pasa desde una intensidad umbral hasta la intensidad requerida para gatillar una contracción
máxima?.
4. ¿Por qué al variar la intensidad del estímulo se modifica la fuerza de contracción?
ACTIVIDAD N° 3: SUMACIÓN Y TETANOS
Objetivos
Demostrar los efectos que se generan entre estímulos pareados y observar una corta contracción tetánica.
Procedimiento
1. En la ventana de diálogos del estimulador aislado, coloque la intensidad de la corriente 19 mA (valor
fijo). Pulso de 5.
2. Presione el botón de inicio de Chart y estimule.
5. Comience con una frecuencia de 10 Hz y registre.
6. Repita la estimulación a frecuencias de 10, 20, 30 Hz …
Preguntas de la Actividad Nº3:
1. ¿Cuál es la relación entre la frecuencia del estímulo y el tiempo entre estímulos?.
2.- Observe al modelo ¿Porqué, la respuesta tetánica visiblemente (amplitud) es mayor que la de una
sacudida muscular?.
3. ¿Cuales son las 2 formas a través de las cuales el sistema nervioso puede controlar la fuerza generada
por un músculo esquelético?.
4.- ¿Qué sucedería en el músculo esquelético, si Usted continúa con la estimulación eléctrica
indefinidamente?.
5.- ¿Qué es la fatiga muscular?. Mencione tres factores que pueden desencadenar fatiga muscular.
6.- Según la respuesta observada, discuta ¿cuáles son las condiciones necesarias para que la fibra
muscular se relaje?.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
10
2013
LABORATORIO Nº3: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA
SOMESTESIA
INTRODUCCIÓN
Los seres vivientes desarrollan sus actividades en un medio ambiente que es, generalmente,
cambiante. A estos cambios del medio los denominaremos estímulos. Un estímulo puede implicar, para
una especie en particular la necesidad de dar una respuesta adecuada a él, con el objetivo de poder
sobrevivir, es decir es una forma de adaptación del organismo a su medio ambiente. Así, existen al
menos dos aspectos que se deben considerar dentro del proceso de adaptación:
i) el conocimiento del cambio energético
ii) la capacidad de dar respuesta adecuada a él
Para conocer el cambio energético existen estructuras denominadas receptores sensoriales cuya
finalidad es translucir el cambio energético medio-ambiental a energía eléctrica (potenciales
generadores) la que debidamente codificada, integrada y procesada puede dar origen a una respuesta
adecuada.
OBJETIVO GENERAL
Estudiar las sensaciones que se originan a nivel de la piel: tacto, calor y frío.
OBJETIVO ESPECÍFICOS Analizar las relaciones que existen entre la magnitud del estímulo y la intensidad de la sensación
evocada (tacto y presión).
MATERIALES
Algodón
Agua a 40°C (recipiente I)
Agua a 20°C (recipiente II)
Agua a 4°C (recipiente III)
Compás de Weber modificado
Reglas graduadas en milímetros
ACTIVIDAD Nº 1: CAPACIDAD DE LOCALIZACIÓN DE UN ESTÍMULO TÀCTIL
Toque suavemente con la punta de un lápiz la piel del sujeto y pídale que con otro lápiz trate de
localizar el punto tocado. Determine el margen de error midiendo la distancia que hay entre el lugar
estimulado y el señalado. Estimule en la frente, en el dorso (espalda), en el dorso y palma de la mano,
antebrazo. Mientras aplica el estímulo el alumno permanecerá con los ojos cerrados y sólo al contestar
utilizara el control visual.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
11
2013
ACTIVIDAD Nº 2: SENSACIÓN TÁCTIL
Con un trozo de algodón roce suavemente (intensidad ligeramente supra umbral) la piel de la
mano (palma y dorso), antebrazo, cara, tórax y observe que regiones cutáneas son más sensibles a este
tipo de estimulación.
ACTIVIDAD Nº 3: DISCRIMINACIÓN DE DISTANCIA DE 2 PUNTAS
Mediante las puntas del compás de Weber modificado toque al sujeto y pídale que diga si siente
dos puntas o una. Si señala sentir una, debe continuar separando las puntas del compás modificado hasta
que el alumno discrimine dos, de esta manera deberá medir la distancia entre las puntas y anotarla.
Explore: pulpejo de los dedos, mano (dorso y palma), antebrazo, brazo, cara, labios, espalda.
ACTIVIDAD Nº 4: ADAPTACIÓN AL TACTO LIGERO Con la punta de un lápiz flecte un pelo, mantenga la posición alcanzada y pregunte al sujeto
cuando deje de sentir que lo tocan. Mida el tiempo (cronómetro) desde que se flecto el pelo hasta que el
alumno informe que no lo siente. Realice esta actividad en el dorso de la mano, en el antebrazo y la cara.
ACTIVIDAD Nº 5: SENSIBILIDAD TÉRMICA
- Efecto de la Superficie: introduzca un dedo e inmediatamente después, toda la mano en agua a 40º C y
compare la intensidad de ambas sensaciones. Repita el mismo experimento, utilizando agua con hielo
(4º C).
- Sensaciones térmicas: en tres recipientes con agua a diversas temperaturas (4º, 20º y 40ºC), dispuestos
en ese orden se sumerge la mano derecha en el agua a 40º C, la mano izquierda en el agua con hielo y a
continuación ambas manos en el recipiente con agua a 20ºC (temperatura ambiente). Anote las
sensaciones percibidas.
Cuestionario de preguntas a desarrollar durante la actividad de laboratorio
1.- ¿Los receptores de los folículos pilosos son tónicos o fásicos? ¿Por qué el tiempo de adaptación de
los pelos varía en las distintas zonas del cuerpo?
2.- Discriminación con el compás de Weber modificado:
Haga un gráfico con los resultados obtenidos ¿Qué influencia puede tener el tamaño de los campos
receptivos con los resultados obtenidos?
3.- Señale las características de los receptores de calor y de frío; cuál es la importancia de los
mecanismos adaptativos a diferentes temperaturas ambientales.
4.- Localización de un estímulo táctil y sensación táctil: ¿a qué se debe la diferencia en el error de
localización al explorar las diferentes zonas del cuerpo?
5.- ¿Por qué al practicar una punción venosa en el dorso de la mano, un paciente siente más
intensamente que si lo puncionan en el brazo?
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
12
2013
LABORATORIO Nº4: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA
ELECTROMIOGRAFIA (EMGS) Y ACTIVIDAD REFLEJA
INTRODUCCIÓN
Una fibra muscular esquelética esta inervada por ramas de un axón motor. Bajo circunstancias
normales, el potencial de acción neuronal activa todos los músculos inervados por la neurona motora.
Este proceso de activación involucra un potencial de acción y una contracción de las fibras musculares.
Por lo tanto, durante una contracción, hay actividad sincronizada en varias fibras del mismo músculo. La
señal eléctrica registrada de un músculo contraído se llama electromiograma o EMG. Como en el
electrocardiograma (ECG), esta actividad se puede detectar a través de electrodos puestos sobre la piel.
Una contracción muscular voluntaria se produce por uno o más potenciales de acción en muchas fibras.
La actividad del EMG no es una serie regular de ondas como el ECG, sino un estallido caótico de
señales solapadas en forma de espiga.
En este experimento, usted registrara la actividad del EMG durante contracciones voluntarias de
los músculos bíceps y tríceps. La señal “cruda” del EMG obtenida durante las contracciones voluntarias,
puede procesarse de varias maneras para indicar la intensidad de actividad del EMG.
En el método usado aquí, la porción negativa del EMG es invertida y entonces la señal se integra de tal
manera que suaviza las puntas, y hace mucho más claro el cambio de actividad a lo largo del tiempo.
Usted también registrará señales de EMG producidas por estímulos eléctricos de un nervio motor que
inerva un músculo. El músculo abductor corto es uno del grupo de músculos de la eminencia tenar en la
superficie palmar de la mano. El nervio motor de este músculo (el nervio mediano) es fácil de estimular
en la muñeca y codo.
OBJETIVO GENERAL
El objetivo de esta sesión es explorar la actividad eléctrica de musculatura esquelética.
OBJETIVOS ESPECIFICOS
Lograr registrar y analizar la electromiografía de un voluntario.
ADVERTENCIA
Algunos ejercicios involucran aplicación de estímulos eléctricos a través de electrodos puestos en la
piel. Las personas que tienen marcapasos cardíaco o quién padece desórdenes neurológicos o
cardíacos no se deben ofrecer para esos ejercicios.
MATERIALES:
El PowerLab conectado a un computador
Cable Bio Amp
Cuatro electrodos EEG/EMG
Electrodo Barra de estímulo
Crema conductora para el electrodo
Alcohol 80%
Almohadilla Abrasiva
Correa de tierra
Cinta Adhesiva
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
13
2013
Cuatro libros de peso similar, aproximadamente 1 Kg
METODODOLOGÍA
1. El estudiante que se ofrece para el experimento se debe quitar el reloj y cualquier joya de su cuerpo.
2. Conecte el cable “Bio Amp” a la unidad Power/Lab como se señala en la figura 1.
3. Conecte el terminal de la correa de tierra en la conexión tierra del cable “Bio Amp” (figura 2),
colocando la correa (un electrodo de tierra) alrededor de la muñeca. Debe asegurase que el lado suave de
la correa de tierra está por completo en contacto con la piel.
4. Prepárese para unir los electrodos al voluntario. Limpie suavemente el área dónde usted pondrá cada
electrodo con una almohadilla abrasiva y luego con un algodón que contiene una solución de Etanol al
80%. Con un lápiz, marque ligeramente dos cruces pequeñas en el músculo bíceps, como se muestra en
la figura 1. Las cruces deben tener una separación de 2-5 centímetros y se deben alinear con el eje largo
del brazo. Desgaste ligeramente la piel marcada con una almohadilla abrasiva; esto disminuye la
resistencia de la capa exterior de la piel y asegura un buen contacto eléctrico.
6. Prepare la piel del músculo Tríceps para unir los electrodos tal como se indica en el paso anterior para
Bíceps. La posición de los electrodos para el tríceps se muestra en la Figura 1.
7. Ponga los electrodos hacia abajo sobre la piel encima de las cruces, y fíjelos con el pegamento. Use la
cinta extra para atar el cable del electrodo que está inmediatamente adyacente a los electrodos en la piel.
8. Una los terminales de los cuatro electrodos EEG/EMG en los cuatro terminales del cable “Bio Amp”
Fig. 1 y 2. La polaridad en este caso no interesa pero sí que los electrodos del bíceps o tríceps
correspondan al canal correcto. En el canal 1 corresponde a los cables del bíceps y en el canal 2 a los del
tríceps.
9. Verifique que todos los electrodos se conectaron apropiadamente al voluntario y al terminal de cable
“Bio Amp”.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
14
2013
Usted está ahora listo para empezar los ejercicios.
ACTIVIDAD Nº 1: CAMBIO VOLUNTARIO EN LA FUERZA CONTRÁCTIL
Objetivo
Examinar la contracción muscular voluntaria y cómo la fuerza contráctil cambia con la demanda
creciente.
Procedimiento
1. El voluntario debe sentarse en una posición relajada, con su codo doblado en 90° con la palma de la
mano hacia arriba. Debe usar la otra mano para sostener la muñeca del brazo que tiene los electrodos.
2. Pida al voluntario que haga una contracción fuerte del músculo del bíceps, intentando flectar el brazo
y resistiendo este movimiento con su otro brazo o bien un compañero puede realizar esta función.
Observe la señal (Figura 3).
Figura 3. El cuadro de dialogo del “Bio-Amplifier” muestra una fuerte contracción del Bíceps.
3. Repita los pasos 2 para la señal del tríceps. El voluntario puede hacer una contracción fuerte del
músculo del tríceps intentando forzar hacia abajo el brazo y resistiendo este movimiento con su otro
brazo o un compañero puede realizar esta función.
4. Para empezar la grabación presione el botón INICIO (Start). Capte la señal en reposo inicialmente y
luego el voluntario debe realizar una contracción máxima del bíceps y luego del músculo tríceps. Pulse
el botón de Termino (Stop) y verifique que la señal integrada sea claramente visible en pantalla. Si no se
ve claramente, use los botones de auto- escalar en el Eje de Amplitud o el Cursor para ajustar la escala
vertical.
5. El voluntario debe sentarse ahora en una posición relajada, con su codo sin apoyo y en 90° con la
palma hacia arriba.
6. Pulse el botón Inicio de nuevo, para reasumir sus grabaciones. Después de unos segundos, ponga un
libro (o un peso similar) en la mano del sujeto de prueba, déjelo durante dos a tres segundos, grabe el
cambio en el EMG, entonces quítelo. Repita este proceso para dos, tres y cuatro libros.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
15
2013
7. Pulse el botón “Stop” para detener la grabación. La forma de las ondas debe parecerse a aquéllas de la
Figura 4.
Figura 4. Estallidos de actividad del bíceps mientras sostiene un peso: canal 1 corresponde a la señal
integrada. La ventana de zoom muestra parte de la actividad de EMG “crudo” del bíceps.
Análisis
1. Revise los datos grabados y note los cambios en la actividad eléctrica en el Bíceps.
Note que también poniendo los pesos en la mano da una pequeña o ninguna actividad en el músculo del
tríceps. Seleccione una parte pequeña de la actividad del Bíceps y examínelo en la ventana del Zoom. La
señal del EMG “crudo” está compuesta por muchas espigas dirigidas hacia arriba y hacia abajo.
2. Note los cambios en el gráfico integrado cuando se agregaron pesos y luego se quitaron. La altura del
trazado se correlaciona con la fuerza producida por el músculo.
ACTIVIDAD Nº 2: LA ACTIVIDAD ALTERNA Y COACTIVATION
Objetivo
Examinar la actividad de músculos antagonistas y el fenómeno de coactivación.
Procedimiento
1. El voluntario debe sentarse en una posición relajada, con su codo en 90° con la palma hacia arriba.
Debe usar la otra mano para resistir el movimiento sosteniendo la muñeca del brazo que tiene los
electrodos.
2. Pida al voluntario que active bíceps y tríceps alternadamente. Debe practicar este modelo alterno
hasta sentir que ambos músculos está activándose por igual.
3. Inicie el registro. Pídale al voluntario que use el modelo alterno de activación durante 20 a 30
segundos.
4. Detenga el registro. La forma de las ondas debe parecerse a las mostradas en la Fig. 5.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
16
2013
Figura 5. Actividad alternada del bíceps y tríceps, mostrando la coactivation.
Análisis
1. Observe los trazos de la EMG para los bíceps y tríceps. Note la alternancia de actividad en el bíceps y
tríceps.
2. También note que cuando el músculo bíceps se activa enérgicamente, hay un aumento menor de
actividad en el tríceps. Correspondientemente, hay un aumento menor de actividad, en el trazo del
bíceps cuando el tríceps se activa. Este fenómeno se llama “coactivación”. Su significado fisiológico no
se entiende bien, aunque podría servir para estabilizar la articulación del codo.
Para Investigar:
1. ¿Cómo cambia el trazado del EMG cuando añade peso a su brazo? ¿Que indican estos resultados?
2. Describa la coactivación. ¿Por qué cree que ocurre este fenómeno?
3. Explique los mecanismos fisiológicos de la contracción tetánica?
4. Explique la diferencia mecánica y fisiológica de la sacudida muscular y la contracción tetánica?
ACTIVIDAD REFLEJA
INTRODUCCIÓN
La respuesta refleja del sistema nervioso es una manifestación directamente observable de la
actividad de un grupo reducido de neuronas. Este pequeño grupo de neuronas esta interconectado en
forma relativamente sencilla, de modo que responde de la misma manera frente a un mismo estímulo
(simple), en el mismo lugar del estímulo (local), relación uno a uno (un estímulo, una respuesta –
individuales-) y estereotipados. Otro hecho relevante es que dichos grupos de neuronas se encuentran
“empaquetados” dentro de regiones (segmentos en el caso de la médula espinal) claramente
identificadas y definidas en el neuroeje.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
17
2013
Esta particular forma de organización de la arquitectura neuronal, nos proporciona una
herramienta de incalculable valor para el análisis de la integridad segmento a segmento del sistema
nervioso. Efectivamente, una vez estandarizada una cierta forma de estimulación, obtendremos siempre
una respuesta invariable y estereotipada. Esta respuesta refleja es un elemento de juicio objetivo clínico
y neurofisiológico para el evaluador, donde surge la inevitable pregunta: ¿Está funcionando intacto
aquel sector del neuroeje que estoy estimulando?
Del mismo modo, podemos señalar que para interpretar las respuestas obtenidas, existen dos
enfoques que acompañan al evaluador:
- La comparación con exámenes previos realizados en sujetos normales.
- La comparación con la misma respuesta obtenida en el lado opuesto del mismo sujeto que se
está examinado.
Esto último es particularmente importante, ya que la simetría bilateral del ser humano se
manifiesta también a nivel de los reflejos, de modo que cualquier asimetría en una respuesta dada tiene
gran valor en el diagnóstico de un proceso patológico.
OBJETIVO GENERAL
Estudiar algunos reflejos profundos y superficiales en el hombre.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Familiarizar al alumno con algunos reflejos de uso clínico.
Conocer los estímulos, vías aferentes, centros integradores, vías eferentes y efectores en la respuesta
refleja.
Adquirir un lenguaje neurofisiológico orientado a aspectos clínicos.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
18
2013
ACTIVIDAD Nº1: REFLEJO MIOTÁTICO O DE ESTIRAMIENTO
Objetivo
Estimular y observar el reflejo miotático en un voluntario relajado
Material
Martillo de percusión
Procedimiento
a) Reflejo tricipital
El alumno acostado sobre una camilla, el brazo se mantiene en posición flectada y libre; percuta con
la mano o con el martillo el tendón del tríceps en su inserción distal
b) Reflejo rotuliano o patelar
El alumno sentado sobre camilla u otro, con las piernas flectadas (sin tocar el suelo). Con el martillo
de percusión o la mano del evaluador, percuta el tendón del cuadriceps en la inserción distal. Es
necesario que la pierna del alumno este en total relajación.
c) Reflejo aquiliano
El alumno acostado sobre una camilla con los pies pendiendo libremente, percuta el tendón del
triceps.
d) Maniobra de Jendrassik
El alumno sentado con los pies elevados del suelo, se le pide que entrelace sus manos y trate de
separarlas con el máximo de fuerza.
e) Babinski (explicación y apoyo video)
f) Clonus (explicación y apoyo video)
Cuestionario de preguntas a desarrollar durante la actividad de laboratorio
1.- ¿Por qué al estimular el tendón del cuadriceps la pierna se extiende?.
2.- ¿Qué estructura está involucrada en este tipo de reflejos? Explique y realice un diagrama.
3.- Discuta el rol del huso muscular en la contracción.
4.- Describa el órgano tendinoso de Golgi y sus conexiones. Dibuje las conexiones de inervación
recíproca en una articulación.
5.- Justifique la respuesta observada en la maniobra de Jendrasick.
6.- ¿Qué pasa con la respuesta refleja en condiciones de shock medular? Justifique.
7.- ¿Qué estructuras están involucradas en el reflejo miotático inverso o antimiotático?
8.- ¿En qué condición clínica se presenta el signo de Babinski y Clonus?. Justifique
ACTIVIDAD Nº2: REFLEJO PUPILAR
Introducción
La retina es capaz de responder a un amplio rango de intensidades de luz. Con luz brillante, la
sensibilidad del ojo es baja, pero cuando la luz es tenue, la sensibilidad aumenta. La mayor parte de esta
adaptación ocurre en los fotorreceptores, pero parte de esta resulta de la regulación de la cantidad de luz
que entra al ojo a través de la pupila.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
19
2013
Objetivo
Observar los reflejos pupilares y los efectos relacionados en un voluntario
Materiales
Linterna
Lápiz
Procedimiento
a) Reflejo fotomotor
El alumno debe cerrar los ojos durante 15 segundos. Posteriormente aplique un haz de luz sobre el
ojo y observe las variaciones del diámetro pupilar.
b) Reflejo consensual
Repetir la actividad anterior y observe la pupila del ojo contrario.
c) Reflejo pupilar de acomodación
Con iluminación normal, observe la pupila del alumno cuando este mira un lápiz que se ubica a 10
cm de la cara, y luego observe el diámetro cuando el lápiz es colocado a gran distancia. Compare los
diámetros pupilares en ambas situaciones.
Cuestionario de preguntas a desarrollar durante la actividad de laboratorio
1.- ¿Cuál es el efecto de la luz sobre el diámetro pupilar? ¿Cuál es el efecto beneficioso de poseer intacto
este reflejo?
2.- ¿El reflejo fotomotor es un reflejo consensual? Justifique.
3.- ¿Qué estructuras están involucradas en las respuestas reflejas oculares? Describa.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
20
2013
LABORATORIO Nº6: : PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA
ELECTROCARDIOGRAMA Y PRESIÓN ARTERIAL
INTRODUCCIÓN
Un par de electrodos de superficie colocados directamente sobre el corazón registrarán un patrón
repetido de cambios de potencial. Como los potenciales de acción se propagan desde las aurículas a los
ventrículos, el voltaje medido entre estos dos electrodos variará en una forma tal, que, entregará una
“imagen” de la actividad eléctrica del corazón. Esta imagen puede variar cambiando la posición de los
electrodos de registro; diferentes posiciones entregan diferentes perspectivas, permitiendo así, una
imagen más completa de los eventos eléctricos.
El cuerpo es un buen conductor de la electricidad debido a que los líquidos tisulares contienen
una alta concentración de iones que se mueven (creando corrientes) en respuesta a diferencias de
potencial. Las diferencias de potencial generadas en el corazón, se conducen entonces a la superficie
corporal, donde pueden registrarse mediante electrodos de superficie colocados sobre la piel. El registro
obtenido de esta forma se denomina electrocardiograma (ECG).
Los componentes del ECG se pueden correlacionar con la actividad eléctrica del músculo
auricular y ventricular.
• La onda P corresponde a la despolarización de las aurículas.
• El complejo QRS es producido por despolarización ventricular; la repolarización auricular también
ocurre durante este tiempo.
• La onda T es producida por repolarización ventricular.
El primer ruido cardiaco “lub” ocurre durante la primera fase de contracción ventricular y se
produce por cierre de las válvulas aurículo-ventriculares (mitral y tricúspide). Cuando los ventrículos se
relajan, la presión sanguínea desciende bajo la presión que hay en la arteria y las válvulas semilunares
(aórtica y pulmonar) se cierran, produciendo el segundo ruido cardiaco “dup”.
OBJETIVO GENERAL
Registrar y analizar un ECG obtenido de un estudiante voluntario estando en reposo y luego del
ejercicio.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Examinar la relación entre el ECG y los ruidos característicos del corazón.
MATERIALES
- Power/Lab conectado a un computador
- Cable Bio Amp
- 3 electrodos desechables
- Pasta conductora, algodón, alcohol y esponja abrasiva
- Fonendoscopio
- Botón marcador de tiempo
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
21
2013
ACTIVIDAD Nº 1: ELECTROCARDIOGRAMA Y RUIDOS CARDIACOS
REGISTRO DE UN ECG EN REPOSO
1. El estudiante voluntario deberá sacarse el reloj y joyas de sus manos.
2.- La conexión de los electrodos debe realizarse de acuerdo al diagrama adjunto.
3.- Conecte los electrodos ya colocados en el estudiante, al cable del Bio Amplificador (tierra, negativo
y positivo).
4.- Asegúrese que el estudiante esté sentado y relajado para minimizar cualquier señal proveniente del
movimiento.
5.- Comience el registro pulsando el botón START. Si la señal tiene mucho ruido de fondo, asegúrese
que el estudiante voluntario esté relajado.
6.- A partir del trazado ECG, utilizando el marcador (M) y el cursor mida la amplitud de 4 ondas P,
complejos QRS y ondas T.
Para esto, mueva el cursor hasta el punto más alto de la onda y obtenga el valor de la amplitud en el
display Rango/Amplitud, directamente sobre el canal ECG. Saque el promedio de los valores obtenidos.
7.- Utilizando el marcador y el cursor, mida la duración de una onda P, un complejo QRS y una onda T,
colocando el marcador sobre el trazado ECG al inicio de la onda y el cursor al final de la onda.
8.-Anote sus resultados en la siguiente tabla:
COMPONENTE
AMPLITUD ( mV) DURACIÓN (seg)
Onda P
Complejo QRS
Onda T
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
22
2013
9.- Realice el mismo procedimiento y confeccione la misma tabla con las variaciones sufridas en el
registro luego de haber realizado ejercicio.
CUESTIONARIO
1. ¿Cuáles son las bases bioeléctricas de un Electrocardiograma?
2.-¿Qué puede decir acerca de la amplitud de las distintas ondas del ciclo cardíaco?.
3.- La onda P y el complejo QRS representan la despolarización del músculo auricular y ventricular
respectivamente. ¿Por qué el complejo QRS tiene una amplitud mayor?.
4.- Compare los resultados obtenidos en reposo y luego de realizar ejercicio.
5.- ¿Cómo se correlaciona el intervalo P-R con la velocidad de conducción en el nodo
aurículoventricular?.
6.- El siguiente diagrama muestra el sistema de conducción y los distintos tipos de potenciales de acción
que se generan en el corazón y su correlación temporal con la actividad eléctrica registrada mediante el
ECG.
¿Cuáles son las corrientes iónicas que se generan en las distintas fases de los potenciales de acción de
acción de una célula marcapaso y de una fibra ventricular?.
7. ¿Cuál es la duración de un potencial de acción de una fibra ventricular?.
8. ¿Cuánto dura el período refractario en la fibra ventricular? ¿Cuál es su importancia fisiológica?.
9. Analice al menos 3 electrocardiogramas patológicos con sus respectivas figuras.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
23
2013
ACTIVIDAD Nº2: MEDICION DE LA PRESION ARTERIAL SISTEMICA
La presión en la aorta y en las arterial braquiales y otras arterias grandes en un adulto normal
joven, aumenta hasta alcanzar su valor máximo (presión sistólica) de casi 120 mm Hg durante cada ciclo
cardíaco y disminuye a un valor mínimo (presión diastólica) cercano a 70 mm Hg. La presión de pulso
es aproximadamente de 50 mm Hg y corresponde a la diferencia entre la presión sistólica y diastólica.
La presión arterial media, es la presión promedio durante todo el transcurso del ciclo cardíaco; como la
sístole es más corta que la diástole, la presión media es algo menor que el valor del punto medio entre
las presiones sistólica y diastólica y puede determinarse de manera eficaz sólo mediante la integración
del área de la curva de presión; no obstante como una aproximación, la presión media equivale a la
presión diastólica más la tercera parte de la presión de pulso. La presión arterial se puede medir en
forma directa, insertando una cánula en una arteria y el uso de transductores de presión. Sin embargo, la
presión arterial en el ser humano se mide habitualmente por el método auscultatorio.
El método auscultatorio para medir la presión arterial sistémica es un procedimiento indirecto y
no invasivo, que se aplica de rutina en todos los servicios médicos.
Objetivo:
Determinar las presiones arteriales mediante el método auscultatorio y observar los cambios en el flujo
sanguíneo mientras se mide la presión arterial.
Materiales:
- PowerLab 4/20T conectado a un computador
- Transductor de pulso
- Manómetro
- Brazalete
- Fonendoscopio
Metodología:
a) Se coloca el brazalete en el brazo
correspondiente
b) Se palpa el pulso de la arteria cubital a
nivel del pliegue del codo
c) Se coloca la cápsula del fonendoscopio en
ese lugar, debiendo existir un espacio libre
de alrededor de 5 cm entre el borde inferior
del brazalete y el lugar en que se coloca la
cápsula del fonendoscopio.
d) Se eleva rápidamente la presión a 150 mm
Hg, insuflando aire al manguito, con lo que
desaparecen los periódicos ruidos arteriales.
e) A continuación se deja escapar lentamente
el aire, moviendo el tornillo anexo a la pera
de insuflación y se auscultan los ruidos
arteriales; al mismo tiempo se observa el
descenso de la columna de mercurio en el
manómetro. La presión sistólica corresponde
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
24
2013
a la aparición de los primeros ruidos que se perciben durante el descenso de la presión, y la presión
diastólica corresponde al momento en que se reducen notoriamente dichos ruidos, o en su defecto,
cuando dichos ruidos arteriales desaparecen del todo.
f) Se repiten estas mediciones 2 o 3 veces con intervalos de a lo menos 2 minutos, hasta obtener valores
consistentes, experimentando con distintas velocidades de escape de aire, es decir, con una mayor o
menor velocidad en el descenso de la columna de mercurio.
g) Calcule la presión de pulso y la presión arterial media
h) Pídale a un estudiante del grupo que se coloque en posición horizontal, mídale la presión arterial y la
frecuencia cardiaca. Sin sacar el brazalete, indíquele que se ponga de pié rápidamente y vuelva a medir
los mismos parámetros. Compare con los valores anteriores
i) Mida la presión arterial antes y después de realizar una maniobra de Valsalva.
j) Mida presión arterial y frecuencia cardiaca antes e inmediatamente después de pedalear durante 5
minutos en una bicicleta ergométrica a una intensidad correspondiente al 70% de su frecuencia cardiaca
máxima teórica.
Discuta los resultados obtenidos con su profesor.
Sonidos de Korotkoff: mediante estudios angiográficos y técnicas ultrasónicas, se ha demostrado que la
primera aparición de los ruidos característicos (presión sistólica) coincide con el pasaje de sangre por la
arteria en la zona de compresión braquial. Luego los sonidos sistólicos aumentan de intensidad y de
duración, para disminuir después a medida que disminuye la presión en el manguito. Estos ruidos se
hacen más sordos y apagados, llegando a desaparecer del todo a presiones inferiores a la diastólica.
Cuando fluye sangre por un vaso sanguíneo de paredes colapsables y la presión transmural es negativa
(presión interior menor que la presión exterior), entonces pueden originarse
autoscilaciones en la pared vascular a causa del flujo intermitente de la sangre en su interior.
Cambios en el lumen arterial debido al cono de presión del brazalete
ACTIVIDAD Nº3: PRESION ARTERIAL Y PULSO
1. Entre a CHART y deje en la pantalla sólo el canal 1.
2. Trabaje bajo las siguientes condiciones experimentales:
Sampling rate. 100 muestras por segundo
View compresión. 5:1 para comenzar
Canal 1. Input Amplifier: rango 200 mV, Low Pass 50 Hz, Positive Checkbox On.
1. Conecte el transductor de pulso como lo indica el diagrama (debe quedar firme pero no apretado).
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
25
2013
4. Asegúrese que el voluntario este sentado y relajado para minimizar cualquier señal proveniente del
movimiento.
5. En el canal 1 entre al Input Amplifier, ajuste el valor hasta que la señal sea claramente visible.
6. Vuelva a Chart y registre aproximadamente 10 segundos
7. Infle el brazalete con aire y eleve rápidamente la presión a 150 mm Hg, Note que la señal de pulso
desaparece.
8. Bote el aire a una velocidad de 1 a 2 mm Hg por segundo. Cuando escuche la presión sistólica a
través de fonendoscopio, presione ENTER (sirve para marcar el tiempo).
9. Cuando se alcance la presión diastólica, vuelva a presionar ENTER y luego bote todo el aire del
brazalete.
10. Detenga el registro y comprima la señal a 5:1
CUESTIONARIO
a. ¿El tiempo en que aparece el primer sonido Korotkoff se corresponde con la primera aparición de
flujo?
b. ¿Podría Ud. usar la medición de pulso para reemplazar el fonendoscopio?
c. ¿Cómo se regula la presión arterial media?
d. ¿Por qué es necesaria la regulación de la presión arterial media?
e. ¿Por qué los pacientes hipertensos no deben realizar ejercicios isométricos?
f. ¿Qué diferencia existe entre los conceptos de presión sanguínea y presión arterial?
g. ¿A que corresponde la preeclamsia?
h. ¿ Qué factores afectan la presión arterial?
