de plextyper software - bag-diagnostics.com · o view results: zeigt vorherige tests mit...
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DE
PlexTyper Software
IVD
Gebrauchsinformation Elektronische Gebrauchsinformation siehe www.bag-diagnostics.com
Version: 3.X-1/2020
HISTORIE Version Datum Gültig für Beschreibung
1 12.08.2020 PlexTyper 3.4.0.0 Erste Version zur Interpretation der ERY Q
und HISTO TYPE Rainbow Kits
BAG Diagnostics GmbH PlexTyper Software Gebrauchsinformation: 3.X-1/2020
Seite| ii
INHALT 1 Einleitung ................................................................................................................................................... 1
Grenzen der Software............................................................................................................................ 1
2 Voraussetzungen ....................................................................................................................................... 1
Hardwareanforderungen ....................................................................................................................... 1
Betriebssystem und Umgebung ............................................................................................................ 1
3 Plextyper Software Struktur ...................................................................................................................... 1
Patienten, Proben und Ergebnisse ........................................................................................................ 1
Kit files ................................................................................................................................................... 1
4 Installation und Datenbank-Verwaltung .................................................................................................... 2
PlexTyper Installation ............................................................................................................................ 2
Datenbank ............................................................................................................................................. 2
5 Starten der Plextyper Software .................................................................................................................. 2
6 Einrichten der Software ............................................................................................................................. 2
Aktivierung des Lizenzschlüssels ........................................................................................................... 2
Login ...................................................................................................................................................... 3
Startbildschirm ...................................................................................................................................... 3
Benutzer hinzufügen und Rollen zuordnen ........................................................................................... 4
Passwort ändern .................................................................................................................................... 5
Kits importieren, anschauen und aktualisieren ..................................................................................... 5
7 Erstellung von Tests und Interpretation: HLA Typisierung ....................................................................... 7
Hinzufügen von Patienten- und Probeninformation, einem Test und Vorbereitung eines Laufes ....... 7
Transfer der Daten vom CFX Cycler in PlexTyper .................................................................................. 9
Auswertung von HLA Ergebnissen ....................................................................................................... 11
7.3.1 Berechnung positiver bzw. negativer Reaktionen und der Qualitätskennzahl (Quality Score) durch PlexTyper ............................................................................................................................................ 11
7.3.2 Ergebnis-Histogramm ................................................................................................................. 12
7.3.3 Beurteilung der Amplifikation (Data Review): Cq Quotienten und Fluoreszenz anzeigen ......... 14
Werkzeuge zur Interpretation ............................................................................................................. 15
7.4.1 Eine Zuordnung für eine Reaktion ändern .................................................................................. 15
7.4.2 Alle positive Allele für einen Reaktionsmix anzeigen ................................................................. 16
7.4.3 Ergebnisse mit Mismatchen anzeigen ................................................................................................. 17
7.4.4 Reaktionsmuster für Allele suchen ............................................................................................. 18
7.5 Darstellung der Ergebnisse ......................................................................................................................... 20
7.5.1 Uneindeutige Ergebnisse beurteilen ................................................................................................... 21
7.5.2 Darstellung der DP Ergebnisse ............................................................................................................ 22
7.6 Berichte und Exporte ........................................................................................................................... 24
8 Erstellung von Tests und Interpretation: Blutgruppentypisierung .......................................................... 26
Hinzufügen von Patienten- und Probeninformation, einem Test und Vorbereitung eines Laufes ..... 26
Transfer der Daten vom CFX Cycler in PlexTyper ................................................................................ 29
Interpretation Blutgruppen ................................................................................................................. 32
8.3.1. Berechnung positiver bzw. negativer Reaktionen und der Qualitätskennzahl (Quality Score) durch PlexTyper ............................................................................................................................................ 32
8.3.2 Ergebnis-Histogramm ................................................................................................................. 33
8.3.3 Beurteilung der Amplifikation (Data Review): Cq Quotienten und Fluoreszenz anzeigen ......... 35
Werkzeuge zur Interpretation ............................................................................................................. 37
8.4.1 Zuordnung für eine Reaktion ändern .......................................................................................... 37
8.4.2 Alle positiven Allele für einen Reaktionsmix anzeigen ............................................................... 37
8.4.3 Reaktionsmuster für Allele suchen ............................................................................................. 37
Darstellung der Ergebnisse .................................................................................................................. 38
Berichte und Exporte ........................................................................................................................... 39
9 Literatur ................................................................................................................................................... 41
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1 EINLEITUNG
Dieses Dokument enthält Anweisungen für die Installation und die Verwendung der PlexTyper
Software. Die PlexTyper Software wurde für die Interpretation und die Verwaltung von HLA und
Blutgruppen Ergebnissen entwickelt, die mit den ERY Q und HISTO TYPE Rainbow Real-Time Kits
generiert wurden.
Grenzen der Software Die PlexTyper Software soll Personal mit Erfahrung in der HLA und Blutgruppen Bestimmung bei der
Auswertung unterstützen, indem sie Typisierungsergebnisse vorschlägt. Jeder klinische oder
diagnostische Befund muss jedoch zur Sicherstellung der Korrektheit von einer erfahrenen Person
sorgfältig geprüft werden.
2 VORAUSSETZUNGEN
Hardwareanforderungen Diese Anwendung läuft auf den meisten modernen PCs. Es wird jedoch empfohlen, dass folgende
Mindestvoraussetzungen erfüllt sind:
• Minimum 4 GB RAM (8 GB empfohlen)
• Eine minimale Bildschirmauflösung von 1920 x 1080
• Einen dual core 2Ghz Prozessor
• Ausreichend Speicherplatz für die Datenbank (jede Datenfile benötigt 208 KB Speicherplatz
und eine HLA Arbeitsliste benötigt ca. 30 MB in der Datenbank)
Betriebssystem und Umgebung Die PlexTyper Anwendung wurde für folgende Umgebung entwickelt:
• Betriebssystem Windows 10 (nur 64 Bit)
• .Net Framework (ist normalerweise bereits installiert und wird mit dem Betriebssystem
aktualisiert) als Ausführungsumgebung– die letzte Version, welche durch das
Betriebssystem unterstützt wird, wird als minimale Voraussetzung angesehen
• Die Software benötigt Zugang zu einem MS SQL Databank-Server, Edition SQL Express 2017.
3 PLEXTYPER SOFTWARE STRUKTUR
Patienten, Proben und Ergebnisse Die PlexTyper Anwendung speichert Probeninformationen und optional Patienteninformationen,
die mit einer Probe verknüpft sind. Die Ergebnisse einer Probe werden ebenfalls verknüpft und
abgespeichert.
Kit files Verschiedene Kit Files können in der Software gespeichert werden; jede Lot kann unterschiedliche
(aktualisierte) Kit Files haben.
Ein Kit File definiert wie ein Reaktionsmix mit den verschiedenen Allelen reagiert und legt die
positiven und negativen Grenzwerte für jede Reaktion innerhalb der Multiplex PCR fest.
Es beinhaltet auch vorberechnete Allelkombinationen und zugehörige Reaktionsmuster.
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4 INSTALLATION UND DATENBANK-VERWALTUNG
PlexTyper Installation PlexTyper kann vom BAG Downloadserver heruntergeladen werden. Zur Installation der
Anwendung muss das Setup.exe Programm heruntergeladen und gestartet werden. Es wird keine
Konfiguration für die Installation benötigt. Alle benötigten Voraussetzungen (.NET Framework und
SQL Server) werden automatisch installiert.
Datenbank PlexTyper nutzt SQL Server als Datenbank-Server. SQL Server Express 2017 wird mit der Installation
zur Verfügung gestellt. Mit der 2017 Express Version ist die Größe der Datenbank auf 10 GB
begrenzt. Der Server kann im “User Instance” Modus konfiguriert werden. Die Datenbank kann an
einer beliebigen Stelle auf dem PC gespeichert werden.
5 STARTEN DER PLEXTYPER SOFTWARE
Die Installation der Anwendung richtet eine Verknüpfung auf dem Desktop des Computers und im
Windows Start Menü ein. Doppelklicken auf eine der beiden Verknüpfungen öffnet die Anwendung.
Beim Starten versucht die Anwendung eine Verbindung zur lokalen Datenbank herzustellen. Auf
dem Bildschirm wird der aktuelle Verlauf angezeigt. Die Anzeige kann möglicherweise hinter bereits
geöffneten Fenstern angezeigt werden.
6 EINRICHTEN DER SOFTWARE
Aktivierung des Lizenzschlüssels Wird PlexTyper das erste Mal geöffnet, muss der Lizenzschlüssel zunächst aktiviert werden. Der
Zugangscode wird auf Anfrage von der BAG Diagnostics per E-Mail bereitgestellt.
Klicken Sie auf „Aktivieren Sie Ihre Lizenz“ und folgen den Schritt-für-Schritt Anweisungen. Als
erstes kann zwischen Online oder Offline (z.B. mit QR Code) Aktivierung gewählt werden.
Anschließend wird nach den persönlichen Daten zur Registrierung gefragt. Dies hilft der BAG
Diagnostics, Sie über Updates oder andere wichtige Informationen zu informieren. Im letzten Schritt
muss der Lizenzschlüssel eingegebenen und die PlexTyper Software aktiviert werden.
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Login Die Anwendung wird mit einem Standard-Administrator-Benutzer zur
Verfügung gestellt. Das Login für diesen Anwender erfolgt mit “Admin”
und dem Passwort “111111”.
Die Eingabe der Benutzerdaten wird entweder über Enter oder den „OK“
Button bestätigt, wonach die PlexTyper Software startet und ein eigenes
Benutzerkonto erstellt werden kann.
Startbildschirm Der Startbildschirm beinhaltet folgende
Hauptfunktionen:
• Start: Öffnet das Menü
o Add Test: Kit Files einlesen und neue
Proben erstellen
o View Results: Zeigt vorherige Tests mit
Ergebnissen
o View plates with no associated results:
Zeigt bereits erstellte Tests ohne
Ergebnisse
o Add/Edit User: Neuerstellung oder
Editierung von Benutzern und Zuordnen
von Rollen
o Edit Kit Releases: Alle importierten Kit
Files werden hier angezeigt und Kits,
welche nicht länger verwendet werden,
können archiviert werden.
• About: Anwendungsinformationen
• Account: Eigenes Passwort ändern
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Benutzer hinzufügen und Rollen zuordnen Auf dem Startbildschirm Add/Edit User auswählen. Die Felder mit dem* sind obligatorisch, um
einen neuen Benutzer anzulegen.
1. Benutzerinformationen ausfüllen: Der Username ist der einzigartige Name für den Login des
Benutzers.
2. Rollen: Aus der Drop-down Liste auswählen.
• Admin: Kann die Software und die Benutzer zusätzlich zu allen anderen Funktionen
verwalten.
• Supervisor: Kann die meisten Aufgaben ausführen; Proben hinzufügen, Läufe einlesen,
Ergebnisse analysieren und Ergebnisse freigeben.
• Technician: Kann die meisten Aufgaben ausführen; Proben hinzufügen, Läufe einlesen
und Ergebnisse analysieren.
3. Den „Save“ Knopf anklicken
4. Jetzt kann man sich mit dem neuen Benutzeraccount einloggen
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Passwort ändern 1. “Account” auswählen
2. Das aktuelle und das neue Passwort eingeben
3. Den “Save” Knopf anklicken, um das Passwort zu ändern
4. “Start” auswählen, um zum Startbildschirm zurückzukehren
Kits importieren, anschauen und aktualisieren Die Kit Files werden als .kit Datei zur Verfügung gestellt. Die Dateien beinhalten Kit-Lot spezifische
Informationen. Es ist sehr wichtig, den korrekten Kit File für das physikalisch verwendete Kit zu
verwenden. Die Lot Nummer des physikalischen Kits muss mit der Lot Nummer des Kit Files
übereinstimmen. Die Kit Files definieren die Amplifikations-Grenzwerte und die Spezifitäten der
individuellen PCR.
Es muss immer die aktuellste KSI Version des Kit Files verwendet werden. KSI ist die Kit Spezifische
Information – eine Änderung der KSI bedeutet eine Änderung in der Reaktivität der Datei, welche
auf Grund von neuen Informationen oder der Korrektur eines Fehlers vorgenommen worden ist.
Wenn eine neue KSI vorliegt, wird der Benutzer per E-Mail informiert und der neue Kit File wird im
Download-Bereich der BAG Diagnostics Website zur Verfügung gestellt.
Um einen Kit File einzulesen, muss dieser zunächst auf der Seite http://service.bag-diagnostics.com
heruntergeladen werden. Diese liegen unter dem Abschnitt Kit Files HISTO TYPE Rainbow oder
ERY Q. Der Kit File muss auf dem Computer, auf welchem auch die PlexTyper Software installiert
ist, oder auf einem USB Stick gespeichert werden.
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Add Test Knopf anklicken.
Load Kit Knopf auswählen (siehe roter Pfeil).
Speicherort auswählen und gewünschten Kit File anklicken.
Die Software lädt nun die Datei in die Datenbank und die Inhalte werden angezeigt.
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7 ERSTELLUNG VON TESTS UND INTERPRETATION: HLA TYPISIERUNG
Hinzufügen von Patienten- und Probeninformation, einem Test und Vorbereitung eines Laufes
Um einen Test zu erstellen kann entweder eine Person angelegt werden oder nur eine Probe ohne
eine dazugehörige Person.
Um einen Test für das HISTO TYPE Rainbow Kit zu erstellen auf „Add Test“ im Startbildschirm klicken.
