chemisches grundpraktikum für den studiengang bachelor biologie

CHEMISCHES GRUNDPRAKTIKUM

FÜR DEN STUDIENGANG

BACHELOR BIOLOGIE

Termin 1: 29.08.2016 bis 09.09.2016

Vorbesprechung/Sicherheits- 26.08.2016, 08:00 Uhr, Walsroder HS

belehrung/Platzübernahme: 26.08.2016, 10:00-11:00 Uhr, Praktikumssaal

Laborputz und Platzabgabe 09.09.2016, 08:00-12:00 Uhr

Seminartermine 12. + 13.09.2016, 09:00-16:00 Uhr Walsroder HS

Termin 2: 12.09.2016 bis 23.09.2016,

Vorbesprechung/Sicherheits- 09.09.2016, 08:00 Uhr, Walsroder HS

belehrung/Platzübernahme: 09.09.2016, 10:00-11:00 Uhr, Praktikumssaal

Laborputz und Platzabgabe 23.09.2016, 08:00-12:00 Uhr

Seminartermine 26. + 27.09.2016, 09:00-16:00 Uhr Walter-Dux-HS

(2504 – 10), Callinstraße 3 A

INSTITUT FÜR LEBENSMITTELCHEMIE

Leibniz UNIVERSITÄT HANNOVER

Prof. Dr. R. G. Berger

Praktikumsleiter: PD Dr. U. Krings

� +49-511-762-4583

� +49-511-762-4547

� [email protected]

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Die Teilnahme an der Vorbesprechung ist Voraussetzung für die Zulassung zum Praktikum!

Praktikumszeiten: 08:00 Uhr ct – 17:00 Uhr (Laborschluss)

Die Seminartage sind verpflichtender Bestandteil des Praktikums! Abwesenheit vom Seminar

führt zu Aberkennung der Praktikumsleistungen!

Mitzubringen zum Praktikum sind:

• Laborkittel, Schutzbrille, 2 Vorhängeschlösser, Kladde DIN A4 (als Protokollheft), Rolle

Küchenpapier, wasserfester Stift (Edding), Spülmittel (Spüli), Putzsachen

ALLGEMEINER HINWEIS

Das Praktikumsskript ist vor Beginn des Praktikums durchzuarbeiten! Dies betrifft v. a. die

allgemeinen Hinweise und den allgemeinen Teil (Punkt 0 und Punkte 1.1 und 1.2 im Prakti-

kumsskript). Die Vorbereitung wird durch Kolloquien überprüft. Unterstützend zur Vorberei-

tung wird eines der Lehrbücher aus dem Literaturanhang empfohlen (Punkt 4). Sollte er-

kennbar sein, dass ein Student sich nicht ausreichend mit den allgemeinen Hinweisen ausei-

nandergesetzt hat, erfolgt der Ausschluss vom Praktikum für diesen Tag. Das Kolloquium

kann am Folgetag wiederholt werden. Bei nochmaligem Nichtbestehen erfolgt Ausschluss

vom gesamten Praktikum.

Zu den einzelnen Versuchen sind Vorprotokolle anzufertigen! Diese müssen vorab angefertigt

werden (Kladde DIN A4) und sind am Tag der Versuchsdurchführung den Assistenten oder

dem Praktikumsleiter vorzulegen. Über den Inhalt des Vorprotokolls wird ein Kolloquium ab-

gehalten. Bezüglich des Inhalts der Vorprotokolle siehe Punkt 0.3. Sollte sich aus dem Vor-

protokoll und dem Kolloquium ergeben, dass der Student sich auf die jeweiligen Versuche

nicht ausreichend vorbereitet hat, erfolgt für diesen Tag Ausschluss vom Praktikum. Im Wie-

derholungsfalle erfolgt Ausschluss vom kompletten Praktikum.

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Inhalt

Allgemeiner Hinweis ....................................................................................................................................................... 2

0 Allgemeine Hinweise.................................................................................................................................................... 6

0.1 Sicherheit im Labor .......................................................................................................................................................................... 6 0.1.1 Zugang zu den einschlägigen Informationen .................................................................................................................. 7 0.1.2 Allgemeine Sicherheitseinrichtungen ................................................................................................................................ 7 0.1.3 Persönliche Schutzausrüstung und Hygiene .................................................................................................................... 7

0.2 Entsorgung von Laborabfällen ...................................................................................................................................................... 9

0.3 Versuchsvorbereitung und Protokolle ......................................................................................................................................... 9

1 Allgemeiner und anorganisch-chemischer Praktikumsteil .................................................................................... 10

1.1 Allgemeine Einführung in ein chemisches Labor ................................................................................................................... 11 1.1.1 Messen ..................................................................................................................................................................................... 11 1.1.1.1 Massen ............................................................................................................................................................................. 11 1.1.1.1.1 Waagen ..................................................................................................................................................................... 11

1.1.1.2 Volumina .......................................................................................................................................................................... 11 1.1.1.2.1 Messkolben ............................................................................................................................................................... 11 1.1.1.2.2 Vollpipette - Peleusball ........................................................................................................................................ 11 1.1.1.2.3 Kolbenhubpipette ................................................................................................................................................... 12 1.1.1.2.4 Bürette ....................................................................................................................................................................... 12

1.1.2 pH-Messstation, UV-VIS-Spektrometrie, Aufbau eines Fotometers, Fluoreszenz .............................................. 13 1.1.2.1 Einstabmesskette ("Glaselektrode"), pH-Elektrode, pH-Meter ........................................................................ 13 1.1.2.2 Puffersysteme ................................................................................................................................................................. 14 1.1.2.3 UV-VIS-Spektrometrie, Aufbau eines Fotometers, Fluoreszenz ....................................................................... 15

1.1.3 Umgehen mit Vakuum (Trocknen) .................................................................................................................................... 15 1.1.3.1 Exsikkator ........................................................................................................................................................................ 16 1.1.3.2 Trocknen ........................................................................................................................................................................... 16 1.1.3.3 Rotationsverdampfer .................................................................................................................................................... 16

1.1.4 Umkristallisieren, Fällen, Lösen, Destillieren ................................................................................................................. 18 1.1.4.1 Umkristallisieren ............................................................................................................................................................ 18 1.1.4.2 Fällen, Lösen ................................................................................................................................................................... 19 1.1.4.3 Destillieren ...................................................................................................................................................................... 21

1.1.5 Extrahieren.............................................................................................................................................................................. 23 1.1.5.1 Extraktion von Flüssigkeiten ...................................................................................................................................... 23 1.1.5.2 Soxhlet.............................................................................................................................................................................. 24

1.1.6 Polarimetrie, Refraktometrie ............................................................................................................................................. 24 1.1.6.1 Polarimeter/Polarimetrie ............................................................................................................................................. 24 1.1.6.2 Refraktometrie (Brechungsindex) ............................................................................................................................. 26

1.1.7 Chromatografie, Infrarotspektrometrie .......................................................................................................................... 27 1.1.7.1 Dünnschichtchromatografie (DC) ............................................................................................................................. 27 Wahl des Laufmittels .............................................................................................................................................................. 27 Auftragung des Substanzgemisches ................................................................................................................................... 27 Entwicklung des Chromatogramms .................................................................................................................................... 28 Identifizierung der Substanzflecken ................................................................................................................................... 28 Sprühreagentien für bestimmte Verbindungsklassen .................................................................................................... 29 Unspezifische Sprühreagentien ........................................................................................................................................... 29 Auswertung und Dokumentation ........................................................................................................................................ 29

1.1.7.2 Säulenchromatografie (SC) – Gaschromatografie (GC) ...................................................................................... 30

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Die Chromatografiesäule ....................................................................................................................................................... 31 Gaschromatografie .................................................................................................................................................................. 31

1.1.7.3 IR-Spektroskopie ........................................................................................................................................................... 31 Probenbereitung - Flüssigkeiten .......................................................................................................................................... 32 Feste Substanzen – Pressling-Technik ............................................................................................................................... 32 Interpretation von IR-Spektren ............................................................................................................................................ 32

1.1.8 Festpunktbestimmung ......................................................................................................................................................... 32

1.2 Prinzipielle Anmerkungen zum Arbeiten im chemischen Labor ........................................................................................ 33 1.2.1 Vorbereitung ........................................................................................................................................................................... 33 1.2.2 Zeitplanung............................................................................................................................................................................. 33 1.2.3 Mehrfachbestimmungen ..................................................................................................................................................... 33 1.2.4 Blindwert ................................................................................................................................................................................. 33 1.2.5 Vergleich .................................................................................................................................................................................. 33 1.2.6 Kalibrierfunktion ................................................................................................................................................................... 34

1.3 Praktische Versuche ...................................................................................................................................................................... 34 1.3.1 Maßanalyse ............................................................................................................................................................................ 34 1.3.1.1 Herstellung von Maßlösungen und Faktorbestimmung ..................................................................................... 34 1.3.1.1.1 Natronlauge, c = 0,1 mol L-1 (0,1 N-Lösung) ................................................................................................ 34 1.3.1.1.2 Natriumthiosulfat-Lösung, c = 0,1 mol L-1 (0,1 N-Lösung) ...................................................................... 35 1.3.1.1.3 Kaliumpermanganat-Lösung, c = 0,02 mol L-1 (0,1 N-Lösung) ................................................................ 35

1.3.2 Titrationen............................................................................................................................................................................... 36 1.3.2.1 Säure-Base-Titration mit Farbindikatoren ............................................................................................................. 36 1.3.2.2 Potentiometrische Säure-Base-Titration ................................................................................................................ 37 1.3.2.3 Manganometrische Nitrit-Bestimmung .................................................................................................................. 37 1.3.2.4 Jodometrische Kupfer-Bestimmung......................................................................................................................... 38

1.3.3 Gruppenversuche .................................................................................................................................................................. 39 1.3.3.1 Komplexometrische Magnesiumbestimmung mit EDTA .................................................................................... 39 1.3.3.2 Komplexometrische Sulfatbestimmung .................................................................................................................. 40

2 Organisch-chemischer und biochemischer Praktikumsteil .................................................................................... 41

2.1 Naturstoffanalytik (Gruppenversuche) .................................................................................................................................... 41 2.1.1 Aminosäuren/Proteine ......................................................................................................................................................... 41 2.1.1.1 Autoxidation von Cystein in Gegenwart von Eisen-(III)-chlorid ...................................................................... 41 2.1.1.2 Nachweis von Aminosäuren mit Ninhydrin ........................................................................................................... 41 2.1.1.3 Proteinbestimmung nach Lowry ............................................................................................................................... 42

2.1.2 Kohlenhydrate ........................................................................................................................................................................ 43 2.1.2.1 Optischer Drehwert kohlenhydrathaltiger Lösungen .......................................................................................... 43 2.1.2.2 Inversion von Saccharose ............................................................................................................................................ 44 2.1.2.3 Konzentrationsbestimmung kohlenhydrathaltiger Lösungen ........................................................................... 44

2.1.3 Natürliche Farbstoffe ........................................................................................................................................................... 45 2.1.3.1 Isolierung von Chlorophyll aus Spinat (o. Ä.) ........................................................................................................ 45

2.1.4 Lipide ........................................................................................................................................................................................ 46 2.1.4.1 Extraktion der Gesamtlipide aus verschiedenen Matrices ................................................................................. 46 2.1.4.2 Charakterisierung der Lipidphase mittels GC ........................................................................................................ 48

2.2 Synthesen ........................................................................................................................................................................................ 49 2.2.1 Darstellung von Carbonsäureestern ................................................................................................................................ 49 2.2.1.1 Säurekatalysierte Veresterung von Carbonsäuren ............................................................................................... 49 2.2.1.2 Estersynthese:................................................................................................................................................................. 50 a) azeotrope Destillation ........................................................................................................................................................... 50 b) Umesterung .............................................................................................................................................................................. 50

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2.2.1.3 Veresterung von Alkoholen mit Hilfe von Essigsäureanhydrid ......................................................................... 51 2.2.2 C-C-Knüpfungen - Aldolreaktionen ................................................................................................................................ 52 2.2.2.1 Aldolisierung aliphatischer Aldehyde ...................................................................................................................... 52 2.2.2.2 Aldolisierung aliphatischer Aldehyde mit Ketonen.............................................................................................. 53 2.2.2.3 Darstellung von Zimtsäure, Perkinsche Synthese ................................................................................................ 53 2.2.2.4 Durchführung der Knoevenagel-Doebner-Kondensation .................................................................................. 53 2.2.2.5 Darstellung von 4-Methyl-7-hydroxy-cumarin.................................................................................................... 54

2.2.3 Redoxreaktionen ................................................................................................................................................................... 54 2.2.3.1 Braunstein-Oxidation von 3-Phenylprop-2-en-1-ol (Zimtalkohol) ................................................................ 55 2.2.3.2 Darstellung von Nicotinsäure aus 8-Hydroxychinolin ........................................................................................ 55 2.2.3.3 Darstellung von Cyclohexen aus Cyclohexanol .................................................................................................... 56 2.2.3.4 Darstellung von Cyclohexan-1,2-diol aus Cyclohexen ....................................................................................... 56 2.2.3.5 Reduktionen mit Natriumborhydrid ......................................................................................................................... 57 2.2.3.6 Cannizzaro-Reaktion des Benzaldehyds ................................................................................................................. 57

2.2.4 Dehydratisierungen / Eliminierungen .............................................................................................................................. 58 2.2.4.1 Dehydratisierung von sekundären und tertiären Alkoholen und von Aldoladdukten in Gegenwart von

Säuren in flüssiger Phase .......................................................................................................................................................... 58 2.2.5 Decarboxylierungs- und Carboxylierungsreaktionen .................................................................................................. 59 2.2.5.1 Carboxylierung von Phenolen .................................................................................................................................... 59 2.2.5.2 Synthese von Indigo ..................................................................................................................................................... 59

2.2.6 Bildung von Carbonsäureamiden ..................................................................................................................................... 60 2.2.6.1 Säureamide aus dem Ammoniumsalz ...................................................................................................................... 60 2.2.6.2 Säureamide aus den entsprechenden Säurechloriden ........................................................................................ 61

2.2.7 Radikalische Prozesse .......................................................................................................................................................... 61 2.2.7.1 Radikalische Polymerisation von Styrol .................................................................................................................. 61

2.2.8 Nucleophile Substitution am gesättigten Kohlenstoffatom ..................................................................................... 62 2.2.8.1 Bromierung von primären Alkoholen mit Bromwasserstoffsäure ................................................................... 62 2.2.8.2 Phasentransferkatalyse (PTK) zur Darstellung von Benzoesäureestern (Vergleiche 2.2.1.2) ................... 62

2.2.9 Azokupplung, Azofarbstoffe .............................................................................................................................................. 63

3 Kurzvorträge zum Organisch-chemischen und biochemischen Praktikumsteil (2 Tage) .................................... 64

4 Literatur ..................................................................................................................................................................... 64

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0 ALLGEMEINE HINWEISE

0.1 SICHERHEIT IM LABOR

Grundsätzlich muss davon ausgegangen werden, dass alle Chemikalien toxisch sind. Ihre Toxizität hängt allerdings in einem weiten Bereich von der Konzentration ab. Da nur relativ wenige Chemikalien vollständig auf ihre Toxizität geprüft sind, müssen alle Arbeiten im Labor so durchgeführt werden, dass ein Kontakt mit Chemikalien weitgehend ausgeschlossen wird. Die spezifischen Gefahren in Laboratorien werden in zwei Klassen eingeteilt:

� Gefahren durch fehlerhafte Arbeitsweisen und –techniken (Schnittwunden, Verbrennungen und Verbrü-hungen etc.) und

� Gefahren, die von Chemikalien (Gefahrstoffe) herrühren. Gefahrstoffe werden nach dem Chemikaliengesetz und der Gefahrstoffverordnung nach ihren Gefährlichkeitsmerk-malen in Kategorien eingeteilt und gekennzeichnet. Zur Kennzeichnung gehören die vier nachstehenden Datens-ätze:

� Gefahrenpiktogramme � Codierung (mit Kurzbezeichnung) � H-Sätze � P-Sätze

Die offiziellen Gefahrensymbole (Piktogramme) stellen eine eindeutige und optisch leicht erfassbare Information über die Art der Gefährlichkeit der betreffenden Verbindung dar. Das Gefahrensymbol wird ergänzt durch die ent-sprechende Gefahrenbezeichnung (siehe Tab.). Die H-Sätze (engl. Hazard Statements) geben Hinweise auf beson-dere Gefahren, die P-Sätze (engl. Precautionary Statements) geben Hinweise zur Sicherheit. Die H- und P-Sätze sind standardisiert und werden oft als Kürzel angegeben (z.B. H 225 für „Flüssigkeit und Dampf leicht entzündbar“ oder P 210 für „Von Hitze/Funken/offener Flamme/heiße Oberflächen fernhalten – Nicht rauchen“). Alle H- und P-Sätze sind im Aushang aufgelistet.

H/P-SÄTZE DER VERWENDETEN CHEMIKALIEN SIND BESTANDTEIL DES PROTOKOLLS!

Tabelle Gefahrenpiktogramme und –bezeichnungen

Gefahrenpikto-gramm

Codie-rung

Bezeichnung Gefahrenpikto-gramm

Codie-rung

Bezeichnung

GHS01 Gefahr

Explosionsgefähr-lich

GSH06 Gefahr

Giftig/ Sehr giftig

GHS02 Gefahr

Leicht-/Hoch- entzündlich

GSH07 Achtung

Gesundheits- gefährdend

GSH03 Gefahr

Brandfördernd

GSH08 Gefahr

Gesundheitsschäd-lich

GSH04 Achtung

Kompremierte Gase

GSH09 Warnung

Umwelt- gefährdend

GSH05 Gefahr

Ätzend

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0.1.1 ZUGANG ZU DEN EINSCHLÄGIGEN INFORMATIONEN Informieren Sie sich vor Beginn eines Versuches über die Eigenschaften aller eingesetzten Chemikalien, Intermedi-ate und Reaktionsprodukte sowie den fachgerechten Einsatz der Arbeitsmethoden. Hinweise auf das Gefahrenpotential von Chemikalien findet man:

� auf Etiketten der Chemikalienpackung und in den Chemikalienkatalogen. � auf Wandtafeln mit den Daten der wichtigsten Chemikalien. � in Betriebsanweisungen. � in Sicherheitsdatenblättern (stellt der Hersteller zur Verfügung).

Meistens können die wichtigsten Informationen auch den Hausdatenbanken oder den WWW-Seiten der Chemikali-enhersteller entnommen werden. Eine sehr gute und umfangreiche Informationsquelle ist die frei zugängliche Ge-fahrstoffdatenbank der Länder (GDL). Vor Beginn eines Versuchs ist sicherzustellen, dass alle benötigten Chemika-lien in ausreichender Menge zur Verfügung stehen. Darüber hinaus sind Materialien bereitzustellen, die der Entsor-gung oder Desaktivierung der eingesetzten Chemikalien dienen.

0.1.2 ALLGEMEINE SICHERHEITSEINRICHTUNGEN � Informieren Sie sich über die vorhandenen Sicherheitseinrichtungen: Wo sind die nächsten Brandmelder,

Telefone mit Notruf, Feuerlöscher, Löschdecken, Augenduschen, Notduschen, Fluchtwege und Notaus-stiege?

� Die Funktionsfähigkeit der Notduschen und der Augenduschen wird von den Assistenten regelmäßig überprüft. Feuerlöscher müssen auch nach einmaligem Gebrauch zum Nachfüllen gegeben werden.

� Sicherheitseinrichtungen müssen stets funktionsfähig und erreichbar sein und dürfen deshalb nicht ver-stellt oder missbraucht werden.

� Defekte Geräte müssen unverzüglich gemeldet werden. � Die Fluchtwege sind frei zu halten. Dazu gehören auch die Wege im Labor und im Haus. Stellen Sie keine

Hindernisse in die Fluchtwege, halten sie die Türen der Laborschränke geschlossen. � Brandschutztüren sollen im Brandfall die Ausbreitung von Feuer und Rauch verhindern. Deshalb dürfen sie

auf keinen Fall blockiert werden. � Abzüge dienen generell dem Schutz vor Chemikalien (Gase, Dämpfe, Stäube etc.). Sie müssen mit einer

Funktionsanzeige ausgestattet sein. Wenn eine Störung angezeigt wird, darf in diesem Abzug nicht wei-tergearbeitet werden. Für die einwandfreie Funktion muss der Frontschieber stets so weit wie möglich ge-schlossen gehalten werden. Eine optimale Absaugwirkung kann nur bei genauer Regelung der Frischluft-zufuhr und der abgesaugten Luftmenge erreicht werden. Offene Türen und Fenster wirken sich negativ auf den Regelkreis – und damit auf die Absaugwirkung – aus, obwohl der subjektive Eindruck (Zufuhr von Frischluft) täuscht.

� Mit Chemikalien, die als sehr giftig, giftig, sensibilisierend, krebserzeugend, fruchtschädigend oder erbgut-verändernd gekennzeichnet sind, darf prinzipiell nur im Abzug gearbeitet werden.

0.1.3 PERSÖNLICHE SCHUTZAUSRÜSTUNG UND HYGIENE

Die Kleidung darf nicht aus Kunstfasern bestehen, sie kann im Brandfall schmelzen und dadurch großflächige Brand-

wunden verursachen. Überdies besteht die Gefahr der elektrostatischen Aufladung, die zur Zündung explosionsfähiger

Gemische führen kann. Bei Verunreinigung der Kleidung durch Chemikalien muss diese sofort ausgezogen werden.

Über der Kleidung muss ein Labormantel getragen werden. Er ist keine Schutzkleidung im engeren Sinn, kann aber

den Kontakt von Chemikalien mit der Kleidung verhindern oder zumindest verzögern. Als Material wird Baumwolle

empfohlen, der Mantel sollte lang und vorne schließbar sein. Kunstfasern sind – wie bei der Kleidung (siehe oben) –

ungeeignet. Ein mit Chemikalien verunreinigter Mantel muss sofort ausgezogen werden und darf erst nach der Rei-

nigung wieder verwendet werden. Labormäntel können auch unbemerkt mit Chemikalien kontaminiert sein und dür-

fen deshalb außerhalb des Laborbereiches nicht getragen werden. Der Labormantel ist von den Praktikanten selbst

mitzubringen – er wird nicht gestellt!

Schuhe müssen geschlossen und trittsicher sein, also keine Sandalen oder hohe Absätze!

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Im Labor ist prinzipiell immer eine Schutzbrille mit seitlichem Spritzschutz oder eine Korbbrille zu tragen. ‚Normale‘

Brillen sind nicht ausreichend. Für Brillenträger gibt es ‚Überbrillen‘, die über der optischen Korrekturbrille getragen

werden können, besser ist eine eigene Schutzbrille mit geschliffenen Gläsern. Schutzbrillen dienen nicht nur dem

Schutz beim eigenen Experimentieren, auch der Nachbar stellt eine Gefährdung dar! Kontaktlinsen sollten im Labor

vermieden werden. Wenn trotz Schutzbrille eine Chemikalie in das Auge zwischen die Hornhaut und Kontaktlinse

gelangt, kann das Spülen des Auges wirkungslos bleiben, das Auge wird stärker geschädigt.

Handschuhe sollen verhindern, dass die Haut mit Chemikalien in Berührung kommt, die dann vom Körper aufgenom-

men werden. Das Material der Handschuhe muss gegenüber den verwendeten Chemikalien beständig sein, gleichzei-

tig darf der Tastsinn durch zu dicke Materialstärken nicht eingeschränkt werden, damit die sichere Handhabung der

Apparaturen und Geräte verhindert wird. Latex ist gut beständig gegenüber Aceton, aber unbeständig gegenüber

Kohlenwasserstoffen, für Nitrilkautschuk ist die Beständigkeit genau umgekehrt. Zu beachten ist, dass bei längerem

Tragen der Handschuhe die Haut durch Schwitzen aufquillt und dadurch das Eindringen von Chemikalien erleichtert wird. Die Chemikalienbeständigkeit der verschiedenen Handschuhe ist auf der Verpackung vermerkt und kann den

Informationsbroschüren bzw. den Internet- Seiten der Hersteller entnommen werden. Beim normalen Arbeiten im

Labor ist die Dauer und damit auch die Gefahr direkter Hautkontakte mit Chemikalien relativ gering.

Beim Umgießen und Umfüllen von Chemikalien sind in der Regel Flüssigkeitstrichter bzw. Pulvertrichter zu verwen-

den. Beim Abmessen von Flüssigkeiten empfiehlt sich die Verwendung von Pipetten mit Peleusball oder Kolbenhub-

Pipetten. Waagen, elektrische Geräte (Heizplatten, Heizhauben) oder Messgeräte (z.B. Spektrometer, Refraktometer)

müssen nach Benutzung sofort gesäubert werden.

WICHTIG: NIE mit Pipetten o.ä. Lösungen aus den ausstehenden Chemikaliengebinden entnehmen. Immer die unge-

fähre Menge in ein Becherglas abfüllen und daraus pipettieren. Reste werden entsorgt, NICHT zurückgegossen!!

Kontaminierte Bereiche (z.B. durch Verschütten von Chemikalien) sind sofort gründlichst zu reinigen.

Lange Haare dürfen aus Sicherheitsgründen nicht offen getragen werden.

Vor Beginn der Laborarbeit sollten die Hände mit einer Hautcreme eingerieben werden, für den Chemiebereich gibt

es spezielle Hautschutzpräparate. Diese Cremes sollen vor allem das Entfetten der Haut durch Lösungsmittelkontakt

verhindern, sie sind auf keinen Fall ein Ersatz für Schutzhandschuhe! Geeignete Hautschutzpräparate und deren Ver-

wendung muss vom Arbeitgeber in einem Hautschutzplan festgelegt werden. Wenn der Verdacht besteht, dass Che-

mikalien mit der Haut in Berührung kamen, müssen die entsprechenden Hautstellen sofort mit Wasser und Seife

gründlich gereinigt werden. Nach der experimentellen Arbeit sind die Hände zu waschen. Nach dem Waschen das

Eincremen nicht vergessen!

ESSEN UND TRINKEN IM LABOR IST NICHT GESTATTET!

LEBENSMITTEL DÜRFEN NICHT IM LABOR ODER IN DEN LABOR-KÜHLSCHRÄNKEN

AUFBEWAHRT WERDEN!

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0.2 ENTSORGUNG VON LABORABFÄLLEN

Wichtiger Aspekt des Praktikums ist auch wie mit Gefahrstoffen nach deren Gebrauch, ökologisch sinnvoll und

nachhaltig umzugehen ist (Entsorgung). Deshalb sind, nicht nur im Hinblick auf die Sicherheit im Labor, Reaktions-

bzw. Destillationsapparaturen grundsätzlich zu beaufsichtigen und exakt zu beschriften (Wer? Welche Chemikalien?

Reaktionsparameter?).

Entsorgung der Chemikalien und Lösungen erfolgt im Rahmen dieses Praktikums getrennt nach:

� Nicht-Abwasser gefährdende Stoffe

� Organische Lösungsmittel

� Organische Lösungsmittel mit Halogenen

� Schwermetallhaltige Salze

� Weitere: weitere Entsorgungshinweise können dem Aushang im Labor und den entsprechenden

Chemikalienkatalogen entnommen werden.

Brom wird durch wässrige Sulfit- oder Thiosulfatlösung zu Bromid reduziert. Die Lösung wird in den Sonderabfall-

behälter für halogenhaltige, wässrige Lösungen gegeben. Die Sulfit- bzw. Thiosulfatlösung muss vor Beginn des

Versuchs in einem großen Becherglas bereitgestellt werden, um alle mit Brom verunreinigten Geräte sofort reinigen

zu können. Auf keinen Fall dürfen Bromreste mit Aceton in Berührung kommen, da sich dabei stark tränenreizen-

des Bromaceton bildet.

DIE ENTSPRECHENDEN ENTSORGUNGSMAßNAHMEN FÜR DIE VERWENDETEN

CHEMIKALIEN SIND BESTANDTEIL DES ABZUGEBENDEN PROTOKOLLS.

0.3 VERSUCHSVORBEREITUNG UND PROTOKOLLE

Die Praktikumsvorschrift führt lediglich Basisinformationen zu den Versuchen an. Zur Gewährleistung der Sicherheit

und zum Verständnis der theoretischen Grundlagen, ist eine intensive Versuchsvorbereitung (Lehrbücher) erforder-

lich. Diese wird stichprobenartig durch Gespräche (Kolloquien) zu den Versuchen am Arbeitsplatz überprüft. Man-

gelhafte Vorbereitung führt zum Ausschluss vom Praktikum an diesem Tag! Das Kolloquium kann frühestens am

Folgetag wiederholt werden. Wiederholte mangelhafte Vorbereitung führt zum endgültigen Ausschluss vom Prakti-

kum!!

Über alle experimentellen Arbeiten, Beobachtungen und Ergebnisse ist ein sorgfältiges Protokoll zu führen. Dazu

dient ein fest gebundenes Heft (Kladde, DIN A4). Entsprechende Literatur zu den theoretischen Grundlagen muss

einschlägigen Lehrbüchern (siehe 4) entnommen worden sein und mit einer Literaturangabe versehen werden.

Vor dem Versuch muss das Protokoll hinsichtlich folgender Punkte ausgearbeitet sein (Vorprotokoll):

Reaktionsgleichung

Bei Synthesen auch den Reaktionsmechanismus aufzeichnen.

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Benötigte Chemikalien

Inkl. der zu verwendenden Massen und Volumina auflisten. Ggf. Rechenweg hinzufügen.

Durchführung

Fließschema der Durchführung aufzeichnen (Tipp: Tabelle zeichnen und Fließschema in der linken Spalte

eintragen. In der rechten Spalte können die einzelnen Schritte abgehakt bzw. Abweichungen und Beobach-

tungen notiert werden; s. u.)

H-/P-Sätze

Aufschreiben der Nummern genügt. Im Laborbuch sollte jedoch eine Liste aller H-/P-Sätze vorhanden sein.

Entsorgung

Entsorgung aller verwendeten Chemikalien, inkl. Lösungsmittel und Produkt.

NACH BEENDIGUNG EINES EXPERIMENTES IST AM FOLGETAG DEM ASSISTENTEN DAS PROTOKOLL MIT FOLGENDEN DATEN VERVOLLSTÄNDIGT AUSZUHÄNDIGEN:

Durchführung

Tatsächliche Durchführung aufschreiben.

(Tipp: Tabelle zeichnen und Fließschema in der linken Spalte eintragen. In der rechten Spalte können die ein-

zelnen Schritte abgehakt bzw. Abweichungen und Beobachtungen notiert werden; s. o.)

Bei Synthesen wird der Versuchsaufbau vor dem Fließschema eingefügt.

Rohdaten/Ergebnis

Hier sind sämtliche experimentellen Daten wie Einwaagen, Verbrauch an Maßlösung, Verdünnungen,

Chromatogramme, Spektren etc. anzugeben

Das Ergebnis des jeweiligen Versuchs notieren, inkl. bei der Berechnung von Analysenergebnis oder Aus-

beute. Hier muss schlüssig aus den Rohdaten das Ergebnis abgeleitet werden (ggf. mit Strukturformeln und

Reaktionsgleichungen). Insbesondere sind sämtliche Berechnungen, die zum Ergebnis geführt haben, nach-

vollziehbar darzustellen!

Bitte die Anzahl der gültigen Stellen bei der Ergebnisangabe beachten!

Spektren, DC-Platten od. ähnliches einkleben. Hier noch keine Diskussion!

Diskussion

Was ist das Versuchsergebnis und wie ist dieses zu bewerten? Fallen beim Vergleich mit literaturbekannten

Werten Unterschiede auf? Wie kommen die Unterschiede zustande?

Präparate bzw. Analysenergebnisse müssen innerhalb der Praktikumszeit vorgelegt werden. Den Anforderungen nicht

entsprechende Präparate und Analysen müssen wiederholt werden. Unabhängig davon erfolgt die Bewertung der

Versuchsprotokolle. Die Bewertung der beiden Praktikumsteile erfolgt getrennt, es muss in beiden Teilen eine ausrei-

chende Leistung erbracht werden (Gewichtung von Praktischer Arbeit und Protokollführung etwa 60/40!)

1 ALLGEMEINER UND ANORGANISCH-CHEMISCHER PRAKTIKUMSTEIL

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1.1 ALLGEMEINE EINFÜHRUNG IN EIN CHEMISCHES LABOR

1.1.1 MESSEN

1.1.1.1 MASSEN

1.1.1.1.1 WAAGEN

Vor der Wägung ist anhand der Libelle zu kontrollieren, dass die Waage waagerecht ausgerichtet ist.

Nach der Wägung ist die Waage zu säubern, die Türen der Waage zu schließen und die Waage auszuschalten.

1.1.1.2 VOLUMINA

1.1.1.2.1 MESSKOLBEN

� Zu jedem Glassatz gehören fünf 100-mL-Messkolben, von denen vier bei der Platzübernahme bereits mit

Analysenlösung befüllt in der Probenausgabe stehen.

� Bevor die Messkolben erneut mit Analysen befüllt werden, achten Sie darauf, dass sie sauber sind (spülen

mit Leitungswasser und mehrmals mit dest. Wasser).

� Der Messkolben kann ruhig nass sein, darf aber keine Reste einer alten Analyse mehr enthalten. Der Stop-

fen ist stets aufzusetzen.

� Zwei Analysen erhalten sie gleich, weitere wenn richtige Ergebnisse abgegeben wurden.

Auffüllen des Messkolbens

Jede Analysenprobe im Messkolben ist mit dest. Wasser aufzufüllen! Dies ergibt die Probelösung aus der Aliquots

zur Bestimmung entnommen werden. Ansonsten ist eine korrekte Berechnung des Ergebnisses nicht möglich‼

Mit der Spritzflasche wird zunächst bis kurz unter die Eichmarke aufgefüllt, mit Hilfe einer Pipette bis genau zum

unteren Meniskus. Beim Einstellen müssen die Augen auf der gleichen Höhe wie der Flüssigkeitsspiegel sein (sonst

Ablesefehler).

Stopfen aufsetzen und mehrere Male zur guten Durchmischung der Lösungen schütteln (Fehlerquelle!).

Zu hoch aufgefüllt: Neue Analyse geben lassen.

1.1.1.2.2 VOLLPIPETTE - PELEUSBALL

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Für jeden Messwert ist mit der 20-mL-Vollpipette eine Probe aus dem Messkolben zu entnehmen. Eine trockene

Pipette kann direkt mit der Analysenlösung befüllt werden. Feuchte Pipetten hingegen müssen zunächst mit der zu

pipettierenden Lösung gespült werden, weil man sonst einen Verdünnungseffekt erhält.

Zur Probennahme ist der untere Meniskus des Flüssigkeitsspiegels mit der Eichmarke zur Deckung zu bringen.

Es gibt mehrere Möglichkeiten zum Pipettieren:

� Lösung mit dem Peleusball über den Eichstrich ansaugen, Peleusball entfernen, Lösung mit dem Zeigefin-

ger halten, Pipette außen abwischen, unteren Meniskus der Flüssigkeit auf die Eichmarke einstellen, Pipet-

teninhalt ablassen. Dabei muss die Pipettenspitze gegen die Glaswandung gehalten werden.

� Lösung mit Peleusball über die Eichmarke ansaugen, Pipette außen abwischen, unteren Meniskus der Flüs-

sigkeit auf die Eichmarke einstellen, Pipetteninhalt mit Hilfe des Peleusballs ablassen.

Die erste Möglichkeit ist zu bevorzugen, wenn der Peleusball schon älter ist und die Flüssigkeit nicht mehr gut hält.

Anmerkung:

Eine Pipette ist ein geeichtes Messinstrument, sie darf nicht übermäßig erwärmt werden (das Glas würde sich aus-

dehnen und das Volumen ändern).

Die im Praktikum verwendeten Pipetten sind auf Auslauf geeicht. Bei Ablassen der Flüssigkeit verbleibt ein kleiner

Rest in der Pipette, der bei der Eichung schon mit eingerechnet worden ist. Die verbleibende Flüssigkeit darf also

nicht ausgeblasen oder ausgeschüttelt werden!

Peleusball

Er dient zum Ansaugen von Flüssigkeiten in eine Pipette. Beim Gebrauch bitte folgendes beachten:

� Die Pipette nicht zu weit in den Ball stecken, die angesaugte Flüssigkeit nicht in den Ball saugen.

� Wird der Ball nicht benutzt, sollte er immer mit Luft gefüllt sein.

� Ist doch Flüssigkeit in den Ball gekommen, mehrfach von innen mit Wasser spülen, häufig zusammendrü-

cken und schließlich trocknen lassen.

� Den ausgedrückten Peleusball bei Nichtbenutzung nicht auf der Pipette belassen und auf den Tisch legen

(Peleusball saugt sich voll Lösung). Peleusball abnehmen und mit Luft füllen!

1.1.1.2.3 KOLBENHUBPIPETTE

Kolbenhubpipetten (Volumendosiergeräte) sind Pipettiergeräte (z.B. Pipetten von Eppendorf, Dispensetten, Multi-

petten), deren Volumen fest eingestellt wird und in die Berechnung von Ergebnissen eingeht. Zur Benutzung ist fol-

gendes zu beachten:

� Das gewünschte Volumen darf nur in dem für die Pipetten angegebenen Bereich eingestellt werden. Z.B.

darf an der Pipette „Eppendorf Reference“ 100 µL – 1000 µL nur ein Volumen von 100 µL – 1000 µL ein-

gestellt werden. Das Einstellen von Volumina außerhalb der angegeben Bereiche führt zu mechanischen

Veränderungen in der Pipette und somit zu Ungenauigkeiten bei allen weiteren Dosierungen.

� Beim Pipettieren ist darauf zu achten, dass keine Flüssigkeit in die Pipette gelangt.

� Verschmutzungen sind sofort und nach dem Verursacherprinzip zu beseitigen.

1.1.1.2.4 BÜRETTE

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Als geeichtes Messinstrument sollte auch sie nicht erwärmt werden. Nicht im Trockenschrank trocknen lassen und

nicht mit heißen Flüssigkeiten behandeln (das Glas würde sich ausdehnen und das Volumen ändern).

Achten Sie darauf, dass der Schliff am Auslasshahn leicht gefettet ist!

In eine trockene Bürette kann die Maßlösung direkt eingefüllt werden. Ist die Bürette feucht, muss sie mehrfach mit

der Maßlösung vorgespült werden, sonst tritt ein Verdünnungsfehler auf. Zum Einfüllen der Maßlösung in die Bü-

rette wird ein Trichter benutzt. Er ist nach dem Füllen der Bürette abzunehmen, da sonst noch Flüssigkeit nachläuft

und das Ergebnis verfälscht.

Einstellen des Nullpunkts:

Beim Einstellen und Ablesen müssen die Augen auf der gleichen Höhe sein wie

der Flüssigkeitsspiegel (sonst Ablesefehler). Nach der Titration muss mit dem

Ablesen des Verbrauchs ca. 1 min. gewartet werden, da die Maßlösung in der

Bürette noch etwas nachläuft. Der blaue Schellbachstreifen in der Bürettens-

kala erleichtert das genaue Ablesen.

Die Maßlösung nicht über Nacht in der Bürette aufbewahren: Wasser verduns-

tet und CO2 wird absorbiert, der Faktor der Maßlösung ändert sich.

Abends wird die Bürette entleert und gut mit dest. Wasser gespült und über Kopf aufgehängt. Wird der Hahn über

Nacht offen gelassen, ist die Bürette am nächsten Morgen trocken.

Vor dem Befüllen den Hahn wieder schließen!!

1.1.2 PH-MESSSTATION, UV-VIS-SPEKTROMETRIE, AUFBAU EINES FOTOMETERS,

FLUORESZENZ

1.1.2.1 EINSTABMESSKETTE ("GLASELEKTRODE"), pH-ELEKTRODE, pH-METER

Die pH-Elektrode ist eine Indikator-Elektrode zur Bestimmung der Wasserstoff-Ionenkonzentration (-aktivität; pH-

Wert) in Lösungen. Die pH-Elektrode besteht aus einem dünnwandigen Glaskörper, in dessen Innerem sich die Be-

zugselektrode einer galvanischen Kette (bestehend aus KCl-Puffer u. einem mit Ag/AgCl überzogenen Platin-Draht)

befindet. Beim Eintauchen dieser sogenannten "Einstabmesskette" in eine wässrige Lösung stellt sich am Glaskörper

ein Grenzflächenpotential ein, das gemäß der Nernstschen Gleichung von der Aktivität der Wasserstoff-Ionen in der

Lösung abhängig ist. Im Idealfall steht die Elektroden-Spannung in einem linearen Zusammenhang mit dem pH-

Wert, mit einer Steigung der Geraden von −59,15 mVolt pro pH-Einheit (bei 25°C). Bei realen Messketten weicht

die Steilheit dieser Kennlinie von der idealen Linie ab u.a. der Nullpunkt liegt meist nicht exakt beim pH-Wert des

Innenpuffers (s. Abb.).

Abb.: Ideale u. reale Kennlinie einer pH-Messkette.

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Abb.: pH-Elektrode

Daher sind in den pH-Metern Möglichkeiten zur Kalibrierung von Nullpunkt u. Steilheit mit Hilfe von Standard- u.

Eichpuffern vorgesehen. Zusätzlich verfügen die meisten pH-Meter über eine Temperaturkompensation.

Die pH-Elektrode ist mit dem pH-Meter verbunden. Die Messwerte werden wahlweise als pH-Werte oder Spannun-

gen in Millivolt angezeigt. Zu beachten ist, dass die Elektrode:

� nie austrocknet, also in Wasser oder Elektrolytlösung eintaucht (zur längeren Aufbewahrung wird

verdünnte Kaliumchloridlösung verwendet),

� vor und nach der Kalibrierung bzw. vor und nach der Messung gründlich mit dest. Wasser gespült

wird,

� zur Kalibrierung nicht direkt in die Vorratsflasche mit Pufferlösung getaucht (Gefahr der Verunrei-

nigung!), sondern ein Becherglas dafür verwendet wird.

1.1.2.2 PUFFERSYSTEME

Protonenübertragungen in wässrigen Lösungen verändern den pH-Wert. Dieser wiederum beeinflusst die Konzent-

rationen konjugierter Säure/Base-Paare.

Die Henderson-Hasselbalch-Gleichung (Puffergleichung) gibt diesen Sachverhalt wieder (Herleitung in der Vorle-

sung).

�� = �� + lg��

ä��

Berechnet man mit dieser Gleichung für bestimmte pH-Werte die prozentualen Verhältnisse an Säure und korres-

pondierender Base (HA/A–) und stellt diese graphisch dar, entstehen Kurven, die als Pufferungskurven bezeichnet

Enthält die Lösung eine Säure und ihr Salz bzw. eine Base und ihr Salz in etwa gleichen Konzentrationen, so bleibt

der pH-Wert bei Zugaben von Säure bzw. Base in einem bestimmten Bereich, dem Pufferbereich des

Systems, nahezu konstant. Lösungen mit diesen Eigenschaften heißen Pufferlösungen, Puffersysteme oder Puffer.

Eine Pufferlösung besteht aus einer schwachen Brønsted-Säure (-Base) und der korrespondierenden Base (bzw. kor-

respondierenden Säure). Sie vermag je nach der Stärke der gewählten Säure bzw. Base die Lösung in einem ganz

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bestimmten Bereich (Pufferbereich) gegen Säure- bzw. Basezusatz zu puffern. Ein günstiger Pufferungsbereich er-

streckt sich über etwa je einen pH-Wert auf beiden Seiten des pKS-Wertes der zugrunde liegenden schwachen

Säure. Eine Pufferlösung hat die Pufferkapazität 1, wenn der Zusatz von ceq = 1 mol Säure oder Base zu einem Liter

Pufferlösung den pH-Wert um 1 Einheit ändert. Maximale Pufferkapazität erhält man für ein molares Verhältnis

von Säure zu Salz von 1 : 1.

1.1.2.3 UV-VIS-SPEKTROMETRIE, AUFBAU EINES FOTOMETERS, FLUORESZENZ

In den meisten Fällen werden Spektralfotometer verwendet, die den UV- und den VIS (visuellen)-Bereich abdecken

(siehe Abb).

Abb: Ausschnitt aus dem elektromagnetischen Spektrum mit UV/Vis/NIR-Bereich

Da aber eine Lichtquelle den ganzen Bereich nicht abdecken kann, muss das Gerät mit zwei Lampen, einer Wolf-

ram- (W, 400-800 nm) und einer Deuterium-Lampe (D2, 200-400 nm), ausgestattet sein. Je nach Stellung eines

Spiegels werden entweder die Strahlen der VIS-, der UV-Strahlenquelle oder beide Strahlen in das optische System

eingespeist. Das sogenannte polychromatische Licht wird durch ein drehbares Reflexionsgitter spektral zerlegt.

Durch den Austrittsspalt tritt je nach Drehwinkel Licht einer Wellenlänge (sogenanntes monochromatisches Licht)

mit einer Bandbreite von etwa 1 nm aus. In diesem Strahlengang befindet sich eine Küvette mit Probenlösung (bzw.

Blindlösung, welche keine Prüfsubstanz enthält). Das durch die Lösung geschwächte Licht wird nach dem Durch-

gang durch die Küvette in den Fotomultiplier gelenkt. Das einfallende Licht wird im Fotomultiplier in elektrische

Signale umgewandelt.

Die folgende Abbildung zeigt den stark vereinfachten Strahlengang eines Spektralfotometers (Einstrahlfotometer)

mit einer Wolframlampe:

Abb: Einstrahlfotometer

1.1.3 UMGEHEN MIT VAKUUM (TROCKNEN)

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1.1.3.1 EXSIKKATOR

Kieselgel ist ein universell einsetzbares Trockenmittel für Gase und Flüssigkeiten. Als Exsikkatorfüllung und zum

Trocknen von Gasen (Trockenrohrfüllung) wird häufig gekörntes oder perlenförmiges Kieselgel mit Feuchtigkeitsin-

dikator verwendet, dadurch kann die Wasseraufnahmefähigkeit durch Farbumschlag kontrolliert werden (‚Blaugel‘:

Farbumschlag von blau nach rosa, ‚Orangegel‘: Farbumschlag von orange nach farblos [bei uns verwendet]). Kiesel-

gel lässt sich durch Erhitzen auf 125–175 °C regenerieren. Es ist die Standardfüllung von Exsikkatoren zum Trock-

nen von Feststoffen.

Der Exsikkator dient zur trockenen Aufbewahrung von Substanzen und Geräten. Das Trockenmittel (in unserem Fall

Kieselgel - es gibt auch andere Trockenmittel) befindet sich auf dem Boden des Exsikkators.

"Deckeleffekt": Sehr heiße, glühende Teile kommen nicht sofort in den Exsikkator. Sie werden etwa eine Minute ab-

gekühlt und erst dann in den Exsikkator gestellt. Geschieht dies nicht, dehnt sich die Luft im Exsikkator durch die

Wärme aus und der Deckel springt ab (Exsikkatordeckel sind sehr teuer!).

1.1.3.2 TROCKNEN

Die maximal mit einem Trockenmittel erreichbare Trocknungsintensität wird von seinem Wasserdampfdruck be-

stimmt. Die Hydrate der Trockenmittel, die mit zunehmender Wasseraufnahme entstehen, besitzen ein geringeres

Trocknungsvermögen als die wasserfreien Verbindungen. Je mehr Wasser ein Trocknungsmittel bei ausreichender

Trocknungsintensität aufnehmen kann, desto größer ist seine Trocknungskapazität. Stoffe, die beide Bedingungen

ausreichend erfüllen werden häufig als Trockenmittel eingesetzt. Getrocknetes Natriumsulfat wird aufgrund seiner

chemischen Inertheit gerne zum Trocknen von organischen Lösungsmitteln benutzt. Dazu wird dem Lösungsmittel

solange Natriumsulfat zugesetzt, bis dieses nicht mehr zusammenklumpt. Danach lässt man das Lösungsmittel über

Nacht über dem Natriumsulfat stehen und filtriert dann ab.

Weitere Trockenmittel sind: Calciumchlorid (wird bei uns im Praktikum in den Trockenrohren verwendet), sowie Mo-

lekularsieb (dient zum Trocknen von Lösungsmitteln).

1.1.3.3 ROTATIONSVERDAMPFER

Der Rotationsverdampfer ist besonders geeignet für die rasche und schonende Abdestillation größerer Lösungsmit-

telmengen (50 ml bis mehrere Liter) bei vermindertem Druck (bis zu ca. 20 hPa = 15 Torr). Im Gegensatz zur ‚nor-

malen‘ Destillation wird die Heizbadtemperatur konstant gehalten und der Kochpunkt des Lösungsmittels durch

kontrollierte Absenkung des Drucks eingestellt. Für eine rasche Destillation wählt man eine Temperaturdifferenz

zwischen der Badtemperatur und dem Kochpunkt von etwa 20 °C, gleichzeitig muss die Temperaturdifferenz zwi-

schen Kochpunkt und Kühler auch etwa 20 °C betragen, um eine ausreichende Kondensation der Dämpfe zu ge-

währleisten. In der Praxis stellt man für ein optimales Destillationsergebnis die Heizbadtemperatur auf 60 °C ein

(Kühlwassertemperatur 20 °C). Der Arbeitsdruck muss nun so gewählt werden, dass das Lösungsmittel bei 40 °C

siedet. Deshalb wird am Rotationsverdampfer mit geregeltem Vakuum gearbeitet. In Tabelle 4.3 sind die Parameter

für die gebräuchlichsten Lösungsmittel aufgeführt. Der Destillationskolben (1) rotiert im Heizbad, dadurch bildet

sich auf der gesamten Oberfläche des Kolbens ein dünner Flüssigkeitsfilm, der laufend erneuert wird. Diese große

Oberfläche erlaubt eine rasche Destillation. Der Dampf steigt durch die Hohlwelle (2) in den Kühler (4), wo er kon-

densiert wird und in den Auffangkolben (5) tropft (Abb. 4.9). Zwischen dem Rotationsverdampfer und dem Druck-

sensor ist eine Woulff’sche Flasche zum Schutz des Sensors und der Pumpe.

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Abb.: Schematischer Aufbau eines Rotationsverdampfers.

1 Destillationskolben 8 Anschluss zur Vakuumpumpe 2 rotierende massive Hohlwelle (Dampfdurchführungsrohr) 9 Schraubklammern 3 Motor mit Regler für die Rotationsgeschwindigkeit 10 Woulff'sche Flasche 4 Kühler 11 Drucksensor 5 Auffangkolben 12 Magnetventil 6 Heizbad 13 Controller 7 Hahn mit Ansaugstutzen in den Destillationskolben

� Wenn die Kochpunktdifferenz zwischen Lösungsmittel und Produkt kleiner als 60–80 °C ist, kann das Pro-

dukt bereits mit verdampfen (Ausbeuteverluste!).

� Der Destillationskolben darf maximal nur zur Hälfte gefüllt werden (entsprechend große Kolben verwen-

den!), ansonsten kann bei starkem Schäumen Lösung überspritzen. Sollte dies passiert sein, die Anlage

gründlich reinigen!

� Niedrig siedende Flüssigkeiten (z. B. n-Pentan oder Diethylether) werden bei Normaldruck abdestilliert. Um

Überdruck in der Apparatur zu vermieden, muss der Belüftungshahn der Woulff’schen Flasche geöffnet

sein.

� Ablauf einer Destillation:

o vor Beginn der Destillation die Pumpe ca. 10 min warm laufen lassen,

o Wasserbad auf Temperatur bringen,

o Kolben anhängen und Rotation starten,

o Kolben absenken und Druck verringern (Vakuum erhöhen);

o nach Ende der Destillation Kolben anheben, vorsichtig belüften und abnehmen;

o nach beendeter Destillation die Pumpe 15 min nachlaufen lassen (zur Entfernung evtl. Lösungs-

mittelreste)

Tabelle: Parameter häufig verwendeter Lösungsmittel am Rotationsverdampfer: Lösungsmittel Einzustellender Druck

[hPa] für Sdp. bei 40 °C

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Lösungsmittel Druck [hPa] für Koch-punkt bei 40 °C

Lösungsmittel Druck [hPa] für Koch-punkt bei 40 °C

Aceton 555 n-Heptan 120

Ameisensäure n-Hexan 335

Benzol 235 Methanol 335

tert-Butylmethylether 500 Methylethylke-ton (2-Butanon)

245

Chloroform 475 n-Pentan Normaldruck!

Cyclohexan 235 Petrolether Normaldruck bis etwa 750

Dichlormethan Normaldruck! 1-Propanol 65

Diethylether Normaldruck! 2-Propanol 135

Dioxan 105 Tetrahydrofuran (THF) 355

Essigsäure 45 Toluol 75

Essigsäurethylester (Ethylacetat) 240 Wasser 70

Ethanol 175 Xylol 25

1.1.4 UMKRISTALLISIEREN, FÄLLEN, LÖSEN, DESTILLIEREN

1.1.4.1 UMKRISTALLISIEREN

Die wichtigste Methode zur Reinigung fester Stoffe ist das Umkristallisieren: Man sättigt ein geeignetes Lösungs-

mittel in der Hitze mit dem Rohprodukt, filtriert von unlöslichen Bestandteilen noch heiß ab und lässt die Lösung

erkalten, wobei die Substanz in der Regel in reiner Form wieder auskristallisiert.

Wahl des Lösungsmittels:

Wenn Art und Menge des anzuwendenden Lösungsmittels. unbekannt sind, werden zunächst Vorversuche mit

kleinsten Mengen im Reagenzglas ausgeführt.

Stoffklasse Affinität zu Wasser Gut löslich in Lösungsmittel vom Typ

hydrophob

Halogen-KW � KW, Ether,

Ether � Halogen-KW

Amine � Ester

Ester �

Nitroverbindungen �

Nitrile � Alkohol, Dioxan,

Ketone � Eisessig

Aldehyde �

Phenole � Alkohol, Wasser

Amine �

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Alkohole �

Carbonsäuren �

Sulfonsäuren �

Salze � Wasser

hydrophil

Durchführung des Umkristallisierens im Mikromaßstab:

Bei sehr kleinen Substanzmengen (< 1 g) und Lösungsmittelvolumina (< 2 ml) kann u.U. noch mit kleinen NS 14-

oder NS 10-Geräten gearbeitet werden, häufig wird man aber in einem kleinen Reagenzglas umkristallisieren (Abb).

Dazu wird die Substanz in das Reagenzglas eingewogen, die Größe richtet sich nach der benötigten Lösungsmittel-

menge: Das Reagenzglas sollte zu 1/8 bis max. 1/4 gefüllt werden. Es wird ein Siedesteinchen hinzugegeben und

mit einer Tropfpipette mit wenig Lösungsmittel versetzt (1). Unter leichtem Umschütteln wird vorsichtig in einem

Heizbad erwärmt (2). Wenn nötig wird noch tropfenweise frisches Solvens zugegeben (im Abzug arbeiten). Zur

Heißfiltration der Lösung wird ein kleiner Wattebausch in das Reagenzglas gegeben und die heiße Lösung mit einer

vorgewärmten Tropfpipette mit Pipettenhütchen durch den Wattebausch aufgesaugt (3) und sofort in ein ange-

wärmtes, frisches Reagenzglas überführt, das mit einem Gummistopfen verschlossen wird (4).

Abb: Umkristallisieren im Mikromaßstab

1.1.4.2 FÄLLEN, LÖSEN

Fällung, Präzipitation: Bezeichnung für die Methode, einen gelösten Stoff durch Zusätze geeigneter Substanzen

(Fällungsmittel) ganz oder teilweise als unlöslichen Niederschlag in Form von Kristallen, Flocken oder Tröpfchen

auszuscheiden, wobei es gleichgültig ist, ob durch das Fällungsmittel seine chemische Zusammensetzung verändert

wird oder nicht. Die entstehenden Niederschläge von ausgefällten Feststoffen sind zunächst meist mikrokristallin

oder amorph, bei weiterem Kontakt mit der überstehenden Lösung (Mutterlauge) findet im Laufe der Zeit durch

Umkristallisieren oft eine Vergrößerung der Teilchen und ggf. eine Umwandlung in stabilere Kristallmodifikation

statt. Diese Alterung von Niederschlägen verringert ihre Löslichkeit und verbessert in der Regel ihre Filtrierbarkeit.

Beispiel: Aus einer gesättigten wäßrigen Kochsalzlösung kann das Kochsalz durch Zusatz von Alkohol (dieser ver-

mag Kochsalz nicht zu lösen) oder durch konzentrierte Salzsäure (Zufügung weiterer Chlorid-Ionen, wodurch der

durch den Löslichkeitsprodukt vorgegebene Wert überschritten wird, vgl. Massenwirkungsgesetz) ausgefällt werden.

Silbernitratlösung fällt selektiv die Chlorid-Ionen aus (gibt unlösliches Silberchlorid nach: AgNO3+NaCl →

AgCl+NaNO3).

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Lösevorgang. Bei der Mischung einer gasf., flüssigen od. festen Substanz mit einer Flüssigkeit sind zwei Grenzfälle

zu unterscheiden: Die Substanz wird homogen u. mol. verteilt in der Flüssigkeit gelöst, od. sie bleibt völlig unverän-

dert als zweite Phase bestehen. Im ersten Falle stellt die Flüssigkeit ein Lösemittel, im zweiten Falle einen Nichtlö-

ser dar. Zwischen beiden Grenzfällen gibt es hinsichtlich des Löseverhaltens der Substanz alle Abstufungen, die

quant. durch Zahlenangaben (z.B. Konzentrationsangaben) zum Ausdruck kommen. Im allg. wird bei solchen Lös-

lichkeitsbeschreibungen vorausgesetzt, dass alle Komponenten der Mischung beim Lösen chem. unverändert blei-

ben. Mitunter jedoch wird auch dann von einem "Löse"-Vorgang gesprochen, wenn die eine od. andere Komponente

chem. umgewandelt wird. Zur klaren Abgrenzung zwischen einem physikal. u. einem chem. L. sollte das Wort "Lö-

sen" nur auf solche Syst. angewandt werden, bei denen die einzelnen Ausgangskomponenten der Lsg. mit rein phy-

sikal. Meth. (z.B. durch Dest., Adsorption, Extraktion, Fällung) wieder in ihrer ursprünglichen Form isoliert werden

können.

Lösung von festen Stoffen in Flüssigkeiten. Dies ist der in Natur, Wissenschaft und Technik bei weitem wichtigste

und verbreitetste Lösungs-Typ. Es wird die physikal. und die chem. Auflösung unterschieden. Wenn man beispiels-

weise Kochsalz od. Zucker in Wasser auflöst und die L. nachher wieder eindampfen od. eintrocknen läßt, erhält man

die ganze vorher aufgelöste Stoffmenge unverändert zurück. Da sich bei diesem Auflösungsvorgang am Stoff Koch-

salz od. Zucker nichts Wesentliches geändert hat, spricht man hier von einer physikal. Auflösung; die Aussagen der

folgenden Abschnitte beziehen sich fast ausschließlich auf solche L. im engeren Sinne. Im Einzelnen kann man sich

den Lösungsvorgang wie folgt vorstellen: Wenn man einen lösl. Feststoff in ein Lsm. legt, so lösen sich die jeweils

äußersten, in Berührung mit Lsm. befindlichen Ionen od. Mol. aus dem festen Kristallgitter und bewegen sich frei

zwischen den Mol. des Lsm., wobei sich die Ionen od. Mol. mit einer Hülle aus Wassermol. umgeben (Hydratation

als Sonderfall der Solvatation). Der Auflösungsprozeß geht so lange weiter, bis die L. gesätt. ist od. bis sich alle

Krist. aufgelöst haben. Die Ionen od. Mol. bewegen sich von selbst in der ganzen zur Verfügung stehenden Flüssig-

keit. Dadurch entsteht eine homogene Lösung.

Die chem. Auflösung ist an die chem. Reaktion des festen Stoffes mit dem Lsm. gebunden, so daß beim Entfernen

des Lsm. etwa durch Eindampfen eine neue Substanz zurückbleibt. Übergießt man z.B. Eisen mit Salzsäure, so löst

sich das Eisen unter Gasentwicklung und Grünfärbung der Salzsäure ebenfalls auf; in diesem Fall hat sich aber nicht

das Eisen in der Säure gelöst, sondern das aufgrund eines chem. Vorganges entstandene Eisen(II)-chlorid. Die chem.

Auflösungsvorgänge sind oft an Gasentwicklung, Färbung, starker Erwärmung, Geruchänderung usw. zu erkennen.

Zwischen physikal. und chem. Lösungsvorgängen gibt es mancherlei Zwischenstufen (z.B. bei der Bildung von Hyd-

raten).

Lösemittel und Gelöstes: Wenn man z.B. Kochsalz in Wasser auflöst, ist Wasser das Lösemittel, Kochsalz dagegen

das Gelöste. Wasser ist das bei weitem wichtigste Lsm.; dagegen gibt es zahllose andere organ. und anorgan. Lsm.,

die voneinander verschiedene Lösungsfähigkeiten besitzen; im allg. gilt die Regel: Similia similibus solvuntur, d.h.

Ähnliches wird von Ähnlichem gelöst.

Löslichkeit: Hierunter versteht man die max. Menge eines Stoffes, die das Lsm. bei einer bestimmten Temp. aufneh-

men kann, d.h. den Anteil des gelösten Stoffes in einer bei der betreffenden Temp. gesätt. Lösung. Die Löslichkeit

von Salzen steht in enger Beziehung zur Löslichkeitskonstanten (Löslichkeitsprodukt). Man findet alle Übergänge

zwischen leichtlösl., schwerlösl. und unlöslich. Sehr leicht lösl. Verb. sind (in g/L Wasser von 20°C): CaCl2 745, KI

1445, NH4NO3 1787, Saccharose 2040 und CsF 3670. Schwer lösl. ist der Gips: 1 L Wasser löst bei 18°C nur 2,02 g

davon. Als unlösl. gelten z.B. Bariumsulfat und Silberchlorid, doch haben genaue Messungen ergeben, daß sich auch

diese Stoffe im Wasser ein wenig lösen (1 L Wasser von 18°C löst 2,2 mg BaSO4)– wahrscheinlich gibt es über-

haupt keinen Stoff, der in Wasser total unlösl. ist.

Tab.: Löslichkeitsangaben (auf 20°C bezogen) nach dem DAB.

Löslichkeit Quant. Beschreibung

sehr lösl. = lösl. in weniger als 1 Tl. Lsm.

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leicht lösl. = lösl. in 1 – 10 Tl. Lsm. lösl. = lösl. in 10 – 30 Tl. Lsm. wenig lösl. = lösl. in 30 – 100 Tl. Lsm. schwer lösl. = lösl. in 100 – 1000 Tl. Lsm. sehr schwer lösl. = lösl. in 1000 – 10 000 Tl. Lsm. prakt. unlösl. = lösl. in mehr als 10 000 Tl. Lsm.

Temperatureinfluss: Die Löslichkeit der Stoffe ist meist deutlich von der Temp. abhängig, und zwar steigt sie in der

Regel mit der Temp. an. Erwärmt man z.B. eine gesätt. L. von Ammoniumchlorid od. Kaliumnitrat samt dem Boden-

körper, so kann man größere Salzmengen zusätzlich in L. bringen (vgl. Abb.).

Abb.: Temp.-abhängige Löslichkeit von Natriumchlorid, Ammoniumchlorid und Kaliumnitrat in Wasser (Lösungs-kurve).

Lässt man eine z.B. bei 100°C gesättigte Lösung von Kaliumnitrat wieder abkühlen, so stellt sich oft zunächst ein

metastabiler Zustand – die Übersättigung bei Unterkühlung – ein, bevor der Überschuss des Salzes ausfällt; notfalls

muss man die Kristallisation durch Impfen induzieren. Bei manchen Stoffen ist die Löslichkeit von der Temperatur

ziemlich unabhängig; so löst z.B. 1 L Wasser bei Raumtemperatur etwa 350 g, bei 100°C dagegen nicht mehr als

390 g Natriumchlorid. In einigen seltenen Fällen vermindert sich sogar die Löslichkeit mit steigender Temperatur;

hierher gehören u.a. Lithiumcarbonat und -sulfat, Cer(IV)-sulfat, Calciumhydroxid und -chromat. Die Abhängigkeit

der Löslichkeit von der Temperatur wird oft in Lösungskurven dargestellt. Hierbei trägt man auf der Abszisse die

Temperatur, auf der Ordinate die Löslichkeit des betreffenden Salzes ein. Die Abbildung lässt erkennen, dass sich

Kaliumnitrat in heißem Wasser viel besser auflöst als z.B. Natriumchlorid. Auf derartigen Temperaturabhängigen

Löslichkeitsunterschieden basieren auch verschiedene Trennverfahren, in besonders einfacher Weise z.B. die Um-

kristallisation, bei der durch Abkühlung das erwünschte Produkt zum Auskristallisieren, das unerwünschte zum Ver-

bleib in der L. (Mutterlauge) gebracht werden kann.

1.1.4.3 DESTILLIEREN

Destillation und Rektifikation sind die wichtigsten Trenn- und Reinigungsmethoden für flüssige Substanzen.

Gleichstromdestillation:

Nur eine Phase bewegt sich, nämlich der Dampf

Gegenstromdestillation oder Rektifikation (Vigreux):

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Ein Teil des kondensierten Dampfs (der sog. Rücklauf) wird dem aufsteigenden Dampf entgegengeführt. Die Gegen-

stromdestillation wird in Destillationskolonnen durchgeführt.

Destillationen bei Normaldruck (1013 hPa bzw. 760 Torr) sollte man nur bei Siedetemperaturen zwischen 35 °C und

maximal 170 °C durchführen, bei höheren Temperaturen besteht die Gefahr der thermischen Zersetzung. Die Siede-

temperatur lässt sich durch Destillation im Vakuum herabsetzen → Vakuumdestillation.

Abb. Vakuumdestillationsapparatur 1 Vakuumschläuche 2 Vakuummessgerät 3 Woulff’sche Flasche 4 Hahn zum Belüften der Apparatur 5 Hahn zum Absperren von der Vakuumpumpe 6 Magnetrührstab

Abhängigkeit der Siedetemperatur vom Druck

Wann siedet eine Flüssigkeit? Der Dampfruck einer Flüssigkeit steigt mit der Temperatur stark an. Wenn er gleich

dem äußeren Druck ist, siedet die Flüssigkeit.

2

)(ln

RT

H

dT

pd v∆−= Clausius-Clapeyronsche Gleichung

mit: p = Dampfdruck; T = absolute Temperatur, R = Gaskonstante und ∆vH = molare Verdampfungsenthalpie.

Wenn man nach Integration den Logarithmus des Dampfdrucks über der reziproken Temperatur aufträgt, erhält

man eine Gerade mit der molaren Verdampfungsenthalpie als Steigung.

Als grobe Faustregel gilt: Eine Verminderung des äußeren Drucks um die Hälfte reduziert die Siedetemperatur um

etwa 15 °C. Ob sich zwei Substanzen durch eine einfache Destillation trennen lassen, hängt von der relativen

Flüchtigkeit α ab. Diese ist gegeben durch den Quotienten aus den jeweiligen Partialdrücken der Substanzen. Als Faustregel gilt, dass bei Kochpunktsdifferenzen von weniger als 80 °C zur Trennung die Rektifikation notwendig ist.

Systeme, die das Raoultsche Gesetz nicht erfüllen, sind Ausnahmen.

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)()()()( 00 BpBApAp ×+×= χχ

Bei azeotropen Gemischen lässt sich immer nur eine der beiden Komponenten rein darstellen und die Zusammen-

setzung von Dampf und Flüssigkeit ist gleich.

1.1.5 EXTRAHIEREN

1.1.5.1 EXTRAKTION VON FLÜSSIGKEITEN

Das Ausschütteln ist grundsätzlich im Abzug und mit entsprechender Schutzkleidung (Schutzbrille, Kittel) durchzu-

führen.

Die Extraktion von Substanzen aus (meistens wässrigen) Lösungen kann diskontinuierlich "Ausschütteln" und konti-

nuierlich "Perforation" erfolgen. Die auszuschüttelnde (wässrige) Lösung oder seltener Suspension wird in einem

Scheidetrichter mit etwa einem Fünftel bis einem Drittel ihres Volumens an Extraktionsmittel versetzt. Der Scheide-

trichter soll höchstens zu etwa zwei Dritteln gefüllt sein. Man verschließt ihn mit einem Stopfen und schüttelt zu-

nächst vorsichtig, wobei man sowohl das Hahnküken als auch den Stopfen festhält. Dann wird der Scheidetrichter

mit dem Auslauf nach oben in den Abzug gerichtet und der Überdruck aufgehoben, indem man den Hahn vorsichtig

öffnet. Schütteln und Lüften müssen so lange wiederholt werden, bis der Gasraum im Scheidetrichter mit dem Lö-

sungsmitteldampf gesättigt ist und der Druck unverändert bleibt. Erst jetzt wird etwa 1-2 Minuten kräftig umge-

schüttelt.

Abb. Scheidetrichter

Beim Stehenlassen trennen sich die Phasen. Man lässt die Unterphase durch den Hahn des Scheidetrichters ab.

Während die Oberphase stets durch die obere Öffnung ausgegossen wird. In Zweifelsfällen prüft man, welches die

wässrige Phase ist, indem man einer Phase einen Tropfen entnimmt und diesen in etwas Wasser gibt. Manche Sys-

teme neigen zur Bildung von Emulsionen. In solchen Fällen schüttelt man den Scheidetrichter nicht, sondern

schwenkt ihn nur. Entstandene Emulsionen lassen sich brechen, wenn man etwas Antischaummittel oder Pentylal-

kohol zugibt, die wässrige Phase mit Kochsalz sättigt oder die gesamte Lösung filtriert oder zentrifugiert. Das si-

cherste Mittel ist stets, längere Zeit stehenzulassen.

Beim einfachen einmaligen Ausschütteln kann im günstigsten Fall einer vollständigen Gleichgewichtseinstellung

jeweils nur die durch den Nernstschem Verteilungssatz und die angewandte Menge Extraktionsmittel festgelegte

Hahnküken

Stopfen

Phasengrenze

Auslauf (untere Phase)

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Menge der zu extrahierenden Substanz in das Extraktionsmittel übergehen. Aus diesem Grunde muss man im Allge-

meinen mehrfach ausschütteln. Es ist auch zweckmäßiger, mit wenig Lösungsmittel mehrfach auszuschütteln, als

die ganze Menge Extraktionsmittel auf einmal einzusetzen. Durch Variation des pH-Wertes kann der Ladungszu-

stand von Molekülen und damit auch deren Wasserlöslichkeit stark beeinflusst werden. So lassen sich Extraktions-

mittel von Säuren bzw. Basen befreien, indem sie mit wässrigen verdünnten Lösungen von Basen (meist Carbonat

bzw. Hydrogencarbonat) oder Säuren "wäscht" (mehrfach ausschüttelt) und anschließend mit Wasser wieder neut-

ral wäscht.

1.1.5.2 SOXHLET

Im Soxhlet-Extraktor (Abb) wird der heiße Lösungsmitteldampf vom Kolben (1) über ein seitliches Steigrohr (6) in den

Kühler (4) geleitet. Das Kondensat tropft auch hier in eine Hülse (3) mit dem Extraktionsgut. Das Extraktionsrohr ist

unten geschlossen, das Lösungsmittel kann nicht abfließen, sondern füllt das Extraktionsgefäß. Wenn es das Niveau

des Siphon-Verschlusses (7) erreicht hat, fließt das gesättigte Lösungsmittel vollständig in den Kolben (1) zurück. Im

Gegensatz zum Heißdampfextraktor wird das Extraktionsgut nicht durch den Lösungsmitteldampf geheizt, es kommt

nur mit dem kondensierten, kalten Solvens in Kontakt. Die Soxhlet-Extraktion ist deshalb wegen der geringeren ther-

mischen Belastung für das Extraktionsgut sehr schonend, die extrahierte Substanz befindet sich aber auch hier in

dem siedenden Lösungsmittel.

Beim Arbeiten mit dem Soxhlet-Extraktor muss unbedingt darauf geachtet werden, dass genug Lösungsmittel ver-

wendet wird: Auch bei gefülltem Extraktionsgefäß muss der Kolben (1) noch mindestens zu 1/4 gefüllt sein.

Verwendung findet diese Extraktionsart vor allem bei der Naturstoff-Isolierung.

1.1.6 POLARIMETRIE, REFRAKTOMETRIE

1.1.6.1 POLARIMETER/POLARIMETRIE

Natürliches Licht besteht nach der Wellentheorie aus elektromagnetischen Transversalwellen verschiedener Wellen-

längen, deren elektrischer Feldvektor auf alle Raumrichtungen senkrecht zur Fortpflanzungsrichtung verteilt ist. Keine

dieser Schwingungsebenen ist bevorzugt.

1 Kolben mit Lösungsmittel

2 Soxhlet-Aufsatz

3 Extraktionshülse mit Feststoff und Watte zum Abdecken

4 Dimrothkühler

6 Steigrohr

7 Siphon-Verschluss

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Linear polarisiertes Licht wird aus dem natürlichen Licht erhalten, wenn man mit geeigneten optischen Anordnungen

(z.B. Nicol-Prisma, Polarisationsfilter) alle Anteile herausselektiert werden, deren Schwingungen nicht in einer be-

stimmten Ebene, der sog. "Polarisationsebene" liegen.

Wird zusätzlich nur eine bestimmte Wellenlänge polarisiert, erhält man monochromatisches Licht, welches in der

Polarimetrie zur Messung verwendet wird.

Ein linear polarisierter Lichtstrahl kann aufgefasst werden als in Erscheinung tretende Summe zweier kohärenter,

zirkular polarisierter Strahlenteile mit entgegengesetztem Drehsinn. Beim Durchgang durch ein optisch inaktives Me-

dium heben sich zu jedem Zeitpunkt alle nicht in der Polarisationsebene liegenden Komponenten gegenseitig auf, so

dass beim Austritt aus dem Medium durch die Überlagerung der beiden zirkular polarisierten Strahlen ein linear

polarisierter Strahl resultiert.

Befindet sich eine optisch aktive Substanz im Strahlengang, so wird wegen der unterschiedlichen Wechselwirkung

eines links- bzw. rechtszirkular polarisierten Lichtstrahls mit einem asymmetrischen Molekül die ursprüngliche Ko-

härenz der beiden Strahlen aufgehoben. Bedingt wird dies durch die unterschiedlichen Fortpflanzungsgeschwindig-

keiten ( ≡ unterschiedlichen Brechungsindices) der entgegengesetzt zirkular polarisierten Strahlen in dem optisch

aktiven Medium (sog. zirkulare Doppelbrechung). Die resultierende Phasenverschiebung bewirkt, dass die Überlage-

rung zum linear polarisierten Lichtstrahl bei dem Austritt aus dem Medium nicht mehr in der ursprünglichen Schwin-

gungsebene, sondern um einen bestimmten Betrag gedreht stattfindet.

Abb: Drehung der Schwingungsebene von linear polarisiertem Licht durch eine optisch aktive Substanz.

Funktionsweise:

Ein im Polarisator polarisierter Lichtstrahl geht durch den Analysator ungeschwächt hindurch, wenn die Schwin-

gungsebene des Analysators gegen die des Polarisators um den Winkel ß = 0° bzw. 180° gedreht ist; bei ß = 90° bzw.

270° tritt kein Licht durch. Alle Winkel, die dazwischen liegen, führen zu einer Lichtschwächung. Wird nun eine

Küvette, bzw. ein Polarimeterrohr mit Analysenlösung zwischen die vor der Messung gekreuzt eingestellten beiden

Polarisatoren (ß = 90°, d.h. es tritt kein Licht durch den Analysator) gebracht, so wird die Ebene durch die enthaltene

optisch aktive Probelösung um einen Betrag gedreht, und der Analysator wird wieder lichtdurchlässig. Die eigentliche

Messung beruht nun darauf, dass der Analysator um den Winkel b zurückgedreht wird, bis kein Licht mehr durchtritt:

Dieser Winkel entspricht der zu messenden optischen Drehung durch die Probenlösung.

Bei den im Praktikum durchgeführten Messungen ist darauf zu achten, dass das Polarimeter ca. 15 min vor Benutzung

eigeschaltet wird, um die Lampen einbrennen zu lassen!

Aus praktischen Gründen werden bei den üblichen visuell arbeitenden Geräten sog. Halbschattenpolarimeter einge-

setzt, bei denen das Gesichtsfeld beim Betrachten in 2 zunächst unterschiedliche Hälften geteilt wird, die bei der

Messung dann auf gleiche Dunkelheit abgeglichen werden.

Das Drehvermögen optisch aktiver Substanzen ist von mehreren Faktoren abhängig:

1. Wellenlänge des polarisierten Lichts b [nm] 2. Temperatur T [°C]

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3. Art des Lösungsmittels (meist Wasser) 4. Konzentration der Messlösung c [g x 100 mL-1] 5. Durchstrahlte Schichtdicke l [dm]

Die spezifische Drehung [ ]Tλα einer Substanz ist eine Stoffkonstante, die für folgende, konstant gehaltene Para-

meter gilt:

[ ]

××

==dm g

mL

clD

100][ 2020

3,589

ααα

[ ]Tλα = spezifischer Drehwert gemessen bei T = 20 °C und b = 589,3 nm (Natrium D-Linie)

α = resultierender (gemessener) Drehwert der Probe

l = Länge des Polarimeterrohres in dm

c = Konzentration der Probe in g 100 mL-1

[ ] clD ∗∗= 20αα

Tab. Spezifische Drehwerte einiger Verbindungen

Verbindung Spezifischer Drehwert [K]D20

Glucose +52,7°

Fructose -92,4°

Saccharose +66,5°

Invertzucker -20,5°

Maltose +130,0°

Mannose +13,8°

Lactose +52,5°

Sorbit -1,5°

Weinsäure +12,4°

Ascorbinsäure +21,0°

1.1.6.2 REFRAKTOMETRIE (BRECHUNGSINDEX)

Das Prinzip der Bestimmung des Brechungsindex mit Hilfe des Abbé-Refraktometers beruht auf der Beobachtung des

sog. Grenzwinkels γ. Tritt Licht aus einem optisch dünneren Medium mit n1 in ein optisch dichteres Medium mit n2

und n2 > n1 ein, so werden alle Lichtstrahlen zum Lot hin gebrochen, sie werden auf einen Winkelbereich 2γ zusam-mengedrängt. Außerhalb dieses Winkelbereiches wird kein Lichtstrahl beobachtet, es entsteht eine Hell-Dunkel-

Grenze am Grenzwinkel γ der Brechung. Der Winkel γ gehört zu dem streifenden Lichtstrahl. Dabei gilt:

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sin γ = n�

n�

Durchführung der Messung:

Das Beleuchtungsprisma (mit rauher Oberfläche) wird aufgeklappt und 2–3 Tropfen der Probenflüssigkeit werden mit

einer Pipette aufgebracht. Es soll ein gleich mäßiger, dünner Film entstehen, dazu klappt man am besten das Prisma

ein- bis zweimal auf und zu, anschließend wird es verriegelt. Zur Messung wird am Triebknopf solange gedreht, bis

eine Hell-Dunkel-Grenze erkennbar ist (siehe Abb.). Mit dem Kompensator wird die Grenzlinie scharf gestellt, danach

wird die Grenzlinie nochmals mit dem Triebknopf in den Schnittpunkt des Fadenkreuzes gelegt. Jetzt kann im unteren

Feld an der oberen Skala der Brechungsindex auf vier Dezimalstellen genau abgelesen werden. Zuletzt vergewissert

man sich nochmals, ob die Grenzlinie noch im Fadenkreuz liegt und die Temperatur noch konstant gehalten wurde.

Nach Ende der Messung werden die Prismen sofort mit einem weichen Papiertuch und mit Aceton gereinigt!

Abb: Blick durch ein Refraktometer bei korrekt eingestellter Grenzlinie. In diesem Fall beträgt der Brechungsindex

nD20 =1.3678.

1.1.7 CHROMATOGRAFIE, INFRAROTSPEKTROMETRIE

1.1.7.1 DÜNNSCHICHTCHROMATOGRAFIE (DC)

WAHL DES LAUFMITTELS

Die Wahl des erforderlichen Laufmittels ist abhängig von der Struktur der zu trennenden Substanzen. Bei unbekann-

ten Proben wird zunächst ein Laufmittel mit mittlerer Elutionskraft gewählt (z.B. Essigsäureethylester). Bevor man zu

anderen Solventien greift, erprobt man z. B. Mischungen von Essigester (Synonyme: Ethylacetat, Essigsäureethylester,

EtOAc) und Petrolether (PE) mit zunehmendem PE-Gehalt. Man beginnt mit einem Verhältnis EtOAc:PE = 10:1 und

erhöht den PE-Anteil (10:2, 10:3, usw.) bis man einen RF-Wert (siehe unten) von 0.3–0.5 erreicht. Falls die Probe in

EtOAc zu langsam läuft, gibt man ein stärker eluotropes Solvens zu, z. B. Ethanol

AUFTRAGUNG DES SUBSTANZGEMISCHES

Eine geringe Menge der Substanzprobe wird in einem möglichst wenig polaren Lösungsmittel gelöst (ca. 0.1–1-pro-

zentige Lösung) und mit einer feinen Kapillare im Abstand von 1 cm vom unteren und seitlichen Rand der DC-Platte

durch kurzes, vorsichtiges Auftupfen so aufgetragen, dass der Fleckendurchmesser max. 3 mm beträgt. Hierzu eignet

sich eine zur Kapillare ausgezogene, mit der Probe gefüllte Kapillare zur Festpunktbestimmung (Schmelzpunktröhr-

chen). Bei verdünnten Lösungen wird diese Prozedur einfach oder mehrfach wiederholt. Größere Mengen an Proben-

substanz werden mit Hilfe einer Mikropipette streifenförmig auf der Startlinie aufgetragen. Diese Methode erhöht

die Nachweisempfindlichkeit, erfordert aber etwas Übung. Zur Vereinfachung der Auftragung sind DC-Fertigplatten

mit einer Konzentrierungszone im Handel. Diese besteht aus einem chromatografisch inaktivem Material (z.B. Kiesel-

gur) und konzentriert bei der Entwicklung die Substanzflecken an der Grenze zum chromatografisch aktivem Material

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zu schmalen Zonen auf. Werden mehrere Proben aufgetragen, sollte der Abstand der Startflecken etwa 10–15 mm

betragen, ebenso der Abstand der äußeren Startflecken zum Rand. Zweckmäßigerweise werden die Startlinie bzw. die

Startpunkte markiert (z.B. durch einen leichten Bleistiftstrich).

Bei der Auftragung der Substanzen ist darauf zu achten, dass neben den jeweiligen Syntheseprodukten auch die

Ausgangssubstrate mit aufgetragen werden.

ENTWICKLUNG DES CHROMATOGRAMMS

Die Entwicklung der Dünnschichtchromatogramme wird in Pressglaskästen (z. B. 20x20x10 cm) mit einer Abdeck-

platte oder in Schraubdeckelgläsern (∅ =5–10 cm) durchgeführt. Vor Durchführung der Chromatografie müssen die

Trennkammern mit dem Laufmitteldampf gesättigt sein. Zu diesem Zweck kleidet man die Kammerwände mit Filter-

papier aus, gießt anschließend das Laufmittel etwa 2–4 mm hoch in die Kammern und lässt 15–30 Minuten ver-

schlossen stehen (das Filterpapier muss im Laufmittel stehen). Die Chromatografieplatten werden vorsichtig – mit

den Substanzflecken unten – in die Kammern gestellt, die Flecken dürfen aber nicht in das Laufmittel tauchen. Das

Laufmittel steigt dann durch die Kapillarkräfte nach oben. Die Entwicklung des Chromatogramms ist dann beendet,

wenn in den verschlossenen Kammern das Laufmittel bis kurz vor den oberen Rand der Platte gestiegen ist. Die Platte

wird entnommen, die Lauffront sofort mit einem Bleistift markiert und die Platte im Abzug getrocknet.

Den Abstand von der Startlinie bis zur Laufmittelfront bezeichnet man als Trennstrecke, er ist für die Auswertung

eines Chromatogramms von Bedeutung. Bei den üblichen Trennstrecken von 6–16 cm beträgt die Laufzeit etwa 10–

90 Minuten, abhängig von der Art des Laufmittels und der verwendeten Chromatografieplatte.

Als Laufmittel verwendet man Lösungsmittel verschiedener Polarität, entweder als Reinsubstanz oder als Solvensge-

misch. Die Flussmittel können in einer eluotropen Reihe aufgelistet werden (siehe Tabelle 9.2).

IDENTIFIZIERUNG DER SUBSTANZFLECKEN

Nur in wenigen Fällen, z. B. bei Farbstoffen, können die Komponenten direkt an ihrer Eigenfarbe erkannt werden. In

der Regel müssen zum Nachweis von farblosen Substanzen andere Methoden herangezogen werden, dabei kann der

Nachweis zugleich mit der Charakterisierung der Substanz verbunden sein. Meist wird eine der folgenden Methoden

verwendet:

Fluoreszenz bei UV-Bestrahlung: Viele Substanzen fluoreszieren bei Bestrahlung mit kurzwelligem UV-Licht (Queck-

silberlampe, b= 254 nm).

Fluoreszenzlöschung: Fast alle DC-Platten sind mit Fluoreszenzindikator in der Beschichtung im Handel erhältlich.

Die unbelegte Platte fluoresziert bei Bestrahlung mit der Hg-Lampe, alle Substanzflecken die in diesem UV-Bereich

absorbieren, erscheinen dagegen dunkel.

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Bedampfen mit Jod: Die entwickelte DC-Platte wird zusammen mit einigen Körnchen Jod in ein verschlossenes Gefäß

gestellt. Nach kurzer Zeit färben sich die Substanzflecken intensiver braun als die Platte (oder bleiben manchmal

auch heller als die Platte) und werden mit Bleistift markiert (die braune Färbung verblasst sehr schnell).

Sprühreagentien: Auf die entwickelte Platte werden Reagenslösungen aufgesprüht, die mit den Substanzflecken in

einer chemischen Reaktion Verbindungen mit charakteristischer Färbung liefern. Dafür verwendet man so genannte

‚Zerstäuber‘ aus Glas, die mit einem Handgebläse betrieben werden. Gut eignen sich käufliche Sprühdosen mit ange-

hängtem Behälter für Anfärbe-Reagentien. Das Aufsprühen muss in sehr feiner Verteilung erfolgen (Sprühen aus 20–

30 cm Entfernung), da zu starkes Besprühen die Substanzflecken verwäscht. Das Sprühen muss im Abzug oder spezi-

ellen Sprühkammern erfolgen! Für einfache Analytik (z.B. Reaktionskontrolle) kann die DC-Platte auch kurz in das

Anfärbe-Reagens getaucht werden. Dadurch wird der Sprühnebel der meist giftigen Reagentien vermieden. Dabei ist

aber zu beachten, dass die Reagenslösung selbst wie ein Eluens wirkt: eine exakte Bestimmung der RF-Werte ist mit

dieser Methode nicht möglich.

Entwickelte DC-Platten werden immer zuerst nach Fluoreszenz oder Fluoreszenzlöschung untersucht und die gefun-

denen Substanzflecken mit Bleistift markiert. Danach kann mit Jod oder einem Sprühreagenz nach weiteren, im UV

nicht sichtbaren Flecken gesucht werden.

SPRÜHREAGENTIEN FÜR BESTIMMTE VERBINDUNGSKLASSEN

Säuren: Zu einer 0.05-prozentigen Lösung von Bromkresolgrün in Ethanol gibt man bis zum Umschlag nach blau

verdünnte Natronlauge (0.1 M) und besprüht damit die DC-Platte. Säuren geben gelbe Flecken auf blauem Grund.

Aminosäuren, Peptide, primäre aromatische Amine: Zu einer 0.1-prozentigen Lösung von Ninhydrin in wassergesät-

tigtem 1-Butanol gibt man einige Tropfen Essigsäure und besprüht damit die DC-Platte. Beim Erwärmen mit einem

Föhn oder einer elektrischen Heizplatte entsteht eine blaue bis braun-violette Färbung. Sprühdosen mit Ninhydrin-

Lösung sind im Handel erhältlich.

Amine: 4-Dimethylaminobenzaldehyd (Ehrlichs Reagenz) erzeugt gelbe bis violette Färbungen.

Aldehyde, Ketone: Man besprüht mit einer Lösung von 2,4-Dinitrophenylhydrazin (500 mg) und konz. Schwefelsäure

(2 ml) in Ethanol (100 ml). Man erhält langsam (schneller beim Erwärmen) rotorange Flecken auf gelbem Grund.

b-Diketone, b-Ketoester, Phenole: Man besprüht mit einer Lösung aus FeCl3 (1 g) in Ethanol (200 ml), Wasser (50 ml)

und konz. Salzsäure (2 ml). Man beobachtet rote – violette Flecken [Bildung der Eisen(III)-Komplexe].

UNSPEZIFISCHE SPRÜHREAGENTIEN

Ekkert’s Reagenz: 100 ml Eisessig werden mit 2 ml konz. Schwefelsäure und 1 ml Anisaldehyd (4-Methoxybenzalde-

hyd) versetzt. Nach Besprühen der entwickelten DC-Platte mit der Reagenslösung muss einige Minuten auf 90–130

°C erhitzt werden (Fön).

Vanillin-Schwefelsäure: 1 g Vanillin wird in 100 ml Methanol gelöst und mit 12 ml Eisessig sowie 4 ml konz. Schwe-

felsäure versetzt. Nach Besprühen mit der Reagenslösung muss einige Minuten auf 110–130 °C erhitzt werden (Fön).

Diese Reagentien sind einige Wochen haltbar und liefern für viele Substanzklassen zum Teil unterschiedlich farbige

Flecken. Sie können als universelle Färbereagentien eingesetzt werden, z.B. bei Reaktionskontrollen.

AUSWERTUNG UND DOKUMENTATION

Die Lage der einzelnen Substanzflecken wird durch den so genannten RF-Wert (Retentionsoder Verzögerungsfaktor)

charakterisiert:

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Abb: Ermittlung des Retentionsfaktors

RF-Werte geben Hinweise auf die Natur der Substanzen. Bei der Dünnschicht-Chromatografie auf Kieselgel ist eine

Substanz mit größerem RF-Wert weniger polar als eine Substanz mit kleinerem RF-Wert. Da der RF-Wert von vielen

Faktoren abhängt (Laufmittel, Adsorbens, Temperatur, Trennkammer, Sättigung des Kammerraums, Substanzmenge

usw.), ist seine Reproduzierbarkeit gering, und die Identifizierung einer Substanz mit Hilfe des RF-Werts aus der

Literatur sehr problematisch. Daher ist es unbedingt nötig, im gleichen Chromatogramm authentische Vergleichssub-

stanzen mitlaufen zu lassen.

Zur Vorbereitung einer präparativen Chromatografie können die RF-Werte wichtige Hinweise liefern.

1.1.7.2 SÄULENCHROMATOGRAFIE (SC) – GASCHROMATOGRAFIE (GC)

Die Säulenchromatografie (SC) dient zur Trennung von Substanzgemischen im präparativen Maßstab. Dabei wird auf

eine mit Adsorbens (stationäre Phase) gefüllte Säule das Substanzgemisch aufgetragen und mit dem Laufmittel (mo-

bile Phase) eluiert. Die einzelnen Bestandteile des Substanzgemisches werden unterschiedlich schnell durch die Säule

transportiert und erreichen nacheinander das Säulenende. Sie werden dort detektiert und in einzelnen Gefäßen auf-

gefangen. Abb. zeigt den schematischen Ablauf der SC.

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DIE CHROMATOGRAFIESÄULE

Bei der Säulenchromatografie (unter Normal- oder Niederdruck) wird prinzipiell in senkrecht stehenden Glassäulen

gearbeitet. Das Verhältnis Füllhöhe zu Säulendurchmesser soll etwa 10:1 bis 5:1 betragen. Günstig ist außerdem ein

möglichst kleines Totvolumen am Ende der Säule (Auslauf), dadurch wird die nachträgliche Durchmischung der ge-

trennten Banden verringert. Um zu verhindern, dass das Adsorbens beim Füllen aus der Säule ausläuft, drückt man

einen Wattebausch in den Auslauf. In einer anderen Variante übernimmt eine fest eingebaute Frittenplatte diese

Funktion. Bei Schwerkraftsäulen muss am Auslauf unbedingt ein gut dichtender und regulierbarer Hahn angebracht

sein, vorzuziehen ist hier unbedingt ein Teflonhahn, optimal ist ein Feinregulierventil aus Teflon. Das bedeutet auch

äußerste Sorgfalt beim Füllen bzw. Säubern der Säule, da Füllmaterial (Kieselgel), zwischen Hülse und Küken das

Teflonküken beschädigt und eine einwandfreie Dichtung blockiert. Wird ein normaler Glas-Schliffhahn verwendet,

besteht die Gefahr, dass das Schlifffett bei der Elution ausgewaschen wird. Besser ist in diesem Fall die Verwendung

von Graphit (sehr weicher Bleistift) als Schmiermittel.

GASCHROMATOGRAFIE

Im Gegensatz zur normalen Chromatografie (Flüssigkeitschromatografie, LC = Liquid Chromatography) mit einem

Solvens als mobiler Phase ist bei der GC die mobile Phase ein Gas, z. B. Helium, Stickstoff oder Wasserstoff (Träger-

gase). Grundvoraussetzung für die GC ist, dass das zu untersuchende Substanzgemisch unzersetzt verdampfbar ist.

Aus diesem Grund befinden sich die Trennsäulen in einem Säulenofen, der mit einem Temperaturprogramm geregelt

wird.

Über weitere Details der GC siehe Literaturanhang (Hünig (2008) und Analytik-Bücher)

1.1.7.3 IR-SPEKTROSKOPIE

Elektromagnetische Strahlung im Infrarot-Bereich kann Molekülschwingungen anregen. Bei Raumtemperatur befin-den sich die Moleküle im Normalfall in ihrem Schwingungsgrundzustand (S0), durch die Absorption gehen sie in

den ersten angeregten Schwingungszustand (S1) über. Die für organische Moleküle wichtigen Schwingungen liegen

im mittleren Infrarot (λ = 2500–25000 nm oder 4000–400 cm–1) Molekülschwingungen sind Bewegungen der

Atome eines Moleküls. Jedes Atom kann sich im Raum in drei linear unabhängige Richtungen bewegen, man spricht

von drei Freiheitsgraden. Ein Molekül mit N Atomen hat demnach genau drei N Freiheitsgrade, wobei sich zeigen

lässt, dass drei Freiheitsgrade zu einer Translation des gesamten Moleküls im Raum führen und weitere drei Frei-

heitsgrade eine Rotation des gesamten Moleküls um seine Hauptträgheitsachsen ergeben (für lineare Moleküle sind

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nur zwei Freiheitsgrade der Rotation möglich). Es bleiben also genau 3 N – 5 Freiheitsgrade für lineare Moleküle

bzw. 3 N – 6 Freiheitsgrade für nichtlineare Moleküle für die eigentlichen Molekülschwingungen (Normalschwin-

gungen) übrig. Es lässt sich zeigen, dass jede beliebige Schwingungsbewegung des Moleküls sich auf eine Linear-

kombination dieser Normalschwingungen zurückführen lässt. Zweckmäßiger Weise wählt man zur Beschreibung

dieser Schwingungen keine kartesischen Koordinaten, sondern interne Koordinaten, die Veränderungen der Bin-

dungslängen (Streckschwingungen oder Valenzschwingungen) oder Bindungswinkel (Deformationsschwingungen)

beschreiben.

PROBENBEREITUNG - FLÜSSIGKEITEN

Für unverdünnte Substanzen sind in der IR-Spektroskopie Schichtdicken von 0.01 bis 0.05 mm ausreichend. Bei ei-

ner Probenfläche von etwa 80 mm2 ist also eine Substanzmenge von etwa 2 mg erforderlich. Die Aufnahme von IR-

Spektren flüssiger oder mäßig flüchtiger Substanzen ist arbeitstechnisch einfach: Die Substanz wird als dünner

Flüssigkeitsfilm zwischen zwei ‚Fenster‘ aufgetragen und so in den Strahlengang eingebracht. Als Fenster dienen

klare Scheiben aus NaCl-Einkristallen, die im Bereich von 4000–400 cm-1 keine Eigenabsorption besitzen. Am bes-

ten bringt man mit einem Glasstab vorsichtig einen Tropfen der Substanz auf die NaCl-Platte (Kochsalzplatten),

deckt mit der zweiten Platte ab und spannt diese vorsichtig in den ‚Plattenhalter‘ ein (Abb. 13.7). Die Fixierschrei-

ben dürfen dabei nicht zu fest angezogen werden, sonst besteht die Gefahr, dass die Platten brechen.

FESTE SUBSTANZEN – PRESSLING-TECHNIK

KBr ist ähnlich wie NaCl im IR-Bereich vollständig durchlässig und besitzt unter hohem Druck die Eigenschaft des

‚kalten Flusses‘; das KBr wird zähflüssig und umschließt die Probensubstanz- Teilchen vollständig. In der Praxis wer-

den etwa 1–2 mg der Substanz mit etwa 300 mg wasserfreiem KBr in einem Achatmörser gründlich (ca. 5 Minuten)

verrieben. Diese Mischung wird nun in eine Pressform gegeben und in einer hydraulischen Presse bei ca. 10 t etwa

10 Minuten gepresst. Anschließend wird der Druck vorsichtig abgelassen, die Pressform zerlegt und der klare Press-

ling (eine Tablette von ca. 1 mm Dicke und meist 13 mm Durchmesser) vorsichtig herausgedrückt und in die spezi-

elle Halterung eingesetzt. Die Probe ist messbereit.

INTERPRETATION VON IR-SPEKTREN

IR-Spektren werden ausgewertet durch Angabe der charakteristischen Absorptionen mit Wellenzahl (cm–1), Intensi-

tät der Bande (vs (very strong), s (strong), m (medium), w (weak)) und der Zuordnung zu Molekülschwingungen. Vor

allem bei der Zuordnung ist größte Vorsicht geboten, besonders im Bereich unterhalb etwa 1400 cm-1. Die eindeu-

tige Zuordnung ist im Fingerprintbereich nur mit großem Aufwand und ausschließlich bei kleinen Molekülen mög-

lich. Der Anfänger neigt hier gerne zur ‚Überinterpretation‘ der Spektren.

Hilfreich bei der Interpretation der Spektren ist der Hesse/Meier/Zeeh (siehe Literaturanhang)

1.1.8 FESTPUNKTBESTIMMUNG

Wenn ein fester Stoff ohne Zersetzung in den flüssigen Zustand übergeht, schmilzt er. Beim Erhitzen eines kristallinen

Stoffes bewegen sich mit zunehmender Energie die Gitterbausteine mit wachsendem Abstand um ihre Gleichge-

wichtslage, bis schließlich das Gitter zusammenbricht.

Die Schmelztemperatur - Festpunkt (Fp.)/Schmelzpunkt (Schmp.) - ist die Temperatur, bei der sich feste und flüssige

Phase im Gleichgewicht befinden. Reine Stoffe haben meist einen scharfen Festpunkt, der von Verunreinigungen

deutlich herabgesetzt werden kann.

Zur Bestimmung des Festpunktes mit dem Schmelzpunktapparat SMP10 wird die fein gemörserte Probe in ein Kapil-

larröhrchen gegeben und in den Aluminiumblock der Probenkammer eingesetzt. Dieser Block wird auf 10 °C unter

der erwarteten Schmelztemperatur vorgeheizt und die Probe mit Hilfe des Vergrößerungsglases kontrolliert, bis die

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Schmelzung stattfindet. Sobald der Messvorgang gestartet wird, heizt sich das SMP10 langsam (2 °C pro Minute)

weiter auf, bis der Festpunkt erreicht wird. Die Schmelztemperatur kann dann leicht von der großen LED-Anzeige

abgelesen werden.

1.2 PRINZIPIELLE ANMERKUNGEN ZUM ARBEITEN IM CHEMISCHEN LABOR

1.2.1 VORBEREITUNG

Bevor mit den praktischen Arbeiten begonnen wird, ist es wichtig, zunächst die Versuchsbeschreibung komplett

durchzulesen und durchzudenken (Vorprotokolle, Kolloquien!). Berechnen Sie sich dann gegebenenfalls die benö-

tigten Konzentrationen für eine Kalibriergerade oder einen Vergleichswert und überlegen Sie sich, ob und wie Ihre

Probe verdünnt werden muss (1/10 = 9+1). Stellen Sie sich anschließend alle Glasgeräte und Chemikalien bereit.

Beginnen Sie mit der Faktorbestimmmung und führen Sie Vergleichsproben, Blindwerte, Kalibrierwerte und Mehr-

fachbestimmungen möglichst parallel bzw. direkt nacheinander in einem Arbeitsgang zügig aus.

1.2.2 ZEITPLANUNG

Überlegen Sie sich wann Sie bestimmte Leihgeräte, Chemikalien oder Analysenproben benötigen und bestellen Sie

sie rechtzeitig bei der Probenausgabe (Ausgabezeiten beachten!!) Berücksichtigen Sie bei längeren Reaktions- oder

Abkühlzeiten den Laborschluss.

1.2.3 MEHRFACHBESTIMMUNGEN

Mehrfachbestimmungen dienen dazu, „zufällige Fehler“ (Messungenauigkeiten) zu Mitteln und somit ein präziseres

Ergebnis zu erhalten. Es sollte bei allen Versuchen mindestens eine Doppelbestimmung, besser eine Dreifachbestim-

mung durchgeführt werden.

1.2.4 BLINDWERT

Der Blindwert dient dazu, Verzögerungen und Ungenauigkeiten bei der Farbwahrnehmung sowie Eigenfärbungen

und Eigenzersetzung der Reagenzien auszugleichen. Er ist damit ein individueller Wert und muss deshalb von jedem

selbst bestimmt werden. Grundsätzlich werden Blindwerte genauso wie die entsprechenden Proben behandelt. An-

stelle der Analysenlösung wird das gleiche Volumen Lösungsmittel (i.d.R. dest. Wasser) eingesetzt. Auch der Blind-

wert sollte als Doppelbestimmung durchgeführt werden!

1.2.5 VERGLEICH

Eine Vergleichsprobe ist dann nützlich, wenn sich Färbungen bzw. Farbumschläge nicht eindeutig zuordnen lassen.

Dies ist häufig bei komplexometrischen Titrationen der Fall. Durch Einwiegen der entsprechenden Substanz stellen

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Sie sich eine Vorlage her, deren Analyt-Gehalt genau bekannt ist. Berechnen Sie dann den Verbrauch Ihrer Maßlö-

sung (Faktor beachten!) bis zum Äquivalenzpunkt. Titrieren Sie Ihre Vergleichsprobe bis zum berechneten Äquiva-

lenzpunkt und beobachten Sie genau die Farbentstehung. Sie wissen nun, bis zu welcher Färbung/Farbtiefe Sie Ihre

Probe titrieren müssen.

1.2.6 KALIBRIERFUNKTION

Alle analytischen Messmethoden, für die eine lineare Konzentrations-Messwert-Beziehung gilt, können über Kalib-

rierfunktionen ausgewertet werden. Hierfür stellen Sie aus einer Stammlösung mit bekanntem Analyt-Gehalt ver-

schiedene Verdünnungen her, die genauso wie die Probe vermessen werden. Grundsätzlich müssen mindestens 4

Kalibrierpunkte bestimmt werden, durch die dann eine Regressionsgerade gelegt wird (per Lineal auf Millimeterpa-

pier oder Excel-Trendlinie). Es ist zu beachten, dass der Analysenwert immer innerhalb des kalibrierten Bereiches

liegt, d.h. es muss mindestens ein größerer Wert und mindestens ein kleinerer Wert bestimmt worden sein. Sollte

das nicht der Fall sein, müssen weitere Kalibrierpunkte oder andere Verdünnungen der Probe hergestellt und neu

vermessen werden. Beachten Sie den linearen Bereich fotometrischer Bestimmungen.

1.3 PRAKTISCHE VERSUCHE

1.3.1 MAßANALYSE

1.3.1.1 HERSTELLUNG VON MAßLÖSUNGEN UND FAKTORBESTIMMUNG

1.3.1.1.1 NATRONLAUGE, C = 0,1 MOL L-1 (0,1 N-LÖSUNG)

Herstellung:

Die ca. 1-molare NaOH (aq) wird zur Verfügung gestellt. Davon werden mit einer Vollpipette 100,0 mL abge-

messen und diese in einem 1 L-Messkolben mit dest. Wasser auf 1000 mL verdünnt (gut durchschütteln!).

Faktorbestimmung:

Der Faktor der ca. 0,1-molaren NaOH(aq) wird mit einer exakt 0,1-molaren Säure (HCl, F=1,000) bestimmt. Zu

diesem Zweck werden 20,0 mL Säure im Erlenmeyerkolben vorgelegt, auf ca. 100 mL mit dest. H2O verdünnt,

2 Tropfen Indikatorlösung zugegeben und mit der Lauge bis zum Äquivalenzpunkt (Farbumschlag) titriert. Der

Faktor F ergibt sich aus der Beziehung:

-.�/0 =-01� × 301�

3.�/0

mit: FNaOH (Faktor der NaOH-Lösung), FHCl (Faktor der verwendeten HCl-Lösung, hier 1,000; kann aber auch

abweichen!), VHCl (Volumen der vorgelegten HCl-Lösung), VNaOH. (Verbrauch an NaOH)

Viele Indikatoren können verwendet werden; besonders geeignet sind Methylorange (der Umschlag erfolgt von

rot nach orange; pH 3,1-4,4) oder Phenolphthalein (der Umschlag erfolgt von farblos nach rosa; pH 8,2-9,8).

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Für die Faktorbestimmung sind mindestens 3 Titrationen durchzuführen.

Geräte und Chemikalien:

250 mL-Becherglas, 1 L Messkolben, Trichter, 100 mL Vollpipette, 300 mL-Erlenmeyerkolben,

20 mL Vollpipette, 50 mL Bürette

NaOH (aq), 0,1 M-HCl (aq), Indikator-Lösung: Phenolphthalein (0,1 % in 70% Ethanol); Methylorange (0,1 %

in Wasser)

1.3.1.1.2 NATRIUMTHIOSULFAT-LÖSUNG, C = 0,1 MOL L-1 (0,1 N-LÖSUNG)

Herstellung: 25,0 g Na2S2O3 * 5 H2O (Kristallwasser!) werden abgewogen, in dest. Wasser gelöst und auf 1000 mL

aufgefüllt.

Faktorbestimmung:

Der Faktor der ca. 0,1 N-Thiosulfat-Lösung wird mit einer 0,1 N-Jodlösung bestimmt (20,0 mL Jodlösung,

F=1,000, werden in der Vorlage auf ca. 100 mL verdünnt (H2O) und mit der einzustellenden Thiosulfatlösung

sofort titriert).

Als Indikator werden der Lösung gegen Ende der Titration (Lösung ist dann nur noch schwach gelb) 2 mL Stärke-

lösung zugesetzt. Der Umschlag erfolgt von blauviolett nach farblos.

Reaktionsgleichung:

S2O32- (aq) + J2 (aq) b

Im Protokoll erfolgt die Angabe der Konzentration als mol L-1

Chemikalien:

Na2S2O3 * 5 H2O, 0,1 N-Jodlösung (≙ 0,05 mol/L), Stärke-Lösung (1 % in Wasser aufgekocht)

1.3.1.1.3 KALIUMPERMANGANAT-LÖSUNG, C = 0,02 MOL L-1 (0,1 N-LÖSUNG)

Herstellung: Die ca. 1 N-Lösung wird zur Verfügung gestellt. Eine ca. 0,1 N-KMnO4 (aq) wird durch Verdünnung

daraus bereitet und in einer braunen Flasche aufbewahrt.

Faktorbestimmung:

Der Faktor der ca. 0,1 N-KMnO4-Lösung wird mit einer 0,1 N-Oxalsäure-Lösung bestimmt: 20,0 mL 0,1 N-

Oxalsäure-Lösung (F=1,000) werden in einem 300 mL-Erlenmeyerkolben auf etwa 100 mL verdünnt (H2O) und

mit 10 mL konz. H2SO4 angesäuert. Die Lösung wird auf ca. 80 °C erhitzt und heiß mit der KMnO4-Lösung bis

zur bleibenden Rosafärbung (1 min.) titriert.

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Anmerkung: Der Titer ist nicht beständig und muss öfter überprüft werden.

Reaktionsgleichung:

MnO4- (aq) + C2O42-(aq) + H+ (aq) b

Im Protokoll erfolgt die Angabe der Konzentration als mol/L

Chemikalien:

KMnO4 (aq), 0,1 N-Oxalsäure-Lösung (c = 0,05 mol/L) (Faktor 1,000), H2SO4 konz.

1.3.2 TITRATIONEN

Bei allen Titrationen ist Punkt 1.1.1.2.1 Messkolben genau zu befolgen!

1.3.2.1 SÄURE-BASE-TITRATION MIT FARBINDIKATOREN

Prinzip: Essigsäure wird mit Natronlauge titriert, der Äquivalenzpunkt wird durch einen Farbindikator festge-

stellt.

Durchführung:

20,0 mL Probelösung werden auf ca. 150 mL verdünnt und mit wenigen ( 2- 3 ) Tropfen Indikator-Lösung

(Phenolphthalein) versetzt. Die Titration erfolgt mit einer eingestellten 0,1 N-NaOH (aq) bis zum Farbumschlag

des Indikators (siehe 1.3.1.1.1 Natronlauge, c = 0,1 mol L-1 (0,1 N-Lösung)).

Umrechnung/Ergebnisangabe:

Angegeben werden die mL Verbrauch 0,1 N-NaOH (F = 1,000), die zur vollständigen Umsetzung von 20,0 mL

Analysenlösung benötigt werden und die daraus berechnete Säurekonzentration.


Reaktionsgleichungen:

CH3COOH (aq) + NaOH (aq) b

H3O+ (aq) + OH-(aq) b

CH3COOH (aq) + OH- (aq) b

Geräte/Chemikalien:

300 mL Weithals-Erlenmeyerkolben, Bürette, 20 mL Vollpipette;

0,1 N-NaOH (aq) [siehe 1.3.1.1.1 Natronlauge, c = 0,1 mol L-1 (0,1 N-Lösung)], Phenolphthalein-Lösung

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Frage: Bei welchem pH-Wert liegt der stöchiometrische Äquivalenzpunkt und warum?

1.3.2.2 POTENTIOMETRISCHE SÄURE-BASE-TITRATION

Prinzip: Die Lösung einer schwachen Säure wird mit Natronlauge titriert, Wendepunkt und Äquivalenzpunkt

werden mit der Einstabmesskette bestimmt.

Durchführung:

20,0 mL Probelösung werden auf ca. 150 mL verdünnt und mit dem Magnetrührer gerührt. Die Glaselektrode

wird eingetaucht, die Spannung in mV und der pH-Wert abgelesen. Nach Zugabe von jeweils 1,0 mL-Portionen

Natronlauge misst man erneut beide Werte. Sobald sich der pH Wert nicht mehr ändert (nach 3 x 1 mL Zu-

gabe), beendet man die Titration. Die Messwerte werden in ein Vol.-pH-Diagramm eingetragen.

Bei Titration 2 und 3 wird am Äquivalenzpunkt eine geringere Menge zugegeben

Umrechnung:

Angegeben werden die mL Verbrauch 0,1 N-NaOH (aq) (F=1,000), die zur vollständigen Titration von 20,0 mL

Probelösung benötigt werden. Das Titrationsdiagramm ist vorzuweisen. Aus dem Diagramm ist der pKS-Wert

der schwachen Säure abzuschätzen.



pH-Meter und Einstabmesskette (Glaselektrode), 250 mL Becherglas, Magnetkern,

Magnetrührer, Bürette; 0,1 N-NaOH (aq) [siehe 1.3.1.1.1 Natronlauge, c = 0,1 mol L-1 (0,1 N-Lösung)]

Frage:

Wie sieht die (Leitfähigkeits)Kurve bei der Titration einer Natriumbromid-Lösung mit Silbernitrat aus?

1.3.2.3 MANGANOMETRISCHE NITRIT-BESTIMMUNG

Prinzip:

NO2- (aq)-Ionen werden durch MnO4- (aq)-Ionen oxidiert.

Durchführung:

Die Probelösung wird wie gewohnt im Kolben auf 100 mL aufgefüllt und gut durch-geschüttelt. Anschlie-

ßend füllt man die Probelösung in eine Bürette. 20,0 mL einer 0,1 N-KMnO4 (aq) bekannten Faktors werden

auf 150 mL verdünnt und mit 10 mL konz. H2SO4 versetzt. Diese Lösung bildet die Vorlage. Sie wird auf 40

°C erwärmt (handwarm) und mit der Analysenlösung bis zur Entfärbung titriert. Gegen Ende der Titration

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verläuft die Umsetzung langsam.

Anmerkung:

Die Titration wird als inverse Titration durchgeführt, da die Umsetzung der Nitrit-Lösung mit KMnO4 langsam

verläuft. Eine Beschleunigung der Reaktion durch Erwärmen kann nicht vorgenommen werden, da sich das

Nitrit bei höherer Temperatur teilweise zersetzt.


1 mL 0,1 N-KMnO4 (aq) (F = 1,000) = ? mg NO2-

Angegeben werden mg NO2- / 100 mL Analysenlösung (Rechenweg dargestellt z. B. in Latscha HP, Klein HA (1994) Chemie Basiswissen III-Analytische Chemie. Springer, Berlin, Heidelberg). Im Protokoll Umrechnung in mol/L!

Reaktionsgleichung:

MnO4- (aq) + NO2- (aq) + H+ (aq) b


300 mL-Erlenmeyerkolben, 50 mL-Bürette, 20 mL Vollpipette, Trichter

0,1 N-KMnO4 (aq) [siehe 1.3.1.1.3 Kaliumpermanganat-Lösung, c = 0,02 mol L-1 (0,1 N-Lösung)], konz.

H2SO4

1.3.2.4 JODOMETRISCHE KUPFER-BESTIMMUNG

Prinzip: Cu2+ (aq)-Ionen werden mit I- (aq)-Ionen umgesetzt; das bei dieser Reaktion frei werdende Jod wird

mit Thiosulfat-Maßlösung bestimmt.

Durchführung:

20,0 mL Analysenlösung werden in einen Jodzahlkolben pipettiert und auf 100 mL verdünnt. Der Lösung wer-

den dann 2 mL konz. H2SO4 und 10 mL einer 25 %igen Kaliumiodid-Lösung (muss farblos sein!) zugesetzt. Der

Kolben wird verschlossen und 3 min. kräftig geschüttelt.

Die Titration ist mit einer eingestellten 0,1 N-Thiosulfat-Lösung zügig durchzuführen. Vor Zugabe von 2 mL

Stärkelösung als Indikator wird mit Thiosulfat eintitriert, bis die Lösung nur noch schwach gelb gefärbt ist;

dabei fällt Kupferjodid aus. (schärferer Umschlag, wenn vor dem Indikatorzusatz fast vollständig titriert wird

!). Der Umschlag erfolgt von blauviolett nach weiß.


1 mL 0,1 N-Thiosulfat (F=1,000) =? mg Cu

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Ergebnisansage in mg Cu2+/100 mL

Reaktionsgleichungen:

Cu2+ (aq) + I- (aq) b

S2O32-(aq) + J2(aq) b

bbbbbbbbbbbbbbbbbbbbbbbbbb

Cu2+ (aq) + I- (aq) + S2O32- (aq) b


Jodzahlkolben, 20 mL-Vollpipette, 10 mL-Messpipette, 10 mL Messzylinder, 50 mL-Bürette, 25 %ige KI (aq),

0,1 N-Thiosulfat (aq) [siehe 1.3.1.1.2 Natriumthiosulfat-Lösung, c = 0,1 mol L-1 (0,1 N-Lösung)], Stärkelö-

sung 1%ig, konz. H2SO4

1.3.3 GRUPPENVERSUCHE

1.3.3.1 KOMPLEXOMETRISCHE MAGNESIUMBESTIMMUNG MIT EDTA

Grenzen: 40 - 100 mg Magnesium (Mg2+) / 100 mL

Prinzip: Die Konzentration an Mg2+ (aq)-Ionen wird komplexometrisch mit Ethylendiamintetraessigsäure (Na-

Salz der EDTA, Na2H2Y) bestimmt.

Durchführung:

20,0 mL Probelösung werden im Erlenmeyerkolben auf ca. 100 mL verdünnt, in der Lösung wird eine Indikator-

Puffertablette vollständig gelöst. Danach setzt man etwa 1 mL konz. NH3 (aq) hinzu und titriert gegen eine

0,02 M-EDTA (aq) bis zum Umschlag von orange nach grau/grün.

Umrechnung/Ergebnisangabe: 1 mL 0,02 M-EDTA (F=1,000) = ? mg Mg2+

Die Ergebnisangabe erfolgt in mg/100 mL

Reaktionsgleichung: Mg2+(aq) + H2Y2- (aq) b


20 mL-Vollpipette, Bürette, 300 mL-Erlenmeyerkolben, 50 mL Bürette

0,02 M-EDTA(aq), [F:1,000], konz. NH3(aq), Indikator-Puffertablette

Frage: Mg2+-Ionen sind Zentralionen für Chlorophyll-Komplexe (z.B. Chlorophyll (a), C55H72MgN4O5, M = 893,48 g

mol-1). 1 kg getrocknete Blätter liefern etwa 6,5 g Chlorophyll. Berechnen Sie aus der Konzentration an Mg2+-

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Ionen, welche Blattmenge sich ergibt, wenn Ihre Mg2+-Probe das Ergebnis einer Chlorophyll-Extraktion gewe-

sen wäre. Welche strukturverwandten Komplexe kennen Sie?

1.3.3.2 KOMPLEXOMETRISCHE SULFATBESTIMMUNG

Grenzen: 10 - 300 mg Sulfat (SO42-) / 1 L

Prinzip:

Alle Kationen werden durch einen Ionenaustauscher gegen H+ (aq)-Ionen ausgetauscht, damit sie die kom-

plexometrische Titration nicht stören. Eine Bariumchlorid-Maßlösung (BaCl2) wird im Überschuss zugesetzt

und Sulfat quantitativ als Bariumsulfat (BaSO4) ausgefällt. Verbleibende Ba2+(aq)-Ionen werden komplexo-

metrisch zurücktitriert. Die Differenz zwischen vorgegebenem und zurücktitriertem BaCl2 (aq)-Volumen zeigt

den Sulfat-Gehalt an.

Durchführung:

Nach Regeneration und neutral Waschen der Säule (siehe unten) werden erst ca. 150 mL aq. Dest. zur Bestim-

mung des Blindwertes abgenommen. Davon werden 50,0 mL genauso wie eine perkolierte Probe analysiert.

Dann werden 200 - 300 mL des zu untersuchenden Wassers mit einer Durchlaufgeschwindigkeit von 3-4

Tropfen s-1 durch den Kationenaustauscher perkoliert. Die ersten 50 mL des Filtrats werden verworfen, je 50,0

mL werden mit dest. Wasser auf ca. 100 mL im Erlenmeyerkolben aufgefüllt und zum Sieden erhitzt. 20,0 mL

0,01 M-BaCl2 (aq) werden danach zugesetzt, die Lösung wird wenige Minuten gekocht und etwa 15 min heiß

gehalten. Nach dem Abkühlen werden 4 mL Pufferlösung und Indikatorlösung zugefügt. Dann wird sofort mit

0,01 M-EDTA (aq) titriert, der Farbumschlag erfolgt von rosa nach blau (Blindwert mitführen!).

Die Differenz zum Blindwert sollte mindestens 3 mL betragen. Bei sehr niedrigem Sulfatgehalt (geringe Diffe-

renz) sind anstelle von 50,0 mL Filtrat 100,0 mL oder 200,0 mL einzusetzen.


1 mL Differenz 0,01 M-EDTA (aq) (F:1,000) = ? mg SO42--

Es wird die Konzentration der Sulfat-Ionen in mg L-1 angegeben. Dieser ergibt sich aus der Differenz von

vorgegebener und zurücktitrierter BaCl2-Lösung mit EDTA unter Berücksichtigung des Blindwertes.


Austauschersäule: Eine unten mit Hahn und oben mit Einfülltrichter versehene, 15 mm weite Glasröhre wird

etwa 15 cm hoch mit stark saurem Kationenaustauscher beschickt, der auf einem Glaswollepfropfen ruht. Das

Harz wird mit 100 mL verd. Salzsäure bei einer Durchlaufgeschwindigkeit von 3 - 4 Tropfen s-1 (höchstens 10

mL min-1) in die H-Form überführt bzw. regeneriert und dann mit dest. Wasser bei der gleichen Durchlaufge-

schwindigkeit bis zur neutralen Reaktion des Ablaufs gespült (wichtig! Da der Puffer sonst nicht greift!). Mit

pH-Papier den pH-Wert prüfen! Säule nie trocken laufen lassen!

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300 mL-Erlenmeyerkolben, Vollpipetten, Bürette; 0,01 m-EDTA (aq), (F:1,000), 0,01 M-BaCl2 (aq) (Faktor ge-

gen EDTA bestimmen; dabei ebenfalls 4 mL Pufferlösung zugeben!), Pufferlösung, Eriochromschwarz-Indi-

katorlösung

Frage: Warum müssen sämtliche Kationen vor der Bestimmung entfernt werden?

Erklären Sie die Funktionsweise eines Ionentauschers!

Welche Beispiele für die Anwendung von Ionentauscher im (Labor-)Alltag gibt es?

2 ORGANISCH-CHEMISCHER UND BIOCHEMISCHER PRAKTIKUMSTEIL

2.1 NATURSTOFFANALYTIK (GRUPPENVERSUCHE)

2.1.1 AMINOSÄUREN/PROTEINE

2.1.1.1 AUTOXIDATION VON CYSTEIN IN GEGENWART VON EISEN-(III)-CHLORID

Chemikalien:

Cystein, Eisen-(III)-chlorid, H2O.

Geräte und Glasgeräte:

250 mL Rundkolben

Durchführung:

Eine Spatelspitze reines Cystein wird in einem 250 mL Rundkolben in etwa 130 mL Wasser gelöst. Dazu gibt man eine

Spatelspitze Eisen(III)-chlorid und schüttelt vorsichtig um. Die Lösung färbt sich violett. Lässt man sie einige Zeit

ruhig stehen, verschwindet die Farbe, um beim kräftigen Schütteln an der Luft wieder zu erscheinen*. Diesen Wechsel

kann man so lange wiederholen, bis alles Cystein zu schlecht löslichem Cystin oxidiert worden ist.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt visuell. Berechnen Sie für 100 mg Cystein und 10 mg Eisen(III)-chlorid wie oft Sie

den Farbwechsel theoretisch durchführen können!

* Dies gelingt nur selten und nur bei ausgewogenen Mengenverhältnissen. Die violette Farbe kann jedoch durch

weiteren Zusatz von Eisen(III)-chlorid erneut erhalten werden, bis die Lösung bleibend hellblau wird und die violette

Farbe nicht mehr erscheint. Danach kann die Färbung durch erneuten Zusatz von Cystein wieder erreicht werden.

2.1.1.2 NACHWEIS VON AMINOSÄUREN MIT NINHYDRIN

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Prinzip:

Nach salzsaurer Proteinhydrolyse (bereits vom Assistenten durchgeführt) werden die freien Aminosäuren dünn-

schichtchromatografisch getrennt und durch Umsetzung mit Ninhydrin-Reagenz detektiert.


DC-Kammer, Fön, Auftragepipetten

Chemikalien:

n-Butanol (n-BuOH), Essigsäure ( 96%ig (Eisessig)), Aceton, Ninhydrin (2,2-Dihydroxy-1,3-dioxohydrinden), Amino-

säurestandards.

für DC:

� DC-Platten: Kieselgel-Fertigplatten

� Laufmittel: n-BuOH/Eisessig/H2O 70:20:30 (v/v/v)

� Sprühreagenz: 0,4 g Ninhydrin in 100 mL Aceton lösen (wird für das gesamt Praktikum 1x hergestellt!).

� Untersuchungsmaterial: Proteinhydrolysat (Aminosäuremischung)

Durchführung

DC-Trennung: 2 bis 10 µL der obigen Testlösung (bei unbekannten Konzentrationen am besten verschiedene Volu-

mina) und die Referenzaminosäure-Lsg. werden mit Hilfe von Kapillarröhrchen auf eine Kieselgel-Fertigplatte aufge-

tragen (Föntrocknung verkürzt die Auftragungszeit erheblich!) und die Platte in dem Laufmitteln entwickelt. Die

Laufzeit (Lösungsmittelfront erreicht 3/4 der Plattenhöhe) beträgt ca. 4 Std..

Detektion:

Die gut getrocknete Platte (15‘ im Trockenschrank bei 103 °C) wird gleichmäßig mit dem Sprühreagenz besprüht und

im Trockenschrank bei 103 °C zur Sichtbarmachung der Flecken erhitzt.

Anzahl und Identität der Aminosäuren werden durch Farbe und Rf-Werte der Substanzflecken bestimmt und durch

Chromatografie der Referenzaminosäuren bestätigt

2.1.1.3 PROTEINBESTIMMUNG NACH LOWRY

Die Proteinprobe für den Versuch 2.1.1.3.1 wird in einem 10 mL Messkolben ausgegeben. Dieser muss vor den Best-

immungen mit dest. Wasser auf 10 mL aufgefüllt werden. Eventuell muss die Probe noch verdünnt werden.

Der erhaltene Proteingehalt der Probelösung ist in mg mL-1 anzugeben.

Chemikalien:

Die Reagenzlösungen und die Proteinstammlösung für den BioRad Protein Assay sind bereits fertig und stehen im

Kühlschrank aus.


Fotometer, Einwegküvetten, Kolbenhubpipetten, Pipettenspitzen, Rührstäbe

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Durchführung:

Diese Vorschrift ist gegenüber der Originalarbeit von Lowry u. Mitarb. etwas modifiziert, um mit geringeren Volumina

arbeiten zu können.

Es ist zu beachten, dass diese Proteinbestimmungsmethode, die die Oxidierbarkeit aromatischer Aminosäuren aus-

nutzt, sehr leicht von im Probenpuffer enthaltenen Substanzen gestört werden kann. Es empfiehlt sich daher, als

Kontroll-(Blind-) Wert proteinfreien Puffer im gleichen Volumen (hier dest. Wasser) wie die Analysenprobe mitzufüh-

ren.

Da die Reaktionsbedingungen von Bestimmung zu Bestimmung geringfügig schwanken können, und die Kalibrierkurve

nicht linear verläuft, sollte bei jeder Analyse eine Standardproteinreihe im Bereich von 30-300 µg mL-1 gemessen

werden. Als Bezugslösung hat sich eine Stammlösung von Ovalbumin oder BSA mit 0,1 % (≙ 1mg/mL) (w/v) in dest.

Wasser bewährt. Diese Lösung ist im Kühlschrank über Monate stabil und steht aus.

1. Für die Kalibrierkurve sind 5 adäquate (s.o.) Verdünnungen aus der Proteinstammlösung in Wasser herzustellen

(Bevor die Verdünnungsreihe angefertigt wird, müssen die Werte von der Assistentin bzw. dem Assistenten abge-

zeichnet werden)

2. 250 µL der Proben- bzw. Standardlösung sind in eine trockene Einwegküvette zu pipettieren

3. Zugabe von 125 µL der Lösung A

4. Zugabe von 1 mL der Reagenzlösung B

5. Gründlich mit einem Rührstab vermischen und nach exakt 15 min die Absorption bei 650 nm gegen einen Blind-

wert, der dest. Wasser anstatt Probe enthält, messen (Für die Messungen sind Einwegküvetten mit gleicher Ei-

genabsorption zu verwenden)

2.1.2 KOHLENHYDRATE

2.1.2.1 OPTISCHER DREHWERT KOHLENHYDRATHALTIGER LÖSUNGEN

Prinzip:

Es sind wässrige Lösungen folgender Substanzen herzustellen und im Polarimeter zu vermessen:

Glucose (10 g 100 mL-1), Fructose (5 g 100 mL-1), Saccharose (10 g 100 mL-1),

Material:

Glucose, Fructose, Saccharose, 100 mL Messkolben, Wasserbad, Thermometer

Durchführung:

Das jeweilige Monosaccharid wird auf b 2 mg genau eingewogen und quantitativ in einen 100 mL Messkolben über-

führt, gelöst, mit dest. Wasser bis kurz unterhalb des Eichstrichs aufgefüllt, gut umgeschüttelt und im Wasserbad auf

20 °C temperiert (30-60 min). Danach wird auf exakt 100 mL aufgefüllt, erneut gut geschüttelt und anschließend

das 2 dm Polarimeterrohr gemäß Vorschrift gefüllt und die Probe vermessen (Die Vorschrift liegt am Gerät aus; jeder

Teilnehmer der Gruppe sollte den Wert ablesen). Für die exakte Messung ist es notwendig, dass das Polarimeterrohr

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sauber ist und sich keine Luftblasen darin befinden. Weiterhin ist es notwendig das Rohr mit der jeweiligen Lösung

vorzuspülen!

Anhand des abgelesenen Drehwertes ist die jeweilige Stoffkonstante (bD20) zu bestimmen und mit dem Literaturwert

zu vergleichen und Abweichungen zu diskutieren!

2.1.2.2 INVERSION VON SACCHAROSE

Prinzip:

Es ist der Drehwert einer Saccharoselösung vor und nach Inversion zu bestimmen.

Material:

Saccharose, 32%ige HCl, 0,1 mol L-1 HCl, 20%ige NaOH, 0,1 mol L-1 NaOH, Phenolphthalein-Lsg.

Durchführung:

50 mL einer Saccharoselösung (10 g 100 mL-1, von Versuch 2.1.2.1) werden in einen 100 mL Messkolben pipettiert

mit 25 mL Wasser (dest.) verdünnt und mit 5 mL Salzsäure (32 %) versetzt. Anschließend wird in den Kolben ein

Thermometer eingebracht und dieser in ein auf 70 °C thermostatisiertes Wasserbad gestellt. Sobald das Thermometer

im Kolben auf genau 67 °C gestiegen ist, wird die Temperatur genau 5 min lang auf 67-70 °C im Kolben gehalten.

Der Kolben ist dabei häufig umzuschwenken. Nach der Inversion wird sofort auf 20 °C abgekühlt, das Thermometer

quantitativ abgespült, die Lösung mit wenigen Tropfen Phenolphthalein versetzt und die Säure vorsichtig zuerst durch

Zutropfen von Natriumhydroxid-Lösung (20 %ig) abgestumpft und danach mit Natriumhydroxid-Lösung (0,1 mol L-

1) neutralisiert. Alkalische Reaktion ist zu vermeiden! Sollte dennoch eine bleibende schwache Rotfärbung des Indi-

kators erfolgen, sind sofort einige Tropfen Salzsäure (0,1 mol L-1) bis zum Verschwinden der Farbe zuzugeben. An-

schließend wird der Messkolben bis zur Marke aufgefüllt. Die so erhaltene Invertzucker-Lösung wird am Polarimeter

vermessen. Da die obige Saccharose-Lösung um den Faktor 2 verdünnt wurde, ist zur Berechnung des Sollwertes 5 g

100 mL-1 einzusetzen.

Aufgabe:

Berechnen Sie die Stoffkonstante des Invertzuckers; Erläutern Sie anhand des Reaktionsmechanismus die Änderung

des Drehwertes

2.1.2.3 KONZENTRATIONSBESTIMMUNG KOHLENHYDRATHALTIGER LÖSUNGEN

Prinzip:

Die ausgegebene Lösung ist mittels Polarimetrie zu vermessen und der Gehalt der ausgegebenen Substanz in g 100

mL-1 anzugeben.

Material:

Entweder Glucose, Fructose, oder Saccharose, 100 mL Messkolben, Wasserbad, Thermometer

Durchführung:

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Der zuvor ausgestellte 100 mL Messkolben wird mit dest. Wasser bis kurz unterhalb des Eichstrichs aufgefüllt, nach

dem Lösen der Zucker gut umgeschüttelt und im Wasserbad auf 20 °C temperiert (30-60 min). Danach wird auf exakt

100 mL aufgefüllt, erneut gut geschüttelt und anschließend das 2 dm Polarimeterrohr gemäß Vorschrift gefüllt und

die Probe vermessen Danach wird das Polarimeterrohr noch zweimal erneut gefüllt und vermessen. Aus den 3 Mes-

sungen wird der Mittelwert gebildet und der Gehalt in g 100 mL-1 angegeben

2.1.3 NATÜRLICHE FARBSTOFFE

2.1.3.1 ISOLIERUNG VON CHLOROPHYLL AUS SPINAT (O. Ä.)

Prinzip: In diesem Versuch werden die wichtigsten Pigmente des Photosynthese-Apparates in höheren Pflanzen iso-

liert, nämlich Chlorophyll a, b und die Carotinoide. Alle diese Pigmente liegen in der Pflanzenzelle fast aus-

schließlich in Komplexen mit Proteinen vor. Das erklärt die relativ hohe Stabilität der Pigmente in der Pflan-

zenzelle im Gegensatz zur Empfindlichkeit der freien Pigmente.

Zur Isolierung macht man sich zunächst den hydrophoben Charakter der Pigmente zunutze: Pigmente sind,

im Gegensatz zu Proteinen in 80%igem Aceton löslich. Wenn das Blattmaterial also in 80%igem Aceton ho-

mogenisiert wird, so werden die Pigment-bindenden Proteine denaturiert und die Pigmente freigesetzt. Bei

der Auftrennung der verschieden Pigmente nutzt man die unterschiedliche Löslichkeit der Pigmente aus.

Material: Pflanzenmaterial (z. B. Spinatblätter, Blätter ohne Stängel und Rippen), Mörser & Pistill, 2 Scheidetrichter,

Filtertiegel od. Zentrifugenbecher, Aceton (dest.), Aceton (80%), Diethylether, gesättigte NaCl-Lösung, große

Saugflache, Büchnertrichter, kl. Saugflasche, kl. Nutsche auf Fritte (vorgekühlt, -20 °C), Küvette (Glas),

UV/Vis Photometer

Durchführung:

a) Totalextrakt

40 g Blätter werden in 160 mL Aceton (dest.) im Mörser homogenisiert (Abzug!). Das Homogenat wird im

Büchnertrichter durch Filterpapier filtriert, der Rückstand mit 25 mL Aceton (80%) nachgewaschen [Falls

eine Trübung zu sehen ist, das Filtrat 10 min bei 5000 rpm zentrifugieren und anschließend der Überstand

vorsichtig abgießen].

Ein Aliquot des Totalextraktes wird in 1:100 (oder anderer) Verdünnung (mit 80% Aceton) bei 645 und 663

nm gemessen. Der Chlorophyllgehalt berechnet sich nach:

5ℎ(& = 12,3 × ;<<= − 2,55 × ;<@AB#

,C

5ℎ(% = 20,3 × ;<@A − 4,90 × ;<<=B#

,C

Zusätzlich wird ein Spektrum von 300 bis 730 nm aufgenommen

Wenn der Gesamtextrakt gelagert werden soll, muss dies bei -20 °C im Dunkeln erfolgen (Alufolie). Ein Teil

des Gesamtextraktes ist für die DC aufzubewahren!

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b) Waschen des Totalextraktes

100 mL Gesamtextrakt werden in einem Scheidetrichter gefüllt, mit 50 mL Diethylether und so viel gesättig-

ter, wässriger NaCl-Lsg. versetzt, bis sich zwei Phasen bilden. Anschließend wird erst vorsichtig geschwenkt,

nach jedem Schwenken mit dem Hahn entlüftet und dann geschüttelt. Nach dem Auflösen der Emulsion

trennt man die Etherphase ab und bewahrt sie kühl und dunkel auf. Die wässrige Phase wird noch so oft mit

50 mL Diethylether extrahiert, bis die Etherphase praktisch farblos bleibt. Die Etherphasen werden vereinigt

und 3 mal mit je 50 mL Wasser gewaschen. Die Etherphase wird über Natriumsulfat getrocknet. Das Lö-

sungsmittel des getrockneten Filtrats wird am Rotationsverdampfer abgezogen und der Rückstand sofort in

5 mL Aceton aufgenommen (schütteln bis zur vollständigen Lösung). Ein 1:1000-Aliquot (Verdünnung gege-

benenfalls anpassen; LöM: 80% Aceton) wird spektrometrisch vermessen. Ein Teil des Extraktes ist für die DC

aufzubewahren!

c) Isolierung von Chlorophyllen (aus dem Totalextrakt)

Chlorophylle sind in einer Mischung von Aceton, Wasser und Dioxan schwerer löslich als Carotinoide und

können so von diesen abgetrennt werden.

Materialien: Scheidetrichter (250 mL), Büchnertrichter, Saugflasche, Magnetrührer, Rührfisch, Filtertigel

Chemikalien: Dioxan, Aceton (dest.), Aceton (80%)

Der Rest des Totalextraktes (aus a; ca. 80 mL), werden zuerst mit 13 mL Dioxan und dann im Eisbad unter

Rühren (Magnetrührer) tropfenweise mit Wasser versetzt, bis deutlich grüne Flocken ausfallen (ca. 6 mL

Wasser). Anschließend lässt man noch 1 h im Eisbad ohne weiteres Rühren stehen. Die Suspension wird im

Filtertigel abgenutscht, der Überstand (= Filtrat) für die DC aufbewahrt. Das Pellet (Filterrückstand) wird in

100 mL Diethylether aufgenommen. Die Lösung wird dreimal mit je 50 mL Wasser gewaschen. Zur Abtren-

nung des Restwassers in der Etherphase wird über Natriumsulfat 2 Stunden getrocknet und anschließend

der Diethylether am Rotationsverdampfer abgezogen. Die Pigmente werden in 5 mL Aceton gelöst und eine

1:1000 Verdünnung (gegebenfalls anpassen) in 80% Aceton spektrometrisch vermessen.

Die Bedingungen für die DC sind: Petroleumbenzin/Isopropanol/H2O = 80/8/1. Aufsteigend in der gesättigten

Kammer entwickeln. Vergleich der Extrakte aus a), b) und c).

2.1.4 LIPIDE

2.1.4.1 EXTRAKTION DER GESAMTLIPIDE AUS VERSCHIEDENEN MATRICES

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Gesamtlipide - Extraktion nach Säureaufschluss - Methode nach Weibull-Stoldt

Prinzip:

Die Probe wird mit Salzsäure aufgeschlossen und das Fett durch Filtration abgetrennt. Der Filterrückstand wird mit

heißem Wasser neutral gewaschen, getrocknet und mit Petroleumbenzin extrahiert. Anschließend wird der lösungs-

mittelfreie, trockene Extraktionsrückstand gravimetrisch bestimmt.

Geräte und Hilfsmittel

Heizrührer, Messzylinder, 600 mL Becherglas, Uhrglas, Glastrichter (b ca. 15 cm), Faltenfilter (b ca. 27 cm), Glasstab,

Pinzette, Wasserbad (siedend), Extraktionsapparatur nach Soxhlet (150 mL) mit 250-mL-Rundkolben (Schliff NS 29)

und Rückflusskühler, Extraktionshülsen (z.B. Fa. Schleicher & Schüll Nr. 603), Watte: fettfrei, Siedesteinchen

Chemikalien:

Salzsäure: etwa 25 %ig, d (20 °C) = 1,22-1,24 g mL-1, pH-Papier, Petroleumbenzin 40 – 60 °C, Seesand

Untersuchungsmaterial:

Verschiedene Lebensmittel

Durchführung: (nach Matissek)

Ein 250 mL Rundkolben wird mit einigen wenigen Siedesteinchen versetzt, bei 103 °C getrocknet (1 h) im Exsikkator

abgekühlt (30 min) und anschließend auf 1 mg genau gewogen (Leergewicht des Kolbens, m1)

Die Probeneinwaage (E) richtet sich nach dem zu erwartenden Fettgehalt, sollte aber zwischen 0,5 und 1,5 g Fett-

ausbeute betragen (siehe Tabelle). Die Probe wird auf b 1 mg genau in das Becherglas eingewogen, mit dest. Wasser

auf etwa 100 mL ergänzt, mit 100 mL Salzsäure und einigen Siedesteinchen versetzt, mit einem Glasstab zur Verhin-

derung der Klumpenbildung umgerührt und mit einem Uhrglas bedeckt. Die Aufschlussflüssigkeit wird unter gele-

gentlichem Umrühren (Glasstab) zum Sieden erhitzt und je nach Produkt 30-60 min lang am schwachen Sieden

gehalten. Dabei ist insbesondere darauf zu achten, dass sich keine Probenteilchen an der Glaswandung festsetzen

und das Volumen der Flüssigkeit in etwa konstant bleibt. Danach werden ca. 100 mL heißes Wasser zugefügt und die

Aufschlussflüssigkeit quantitativ durch ein vorher angefeuchtetes Faltenfilter filtriert. Der Rückstand und v.a. das

Filter werden sorgfältig vom Rand her unter gleichzeitigem Nachspülen von Uhr- und Becherglas so lange gewaschen,

bis das Waschwasser neutral reagiert (sehr wichtig!, Cl--Nachweis).

Das feuchte Filter mit Inhalt wird in eine fettfreie Extraktionshülse gegeben und im Trockenschrank bei 103 b 2 °C

getrocknet (ca. 2-3 h). Zur anschließenden Extraktion wird das zum Aufschluss verwendete Becherglas mit einem

Petroleumbenzin getränkten Wattebausch (Pinzette) ausgerieben und dieser ebenfalls in die Extraktionshülse gege-

ben. Diese wird nun in die Extraktionsapparatur nach Soxhlet gebracht. Der mit wenigen Siedesteinchen versehene,

bei 103 b 2 °C getrocknete und genau gewogene Rundkolben (s.o.) wird mit einer ausreichenden Menge Lösungs-

mittel [ca. 220 mL Petroleumbenzin] befüllt und an die Apparatur angeschlossen. Während der Extraktion, die auf

dem siedenden Wasserband erfolgt und 8 h dauert, sollte sich der Extraktionsraum, also das Mittelstück der Appa-

ratur, regelmäßig durch das Heberrohr entleeren (ca. 20-30 Entleerungen).

Nach Beendigung der Extraktion wird das Lösungsmittel weitgehend abdestilliert (Rotationsverdampfer). Anschlie-

ßend wird der Kolben 1 h lang in einen auf 103 b 2 bC geheizten Trockenschrank gelegt und somit der Rückstand von

den letzten Lösungsmittelresten befreit. Nach dem Abkühlen im Exsikkator (mind. 30 min) wird der Kolben ausgewo-

gen. Trocknen und Abkühlen werden bis zur Gewichtskonstanz wiederholt.

Richtwerte zur Einwaage:

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Erwarteter Fettgehalt in % Einwaage in g < 1 100

1-5 50-20

5-20 20-5

> 20 5-3

Auswertung:

Der prozentuale Fettgehalt F[%] wird nach folgender Gleichung berechnet:

-G%I =,� −,�

�× 100

mit:

m1 = Leerer, getrockneter Rundkolben (mit Siedestein) in g

m2 = Rundkolben mit Fett nach der Trocknung in g

E = Probeneinwaage in g

2.1.4.2 CHARAKTERISIERUNG DER LIPIDPHASE MITTELS GC

Prinzip:

Durch Umesterung der Glycerole mittels Natriummethylat werden die Fettsäuren in ihre Methylester überführt. Die

so hergestellten Fettsäuremethylester werden gaschromatografisch identifiziert und die prozentuale Verteilung der

Fettsäuren im eingesetzten Fett wird bestimmt.

Geräte und Hilfsmittel:

4 mL Probenfläschchen mit Schraubdeckel und teflonbeschichtetem Septum.

Trockenschrank (50 °C)

Gaschromatograf (nach Absprache mit Assistenten)

Chemikalien:

� Hexan,

� 1%ige Natriummethylat-Lösung (hergestellt aus Natriummethylat 30 %ig durch Verdünnung mit Methanol)

im Kühlschrank aufzubewahren! (Bei Auftreten von Trübungen ist die Lösung als unbrauchbar zu verwer-

fen!),

� Referenzgemisch mit Fettsäuremethylestern zur gaschromatografischen Identifizierung der in den Proben

enthaltenen Fettsäuren

Untersuchungsmaterial:

Fett aus der Soxhlet-Extraktion.

Durchführung:

Ca. 100 mg Untersuchungsmaterial werden in das Probenfläschchen eingewogen, 1,0 mL Hexan zugegeben, das

Fläschchen verschlossen und das Fett durch Schütteln in Lösung gebracht.

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Dann werden 1,0 mL Natriummethylatlösung zugegeben und das verschlossene Fläschchen während 30 Minuten auf

50 °C im Trockenschrank erwärmt.

Nach Abkühling der Proben wird die vollständige Phasentrennung abgewartet.

Die Hexanphase wird mit einer Pasteurpipette vorsichtig abgenommen (muss nicht quantitativ sein, auf Wasserfrei-

heit achten‼) und in ein neues Probenfläschchen gefüllt, dann wird die Hexanphase ca. 1:100 verdünnt (Eppendorf-

pipetten verwenden: 20 µL Probe + 1980 µL Hexan).

0,5 µL dieser verdünnten Lösung werden in den Gaschromatografen injiziert.

(Die gaschromatografische Analyse der Probe wird vom Assistenten durchgeführt, der die Chromatogramme zur Aus-

wertung an Sie weiterreicht)

2.2 SYNTHESEN

Wenn nicht anders angegeben, sind sämtliche Arbeitsvorschriften im Organikum nachzulesen!

Die Synthesen sind von jedem Praktikanten alleine durchzuführen (nur Naturstoffanalytikversuche sind Gruppenver-

suche!)!

Kochpunkte, Festpunkte, Brechungsindizes und IR-Vergleichsspektren sind dem Praktikumsordner zu entnehmen

(steht aus!)

2.2.1 DARSTELLUNG VON CARBONSÄUREESTERN

Fest anfallende Ester werden umkristallisiert (Vorgehensweise auch im Organikum/Hünig nachzulesen; siehe 1.1.4.1)

und die Reinheit der Verbindung durch die Bestimmung des Festpunktes überprüft.

Flüssig anfallende Ester werden durch Destillation gereinigt. Dabei sind der Kochpunkt und -druck zu notieren sowie

der Brechungsindex (vor und nach der Destillation) zu bestimmen. Bei hochsiedenden nicht festen Estern, Kp760 > 210

°C ist eine Destillation mit den zur Verfügung stehenden Mitteln nicht möglich. Die Reinheit der Verbindung durch

den Brechungsindex dokumentiert.

2.2.1.1 SÄUREKATALYSIERTE VERESTERUNG VON CARBONSÄUREN

Darzustellende Ester:

Salicylsäuremethylester, Benzoesäureethylester, Adipinsäure-diethylester, Bernsteinsäurediethylester, 2-Methylpro-

pansäuremethylester, 2-Methylbutansäuremethylester, 2-Methylpropansäureethylester, 2-Methylbutansäureethyl-

ester, Zimtsäuremethylester, Propansäure-n-butylester, Pentansäure-n-butylester, Ameisensäure-n-hexylester.

Chemikalien:

Salicylsäure, Benzoesäure, Adipinsäure, Bernsteinsäure, 2-Methylpropansäure, 2-Methylbutansäure, Zimtsäure, Pro-

pansäure, Pentansäure, Ameisensäure, Methanol, Ethanol, n- Butanol*, n-Hexanol*, konz. Schwefelsäure, Diethyl-

ether, konz. Sodalösung, Calciumchlorid, Phthalsäurediethylester, Pentan, Molybdatophosphorsäure.

* Diese Alkohole sind bereits über Molekularsieb getrocknet.

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Reaktionsapparatur, (Vakuum-)Destillationsapparatur, Ölbad, 250 mL Rundkolben, 250 mL Scheidetrichter, Memb-

ranpumpe, Büchnertrichter, Filterpapier, Wasserstrahlpumpe, Heizrührer, Trockenrohr

Durchführung Esterdarstellung:

0,2 mol Carbonsäure (bei Dicarbonsäuren 0,1 mol) und 1 mol des betreffenden absoluten Alkohols werden mit 0,04

mol konz. Schwefelsäure versetzt und 5 h Stunden unter Rückfluss und Feuchtigkeitsausschluss gekocht. Danach wird

die Hauptmenge des überschüssigen Alkohols über eine Vigreux-Kolonne abdestilliert (Vorsicht, Rückstand nicht

überhitzen!) und der Destillationsrückstand in die 5fache Menge Eiswasser gegeben. Man trennt die organische

Schicht oder die Kristalle ab. Im Fall von flüssigen Estern wird die wässrige Phase noch dreimal mit je 30 mL Diethyl-

ether extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen werden mit konz. Sodalösung entsäuert, mit Wasser neutral

gewaschen, über Natriumsulfat getrocknet, der Ether abgezogen (bei Estern mit einem Kochpunkt < 80 °C muss eine

Vigreux-Kolonne verwendet werden) und der Ester destilliert. Ester mit einem Kochpunkt oberhalb von 150 °C müssen

einer Vakuumdestillation unterzogen werden. Ester mit einem Kochpunkt über 80 °C können (je nach Kochpunktsdif-

ferenz zwischen Alkohol und Ester) mit einer Vigreux-Kolonne und / oder Claisenbrücke destilliert werden.

2.2.1.2 ESTERSYNTHESE:

A) AZEOTROPE DESTILLATION

B) UMESTERUNG


Benzoesäureethylester, Benzoesäure-n-propylester, Benzoesäure-n-butylester L-Weinsäuredi-n-propylester, Bern-

steinsäuredi-n-propylester

Chemikalien:

Benzoesäure, Benzoesäuremethylester, L-Weinsäure, Bernsteinsäure, Ethanol, n-Propanol, n-Butanol, konz. Schwe-

felsäure, Toluol als Wasserschlepper, wässrige Hydrogencarbonatlösung (5 %ig).


Reaktionsapparatur mit Wasserabscheider, (Vakuum-) Destillationsapparatur, Ölbad, 100 mL Rundkolben, 250 mL

Scheidetrichter, Membranpumpe, Heizrührer

Durchführung:

a) 0,2 mol der Carbonsäure (bei Dicarbonsäuren 0,1 mol) wird mit 0,35 mol Alkohol (braucht nicht völlig wasserfrei zu sein), 1 g konz. Schwefelsäure und 30 mL Toluol versetzt und am Wasserabscheider unter Rückfluss erhitzt, bis

sich kein Wasser mehr abscheidet. Zu Beginn der Destillation wird das Wasser aus den Edukten abdestilliert erst

danach läuft die Reaktion an und es bildet sich Reaktionswasser. Nach Beendigung der Reaktion lässt man abkühlen

und wäscht die Schwefelsäure mit Wasser, wässriger Hydrogencarbonatlösung und nochmals mit Wasser aus. Dann

wird der Schlepper (Toluol; 110,8 °C) und überschüssiger Alkohol (Propanol; 97 °C) abdestilliert. Der Schlepper nimmt

zugleich die Reste des Waschwassers mit.

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Das Azeotrop Toluol (80%) Wasser (20%) siedet bei 84,1 °C; das Azeotrop n-Propanol (51,2%) und Toluol (48,8%)

siedet bei 92,5 °C und weist in dieser Zusammensetzung einen Brechungsindex von n = 1,440927 auf. Die Weinsäu-

reester lassen sich unter den gegebenen Bedingungen nicht destillieren.

b) 0,2 mol Benzoesäuremethylester wird mit 0,35 mol des entsprechenden Alkohols und 1 g KOH unter Rückfluss (Vigreux-Kolonne) erhitzt, so dass das freigesetzte Methanol ständig -jedoch nicht der höhere Alkohol- abdestilliert

wird. Nach Beendigung der Reaktion (b 0,2 mol Methanol) werden evtl. noch vorhandene Methanolreste zusammen

mit dem Überschuss des höheren Alkohols abdestilliert (ohne Vigreux-Kolonne), danach lässt man abkühlen, gibt 30

mL Diethylether zu und wäscht das KOH mit jeweils 30 mL Wasser, verd. HCl und nochmals mit Wasser aus. Nach

Trocknung über Natriumsulfat wird der Ether abgezogen und die Ester destillativ (Vakuumdestillation) aufgereinigt.

2.2.1.3 VERESTERUNG VON ALKOHOLEN MIT HILFE VON ESSIGSÄUREANHYDRID


Essigsäure-n-hexylester, Essigsäure-n-heptylester, Essigsäure-cyclohexylester, Essigsäure-tert.-butylester, Acetylsa-

licylsäure, Essigsäurecinnamylester

Chemikalien:

Frisch destilliertes Essigsäureanhydrid, Hexanol, Heptanol, Cyclohexanol, tert. Butanol, Salicylsäure, Zimtalkohol (Aus-

gabe), konz. Schwefelsäure, Diethylether, wässrige Sodalösung, getrocknetes Natriumsulfat, Molekularsieb.


Reaktionsapparatur, Destillationsapparatur, Wasserbad, 50 mL Rundkolben, 250 mL Scheidetrichter, Membranpumpe,

Büchnertrichter, Filterpapier, Wasserstrahlpumpe, Heizrührer, Heizpilz

Durchführung:

In einem ersten Schritt ist Acetanhydrid (Kp.: 140 °C) frisch zu destillieren (Claisenbrücke). Wasserfreie Alkohole

werden durch Trocknung über Molekularsieb erhalten und stehen bereits aus.

Fest anfallende Ester werden umkristallisiert (Vorgehensweise auch im Organikum/Hünig nachzulesen; siehe 1.1.4.1)

und die Reinheit der Verbindung durch die Bestimmung des Festpunktes überprüft.

Flüssig anfallende Ester werden durch Destillation gereinigt. Dabei sind der Kochpunkt und -druck zu notieren sowie

der Brechungsindex (vor und nach der Destillation) zu bestimmen. Bei hochsiedenden nicht festen Estern, Kp760 > 210

°C ist eine Destillation mit den zur Verfügung stehenden Mitteln nicht möglich. Die Reinheit der Verbindung durch

den Brechungsindex dokumentiert.

0,1 mol frisch destilliertes Acetanhydrid und 0,1 mol des betreffenden wasserfreien Alkohols werden in einem 100

mL Rundkolben mit aufgesetztem Rückflusskühler und Calciumchloridrohr mit 1 Tropfen konz. Schwefelsäure (im

Falle von Essigsäurecinnamylester mit einem Tropfen Eisessig; im Falle von Essigsäure-tert.-butylester nimmt man

0,03g wasserfreies ZnCl2 statt H2SO4 als Katalysator und setzt vor der Destillation eine Spatelspitze KHCO3 zu) ver-

setzt. Sobald die exotherme Reaktion nachlässt, erwärmt man noch 2 h auf dem siedenden Wasserbad. Nach dem

Abkühlen wird in etwa 50 mL Eiswasser gegossen. Fest ausfallende Ester filtriert man ab und kristallisiert um. Flüssige

Ester werden abgetrennt und die wässrige Schicht noch zweimal mit Diethylether extrahiert. Die vereinigten organi-

schen Phasen werden mit Sodalösung entsäuert, mit Wasser gewaschen und über Natriumsulfat getrocknet. Dann

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destilliert man das Lösungsmittel ab und reinigt den Ester durch Destillation. Ester mit einem Kochpunkt oberhalb

von 150 °C müssen einer Vakuumdestillation unterzogen werden. Ester mit einem Kochpunkt über 80 °C können mit

einer Claisenbrücke destilliert werden.

2.2.2 C-C-KNÜPFUNGEN - ALDOLREAKTIONEN

2.2.2.1 ALDOLISIERUNG ALIPHATISCHER ALDEHYDE

Darzustellende Verbindungen: 3-Hydroxy-2-methyl-pentanal, 3-Hydroxy-2-ethyl-hexanal

Chemikalien:

n-Propanal, n-Butanal, Diethylether, 15 % methanolische Kalilauge, Eisessig, getr. Natriumsulfat


100 mL Zweihalskolben, Magnetheizrührer mit Rührfisch, Innenthermometer, Scheidetrichter, großes Becherglas zur

Wasserkühlung, Heizpilz, Claissenbrücke, Messpipette.

Durchführung:

In einem 100 mL Zweihalskolben mit Innenthermometer auf einem Magnetrührer legt man 0,2 mol des betreffen-

den frisch destillierten Aldehyds in 15 mL Diethylether vor und fügt unter Kühlung im Eisbad sehr langsam 0,004

mol 15 %ige methanolische Kalilauge (1,5 mL) zu, wobei die Innentemperatur bei 10 - 15 °C zu halten ist (abmes-

sen, mit einer Pipette langsam und vorsichtig zutropfen!). Anschließend wird noch 1,5 h bei Raumtemperatur ge-

rührt. Man neutralisiert sorgfältig mit der äquimolaren Menge Eisessig (pH-Wert überprüfen), schüttelt 3 x mit 20

mL Wasser aus, trennt dadurch vom Kaliumacetat ab und trocknet die Etherphase über Nacht mit Natriumsulfat.

Der Ether wird im Vakuum abgezogen.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch Bestimmung des Brechungsindex des Produktes!

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2.2.2.2 ALDOLISIERUNG ALIPHATISCHER ALDEHYDE MIT KETONEN

Darzustellende Verbindungen:

4-Hydroxy-pentan-2-on, 4-Hydroxy-3-methyl-pentan-2-on, 4-Hydroxy-heptan-2-on

Chemikalien:

Acetaldehyd, Propanon (Aceton), Butanon, Butanal, Diethylether, 15 % methanolische Kalilauge, Eisessig, getr. Nat-

riumsulfat


100 mL Zweihalskolben, Heizrührer, Tropftrichter, Thermometer, Scheidetrichter, Becherglas (Wasserkühlung).

Durchführung:

In einem 100mL Zweihalskolben mit Innenthermometer auf einem Magnetrührer legt man 0,2 mol des betreffenden

frisch destillierten Ketons vor und fügt 0,006 mol methanolischer Kalilauge zu. Besitzt das Keton mehr als eine re-

aktionsfähige Methylen- bzw. Methylgruppe, so verwendet man 0,6 mol des Ketons. Unter gutem Rühren und Küh-

len mit Wasser wird 0,2 mol des betreffenden frisch destillierten aliphatischen Aldehyds in 15 mL Diethylether sehr

langsam (2 h) bei einer Innentemperatur von 10-15 °C zugetropft und anschließend noch 1,5 h bei Raumtempera-

tur gerührt. Dann neutralisiert man mit Eisessig, schüttelt 3 x mit 20 mL Wasser aus, trennt dadurch vom Kaliu-

macetat ab und trocknet die Etherphase über Nacht mit Natriumsulfat. Der Ether wird im Vakuum abgezogen.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch die Bestimmung des Brechungsindex des Produktes!

2.2.2.3 DARSTELLUNG VON ZIMTSÄURE, PERKINSCHE SYNTHESE

Chemikalien:

Frisch dest. Benzaldehyd, frisch dest. Essigsäureanhydrid, wasserfreies Natriumacetat, Pentan


Reaktionsapparatur, Ölbad, 400 mL Becherglas, Scheidetrichter, Saugflasche, Buechnertrichter, Filter, Heizpilz

Durchführung: (siehe Gattermann)

0,04 mol Benzaldehyd (Kp.: 178,1 °C), 0,06 mol Acetanhydrid (Kp.: 140 °C, beide frisch destilliert (Heizpilz), und 2 g

pulverisiertes, frisch entwässertes Natriumacetat (Trockenschrank, 103 °C über Nacht) werden in einem 50 mL

Rundkolben (mit Übergangsstück an Reaktionsapparatur anschließen) 6 h lang in einem Ölbad auf 180 °C (Badtem-

peratur) erhitzt. Dann gießt man das heiße Reaktionsgemisch in ein 400 mL Becherglas und spült mit heißem Was-

ser nach. Die Lösung wird mit 1 N Natriumhydroxidlösung auf pH 8-9 eingestellt und anschließend 3 mal mit Pen-

tan extrahiert. Die wässrige Phase wird vorsichtig angesäuert, bis Zimtsäure auskristallisiert. Die Kristalle werden

abfiltriert, getrocknet und anschließend in Wasser umkristallisiert

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch die Bestimmung des Festpunktes!

2.2.2.4 DURCHFÜHRUNG DER KNOEVENAGEL-DOEBNER-KONDENSATION

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3-(4´-Hydroxy-3´-methoxyphenyl)-propensäure (Ferulasäure), 3-Phenylpropensäure (Zimtsäure), 3-(4´-Methoxyphe-

nyl)-propensäure (p-Methoxyzimtsäure)

Chemikalien:

Propandisäure (Malonsäure), Benzaldehyd, 4-Methoxybenzaldehyd (Anisaldehyd), 4-Hydroxy-3-methoxybenzaldehyd

(Vanillin), trockenes Pyridin, Piperidin, Eis, konz. Salzsäure, getr. Natriumsulfat.


Reaktionsapparatur, Scheidetrichter, Saugflasche, Buechnertrichter, Filter, Heizrührer

Durchführung:

In einem 100 mL Rundkolben löst man 0,12 mol Malonsäure in 18 mL trockenem Pyridin und fügt nach Abklingen

der schwach exothermen Reaktion 0,1 mol des betreffenden Aldehyds und 0,01 mol Piperidin zu. Dann wird unter

Rückfluss bis zum Aufhören der Kohlendioxid-entwicklung auf dem Wasserbad erwärmt. Nach dem Abkühlen gießt

man auf Eis/konz. Salzsäure, um das Pyridin und Piperidin herauszuwaschen. Dafür wird Brucheis mit einem Über-

schuss HCl versetzt und das Syntheseprodukt oben aufgegeben. Scheidet sich dabei die Carbonsäure fest ab, lässt

man zur Vervollständigung der Kristallisation einige Stunden im Eisbad (Kühlschrank)stehen und saugt dann ab.


2.2.2.5 DARSTELLUNG VON 4-METHYL-7-HYDROXY-CUMARIN

Chemikalien:

Frisch dest. 3-Oxobutansäureethylester (Acetessigester), 1,3-Benzendiol (Resorcin), saurer Kationentauscher (Amber-

lite IR-120), Ethanol, 50 bzw. 70 %iges Ethanol.


Reaktionsapparatur, Destillationsapparatur, Magnetrührer, Rührkern, Ölbad, Saugflasche, Buechnertrichter, Filter, Va-

kuumexsikkator, Abdampfschale


80 mmol frisch destillierter Acetessigester (Kp.: 180,4 °C, Heizpilz), 8,0 g Resorcin und 9 g saurer Kationentauscher,

Amberlite IR-120 in der H+-Form (im Vakuum bei RT über Nacht gut getrocknet), werden unter Rühren auf 140 °C

erwärmt. Nach einigen Minuten tritt eine mäßige bis heftige Reaktion unter Abspaltung von Ethanol ein, der Ansatz

kann nach weiteren fünf Minuten erstarren. Man hält weitere 20 min bei 150 °C und löst nach dem Abkühlen das

auskristallisierte Produkt mit heißem Alkohol unter Aufkochen. Die alkoholischen Filtrate werden zur Trockene ver-

dampft, der Rückstand wird dünnschichtchromatografisch untersucht und anschließend wird der Rest mit wenig

kaltem 50 %igem Alkohol zerrieben und abgesaugt.


2.2.3 REDOXREAKTIONEN

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2.2.3.1 BRAUNSTEIN-OXIDATION VON 3-PHENYLPROP-2-EN-1-OL (ZIMTALKOHOL)

Darzustellende Substanz: 3-Phenyl-2-propenal (Zimtaldehyd)

Chemikalien:

3-Phenylprop2-en-1-ol (Zimtalkolhol), spektroskopisch reiner Diethylether, Diethylether (reinst, ohne BHT/BHA), ak-

tivierter Braunstein, Kieselgel


50 mL Rundkolben, Magnetrührer, Wasserbad, Büchnertrichter, Rotationsverdampfer, UV-VIS-Spektrometer (scan-

nend), Quarzglasküvetten, 50 µL, 100 µL Eppendorfpipette, Korkstopfen


In einem 50 mL Rundkolben, der mit einem Korkstopfen lose verschlossen ist, rührt man die Lösung von 20 mmol

Zimtalkohol (Reinheit durch UV-Spektrum überprüfen, evtl. umkristallisieren) in 20 mL spektroskopisch reinem Diet-

hylether mit Hilfe eines Magnetrührstabes mit 12 g aktiviertem Braunstein. Zur Dämpfung der Wärmetönung wird

von außen mit Wasser von Raumtemperatur gekühlt. Nach 20 min kann die Reaktion praktisch beendet sein, je

nach Aktivität des Braunsteins. Zur Vervollständigung rührt man noch 2 h weiter, filtriert dann über eine mit Diet-

hylether (reinst) aufgeschlämmte Schicht Kieselgel (ca. 2 cm) im Büchnertrichter, wäscht mit reichlich Diethylether

(reinst) nach und dampft das Filtrat am Rotationsverdampfer ein (IR-Spektrum aufnehmen!).

Der Verlauf der Oxidation lässt sich besonders gut UV-spektroskopisch verfolgen. Dazu pipettiert man einmal vor dem

Zusatz des Braunsteins und dann nach 10, 20 und 60 min sowie nach Beendigung der Reaktion (nach ca. 2 h, aber

vor der Filtration!) je 0,05 mL der Lösung ab, verdünnt mit optisch reinem Diethylether auf 10 mL, nimmt von der

verdünnten Lösung mit einem frischen Pipettenaufsatz 0,1 mL ab und verdünnt diese auf 20 mL. Die so erhaltene

Lösung (gegebenenfalls auch andere Verdünnung) kann in die UV-Küvette gefüllt und zwischen 320 und 220 nm

vermessen werden.

Der Verlauf der Oxidation wird am Fotometer verfolgt. Die Reaktion ist beendet, wenn die UV-Bande bei 252 nm

durch eine Bande bei 282 nm vollständig ersetzt wird. Im Protokoll sind sämtliche UV-Spektren aufzuführen.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch Bestimmung von Brechungsindex und Aufnahme eines IR-Spektrums!

2.2.3.2 DARSTELLUNG VON NICOTINSÄURE AUS 8-HYDROXYCHINOLIN

Darzustellende Substanzen:

Chinolinsäure und Pyridin-3-carbonsäure (Nicotinsäure).

Chemikalien:

65 %ige Salpetersäure, 8- Hydroxychinolin, Aktivkohle.

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Eisbad, 500 mL Zweihalskolben, Magnetrührer, Rührkern, Thermometer, 250 mL Becherglas, Saugflasche, Buechner-

trichter, Filter, Reagenzglas, Ölbad.


In einem 500 mL Kolben, der in einem Eisbad auf einem Magnetrührer steht, und mit einem Thermometer verbun-

den ist, werden 100 mL 65 %ige Salpetersäure vorgelegt. Unter Rühren trägt man 0,1 mol 8-Hydroxychinolin porti-

onsweise so langsam ein, dass die Temperatur zwischen 0 und 5 °C bleibt, was mind. 30 min dauert. Dann wird der

Reaktionsansatz in ein 250 mL Becherglas überführt und in einem Ölbad zur Trockene gebracht. Der kristalline

Rückstand, Chinolinsäurenitrat, wird in 100 mL kochendem Wasser gelöst, die Lösung nach Aufkochen mit wenig

Aktivkohle filtriert und im Eisbad abgekühlt. Es scheidet sich langsam (am besten über Nacht im Kühlschrank auf-

bewahren) Chinolinsäure ab (1. Produkt), die abgesaugt wird. 1 g der Chinolinsäure werden im Reagenzglas in ei-

nem Ölbad von 200 °C eine Stunde lang erhitzt. Der hellbraune Rückstand (2. Produkt) wird aus wenig Wasser um-

kristallisiert und gibt weiße Kristalle. Der gesamte Versuch ist vollständig unter dem Abzug durchzuführen.


2.2.3.3 DARSTELLUNG VON CYCLOHEXEN AUS CYCLOHEXANOL

Chemikalien:

Cyclohexanol, konz. Schwefelsäure, Natriumchlorid, Natriumsulfat.


Destillationsapparatur nach Schlee, 100 mL Rundkolben, Ölbad, Scheidetrichter, Heizrührer

Durchführung:

0,2 mol Cyclohexanol und 0,02 mol konz. Schwefelsäure werden in einem 100 mL Rundkolben mit aufgesetzter Des-

tillationsapparatur nach Schlee auf dem Ölbad (155-160° C) für 2,5 h erhitzt. Danach bricht man die Reaktion ab.

Das Destillat versetzt man mit Natriumchlorid, solange dieses noch in Lösung geht. Dann trennt man das Cyclohexen

(evtl. nach Phasentrennung im Scheidetrichter) ab und destilliert nach dem Trocknen mit Natriumsulfat.


2.2.3.4 DARSTELLUNG VON CYCLOHEXAN-1,2-DIOL AUS CYCLOHEXEN

Chemikalien:

98-100 %ige Ameisensäure (Konzentration beachten!), 30 %iger Wasserstoffperoxid, Cyclohexen, 20 %ige Natron-

lauge, konz. Salzsäure, Diethylether.


250 mL Zweihalskolben, Magnetheizrührer, 50 mL Tropftrichter mit Druckausgleich, Thermometer, Wasserbad, Rota-

tionsverdampfer, Reaktionsapparatur, Soxhlet-Apparatur.


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In einem 250 mL Zweihalskolben mit Rührkern, Tropftrichter und Thermometer erwärmt man die Mischung von 75

mL 98-100 %ige Ameisensäure mit 15,3 g 30 %igem Wasserstoffperoxid auf 35 - 40 °C (Innentemperatur). Unter

lebhaftem Rühren lässt man 12,6 mL Cyclohexen innerhalb von 15 min eintropfen, wobei man durch Außenkühlung

mit kaltem Wasser dafür sorgt, dass die Temperatur im Reaktionsgemisch nicht über 45 °C steigt! Anschließend

rührt man noch 2 h bei 40 °C; dann werden Ameisensäure und Wasser am Rotationsverdampfer bei höchstens 50

°C Badtemperatur abgezogen (Schutzbrille und Schutzschild, nur in Gegenwart eines Assistenten). Den Rückstand

versetzt man portionsweise mit 50 mL 20 %iger wässriger Natronlauge und erwärmt eine Stunde auf dem Wasser-

bad (Reaktionsapparatur). Nach dem Erkalten neutralisiert man mit starker Salzsäure und schüttelt 3 x mit 20 mL

Diethylether aus. Die vereinigten Etherphasen werden über Na2SO4 getrocknet und dann am Rotationsverdampfer

eingedampft (Produkt 1), aus Toluol umkristallisiert (Produkt 2, kurzes Trocknen bei 100 °C notwendig)


2.2.3.5 REDUKTIONEN MIT NATRIUMBORHYDRID

Darzustellende Substanzen:

3-Phenylpropenol (Zimtalkohol), 4-Hydroxy-3-methoxybenzylalkohol (Vanillylalkohol), Benzylalkohol, Benzhydrol

Chemikalien:

3-Phenylpropenal (Zimtaldehyd, Ausgabe), 4-Hydroxy-3-methoxybenzaldehyd (Vanillin), