1

WARSZAWSKI UNIWERSYTET MEDYCZNY

WYDZIAŁ FARMACEUTYCZNY

PRZEWODNIK DYDAKTYCZNY

DLA STUDENTÓW II ROKU

KIERUNKU ANALITYKA MEDYCZNA

Rok akademicki 2020/2021

2

WSTĘP

Przewodnik dydaktyczny wprowadza studentów w tok pracy II roku studiów na Wydziale

Farmaceutycznym Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego.

Zgodnie z programem ministerialnym, studentów II roku obowiązują następujące

przedmioty: Analityka ogólna; Analiza instrumentalna; Biochemia; Biologia

molekularna; Cytologia kliniczna; Diagnostyka izotopowa; Immunologia;

Immunopatologia z immunodiagnostyką; Język angielski; Patofizjologia;

Patomorfologia; Praktyki w laboratoriach; Psychologia; Techniki pobierania materiału

biologicznego.

Oddany do użytku studentów II roku Przewodnik dydaktyczny szczegółowo przedstawia

organizację jednostek, które prowadzą zajęcia z wyżej wymienionych przedmiotów, cele

i formy nauczania, regulaminy oraz piśmiennictwo w zakresie podręczników i czasopism

naukowych.

Przewodnik dydaktyczny ma pomóc studentom II roku w poznaniu ich obowiązków

i warunków studiowania.

Przewodniczącą Rady Pedagogicznej II roku studiów jest mgr Sylwia Lewandowska -

Pachecka z Zakładu Biochemii i Farmakogenomiki.

Dziekan Wydziału Farmaceutycznego

dr hab. n. farm. Joanna Kolmas

3

Spis treści:

Wstęp……………………………………………………………………………………………………………………..…………….2

Władze Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego…………………………………………..………………….4

Dziekanat Wydziału Farmaceutycznego……………………………………………………………..………………….5

Analityka ogólna………………………………………………………………………………………..…………………..…….6

Analiza instrumentalna…………………………………………………………………..………………..………………..11

Biochemia………………………………………………………………………..…………………………………………………13

Biologia molekularna………………………………………………………………………………………….………………24

Cytologia kliniczna……………………………………………………………………………………………….……………..26

Diagnostyka izotopowa………………………………………………………………………………………….…………..28

Immunologia………………………………………………………………………………………………………………..…….31

Immunopatologia z immunodiagnostyką………………………………………………………………….….……34

Język angielski……………………………………………………………………………………………………………….……40

Patofizjologia……………………………………………………………………………………………..……………..….……42

Patomorfologia………………………………………………………………………………………………………….……....46

Praktyki w laboratoriach………………………………………..……………………………………………………..…..47

Psychologia…………………………………………………………………………………………..…………………….……..48

Techniki pobierania materiału biologicznego…………………….………………………….…………………..50

4

WŁADZE

WARSZAWSKIEGO UNIWERSYTETU MEDYCZNEGO

REKTOR

prof. dr hab. ZBIGNIEW GACIONG

Prorektor ds. Studenckich i Kształcenia

prof. dr hab. Marek Kuch

Prorektor ds. Nauki i Transferu Technologii

prof. dr hab. Piotr Pruszczyk

Prorektor ds. Klinicznych i Inwestycji

prof. dr hab. Wojciech Lisik

Prorektor ds. Personalnych i Organizacyjnych

prof. dr hab. Agnieszka Cudnoch-Jędrzejewska

Prorektor ds. Umiędzynarodowienia, Promocji i Rozwoju

prof. dr hab. Paweł Włodarski

DZIEKAN WYDZIAŁU FARMACEUTYCZNEGO

dr hab. n. farm. JOANNA KOLMAS

Prodziekan Wydziału Farmaceutycznego

dr hab. Agnieszka Bazylko

Prodziekan Wydziału Farmaceutycznego

dr hab. n. farm. Piotr Luliński

5

DZIEKANAT WYDZIAŁU FARMACEUTYCZNEGO

Adres: ul. Żwirki i Wigury 81

02-091 Warszawa

Pokój 12, parter

Telefon: 22 57 20 790

22 57 20 779

E-mail: dziekfoam@wum.edu.pl

Godziny przyjęć interesantów Poniedziałek: 10.00-14.00

Wtorek: 10.00-14.00

Środa: 10.00-14.00

Czwartek: 10.00-14.00

Dyżur Prodziekan Wydziału Farmaceutycznego dr hab. Agnieszka Bazylko Poniedziałek

Godzina 12:00 - 14:00

Środa

Godzina 10:00 - 12:00

Uprzejmie prosimy o wcześniejsze wysłanie wiadomości

na adres agnieszka.bazylko@wum.edu.pl celem potwierdzenia spotkania.

6

ANALITYKA OGÓLNA

ZAKŁAD MEDYCYNY LABORATORYJNEJ

Ul. Banacha 1a, 02-097 Warszawa, tel. 22 59992405

http://zml.wum.edu.pl/

e-mail: zml@wum.edu.pl

Kierownik Zakładu: dr hab. n. med. Olga Ciepiela

Osoba odpowiedzialna za dydaktykę: dr Marzena Iwanowska

Miejsce i wymiar zajęć z Analityki ogólnej:

Zajęcia obejmują 60 godzin, w tym: wykłady 15, seminaria 10, ćwiczenia 35

ECTS = 5.

Forma zaliczenia przedmiotu: Egzamin pisemny w sesji zimowej

Cel nauczania i zakres przedmiotu

Celem nauczania Analityki ogólnej jest:

• Zapoznanie się z podstawowymi technikami, stosowanymi w badaniach z zakresu analityki ogólnej.

• Poznanie czynników wpływających na jakość wyników badań laboratoryjnych.

• Zapoznanie się z zasadami pracy w rutynowym laboratorium medycznym.

• Zapoznanie się z zastosowaniem technik analitycznych w medycznym laboratorium diagnostycznym.

• Nabycie umiejętności samodzielnego wykonania i interpretacji wyników badania ogólnego moczu.

• Nabycie umiejętności samodzielnego wykonania i interpretacji wyników badania płynu mózgowo-rdzeniowego.

• Nabycie umiejętności samodzielnego wykonania i interpretacji wyników badania ogólnego płynów z jam ciała człowieka.

• Nabycie umiejętności bezpiecznej pracy w laboratorium.

Godziny przyjęć studentów uzgadniane na bieżąco w sekretariacie

Wszystkie informacje przeznaczone dla studentów zamieszczane są na tablicy ogłoszeń na bieżąco.

Osoba odpowiedzialna: dr Marzena Iwanowska

7

Wymiar zajęć:

Wykłady: 15 godzin

Seminaria: 10 godzin

Ćwiczenia: 35 godzin

Tematy wykładów:

1. Czynniki stanowiące zagrożenie w laboratorium. Podstawowe zasady bezpiecznej pracy w laboratorium, postępowanie po ekspozycyjne przedlekarskie. Podstawowe pojęcia dotyczące kontroli jakości wyników badań laboratoryjnych. Dr Emilia Czyżewska

2. Wartości odniesienia i ich znaczenie w interpretacji wyniku. Wpływ wybranych czynników osobniczych na wynik badania laboratoryjnego /zmienność osobnicza, wiek, płeć, rytmy biologiczne/. Wpływ wybranych czynników zewnętrznych na wynik oznaczenia laboratoryjnego /pożywienie, aktywność fizyczna, używki głodzenie/, Jakość próbki materiału biologicznego a wynik oznaczenia laboratoryjnego /wpływ stazy, środków odkażających, miejsca pobrania, hemolizy, przechowywania i transportu/. Dr Emilia Czyżewska

3. Mocz jako materiał do badań laboratoryjnych. Dr Marzena Iwanowska

4. Rola badania moczu w profilaktyce, diagnostyce i monitorowaniu postępowania medycznego. Dr Marzena Iwanowska

5. Badanie płynów z jam ciała. Mgr Agnieszka Wiśniewska

6. Cytomorfologia ginekologiczna. Przygotowanie wymazów ginekologicznych. Podstawowe cechy normalnych i patologicznych komórek zawartych w wymazie ginekologicznym. Płyn owodniowy. Metody pobierania składników płynu owodniowego. Badania biochemiczne i morfologiczne płynu owodniowego. Dr hab. Olga Ciepiela

7. Badanie ogólne kału. Kierunki badania kału. Badanie na obecność krwi utajonej. Zasada przeprowadzenia badania. Interpretacja wyników badania. Sonda żołądkowa i dwunastnicza. Wskazania i przeciwwskazania do zgłębnikowania żołądka i dwunastnicy. Przygotowanie pacjenta do zgłębnikowania żołądka i dwunastnicy. Badanie czynności wydzielniczej żołądka - badanie pH, kwaśności miareczkowej i obliczenie wartości BAO, MAO i PAO. Interpretacja wyników badania. Badanie soku żołądkowego (cechy fizyczne, chemiczne, skład mikroskopowy). Metody badania motoryki dróg żółciowych i pęcherzyka żółciowego, próba z cholecystokininą. BAL. Badanie plwociny. Mgr Milena Małecka

8. Badanie płynu mózgowo-rdzeniowego. Dr Emilia Czyżewska

Tematy seminariów:

8

1. Techniki znajdujące zastosowanie w rutynowym medycznym laboratorium diagnostycznym ze szczególnym uwzględnieniem automatyzacji badań z zakresu analityki ogólnej. Podstawy prowadzenia kontroli wewnątrzlaboratoryjnej. Dr Emilia Czyżewska

2. Zasady przygotowania pacjenta do badań laboratoryjnych. Zasady znakowania i identyfikacji próbek. Przechowywanie i transport próbek. Mgr Milena Małecka

3. Metody wykorzystywane w badaniu ogólnym moczu. wpływ interferencji na wyniki badania moczu. dobowa zbiórka moczu. Dr Marzena Iwanowska

4. Badanie nasienia. Podstawowe parametry ejakulatu, badania morfologiczne. Badania biochemiczne. Dr hab. Olga Ciepiela

5. Płyn stawowy. Metody pobierania płynu stawowego. Kierunki badania płynu stawowego. Skład chemiczny płynu stawowego. Elementy morfotyczne występujące w płynie stawowym i metody ich badania. Mgr Agnieszka Wiśniewska

Tematy ćwiczeń:

1. Badanie ogólne moczu ze szczególnym uwzględnieniem standaryzacji badania osadu moczu. Dr Marzena Iwanowska

2. Zajęcia praktyczne z badania moczu ze szczególnym uwzględnieniem roli pasków testowych. Znaczenie kliniczne wykrywania narkotyków i leków w moczu za pomocą testów paskowych. Dr Marzena Iwanowska

3. Badanie ogólne moczu ze szczególnym uwzględnieniem mikroskopowej oceny osadu. Metody barwienia osadu moczu. Dr Marzena Iwanowska

4. Badanie ogólne moczu ze szczególnym uwzględnieniem mikroskopowej oceny osadu. Metody barwienia osadu moczu – ciąg dalszy Dr Marzena Iwanowska

5. Zajęcia praktyczne z badania płynu mózgowo-rdzeniowego. Mgr Agnieszka Wiśniewska

6. Zajęcia praktyczne z badania płynów ustrojowych. Rola badania płynów z jam ciała. Pojęcia przesięku i wysięku. Metody ich różnicowania. Mgr Agnieszka Wiśniewska

7. Rola badania kału w różnych patologiach klinicznych. Inny materiał biologiczny (kamienie, ślina, łzy, włosy, nasienie). Badanie kału: makroskopowe, mikroskopowe (wykrywanie skrobi, tłuszczu, włókien mięsnych), chemiczne (wykrywanie barwników żółciowych, chymotrypsyny, krwi utajonej). Zajęcia praktyczne z badania kału. Mgr Milena Małecka

8. Ocena ilościowa elementów morfotycznych krwi, PMR, płynów z jam ciała za pomocą kamer hematologicznych Burkera i Fuchsa-Rosenthala. Technologia pomiarowa w analizatorach zautomatyzowanych. Mgr Agnieszka Wiśniewska

9. Zaliczenie praktyczne i teoretyczne ćwiczeń 1. Dr Marzena Iwanowska, Mgr Agnieszka

Wiśniewska

9

10. Standardy przy pobieraniu materiału do badań laboratoryjnych. Czynniki przedanalityczne wpływające na wynik badania. Analiza stopnia hemolizy w próbce. Interferencje. Rola i rodzaje antykoagulantów. Mgr Milena Małecka

11. Obieg materiału i zasady dokumentacji ze szczególnym uwzględnieniem etapu przygotowania próbek do badania (wirowanie, sedymentacja). Wizyta w laboratorium. Mgr Milena Małecka

12. Analiza kamieni żółciowych. Analiza kamieni moczowych: wykrywanie soli amonowych,

węglanów, szczawianów, fosforanów, wapnia, cystyn (ćwiczenie trwa 2 godziny). Dr Emilia

Czyżewska

Metody organizacji pracy: Studenci pracują samodzielnie, wykonując praktycznie zadania

przewidziane programem.

Organizacja zajęć:

Ćwiczenia 2-6 będą odbywać się w grupach 5-osobowych

Wykłady będą się odbywały w formie e-learningu.

Warunkiem zaliczenia przedmiotu jest udział we wszystkich wykładach, zaliczenie kolokwiów,

egzaminu praktycznego oraz egzaminu pisemnego.

Formy kontroli i ocena wyników nauczania:

Zaliczenie w formie elektronicznej wykładów (w tym samym czasie dla całego roku).

Cząstkowe zaliczenia praktyczne i teoretyczne.

Egzamin praktyczny i teoretyczny.

Literatura obowiązkowa:

• Diagnostyka laboratoryjna z elementami biochemii klinicznej. A. Dembińska-Kieć, J. Naskalski

wyd. 3

• Próbki: od pacjenta do laboratorium. W.G. Guder, S. Narayan, H. Wisser, B. Zawta

• Wydzieliny człowieka. M. Uszyński, K. Worowski

• Dostępne atlasy moczu Literatura zalecana:

• Diagnostyka laboratoryjna. B. Neumeister, I. Besenthal, H. Liebich

• Diagnostyka laboratoryjna t. 1 i 2. N.A. Brunzel

10

• Interpretacja badań laboratoryjnych. J. Wallach

• Dostarczane na zajęciach bieżące publikacje

11

ANALIZA INSTRUMENTALNA

ZAKŁAD BIOANALIZY I ANALIZY LEKÓW

02-097 Warszawa, ul. Banacha 1, tel. 22 572 09 49

Kierownik Zakładu: prof. dr hab. Piotr Wroczyński

Odpowiedzialni za dydaktykę: prof. dr hab. Piotr Suchocki

Roczny wymiar wykładów i ćwiczeń: 80 godz. (wykłady - 15, seminaria – 20, ćwiczenia - 45).

Miejsce wykładów - wykłady będą prowadzone z wykorzystaniem metod i technik kształcenia na

odległość z wykorzystaniem platformy e-learningowej www.e-learning.wum.edu.pl.

Miejsce seminariów - seminaria będą prowadzone z wykorzystaniem metody i techniki kształcenia na

odległość.

Miejsce ćwiczeń – Zakład Bioanalizy i Analizy Leków.

Godziny przyjęć w sprawach studenckich: codziennie, 10.30-11.30

CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU

Program przerabiany jest w semestrze zimowym.

Przedmiot obejmuje omówienie różnych metod i technik stosowanych w analizie chemicznej, dając studentom

podstawowe wiadomości w zakresie ich podstaw teoretycznych, a także konkretnych zastosowań w badaniu

próbek rzeczywistych różnego pochodzenia.

PROGRAM NAUCZANIA

1. Temat wykładów

1. Wprowadzenie do instrumentalnych metod analizy chemicznej

2. Metody spektroskopii UV-Vis

3. Metody spektrofluorymetryczne

4. Spektroskopia w podczerwieni

5. Spektrometria atomowa i spektrometria mas

6. Metody polarymetryczne i refraktometryczne

7. Elektrochemia – metody potencjometryczne

8. Elektrochemia – metody konduktometryczne

9. Elektrochemia – metody woltmperometryczne badania metabolitów ksenobiotyków

10. Metody chromatograficzne

11. Wysokosprawna chromatografia cieczowa (HPLC)

2. Tematy ćwiczeń laboratoryjnych

1. Spektrofotometria UV/Vis – pomiar stężenia białka w materiale biologicznym

2. Spektrofluorymetria – pomiar aktywności wybranych enzymów w materiale biologicznym

3. Przygotowanie próbek biologicznych do analizy chromatograficznej

4. Spektrometria mas - oznaczenia jakościowe i półilościowe w materiale biologicznym

5. Obliczenia chemiczne

6. Elektroforeza

7. Spektrometria mas - oznaczenia ilościowe w materiale biologicznym

8. Wysokosprawna chromatografia cieczowa (oznaczenia w materiale biologicznym)

12

9. Elektrochemia, woltamperometria, wysokosprawna chromatografia cieczowa (oznaczanie

metabolitów otrzymywanych na drodze elektrochemicznej)

10. Oznaczenia konduktometryczne

11. Miareczkowanie potencjometryczne

3. Zagadnienia omawiane podczas seminariów

Zastosowanie metod analizy instrumentalnej do badań farmakokinetycznych ksenobiotyków oraz w

diagnostyce medycznej.

METODY ORGANIZACJI PRACY

W trakcie ćwiczeń z przedmiotu studenci poznają różne metody analityczne oraz wykonują

indywidualne zadania analityczne zgodnie z tematami ćwiczeń. Podczas seminariów

omawiane są uzyskane wyniki

FORMY KONTROLI I OCENY WYNIKÓW NAUCZANIA

Szczegółowe warunki zaliczenia przedmiotu oraz terminy wykonywanych ćwiczeń i repetytoriów są

podane na tablicy ogłoszeń oraz zamieszczone na stronie internetowej Zakładu.

Warunkiem zaliczenia przedmiotu jest zaliczenie ćwiczeń i repetytoriów (obejmujących tematy wykładów

i ćwiczeń – system punktowy) oraz zdanie egzaminu w zimowej sesji egzaminacyjnej.

LITERATURA ZALECANA

1. Skrypt: Suchocki P. Wprowadzenie do instrumentalnych metod analizy chemicznej. Część I.

Podstawowe zasady stosowane w metodach analizy instrumentalnej. WUM, 2012.

2. Skrypt: Suchocki P. Wprowadzenie do instrumentalnych metod analizy chemicznej”. Część II.

Spektrofotometria UV-Vis. WUM, 2012.

3. Skrypt: Suchocki P. Wprowadzenie do instrumentalnych metod analizy chemicznej”. Część III.

Spektroskopia w podczerwieni. WUM, 2012.

4. Cygański A. Chemiczne metody analizy ilościowej. WNT, wyd. IV, 2010.

5. Cygański A.: Metody spektroskopowe w chemii analitycznej, wyd. IV rozszerzone WNT, 2009.

6. Kocjan R.: Chemia analityczna. Tom 2. Podręcznik dla studentów. Analiza instrumentalna.

Wydawnictwo Lekarskie, PZWL, 2002.

7. Przewodnik ISO nr 30 (ISO Guide 30: 1992).

8. Minczewski J., Marczenko Z., Chemia analityczna, tom 3, wyd. 10, zm., PWN, Warszawa

2005.

9. Witkiewicz Z.: Podstawy chromatografii. WNT, 2005.

10. Szczepaniak W.: Metody instrumentalne w analizie chemicznej. Wydanie: V, Wydawnictwo

Naukowe PWN, 2011.

13

BIOCHEMIA

KATEDRA BIOCHEMII I CHEMII KLINICZNEJ WUM

Zakład Biochemii i Farmakogenomiki

02-097 Warszawa, ul. Banacha 1, Sekretariat tel/fax.(022)5720735,

email: katedrabiochemii@wum.edu.pl

Kierownik Katedry: Prof. dr hab. Grażyna Nowicka

Kierownik Zakładu: Prof. dr hab. Grażyna Nowicka

Godziny przyjęć w sprawach studenckich: Wtorek i Czwartek; godz:10-14.

Osoba odpowiedzialna za dydaktykę i kierownik ćwiczeń: dr Agnieszka Dominiak,

email: agnieszka.dominiak@wum.edu.pl

Roczny wymiar wykładów: 25 godzin

Roczny wymiar ćwiczeń: 75 godzin

Roczny wymiar seminariów: 50 godzin

Ćwiczenia odbywają się na sali ćwiczeń w Katedrze Biochemii i Chemii Klinicznej zgodnie

z planem ustalonym przez Dziekanat

Wykłady i seminaria: zgodnie z planem i lokalizacją wyznaczoną przez Dziekanat

Plan ramowy zajęć z przedmiotu umieszczony jest na stronie internetowej Zakładu

Biochemii i Farmakogenomiki w zakładce zlokalizowanej po prawej stronie „Biochemia-

materiały dla studentów”

Link: http://biochemia-i-farmakogenomika.wum.edu.pl/content/analityka-medyczna-0

1. CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU:

• Zapoznanie studenta z chemicznym podłożem procesów metabolicznych zachodzących w organizmie człowieka na poziomie molekularnym, komórkowym, narządowym i ustrojowym, w stopniu, który da podstawy do pełnego zrozumienia zagadnień chemii klinicznej oraz biochemii klinicznej.

• Zapoznanie studenta z zasadami pracy z enzymami, w tym nabycie przez niego umiejętności wyznaczania parametrów kinetycznych reakcji enzymatycznej, oznaczania białka i określania typu inhibicji enzymatycznej oraz sposobem formułowania wniosków z własnych pomiarów lub obserwacji

• Wykazanie, że w oparciu o metabolity szlaków biochemicznych zachodzących w organizmie można oceniać stan zdrowia pacjenta oraz monitorować skuteczność terapii.

14

• Nabycie umiejętności wyszukiwania i selekcjonowania informacji z zakresu biochemii z różnych źródeł, dokonywania ich krytycznej oceny oraz formułowania opinii

2. PROGRAM NAUCZANIA:

2.1. Tematyka wykładów:

W 1. Aminokwasy, peptydy i białka (1g)

W 2. Enzymy (2g)

W 3. Utlenianie biologiczne (2g)

W 4. Metabolizm węglowodanów - część I i II (4g)

W 5. Metabolizm lipidów - część I i II (4g)

W 6. Katabolizm białek - część I i II (4g)

W 7. Biotransformacja (2g)

W 8. Hormony (2g)

W 9. Zasady hierarchicznej regulacji metabolizmu energetycznego na poziomie organizmu,

komórkowym i molekularnym (2g)

W 10. Integracja i regulacja metabolizmu. Hormony (2g)

2.2. Ćwiczenia Laboratoryjne (CL) - studenci z pomocą instrukcji umieszczonej na platformie

e-learningowej przeprowadzają samodzielnie eksperymenty, które stanowią symulację badań

naukowych z dziedziny enzymologii oraz biotransformacji leków. Zapoznają się z zasadami

pracy z materiałem biologicznym, obsługą aparatury pomiarowej, wyznaczają kluczowe

parametry, ustalają zależności i formułują wnioski.

2.2.1. Tematyka ćwiczeń laboratoryjnych :

CL1-Ćwiczenie wprowadzające – Część 1. Wprowadzenie do nauki biochemii (cel nauczania

biochemii, formy nauczania podstaw teoretycznych przedmiotu, zalecane podręczniki i

uzupełniające źródła wiedzy, sposoby oceny postępów nauczania, umiejętności praktyczne,

których nabycie jest celem ćwiczeń laboratoryjnych). Część 2. Zasady bezpieczeństwa i

15

higieny pracy w laboratorium biochemicznym. Część 3. Dobór i obsługa pipet

automatycznych oraz praktyczna nauka pipetowania.

CL2 - Ćwiczenie 1 w skrypcie - Temat: Metody oznaczania białka całkowitego w surowicy

krwi część 1

CL3 - Ćwiczenie 2 w skrypcie - Temat: Metody oznaczania białka całkowitego w surowicy

krwi część 2 - oznaczanie białka w świetle UV. oraz Zasady doboru buforu do oznaczeń

biochemicznych oraz praktyczne wykonanie buforu o określonym pH.

CL4 - Ćwiczenia 3 - Temat: Kinetyka reakcji enzymatycznej na przykładzie paraoksonazy 1

CL5 - Ćwiczenie 4 - Temat: Wpływ leków jako inhibitorów na aktywność esterazy

acetylocholinowej

CL6 - część 1: Repetytorium z podstaw teoretycznych ćwiczeń z zakresu oznaczania białka

oraz enzymologii ( ćwiczenia 1 – 4 ). Sprawdzian teoretyczny z zakresu podstawowych

zasad pracy z enzymami część 2: Sprawdzian praktycznego wykorzystania umiejętności

nabytych w trakcie ćwiczeń z biochemii do wykonania indywidualnych zadań

laboratoryjnych zleconych przez asystenta.

CL7 - Ćwiczenie 5. Temat: Monitorowanie metabolizmu leków z wykorzystaniem metody

HPLC - na przykładzie benzodiazepin - część 1

CL8 - Ćwiczenia 6 - Temat: Monitorowanie metabolizmu leków z wykorzystaniem metody

HPLC - na przykładzie benzodiazepin - część 2

CL 9. Pisemny sprawdzian wiedzy teoretycznej z zakresu metabolizmu leków oraz zasad

jego monitorowania omawianych podczas ćwiczenia 5 i 6.

- Ćwiczenia audytoryjne (CA) rozpoczynają się prezentacją na zadany temat, przygotowaną

przez studenta (ów). Prezentacja obejmuje ważne zagadnienia, których nie uwzględniają

powszechnie dostępne podręczniki lub jedynie sygnalizują ich występowanie. Student w

oparciu o przygotowany przez asystenta plan prezentacji poszukuje w literaturze naukowej

informacji na temat zjawiska lub danej jednostki chorobowej, definiuje ją, określa podłoże

biochemiczne, klasyfikuje ze względu np. na przyczyny schorzenia, pokazuje dokumentację

obrazującą oznaki kliniczne i objawy schorzenia, określa czynniki prowokujące oraz

zapobiegające wystąpieniu objawów choroby, na końcu omawia biochemiczne podstawy

terapii. Po zakończeniu prezentacji odbywa się dyskusja, wyjaśniane są wątpliwości i

ewentualnie dodawane nowe aktualne informacje.

CA 1. Porfirie

16

CA 2. Czynniki wpływające na metabolizm ksenobiotyków

CA 3. Dna moczanowa

CA 4. Przyczyny i objawy niedoboru witamin oraz ich wpływ na metabolizm komórkowy

2.3. Seminaria (S)

2.3.1 Tematyka seminariów:

S 1. Peptydy oraz struktura i właściwości białek

S 2. Budowa, klasyfikacja oraz funkcje enzymów. Kofaktory enzymów i ich prekursory

witaminowe.

S 3. Hemoglobina i funkcje białek krwi

S 4. Utlenianie biologiczne. Zasady bioenergetyki komórki

S 5. Metabolizm węglowodanów - przebieg i regulacja cz. 1.

S 6. Metabolizm węglowodanów - przebieg i regulacja cz. 2.

S 7. Trawienie oraz przemiany podstawowe lipidów. Synteza i rozpad triglicerydów oraz

fosfolipidów. Synteza cholesterolu, witaminy D oraz hormonów steroidowych.

S 8. Metabolizm cholesterolu. Metabolizm lipoprotein. Lipoliza w tkance tłuszczowej –

przebieg i regulacja hormonalna.

S 9. Biosynteza i degradacja hemu. Udział hemoprotein w metabolizmie. Metabolizm

barwników żółciowych.

S 10. Metabolizm aminokwasów cz. 1.

S 11. Metabolizm aminokwasów cz. 2.

S 12. Metabolizm leków

S 13. Metabolizm nukleotydów purynowych i pirymidynowych.

S 14. Rola witamin w metabolizmie komórkowym.

S 15. Stres oksydacyjny na poziomie komórki.

S 16. Hormony.

S 17. Współzależność przemian metabolicznych

S 18. Hierarchiczna regulacja procesów metabolicznych

S 19. Biochemia wysiłku fizycznego

3. METODY ORGANIZACJI PRACY:

17

Dla uzyskania odpowiednich kompetencji w dziedzinie biochemii studenci mają do

dyspozycji:

• wykłady

• ćwiczenia laboratoryjne

• ćwiczenia audytoryjne – analiza podstaw biochemicznych wybranych przypadków/stanów klinicznych.

• seminaria

• samokształcenie – do tego celu oprócz obowiązkowego podręcznika Biochemia Harpera służą opracowane przez doświadczonych pracowników Katedry – pozycje, które kierują samokształceniem studenta stymulując go do samodzielnego poszukiwania odpowiedzi na pytania dotyczące zagadnień biochemicznych szczególnie ważnych w pracy diagnosty laboratoryjnego:

➢ skrypt Biochemia w pytaniach część 1 i 2 (zbiór przykładowych pytań testowych bez odpowiedzi – część 1, z

odpowiedziami – część 2)

➢ skrypt do e-learningu z zakresu ćwiczeń laboratoryjnych, opanowanie informacji zawartych we wstępie teoretycznym oraz

materiałach i metodach (strona „Biochemia - analityka medyczna

materiały e-learningowe”) jest elementem koniecznym przed

przystąpieniem do ćwiczenia laboratoryjnego. Pisemny

sprawdzian z tego zakresu odbywa się na początku każdego

ćwiczenia laboratoryjnego, a jego wynik wpływa na ocenę

końcową z danego ćwiczenia.

W ramach samokształcenia student może korzystać także ze źródeł

dodatkowych:

1. Do ćwiczeń audytoryjnych dokumentacja fotograficzna i schematy metaboliczne z recenzowanych czasopism naukowych (z bazy pełnotekstowych czasopism naukowych WUM dostępnych na stronie WUM w zakładce SSL-VPN).

2. Biochemia, Seria "Lippincotts Illustrated Reviews" Autorzy: Denise R.

Ferrier, red. wyd. pol. Dariusz Chlubek, Edra Urban & Partner Wrocław

2018, wyd.1 (wybrane rozdziały zgodnie z hasłami seminaryjnymi).

4. FORMY KONTROLI I OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA:

18

Forma zaliczenia przedmiotu:

1. Część seminaryjno-wykładowa: 5 kolokwiów testowych (test

jednokrotnego wyboru wielokrotnej odpowiedzi, I i II termin po 40 pytań) oraz egzamin testowy

(test jednokrotnego wyboru wielokrotnej odpowiedzi, 50 pytań), ewentualny egzamin komisyjny jest

ustny.

2. Część laboratoryjna: zaliczenie przynajmniej na wymagane minimum punktowe: 6 ćwiczeń

laboratoryjnych (CL), sprawdzianu praktycznego oraz 2 sprawdzianów zaliczeniowych z zakresu

CL.

Ocena z kolokwium testowego z zakresu wiedzy

wykładowej i seminaryjnej kryteria

0 pkt < 60% odpowiedzi poprawnych < 24 pkt

10 pkt (24 – 26 poprawnych/ 40 możliwych)

11 pkt (27 - 29 poprawnych/ 40 możliwych)

12 pkt (30 – 32 poprawnych/ 40 możliwych)

13 pkt (33 – 35 poprawnych/ 40 możliwych)

14 pkt (36 – 38 poprawnych/ 40 możliwych)

15 pkt (39 – 40 poprawnych/ 40 możliwych)

Zasady oceny punktowej poszczególnych elementów zajęć:

Rodzaj (liczba) zajęć Maksymalna liczba punktów Minima punktowe

Seminaria (19) 19 x 4 =76 28

Kolokwia (5) 15 x 5 = 75 50

Ćwiczenia laboratoryjne

(6+ egzamin praktyczny)

7 x 2 = 14 8

Sprawdzian teoretycznego przygotowania do

ćwiczeń

Repetytorium z ćwiczeń laboratoryjnych

6 x 2 = 12

7

6

2

Test zaliczeniowy z ćwiczeń laborat. 12 7

Ćwiczenia audytoryjne 4 x 4 = 16 3

Łącznie 212 104

19

Kryterium zaliczenia to uzyskanie łącznie minimum 104 pkt.

Uzyskanie łącznie 148 pkt. w trakcie całego toku zajęć z biochemii podwyższa ocenę z egzaminu

o 0,5 stopnia, pod warunkiem udzielenia w teście egzaminacyjnym min. 60% odpowiedzi prawidłowych.

4.1. Ocena z odpowiedzi na seminariach oraz ćwiczeniach audytoryjnych, które mają

charakter repetytoriów oraz dyskusji jest wystawiana na podstawie:

• dobrowolnego udziału studenta w zespołowych dyskusjach panelowych

• odpowiedzi na pytania indywidualnie zadane studentowi przez asystenta

• prezentacji multimedialnych przedstawiających podłoże biochemiczne wybranych przypadków klinicznych lub zjawisk (ćwiczenia audytoryjne)

4.2. Ocena z ćwiczeń laboratoryjnych jest wystawiana na podstawie:

• znajomości zagadnień związanych z tematyką i wykonaniem bieżącego ćwiczenia (kartkówka przed przystąpieniem do ćwiczeniem oraz dyskusja uzyskanych wyników);

• właściwego wykonania ćwiczenia, zgodnie z dostarczoną instrukcją, poprawności opisu, terminowości zaliczenia ćwiczeń u asystenta prowadzącego. Po zakończeniu pełnego cyklu ćwiczeń przeprowadza się egzamin praktyczny oraz testowy sprawdzian wiadomości z zakresu zagadnień objętych programem ćwiczeń laboratoryjnych w tym umiejętność dokonywania obliczeń z uwzględnieniem rozcieńczenia próbki podczas oznaczenia.

4.3. Ocena wiedzy na kolokwium

Po wysłuchaniu odpowiednich wykładów i przedyskutowaniu zagadnień z nimi

związanych na seminariach, odbywa się kolokwium testowe. Wiedza z biochemii

egzekwowana jest w ramach 5 kolokwiów. Obowiązuje system oceny punktowej. Aby

uzyskać ocenę dostateczną należy poprawnie odpowiedzieć na min 60% pytań (nie

odejmuje się punktów za nieprawidłowe odpowiedzi).

4.3.1. ZAKRES MATERIAŁU OBOWIĄZUJĄCEGO DO KOLOKWIÓW

Kolokwium I:

Zagadnienia ujęte w planie seminariów 1-4 oraz wykłady

z zakresu białek, enzymów i bioenergetyki

20

Kolokwium II:

Zagadnienia ujęte w planie seminariów 5-6 oraz wykłady z

zakresu węglowodanów

Kolokwium III:

Zagadnienia ujęte w planie seminariów 7 i 8 oraz wykłady

z zakresu lipidów

Kolokwium IV:

Zagadnienia ujęte w planie seminariów 9 – 13 i pozostałe

wykłady oraz ćwiczenia audytoryjne.

Kolokwium V:

Zagadnienia ujęte w planie seminariów 14 – 19

oraz pozostałe wykłady

4.4. Kolokwia poprawkowe

4.4.1. Kolokwia poprawkowe

Studentowi, który w przewidzianym terminie nie zaliczył kolokwiów, tzn. nie uzyskał

z każdego z nich minimum 10 punktów, przysługuje prawo do zdawania kolokwium

poprawkowego – w terminie wyznaczonym przez Zakład. Przy ocenie kolokwiów

poprawkowych obowiązuje system oceny punktowej identyczny jak w przypadku I terminu

kolokwium. Punkty uzyskane na kolokwium poprawkowym są wpisywane jako ocena końcowa

z aktualnie zaliczanego kolokwium. Student może uzyskać tylko jeden termin każdego z

kolokwiów poprawkowych. Nieobecność na kolokwium, nawet spowodowana chorobą,

potwierdzoną zwolnieniem lekarskim nie jest podstawą do przyznania automatycznie

dodatkowego terminu kolokwium w najbliższym tygodniu po powrocie na zajęcia. Terminy

kolokwiów poprawkowych ujęte są w ramowym planie nauczania biochemii opublikowanym

na stronie Zakładu. W przypadku niezaliczenia kolokwium(ów) w terminie poprawkowym

studentowi przysługuje prawo do zdawania kolokwium wyjściowego.

4.4.2. Kolokwium wyjściowe

Ustne kolokwium wyjściowe daje dodatkową możliwość zaliczenia zajęć z biochemii.

Jego termin jest ustalany z Kierownikiem ćwiczeń, w porozumieniu ze studentami. Kolokwium

prowadzone oraz oceniane jest przez komisję wyznaczoną przez Kierownika Zakładu. Odbywa

się, po zakończeniu planowych zajęć z biochemii. Do kolokwium wyjściowego może zostać

dopuszczony student, który uzyska pozytywną opinię asystenta prowadzącego zajęcia. W

przypadku, gdy kolokwium wyjściowe odbywa się podczas trwania sesji egzaminacyjnej lub po

21

jej zakończeniu, wymagane jest uprzednie uzyskanie pisemnej zgody Kierownika Zakładu oraz

Dziekana Oddziału Medycyny Laboratoryjnej na przystąpienie do tego kolokwium. Konieczne

jest także napisanie wówczas podania do Dziekana Oddziału Medycyny Laboratoryjnej, z

prośbą o warunkowe dopuszczenie do sesji egzaminacyjnej z niezaliczoną biochemią. Student

może uzyskać tylko jeden termin kolokwium wyjściowego. Student, który zdał kolokwium

wyjściowe może przystąpić do egzaminu z biochemii w terminie wyznaczonym przez Zakład.

W przypadku niepowodzenia w I terminie student zdaje egzamin poprawkowy w planowej

sesji poprawkowej.

4.5. Egzamin

4.5.1. Warunki dopuszczenia do egzaminu z biochemii

Warunkiem zaliczenia zajęć z biochemii oraz dopuszczenia do egzaminu z tego

przedmiotu jest uzyskanie sumarycznie co najmniej 104 punktów oraz osiągnięcie

wymaganych minimów punktowych z poszczególnych składowych.

4.5.2. Testowy egzamin z biochemii

Egzamin testowy (I i II termin po 50 pytań) odbywa się w terminach uzgodnionych na

posiedzeniu Rady Pedagogicznej II roku kierunku analityki medycznej. Dla osób chorych w dniu

egzaminu, które dostarczyły zwolnienie lekarskie, zostanie wyznaczony specjalny termin

(jeden dla wszystkich nieobecnych). Egzamin poprawkowy odbywa się w planowej sesji

poprawkowej (we wrześniu).

Egzamin oceniany jest zgodnie z poniższymi kryteriami:

2,0 (ndst) < 60% maksymalnej liczby możliwych do uzyskania punktów

3,0 (dost) 60-67% maksymalnej liczby możliwych do uzyskania punktów

3,5 (ddb) 68-75% maksymalnej liczby możliwych do uzyskania punktów

4,0 (db) 76-84% maksymalnej liczby możliwych do uzyskania punktów

4,5 (pdb) 85-92% maksymalnej liczby możliwych do uzyskania punktów

5,0 (bdb) 93-100% maksymalnej liczby możliwych do uzyskania punktów

22

4.5.3. Egzamin komisyjny

Przystąpienie do egzaminu komisyjnego wymaga zgody Dziekana. Student, który nie

zaliczył egzaminu z biochemii w terminie poprawkowym obowiązany jest złożyć podanie do

Dziekana i uzyskać jego pisemną zgodę na przystąpienie do egzaminu komisyjnego. Podanie

zaakceptowane przez Dziekana należy niezwłocznie dostarczyć do Kierownika ćwiczeń, który

nada dalszy bieg sprawie. Egzamin komisyjny powinien się odbyć w ciągu 2 tygodni od daty

niezaliczonego egzaminu poprawkowego. Ustny egzamin komisyjny prowadzi komisja

wyznaczona przez Kierownika Zakładu.

5. Nieobecności na zajęciach

• Udział w seminariach oraz ćwiczeniach audytoryjnych i laboratoryjnych jest obowiązkowy

• Nieobecność na zajęciach seminaryjnych lub na ćwiczeniach musi być każdorazowo usprawiedliwiona zwolnieniem lekarskim lub innym wiarygodnym zaświadczeniem z pieczątką i podpisem osoby je wystawiającej.

• Nieobecność na egzaminie uważa się za usprawiedliwioną, jeżeli student lub jego pełnomocnik, najpóźniej w ciągu 3 dni od wyznaczonego terminu egzaminu, dostarczy do Zakładu zwolnienie lekarskie i okaże je Kierownikowi ćwiczeń.

6. LITERATURA

Literatura obowiązkowa:

1. Robert K. Murray, Daryl K. Granner, Peter A. Mayes, Victor W. Rodwell: Biochemia Harpera, PZWL Warszawa, Wydanie 2016, lub nowsze (wydanie VII 2018).

2. SKRYPT DO ĆWICZEŃ LABORATORYJNYCH z BIOCHEMII DLA ANALITYKI

dostępny na stronie Biochemia - analityka medyczna materiały e-learningowe.

3. Zofia Suchocka: Biochemia w pytaniach cz. 1 i 2 (Wyd II) Skrypty dla studentów II roku

kierunku analityki medycznej WUM. Wyd. Oficyna Wydawnicza WUM 2018 r. (lub

nowsze).

Źródła dodatkowe:

1. dokumentacja fotograficzna, schematy metaboliczne, publikacje z recenzowanych czasopism

naukowych (np. z bazy ResearchGate lub bazy pełnotekstowych czasopism naukowych WUM

dostępnych na stronie WUM w zakładce SSL-VPN).

23

2. Biochemia, Seria "Lippincotts Illustrated Reviews" Autorzy: Denise R. Ferrier, red. wyd. pol.

Dariusz Chlubek, Edra Urban & Partner Wrocław 2018, wyd.1 (wybrane rozdziały).

3. Biochemia, Podręcznik Dla Studentów Uczelni Medycznych. Edward Bańkowski, Edra Urban

& Partner Wrocław 2016, wyd. 3 (wybrane rozdziały)

24

BIOLOGIA MOLEKULARNA

ZAKŁAD FARMACJI STOSOWANEJ

02-097 Warszawa, ul. Banacha 1, tel/fax 022 5720 978

www.farmacjamolekularna.wum.edu.pl

e-mail: farmacjamolekularna@wum.edu.pl

Kierownik Katedry: Prof. dr hab. Maciej Małecki

Osoba odpowiedzialna za dydaktykę: Dr Agnieszka Zajkowska

Godziny przyjęć w sprawach studenckich: ustalane i podane do wiadomości studentów na pierwszym wykładzie

Roczny wymiar wykładów i ćwiczeń: 60 godzin

wykłady – 20 godz.

ćwiczenia – 40 godz.

Miejsce wykładów: sale wykładowe Wydziału Farmaceutycznego

Miejsce seminariów i ćwiczeń: sale ćwiczeniowe Zakładu Farmacji Stosowanej

Liczba punktów ECTS: 4

CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU

Celem prowadzenia kursu jest zapoznanie studentów z molekularnymi podstawami biologii komórki

głównie

w zakresie funkcjonowania genów oraz białek. Przekazywane informacje dotyczą biologii komórek prawidłowych,

jak

i nowotworowych. W sposób szczególny omawiane są zagadnienia związane z molekularnymi podstawami cyklu

komórkowego, apoptozy, nowotworzenia. Kurs biologii molekularnej obejmuje również zapoznanie studentów

ze współczesnymi osiągnięciami dyscyplin biomedycznych w zakresie metod, technik i technologii – omówienia

innowacyjnych metod terapii chorób – terapii genowej, oraz metod wykorzystywanych w diagnostyce

molekularnej.

W zakresie ćwiczeń laboratoryjnych kurs biologii molekularnej uczy studentów wybranych metod molekularnych

związanych z DNA, RNA oraz białkiem – izolacja, ocena ilościowa, jakościowa, identyfikacja, amplifikacja.

PROGRAM NAUCZANIA

Tematy wykładów:

1. Genomy, transkryptomy, proteomy 2. Ekspresja genów: replikacja, transkrypcja, translacja 3. Regulacja ekspresji genów 4. Niekodujące cząsteczki RNA 5. Molekularne podstawy cyklu komórkowego 6. Metody biologii molekularnej w farmacji i diagnostyce medycznej 7. Molekularne podstawy kancerogenezy, Diagnostyka molekularna w nowotworach 8. Terapia genowa

25

Tematy ćwiczeń:

1. Wstęp do metody PCR – Optymalizacja reakcji PCR; Projektowanie starterów 2. Analiza DNA plazmidowego – izolacja z materiału biologicznego, trawienie enzymami restrykcyjnymi,

analiza elektroforetyczna 3. Analiza DNA genomowego – izolacja z materiału biologicznego, ocena jakościowa i ilościowa DNA,

amplifikacja wybranych sekwencji metodą PCR, analiza elektroforetyczna uzyskanych produktów 4. Analiza ekspresji genów – przygotowanie materiału biologicznego oraz izolacja RNA wraz z oceną

jakościową i ilościową uzyskanego RNA, reakcja odwrotnej transkrypcji, amplifikacja wybranej sekwencji metodą Real-time PCR, analiza wyników

5. Analiza białek – izolacja z materiału biologicznego, ocena ilości, analiza elektroforetyczna, barwienie białek w żelach poliakrylamidowych, zasady metody Western Blot

METODY ORGANIZACJI PRACY

Wykłady odbywają się w semestrze zimowym w wymiarze 3-4 godzin tygodniowo. Ćwiczenia odbywają się

raz w tygodniu.

FORMY KONTROLI I OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA

1. Wykonanie i zaliczenie ćwiczeń laboratoryjnych. 2. Egzamin w formie pisemnego testu końcowego, odbywa się w sesji egzaminacyjnej. Minimum zaliczeniowe

– 60%.

Warunkiem dopuszczenia studenta do egzaminu jest zaliczenie ćwiczeń laboratoryjnych.

LITERATURA OBOWIĄZKOWA

1. Węgleński P.: Genetyka molekularna, PWN, 2012 2. Turner P.C, McLennan A.G., Bates A.D., White M.R.H.: Biologia molekularna. Krótkie wykłady. Wydanie

trzecie, Wydawnictwo naukowe PWN, 2020 (copyright 2011)

LITERATURA ZALECANA

1. Brown T.A.: Genomy, PWN, 2019 2. Krzakowski M.: Onkologia Kliniczna tom I i II, Borgis Wydawnictwo Medyczne, Warszawa 2006

26

CYTOLOGIA KLINICZNA

KATEDRA I ZAKŁAD PATOMORFOLOGII

02-106 Warszawa, ul. Pawińskiego 7, tel. (22) 599 16 70 fax (22) 599 16 71

e-mail: patomorfologia@wum.edu.pl

KIEROWNIK KATEDRY:

Prof. dr hab. n. med. Barbara Górnicka

Sekretariat czynny w godz: 8.00-10.00 - 13.30-14.30

OSOBY ODPOWIEDZIALNE ZA DYDAKTYKĘ: dr n. med. Tomasz Ilczuk

Tel. 22 599 16 82

tomasz.ilczuk@wum.edu.pl

LICZBA GODZIN W SEMESTRZE ZIMOWYM

- wykłady 10 - ćwiczenia 10 - seminaria 10

MIEJSCE REALIZACJI ZAJĘĆ

- wykłady, ćwiczenia i seminaria - Katedra i Zakład Patomorfologii ul. Pawińskiego 7

TEMATY ZAJĘĆ W ROKU AKADEMICKIM 2020/2021

1. Wprowadzenie do diagnostyki cytologicznej 2. Cytodiagnostyka urologiczna 3. Biopsja aspiracyjna cienkoigłowa tarczycy 4. Diagnostyka cytologiczna układu oddechowego 5. Cytodiagnostyka ginekologiczna 6. Cytologia gruczołu piersiowego 7. Cytodiagnostyka narządów jamy brzusznej

27

8. Diagnostyka cytologiczna płynów z jam ciała 9. Diagnostyka cytologiczna w praktyce 10. Kolokwium

METODY ORGANIZACJI PRACY

Wykłady, ćwiczenia i seminaria z cytologii klinicznej odbywają się w Katedrze i

Zakładzie Patomorfologii przy ul Pawińskiego 7. Studenci zapoznawani są z

technikami wykonywania i oceny badań cytologicznych.

FORMY KONTROLI I OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA

Warunkiem dopuszczenia studentów do zaliczenia jest obecność na wszystkich

zajęciach.

Zaliczenie na ocenę jest w formie pisemnej po 4 semestrze. Obejmuje

tematykę materiału objętego wykładami i ćwiczeniami.

LITERATURA OBOWIĄZKOWA:

Materiały z wykładów, ćwiczeń i seminariów.

LITERATURA UZUPEŁNIAJĄCA:

1. Chosia M, Domagała W. Cytodiagnostyka szyjki macicy. Podręcznik dla

cytomorfologów medycznych. Fundacja Pro Pharmacia Futura, Warszawa

2010

2. Bibbo M, Wilbur DC (red). Comprehensive Cytopathology. Copyright

Saunders, An Imprint of Elsevier, Philadelphia 2008

3. Wieczorek M (red). Histopatologia ogólna i podstawy cytodiagnostyki.

Wydawnictwo Śląskiej Akademii Medycznej, Katowice 2006

4. Zabel M (red). Immunocytochemia. Wydawnictwo Naukowe PWN,

Warszawa 1999

5. Carson FL, Hladik C (red). Histotechnology. A self-instructional. American Society for Clinical Pathology Press, Chicago 2009

6. Wybrane rozdziały z podręcznika: Robbins Patologia. Wydanie I polskie pod redakcją W.T. Olszewskiego

28

DIAGNOSTYKA IZOTOPOWA

Nazwa Wydziału: Wydział Farmaceutyczny

Program studiów: Analityka medyczna, studia jednolite magisterskie,

stacjonarne, profil ogólnoakademicki

Rok akademicki: 2020/2021

Rok studiów: II

Nazwa modułu/przedmiotu: Diagnostyka izotopowa

Liczba godzin dydaktycznych: wykłady 15h, seminaria 20h, ćwiczenia 15h

Liczba punktów ECTS: 3

Jednostka realizująca kształcenie: Zakład Medycyny Nuklearnej WL WUM

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne WUM,

02- 097 Warszawa, ul. Banacha 1a, tel. 22 599 22 70,

email: sekretariat_zmn@wum.edu.pl

W sprawach studenckich sekretariat czynny w

godz.: 9:00 – 15:00

Kierownik Zakładu: Prof. dr hab. n. med. Leszek Królicki

Celem zajęć jest zapoznanie studentów z praktycznym zastosowaniem i wykorzystaniem izotopów

promieniotwórczych w medycynie, zarówno w diagnostyce jak i terapii. Kształcenie obejmuje

radioimmunologiczne, immunoradiometryczne i radiokompetycyjne metody in vitro oraz diagnostykę

izotopową in vivo stosowane w klinice. Diagnostyka izotopowa jest przedmiotem nauczania, który

pozwoli zdobyć specjalistyczną wiedzę na temat otrzymywania radiofarmaceutyków, metod

znakowania substancji organicznych, peptydów, elementów morfotycznych krwi oraz kontroli jakości i

czystości znakowanych izotopowo ligandów. Kończąc zajęcia, student posiada wiedzę na temat technik

badań izotopowych, metod gromadzenia radiofarmaceutyków w procesie diagnostycznym, zasad

kontroli czystości i jakości znaczników, analizy wyników badań laboratoryjnych. Ponadto, student

powinien wykazać umiejętność rozpoznawania, monitorowania, rokowania i profilaktyki zaburzeń

narządowych i układowych oraz kryteria doboru badań izotopowych i zasady ich wykonywania.

29

Zaliczenie przedmiotu odbywa się w formie pisemnej, po uzyskaniu minimum 61 % poprawnych

odpowiedzi ( szczegóły w metryczce przedmiotu).

Program nauczania:

Radiofarmaceutyki

- definicja radiofarmaceutyku,

- rodzaje promieniowania wykorzystywane w medycynie nuklearnej (diagnostyka a

leczenie),

- wymagania stawiane radiofarmaceutykom (diagnostyka a leczenie),

- otrzymywanie radiofarmaceutyków,

- klasyfikacja radiofarmaceutyków,

- mechanizmy gromadzenia radiofarmaceutyków,

- znaczenie, chemia i zastosowanie radionuklidu technetu,

- generator molibdenowo-technetowy,

- synteza radiofarmaceutyków technetowych,

- przykłady zastosowania radiofarmaceutyków,

- radiofarmaceutyki znakowane emiterami pozytonów i ich zastosowanie w badaniach

PET,

- kontrola jakości radiofarmaceutyków.

Proces diagnostyczny i odwzorowanie procesu fizjologicznego. Badania czynnościowe.

Kliniczne zastosowanie badań PET/CT, SPECT. Budowa i wykorzystanie aparatury stosowanej w

diagnostyce izotopowej. Zapoznanie z podstawami diagnostyki radioizotopowej in vitro - metody

radioimmunologiczne, immunoradiometryczne i radiokompetycyjne stosowane w klinice.

Radioreceptorowa metoda analityki medycznej. Oddziaływanie promieniowania z materią. Specyfika

ochrony radiologicznej w medycynie nuklearnej.

30

Literatura

Skrypt Diagnostyka Izotopowa ( materiały przekazane podczas zajęć dydaktycznych)

Królicki L. „Medycyna Nuklearna” Fundacja im. Rydygiera, Warszawa 1996,

Birkenfeld B., Listewnik M., „Medycyna Nuklearna” - obrazowanie molekularne”,

Pomorski Uniwersytet Medyczny Szczecin 2011r.

Metody radioimmunologiczne i radiokompetycyjne stosowane w klinice

Franciszek Kokot, Romuald Stupnicki

European Journal of Nuclear Medicine, Nuclear Medicine Review

Człowiek i promieniowanie jonizujące red. A. Z. Hrynkiewicz, PWN Warszawa 2001

31

IMMUNOLOGIA

KATEDRA BIOCHEMII I CHEMII KLINICZNEJ

ul. Banacha 1, 02-097 Warszawa, tel. (22) 5720 770 fax. (22) 5720 735,

e-mail: katedrabiochemii@wum.edu.pl

Kierownik Katedry: prof. dr hab. Grażyna Nowicka

ZAKŁAD MEDYCYNY LABORATORYJNEJ

Ul. Banacha 1a, 02-097 Warszawa, tel. 22 59992405

e-mail: zml@wum.edu.pl

Osoba odpowiedzialna za dydaktykę: dr hab. n. med. Olga Ciepiela

Miejsce i wymiar zajęć z Immunologii:

Zajęcia obejmują 50 godzin, w tym: wykłady 10, seminaria 20, ćwiczenia 20 godzin,

ECTS = 3. Sale wykładowe i ćwiczeniowe w gmachu Wydziału Farmaceutycznego WUM.

Forma zaliczenia przedmiotu: Egzamin testowy w sesji zimowej

Cel nauczania i zakres przedmiotu

Celem nauczania immunologii jest:

• Poznanie budowy i funkcji układu odpornościowego człowieka;

• Poznanie podstawowych mechanizmów indukcji i rozwoju odpowiedzi immunologicznej

oraz procesów leżących u podłoża chorób alergicznych, autoimmunologicznych,

nowotworowych, odrzucania przeszczepów oraz pierwotnych i wtórnych niedoborów

oporności;

• poznanie możliwości zastosowania przeciwciał, cytokin i komórek należących do układu

odpornościowego w celach diagnostycznych i terapeutycznych

• nabycie umiejętności przeprowadzania badań podstawowymi metodami

immunologicznymi (w tym izolacji komórek układu odpornościowego, przeprowadzanie

testów immunoenzymatycznych, oceny subpopulacji limfocytów, oceny funkcji komórek

układu odpornościowego, wykonywania testów w oparciu o reakcje antygen-przeciwciało,

interpretacji wyników podstawowych badań immunologicznych)

Program nauczania:

Wykłady:

W1 – Wprowadzenie do układu odpornościowego: komórki, tkanki i narządy układu

odpornościowego, przeciwciała, układ dopełniacza, receptory limfocytów T, cząsteczki MHC

(dr S. Białek).

W2 – Rodzaje odpowiedzi immunologicznej: odporność wrodzona, prezentacja antygenu,

współdziałanie komórek w wytwarzaniu przeciwciał, komórki żerne w odporności,

cytotoksyczność odpowiedzi immunologicznej, regulacja odpowiedzi immunologicznej,

odpowiedzi immunologiczne w tkankach (dr hab. O. Ciepiela)

W3 – Immunologia zakażeń: odporność przeciwwirusowa, odporność przeciwbakteryjna i

przeciwgrzybiczna, odporność na inwazje pasożytnicze, pierwotne niedobory odporności,

AIDS i wtórne niedobory odporności, szczepienia (dr S. Białek)

32

W4 – Odpowiedzi immunologiczne przeciw tkankom: tolerancja immunologiczna,

autoimmunizacja i choroby autoimmunizacyjne, przeszczep i odrzucenie, odporność na

nowotwory. (dr S. Białek)

W5 – Nadwrażliwości: typu I (natychmiastowa), typu II, typu III, typu IV (dr S. Białek)

Seminaria:

S1 – Pierwotne i wtórne niedobory odporności (mgr D.Łacheta).

S2 – Diagnostyka niedoborów odporności oraz funkcjonowania układu odpornościowego.

Terapia genowa (mgr D. Łacheta)

S3 – Tolerancja immunologiczna. Mechanizmy zabezpieczające przed autoagresją.

Mechanizmy indukujące autoagresję (dr S. Białek)

S4 – Mechanizmy cytotoksyczności limfocytów (dr hab. O. Ciepiela)

S5 – Testy diagnostyczne w ocenie zaburzeń układu odpornościowego (dr hab. O. Ciepiela)

S6 – Nadwrażliwość typu II, III i IV. Zastosowania w diagnostyce. Choroby o podłożu

atopowym (dr S. Białek)

S7– Główny układ zgodności tkankowej (mgr D. Łacheta)

S8 – Immunologia rozrodu. Zewnątrzkomórkowe sieci neutrofilowe (dr hab. O. Ciepiela)

S9 – Przeciwciała monoklonalne i ich zastosowanie w terapii. (dr S. Białek)

S10 – Immunologiczne podłoże reakcji SIRS (dr S. Białek)

Ćwiczenia:

C1 – Izolacja limfocytów (dr hab. O. Ciepiela)

C2 – Test redukcji błękitu nitrotetrazolowego (NBT) (dr hab. O. Ciepiela)

C3 – Immunofenotypowanie subpopulacji limfocytów (mgr D. Łacheta)

C4 – Test chemiluminescencji. Ocena zdolności fagocytujących neutrofilów (dr hab. O.

Ciepiela)

C5 – Ocena reakcji antygen-przeciwciało w żelu (dr S. Białek)

C6 – Testy immunoenzymatyczne (ELISA) (dr S. Białek)

C7 – Odczyny precypitacyjne (mgr D. Łacheta)

C8 – Testy lateksowe (dr S. Białek)

C9 – Oznaczanie składowych układu dopełniacza. Interpretacja wyników badań (mgr D.

Łacheta)

C10 – Diagnostyka alergii IgE-zależnych. Interpretacja wyników badań (dr S. Białek)

Formy kontroli i ocena wyników nauczania

Podstawą zaliczenia przedmiotu jest:

• Kolokwium testowe po piątym seminarium,

• Kolokwium testowe po 10 seminarium

• Egzamin testowy przeprowadzany w sesji zimowej, obejmujący 60 pytań jednokrotnego

wyboru, trwający 60 minut. Aby być dopuszczonym do egzaminu, należy być obecnym

na seminariach i ćwiczeniach (dopuszczalna nieobecność na 2 z zaplanowanych 20

33

zajęć), wziąć udział we wszystkich wykładach w formie e-learningu oraz zaliczyć

kolokwium.

Literatura obowiązkowa:

1. Gołąb J., Jakóbisiak M., Lasek W., Stokłosa T.: Immunologia, PWN, Warszawa 2017

2. Lasek W.: Immunologia: podstawowe zagadnienia i aktualności. PWN, Warszawa 2014

Literatura uzupełniająca:

1. Bryniarski K.: Immunologia. Edra Urban & Partner, Wrocław 2017

2. Abbas AK., Lichtman AH., Pillai S.: Immunologia – funkcje i zaburzenia układu

immunologicznego. Red. wyd. pol. Żeromski J., Edra Urban & Partner,Wrocław 2015

3. Żeromski J., Madaliński K., Witkowski JM.: Diagnostyka immunologiczna w praktyce

lekarskiej. Mediton, Łódź 2017, z serii Immunologia w praktyce.

4. Vollma A, Zundorf I, Dingremann T. Immunologia i immunoterapia. Red. wyd. pol.

Żeromski J. Medpharm Polska 2015

34

IMMUNOPATOLOGIA Z IMMUNODIAGNOSTYKĄ

Immunopatologia z Immunodiagnostyką

- Katedra/Zakład, adres, telefon

1. Zakład Immunopatologii Chorób Zakaźnych i Pasożytniczych WUM

ul. Pawińskiego 3c;02-106 Warszawa

tel. (22) 5720709

2. Zakład Immunologii Klinicznej WUM

ul. Nowogrodzka 59; 02-006 Warszawa

tel: (22) 5021260

- kierownik Katedry/Zakładu

Prof. dr hab. n. med. Marek Radkowski

dr hab. Radosław Zagożdżon

- godziny przyjęć w sprawach studenckich

Zakład Immunopatologii Chorób Zakaźnych i Pasożytniczych WUM: pn i pt. 10.00 -13.30

Zakład Immunologii Klinicznej WUM: 9.30 – 14.00

lub w innych godzinach po uprzednim ustaleniu telefonicznym.

- osoba odpowiedzialna za dydaktykę

Dr n. biol. Agnieszka Pawełczyk

Dr n. farm. Beata Kaleta

- roczny wymiar wykładów i ćwiczeń (punkty ECTS - 6)

20 godzin wykładów

25 godzin seminariów

30 godzin ćwiczeń

- miejsce wykładów, seminariów i ćwiczeń

1. Pracownie laboratoryjne Zakład Immunopatologii Chorób Zakaźnych i Pasożytniczych WUM.

2. Zakład Immunologii Klinicznej WUM

2. CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU

Podstawowym celem nauczania przedmiotu jest zapoznanie studentów z rodzajami zaburzeń układu

immunologicznego, z mechanizmami chorób o podłożu immunologicznym oraz z zasadami

immunodiagnostyki.

Na treść nauczania składają się następujące elementy: podstawy immunogenetyki, mechanizmy

odpowiedzi immunologicznej i ich znaczenie w rozwoju schorzeń o podłożu autoimmunizacyjnym,

35

nadwrażliwości i niedoborów układu odpornościowego, nowe trendy w immunomodulacji, lekooporne

infekcje i potencjalne zastosowanie fagów w ich zwalczaniu, etyka badań klinicznych.

Podczas ćwiczeń laboratoryjnych studenci zdobywają wiedzę na temat praktycznych aspektów

diagnostyki immunologicznej, kształtują umiejętności praktycznego doboru testów do diagnostyki

zaburzeń układu odpornościowego, ich właściwej interpretacji i wykorzystania.

Informacje, w tym protokoły niezbędne do wykonania danego ćwiczenia są udostępniane studentom

podczas wstępu do każdego z ćwiczeń.

3. PROGRAM NAUCZANIA

-Tematy wykładów:

1. Patogenetyczne podstawy do diagnostyki laboratoryjnej w chorobach zakaźnych.

zakażeń.

2. Immunopatologia i immunodiagnostyka zakażeń i zarażeń.

3. Immunopatologia zakażeń wirusowych na przykładzie patogenów wykazujących tropizm do

komórek układu immunologicznego.

4. Wycieńczenie immunologiczne.

5. Trudności w rutynowej diagnostyce zakażeń – aspekty praktyczne.

6. Patogeneza i diagnostyka potransplantacyjnych zakażeń wirusowych.

7. Mechanizmy patogenetyczne i diagnostyka immunologiczna chorób na przykładzie grypy.

8. Subpopulacje limfocytów, praktyczne znaczenie ich różnicowania. Limfocyty: podział, budowa, rola

i funkcje

9. Rola cytokin w immunopatologii. Dyskusja na temat roli cytokin w chorobach o podłożu

autoimmunologicznym

10. Zakażenia wirusowe, bakteryjne grzybicze. Przyczyny, diagnostyka leczenie.

11. Wybrane choroby wątroby o podłożu autoimmunologicznym. Przyczyny, diagnostyka i leczenie.

12. Tło immunologiczne glomerulopatii. Glomerulopatie: podział, patogeneza, diagnostyka, leczenie.

13. Immunopatogeneza chorób tkanki łącznej. Przyczyny, diagnostyka i leczenie

14. Choroba przeszczep przeciw gospodarzowi (GVHD)

15. Metody badań immunologicznych i ich praktyczne znaczenie.

36

16. Leki immunosupresyjne. Omówienie działania i praktycznego zastosowania leków

immunosupresyjnych oraz ich wpływu na układ odpornościowy

Tematyka ćwiczeń:

- w Zakładzie Immunologii Klinicznej:

Ćwiczenia obejmują prezentacje metod i interpretację wyników immunologicznych badań

diagnostycznych przy ich użyciu:

- cytometrii przepływowej (fluorescencja dwu i trójkolorowa);

- hodowli tkanek (stymulacja miogenami swoistymi i nieswoistymi;

- immunoenzymatycznej (ELISA);

- izotopowych (w pracowni izotopowej klasy III i Z);

- serologicznych (oznaczania preformowanych przeciwciał - % PRA, crossmatch dla doboru do

transplantacji narządów unaczynionych;,

- genetycznych (oznaczanie ekspresji antygenów zgodności tkankowej klasy I i II u potencjalnych

biorców narządów);

- oznaczanie poziomu przeciwciał przeciw antygenom zgodności tkankowej klasy I i II w Luminexie;

- stosowania metod immunosupresji klinicznej;

- metody tworzenia i stosowania norm dla poszczególnych metod immunologicznych

-w Zakładzie Immunopatologii Chorób Zakaźnych i Pasożytniczych

1. Zaburzenia układu immunologicznego jako konsekwencja zakażeń wirusowych, bakteryjnych i

pasożytniczych.

Podstawowe zasady pobierania materiału do badań immunologicznych.

Ocena stanu odporności pacjenta.

2.Techniki biologii molekularnej w diagnostyce zaburzeń układu immunologicznego

- diagnostyka immunologiczna chorób wirusowych, bakteryjnych i pasożytniczych.

- diagnostyka molekularna patogenów atakujących układ immunologiczny ( na wybranych

przykładach).

- omówienie i interpretacja wyników badań laboratoryjnych.

3. Nadwrażliwość

- klasyfikacja i patogeneza;

37

- metody diagnostyczne nadwrażliwości, w tym diagnostyka chorób alergicznych;

- omówienie i interpretacja wyników badań laboratoryjnych.

4. Niedobory odporności

- klasyfikacja i podłoże niedoborów odporności;

- konsekwencje zaburzeń odporności;

- diagnostyka niedoborów immunologicznych;

- problematyka szczepień u pacjentów z niedoborami odporności;

- omówienie i interpretacja wyników badań laboratoryjnych.

5. Autoimmunizacja

- mechanizmy patogenezy - podłoże chorób autoimmunizacyjnych;

- diagnostyka laboratoryjna chorób autoimmunologicznych;

- omówienie i interpretacja wyników badań laboratoryjnych.

6. Immunoprofilaktyka i immunoterapia

Tematy seminariów

1. Techniki biologii molekularnej w diagnostyce zaburzeń układu immunologicznego - ocena ekspresji

genów dla cytokin.

2. Czynniki wpływające na dobór testów diagnostycznych stosowanych w wykrywaniu zróżnicowanych

markerów zakażeń, ze szczególnym uwzględnieniem metod immunodiagnostycznych. Znaczenie

rekomendacji w diagnostyce immunologicznej.

3. Diagnostyka różnicowa chorób narządowo specyficznych i układowych o podłożu

autoimmunologicznym (4godz.).

4. Diagnostyka niedoborów immunologicznych przebiegających z zaburzeniem odporności swoistej

nieswoistej (4 godz.).

5. Nowoczesne metody diagnostyczne na poziomie genu i białka. (4 godz.)

6. Autoimmunizacja, mechanizmy i znaczenie kliniczne.

7. Odrzucanie alloprzeszczepu: rodzaje, diagnostyka, leczenie

8. Monitorowanie immunologiczne biorców narządów unaczynionych – omówienie wyników badań

9. Wybrane diagnostyczne metody immunologiczne – omówienie wyników badań

10. Wybrane diagnostyczne metody genetyczne – omówienie wyników badań

38

4. METODY ORGANIZACJI PRACY

Przedmiot prowadzony jest przez 2 Zakłady Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego. Pierwsza część

zajęć odbywa się w Zakładzie Immunologii Klinicznej, druga w Zakładzie Immunopatologii Chorób

Zakaźnych i Pasożytniczych.

Metody organizacji pracy:

1. Wykłady i prezentacje multimedialne.

2. Ćwiczenia laboratoryjne.

3. Demonstracje.

4. Dyskusje seminaryjne.

Szczegółowe informacje dotyczące zaliczeń każdej części przedmiotu będą udostępnione na stronie

internetowej Zakładu Immunopatologii Chorób Zakaźnych i Pasożytniczych WUM:

www.immunopa@wum.edu.pl

5. FORMY KONTROLI I OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA

Po pierwszej części zajęć przeprowadzane jest kolokwium, którego pozytywny wynik stanowi jeden z

warunków dopuszczenia do egzaminu końcowego.

Warunkiem zaliczenia ćwiczeń jest obecność na zajęciach, wykonanie ćwiczeń przewidzianych

programem i zaliczenie sprawozdania z ich przebiegu wraz z interpretacją uzyskanych wyników oraz

uzyskanie zaliczenia części praktycznej zajęć na podstawie poprawnie wykonanie testu

diagnostycznego .

Zaliczenie części seminaryjnej odbywa się na podstawie oceny przygotowanej przez każdego studenta

krótkiej prezentacji, będącej teoretycznym wprowadzeniem w tematykę zajęć oraz aktywności

studenta podczas dyskusji seminaryjnej. W przypadku nieobecności konieczne jest zaliczenie danej

partii materiału u osoby prowadzącej.

Dopuszczenie do egzaminu wymaga: zaliczenia kolokwium, zaliczenia testu praktycznego, zaliczenia

seminarium.

Przedmiot kończy się egzaminem pisemnym, obejmującym wszystkie treści programu nauczania i

wpisaniem oceny do indeksu.

6. LITERATURA OBOWIĄZKOWA

39

1. Gołąb J., Jakóbisiak M., Lasek W., Stokłosa T.: Immunologia. Wydawnictwo Naukowe PWN. Warszawa 2017.

2. Żeromski J, Madaliński K, Witkowski J. Diagnostyka Immunologiczna w praktyce lekarskiej. Mediton. Łódź 2017.

3. A.K. Abbas AK; Lichtman A.H, Pillai S (pod red. Żeromski J.), Immunologia funkcje i zaburzenia układu Immunologicznego; Elsevier Urban & Partner; Warszawa 2015.

4. Nowaczyk M., Górski A.: Podstawy Immunologii Klinicznej (cz. I i II), Oficyna Wydawnicza WUM. Warszawa 2003.

5. Kowalski M.: Immunologia kliniczna. Mediton, Łódź 2000.

6. Lasek W.: Immunologia. Podstawowe zagadnienia i aktualności. Wydawnictwo Naukowe PWN. Warszawa 2009.

7. Playfair J.H.L., Chain B.M.: Immunologia w zarysie. Wydawnictwo Lekarskie PZWL. Warszawa 2005.

8. Zembala M., Górski A.: Zarys immunologii klinicznej. Wydawnictwo Lekarskie PZWL. Warszawa 2001.

7. LITERATURA ZALECANA

1. Badania immunogenetyczne w transplantologii i diagnostyce. Praca zbiorowa pod red. Katarzyny Boguni – Kubik. I-BIS, 2012

2. Rich R. R.. Clinical Immunolog. Principles and Practice (third edition), 2012.

3. Kołtan S, Grześk E. Immunologia w codziennej praktyce. Medical Tribune Polska, Warszawa

2016.

Spis literatury zalecanej jest uaktualniany w każdym roku akademickim i podawany jest na początku

zajęć. Obejmuje przede wszystkim najnowsze artykuły naukowe dotyczące poszczególnych zagadnień

omawianych podczas ćwiczeń i wykładów.

40

JĘZYK ANGIELSKI

STUDIUM JEZYKÓW OBCYCH ul. Księcia Trojdena 2a; 02-109 Warszawa tel. (022) 5720 863 www.sjo.wum.edu.pl e-mail: sjosekretariat@wum.edu.pl

Kierownik SJO: dr Maciej Ganczar

Godziny przyjęć w sprawach studenckich:

Godziny przyjęć w sprawach studenckich oraz godziny konsultacji lektorów podane są

dowiadomości zainteresowanych na stronie internetowej www.sjo.wum.edu.pl oraz na tablicy

ogłoszeń w Studium Języków Obcych.

Osoba odpowiedzialna za dydaktykę:

Dr Sylwia Pielecha

Roczny wymiar zajęć:

80 godzin ćwiczeń

4 pkt. ECTS

Miejsce zajęć:

Studium Języków Obcych: ul. Księcia Trojdena 2a (Centrum Dydaktyczne).

2. CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMlOTU

Ćwiczenie umiejętności językowych pozwalających na osiągnięcie biegłości języka

angielskiego w dziedzinie medycyny laboratoryjnej, zgodnie z wymaganiami określonymi dla

poziomu B2 Europejskiego Systemu Opisu Kształcenia Językowego Rady Europy.

3. PROGRAM NAUCZANIA

Tematyka zajęć:

a) omówienie specjalistycznych tekstów w zakresie:

- przygotowania do wykonania testów (omówienie zasad bezpieczeństwa)

41

- wykonania różnych rodzajów testów (badanie krwi, badanie moczu, badanie kału, testy

genetyczne)

- analizy płynów ustrojowych

- badań mikroskopowych

b) ćwiczenie struktur gramatycznych i funkcji językowych charakterystycznych dla języka

specjalistycznego oraz komunikacji w środowisku akademickim i zawodowym.

c) słuchanie wykładów i prezentacji na tematy specjalistyczne.

d) pisanie sformalizowanych tekstów

e) przedstawienie samodzielnie przygotowanej przez studenta prezentacji o tematyce

specjalistycznej

4. METODY ORGANIZACJI PRACY

Lektorat języka angielskiego obowiązuje wszystkich studentów II roku Wydziału Analityki

Medycznej. Stanowi kontynuację nauki rozpoczętej na I roku studiów. Prowadzony jest w

semestrze zimowym i letnim w wymiarze rocznym 80 godzin (po 40 godzin lekcyjnych w

każdym semestrze; 1 ćwiczenia 120-minutowe tygodniowo) i kończy się egzaminem w sesji

letniej II roku studiów.

5. FORMY KONTROLI I OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA

Podstawę zaliczenia przedmiotu stanowi systematyczny udział w zajęciach, pozytywne oceny

ze sprawdzianów oraz prezentacja opracowanego samodzielnie tekstu o tematyce

specjalistycznej. W sesji letniej studenci przystępują do końcowego egzaminu pisemnego z

tematów obejmujących dwa lata lektoratu.

6. LITERATURA OBOWIĄZKOWA

Zajęcia prowadzone są z wykorzystaniem materiałów własnych, źródeł internetowych oraz

podręcznika „English for Laboratory Diagnosticians.” Kierczak Anna W., rok wydania 2006,

wydawnictwo: PZWL.

42

PATOFIZJOLOGIA

ZAKŁAD FARMAKODYNAMIKI

ul. Banacha 1B, 02-097 Warszawa; CePT (pokój FC02); tel.: (48) 22 116 61 61

Kierownik Zakładu: Prof. dr hab. n. med. i n. o zdr. Magdalena Bujalska-Zadrożny

Godziny przyjęć w sprawach studenckich: czwartek 13.00 – 14.00

Osoba odpowiedzialna za dydaktykę:

dr Przemysław Kurowski, email: przemyslaw.kurowski@wum.edu.pl, tel. 22 116 61 69; -64

Roczny wymiar zajęć: wykłady - 30 godzin, seminaria - 20 godzin, ćwiczenia - 40 godzin.

Liczba punktów ECTS – 9

Strona internetowa Zakładu Farmakodynamiki: zf.wum.edu.pl

Cel nauczania i zakres przedmiotu

Celem nauczania patofizjologii jest poznanie mechanizmów zaburzeń czynnościowych

organizmu człowieka na poziomie molekularnym, komórkowym, tkankowym, narządowym i

systemowym. Zakres nauczania obejmuje układ nerwowy, krążenia, oddechowy, pokarmowy,

moczowy i hormonalny człowieka. W trakcie nauczania podkreślane będą zagadnienia

związane z zaburzonymi mechanizmami regulacyjnymi ustroju i zaburzonym działaniem

substancji biologicznie czynnych na komórki.

PROGRAM NAUCZANIA

Tematy wykładów:

1. Wstęp do patofizjologii. Patofizjologia komórki. Biologia nowotworów

2. Patofizjologia wybranych chorób neurozwyrodnieniowych (choroba Alzheimera,

zespoły otępienne, taupatie). Patomechanizmy neurodegeneracyjnych chorób układu

nerwowego

43

3. Patofizjologia chorób układu pozapiramidowego. Patomechanizmy

neurodegeneracyjnych chorób układu ruchowego: choroba Parkinsona, choroba

Huntingtona, drżenie samoistne, ataksje móżdżkowe, MSA

4. Choroby naczyń mózgowych – uadry. Etiologia i klasyfikacja bólów głowy

5. Neurobiologia uzależnień

6. Patofizjologia układu pokarmowego ze szczególnym uwzględnieniem etiologii,

patogenezy i patofizjologii wirusowego zapalenia wątroby. Etiologia i patogeneza

zapalenia trzustki

7. Fizjologia i patofizjologia bólu

8. Patofizjologia układu hormonalnego – etiologia, patogeneza i patofizjologia cukrzycy

9. Epidemiologia i podłoże molekularne nadciśnienia tętniczego

10. Patofizjologia zaburzeń hemodynamiki i rytmu serca. Diagnostyka zaburzeń

hemodynamicznych serca oraz diagnostyka zaburzeń rytmu serca

11. Patofizjologia wybranych chorób autoimmunizacyjnych ze szczególnym

uwzględnieniem patofizjologii reumatoidalnego zaplenienia stawów i tocznia

rumieniowatego układowego

12. Patofizjologia układu oddechowego

13. Patofizjologia funkcji nerek. Podział, przyczyny i mechanizmy patofizjologiczne

niewydolności nerek

14. Zaburzenia gospodarki wodno-elektrolitowej i kwasowo-zasadowej

15. Patofizjologia hormonów płciowych

Tematy ćwiczeń/seminariów:

1. Patofizjologia krwi. Klasyfikacja i mechanizm powstawania niedokrwistości

niedoborowych i niedokrwistości aplastycznych, zaburzeń różnicowania elementów

morfotycznych krwi (białaczki, chłoniaki). Zaburzenia układu krzepnięcia

2. Patofizjologia stanu zapalnego. Komputerowa prezentacja procesu zapalnego

3. Patofizjologia układu ruchowego (uszkodzenia górnego i dolnego motoneuronu,

choroby jednostki ruchowej).

4. Patofizjologia, objawy kliniczne chorób afektywnych, zespołu nadaktywności

psychoruchowej, stresu pourazowego

5. Patofizjologia wybranych zaburzeń ośrodkowego układu nerwowego (padaczka,

zespoły otępienne, choroby demielinizacyjne). Choroby naczyniowe mózgu

44

6. Patofizjologia układu pokarmowego (molekularne podłoże choroby wrzodowej żołądka

i dwunastnicy; mechanizmy odpowiedzialne za powstawanie achalazji, refluksu

żołądkowo-przełykowego, choroby Leśniowskiego-Crohna, colitis ulcerosa)

7. Seminarium sprawdzające; podsumowanie omówionego materiału

8. Patofizjologia układu hormonalnego. Zaburzenia czynności wydzielniczej przysadki

mózgowej (gigantyzm, akromegalia, hiperprolaktynemia, choroba Cushinga).

Nadczynność i niedoczynność tarczycy. Zaburzenia funkcji kory i rdzenia nadnerczy

9. Patofizjologia układu krążenia. Miażdżyca naczyń. Nadciśnienie tętnicze pierwotne

i wtórne. Żylna choroba zakrzepowo-zatorowa. Zatorowość płuc. Demonstracje

filmowe koronarografii, angioplastyki

10. Patofizjologia serca cz. I. Niewydolność serca ostra i przewlekła; mechaniczne

wspomaganie pracy serca, opcje operacyjne leczenia niewydolności serca.

Demonstracje filmowe przykładów niewydolności serca i wad rozwojowych. Echo

serca, rezonans serca

11. Patofizjologia serca cz. II. Choroby mięśnia sercowego: kardiomiopatie, zapalenie

mięśnia sercowego. Zaburzenia rytmu serca i przewodzenia. Demonstracja filmowa

aparatów do krążenia pozaustrojowego. Demonstracja filmowa i wyjaśnienie zasady

działania defibrylatorów umieszczonych w miejscach publicznych

12. Patofizjologia układu oddechowego. Astma. Przewlekła obturacyjna choroba płuc

(POCHP). Ostra i przewlekła niewydolność oddechowa. Zespół snu z bezdechem.

Wpływ palenia papierosów na układ oddechowy. Choroba wysokogórska.

Demonstracje filmowe i symulacje komputerowe patomechanizmów obturacyjnych

bezdechów podczas snu.

13. Patofizjologia funkcji nerek (kłębuszkowe zapalenie nerek, zespół nefrytyczny, zespół

nerczycowy). Nadciśnienie nerkopochodne

14. Seminarium sprawdzające; podsumowanie omówionego materiału

15. Patofizjologia ciąży. Konflikt serologiczny, ciąża powikłana cukrzycą, nadciśnieniem

tętniczym w ciąży, schorzenia wątroby w ciąży

45

FORMY ZALICZENIA PRZEDMIOTU

1. Kolokwia

Kolokwium 1 – 30 pytań testowych; kryterium zaliczenia – uzyskanie co najmniej 51%

punktów

Kolokwium 2 – 30 pytań testowych; kryterium zaliczenia – uzyskanie co najmniej 51%

punktów

2. Egzamin

Do egzaminu dopuszczone będą osoby, które:

- zaliczyły wszystkie zajęcia dydaktyczne przewidziane w programie nauczania,

- przygotowały dwie prezentacje na zadane tematy,

- zaliczyły dwa kolokwia sprawdzające.

Egzamin – 60 pytań testowych, kryterium zaliczenia – uzyskanie co najmniej 51% punktów.

LITERATURA

Literatura obowiązkowa:

1. Sławomir Maśliński, Jan Ryżewski: „Patofizjologia” tom 1-2, PZWL, Warszawa 2012,

wyd. 4

2. Ivan Damjanov, red. wyd. pol. Andrzej Bręborowicz, Piotr Thor, Maria Winnicka:

„Patofizjologia”, Elsevier Urban&Partner, Wrocław 2010, wyd. 1

3. Anna M. Badowska-Kozakiewicz: „Patofizjologia człowieka”, PZWL, Warszawa 2013,

wyd. 1

Literatura uzupełniająca:

1. Jan W. Guzek: „Patofizjologia człowieka w zarysie”, PZWL, Warszawa 2015, wyd. 1

2. Stefan Silbernagl, Florian Lang, (red. pol.) Barbara Malinowska, Anna Hryniewicz,

Hanna Kozłowska: „Atlas Patofizjologii”. MedPharm, Wrocław 2011, wyd. 1

KOŁO NAUKOWE

Przy Zakładzie Farmakodynamiki działa Studenckie Koło Naukowe Cerebrum. Opiekunem

naukowym koła jest dr Przemysław Kurowski, email: przemyslaw.kurowski@wum.edu.pl, tel.:

22 116 61 69; -64.

46

PATOMORFOLOGIA

Katedra Patomorfologii WUM ul. Pawińskiego 7, 02-106 Warszawa, tel. 22 599 16 70; fax 22 599 16 71, e-mail: patomorfologia@wum.edu.pl

Kierownik Katedry: prof. dr hab. n. med. Barbara Górnicka Zajęcia z zakresu patomorfologii odbywają się w semestrze letnim w formie wykładów (20 godz.), ćwiczeń histopatologicznych (30 godz.) oraz seminariów z metod diagnostycznych (20 godz.) w łącznym wymiarze 70 godzin wg. planu ustalonego przez Dziekanat Wydziału.

Punkty ECTS - 5

Tematyka zajęć zamieszczona jest na stronie internetowej Katedry i Zakładu Patomorfologii: www.patomorfologia.wum.edu.pl

Miejsce zajęć: Katedra i Zakład Patomorfologii, ul. Pawińskiego 7, sala seminaryjna P34 (parter) oraz sale komputerowe (III piętro) Wszystkie informacje nt. szczegółowej tematyki zajęć, ich przebiegu i zaliczenia dostępne są w Przewodniku zamieszczonym na stronie internetowej Katedry. Obecność studenta na wszystkich zajęciach (wykłady, seminariach i ćwiczenia) jest obowiązkowa. W roku akademickim dopuszcza się jedną nieobecność nieusprawiedliwioną

Zaliczenie zajęć dokonywane jest na podstawie:

a) obecności na zajęciach

b) uzyskania pozytywnych ocen z kolokwiów działowych

Kolokwium odbywa się w formie pisemnej - test jednokrotnego wyboru. Pozytywną ocenę otrzymuje student, który uzyska minimum 51% punktów.