Das Setup Fenster öffnet sich:
Es ist möglich einen Test nur mit einer
Probeninformation laufen zu lassen,
welche bei ‘Sample ID 1’ eingegeben
werden muss; für diesen Vorgang muss
ein Häkchen bei ‘No Person’ gesetzt sein.
Die Sample ID 1 ist obligatorisch und muss
einzigartig sein. Die zweite Sample ID und
die weiteren Informationen sind optional.
Wenn zusätzlich eine Person hinterlegt werden soll, muss das Häkchen aus dem Kasten ‘No Person’
entfernt werden. Damit werden die Felder für die Personendaten aktiviert.
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Es müssen Informationen zur Person in das
Formblatt eingetragen werden. Die Person
ID 1 * ist obligatorisch. Die Person ID 1 muss
einzigartig sein und ist häufig die
Patientennummer. Es ist ebenfalls
verpflichtend, eine Probenidentifikation
(Sample ID 1) in das Probenformblatt
einzugeben.
Die anderen Felder sind optional.
Um einen Test durchzuführen muss zunächst ein Kit File aus der Liste auf der rechten Seite
ausgewählt werden. Dann wird der Add test Knopf aktiv und kann angeklickt werden, um den Test
zum Plattenlayout hinzuzufügen:
The Add Test and Remove Test buttons are used for kits or assays smaller than 48 reactions such as
the ERY Q kits, they are not active for 96 well kit options like HISTO TYPE Rainbow kit.
Mit dem Remove Test Knopf kann der
Test wieder entfernt werden. Mit dem
Save&Next Knopf wird der Test
gespeichert, um mit dem Lauf fortzufahren.
1. Kit File auswählen
2. Add test Knopf drücken
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Beim Speichern des Tests ordnet die PlexTyper Software dem Test eine Run ID zu, die in dem sich
nun öffnenden Ergebnisfenster in Rot angezeigt wird. Diese ist eine fortlaufende Nummer (PT1, PT2,
PT3…), die zur Identifizierung des Laufs auf dem Cycler und zur Verknüpfung der Ergebnisse mit den
Tests nach dem Lauf verwendet wird. Nachdem ein Test gespeichert wurde, wird die PCR
entsprechend der Gebrauchsinformation für das HISTO TYPE Rainbow Kit angesetzt. Der Name des
Laufs (Run File Name) auf dem CFX Real-time Cycler muss mit der Run ID als Präfix beginnen (z.B.
PT1_<filename>.xlsx). Dies ist notwendig, um die Ergebnisdatei importieren zu können und mit dem
zuvor abgespeicherten Test zu verbinden.
Transfer der Daten vom CFX Cycler in PlexTyper
Um die Daten zu exportieren, müssen diese in der CFX Software geöffnet und als Excel 2007 (.xlsx)
Datei exportiert werden:
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Hinweis: Nur die Datei mit der Bezeichnung “Quantification
Amplification Results” wird benötigt. Es ist sinnvoll, die anderen
Dateien zu löschen.
Platten ohne verknüpfte Ergebnisse ansehen / View plates with no associated results: Wenn die
zu importierende Probe in PlexTyper noch geöffnet ist, ist dieser Schritt nicht notwendig. Wenn
PlexTyper geschlossen ist, die PlexTyper Software öffnen und die Rohdaten importieren. Dafür vom
Startbildschirm im Abschnitt Plates / View plates with no associated results auswählen. Eine Liste
mit allen gespeicherten Tests, die noch nicht mit Rohdaten verknüpft sind, wird nun geöffnet. Es
gibt ein globales „Suche“ Feld über der Tabelle, um die gesamte Tabelle zu durchsuchen.
Doppelklicken auf den zu interpretierenden Test
öffnet das Ergebnisfenster wieder. Dann auf Import
File klicken und die Datei auswählen, die vom CFX
Cycler importiert werden soll.
Das Laden und Verarbeiten der Daten kann bis zu
einer Minute dauern - in der linken unteren Ecke des
Bildschirms wird der Fortschritt angezeigt.
Anschließend werden die Ergebnisse ausgegeben.
Bereits importierte Ergebnisse können vom Startbildschirm aus durch Klicken auf View Results
unter Plates geöffnet werden. Eine Liste mit Ergebnissen wird angezeigt, aus denen per Doppelklick
ausgewählt werden kann. Auch hier ist eine Suche verfügbar.
Suche
Suche
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Auswertung von HLA Ergebnissen
7.3.1 Berechnung positiver bzw. negativer Reaktionen und der Qualitätskennzahl (Quality
Score) durch PlexTyper
Damit eine Reaktion von der PlexTyper Software als positiv bewertet wird, müssen die Ergebnisse
für drei Parameter innerhalb bestimmter Grenzwerte liegen. Diese Grenzwerte werden während
der Qualitätskontrolle für jede Reaktion und jeden Farbkanal individuell festgelegt.
1) Die Daten für die Cq Quotienten müssen innerhalb der vordefinierten oberen und unteren
Grenzwerte liegen. Der Cq Quotient ist der Cq der Zielsequenz (Allel) dividiert durch den Cq
der internen Amplifikationskontrolle.
2) Die Werte müssen über der vordefinierten Schwelle für die finale Fluoreszenz liegen. Dies
ist die Fluoreszenz, die eine Reaktion im letzten Zyklus der PCR erreicht.
3) Die Amplifikationskurve muss statistisch nahe an einer idealen sigmoidalen Funktion für die
Real-time PCR liegen. Dieser Parameter reduziert die Wahrscheinlichkeit, dass
Fluoreszenzartefakte als echte Amplifikationen fehlinterpretiert werden.
Allen positiven und negativen Reaktionen wird eine Qualitätskennzahl (QS-Wert) zugeordnet. Alle
positiven Reaktionen haben einen QS-Wert zwischen +10 und 0, alle negativen Reaktionen einen
QS-Wert 0 und -10.
Je näher ein QS-Wert bei 0 liegt desto näher liegt er an
den Grenzwerten für die oben genannten Parameter.
QS-Werte von +10 stellen perfekt positive und QS-
Werte von -10 perfekt negative Reaktionen dar. Ein
QS-Wert zwischen 0 und -1 für eine negative Reaktion
ist mit höherer Wahrscheinlichkeit falsch-negativ als
eine Reaktion mit einem stärker negativen Wert.
Wenn eine positive Reaktion einen QS-Wert unter 3
hat, ist dies ein Hinweis auf eine schwache -
möglicherweise falsch-positive – Reaktion. Der QS-
Wert kann für den Anwender hilfreich sein, um
Reaktionen zu identifizieren, die manuell geändert
werden müssen, wenn der angegebene Genotyp
fraglich ist oder kein Ergebnis für einen Genort
gefunden wurde.
Die Qualitätskennzahlen geben nützliche Hinweise welche Daten geprüft werden sollen, wenn eine
Überprüfung der automatischen Zuordnungen erforderlich ist. Qualitätskennzahlen, die im
Ergebnis-Histogramm nahe Null liegen, zeigen an, dass die Ergebnisse nahe an den Grenzwerten für
einen oder mehrere der oben genannten Parameter liegen.
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
0
-1
-2
-3
-4
-5
-6
-7
-8
-9
-10
Negative
Reaktionen
Positive
Reaktionen
Schwache Reaktionen nahe
an den Grenzwerten
Wenig oder keine
Amplifikation, falsch-
negative unwahrscheinlich
Keine Amplifikation
deutlich positive
Reaktionen, falsch-positive
unwahrscheinlich
Ideale positive Reaktionen
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7.3.2 Ergebnis-Histogramm
Das Ergebnis-Histogramm zeigt alle Reaktionen für einen Test.
In der Standardeinstellung sind die Reaktionen von positiv zu negativ nach
dem QS-Wert sortiert. Alternativ können sie nach der Reaktionsnummer
sortiert werden. Die Reaktionsgefäße sind von A1 = 1, A2 =2 bis H12 = 96
durchnummeriert.
Die Farbe der Balken zeigt den Farbkanal an, in dem die Reaktion detektiert wird.
Der grüne Balken über dem Histogramm repräsentiert die interne Amplifikationskontrolle. Wenn
diese ausfällt wird das Feld weiß und enthält ein “-“. Die Schaltflächen in der rechten
oberen Ecke können zum Vergrößern oder Verkleinern des Histogramms verwendet werden.
Ergebnis der internen
Amplifikationskontrolle
t
Reaktion und Positionsnummer
Zuordnung: pos./neg.
QS-Wert der spezifischen Reaktion
Positive Ergebnisse mit niedrigem QS- Wert Negative Ergebnisse mit niedrigem QS-
Wert
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Bewegen der Maus über die Balken im Histogramm öffnet ein
Fenster mit zusätzlichen Informationen, z.B. dem QS-Wert:
Über dem Histogramm befindet sich eine Zusammenfassung („Summary“) für alle Genorte mit
niedriger Auflösung (Ein-Feld-Auflösung) und eine Liste der positiven Reaktionen („Positives“).
Darüber befindet sich eine Liste mit Schaltflächen zum Ein- und Ausblenden der zur Bearbeitung
angezeigten Genorte:
Im oberen Bereich des Fensters, über der Allel-Suchfunktion, befinden sich Funktionen zum Filtern
und zum Ändern der Allel-Darstellung. In der Standardeinstellung ist der CWD Filter ausgewählt, der
alle häufigen (dargestellt in grün) und alle gut dokumentierten (dargestellt in blau) Allele enthält.
Die CWD Liste basiert auf dem CWD 2.0.0 Katalog (Mack et al. 2013), aber einige Einträge wurden
aufgrund neuerer Sequenzdaten geändert (siehe vollständige Liste im Anhang 1). Der „Common“
Filter reduziert die angezeigten Allele auf die häufigen Allele. Wenn „All“ ausgewählt wird, werden
alle Allele inklusive der seltenen (dargestellt in grau) angezeigt. Die Filter werden auch auf die
Ergebnisdarstellung (siehe Kapitel 7.5) im rechten Fenster des Bildschirms und auf die Berichte
angewendet. Wenn „Concatenate alleles“ aktiviert wird, wird die Liste der Allele verkürzt indem
aufeinanderfolgende Allelnummern mit einem Bindestrich dargestellt werden (z.B. A*24:02:06-11).
In den Standardeinstellungen sind die Ergebnisse im Histogramm in niedriger Auflösung
zusammengefasst. Drücken des Knopfes erweitert die Ergebnisse und zeigt die
Allelkombinationen mit den jeweiligen Reaktionsmustern. Durch Bewegen der Maus über die
Allelkombination wird eine vollständige Liste der Allele angezeigt, die sehr lang sein kann wenn der
„All“ Filter ausgewählt ist.
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7.3.3 Beurteilung der Amplifikation (Data Review): Cq Quotienten und Fluoreszenz anzeigen
Ein Doppelklick auf den Balken im Histogramm zeigt die Fluoreszenz und den Cq Quotienten der
ausgewählten Reaktion im Vergleich zu vorherigen Ergebnissen.
Hinweis: Das Öffnen des Datenfensters verhindert die Verwendung der Funktionen des
Hauptprogramms. Das Fenster muss geschlossen werden, um die Bedienung des Hauptprogramms
zu reaktivieren.
Diese Daten helfen bei der Einschätzung der Qualität eines Ergebnisses und können als
Entscheidungshilfe beim Editieren von zum Beispiel kritischen Reaktionen verwendet werden. Der
Cq Quotient ist auf der X-Achse dargestellt und die finale Fluoreszenz auf der Y-Achse. Grüne Punkte
zeigen frühere positive Ergebnisse mit Cq Quotienten und Fluoreszenz-Werten, die innerhalb der
geforderten Spezifikationen liegen, an. Rote Punkte zeigen frühere Testergebnisse mit negativen
Reaktionen an. Das blaue Dreieck repräsentiert die aktuell ausgewählte Reaktion. Die roten
gestrichelten Linien entsprechen den von PlexTyper verwendeten Grenzwerte zur Bestimmung
positiver und negativer Reaktionen basierend auf der finalen Fluoreszenz und dem CQ Quotienten.
Positive Reaktionen befinden sich über dem Grenzwert für die finale Fluoreszenz und zwischen der
unteren und der oberen Grenze für den CQ Quotienten. Anklicken des blauen Dreiecks im
Datendiagramm zeigt die Amplifikationskurven aus den Rohdaten für diese Reaktion (Zielsequenz
und interne Amplifikationskontrolle).
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Wichtiger Hinweis: Eine visuelle Interpretation der Amplifikationskurven mit dem Zweck der
Bearbeitung einer Reaktion wird nicht empfohlen. Viele Reaktionen zeigen eine scheinbar
befriedigende Amplifikation, liegen aber außerhalb der Grenzwerte und sollten als falsch-positive
Reaktionen bewertet werden. Die Überprüfung der PlexTyper Grenzwerte im Datendiagramm ist
die empfohlene Methode um individuelle Reaktionen zu bearbeiten.
Werkzeuge zur Interpretation In PlexTyper stehen einige Werkzeuge zur Verfügung, die nützlich sein können, wenn die
automatische Interpretation kein Ergebnis findet oder ein seltenes Ergebnis vorliegt, das überprüft
werden sollte.
7.4.1 Eine Zuordnung für eine Reaktion ändern
Alle Änderungen durch den Anwender werden protokolliert und im Audit Trail im Ergebnisbericht
angezeigt. Mit einem rechten Mausklick auf den entsprechenden Balken im Histogramm kann eine
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Vorschau auf die Auswirkungen einer Änderung der Reaktion geöffnet werden (Preview effect of
change).
Zwei Optionen werden angezeigt. Preview effect of change from + to 0 (oder umgekehrt)
auswählen, um anzuzeigen wie das Ergebnis nach der Änderung aussehen würde. Dann entweder
Change auswählen, um das Ergebnis zu ändern, oder Cancel um die Änderung zu verwerfen.
Eine geänderte Reaktion wird im Histogramm rot dargestellt wie unten gezeigt. Wenn eine Reaktion
noch einmal geändert wird, bleibt sie hervorgehoben auch wenn die ursprüngliche Zuordnung
wiederhergestellt wurde.
7.4.2 Alle positive Allele für einen Reaktionsmix anzeigen
Diese Funktion kann nützlich sein, wenn kein plausibles Ergebnis gefunden wurde oder wenn eine
Reaktion nicht in ein Reaktionsmuster passt und überprüft werden soll, welche anderen Allele mit
diesem Mix reagieren.
Mit einem rechten Mausklick auf den Balken im Histogramm wird die Option “Allele mit positiver
Reaktion anzeigen“ (Show Alleles with Positive Calls) geöffnet. Da die Liste der Allele sehr lang sein
kann, wenn alle Allele berücksichtigt werden, sollte diese Funktion am besten in Kombination mit
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dem Common oder CWD Filter verwendet werden. Beim Anzeigen aller Allele für einen Genort mit
vielen Allelen kann die Generierung der Ergebnisse mehrere Minuten dauern.
Die Liste der Allele wird mit dem kompletten Reaktionsmuster im Histogramm angezeigt. Die Allele
werden nach dem Reaktionsmuster sortiert angezeigt. Die Anzeige kann mit einen erneuten rechten
Mausklick auf den Balken und auswählen von “Allele mit positiver Reaktion entfernen“ (Clear alleles
with Positive Calls) entfernt werden.
7.4.3 Ergebnisse mit Mismatchen anzeigen
Wenn die Software keine Ergebnisse anzeigt oder weitere mögliche Ergebnisse geprüft werden
sollen, können Ergebnisse mit einem, zwei oder drei Mismatches im Reaktionsmuster angezeigt
werden, indem die gewünschte Anzahl Mismatches aus der Dropdown-Liste gewählt wird.
Die Software sucht dann nach allen möglichen
Ergebnissen, wenn eine, zwei oder drei Reaktionen
falsch-positiv oder falsch-negativ wären.
Mismatches werden im Reaktionsmuster unter
dem Histogramm in Rot angezeigt.
Es werden nur Ergebnisse mit der ausgewählten Anzahl Mismatches angezeigt, d.h. Ergebnisse mit
keinem oder einem Mismatch werden nicht angezeigt, wenn zwei Mismatches ausgewählt ist.
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7.4.4 Reaktionsmuster für Allele suchen
Über die “Suche” (Search) Funktionen im oberen Teil des Ergebnisfensters können Suchen nach
Reaktionsmustern für drei verschiedene Allele durchgeführt werden. Wenn mehr Reaktionsmuster
benötigt werden, können die vorhandenen Suchen überschrieben werden. Wenn der Anfang eines
Allels in das Suchfeld eingetippt wird, liefert die Autofill Funktion eine Dropdown-Liste zum
Auswählen passender Allele. Die Liste hängt vom ausgewählten Allelfilter ab.
Die Suchen und Löschen Knöpfe auf der rechten Seite dienen zum Anwenden der Suche und zum
Entfernen der Suchergebnisse. Die Reaktionsmuster der ausgewählten Allele werden über den
Ergebnissen und unter dem Histogramm angezeigt und können mit den gefundenen Reaktionen
verglichen werden.
Suchen Löschen
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7.5 Darstellung der Ergebnisse Auf der rechten Seite des Bildschirms werden die Ergebnisse in einer Tabelle angezeigt, die folgende
Angaben enthält: Ergebniszusammenfassung in niedriger Auflösung (Ein-Feld-Auflösung), Genotyp
als komplette Liste möglicher Allele (spiegelt den gewählten Filter wider), angenommener Phänotyp
(serologische Äquivalent) und den Status der Bestätigung (Approval). Aus dieser Tabelle können die
Ergebnisse mit dem Exportieren Knopf in eine Textdatei exportiert werden und es kann mit dem
Bericht erstellen Knopf ein PDF-Bericht erstellt werden.
Exportieren Bericht erstellen
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Im Feld Kit-Kommentare Kit Comments werden von der Software generierte Kommentare bezüglich
der Effizienz des Tests angezeigt. In einem weiteren Feld unten im Fenster können Kommentare
vom Anwender eingetragen werden (User annotation of result). Zusätzlich wird eine Meldung
angezeigt, ob die Kontaminationskontrolle oder auch „no template control“ positiv oder negativ
reagiert hat (NTC FAILED oder NTC PASS).
Eine Negativkontrolle (NTC) dient als Kontaminationskontrolle. Wenn DNA oder kontaminierende
Amplifikate unbeabsichtigt in die NTC Reaktion hinzugefügt werden, führt dies zu einem positiven
Signal. Liegt der Cq unter 36 wird dies von der PlexTyper Software als mögliche Kontamination
erkannt und ein Warnhinweis wird erstellt. Amplifikationssignale mit einem höheren Cq als 36 in
der NTC werden als PCR Artefakte angesehen und nicht berücksichtig.
7.5.1 Uneindeutige Ergebnisse beurteilen
Ergebnisse werden als uneindeutig klassifiziert, wenn auf niedrigem Auflösungslevel (Ein-Feld) mehr als eine mögliche Kombination vorliegt (z.B. B*35 & B*51 oder B*53 & B*78 wie unten). Im Fall eines uneindeutige Ergebnisses wird dies in der Ergebnistabelle angezeigt (Ambiguous).
Anklicken des Ambiguous Knopfes öffnet ein Fenster mit den möglichen Allelkombinationen:
Eine der Optionen kann aufgrund der Häufigkeit der Allele oder aufgrund anderer zusätzlicher
Informationen ausgewählt werden. Ohne Auswahl einer möglichen Kombination werden im Bericht
alle möglichen Kombinationen in der Zusammenfassung angezeigt und alle Optionen werden wie
hier angezeigt in den Bericht übernommen. Das Drücken des Change Knopfes überträgt das
gewählte Ergebnis in die Zusammenfassung und in den Bericht.
Ausgewählte Option
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Der rote Knopf mit dem Fragezeichen zeigt an, dass das angezeigte Ergebnis aus einer Liste
möglicher uneindeutiger Ergebnisse gewählt wurde. Mit einem rechten Mausklick auf diesen Knopf
eröffnet sich die Möglichkeit, diese Auswahl rückgängig zu machen (Undo selection (revert to
ambiguous)) oder die Optionen noch einmal anzusehen (View ambiguity options).
Uneindeutigkeiten werden basierend auf dem gewählten Allel-Filter bestimmt. Einige Ergebnisse
sind mit dem CWD Filter eindeutig – wie das unten – werden aber uneindeutig wenn alle Allele
einbezogen werden.