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
26
2013
LABORATORIO Nº7: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA
FROTIS SANGUÍNEO, ANALISIS DEL HEMATOCRITO Y
GRUPOS SANGUÍNEOS
INTRODUCCIÓN
El término de tejido sanguíneo es un tejido conectivo altamente especializado, cuya matriz
extracelular es liquida y se denomina plasma, además cuenta con elementos formes que corresponden a
las células sanguíneas: leucocitos, eritrocitos y plaquetas.
En cuanto a los Grupos sanguíneos, Berstein puso de manifiesto que este sistema llamado ABO
consistía en tres alelos de un único gen: A, B y O; que determinan 4 grupos fenotípicos diferentes:: A -
B - AB – O.
Los alelos A y B exhiben codominancia y a su vez son dominantes con respecto a O.
El alelo A produce en la sangre un antígeno A, el alelo B produce el antígeno B y el O no
produce ningún antígeno. Estos antígenos son mucopolisacáridos y se denominan aglutinógenos,
encontrándose en la cara externa de la membrana plasmática de los eritrocitos.
Además de los antígenos, los grupos A, B y O presentan anticuerpos para cualquiera de los
antígenos A y B que no poseen. Estos anticuerpos o aglutininas producidas por las células plasmáticas y
linfocitos circulantes de la sangre, se denominan isoaglutininas, pues se presentan naturalmente en el
suero, sin que sea necesaria la presencia del antígeno correspondiente para su producción.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
27
2013
Las transfusiones de sangre entre individuos de distintos tipos ABO puede dar lugar a una
reacción de aglutinación, especialmente si se introducen grandes cantidades de un tipo sanguíneo
distinto.
Ottenberg estableció reglas prácticas para evitar accidentes, con el siguiente esquema clásico, en
el cual el sentido de cada flecha indica que la transfusión sólo es posible en esa dirección.
Se puede deducir también que las personas del tipo O son “dadoras universales” (ausencia de
antígenos A y B).
Landsteiner y Wiener descubrieron un grupo de genes el sistema Rhesus (Rh), de los cuales el
más importante es el D por ser el más antigénico y las personas son, para fines prácticos Rh positivas (si
poseen el antígeno D) o Rh negativas (si carecen de él). El alelo D (+) es dominante con respecto al
alelo (-). Es el responsable de la incompatibilidad sanguínea materno-fetal.
OBJETIVOS
1. Identificar en microscopio óptico los elementos del tejido sanguíneo.
2. Comprender los mecanismos de identificación de los grupos sanguíneos. 3. Analizar los resultados de Hematocrito obtenidos del procesamiento de una muestra sanguínea.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
28
2013
MATERIALES
1. Sangre fresca
2. Kit para determinación de grupos sanguíneos (Antisueros comerciales)
3. Agua destilada
4. Tinción May-Grügualds-Giemsa
5. PBS
6. Portaobjetos y cubreobjetos
7. Algodón
8. Alcohol
9. Microscopio óptico
10. Capilar para micro-hematocrito
11. Centrifuga
ACTIVIDAD Nº1: REALIZACIÓN DE UN FROTIS SANGUÍNEO
Obtención de sangre: limpiar con un algodón embebido en alcohol el pulpejo del dedo, presionar
y pinchar con una aguja.
Dejar caer una gota en el extremo de un portaobjeto limpio y con un extensor (cubre-objeto) realizar el
extendido.
Una vez seco el extendido, se cubre el frotis con May-Grügualds, se deja 5 minutos. Luego se
agrega de 3 a 5 gotas de PBS (tampón fosfato-salino), soplar suavemente para homogenizar la solución,
se deja así 3 minutos.
Posteriormente se debe lavar el frotis (sumergirlo 5 veces a un vaso que contenga PBS).
Luego se cubre el frotis con una dilución de Giemsa (por cada 1 ml de PBS, 3 gotas de Giemsa),
se deja 15 minutos. Posteriormente se debe lavar el frotis 5 veces en PBS, luego se deja secar.
Se observa en 100X (usando aceite de inmersión)
NOTA: En el frotis se presentan 3 zonas (cabeza, cuerpo y cola), pero para poder observar se
debe fijar entre el cuerpo y la cola, esta zona se reconoce porque los glóbulos rojos están unos al lado
del otro y se observa la depresión central o halo blanco.
En la cola los glóbulos rojos están deformados, totalmente separados y no se les nota la
depresión central. En la cabeza los glóbulos rojos están aplanados (por los puntos antes expuestos los
extremos cabeza y cola no son aptos para la observación del frotis sanguíneo).
Una vez ubicada la zona optima, nos vamos al borde del frotis y empezamos a realizar un zic-zac
por el frotis hasta llegar al otro extremo, de esta forma se visualizarán todos los elementos formes
presentes, por ejemplo usted debe ser capaz de identificar las diferencias entre glóbulos rojos y glóbulos
blancos, tratar de localizar a las plaquetas, identificar los distintos tipos de leucocitos que se observan.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
29
2013
ACTIVIDAD Nº2: DETERMINACIÓN DE GRUPOS SANGUINEOS
Obtener sangre del pulpejo del dedo como se indica en la actividad anterior y dejar caer una gota
de sangre sobre cada uno de los casilleros de un portaobjeto previamente rotulados con los grupos
sanguíneos. Figura 1.
Figura 1. Portaobjetos rotulados en casilleros con los grupos sanguíneos.
A continuación, colocar donde corresponda una gota de suero Anti A, una de suero Anti B, una
de suero Anti AB y una gota de antisuero Rh. Revolver suavemente con unos palillos, esperar unos
minutos y determinar según el proceso de aglutinación a qué grupo sanguíneo y factor Rh corresponde.
Figura 2.
Figura 2. Determinación de grupos sanguíneos.
A B A AB Rh
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
30
2013
ACTIVIDAD Nº3: DETERMINACIÓN DEL MICRO-HEMATOCRITO
Análisis.
Frotis de sangre
1. Cuál es la célula más abundante del preparado?
2. De los leucocitos, ¿cuáles fueron los que pudo observar? ¿Cuál es la función de cada uno?
3. ¿Cuál es la función de las plaquetas? ¿Cómo se originan?
Grupo sanguíneo
1. ¿Que ocurre en cada una de las gotas?
2. ¿De qué forma determina los grupos sanguíneos?
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
31
2013
LABORATORIO Nº8: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA
VOLUMENES PULMONARES ESPIROMETRÍA, CONTROL DE LA RESPIRACION
INTRODUCCIÓN
El intercambio de gases entre el aire y la sangre ocurre en los sacos alveolares. La eficacia del
intercambio de gases es dependiente de la ventilación: movimientos respiratorios cíclicos que
alternadamente inflan y desinflan los sacos alveolares. La inspiración recambia el aire de los alvéolos
por aire atmosférico fresco y la espiración quita el aire consumido el que tiene una menor presión de
oxígeno y mayor de CO2.
Muchos aspectos importantes de la función pulmonar se pueden determinar, midiendo flujo aéreo
y los cambios correspondientes en el volumen pulmonar. En el pasado esto se hizo respirando
normalmente en una campana espirométrica en la cual el nivel de una de la campanilla flotante en un
tanque daba una medida de cambios de volumen pulmonares.
En la actualidad, se puede medir el flujo aéreo directamente con un neumotacómetro (la palabra
se deriva de raíces griegas que significan (“dispositivo que mide velocidad de la respiración”). El
neumotacómetro PowerLab se muestra en la Fig 2. El cabezal de flujo contiene una malla fina; el aire
respirado a través de la malla da lugar a una diferencia de presión pequeña que es (dentro de ciertos
límites) proporcional al flujo. Dos tubos plásticos pequeños transmiten la diferencia de presión al
espirómetro dónde un transductor convierte el signo de presión en un voltaje cambiante que se graba por
el PowerLab y es desplegado con el software Chart.
Una complicación que surge en la medida de volúmenes pulmonares, es causada por la diferencia
en la temperatura del aire que entra al espirómetro (temperatura ambiente) y el aire exhalado de los
pulmones (temperatura corporal). El volumen de gas se expande con el calor, por consiguiente el
volumen aéreo espirado de los pulmones será ligeramente mayor que el inspirado. Para reducir estas
diferencias, el flujo tiene que ser integrado separadamente durante la inspiración y espiración, siendo el
volumen inspiratorio corregido por un factor BTPS (temperatura del cuerpo, presión atmosférica
saturada con vapor de agua). La extensión del Chart 'Spirometry' puede hacer esta corrección.
La espirometría permite visualizar, medir y calcular muchos componentes de la función
pulmonar (como se muestra en la Fig 1).
Figura 1. Volúmenes y Capacidades Pulmonares
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
32
2013
La respiración consiste en ciclos repetidos de inspiración seguidos por espiración. Durante el
ciclo respiratorio, un volumen específico de aire es arrastrado al interior y luego espirado fuera de los
pulmones; este volumen es el volumen corriente o tidal (VT). En la ventilación normal, la frecuencia
respiratoria (ƒR) es aproximadamente 15 ciclos respiratorios por minuto. Este valor varía con el nivel de
actividad.
El producto de ƒR y VT corresponde a la ventilación pulmonar (VE). Este parámetro también
cambia según el nivel de actividad. La capacidad total de los pulmones comprende cuatro volúmenes
pulmonares funcionales: el volumen corriente (VT), volumen de reserva inspiratorio (IRV), volumen de
reserva espiratorio (ERV) y el volumen residual (RV). Hay cinco capacidades pulmonares que son la
suma de dos o más volúmenes pulmonares: capacidad inspiratoria (IC), capacidad espiratoria (EC),
capacidad residual funcional (FRC), la capacidad pulmonar total (TLC) y la capacidad vital (VC).
Observe que RV, FRC, y TLC no pueden ser medidos por el espirómetro.
Los parámetros forzados, los cuales evalúan la habilidad de ventilar los pulmones con el esfuerzo
voluntario máximo, son a menudo de mayor valor clínico que las capacidades y los volúmenes
pulmonares simples. El volumen espiratorio en un segundo (FEV1), el flujo inspiratorio máximo (PIF) y
el flujo espiratorio máximo (PEF) son fuertemente afectados por la resistencia de la vía aérea y son
importantes en la detección y monitoreo de desórdenes obstructivos (bronquitis, enfisema y asma). La
capacidad vital forzada (FVC) o sea el máximo volumen de aire que se puede espirar en el menor tiempo
posible después de una inspiración máxima, se encuentra reducida en los desórdenes restrictivos como
la fibrosis pulmonar. En condiciones normales, el FEV1 representa alrededor del 80% de la FVC.
En los experimentos siguientes simularás una espirometría y medirás cada uno de estos
volúmenes respiratorios utilizando un par de pulmones mecánicos. Sigue las instrucciones de la sección
«Primeros Pasos» al comienzo de este anual de laboratorio para iniciar PhysioEx. Del Menú principal
selecciona Mecanismo del Sistema Respiratorio (espiratory System Mechanics). Verás la pantalla de
inicio experimento «Volúmenes Respiratorios (Respiratory Volumes. A la izquierda hay un recipiente
grande que simula la cavidad torácica) que contiene un tubo de aire, Este tubo parece una «Y» invertida.
En los extremos de la “Y” hay dos envases esféricos, simulando los pulmones, los cuales fluirá el aire.
Encima del recipiente están los troles para ajustar el radio del tubo de suministro de los «pulmones».
Este tubo simula la tráquea y otras vías aéreas de los pulmones. Debajo de los «pulmones» hay una
plata¬forma negra que simula el diafragma. El «diafragma» se moverá hacia abajo, simulando su
contracción y aumentando el volumen de la «cavidad torácica» para hacer entrar aire en los «pulmones»;
después se moverá hacia arriba, simulando su relajación y disminuyendo el volumen de la «cavidad
torá¬cica» para expulsar el aire hacia fuera. En la parte inferior del recipiente hay tres botones: un botón
de Iniciar (Start), un botón de ERV (volumen espiratorio de reserva) y un botón de FVC (capacidad vital
máxima). Pulsando sobre Iniciar (Start) los pulmones simulados comenzarán a respirar a un volumen
corriente normal; pulsando ERV (volumen espiratorio de reserva) harás que los pulmones espiren tanto
aire como les sea posible más allá del volumen corriente; y pulsando FVC (capacidad vital máxima) los
pulmones expulsarán todo el aire posible después de haber realizado la inspiración más profunda
posible.
En la parte superior derecha está la pantalla del osciloscopio que mostrará gráficamente los
volúmenes respiratorios. Observa que el eje Y indica litros en lugar de mililitros. El eje X muestra el
tiempo transcurrido, correspondiendo la longitud total de la pantalla a 60 segundos. Debajo de la
pantalla del osciloscopio hay una serie de indicadores de datos. A lo largo de toda la parte inferior de tu
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
33
2013
pantalla hay un módulo de registro de datos. Pulsando Guardar Datos (Record Data) después de un
experimento aparecerán los datos de ese experimento en tu pantalla.
1. Asegúrate de que el radio del tubo de aire está en 5.00 mm. Para ajustar el radio, pulsa los
botones (+) o (-) junto al indicador del radio.
2. Pulsa el botón Iniciar (Start). Observa la pantalla del osciloscopio. Cuando el trazado
alcance la marca de 10 segundos en la pantalla, pulsa el botón ERV (volumen espiratorio de reserva)
para obtener el volumen espiratorio de reserva.
3. Cuando el trazado alcance la marca de 30 segundos en la pantalla del osciloscopio, pulsa
FVC (capacidad vital máxima) para obtener la capacidad vital máxima.
4. Una vez que el trazado llegue al extremo de la pantalla, pulsa el botón Detener (Stop) y
después Guardar Datos (Record Data).
5. Recuerda que puedes imprimir tu trazado o tus datos guardados pulsando Herramientas
(Tools) en la parte superior de la pantalla y seleccionando Imprimir Gráfica (Print Graph) o Imprimir
Datos (Print Data).
A partir de los datos que has guardado puedes calcular el volumen respiratorio por minuto: la
cantidad de aire que entra y sale de los pulmones en 1 minuto. La fórmula para calcular el volumen
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
34
2013
respiratorio por minuto es: Volumen respiratorio por minuto = volumen corriente x bpm (respiraciones
por minuto)
Pulsa Herramientas (Tools) y luego Calculadora. Calcula y anota el volumen respiratorio por
minuto:
A juzgar por el trazado que generaste, ¿durante cuántos segundos tuvo lugar la
inspiración?________________
¿Durante cuántos segundos tuvo lugar la espiración? ________________
La duración de la inspiración o de la espiración ¿varía durante ERV (volumen espiratorio de
reserva) o durante FVC (capacidad vital máxima)?________________
6. Pulsa Borrar Trazados (Clear Tracings) antes de proceder a realizar la siguiente actividad.
No borres tus datos guardados los necesitarás para la actividad siguiente.
Actividad 2:
Efecto de la restricción del flujo de aire sobre los volúmenes respiratorios
1. Ajusta el radio del tubo de aire a 4.00 mm pulsando el botón ( - ) junto al indicador del radio.
Repite los pasos 2 a 5 de la actividad anterior, asegurándote de pulsar Guardar Datos (Record Data).
Compara este conjunto de datos con los datos que guardaste de la Actividad 2.
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
El funcionamiento del sistema respiratorio ¿es mejor o peor que en la actividad anterior? Explica
por qué.
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
2. Pulsa Borrar Trazados (Clear Tracings).
3. Reduce el radio del tubo de aire otros 0.50 mm, hasta 3.50 mm.
4. Repite los pasos 2 a 6 de la Actividad 2.
5. Reduce el radio del tubo de aire otros 0.50 rnm, hasta 3.00 mm.
6. Repite los pasos 2 a 6 de la Actividad 2.
¿Cuál fue el efecto de la reducción del radio del tubo de aire sobre los volúmenes respiratorios?
____________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________
¿Qué simula el tubo de flujo en el cuerpo humano?
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
35
2013
¿Cuáles podrían ser algunas causas de la reducción del flujo de aire a los pulmones?
____________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________
¿ Cómo afecta el aumento en la concentración de CO2 a la frecuencia respiratoria? Y por qué?
____________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________
Pulsa Herramientas (Tools). Imprimir Datos (Print Data) para imprimir tus datos.
Expresa tus datos de FEV1(volumen espiratorio máximo) como porcentaje de la capacidad vital,
rellenando la tabla siguiente (es decir, toma el valor de FEV1y divídelo por el valor de la capacidad vital
para cada línea de datos).
Radio FEV, Capacidad
vital FEV, (%)
5.00
4.00
3.50
3.00
Factores que influyen en la respiración
Muchos factores influyen sobre la respiración. La distensibilidad, o capacidad de la pared
del tórax o del pulmón para dilatarse, es uno de ellos. Si la pared torácica o los pulmones no pueden
dilatarse, la capacidad respiratoria se verá comprometida. El tensioactivo, un material lipídico secretado
al fluido alveolar, es otro factor. El agente tensioa ctivo, actúa para disminuir la tensión superficial del
agua en el fluido que reviste las paredes de los alvéolos. Sin el agente tensio activo, la tensión superficial
del agua haría que los alvéolo s se colapsaran después de cada respiración. Un tercer factor que influye
en la respiración es cualquier lesión de la pared torácica que tenga como resultado su perforación. Tal
perfora¬ción elevaría la presión intratorácica hasta el valor de la presión atmosférica, impidiendo que la
contracción del diafragma disminuyera la presión intratorácica y, por lo tanto, que el aire fuera
conducido al interior de los pulmones. (Recuerda que la circulación del aire se consigue por la
generación de una diferencia de presión entre la presión atmosférica del exterior de la cavidad torácica y
la presión intratorácica).
En la siguiente actividad investigaremos el efecto del agente tensioactivo. Pulsa
Experimento (Experiment) en la parte superior de la pantalla y después selecciona Factores que Influyen
en la Respiración (Factors Affecting Respiration). La pantalla de inicio se parecerá a la Figura 7.2.
Observa los cambios en el equipo de encima del tubo de aire. Pulsando el botón de Agente Tensioactivo
(Surfactant) añadirás una cantidad predeterminada de tensioactivo a los «pulmones». Pulsando Limpiar
(Flush) limpiarás lo pulmones de tensio activo. Observa también que se han añadido válvulas a los lados
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
36
2013
de cada pulmón simulado. Al abrir las válvulas permitirás que la presión en el interior del recipiente (la
«cavi¬dad torácica») se iguale a la atmosférica. Finalmente, fíjate en los cambios en los indicadores
debajo de la pantalla del osciloscopio. Flujo Izquierdo (FlowLeft) y Presión Izquierda (PressureLeft) se
refieren al flujo de aire y a la presión en el «pulmón» izquierdo; Flujo Derecho (FlowRight) y Presión
Derecha (PressureRight) se refieren al flujo de aire y a la presión en el «pulmón» derecho. Flujo Total
(TotalFlow) es la suma del flujo izquierdo y del flujo derecho.
El efecto del agente tensioactivo sobre los volúmenes respiratorios
1. El módulo de registro de datos de la parte inferior de la pantalla debe estar sin datos. Si no lo
está, pulsa Borrar Tabla (ClearTable).
2. El radio del tubo de aire se debe fijar en 5.0 mm y la frecuencia de bombeo en 15
strokes/minuto.
3. Pulsa Iniciar (Start) y deja que el trazado recorra toda la longitud de la pantalla del
osciloscopio. Pulsa entonce Guardar Datos (Record Data). Esto servirá como referencia, o control, para
tus experimentos. Si lo deseas, puede pulsar Herramientas (Tools) y después Imprimir Gráfica
(PrintGraph) para imprimir tu trazado.
4. Pulsa Agente Tensioactivo (Surfactant) dos veces para agregar el tensioactivo al sistema.
Repite el paso 3.
¿Qué le sucede al volumen corriente cuándo se añade el tensioactivo?
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
Como resultado del cambio en el volumen corriente, ¿qué le sucede al flujo de cada pulmón y al
flujo total de aire?
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
¿Por qué sucede esto?
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
Recuerda, puedes pulsar Herramientas (Tools) y después Imprimir Datos (PrintData) o Imprimir
Gráfica (PrintGraphs) para imprimir tus resultados.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
37
2013
Efecto de la perforación de la cavidad torácica
Recuerda que, si la pared de la cavidad torácica es perforada, a presión intratorácica se igualará a
la atmosférica de forma que el pulmón no podrá hincharse. Este trastorno se conoce como neumotórax, y
lo investigaremos en esta actividad.
No borres tus datos de la actividad anterior.
Si hay algunos trazados en la pantalla del osciloscopio, pulsa Borrar Trazados (Clear Tracings).
Pulsa Limpiar (Flush) para eliminar el agente tensioacivo de la actividad anterior.
Asegúrate de que el radio del tubo de aire está fijado a 5.0 mm y que la Frecuencia de Bombeo
(PumpRate) está fijada a 15 bombeas/minuto.
Pulsa Iniciar (Start) y deja que el trazado recorra toda la longitud de la pantalla del osciloscopio.
Observa los indicares de presión y cómo se van alternando los valores positivos y negativos.
Pulsa Guardar Datos (Record Data).
Ahora pulsa la válvula del pulmón izquierdo en la que se lee «válvula cerrada».
Pulsa Iniciar (Start) y deja que el trazado recorra toda la longitud de la pantalla del osciloscopio.
Pulsa Guardar Datos (Record Data).
¿Qué le sucedió al pulmón izquierdo cuando pulsaste el botón de la válvula? ¿Por qué?
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
38
2013
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
Qué le ha sucedido al «Flujo Total» (Total flow rate)?
¿Cuál es la presión en el pulmón izquierdo?
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
¿Se ha visto afectada la presión en el pulmón derecho?
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
Si no hubiera nada que separara el pulmón izquierdo del derecho, ¿qué habría sucedido cuando
abriste la válvula del pulmón izquierdo? ¿Por qué?
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
Ahora pulsa de nuevo la válvula del pulmón izquierdo, cerrándola. ¿Qué ocurre? ¿Por qué?
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
Pulsa Reiniciar (Reset) (junto al botón Limpiar (Flush) en la parte superior del tubo de aire).
¿Qué ha sucedido?
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
Describe la relación que debe existir entre la presión intratorácica y la presión atmosférica para
que el aire entre en los pulmones.
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
Diseña tu propio experimento para probar el efecto de la apertura de la válvula del pulmón
derecho. ¿Habría alguna diferencia con respecto al efecto de abrir la válvula del pulmón izquierdo?
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
Recuerda, puedes pulsar Herramientas (Tools) y después Imprimir Datos (Print Data) o Imprimir
Gráfica (PrintGraphs) para imprimir tus resultados.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
39
2013
Variaciones en la respiración:
Normalmente la ventilación alveolar va en consonancia con las necesidades tisulares. La
adecuación de la ventilación alveolar se mide en términos de presión parcial de dióxido de carbono
(Pco2), El dióxido de carbono es el componente principal para regular la frecuencia respiratoria. La
ventilación (la frecuencia de la respiración multiplicada por el volumen corriente) mantiene las
presiones parciales normales de oxígeno y de dióxido de carbono en los pulmones y en la sangre. El
riego sanguíneo pulmonar está acoplado a la ventilación. Los patrones de respiración de un individuo
están estrechamente regulados por los centros respiratorios del cerebro de modo que los sistemas
respiratorios y circulatorio puedan trabajar juntos con eficacia.
En la siguiente actividad examinarás los efectos de la respiración rápida, de volver a
respirar el mismo aire espirado, y de contener la respiración sobre los niveles de dióxido de carbono en
sangre. La respiración rápida aumenta la frecuencia respiratoria y la ventilación alveolar llega a ser
excesiva para las necesidades tisulares. Ello da lugar a una disminución del cociente entre la producción
de dióxido de carbono y la ventilación alveolar. Básicamente, la ventilación alveolar llega a ser
demasiado elevada para la cantidad de dióxido de carbono que se produce. En volver a respirar el mismo
aire espirado, el aire se toma del que acaba de ser espirado, con lo que la PC02 (la presión parcial de di
óxido de carbono) en el alvéolo (y posteriormente en la sangre) se eleva. En contener la respiración, no
hay ventilación ni ningún intercambio de gas entre el alvéolo y la sangre.
Pulsa Experimento en la parte superior de la pantalla y selecciona Variaciones en la
Respiración (Variationsin Breathing). Verás la siguiente pantalla, mostrada en la Figura 7.3. Esta
pantalla es muy similar a las otras con las que has estado trabajando. Observa los botones para la
Respiración Rápida (Rapid Breathing), el Volver a Respirar el mismo Aire Espirado (Rebreathing), el
Contener la Respiración (Breath Holding) y la Respiración Normal (Normal Breathing) pulsando cada
uno de estos botones inducirás ese patrón de respiración. Observa también los indicadores para PC02
(presión parcial de dióxido de carbono), Pco2Máxima (presión parcial máxima de dióxido de carbono),
Pco2 Mínima (presión parcial mínima de dióxido de carbono) y Frecuencia de Bombeo (PumpRate).
Actividad 6:
Respiración Rápida
1. La pantalla del osciloscopio y el módulo de registro de datos deben estar vacíos y limpios. Si
no es así, pulsa Borrar Trazados (Clear Tracings) o Borrar Tabla (Clear Table).
El radio del tubo de aire se debe fijar a 6.0. Si no lo está, pulsa los botones (+) o (-) junto al
indicador del radio para ajustarlo.
Pulsa Iniciar (Start) y lleva a cabo un experimento de referencia. Recuerda pulsar Guardar Datos
(Record Data) al final del experimento. Deja el trazado de referencia en la pantalla del osciloscopio.
Pulsa de nuevo Iniciar (Start), pero esta vez pulsa el botón de Respiración Rápida (Rapid
Breathing) cuando el trazado llegue a la marca de 10 segundos en la pantalla del osciloscopio. Observa
los niveles de Pco2 en los indicadores.
Deja que finalice el trazado, después pulsa Guardar Datos (Record Data).
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
40
2013
¿Qué sucede con la Pco2 durante la respiración rápida?
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
¿Por qué?
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
Recuerda, puedes pulsar Herramientas (Tools) y después Imprimir Datos (PrintData) o Imprimir
Gráfica (PrintGraphs) para imprimir tus resultados. Pulsa Borrar Trazados (Clear Tracings) antes de
continuar con la siguiente actividad.
Actividad 7:
Volver a respirar el mismo aire espirado
Repite la actividad 6, excepto que esta vez pulsa el botón de volver a Respirar el Aire Espirado
(Rebreathing) en lugar botón de Respiración Rápida (Rapid Breathing).
¿Qué sucede con la Pco2 durante la respiración del aire espirado?
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
Por qué?
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
¿Cambia el flujo total de aire?
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
¿Por qué?
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
Cómo es el trazado de volver a respirar el aire espirado en comparación con tu registro de
referencia? (Observa cuidadosamente las diferencias pueden ser sutiles).
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
¿Por qué?
______________________________________________________________________________
_________________________________________________________________
Pulsa Borrar Trazados (Clear Tracings) para limpiar la pantalla del osciloscopio.
Actividad 8:
Contener la respiración
1. Pulsa Iniciar (Start) y lleva a cabo un experimento de referencia. Recuerda pulsar Guardar
Datos (Record Data) al final del experimento. Deja el trazado de referencia en la pantalla del
osciloscopio.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
41
2013
2. Pulsa de nuevo Iniciar (Start), pero esta vez pulsa el botón de Contener la Respiración (Breath
Holding) cuando el trazado llegue a la marca de 10 segundos en la pantalla del osciloscopio. Observa la
Pco2en los indicadores.
3. Cuando alcance la marca de 20 segundos pulsa Respiración Normal (Normal Breathing) y deja
que finalice el trazado.
4. Pulsa Guardar Datos (Record Data).
¿Qué sucede con la Pco2 durante el momento de contener la respiración? ¿Por qué?
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
¿Qué cambio se observó cuando volviste a la “Respiración Normal”
______________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
42
2013
LABORATORIO Nº9: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA
FISIOLOGÍA DEL SISTEMA RENAL
Objetivos
1. Definir nefrón, corpúsculo renal, túbulo renal, arteriola aferente, filtración glomerular, arte-
riola eferente, aldosterona, ADH y reabsorción.
2. Describir los componentes y las funciones de una nefrón.
3. Entender cómo afecta el diámetro arterial a la función de la nefrón.
4. Entender cómo influye la presión arterial en la función de la nefrón.
5. Explicar el proceso de la reabsorción.
6. Explicar el papel de los transportadores en la reabsorción de glucosa.
7. Entender las acciones de la ADH y de la aldosterona en la reabsorción de solutos y en la
absorción de agua.
Los riñones son órganos excretores y reguladores. Al excretar agua y solutos, los riñones son
responsables de eliminar del organismo los productos de desecho y el exceso de agua. Los riñones
regulan 1) la osmolaridad del plasma, o concentración de una solución expresada como osmoles de
soluto por litro de solvente; 2) el volumen plasmático; 3) el equilibrio ácido-base; 4) el equilibrio de
electrólitos; 5) la excreción de desechos metabólicos y de materiales extraños, y 6) la producción y la
secreción de hormonas que regulan la osmolaridad y el equilibrio de electrólitos. Todas estas
actividades son extremadamente importantes para mantener la homeostasis en el organismo.
Los riñones están situados entre la pared abdominal posterior y el peritoneo abdominal. Aunque
muchos libros de texto representan los riñones directamente enfrente uno del otro, realmente el riñón
derecho está un poco más bajo que el izquierdo. Cada riñón humano contiene aproximadamente 1,2
millones de nefróns, las unidades funcionales del riñón. Cada nefrón se compone de un corpúsculo renal
y de un túbulo renal. El corpúsculo renal consiste en un penacho de capilares, denominado glomérulo,
que está encerrado por una cápsula llena de líquido denominada cápsula de Bowman. Una arteriola
aferente proporciona sangre al glomérulo. A medida que la sangre atraviesa los capilares glomerulares,
el plasma sin proteínas se filtra hacia la cápsula de Bowman, un proceso denominado filtración
glomerular. Depués, una arteriola eferente drena el glomérulo de la sangre restante. El líquido filtrado
fluye desde la cápsula de Bowman hasta el comienzo del túbulo renal, denominado túbulo contorneado
proximal, sigue después hasta el túbulo recto proximal, seguido por el asa de Henle, una curva en forma
de horquilla en «U». El líquido filtrado fluye luego al túbulo contorneado distal antes de alcanzar el
túbulo conector (connecting tubule) y el conducto colector, donde se recoge la orina. El túbulo distal y
el conducto colector están formados por dos tipos de células: las células principales y las células
intercaladas. Las células principales reabsorben Na + yagua y secretan K+. Las células intercaladas
secretan H+ o HC03 - y son, por lo tanto, muy importantes en la regulación del equilibrio ácido/base.
Filtración Glomerular
La sangre entra en el glomérulo desde la arteriola aferente. Las fuerzas de Starling (los gradientes de
presión hidrostática y osmótica) conducen al plasma sin proteínas desde la sangre, a través de las
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
43
2013
paredes de los capilares glomerulares hasta la cápsula de Bowman. Lafiltración glomeruínr es un índice
de la función del riñón. En los seres humanos, la filtración oscila entre 80 y 140 ml/min, de modo que en
24 horas los glomérulos filtran alrededor de 180 litros de plasma. El filtrado que se forma está
desprovisto de partículas celulares y esencialmente no contiene proteínas. La concentración de sales y de
moléculas orgánicas es similar a la de la sangre. La producción normal de orina es 1-1,5 litros/24 horas.
La diferencia es reabsorbida por el organismo. Normalmente, solo se filtra cerca del 20% de la sangre
que entra en la nefrón, debido a la presión osmótica de la sangre (presión oncótica) y a la presión
hidrostática de los fluidos de la cápsula de Bowman. La filtración glomerular se puede alterar
cambiando la resistencia de la arteriola aferente, la presión de la arteriola eferente, o el tamaño de la
superficie de filtración, o por un proceso denominado autorregulación renal.