Zakres materiału do kolokwium obejmuje wiadomości przekazane na zajęciach oraz literatura wskazana w sylabusie.

Student, który nie zaliczył kolokwium, może przystąpić do niego ponownie w dwóch terminach poprawkowych.

Egzamin testowy w sesji obejmuje zakres materiału przekazany na wykładach, ćwiczeniach oraz literaturę. Warunkiem przystąpienia studenta do egzaminu jest uzyskanie zaliczenia z ćwiczeń.

47

PRAKTYKI W LABORATORIACH

Program kształcenia zakłada, że Student musi odbyć praktyki w laboratoriach. Celem

praktyk jest:

– zapoznanie Studenta z metodami badań stosowanych w medycynie laboratoryjnej – zapoznanie Studenta różnego typu metodami pracy badawczej, aparaturą – zapoznanie Studenta z podstawami metodologii prac naukowo-badawczych – zainteresowanie Studenta pracą w laboratoriach i umożliwienie mu włączenia się w

projekty naukowo-badawcze realizowane w jedenastkach uczelni lub innych instytucji naukowo-badawczych (prace eksperymentalne, opracowywanie wyników, przygotowywanie różnego typu materiałów i opracowań naukowych itp.) oraz realizację własnych zainteresowań naukowo-badawczych

Po zakończeniu praktyk Student zna wybrane metody i techniki badawcze stosowane w

diagnostyce laboratoryjnej/medycynie laboratoryjnej

Czas trwania praktyk - 120 godzin (rozliczenie praktyk do końca roku akademickiego)

Miejsce praktyk - laboratoria macierzystej Uczelni (jednostki wydziałowe, jednostki

CBP/CePT ) lub innych uczelni i instytutów naukowo-badawczych (po zawarciu stosownej

umowy przez Uczelnię na prośbę Studenta) . Praktyki mogą się odbyć w jednym lub kilku

laboratoriach wybranych przez Studenta. Student sam wybiera laboratoria i ustala z

kierownikiem laboratorium ich termin oraz zakres tak, aby uzyskać zakładane efekty

kształcenia

Zaliczenie praktyk::

1.Otrzymanie pozytywnej opinii bezpośredniego opiekuna praktyk oraz kierownika

laboratorium - wpis w Dzienniku Praktyk,

Przebieg praktyki jest dokumentowany przez Studenta w Dzienniku Praktyk i potwierdzany

przez opiekuna nadzorującego bezpośrednio przebieg praktyk. Wpisy do Dziennika Praktyk

potwierdza kierownik laboratorium (jednostki), który po zakończeniu praktyki wystawia

studentowi opinię i ocenia jego działalność

2.Przedłożenie Dziennika Praktyk osobie odpowiadającej za realizację praktyk z ramienia

Wydziału i uzyskanie zaliczenia

Osoba odpowiedzialna za realizację praktyk zatwierdza praktykę na podstawie opinii

kierownika/opiekuna praktyk w laboratorium naukowo-badawczym, dokumentacji

prowadzonej przez Studenta oraz rozmowy ze studentem.

3.Złożenia Dziennika Praktyk w Dziekanacie do końca roku akademickiego.

48

PSYCHOLOGIA

ZAKŁAD PSYCHOLOGII I KOMUNIUKACJI MEDYCZNEJ

00-575 Warszawa, ul. Litewska 14/16, tel. 22-116-92-11

Kierownik Zakładu: prof. dr hab. n. med. Krzysztof Owczarek

Odpowiedzialny za dydaktykę: dr n. med. Stanisław Wójtowicz

Przedmiot obejmuje 30 godzin wykładów.

Wykłady odbywają się w miejscu i czasie podanym przez Dziekanat.

Liczba punktów ECTS – 2

CEL NAUCZANIA:

1. Zapoznanie studentów z wybranymi koncepcjami psychologicznymi, które umożliwiają

rozumienie mechanizmów, kierujących funkcjonowaniem człowieka.

2. Przekazanie wiedzy na temat roli, jaką odgrywają czynniki psychospołeczne w przebiegu

procesu diagnozy, choroby i leczenia. Przekazanie wiedzy na temat postaw wobec choroby,

jakości życia warunkowanej zdrowiem. Kształtowanie wrażliwości studentów na problemy

psychospołeczne pacjentów.

3. Przedstawienie najważniejszych informacji na temat stresu i jego związków ze zdrowiem.

Kształtowanie umiejętności radzenia sobie ze stresem w życiu codziennym i zawodowym.

4. Kształtowanie postaw asertywnych i umiejętności ułatwiających nawiązywanie kontaktu i

prawidłowej komunikacji z osobami z otoczenia zawodowego oraz osobami chorymi i ich

rodzinami.

5. Rozwój osobisty – aktywne poszerzanie świadomości własnych zasobów i ograniczeń

psychologicznych. Psychologiczne problemy związane z praca zawodową: wypalenie

zawodowe.

TEMATYKA WYKŁADÓW:

1. Cele i zadania psychologii jako dyscypliny naukowej. Psychologia naukowa a psychologiczna

wiedza potoczna. Psychologia naukowa i jej związki z medycyną. Historia badań nad wyższymi

funkcjami działania ośrodkowego układu nerwowego.

2. Osobowość i temperament człowieka. Zasady oceny typu układu nerwowego. Style codziennego

działania. Interpretacja diagnozy jej konsekwencje.

3. Związki stresu ze zdrowiem. Czynniki warunkujące indywidualną odporność na stres. Najczęściej

stosowne mechanizmy obronne. Metody radzenia sobie ze stresem w zawodach medycznych.

4. Psychospołeczne uwarunkowania zdrowia i choroby. czynniki sytuacyjne i osobowościowe, wzory

behawioralno-osobowościowe i styl życia. Aspekt socjologiczny. Zasady psychologicznego

motywowania do zachowań prozdrowotnych .

5. Alkoholizm i inne uzależnienia. Przyczyny, rozpowszechnienie, skutki zdrowotne. Zaburzenia

lękowe: napad paniki oraz lęku. Aspekt socjologiczny. Czynniki powodujące uzależnienia w

zawodach medycznych. Dorosłe Dzieci Alkoholików – leczenie. Aspekt ekonomiczny uzależnień.

49

6. Psychologiczne aspekty choroby i chorowania – różnice indywidualne w adaptacji do choroby.

Psychospołeczne czynniki ryzyka powstawania chorób. Aspekty socjologiczne i psychologiczne.

Postawa wobec choroby, adaptacja do choroby, jakość życia warunkowana chorobą.

7. Kształtowanie postaw asertywnych. Znaczenie relacji pacjent – personel medyczny dla przebiegu

leczenia. Cele i zasady nawiązywania prawidłowego kontaktu z pacjentem. Komunikacja werbalna i

niewerbalna, bariery w komunikacji interpersonalnej i sposoby ich pokonywania.

8. Psychologiczne problemy związane z pracą zawodową. Zespół wypalenia zawodowego. Aspekt

socjologiczny. Psychologiczne konsekwencje. Wpływ wypalenia zawodowego na zdrowie w różnych

zawodach medycznych.

OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA: Warunkiem zaliczenia przedmiotu jest uzyskanie pozytywnej

oceny z testu końcowego, który odbędzie się po ostatnim wykładzie. Test zawiera pytania zamknięte.

Aby uzyskać ocenę pozytywną należy uzyskać 60% z możliwych do uzyskania punktów.

LITERATURA OBOWIĄZKOWA:

1. Owczarek K.: Psychologia dla pielęgniarstwa. Oficyna Wydawnicza Akademii Medycznej.

Warszawa, 2009.

2. Jakubowska-Winecka, A., Włodarczyk, D. (2007). Psychologia w praktyce medycznej,

Warszawa: Wydawnictwo Lekarskie PZWL.

3. Strelau, J. (red). (2000). Psychologia. Podręcznik akademicki. tom. 3 Gdańskie Wydawnictwo

Psychologiczne, Gdańsk.

LITERATURA UZUPEŁNIAJĄCA:

1. Bishop G. D. (2000). Psychologia zdrowia. Zintegrowany umysł i ciało. Wydawnictwo

ASTRUM, Wrocław.

2. Sapolsky, R.M. (2010). Dlaczego zebry nie mają wrzodów? Psychofizjologia stresu,

Warszawa: Wydawnictwo Naukowe PWN.

3. Mayerscough P.R., Ford M. (2001). Jak rozmawiać z pacjentem. Gdańskie Wydawnictwo

Psychologiczne, Gdańsk.

4. Salmon P. (2002). Psychologia w medycynie. Gdańskie Wydawnictwo Psychologiczne,

Gdańsk.

5. Scheridan Ch. L., Radmacher S. A. (1998). Psychologia Zdrowia. Instytut Psychologii

Zdrowia.

50

TECHNIKI POBIERANIA MATERIAŁU BIOLOGICZNEGO

ZAKŁAD MEDYCYNY LABORATORYJNEJ

Ul. Banacha 1a, 02-097 Warszawa, tel. 22 5992405

e-mail: zml@wum.edu.pl

Kierownik Zakładu: dr hab. n. med. Olga Ciepiela

Osoba odpowiedzialna za dydaktykę: mgr Milena Małecka

Miejsce i wymiar zajęć z Technik pobierania materiału biologicznego:

Zajęcia obejmują 15 godzin: Ćwiczenia 15 godzin

ECTS = 1.

Forma zaliczenia przedmiotu: Zaliczenie praktyczne w sesji letniej.

Cel nauczania i zakres przedmiotu

Celem nauczania Technik pobierania materiału biologicznego jest:

• Zapoznanie się z technikami pobierania krwi żylnej, tętniczej i włośniczkowej, zasadami pobierania płynów z jam ciała, płynu mózgowo-rdzeniowego, treści żołądkowej i dwunastniczej, technikami pobierania wymazów, zeskrobin i popłuczyn

• Nabycie umiejętności pobierania krwi żylnej i włośniczkowej.

• Nabycie umiejętności pobierania wymazów.

• Poznanie różnych systemów do pobierania krwi.

• Poznanie wpływu pobierania materiału na wyniki badań laboratoryjnych.

Godziny przyjęć studentów uzgadniane na bieżąco w sekretariacie

Wszystkie informacje przeznaczone dla studentów zamieszczane są na tablicy ogłoszeń na bieżąco.

Osoba odpowiedzialna: mgr Milena Małecka

Wymiar zajęć:

Ćwiczenia: 15 godzin

51

Tematy ćwiczeń:

13. Przygotowanie procedury pobierania krwi. Zajęcia praktyczne z pobierania krwi

włośniczkowej. Mgr Milena Małecka

14. Zajęcia praktyczne z pobierania krwi włośniczkowej. Zajęcia praktyczne z pobierania krwi

żylnej. Mgr Milena Małecka

15. Zajęcia praktyczne z pobierania krwi żylnej. Dr hab. Olga Ciepiela

16. Zajęcia praktyczne z pobierania krwi żylnej. Mgr Milena Małecka

17. Zajęcia praktyczne z pobierania wymazów. Mgr Milena Małecka

Metody organizacji pracy: Studenci pracują samodzielnie, wykonując praktycznie zadania

przewidziane programem.

Warunkiem zaliczenia przedmiotu jest udział we wszystkich ćwiczeniach. Prawidłowe wykonanie

wkłucia do żyły łokciowej i prawidłowe pobranie krwi kapilarnej. Wykonanie procedury pobierania

krwi żylnej i włośniczkowej. Prawidłowe pobranie wymazu z rany i gardła.

Formy kontroli i ocena wyników nauczania:

Raporty z wykonanych zadań

Ocena jakości pobranej próbki krwi pod kątem odpowiedniej objętości materiału i jej przydatności do

wykorzystania w procesie diagnostycznym.

Literatura obowiązkowa:

• Diagnostyka laboratoryjna z elementami biochemii klinicznej. A. Dembińska-Kieć, J. Naskalski

wyd. 3

• Próbki: od pacjenta do laboratorium. W.G. Guder, S. Narayan, H. Wisser, B. Zawta

• Wydzieliny człowieka. M. Uszyński, K. Worowski

Literatura zalecana:

• Aktualne wytyczne dotyczące pobierania materiału biologicznego.

• Dostarczane na zajęcia bieżące publikacje.