CWD Filter:
Zwei weitere Kombinantionen sind möglich für alle Allele, aber beide enthalten eine Liste mit nur
seltenen Allelen.
7.5.2 Darstellung der DP Ergebnisse
Die Nomenklatur für den DP Genort unterscheidet sich von der der anderen HLA-Genorte, weil die
meisten Allele nicht in serologische definierten Allelgruppen auf Ein-Feld-Ebene zusammengefasst
werden. Außerdem werden im HISTO TYPE Rainbow Kit Primer und Sonden verwendet, die
Bindungsstellen in den Exons 3, 4 und 5 haben, für die bei vielen (seltenen) Allelen keine Sequenzen
bekannt sind. Darum generiert die PlexTyper Software lange Ergebnislisten für DPB1 mit dem für
die anderen Genorte verwendeten Algorithmus – besonders wenn der All Filter verwendet wird.
Deshalb werden DPB1 Allele mit identischem Reaktionsmuster in den Kit Files in
Amplifikationsgruppen zusammengefasst. Für manche DPB1 Allelgruppen gibt es mehr als ein
Reaktionsmuster und es werden mehrere Amplifikationsgruppen gebildet, z.B. DPB1*01:02 G1 und
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DPB1*01:02 G2. Wenn ein Allel ein einmaliges Reaktionsmuster hat, wird es nicht als
Amplifikationsgruppe benannt.
Wenn DPB1 für alle Allele analysiert wird, werden alle häufigen und seltenen Allele, die zu einer DP
Amplifikationsgruppe gehören angezeigt. Im Beispiel unten werden alle seltenen Allele angezeigt,
die zur DPB1*05:01 G1 Gruppe gehören, während DPB1*31:01:01:01 das einzige passende DPB1
Allel ist.
Zusätzlich werden die Aminosäure-Motive für die variablen Positionen in der Tasche F
(hypervariable Region 6, Position 84-97) und Tasche C (hypervariable Region 3, Position 55-57) in
der Serology Spalte für DPB1 aufgelistet. Es wird vermutet, dass diese Motive die serologischen
Epitope des DP Proteins bestimmen, möglicherweise zusammen mit der variablen Position 31 im
DPA1 Genort, der ebenfalls aufgeführt wird (Laux et al. 2003, Cano &Fernandez-Vina 2009,
Hollenbach et al. 2012, El-Awar et al. 2017).
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7.6 Berichte und Exporte Durch Anklicken des Bericht erstellen Knopfes in der rechten
oberen Ecke des Ergebnis-Bildschirmes wird ein Bericht mit
dem gewählten Filter erstellt und angezeigt. Es ist möglich
auszuwählen, ob die positiven Reaktionen angezeigt werden
sollen (Print positive reactions) und die Historie (Audit Trail)
angezeigt werden soll (Print assay history (Audit trail)). Durch Drücken des Generate Report
Knopfes wird der Bericht generiert und im PDF-Format gespeichert.
Der Bericht enthält alle Informationen zur Person und zur Probe, die Zusammenfassung der
Ergebnisse und die angenommenen Phänotypen, die detaillierten Ergebnisse mit allen
Allelkombinationen (entsprechend des gewählten Filters), die positiven Reaktionen inklusive
Informationen über ausgefallene interne Amplifikationskontrollen und den Audit Trail (Historie).
Mit dem Exportieren Knopf können die Ergebnisse in eine Textdatei exportiert werden. Es muss ein
Speicherort und ein Dateiname bestimmt werden, dann den Export Knopf drücken. Das NHSBT
Format ist noch nicht funktional und sollte nicht ausgewählt sein.
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Die Datei enthält die Probennummer, das Ergebnis und den verwendeten Kit File:
Exportieren
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8 ERSTELLUNG VON TESTS UND INTERPREATATION: BLUTGRUPPENTYPISIERUNG
Hinzufügen von Patienten- und Probeninformation, einem Test und Vorbereitung eines Laufes
Um einen Test zu erstellen kann entweder eine Person angelegt werden oder nur eine Probe ohne
eine dazugehörige Person.
Um einen Test für die ERY Q Kits zu erstellen auf Add Test im Startbildschirm klicken. Das Setup
Fenster öffnet sich:
Es ist möglich einen Test nur mit
Probeninformationen laufen zu lassen,
welche bei ‘Sample ID 1’ eingegeben
werden müssen; für diesen Vorgang muss
ein Häkchen bei ‘No Person’ gesetzt sein.
Die Sample ID 1 ist obligatorisch und muss
einzigartig sein. Die zweite Sample ID und
die weiteren Informationen sind optional.
Wenn eine Person angelegt werden soll, muss das Häkchen aus dem Kasten ‘No Person’ entfernt
werden. Damit werden die Felder für die Personendaten aktiviert.
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Es müssen Informationen zur Person in das
Formblatt eingetragen werden. Die Person
ID 1 * ist obligatorisch. Die Person ID 1 muss
einzigartig sein und ist häufig die
Patientennummer. Es ist ebenfalls
verpflichtend, eine Probenidentifikation in
das Probenformblatt einzugeben.
Die anderen Felder sind optional.
Um einen Test durchzuführen muss zunächst ein Kit File aus der Liste auf der rechten Seite
ausgewählt werden. Dann wird der Add test Knopf aktiv und kann angeklickt werden, um den Test
zum Plattenlayout hinzuzufügen:
:
The Add Test and Remove Test buttons are used for kits or assays smaller than 48 reactions such as
the ERY Q kits, they are not active for 96 well kit options like HISTO TYPE Rainbow kit.
Mit dem Remove Test Knopf kann der Test wieder entfernt werden. Mit dem Save&Next Knopf
wird der Test gespeichert, um mit dem Lauf fortzufahren.
Auf Grund der Standardeinstellung wird der Test automatisch auf Position 1 gesetzt.
2. Add test Knopf drücken
1. Kit File auswählen
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Der Test kann manuell auf jede beliebige Position verschoben werden. Hierzu muss der Test doppelt
angeklickt und auf die gewünschte Position verschoben werden.
Um den Test auf der neuen Position zu sichern, erneut doppelklicken. Alle unterschiedlichen ERY Q
Kits können in einem Lauf kombiniert werden.
Beim Speichern des Tests ordnet die PlexTyper Software dem Test eine Run ID zu, die in dem sich
nun öffnenden Ergebnisfenster in Rot angezeigt wird. Diese ist eine fortlaufende Nummer (PT1, PT2,
PT3…), die zur Identifizierung des Laufs auf dem Cycler und zur Verknüpfung der Ergebnisse mit den
Tests nach dem Lauf verwendet wird. Nachdem der Test gespeichert wurde, wird die PCR
entsprechend der Gebrauchsinformation für die ERY Q Kits angesetzt. Der Name des Laufs (Run File
Name) auf dem CFX Real-time Cycler muss mit der Run ID als Präfix beginnen (z.B.
PT1_<filename>.xlsx). Dies ist notwendig, um die Ergebnisdatei zu importieren und wieder mit dem
Test zu verbinden.
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Transfer der Daten vom CFX Cycler in PlexTyper
Um die Daten zu exportieren, müssen diese mit der CFX Software geöffnet werden und als Excel
2007 (.xlsx) Datei exportiert werden:
Hinweis: Nur die Datei mit der Bezeichnung “Quantification
Amplification Results” wird benötigt. Es ist sinnvoll, die anderen
Dateien zu löschen.
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Platten ohne verknüpfte Ergebnisse ansehen / View plates with no associated results: Wenn die
zu importierende Probe in PlexTyper noch geöffnet ist, ist dieser Schritt nicht notwendig. Wenn
PlexTyper geschlossen ist, die PlexTyper Software öffnen und die Rohdaten importieren. Dafür vom
Startbildschirm im Abschnitt Plates / View plates with no associated results auswählen. Eine Liste
mit allen gespeicherten Tests, die noch nicht mit Rohdaten verknüpft sind, wird nun geöffnet. Es
gibt eine globales Suche Feld über der Tabelle, um die gesamte Tabelle zu durchsuchen
Doppelklicken auf den zu interpretierenden Test öffnet das Ergebnisfenster wieder. Dann auf
Import File klicken und die Datei auswählen, die vom CFX Cycler importiert werden soll.
Suche
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Anschließend erscheinen die Ergebnisse.
Bereits importierte Ergebnisse können vom Startbildschirm aus durch Klicken auf View Results
unter Plates geöffnet werden. Eine Liste mit Ergebnissen wird angezeigt, aus denen per Doppelklick
ausgewählt werden kann. Auch hier ist eine Suche verfügbar.
Suche
Diesen Balken benutzen, um
die Fenstergröße anzupassen
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Interpretation Blutgruppen
8.3.1. Berechnung positiver bzw. negativer Reaktionen und der Qualitätskennzahl (Quality
Score) durch PlexTyper
Damit eine Reaktion von der PlexTyper Software als positiv bewertet wird müssen die Ergebnisse
für drei Parameter innerhalb bestimmter Grenzwerte liegen. Diese Grenzwerte werden während
der Qualitätskontrolle für jede Reaktion und jeden Farbkanal individuell festgelegt.
1) Die Daten für die Cq Quotienten müssen innerhalb der vordefinierten oberen und unteren
Grenzwerte liegen. Der Cq Quotient ist der Cq der Zielsequenz (Allel) dividiert durch den
CQ der internen Amplifikationskontrolle.
2) Die Werte müssen über der vordefinierten Schwelle für die finale Fluoreszenz liegen. Dies
ist die Fluoreszenz, die eine Reaktion im letzten Zyklus der PCR erreicht.
3) Die Amplifikationskurve muss statistisch nahe an einer idealen sigmoidalen Funktion für die
Real-time PCR liegen. Dieser Parameter reduziert die Wahrscheinlichkeit, dass
Fluoreszenzartefakte als echte Amplifikationen fehlinterpretiert werden.
Allen positiven und negativen Reaktionen wird eine Qualitätskennzahl (QS-Wert) zugeordnet. Alle
positiven Reaktionen haben einen QS-Wert zwischen +10 und 0, alle negativen Reaktionen einen
QS-Wert 0 und -10.
Je näher ein QS-Wert bei 0 liegt desto näher liegt er an
den Grenzwerten für die oben genannten Parameter.
QS-Werte von +10 stellen perfekte positive und QS-
Werte von -10 perfekte negative Reaktionen dar. Ein
QS-Wert zwischen 0 und -1 für einen negative
Reaktion ist mit höherer Wahrscheinlichkeit falsch-
negativ als eine Reaktion mit einem stärker negativen
Wert. Wenn eine positive Reaktion einen QS-Wert
unter 3 hat, ist dies ein Hinweis auf eine schwache -
möglicherweise falsch-positive – Reaktion. Der QS-
Wert kann für den Anwender hilfreich sein, um
Reaktionen zu identifizieren, die manuell geändert
werden müssen, wenn der angegeben Genotyp
fraglich ist oder kein Ergebnis für einen Genort
gefunden wurde.
Die Qualitätskennzahlen geben nützliche Hinweise welche Daten geprüft werden sollen, wenn eine
Überprüfung der automatischen Zuordnungen erforderlich ist. Qualitätskennzahlen, die im
Ergebnis-Histogramm nahe Null liegen, zeigen an, dass die Ergebnisse nahe an den Grenzwerten für
einen oder mehrere der oben genannten Parameter liegen.
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
0
-1
-2
-3
-4
-5
-6
-7
-8
-9
-10
Negative
Reaktionen
Positive
Reaktionen
Schwache Reaktionen nahe
an den Grenzwerten
Wenig oder keine
Amplifikation, falsch-
negative unwahrscheinlich
Keine Amplifikation
deutlich positive
Reaktionen, falsch-positive
unwahrscheinlich
Ideale positive Reaktionen
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8.3.2 Ergebnis-Histogramm
Das Ergebnis-Histogramm zeigt alle Reaktionen für einen Test. In der Standardeinstellung sind die
Reaktionen von positiv zu negativ nach dem QS-Wert sortiert. Alternativ
können sie nach der Reaktionsnummer sortiert werden.
Die Farbe der Balken zeigt den Farbkanal an, in dem die Reaktion detektiert wird.
Der grüne Balken über dem Histogramm repräsentiert die interne Amplifikationskontrolle. Wenn
diese ausfällt wird das Feld weiß und enthält ein “-“. Die Schaltflächen in der rechten
oberen Ecke können zum Vergrößern oder Verkleinern des Histogramms verwendet werden.
QS-Wert der spezifischen Reaktion
Ergebnis der interne Amplifikationskontrolle
Reaktion und Positionsnummer
Zuordnung: pos./neg.
Positive Ergebnisse mit niedrigem QS- Wert
Negative Ergebnisse mit niedrigem QS-Wert
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Bewegen der Maus über die Balken im Histogramm öffnet ein
Fenster mit zusätzlichen Informationen, z.B. dem QS-Wert:
Für die detaillierte Auswertung kann zwischen den einzelnen Allel-Knöpfen (siehe roter Pfeil) einer
oder mehrere ausgewählt werden und die Ergebnisse werden angezeigt. Zur Suche eines
bestimmten Allels, dieses in Search 1 eingegeben und den Such-Knopf anklicken.
Oben im Fenster gibt es eine Filterfunktion.
Als Standardeinstellung ist der Filter auf “Common” eingestellt und nur Ergebnisse mit häufigen
Allelen werden angezeigt. Wird kein oder ein mehrdeutiges Ergebnis angezeigt,
muss der Filter auf “Rare” umgestellt werden und die Software zeigt das neue Ergebnis an.
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8.3.3 Beurteilung der Amplifikation (Data Review): Cq Quotienten und Fluoreszenz anzeigen
Ein Doppelklick auf den Balken im Histogramm zeigt die Fluoreszenz und den Cq Quotienten der
ausgewählten Reaktion im Vergleich zu vorherigen Ergebnissen.
Hinweis: Das Öffnen des Datenfensters verhindert die Verwendung der Funktionen des
Hauptprogramms. Das Fenster muss geschlossen werden, um die Bedienung des Hauptprogramms
zu reaktivieren.
Diese Daten helfen bei der Einschätzung der Qualität eines Ergebnisses und können als
Entscheidungshilfe beim Editieren von Reaktionen verwendet werden. Der Cq Quotient ist auf der
X-Achse dargestellt und die finale Fluoreszenz auf der Y-Achse. Grüne Punkte zeigen frühere positive
Ergebnisse mit Cq Quotienten und Fluoreszenz-Werten, die innerhalb der geforderten
Spezifikationen liegen, an. Rote Punkte zeigen frühere Test mit negativen Reaktionen. Das blaue
Dreieck repräsentiert die aktuell ausgewählte Reaktion. Die roten gestrichelten Linien sind die von
PlexTyper verwendeten Grenzwerte zur Bestimmung positiver und negativer Reaktionen basierend
auf der finalen Fluoreszenz und dem CQ Quotienten.
Positive Reaktionen befinden sich über dem Grenzwert für die finale Fluoreszenz und zwischen der
unteren und der oberen Grenze für den CQ Quotienten.
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Anklicken des blauen Dreiecks im Datendiagramm zeigt die Amplifikationskurven aus den Rohdaten
für diese Reaktion (Zielsequenz und interne Amplifikationskontrolle).
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Werkzeuge zur Interpretation In PlexTyper stehen einige Werkzeuge zur Verfügung, die nützlich sein können, wenn die
automatische Interpretation kein Ergebnis findet oder ein seltenes Ergebnis vorliegt, das überprüft
werden sollte.
8.4.1 Zuordnung für eine Reaktion ändern
Dieses Werkzeug wurde für die HLA Auswertung entwickelt, siehe Kapitel 7.4.1. Wir empfehlen
dieses Werkzeug nicht für die Blutgruppenauswertung zu verwenden, da nur eine Sonde pro Allel
vorhanden ist, dies würde die Ergebnisse verfälschen.
8.4.2 Alle positiven Allele für einen Reaktionsmix anzeigen
Dieses Werkzeug wurde für die HLA Auswertung entwickelt, siehe Kapitel 7.4.2.
8.4.3 Reaktionsmuster für Allele suchen
Über die “Suche” (Search) Funktionen im oberen Teil des Ergebnisfensters können Suchen nach
Reaktionsmustern für verschiedene Allele durchgeführt werden.
Wenn der Anfang eines Allels in das Suchfeld eingetippt wird, liefert die Autofill Funktion eine
Dropdown-Liste zum Auswählen passender Allele. Die Liste hängt vom ausgewählten Filter ab.
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Die Suchen und Löschen Knöpfe auf der rechten Seite dienen zum Anwenden der Suche und zum
Entfernen der Suchergebnisse. Die Reaktionsmuster der ausgewählten Allele werden über den
Ergebnissen und unter dem Histogramm angezeigt und können mit den gefundenen Reaktionen
verglichen werden.
Darstellung der Ergebnisse Auf der rechten Seite des Bildschirms werden die Ergebnisse in einer Tabelle angezeigt, Genotyp als
komplette Liste möglicher Allele, angenommener Phänotyp (serologische Äquivalent) und den
Status der Bestätigung (Approval). Aus dieser Tabelle können die Ergebnisse mit dem Exportieren
Knopf in eine Textdatei exportiert werden und es kann mit dem Bericht erstellen Knopf ein PDF-
Bericht erstellt werden
Im Feld Kit-Kommentare Kit Comments werden von der Software generierte Kommentare bezüglich
der Effizienz des Tests angezeigt (keine Benutzerkommentare).
Wenn alle Allele, vor allem die seltenen, berücksichtigt werden, können mehrdeutige Ergebnisse
erscheinen. Dies wird durch den ‘Ambiguous’ Knopf angezeigt.
Durch das Klicken auf den ‘Ambiguous‘ Knopf öffnet sich ein Fenster mit den möglichen
Ergebnissen. Durch Klicken auf den schwarzen Punkt kann sich für eine Option entschieden werden.
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Bericht erstellen
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Berichte und Exporte Durch Anklicken des Bericht erstellen Knopfes in der rechten oberen Ecke des Ergebnis-Bildschirmes
wird ein Bericht mit dem gewählten Filter erstellt und angezeigt. Es ist möglich auszuwählen, ob die
positiven Reaktionen angezeigt werden sollen (Print positive reactions) und die Historie (Audit Trail)
angezeigt werden soll (Print assay history (Audit trail)). Durch Drücken des Generate Report
Knopfes wird der Bericht generiert und im PDF-Format gespeichert
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Der Bericht enthält alle Informationen zur Person und zur Probe, die Zusammenfassung der
Ergebnisse und die angenommenen Phänotypen, die detaillierten Ergebnisse mit allen
Allelkombinationen (entsprechend des gewählten Filters), die positiven Reaktionen inklusive
Informationen über ausgefallene interne Amplifikationskontrollen und den Audit Trail (Historie).
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Mit dem Exportieren Knopf können die Ergebnisse in eine Textdatei exportiert werden. Es muss ein
Speicherort und ein Dateiname bestimmt werden, dann den Export Knopf drücken. Das NHSBT
Format ist noch nicht funktional und sollte nicht ausgewählt sein
9 LITERATUR
Cano P, Fernandez-Vina M, 2009, Two sequence dimorphisms of DPB1 define the immunodominant serologic epitopes of HLA-DP, Human Immunology (70), Issue 10: 836-843, doi.org/10.1016/j.humimm.2008.07.011
El-Awar N, Jucaud V, Nguyen A, 2017, HLA Epitopes: The targets of monoclonal and alloantibodies defined, Journal of Immunology Research, Article ID 3406230, 16 pages, doi.org/10.1155/2017/3406230
Hollenbach JA, Madbouly A, Gragert L, Vierra-Green C, Flesch S, Spellmann S, Begovich A, Norren H, Trachtenberg E, Williams T, Yu N, Shaw B, Fleischhauer K, Fernandez-Vina M, Maiers M, 2012, A combined DPA1~DPB1 amino acid epitope is the primary unit of selectin on the HLA-DP heterodimer, 2012, Immunogenetics (64): 559-569, doi 10.1007/s00254-012-0615-3
Laux G, Mansmann U; Deufel A, Opelz G, Mytilineos J, 2003, A new epitope-based matching approach for cadaver kidney retransplants, Transplantation (75): 1527-1532, DOI: 10.1097.TP.00000617.57702.8A
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