Una vez formado el filtrado, el nefrón debe reabsorber los materiales que necesita el organismo y
excretar los materiales innecesarios. Mientras que cada día se filtran hasta 180 litros, en la orina se
excretan menos del 1 % del agua filtrada, de cloruro sódico y de otros solutos. Más del 67% de esta
reabsorción tiene lugar en el túbulo contorneado proximal. El túbulo contorneado distal y el conducto
colector reabsorben aproximadamente el 7% del NaCl filtrado, secretan una cantidad variable de K+ y
de H+ y reabsorben una cantidad variable de agua. Es en esta parte distal de la nefrón donde actúan las
hormonas para reabsorber agua y electrólitos. La aldosterona regula la reabsorción de NaCl (y así
también su excreción). La ADH (hormona antidiurética) produce un incremento de la permeabilidad del
túbulo distal y del conducto colector, promoviendo la absorción de agua desde el líquido filtrado. La
ADH se considera la hormona más importante del organismo para regular el equilibrio hídrico.
En las tres primeras actividades te concentrarás en cómo el diámetro y la presión arteriales afectan a
la filtración glomerular y al volumen de orina. Del Menú Principal, selecciona Fisiología del Sistema
Renal (Renal System Physiology).
Pulsa Ayuda (Help) en la parte superior de la pantalla y selecciona después Globos Activos
(Balloons On). Mueve ahora tu ratón alrededor de la nefrón simulada en la parte amarilla de la pantalla.
Aparecerán etiquetas en las distintas partes de la nefrón a medida que pasas sobre ellas. Observa en
particular el glomérulo y la cápsula del glomérulo. Observa también el «tubo aferente» y el «tubo
eferente» a la izquierda del glomérulo --éstos representan las arteriolas aferente y eferente que llevan y
que drenan la sangre desde el glomérulo. Puedes ajustar el radio de cualquiera de estos tubos pulsando
sobre los botones (+) y (-) Junto a los tubos respectivos. También puedes ajustar la presión arterial del
recipiente de origen pulsando los botones (+) y (-) junto indicador de «Presión (mmHg)» (Pressure).
Una vez que hayas identificado todo el equipo de la pantalla, pulsa de nuevo Ayuda (Help) y
selecciona Glob Inactivos (Balloons Off) (no puedes seguir con el experimento a menos que las
etiquetas estén des activadas). En parte inferior izquierda de la pantalla hay dos recipientes. El
recipiente de la izquierda, al que llamaremos el «recipiente de origen», representa el suministo de
sangre que llega al nefrón. Cuando se pulsa el botón Iniciar (Start), la sangre fluirá desde el recipiente
de origen a la arteriola aferente y luego al grupo de pequeños tubos que representan el glomérulo. A
medida que la sangre atraviesa el glomérulo, verás cómo se produce la ultra filtración (ultrafiltración
significa la filtración desde el plasma de cualquier cosa, excepto las proteínas y las células). La sangre
entonces será drenada desde el glomérulo hasta el «recipiente de drenaje» junto al recipiente de origen.
En el extremo del tubo de la nefrón verás la formación de orina en un depósito pequeño en la parte
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
44
2013
inferior derecha de la pantalla. Para ver en acción un experimento de prueba de este proceso pulsa el
botón Iniciar (Start). Al final del experimento, pulsa Rellenar (Refill) debajo del recipiente de drenaje
antes de comenzar las actividades que siguen.
Pantalla de inicio del experimento de Simulación de la filtración glomerular.
Actividad 1
Efecto del diámetro de la arteriola sobre la filtración glomerular
En esta actividad investigarás cómo los diámetros de las arteriolas aferente y eferente que conducen
hacia y desde el glomérulo pueden afectar a la filtración glomerular.
1. El indicador del radio aferente (Afferent Radius) debe fijarse a 0.50 mm y el del radio eferente
(Efferent Radius) a 0.45 mm. Si no lo están, utiliza los botones (+) o (-) junto a los indicadores de los
radios para ajustarlos.
2. Asegúrate de que el recipiente de la izquierda está lleno. Si no lo está, pulsa el botón Rellenar
(Refill).
3. El indicador de presión (Pressure (mmHg)) que se encuentra sobre el recipiente de la izquierda
debería marcar 90 mm Hg. Si no es así, pulsa los botones (+) o (-) junto al indicador para ajustarlo.
4. Pulsa el botón Iniciar (Start). Observa los indicadores de la presión glomerular (Glomerular
Pressure) y de la filtración glomerular (Glomerular Filt. Rate) en la parte superior derecha de la pantalla
a medida que la sangre atraviesa la nefrón, así como el indicador del volumen de orina (Urine Volume)
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
45
2013
en la parte inferior derecha de la pantalla.
5. Después de que el recipiente de drenaje se haya llenado de sangre, pulsa Guardar Datos (Record
Data). Estos serán tus datos de referencia para esta actividad.
6. Pulsa el botón Rellenar (Refill).
7. Aumenta el radio aferente (Afferent Radius) en 0.05 mm y repite los pasos 3 a 6, asegurándote de
pulsar Guardar Datos (Record Data) al final de cada experimento. Mantén el resto de variables en sus
valores originales. Continúa repitiendo la actividad hasta que hayas alcanzado el radio aferente (Afferent
Radius) máximo de 0.60 rnm.
Compara estos datos con tus datos de referencia. ¿Cómo afectó el aumento del radio de la arteriola
aferente a la filtración glomerular?
8. Reduce el radio de la arteriola aferente (Afferent Radius) hasta 0.30 rnm y pulsa Iniciar (Start).
En estas condiciones, ¿fluye el líquido a través del nefrón?
¿Cuál es la filtración glomerular?
¿Cómo es esta filtración comparada con tus datos de referencia, y por qué?
9. Utilizando la simulación, diseña y realiza un experimento para probar los efectos del aumento o de la
disminución del radio eferente (Efferent Radius).
¿Cómo afectó el aumento del radio eferente a la filtración glomerular?
¿Cómo afectó la disminución del radio eferente a la filtración glomerular?
¿Cuál podría ser la causa fisiológica de un cambio en el radio de la arteriola aferente o eferente?
Actividad 2:
Efecto de la Presión sobre la filtración glomerular
A continuación, investigarás el efecto de la presión arterial sobre la filtración glomerular.
1. Bajo el indicador de Conjunto de Datos (Data Sets), resalta Presión (Pressure). Esto te permitirá
guardar tus datos en una nueva ventana de conjunto de datos. Siempre puedes recuperar tus datos de la
actividad anterior resaltando el conjunto de datos Aferente (Afferent).
2. Asegúrate de que el recipiente de origen está lleno de sangre y el recipiente de drenaje está vacío. Si
no es así, pulsa Rellenar (Refill).
3. Ajusta el indicador de presión (Pressure (mm Hg)) (encima del recipiente de origen) a 70 mm Hg.
Fija el radio aferente (Afferent Radius) a 0.50 mm y el radio eferente (Efferent Radius) a 0.45 mm.
4. Pulsa el botón Iniciar (Start). Observa los indicadores de Presión Glomerular tGlomerular Pressure)
y de Filtración Glomerular (Glomerular Filtration Rate) en la parte superior derecha de la pantalla.
5. Cuando hayas finalizado el experimento, pulsa el botón de Guardar Datos (Record Data). Estos son
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
46
2013
tus datos de referencia.
6. Aumenta la presión (Pressure (mm Hg)) en 5 mmHg y repite el experimento. Continúa aumentándola
de 5 en 5 rnm y repitiendo el experimento hasta que hayas alcanzado la presión máxima de 100 mmHg.
Asegúrate de pulsar Guardar Datos (Record Data) y Rellenar (Refill) después de cada experimento.
¿Qué le sucedió a la presión en el glomérulo a medida que aumentabas la presión?
¿Qué ocurrió con la filtración glomerular? Compara el volumen de orina de tus datos de referencia con
el volumen de orina cuando aumentaste la presión.
¿Cómo cambió el volumen de orina?
¿Por qué podría considerarse beneficioso para el organismo un incremento del volumen de orina?
Actividad 3.
Efectos Combinados
En la primera actividad te fijaste en el diámetro de la arteriola y su papel en la filtración glomerular.
Después examinaste el efecto de la presión sobre la filtración glomerular. En el cuerpo humano, ambos
efectos se producen simultáneamente. En esta actividad investigarás los efectos combinados de los
cambios en el diámetro de la arteriola y en la presión sobre la filtración glomerular.
1. Bajo la ventana de Conjunto de Datos (Data Sets), resalta Combinado (Combined). Esto te permitirá
guardar tus datos en una nueva ventana de conjunto de datos. Siempre puedes recuperar tus datos de las
actividades anteriores resaltando el conjunto de datos Aferente (Afferent) o el conjunto de datos Presión
(Pressure).
2. Fija la presión (Pressure (mmHg)) a 90 mmHg, el radio de la arteriola aferente (Afferent Radius) a
0.50 mm, y el radio de la arteriola eferente (Efferent Radius) a 0.45 mm.
3. Pulsa el botón Iniciar (Start) y deja que se complete el experimento. Pulsa entonces Guardar Datos
(Record Data). Estos son tus datos de referencia.
4. Pulsa Rellenar (Refill).
5.Disminuye la presión (Pressure (mmHg)) hasta 80 mmHg. Mantén el radio de la arteriola aferente
(Afferent Radius) en 0.50 y el radio de la arteriola eferente (Efferent Radius) en 0.45 mm.
6. Pulsa el botón Iniciar (Start) y deja que se complete el experimento. Pulsa entonces Guardar Datos
(Record Data).
7. Pulsa Rellenar (Refill).
¿Qué sucedió con la filtración glomerulai y con el volumen de orina después de reducir la presión?
¿Cómo podrías ajustar el radio aferente o eferente para compensar el efecto de la reducción de presión
sobre la filtración glomerular y sobre el volumen de orina? Utiliza la simulación para decidir tu
respuesta.
8. A continuación, pulsa el botón cuadrado de la válvula que se encuentra sobre el conducto colector
(que actualmente indica «válvula abierta» (valve open)). Ahora la válvula debe indicar «válvula
cerrada» (valve closed).
9. Pulsa Iniciar (Start). Al final del experimento pulsa Guardar Datos (Record Data).
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
47
2013
¿Qué cambios se observan en el funcionamiento de la nefrón cuando la válvula está cerrada?
¿Por qué se observaron estos cambios?
¿Es funcional el riñón cuando la filtración glomerular es cero? Explica tu respuesta.
¿Cuál es el principal «ingrediente» que se necesita eliminar de la sangre?
Los estudios sobre el envejecimiento han demostrado que algunas nefróns pueden fallar a medida que
envejecemos. ¿Será esto un problema en lo que se refiere a la formación de la orina?
Si la presión arterial disminuyera -por ejemplo, como resultado de la pérdida de sangre ¿qué cambios
necesitaría hacer el riñón para mantener su filtración normal?
SIMULANDO LA FORMACIÓN DE ORINA
La reabsorción es el movimiento de los solutos y del agua filtrada desde la luz de los túbulos
renales nuevamente hacia el plasma. Sin la reabsorción excretaríamos los solutos y el agua que necesita
nuestro organismo. En la siguiente actividad examinarás el proceso de reabsorción pasiva que se
produce mientras el líquido filtrado viaja a través de un nefrón y se va formando orina.
Pulsa Experimento (Experiment) en la parte superior de la pantalla y selecciona Simulando la
Formación de Orina tSimulating Urine Formation. El espacio amarillo claro que rodea a la nefrón de
color amarillo oscuro representa el espacio intersticial entre la nefrón y los capilares peritubulares que
se ramifican desde la arteriola eferente. El movimiento de solutos yagua desde los túbulos renales al
espacio intersticial depende del gradiente de concentración --es decir, la diferencia entre la
concentración de solutos en los túbulos y la concentración de solutos en el espacio intersticial. Observa
el indicador de Cone. Grad. (mosm) (Gradiente de Concentración) cerca de la parte inferior de la
pantalla. Pulsando los botones (+) y (-) que hay junto a este indicador y después pulsando Aplicar
(Dispense), puedes ajustar la concentración de solutos del espacio intersticial. Cuando pulsas Iniciar
(Starti, el líquido filtrado comenzará a fluir a través de la nefrón, y los solutos y el agua se moverán
desde los túbulos al espacio intersticial y de ahí a los capilares peritubulares, .completando el proceso de
la reabsorción. Observa que los capilares no se muestran en la pantalla.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
48
2013
Pantalla de inicio del experimento de Simulación de la formación de orina
Observa también las dos botellas cuentagotas en la parte derecha de la pantalla, que contienen las
hormonas aldosterona (Aldosterone) y ADH (hormona antidiurética). Para la primera actividad te
ocuparás solamente de la ADH, que aumenta la permeabilidad al agua del tú bulo contoneado distal y
del conducto colector de la nefrón. Cerca de la parte inferior izquierda de la pantalla observarás un
Detector (Probe). Cuando el detector se ponga rojo, puedes pulsar sobre él y arrastrarlo sobre las
diferentes partes de la nefrón y sobre el recipiente, para medir la concentración de solutos en ese
momento. Finalmente, observa el equipo para añadir transportadores de glucosa en la misma parte
superior de la pantalla. Explicaremos este equipo en la Actividad 5, cuando estudies la reabsorción de
glucosa.
Actividad 4.
Efecto del gradiente de soluto sobre la concentración de la orina
1. Asegúrate de que esté resaltado Gradiente (Gradient) dentro de la ventana de Conjunto de Datos
(Data Sets).
2. Pulsa y arrastra el tapón del cuentagotas de la botella de ADH y suéltalo en la parte superior del tapón
gris, directamente encima del lado derecho de la nefrón. El tapón se abrirá y la ADH goteará sobre el
conducto colector. Después se cerrará el tapón.
3. La ventana de Conc. Grad. (mosm) (Gradiente de Concentración) debe indicar 300. Si no es así,
utiliza los botones (+) o (-) para ajustarlo.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
49
2013
4. Pulsa Aplicar (Dispense) para añadir la concentración de 300 mosm al fluido intersticial. Es
importante observar que éste es también el valor típico de la concentración sanguínea de solutos.
5. Pul a Iniciar (Start) y deja que la sangre atraviese el sistema. Observa el Detector (Probe) en la parte
inferior izquierda de la pantalla. Cuando se ponga rojo, pulsa sobre él y arrástralo hasta encima del
depósito que recoge la orina para medir la concentración de solutos en ella. El valor aparecerá en la
ventana de Concentración (Concentration) al lado de la localización original del detector.
6. Al final del experimento, pulsa Guardar Datos (Record Data).
7. Aumenta el gradiente de concentración en 300 mosm (es decir, fíjalo a 600 mosm) y repite el
experimento. Recuerda añadir ADH al conducto colector antes de pulsar Iniciar (Start). Continúa
aumentando el gradiente de 300 en 300 mosm y repitiendo el experimento hasta que alcances 1200
mosm, el valor normal de la concentración intersticial de solutos en el riñón. Asegúrate de pulsar
Guardar Datos (Record Data) después de cada experimento.
¿Cómo varió la concentración de solutos de la orina a medida que aumentaba el gradiente de
concentración del fluido intersticial?
¿Qué le sucedió al volumen de orina a medida que aumentaba el gradiente de concentración? ¿Por qué?
Al aumentar el gradiente de concentración, ¿qué le estás haciendo a la orina que se está formando?
Haz una predicción sobre qué le sucedería al volumen de orina si no añadieras ADH al conducto
colector.
Actividad 5.
Reabsorción de Glucosa
La glucosa no es una molécula muy grande, y como tal se filtra fácilmente desde del plasma hacia la
cápsula de Bowman como parte del líquido filtrado. Para asegurarse de que la glucosa sea reabsorbida
hacia el organismo, de modo que pueda constituir el material inicial del metabolismo, existen en el
nefrón transportadores de glucosa. Hay un número finito de transportadores en cada célula, de forma
que si se ingiere demasiada glucosa, no toda ella será reabsorbida hacia el organismo. La glucosa es
absorbida mediante un transporte activo secundario, cuya «energía» procede del gradiente creado por el
transporte de sodio. Los transportadores que trasladan estas moléculas a través de la membrana on
proteínas incrustadas en la membrana celular. En esta actividad examinarás el efecto de los tran
portadores de glucosa sobre su reabsorción.
1. Resalta Glucosa (Glucos.e) en la ventana de Conjunto de Datos (Data Sets).
2. Fija el Conc. Grad. (mosm) (Gradiente de Concentración) en 1200 y pulsa Aplicar (Dispense).
Recuerda que 1200 es el valor normal de la concentración de solutos en el riñón.
3. Pulsa Iniciar (Start).
4.Pulsa Guardar Datos (Record Data) al final del experimento. Éste servirá como «control», sin
transportadores de glucosa. Observa que tampoco se ha añadido ADH -te centrarás en la ausencia o la
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
50
2013
presencia de transportadores de glucosa.
5. En la parte superior de la pantalla pulsa el botón (+) hasta que la ventana de Transportadores de
Glucosa (Glucose Carriers) indique 100. Pulsa entonces Añadir Transportadores (Add Carrier)
6. Pulsa Iniciar (Start).
7. Al final del experimento, pulsa Guardar Datos (Record Data).
8. Continúa aumentando el número de transportadores de glucosa de 100 en 100 y repitiendo el
experimento hasta que hayas alcanzado el máximo número de transportadores, 500. Asegúrate de
aplicar el gradiente de concentración antes de comenzar cada experimento, y de pulsar Guardar Datos
(Record Data) después de cada uno de ellos.
¿Qué le sucede a la concentración de glucosa a medida que añades transportadores de glucosa al
sistema?
¿En qué punto la concentración de glucosa en la orina es cero?
Una persona con diabetes tipo 1 no puede sintetizar insulina, y una persona con diabetes tipo II no
responde a la insulina que sintetiza. En cualquier caso, la persona diabética es incapaz de absorber
glucosa hacia su organismo. ¿Qué esperarías encontrar en la orina de una persona diabética? ¿Por qué?
Actividad 6.
Efecto de las hormonas sobre la reabsorción
Ahora debes entender cómo se produce la filtración y cómo está controlada. Debes comprender
el movimiento pasivo de solutos y el papel de los transportadores de glucosa en su reabsorción. A
continuación, examinarás las acciones de las hormonas sobre la nefrón, la mayoría de las cuales tienen
lugar en el conducto colector.
La hormona antidiurética (ADH) está influida por la osmolalidad (la concentración de una
solución expresada en osmoles de partículas de soluto por kilogramo de solvente) de los fluidos
corporales así como por el volumen y la presión del sistema cardiovascular. Un cambio de un 1 % en la
osmolalidad corporal hará que se segregue esta hormona. Su cción principal es aumentar la
permeabilidad al agua del túbulo distal y del conducto colector de modo que se absorba más agua hacia
el organismo. La ADH se une a los receptores de las células principales para producir esta reacción
abriendo acuaporinas, o canales de agua en la membrana apical, Sin absorción de agua, el organismo se
deshidrataría rápidamente. En condiciones normales el riñón regula estrechamente la cantidad de agua
excretada para mantener el equilibrio hídrico del organismo. La entrada de agua al organismo debe ser
exactamente igual a su pérdida. Si la toma de agua es baja, o si ha habido una pérdida de fluidos del
organismo, los riñones funcionan para conservar el agua haciendo la orina muy hiperosmótica (con una
concentración de solutos relativamente elevada) con respecto a la sangre. Si ha habido una gran entrada
de líquido, la orina es más hipoosmótica. En el individuo normal, la osmolalidad de la orina varía desde
50 hasta 1200 miliosmoles/kg de agua. La osmolalidad del organismo se debe mantener dentro de
límites muy estrechos.
La aldosterona es una hormona de la corteza suprarrenal que está bajo el control del sistema
renina-angiotensina. Una disminución de la presión arterial es detectada por las células de la arteriola
aferente y desencadena la liberación de renina. La renina actúa como una enzima proteolítica, haciendo
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
51
2013
que el angiotensinógeno se convierta en angiotensina I. Las células endoteliales tienen una enzima,
denominada enzima convertidora, que convierte la angiotensina I en angiotensina II. La angiotensina II
actúa sobre la corteza suprarrenal para inducirla a que segregue la aldosterona. La aldosterona actúa
sobre el conducto colector del riñón para estimular la captación de sodio desde el líquido filtrado hacia
el organismo y la liberación de potasio desde el organismo. Unido a la adición de ADH, este cambio de
electrólito también hace que se reabsorba más agua hacia la sangre, dando como resultado un
incremento de la presión arterial.
1. Resalta Hormona (Hormone) dentro de la ventana de Conjunto de Datos (Data Sets).
2. Fija el número de Transportadores de Glucosa (Glucose Carriers) en cero y pulsa Aplicar
(Dispense) para asegurarte de que ningún transportador de la actividad anterior continúa activo.
3. Fija el Conc. Grad. (mosm) (Gradiente de Concentración) en 1200 y pulsa Aplicar (Dispense).
4. Pulsa Iniciar (Start). Al final del experimento pulsa Guardar Datos (Record Data). Éste es tu
experimento «control» y tus datos de referencia.
5. Pulsa y arrastra el tapón del cuentagotas de la botella de aldosterona y suéltalosobre el tapón gris,
directamente encima del lado derecho de la nefrón. El tapón se abrirá y la aldosterona goteará sobre el
conducto colector.
6. Pulsa Iniciar (Start). Al final del experimento, pulsa Guardar Datos (Record Data).
7. Pulsa y arrastra el tapón del cuentagotas de la botella de ADH y suéltalo sobre el tapón gris,
directamente encima del lado derecho de la nefrón. El tapón se abrirá y la ADH goteará sobre el
conducto colector.
8. Pulsa Iniciar (Start). Al final del experimento pulsa Guardar Datos (Record Data).
9. Para tu cuarto experimento, aplica sobre el conducto colector tanto la ADH como la aldosterona.
Debes ver aparecer una línea amarilla contorneando el conducto colector.
10. Pulsa Iniciar (Start). Al final del experimento, pulsa Guardar Datos (Record Data).
¿Qué hormona tiene el mayor efecto sobre el volumen de orina? ¿Por qué?
¿Cómo influye la adición de aldosterona a la concentración de potasio en la orina?
¿Cómo afecta la adición de ADH a la concentración de potasio en la orina? Este efecto ¿es comparable
al efecto de añadir aldosterona?
¿Cómo afecta añadir ambas hormonas a 1) la concentración de la orina, 2) el volumen de orina y 3) la
concentración de potasio?
Si no se utilizara ADH, ¿cómo variaría la concentración de la orina? Razona tu respuesta
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
52
2013
SEMINARIO DE FISIOLOGÍA ENDOCRINA
1.- Si en un animal de experimentación, se hace una sección a nivel de los vasos portales: ¿Qué pasará
con la secreción de hormonas hipofisiarias? ¿Por qué?.
2.- ¿Cómo es el modelo general de control de la secreción de hormonas adenohipofisiarias?.
3.- Actualmente el Ministerio de Salud tiene implementado un programa de búsqueda masiva de
hipotiroidismo congénito y fenilcetonuria, que se aplica a todos los recién nacidos que nacen en los
hospitales públicos del país. En Chile, para detectar el hipotiroidismo congénito se extrae una gota de
sangre del talón y mediante técnicas de radioinmunoanálisis (RIA), se cuantifica TSH, siendo sus
valores normales hasta 20 mUI/ml.
a) ¿Qué es el Hipotiroidismo Congénito?
b) ¿Por qué se puede utilizar la cuantificación de TSH para pesquisar esta patología?
c) ¿Por qué los niños afectados con esta patología tienen niveles de TSH altos?
d) ¿Cómo se encontrarán los niveles plasmáticos de T3 y T4 en estos niños?
e) ¿Por qué es importante prevenir esta enfermedad?
f) Qué manifestaciones se observan a nivel del sistema nervioso central en los niños afectados por esta
patología? ¿Cuál cree Ud. que sería el tratamiento?
4.- Un individuo normal fue sometido a las siguientes condiciones experimentales:
- Se le administró en ayunas 75 g de glucosa por vía oral y se le determinó la glicemia en función del
tiempo. Los valores encontrados fueron:
Basal: 80 mg/dl
60 min.: 170 mg/dl
120 min.: 110 mg/dl
180 min.: 95 mg/dl
-Al día siguiente se le administró igual cantidad de glucosa por vía endovenosa. En este caso los valores
encontrados fueron:
Basal: 85 mg/dl
60 min.: 175 mg/dl
120 min.: 150 mg/dl
180 min.: 120 mg/dl
Grafique los resultados en cada caso.
a) ¿A qué se deben las diferencias observadas entre las dos condiciones experimentales?
b) ¿Cómo es la respuesta de un diabético frente a una carga oral de glucosa?
c) ¿Cuál es la importancia de la mantención de la glicemia?
e) ¿Qué hormonas participan en este proceso? Indique los efectos sobre el metabolismo intermediario
que poseen tales hormonas y los tejidos sobre los cuales actúan.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
53
2013
5. El gráfico muestra un test de tolerancia a la glucosa realizado en una persona que presenta
hipoglicemia reactiva.
a) ¿Todas las personas presentan este tipo de hipoglicemia reactiva?
b) ¿Cuál es la causa de esta respuesta a la ingesta de glucosa?
c) ¿Cómo cree Ud. que debería ser normalmente, la ingesta de carbohidratos en esta persona?
d) ¿Por qué se debe evitar caer en un estado de hipoglicemia como la que presenta este paciente?
6. Algunos fármacos hipoglicemiantes utilizados en el tratamiento de pacientes diabéticos son
bloqueadores de canales de potasio sensibles a ATP. En el contexto del mecanismo de acoplamiento
estímulo- secreción de insulina ¿cómo es que estos fármacos podrían estimular la secreción de insulina?
7. ¿Cuáles son las hormonas que influyen en el crecimiento normal y cuál es su función?
8. ¿La hormona del crecimiento aumenta directamente la velocidad de desarrollo en los niños?
9. Clasifique las acciones biológicas directas de la hormona del crecimiento sobre el tejido adiposo,
músculos e hígado.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
54
2013
LABORATORIO Nº10: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA
TEST DE TOLERANCIA A LA GLUCOSA
INTRODUCCION
La prueba de la glucosa en sangre sirve para conocer la cantidad de glucosa en sangre justo en el
momento de la obtención de la muestra. Se utiliza tanto para detectar hiperglicemias como
hipoglicemias y para diagnosticar la diabetes. La glucosa sanguínea puede medirse en estado de
ayuno (obtención después de 8 a 10 horas de ayuno), aleatoriamente (en cualquier momento), post-
prandial (después de una comida), y/o formando parte de un test de tolerancia oral a la glucosa (TOG).
Un test de TOG no es más que una serie de determinaciones de glucosa. Debe determinarse ante todo
una glucosa en ayunas; entonces el paciente bebe una cantidad estándar de una solución de glucosa para
poner a prueba su sistema. A continuación se solicitan una o más determinaciones de glucosa a
intervalos específicos para controlar los niveles de glucosa a lo largo del tiempo. El test de TOG puede
solicitarse como ayuda en el diagnóstico de una diabetes y como una prueba de seguimiento ante
una glucosa en sangre aumentada. La American Diabetes Association recomienda estudiar la glucosa en
ayunas o bien el test de TOG para diagnosticar una diabetes pero dice que la prueba debe repetirse al
cabo de un tiempo, para poder confirmar el diagnóstico de diabetes.
Niveles elevados de glucosa suelen indicar diabetes, pero existen muchas otras situaciones
y enfermedades que pueden también causar aumentos de glucosa en sangre. En la tabla siguiente se
resume el significado de los resultados obtenidos, basándose en las recomendaciones de práctica clínica
de la American Diabetes Association. Tabla 1.
Tabla 1. Interpretación de los resultados obtenidos en el Test de Tolerancia a la glucosa.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
55
2013
OBJETIVO GENERAL
Diagnosticar diabetes y se realiza en toda persona con glicemia basal entre 110 y 126 mg/dl, valoración
del postparto de gestantes con diabetes gestacional o en estudios epidemiológicos.
MATERIALES
Sobrecarga de Glucosa (75gr)
Glucotex
Lancetas
IMPORTANTE
Para el desarrollo de esta actividad practica es necesario que un integrante de cada grupo de trabajo este
en ayunas de al menos 10-12 hrs.
RIESGO FRECUENTE
El riesgo más frecuente consiste en tener nauseas e incluso llegar a vomitar con lo que la prueba
quedaría anulada.
PROCEDIMIENTO
El test consiste en la administración de glucosa por vía oral y medición del aumento de la
glicemia durante dos horas. Se administrará 75 g (1,75 g/kg de peso en niños) de glucosa oral. Se
extraerá sangre en situación basal y cada media hora posterior a la administración de la sobrecarga de
glucosa. El paciente deberá permanecer en reposo.
ANALISIS DE LA ACTIVIDAD
2. Anotar en la siguiente tabla los valores obtenidos de glicemia en cada uno de los tiempos
establecidos, según la tabla:
Tiempo mg/dL
0 Basal
30´
1 h
1.5 h
2.0 h
2.5
3. Graficar glicemia (mg/dl) v/s tiempo (hrs.). Analizar y discutir el grafico obtenido.
Si el nivel de glucosa a las dos horas es inferior a 140mg/dl el paciente es normal, si a las dos
horas, el valor es mayor o igual a 200 mg/dl la situación del paciente es patológica. Para valores entre
140 y 200 mg/dl se considera intolerancia oral a la glucosa.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
56
2013
PARA INVESTIGAR:
1. ¿Por qué dentro de la técnica del test de tolerancia a la glucosa se utiliza una sobre carga de 75
gr. de glucosa?
2. ¿Explique los mecanismos fisiológicos por los cuales al cabo de 1 hora se logra normalizar la
glicemia?
3. ¿Cómo sería esta grafica en los siguientes casos: diabetes tipo 1, diabetes tipo 2, intolerancia a la
glucosa y diabetes gestacional?
4. Averiguar la diferencia de realizar el test en sangre total y en plasma.
NOTA: Consultar valoresnormales.com
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
57
2013
LABORATORIO Nº11: PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA PROCESOS FÍSICOS Y QUÍMICOS DE LA DIGESTIÓN Objetivos: 1. Definir tracto digestivo, glándulas accesorias, digestión, hidrolasas, amilasa salival, carbohidratos, proteínas, lípidos, sales biliares, pepsina y lipasa. 2. Comprender las principales funciones y procesos del sistema digestivo. 3. Comprender la especificidad de la acción enzimática. 4. Explicar el efecto de la temperatura y del pH sobre la actividad enzimática. 5. Identificar las tres categorías principales de moléculas alimenticias. 6. Explicar cómo puede determinarse la actividad enzimática con ensayos enzimáticos. 7. Identificar las principales enzimas, sustratos y productos de la digestión de carbohidratos, proteínas y grasas. El sistema digestivo, también denominado sistema gastrointestinal, consta de un tracto digestivo y las
glándulas accesorias que segregan enzimas y los fluidos necesarios para la digestión. El tracto digestivo
incluye la boca, la faringe, el esófago, el estómago, el intestino delgado, el colon, el recto y el ano. Las
funciones principales del sistema digestivo son inferir el alimento, romperlo en sus componentes más
simples, extraer los nutrientes de estos componentes para su absorción corporal y eliminar los
deshechos.
La mayoría de los alimentos que consumimos no se pueden absorber hacia nuestra circulación
sanguínea sin que primero se rompan en partículas más pequeñas. La digestión es el proceso de rotura
en tracto digestivo de las moléculas de alimento en otras más pequeñas con la ayuda de enzimas. Las
enzimas digestivas son hidrolasas: catalizan (aceleran) la adición de agua a las moléculas de alimento
para romperlas en subunidades más pequeñas. Por ejemplo, cuando dos aminoácidos se unen para
formar una proteína, un grupo –OH- es eliminado del extremo carboxilo de un aminoácido y un –H
+ es
eliminado del grupo amino del segundo aminoácido para formar un enlace dipéptido entre los dos
aminoácidos y además agua. Para romper esta proteína, una enzima digestiva cataliza la adición de agua
al enlace dipéptido, rompiendo el enlace para restaurar el grupo carboxilo del primer aminoácido y el
grupo amino del segundo aminoácido, escindiendo eficazmente la proteína en dos subunidades de
aminoácido. Una vez que una molécula de alimento se rompe en sus componentes mas simples, estos se
absorben a través de las células epiteliales que revisten el tracto intestinal y entran en la circulación
sanguínea.
