die tularämie (hasenpest) in deutschland und europa · serologie 2 164 328 64 128 256512 1024 4096...
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Die Tularämie (Hasenpest) in Deutschland und Europa
Daniela JacobZentrum für Biologische Gefahren und Spezielle
Pathogene
Hochpathogene Mikrobielle Erreger (ZBS 2)
Konsiliarlabor für Tularämie (Humanbereich)
Robert Koch-Institut, Berlin
01.09.2016
39. Bonner Jägertagung
Vortragsübersicht
1. Vorstellung Fachgebiet ZBS 2
2. Erreger
3. Übertragung
4. Klinik
5. Behandlung
6. Epidemiologie
7. Diagnostik
8. Leistungsspektrum Konsiliarlabor Tularämie
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Robert Koch-Institut
Berlin Wernigerode
Nordufer 20
Seestr. 10
Ca. 1100 Mitarbeiter, davon450 Wiss. Mitarbeiter (einschl. Doktoranden, Trainees),450 befristete Mitarbeiter,320 teilzeitbeschäftigte Mitarbeiter,hinzu kommen Diplomanden
3. Februar 2015
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Zentrum für Biologische Gefahren und Spezielle Pathogene (ZBS)
Konzeptionvon
Gegenmaß-nahmen
Information der
(Fach-) Öffentlichkeit
ReaktionBeratung
und Intervention
Identifikationund
Bewertung
Forschung
Hochpathogene Agenzien –Anschlag, Unfall, Ausbruch
IBBS: Informationsstelle des Bundes für Biologische Gefahren und Spezielle Pathogene
ZBS 1: Hochpathogene Viren
ZBS 2: Hochpathogene mikrobielle Erreger
ZBS 3: Biologische Toxine
ZBS 4: Spezielle Licht- und Elektronenmikroskopie
ZBS 5: Hochsicherheitslabor
ZBS 6: Proteomics und Spektroskopie
Leitung: Lars SchaadeVertretung: Roland Grunow
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Hochpathogene mikrobielle Erreger – ZBS 2
Leitung: Prof. Dr. med. Roland Grunow
� Diagnostik (Dr. Daniela Jacob, Stvtr. ZBS 2)einschließlich der Qualitätssicherung und Weiterentwicklung; Referenzeinrichtung für spezielle bakterielle Erreger der Risikogruppen 2 und 3; S3-Labor
� Erregerforschung (Dr. Silke Klee) zur Pathogenese und Epidemiologie von ausgewählten bakteriellen Zoonosen (Anthrax)
� Pathogenese intrazellulärer bakterieller Erreger (PD Dr. Klaus Heuner)Host-Pathogen-Wechselwirkung, Amöben und Bakterien(Tularämie, Legionellosen) F. tularensis – Epidemiologie und Reservoiraufklärung
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Gattung Francisella
Spezies: Francisella tularensis
(McCoy & Chapin 1911, Wherry & Lamb 1914, Francis ~1920)
Subspezies:F.t. ssp. tularensis (Jellison Typ A) - hoch virulent
F.t. ssp. holarctica (Jellison Typ B) - weniger virulent
F.t. ssp. mediasiatica
F.t. ssp. novicida
Weitere Spezies:F. philomiragiaF. piscicidaF. noatunensisF. hispaniensisF. guangzhouensisF. endociliophora
F. halioticida
sehr selten
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Francisella tularensis ssp. tularensis
Innerhalb der Subspezies tularensis:
� molekulargenetisch und epidemiologisch „clades“ A.I und A.II
� clade A.I hochvirulent, hohe Letalität
� clade A.II weniger virulent als ssp. holarctica
Quelle: Farlow J et al. , Emerg Infect Dis, 2005
125 Proben 1964-2004:A.I – cottontail rabbit
(Florida Waldkaninchen, Sylvilagus floridanus)- American dog tick
(Dermacentor variabilitis)- Lone Star tick
(Amblyomma americanum)
A.II – Mountain cottontail rabbit(Baumwollschwanzkaninchen, Sylvilagus nuttallii)
- Rocky Mountains wood tick(Dermacentor andersoni)
- Deerfly(Chrysops discalis)
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Francisella tularensis
� Pleomorph, 0,2-0,7 µm, unbeweglich
� Sensitiv gegenüber Hitze und
chemischer Desinfektion
� Überleben: gekühlt Monate,
in Zecken > 1 Jahr
� Gram-negativ, Kapselbildung, aerob
� Kleines Genom (~1,9 Mb)
� Fakultativ intrazelluläre Vermehrung
Transmissions-Elektronenmikroskopie, Negativkontrastierung. Maßstab = 1 µm Quelle: Hans R. Gelderblom, Gabi Schlier, Rolf Reissbrodt/RKI
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Reservoir
� Lagomorpha (Hasen, Wildkaninchen)
� Nagetiere wie Ratten, Mäuse, Bisamratten, Biber, Präriehunde,
Lemminge, Eichhörnchen, Ziesel, Hamster u.a.
� Füchse, Bären, Kojoten, Opossums
� Fasane, Rebhühner, Wachteln, Eulen
� Rinder, Schafe, Hunde, Katzen (12 - 24% in USA pos.)
� Fische
� Zecken, Mücken
� Amöben (Acanthamoeba castellanii)
� Überleben in der Umwelt = Reservoir?
> 200 Tierspezies
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Reservoir
Quelle: Maurin & Gyuranecz, Lancet Infect Dis, 2016
Tularämie in Europa: 2 Lebenszyklen – terrestrisch & aquatisch
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Infektionsquellen:z. B. Hasen, Wildkaninchen, Ratten, Präriehunde, Mäuse, Ziesel, Biber, Lemminge, Eichhörnchen, Füchse, Wildschweine, Hunde, Katzen,…..
Direkter Kontakt
Einatmen von kontaminiertemStaub
Verzehr von kontaminiertemWasser oder Lebensmittel
Indirekt
z.B. Zeckenbisse oder Mückenstiche
Infektionsdosis:- Inhalation: 10-50 Bakterien- Intradermal: 10-50 Bakterien- Oral: 106-108 Bakterien
Oropharyngiale Form(Mund-/Rachen-raum)
Respirator-ische Form (Atemwege, Lunge)
Ulzeroglanduläre und glanduläreFormen(häufigsteFormen)
Risikogruppen:- Jäger- Land- und Forstarbeiter- Schlachtarbeiter- Outdoor Touristen- Laborpersonal
Natürliches Reservoir: unbekannt,vielleicht Amöben?
Okuläre Form (Auge)
Quelle Schemata: Internet
Übertragung auf den Menschen
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Tularämie - Klinik
- Inkubationszeit 3 – 5 Tage (max. bis 2 Wochen)
- Zu Beginn unspezifische, grippeähnlichen Symptome (v.a. Fieber,
Lymphknotenschwellungen, Schüttelfrost, Unwohlsein sowie
Kopf- und Gliederschmerzen)
- In Abhängigkeit von der Eintrittspforte folgende Formen:
� Ulzeroglandulär und glandulär (nach Hautkontakt mit den Erregern,
auch ohne vorhandene Wunden oder offene Hautstellen, inklusive
Arthropodenbiss/stich): Bildung einer primären Ulzeration (häufig
zunächst unentdeckt, Größe von sehr klein bis sehr groß;
ohne Ulcus glanduläre Form), regionale Lymphknotenschwellung
(bei spätem Behandlungsbeginn vereiternd und nekrotisierend).
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Ulzeroglanduläre Tularämie
Sammlung SanAkBw/InstMikroBio
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Ulzeroglanduläre Tularämie
http://www.achd.net/factsheet/tul.htm
http://www.upmchealthsecurity.org/our-work/publications/francisella-tularensis-fact-sheet
http://www.uaz.edu.mx/histo/pathology/ed/ch_9b/c9b_tularemia_eschar.htm
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Sammlung SanAkBw/InstMikroBio
Glanduläre Tularämie
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Sammlung SanAkBw/InstMikroBio
Okuläre Tularämie
� Okuloglandulär
(nach Infektion des Auges,
z.B. durch Wischen mit der
kontaminierten Hand): meist
einseitige schmerzhafte
Konjunktivitis mit Ödemen am
Lid oder starkem Tränenfluss,
Lichtempfindlichkeit, regionale
Lymphknotenschwellung.
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Oropharyngeale Tularämie
� Oropharyngeal (nach Aufnahme von kontaminiertem Wasser oder
Lebensmitteln): meist einseitige, oft massive submandibuläre und
cervikale Lymphknotenschwellung, Stomatitis, Pharyngitis, Tonsillitis
möglich; bei hohen Dosen gastrointestinale Beteiligung mit
Bauchschmerzen, Erbrechen und Durchfall nicht ausgeschlossen.