Además de ser hidrolasas, las enzimas digestivas son específicas de sustrato -funcionan sobre
algunas sustancias pero no sobre otras. Por ejemplo, la amilasa salival e una enzima de la saliva que
rompe el almidón (que se encuentra en alimentos como el maíz, las patatas, el pan y la pasta) y el
glucógeno (almidón animal), pero no la celulosa (que se encuentra en las paredes celulares de las
plantas), aunque la celulosa se compone de glucosa, al igual que el almidón y el glucógeno.
La temperatura y el pH son dos factores que desempeñan un papel clave en la eficacia de las
enzimas digestivas. Un aumento en la temperatura puede hacer que una reacción se acelere, ya que las
moléculas se muevan más rápidamente y entonces se incrementa el contacto con la enzima; sin embargo,
una temperatura demasiado alta alterará las uniones moleculares que estabilizan la configuración de la
enzima, causando su desnaturalizacion (es decir, experimenta un cambio estructural que impide su
función). Además, cada enzima tiene un pH óptimo en el cual es más activa. Dentro del rango de pH
óptimo, la enzima funcionará según lo esperado; más allá de este pH, la enzima no tendrá efecto.
La mayoría de las moléculas alimenticias se pueden incluir en una de las siguientes categorías:
carbohidratos, proteínas o lípidos. Los carbohidratos son la fuente principal de calorías para la mayoría
de las personas e incluyen la glucosa, las azúcares y el almidón. Antes de ser absorbidos hacia la sangre,
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
58
2013
los carbohidratos más grandes se rompen en monosacáridos (azúcares simples, tales como glucosa). Las
proteínas son muy importantes para el crecimiento, especialmente entre la gente joven. Las proteínas se
rompen en aminoácidos antes de ser absorbidas por el organismo para construir nuevas proteínas. Los
lípidos, la mayoría de los cuales son triglicéridos (1os componentes principales de grasas y de aceites)
no son solubles en agua y por ello plantean problemas especiales para la digestión. La lipasa, la enzima
que actúa sobre los lípidos, es hidrolítica (como todas las enzimas digestivas) y solo puede actuar en la
superficie de las gotas de lípidos porque estos son insolubles en agua. Para aumentar la velocidad de
digestión por la lipasa, los lípidos primero son emulsionados (se rompen en gotas más pequeñas) con la
ayuda de las sales biliares, derivadas del colesterol. La emulsión da lugar a gotas más pequeñas con
áreas superficiales más grandes, haciendo más fácil que la lipasa se una a los sustratos y digiera los
lípidos. Las sales biliares también forman micelas, que ayudan a la absorción de los productos de la
digestión de los lípidos: ácidos grasos y monoglicéridos.
Amilasa
Observa las 11 botellas cuentagotas en el cuadrante superior derecho de la pantalla. Prepararás tubos de
ensayo conteniendo varias combinaciones del contenido de las botellas. Debajo de las botellas
cuentagotas hay una unidad de incubación que te permitirá hervir, congelar e incubar los tubos de
ensayo. El armario cenado en el cuadrante superior izquierdo de la pantalla es un armario de análisis,
que contiene los productos químicos que añadirás a tus tubos de ensayo experimentales para interpretar
los resultados de la prueba. Debajo del armario de análisis hay un lavador de tubos de ensayo (Test Tube
Washer) donde depositarás los tubos de ensayo usados. Junto a él hay un aparato distribuidor de tubos
de ensayo, donde pulsarás sobre los tubos de ensayo y los arrastrarás a los soportes en la unidad de
incubación, donde los prepararás para la experimentación. A lo largo de la parte inferior de la pantalla
está el módulo de registro de datos, donde guardarás tus datos experimentales.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
59
2013
Actividad 1.
Amilasa salival y almidón
La digestión del almidón comienza en la boca con la acción de la amilasa salival, que es segregada por
las glándulas salivales. La amilasa salival rompe el almidón en maltosa, un disacárido formado por dos
moléculas de glucosa. Así, la presencia de maltosa en una muestra experimental indicaría que se ha
producido la digestión del almidón.
Tus objetivos en este experimento son probar lo efectos de la amilasa sobre el almidón, determinar el pH
óptimo al que actúa la amilasa y observar los efectos de la temperatura sobre la actividad enzimática.
1. Pulsa sobre el tubo de ensayo que cuelga más cerca de la incubadora, arrástralo a la ranura número 1
en la parte superior de la incubadora y suelta el botón del ratón. El tubo de ensayo se colocará en su
lugar. Repite esta acción, llenando la ranura número 2, la ranura número 3, etcétera, hasta que las siete
ranuras en la parte superior de la incubadora contengan tubos ensayo.
2. Llena tus siete tubos de ensayo con tres sustancias cada uno, tal como sigue:
- Tubo de ensayo 1: almidón (Starch), agua desionizada (Deionized Water), tampón pH 7.0 (PH 7.0
Buffer)
- Tubo de ensayo 2: amilasa (Amylase), agua desionizada (Deionized Water), tampón pH 7.0 (PH 7.0
Buffer)
- Tubo de ensayo 3: almidón (Starch), amila a (Amylase), tampón pH 7.0 (PH 7.0 Buffer)
- Tubo de ensayo 4: almidón (Starch), amilasa (Amylase), tampón pH 7.0 (PH 7.0 Buffer)
- Tubo de ensayo 5: maltosa (Maltose), agua desionizada (Deionized Water), tampón pH 7.0 (pH 7.0
Buffer)
- Tubo de ensayo 6: almidón (Starch), amilasa (Amylase), tampón pH 2.0 (pH 2.0 Buffer)
- Tubo de ensayo 7: almidón (Starch), amilasa
(Amylase), tampón pH 9.0 (pH 9.0 Buffer)
Para hacer esto, pulsa sobre el cuentagotas de la sustancia deseada, arrástralo encima del tubo de ensayo
correspondiente y suelta el botón del ratón.
3. Pulsa el número «3» debajo del tubo n.? 3. El tubo bajará en la unidad de incubación. Entonces pulsa
Hervir (Boil). El tubo hervirá y después volverá a subir. Observa que la única diferencia entre el tubo 3 y
el tubo 4 es que el tubo 3 ha hervido.
4. Asegúrate de que la temperatura de incubación está fijada a 37°C y el temporizador (Timer) está
fijado en 60 minutos. Si no es así, pulsa los botones (+) o (-) para ajustarlo.
5. Pulsa Incubar (lncubate). Los siete tubos de ensayo bajarán al interior de la unidad de incubación y
serán agitados suavemente mientras se incuban. Al final del periodo de incubación, los tubos volverán a
subir y la puerta del armario de análisis se abrirá.
Observarás que en el armario de análisis hay siete tubos de ensayo vacíos y dos botellas cuentagotas.
Las dos botellas cuentagotas contienen los reactivos de IKI y de Benedict. La prueba de IKI detecta la
presencia de almidón, mientras que la prueba de Benedict detecta la presencia de azúcares tales como
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
60
2013
glucosa o maltosa (que, como recordarás, son productos de la digestión del almidón). Añadirás estos
reactivos a tus siete tubos de ensayo experimentales para determinar si ha habido o no digestión.
6. Pulsa sobre el tubo de ensayo 1 de la ranura 1 de la incubadora. Verás cambiar el cursor a un tubo de
ensayo en miniatura. Arrástralo al borde del primer tubo del armario de análisis, después suelta el botón
del ratón. El contenido del tubo de ensayo en miniatura se vaciará en el tubo de análisis.
7. Repite el paso 6 para los tubos de ensayo restantes. Asegúrate de hacer esto secuencialmente; es decir,
haz el tubo de ensayo 2, después el tubo de ensayo 3, etcétera.
8. Una vez que las soluciones de cada uno de los tubos de la incubadora se han transferido a los tubos
del armario de análisis, pulsa sobre el tapón de la botella cuentagotas del reactivo de IKI, arrástralo a la
boca del primer tubo del armario de análisis y suelta el botón del ratón. Se verterán las gotas del reactivo
de IKI. Repite esto para todos los tubos de ensayo del armario de análisis y observa cualquier cambio de
color. Un color azul oscuro o gris indica una prueba positiva para el almidón; un color amarillo indica
una prueba negativa. Anota tus resultados de la prueba de IKI en la tabla que hay más adelante.
9. Después, pulsa sobre el tapón de la botella cuentagota de Benedict, arrástralo a la boca del tubo de
ensayo 1, (en la ranura 1 de la incubadora) y suelta el botón del ratón. Las gotas del reactivo de Benedict
se añadirán al tubo de ensayo. Repítelo para los restantes tubos de ensayo de la incubadora.
10. Después de que el reactivo de Benedict se haya añadido a cada tubo de ensayo, pulsa Hervir (Boil).
Todos los tubos de ensayo descenderán a la unidad de incubación, hervirán y volverán a subir. Examina
los cambios de color de los tubos. Un color verde, naranja o rojizo indican la presencia de maltosa,
considerando positivo el resultado de la prueba de Benedict. Un color azul indica que no hay maltosa y
el resultado de la prueba de Benedict se considera negativo. Anota tus datos en la Tabla l.
11. Pulsa Guardar Datos (Record Data) para guardar tus resultados de la pantalla. También puedes
pulsar Herramientas (Tools) y seleccionar Imprimir Datos (Print Data) para obtener una copia impresa
de tus resultados.
12. Pulsa y arrastra cada tubo de ensayo al lavador de tubos de ensayo (Test Tube Washer) y suelta el
botón del ratón. Lo tubos desaparecerán.
¿Cuál era el propósito de tubos1 y 2?
¿Qué puedes concluir de los tubos 3 y 4?
¿Qué indican los tubos 4, 6 y 7 sobre la actividad de amilasa y el pH?
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
61
2013
Tabla 1. Resultados de la Actividad 1 Tubo Nº 1 2 3 4 5 6 7
Sustancias Almidon
Agua
desionizada
Tampón pH
7.0
amilasa
Agua
desionizada
Tampón pH
7.0
Almidon
amilasa
Tampón
pH 7.0
Almidon
Agua
desionizada
Tampón pH
7.0
maltosa
Agua
desionizada
Tampón pH
7.0
Almidon
amilasa
Tampón
pH 2.0
Almidon
amilasa
Tampón
pH 9.0
Condiciones
de
incubación
37ºC 37ºC Hervido y
luego
incubado
a 37ºC
37ºC 37ºC 37ºC 37ºC
Prueba del
reactivo de
IKI
Prueba del
reactivo de
Benedict
¿Cuál es el pH óptimo para la actividad de la amilasa?
¿La amilasa actúa a pH diferentes al pH óptimo?
¿Cuál es el producto final de la digestión del almidón?
¿En qué tubos detectaste la presencia de maltosa al final del experimento?
¿Por qué la maltosa no estuvo presente en los otros tubos?
La amilasa salival sería desactivada casi por completo en el estómago. Sugiere una razón del porqué,
basada en lo que has aprendido en esta actividad.
Actividad 2.
Amilasa Salival y Celulosa
Si queda algún tubo de ensayo en la incubadora, pulsa sobre él y arrástralo al lavador de tubos de ensayo
(Test Tube Washer) antes de comenzar esta actividad.
En la actividad anterior aprendimos que la amilasa salival puede digerir el almidón. En esta actividad
investigaremos si la amilasa salival digiere o no la celulosa, una sustancia que se encuentra en la pared
celular de los vegetales. También investigaremos si las bacterias (tales como las que se encuentran en el
estómago de la vaca y de otros rumiantes) digerirán la celulosa y si la peptidasa (una enzima pancreática
que rompe los péptidos) digerirá el almidón.
l. Pulsa sobre el tubo de ensayo que cuelga más cerca de la incubadora, arrástralo a la ranura número 1
en la parte superior de la incubadora y suelta el botón del ratón. El tubo de ensayo se colocará en su
lugar. Repite esta acción, llenando la ranura número 2, la ranura número 3, etcétera, hasta que las siete
ranuras contengan tubos de ensayo.
2. Llena tus siete tubos de ensayo con tres sustancias cada uno, tal como sigue:
- Tubo de ensayo 1: amilasa (Amylase), almidón (Starch), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)
- Tubo de ensayo 2: amilasa (Amylase), almidón (Starch), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)
- Tubo de ensayo 3: amilasa (Amylase), glucosa (Glucose), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)
- Tubo de ensayo 4: amilasa (Amylase), celulosa (Cellulose), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)
- Tubo de ensayo 5: amilasa (Amylase), celulosa (Cellulose), agua desionizada (Deionized Water)
- Tubo de ensayo 6: peptidasa (Peptidase), almidón (Starch), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)
- Tubo de ensayo 7: bacterias (Bacteria), celulosa (Cellulose), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)
Para hacer esto, pulsa sobre el cuentagotas de la sustancia deseada, arrástralo encima del tubo de ensayo
correspondiente y suelta el botón del ratón.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
62
2013
3. Pulsa el número «1» debajo del tubo n.? 1. El tubo bajará a la unidad de incubación. Entonces pulsa
Congelar (Freeze). El tubo se congelará y después volverá a subir.
4. Asegúrate de que la temperatura de incubación está fijada a 37°C y el temporizador (Timer) está
fijado en 60 minutos. Si no es así, pulsa los botones (+) o (-) para ajustarlo.
5. Pulsa Incubar (lncubate). Los siete tubos de ensayo bajarán a la unidad de incubación y serán agitados
suavemente mientras se incuban. Al final del periodo de incubación, los tubos volverán a subir y se
abrirá la puerta del armario de análisis.
Observarás, de nuevo, que en el armario de análisis hay siete tubos de ensayo vacíos y las botellas
cuentagotas de los reactivos de IKI y de Benedict. Recuerda que la prueba de IKI detecta la presencia
del almidón, mientras que la prueba de Benedict detecta la presencia de glucosa o maltosa. Añadirás
estos reactivos a tus siete tubos de ensayo experimentales para determinar si ha habido o no digestión.
6. Pulsa sobre el tubo de ensayo n.? 1 de la ranura 1 de la incubadora. Verás cambiar el cursar a un tubo
de ensayo en miniatura. Arrástralo al borde del primer tubo en el armario de análisis, después suelta el
botón del ratón. El contenido del tubo de ensayo en miniatura se vaciará en el tubo de análisis.
7. Repite el paso 6 para los restantes tubos de ensayo. Asegúrate de hacer esto secuencialmente: es decir,
haz el tubo de ensayo n 2, después el tubo de ensayo n 3, etcétera.
8. Una vez que las soluciones de cada uno de los tubos de la incubadora se han transferido a los tubos
del armario de análisis, pulsa sobre el tapón de la botella cuentagotas del reactivo de IKI, arrástralo a la
boca del primer tubo del armario de análisis y suelta el botón del ratón. Se verterán las gotas del reactivo
de IKI. Repite esto para todos los tubos de ensayo del armario de análisis y observa cualquier cambio de
color. Un color azul oscuro o gris indica una prueba positiva para el almidón; un color amarillo indica
una prueba negativa. Anota tus resultados de la prueba de IKI en la tabla que hay más adelante.
9. Después, pulsa sobre el tapón de la botella cuentagotas del reactivo de Benedict, arrástralo a la boca
del tubo de ensayo n." 1, (en la ranura 1 de la incubadora) y suelta el botón del ratón. Se añadirán al tubo
de ensayo las gotas del reactivo de Benedict. Repítelo para los restantes tubos de ensayo.
10. Después de que el reactivo de Benedict se haya añadido a cada tubo de ensayo de la incubadora,
pulsa Hervir (Boil). Todos los tubos descenderán a la unidad de incubación, hervirán y volverán a subir.
Examina los cambios de color de los tubos. Un color verde, naranja o rojizo indica la presencia de
glucosa o de maltosa, considerando positivo el resultado de la prueba de Benedict. Un color azul indica
que no hay glucosa o maltosa y el resultado de la prueba de Benedict se considera negativo. Anota tus
datos en la Tabla 2.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
63
2013
Tabla 2. Resultados de la Actividad 2 Tubo Nº 1 2 3 4 5 6 7
Sustancias amilasa
almidón
Tampón pH
7.0
amilasa
almidón
Tampón
pH 7.0
amilasa
glucosa
Tampón
pH 7.0
amilasa
celulosa
Tampón
pH 7.0
amilasa
celulosa
agua
desionizada
peptidasa
almidón
Tampón
pH 7.0
bacterias
celulosa
Tampón
pH 7.0
Condiciones
de
incubación
Congelado
y luego
incubado a
37ºC
37ºC 37ºC 37ºC 37ºC 37ºC 37ºC
Prueba del
reactivo de
IKI
Prueba del
reactivo de
Benedict
11. Pulsa Guardar Datos (Record Data) para guardar tus datos de la pantalla
12. Pulsa y arrastra cada tubo de ensayo al lavador de tubos ensayo (Test Tube Washer) y suelta el botón
del ratón. Los tubos desaparecerán.
¿Qué tubos mostraron un resultado positivo para el reactivo IKl?
¿Qué tubos mostraron un resultado positivo para el reactivo Benedict?
¿Cuál fue el efecto de congelar el tubo 1?
¿Cuál es la diferencia entre congelar o hervir el tubo?
¿Cuál es la subunidad más pequeña en la cual puede romper el almidón?
¿Cuál fue el efecto de la amilasa sobre la glucosa en el tubo 3? Sugiere una explicación para este efecto.
¿Cuál fue el efecto de la amilasa sobre la celulosa en el tubo 4?
Las palomitas de maíz y el apio están constituidas casi exclusivamente por celulosa. ¿Qué puedes
concluir sobre la digestión de la celulosa a juzgar por los resultados de los tubos de ensayo 4, 5 y 7?
¿Cuál fue el efecto de la enzima peptidasa utilizada en el tubo 6? Explica tu respuesta, basándote en lo
que sabes sobre la peptidasa y la especificidad de substrato.
Pepsina
Las proteínas están compuestas de subunidades conocidas como aminoácidos. Cuando están sometidas a
actividad enzimática se rompen en sus componentes aminoácidos. La pepsina es un ejemplo de enzima
que rompe proteínas. Es segregada por glándulas del estómago en forma de proenzima inactiva,
pepsinógeno, que es convertido a pepsina por la escisión de uniones débiles en el ambiente ácido (pH
bajo) del estómago. El grado en el que se hidrolizan o digieren proteínas en el estómago es significativo
aunque variable. Se estima que el 15% de las proteínas de la dieta son reducidas a aminoácidos por la
pepsina. La mayoría de la digestión de las proteínas ocurre en el duodeno del intestino delgado.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
64
2013
Actividad 3.
Digestión de proteínas por la pepsina
En la siguiente actividad investigarás los efectos de la pepsina sobre BAPNA, una proteína sintética.
Pulsa Experimento (Experiment) en la parte superior de la pantalla y después selecciona Pepsina
(Pepsin). Verás la pantalla mostrada en la Figura 8.2. La pantalla es ligeramente diferente a la empleada
con las actividades de la «Amilasa». Observa que las botellas cuentagotas incluyen ahora botellas de
pepsina y de BAPNA. BAPNA es una solución incolora y transparente pero que tomará un color
amarillo si es digerida por una enzima como la pepsina -no necesitarás añadir reactivos adicionales para
determinar si ha habido o no actividad enzimática.
1. Pulsa sobre el tubo de ensayo que cuelga más cerca de la incubadora, arrástralo a la ranura número l
en la parte superior de la incubadora y suelta el botón del ratón. El tubo de ensayo se colocará en su
lugar. Repite esta acción, llenando la ranura número 2, la ranura número 3, etcétera, hasta que seis de las
siete ranuras contengan tubos de ensayo (a diferencia de las actividades anteriores, aquí trabajarás
solamente con seis tubos de ensayo).
2. Llena tus seis tubos de ensayo con tres sustancias cada uno, tal como sigue:
- Tubo de ensayo n." 1: pepsina (Pepsin), BAPNA, tampón pH 2.0 (PH 2.0 Buffer)
- Tubo de ensayo n." 2: pepsina (Pepsin), BAPNA, tampón pH 2.0 (pH 2.0 Buffer)
- Tubo de ensayo n." 3: pepsina (Pepsin), agua desionizada (Deionized Water), tampón pH 2.0 (PH 2.0
Buffer)
- Tubo de ensayo n." 4: agua desionizada tDeionized Water), BAPNA, tampón pH 2.0 (PH 2.0 Buffer)
- Tubo de ensayo n." 5: pepsina (Pepsin), BAPNA, tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)
- Tubo de ensayo n." 6: pepsina (Pepsin), BAPNA, tampón
pH 9.0 (pH 9.0 Buffer)
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
65
2013
Para hacer esto, pulsa sobre el cuentagotas de la ustancia deseada, arrástralo encima del tubo de ensayo
correspondiente y suelta el botón del ratón.
3. Pulsa el número «1» debajo del tubo 1. El tubo bajará a la unidad de incubación. Entonces pulsa
Hervir (Boil). El tubo hervirá y después volverá a subir.
4. Asegúrate de que la temperatura de incubación está fijada a 37°C y el temporizador (Timer) está
fijado en 60 minutos. Si no es así, pulsa los botones (+) o (-) para ajustarlo.
5. Pulsa Incubar (Incubate). Los seis tubos de ensayo bajarán a la unidad de incubación y serán agitados
suavemente mientras se incuban. Al [mal del periodo de incubación, los tubos volverán a subir y se
abrirá la puerta del armario de análisis.
Al abrirse el armario de análisis, verás un espectrofotómetro, un instrumento que mide la cantidad de luz
absorbida (llamado densidad óptica) por una solución. Utilizarás el espectrofotómetro para medir la
intensidad del color amarillo que se produce cuando es «digerido» el BAPNA. Para hacer esto,
arrastrarás individualmente cada tubo de ensayo al espectrofotómetro y pulsará Analizar (Analyze). El
espectrofotómetro emitirá una luz que pasará a través de la solución para medir su densidad óptica.
Cuanto mayor es la densidad óptica, más BAP A habrá sido digerida por la pepsina.
6. Pulsa el tubo n." 1, arrástralo al espectrofotómetro y suelta el botón del ratón.
7. Pulsa Analizar (Analyze).
Observa la lectura de densidad óptica para este tubo. Apúntala en la Tabla 3.
9. Quita el tubo de ensayo y devuélvelo a su ranura encima de la incubadora.
10. Repite los pasos 6 a 9 para los restantes tubos de ensayo.
11. Después de que se hayan leído todos los tubos, pulsa Guardar Datos (Record Data) para guardar
tus datos de la pantalla.
Tabla 3. Resultados de la Actividad 3 Tubo Nº 1 2 3 4 5 6
Sustancias pepsina
BAPNA
Tampón
pH 2.0
pepsina
BAPNA
Tampón
pH 2.0
pepsina
agua
desionizada
Tampón
pH 2.0
Agua
desionizada
BAPNA
Tampón
pH 2.0
pepsina
BAPNA
Tampón
pH 7.0
pepsina
BAPNA
Tampón
pH 9.0
Condiciones
de
incubación
hervido y
luego
incubado
a 37ºC
37ºC 37ºC 37ºC 37ºC 37ºC
Densidad
óptica
12. Arrastra cada tubo de ensayo al lavador de tubos de ensayo (Test Tube Washer) para deshacerte de
de ellos.
¿Qué valor de pH permitió la máxima hidrólisis del BAPNA?
¿Qué efecto sobre la actividad enzimática produjo el hervir el tubo de ensayo?
¿Qué tubos de ensayo te llevaron a esta conclusión?
La congelación ¿tendría el mismo efecto?
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
66
2013
¿Cuáles tubos de ensayo fueron tus controles?
¿De qué eran controles?
¿Cuál fue el efecto de la pepsina sobre BAPNA?
Usando la simulación, diseña un experimento que te permita ensayar cómo varía la cantidad de BAPNA
digerida en función del tiempo. ¿Cuál es tu conclusión?
Usando la simulación, diseña un experimento que te permita ensayar si la temperatura tieno o no algún
efecto sobre la digestión de BAPNA. ¿Cuál es tu conclusión?
Lipasa
En una dieta normal, los principales lípidos son los triglicéridos, los componentes mayoritarios de grasas
y aceites. Los lípidos son insolubles en agua y primero deben ser emulsionados (se rompen en gotas más
pequeñas, aumentando su área superficial) antes de que una enzima digestiva como la lipasa pueda
actuar con eficacia sobre ellos. En el intestino delgado, los lípidos son emulsionados por la bilis, un
líquido amarillo verdoso producido por el hígado. Las gotas resultantes cubiertas de bilis tienen áreas
superficiales relativamente grandes, permitiendo a la enzima lipasa, soluble en agua, un acceso más fácil
a los sus tratos. La lipasa entonces hidroliza las gotas de lípidos a ácidos grasas y monoglicéridos, los
productos finales de la digestión de los lípidos. La hidrólisis de los lípidos también forma micelas,
pequeños agregados moleculares que aumentan la absorción de los productos de la digestión de los
lípidos. Las lipasas que se encuentran en el jugo pancreático son las responsables de la digestión de la
mayoría de los lípidos presentes en la dieta normal.
Actividad 4.
Lipasa, bilis y digestión de lípidos Pulsa Experimento (Experiment) en la parte superior de la pantalla y después selecciona Lipasa (Lipase).
Observa que entre las botellas cuentagotas ahora se incluyen las de lipasa, aceite vegetal y sales biliares.
Observa también que las botellas cuentagotas que contienen tampones de pH está ahora codificadas por
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
67
2013
colores, esto te ayudará más adelante a analizar tus resultados. Ensayarás los efectos de la lipasa y de la
bilis en la digestión de un lípido: el aceite vegetal.
1. Pulsa sobre el tubo de ensayo que cuelga más cerca de la incubadora, arrástralo a la ranura número 1
en la parte superior de la incubadora y suelta el botón del ratón. El tubo de ensayo se colocará en su
lugar. Repite esta acción, llenando la ranura número 2, la ranura número 3, etcétera, hasta que las siete
ranuras contengan tubos de ensayo.
2. Llena tus siete tubos de ensayo con cuatro sustancias cada uno, tal como sigue:
- Tubo de ensayo 1: lipasa (Lipase), aceite vegetal (Vegetable Oil), sales biliares (Bife salts), tampón pH
7.0 (pH 7.0 Buffer)
- Tubo de ensayo 2: Iipasa (Lipase), aceite vegetal (Vegetabfe Oil), sales biliares (Bife salts), tampón pH
7.0 (pH 7.0 Buffer)
- Tubo de ensayo 3: lipasa (Lipase), aceite vegetal (Vegetable Oil), agua desionizada (Deionized Water),
tampón pH 7.0 (PH 7.0 Buffer)
- Tubo de ensayo 4: lipasa (Lipase), agua desionizada tDeionized Water), sales biliares (Bife salts),
tampón pH 9.0 (pH 9.0 Buffer)
- Tubo de ensayo 5: agua desionizada (Deionized Water), aceite vegetal (Vegetable Gil), sales biliares
(Bife safts), tampón pH 7.0 (pH 7.0 Buffer)
- Tubo de ensayo 6: lipasa (Lipase), aceite vegetal (Vegetable Oil), sales biliares (Bile salts), tampón pH
2.0 (pH 2.0 Buffer)
- Tubo de ensayo 7: lipasa (Lipase), aceite vegetal (Vegetable Oil), sales biliares (Bile salts), tampón pH
9.0 (pH 9.0 Buffer)
Para hacer esto, pulsa sobre el cuentagotas de la sustancia deseada, arrástralo encima del tubo de ensayo
corresponiente y suelta el botón del ratón.
3. Pulsa el número «1» debajo del tubo n. l. El tubo bajará a la unidad de incubación. Entonces pulsa
Hervir (Boil). El tubo hervirá y después volverá a subir.
4. Asegúrate de que la temperatura de incubación está fija a 37°C y el temporizador (Timer) está fijado
en 60 minutos. Si no es así, pulsa los botones (+) o (-) para ajustarlo.
5. Pulsa Incubar (Incubate). Los siete tubos de ensayo jarán a la unidad de incubación y serán agitado
suavemente mientras se incuban. Al final del periodo de incubación los tubos volverán a subir y se
abrirá la puerta del armario de análisis. Verás un medidor de pH (acidímetro) en el armario de análisis.
La digestión del aceite vegetal por la lipasa liberará acidos grasos, que disminuirán el pH. Así, utilizarás
el acidímetro para ayudarte a detectar la presencia de ácidos grasos (y por lo tanto, evidencia de la
digestión) comparando el pH tus muestras con su pH original. Pulsarás y arrastrarás individualmente los
tubos de ensayo al acidímetro. Una vez tubos estén colocados en su lugar, pulsarás Medir pH (measure
pH). Un electrodo descenderá sobre el contenido de los tubos y tomará una lectura de pH.
6. Pulsa y arrastra el tubo de ensayo 1 al acidímetro.
7. Pulsa Medir pH (Measure pH).
8. Anota el valor del pH en la table 4, después devuelve el tubo de ensayo a su ranura en la incubadora.
9. Repite los pasos 6 a 8 con los restantes tubos de ensayo.
10. Cuando todos los tubos hayan sido analizados, pulsa Guardar Datos (Record Data).
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
68
2013
12. Deshazte de los tubos de ensayo arrastrándolos individualmente al lavador de tubos de ensayo (Test
Tube Washer).
¿Qué mostró el tubo 1?
¿Por qué el tubo 1 debía tener un pH de 7?
¿Cuál es la principal diferencia entre los tubos 2 y 3?
¿Cuál es el efecto de la sustancia del tubo 2 que no fue incluida en el tubo 3?
¿Cuál fue el pH óptimo para la digestión por la lipasa?
¿Cómo lo sabes?
¿Qué efecto tuvieron los otros tampones sobre el proceso digestivo?
¿Cuáles son los productos de digestión por lipasa en el tubo 2?
¿En qué tubos detectaste la presencia de ácidos grasas?
Tabla 4. Resultados de la actividad 4
Tubo 1 2 3 4 5 6 7
Sustancias lipasa
aceite
vegetal
sales
biliares
Tampón
pH 7.0
lipasa
aceite
vegetal
sales
biliares
Tampón
pH 7.0
lipasa
aceite
vegetal
agua
desionizada
Tampón
pH 7.0
lipasa
agua
desionizada
sales
biliares
Tampón
pH 9.0
agua
desionizada
aceite
vegetal
sales
biliares
Tampón
pH 7.0
lipasa
aceite
vegetal
sales
biliares
Tampón
pH 2.0
lipasa
aceite
vegetal
sales
biliares
Tampón
pH 9.0
Condicion
es de
incubación
hervido
y luego
incubado
a 37°C
37°C 37 °C 37°C 37 °C 37°C 37 °C
pH
Procesos Físicos de la Digestión
Ten presente que los procesos químicos de la actividad enzimática son solamente una parte del proceso
digestivo. También están implicados procesos físicos. La masticación, por ejemplo, mezcla el alimento
con la mucosidad salival y la amilasa, lo reduce a partículas pequeñas y manejables y lo transforma en
una masa que se puede tragar denominada bolo. La lengua separa el bolo de la masa del alimento en la
boca, presionándolo contra el paladar duro. El bolo entra entonces en la faringe, estimulando los
receptores táctiles que inician el reflejo de deglución y lo impulsan a través del esófago. Una onda de
contracción denominada peristaltismo mueve entonces el bolo hasta el estómago, donde se convierte en
quimo. Los músculos del estómago mezclan el quimo con los jugos gástricos para fragmentar el
alimento en partículas aún más pequeñas; también regulan la entrada del quimo en el intestino delgado.
Los movimientos peristálticos continúan en el intestino delgado, entremezclándose periódicamente con
la segmentación, en la cual el quimo va hacia delante y hacia atrás por la contracción y la relajación de
los segmentos intestinales. La segmentación mezcla a fondo el quimo con las enzimas digestivas, la bilis
y los iones bicarbonato segregados por el conducto pancreático, aumentando la eficacia de la absorción
de nutrientes a la sangre.
[GUÍA PRÀCTICA DE LABORATORIOS DE FISIOLOGÍA ]
69
2013