Kosovo 2002,
Cervikale Lymphadenitis (meist linksseitig)
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� Respiratorisch (nach Inhalation des Erregers):
Bronchopneumonie, Husten, Brustschmerzen, Atemstörungen
und Atemnot, Schweißausbrüche, Übelkeit, Erbrechen, hiläre
Lymphknotenschwellung,
Pneumonie nach Inhalation als primäre Manifestation,
aber auch bei allen anderen Formen der Tularämie als
Komplikation in Folge der Streuung des Erregers in die Lunge.
� Typhoidal
Schwere systemische Erkrankung ohne bekannte Eintrittspforte,
akuter Beginn, hohes Fieber, Kraftlosigkeit, Kopfschmerzen,
Myalgien, neurologische Symptome, aber ohne lokale Läsionen
wie Hautulzera oder Lymphadenitis
Respiratorische und typhoidale Tularämie
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Therapie
� Umgehende Therapie zur Vermeidung schwerer Krankheitsverläufe und Komplikationen
� Therapie in Abhängigkeit vom klinischen Bild
Bei rechtzeitiger Therapie gibt es kaum Todesfälle
Pulmonale Infektion mit Subspezies tularensis unbehandelt 30-60% Letalität
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PEP
PEP
www.rki.de/stakob-stellungnahmen
Prophylaxe
� Vermeidung des ungeschützten Kontaktes mit kranken und toten
Wildtieren, insbesondere Hasen und Kaninchen; auffällige Tiere den
Behörden melden
� Beim Abbalgen Handschuhe tragen
� Fleisch von Hasen und Kaninchen gut durchgaren
� Bei zu erwartender Aerosolentwicklung Atemschutzmaske
(FFP2/FFP3) tragen
� In Gebieten mit bekannter Tularämie Trinkwasser abkochen
� Kontakt mit durch Tierkadaver kontaminiertem Wasser vermeiden
� Regeln der Haushalts- und Händehygiene strikt einhalten
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Tularämie
in Europa
Quelle: Maurin & Gyuranecz, Lancet Infect Dis, 2016
Ausbrüche in Skandinavien,Südeuropa, Osteuropa
Beispielhafte Ausbrüche:• 2000/2002:
ca. 600 Fälle im Kosovo• 2003:
823 Fälle in Finnland698 Fälle in Schweden
• 2014/2015: > 200 Fälle im Kosovo
• 2015: > 800 Fälle in Schweden
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Tularämie in Europa
Diagramm: Anzahl der humanen Fälle pro Jahr gemeldet an ECDC und WHO von 1992 bis 2012. Nicht alle Länder haben gemeldet.
Quelle: Hestvik et al., Epidemiol Infect, 2015
1992-2012: 18343 gemeldete humane Fälledavon 25% Schweden
22% Finnland13% Türkei9% Tschechische Republik9% Ungarn
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Tularämie in Deutschland
SurvStat: 196 Fälle von 2006-2015
- Detektion in Blutkulturen- 2 Fälle von respiratorischer Form- 40% mit Bezug zu Hasenartigen- 1 Fall mit Bezug zum ZeckenbissLübbert et al, Dtsch Med Wochenschr, 2009
- 1 Fall mit Bezug zum Mückenstich- Importierte Fälle
54
23
6
20
1 5 5 7
2314 14
1
15
17
1
2017
11
31
1720
22 23
34
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Tularämie in Deutschland
Cross-sectional Studien 1998-2002- Serum Sammlung Bundeswehr Institut für Mikrobiologie- Bundes-Gesundheitssurvey Robert-Koch-Institut
Positive Seren sind über ganz Deutschland verteilt.
Anzahl Positiv Detektionsrate (ELISA, Westernblot)
9159 20 0,2%
Grobe Abschätzung: Bis zu 6 x 103 Personen pro Jahr über die letzten 20 Jahre infiziert.
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Geographische Präsentation
� Tularämie Ausbruch in Weißbüschelaffen(Callitrix jacchus), 2004(Sennickerode nähe Göttingen, Niedersachsen)
5 / 62 verendet
� Tularämie Fälle bei Jägern, 2005 (Darmstadt-Dieburg, Hessen)
9 Erkrankte / 39 Teilnehmern
� Sera von Jägern (n = 313), Regionen in NRW und Hessen 6 positive (1,9%)(Jenzora et al., FEMS Immunol MedMicrobiol, 2008)
Nördliches Brandenburg?
Alt, wenig aktiv
Alt, aktiv
Neu?
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Seroprävalenz der Tularämie in Tierpopulationen
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Brandenburg-Berlin:- Serologie in Füchsen in einer nichtuntersuchten Region
Cooperation: Landeslabor Brandenburg in Frankfurt (O): C. Schulze, P. Kutzer and Robert Koch-Institut, ZBS 2
- Serologie in Zootieren(Kuehn et al., Epidemiol Infect, 2013)
Serologische Untersuchung von Wildtieren in Berlin-Brandenburg auf Tularämie-Antikörper
Resultate: ELISA und Westernblot Antikörpernachweis
101 2211353Total
7,56 (0,4%)6 (0,4%)80 Wildschwein (Sus scrofa)
6,722 (1,6%)44 (3,2%)345Marderhund
(Nyctereutes procyonoides)
7,873 (5,4%)171 (13%)928Fuchs (Vulpes vulpes)
Seroprä-valenz (%)
Westernblotpositiv
(n)
ELISA positiv
(n)
Tiere(n)Spezies
7,5
Isolate von:
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Untersuchung von Zootierseren auf Tularämie-Antikörper
-
Zoo Berlin: Flusspferd (Hippopotamus amphibius) positiv (B)
Resultate ELISA und Westernblot Antikörpernachweis
3 (0,3%)41 (3,7%)1122Total
0,61 (0,09%)9 (0,9%)165Andere Spezies
0,22 (0,2%)32 (2,8%)957Zoo Huftiere
Seroprä-valenz (%)
Westernblotpositiv (n)
ELISA positiv (n)Tiere (n)
Spezies
0,3
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1 = 20012 = 20033 = 20044 = 2006
An Tularämie verendeter Biber in Berlin-Brandenburg
Habitat eines toten Bibers in Brandenburg, 2012
Proben PCR IsolateOrgane- Milz pos pos- Lymphknoten pos neg- Leber grenzwertig neg- Ureter grenzwertig neg- Darm neg neg- Niere pos neg- Lunge pos posUmwelt- Water pos neg
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Quelle: Schulze et. al., Epidemiol Infect, 2016
Starke Nekrose des linken parotidialen Lymphknoten
Diagnostik - Anzucht
� Proben für den Erregernachweis vor antibiotischen Therapie abnehmen
� Anzucht auf cystein- oder cystinangereicherten, bluthaltigen Nährmedien (Herz-Cystein-Blutagar, Schokoagar) aus Blut, Gewebeproben (Leber, Milz), Abstrichen
� Isolate sollten aus dem Routinelabor zur weiteren Charakterisierung an Speziallaboratorien übergeben.
� Antibiotikaresistenztestung und Subtypisierung in Speziallaboratorien
Keimzahldynamik in verschiedenen Medien, Biberisolat
Wiedergefunden “Medium T”: N.V. Pavlovich and B.N. Mishankinpublished in “Antibiotiki i Medicinskaja Biotechnologija”, 1987, 2, 133-137
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Molekulargenetische Diagnostik
DNA-Sequenz: > 95 % Identität zwischen den Subsp.
16S rRNA Gen: 99,8 % Identität zwischen den Subsp.
⇒ geringe genomische Variation
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Multiplex Real time-PCRfopA, tul4, Amplifikationskontrolle: KOMANachweisgrenze: 10 Kopien
Identifizierung der Subspezies - RD1(Broekhuijsen et al., 2003)
925
1489188226903472
λ DNA/Eco130I
[bp]
Was
ser
F. t. ssp. tularensis (Jellison Typ A) 1522 bpF. t. ssp. holarctica (Jellsion Typ B) 924 bpF. t. ssp. mediasiatica 1453 bpF. t. ssp. novicida 3322 bp /
kein Amplifikat
Genotypisierung
� PFGE: Pulsfeld-Gelelektrophorese
� MLVA: Multiple-locus variable-number tandem repeat analysis
� MLST: Multilocus sequence typing
� SNP: Single nucleotide polymorphism analyses
� WGS: Whole genome analyses
Quelle: Vogler AJ et al. Phylogeography of F. tularensis: global expansion of a highly fit clone. J Bacteriol, 2009.
Quelle: Wahab T et al., PLoS One, 2014
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Serologie
2 164 328 64 1282565121024 4096
2048 Titer (n-1)
Positive control-serum
Negative control-serum
UnknownSerum (pos)
UnknownSerum (neg)
Cut-off: > 1:16
Antikörpernachweis
Antigennachweis
Ko IgGIgA IgMpoly Ko
1:500 log3 bis 1:106
ELISA MikroagglutinationstestWesternblot
Lateral Flow AssayLFA
ABICAP
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Meldepflicht für Tularämie
Klinisches Bild
Epidemiologische BestätigungEpidemiologische Bestätigung, definiert als mindestens einer der drei folgenden Nachweise unter Berücksichtigung der Inkubationszeit:
− epidemiologischer Zusammenhang mit einer labordiagnostisch nachgewiesenen Infektion beim Menschen durch gemeinsame Expositionsquelle (z.B. Tierkontakt , Lebensmittel ),
− Kontakt mit einem labordiagnostisch nachgewiesen infizierten Tier oder seinen Ausscheidungen, oder Verzehr seiner Produkte,
− Verzehr eines Lebensmittels (inkl. Trinkwasser), in dessen Resten Francisella tularensis labordiagnostisch nachgewiesen wurde.
Inkubationszeit ca. 1 – 21 Tage, gewöhnlich 3 – 5 Tage.
Labordiagnostischer NachweisPositiver Befund mit mindestens einer der vier folgenden Methoden:
[direkter Erregernachweis:]
− Antigennachweis (z.B. ELISA, IFT),− Erregerisolierung (kulturell),− Nukleinsäurenachweis (z.B. PCR),
− [indirekter (serologischer) Nachweis:]
− Antikörpernachweis (deutliche Änderung zwischen zwei Proben oder einzelner deutlich erhöhter Wert; z.B. ELISA, IFT).
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Ansprechpartner
Konsiliarlabor für Tularämie (Humanbereich, seit 201 5)
Robert Koch-Institut, Zentrum für Biologische Gefahren und Spezielle PathogeneZBS 2 – Hochpathogene mikrobielle ErregerSeestr. 1013353 BerlinTelefon: 0 30 18754 -2100Fax: 0 30 18754 -2110Leitung: Prof. Dr. med. Roland Grunow ([email protected])Vertretung: Dr. Daniela Jacob ([email protected]), PD Dr. Klaus Heuner ([email protected])
Nationales Referenzlabor für Tularämie (Veterinärbe reich)Friedrich-Loeffler-InstitutNaumburger Str. 96a07743 JenaTelefon: 03641 804 - 2243 Fax: +49 3641 804 - 2228Leitung: PD Dr. Herbert Tomaso ([email protected])
http://www.rki.de/DE/Content/Infekt/NRZ/Konsiliar/Tularaemie/Tularaemie_node.html
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Leistungsangebot des Konsiliarlabors (Humanbereich)
� Durchführung von akkreditierter Labordiagnostik (Anzucht, PCR, Antikörpernachweis) in klinischen und tierischen Untersuchungsmaterialien sowie Erregernachweis in Umweltproben.
� Beratung zu Untersuchungsproben und deren Versand. � Unterstützung bei der Identifizierung von Infektionsquellen und
Ausbruchsuntersuchungen. � Anzucht und Charakterisierung von F. tularensis, einschließlich Resistenzbestimmung,
unter besonderen Schutzbedingungen bis zur Schutzstufe S3. � Typisierung von F. tularensis und Abgrenzung der verschiedenen Subspezies und
Francisella-Spezies mit molekulargenetischen Methoden. � Identifizierung und Charakterisierung neuartiger Francisella-Spezies. � Beratung zur Untersuchungen von Proben mit Verdacht auf Bioterrorismus. � Unterstützung von Qualitätssicherungsmaßnahmen in der Diagnostik
Die Einsendung von Untersuchungsproben muss mit dem Labor abgesprochenwerden. Darüber hinaus ist die Einrichtung an der Erweiterung ihrer Stammsammlung interessiert, deshalb ist die Übersendung von relevanten Stämmen willkommen.
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Tularämie - Zusammenfassung
� Selten in Deutschland
� Epidemiologische Untersuchungen notwendig
� Diagnostik mit modernen immunologischen und
molekularbiologischen Verfahren möglich
� Aufklärung der Mechanismen der Erreger-Wirt-
Wechselbeziehungen ist Gegenstand internationaler Forschung
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Danksagung
� Team ZBS 2
� Den vielen weiteren Kooperationspartnern
Danke für Ihre Aufmerksamkeit!
Historische Daten zum Vorkommen der Tularämie
Vorkommen der Tularämie beim Menschen und bei Nagern in Europa 1920-1950Ref: Jusatz HJ Zweiter Bericht über das Vordringen der Tularämie nach Mittel- und Westeuropa in der Gegenwart, Zeitschr. f. Hygiene, 1952, 134, 350-374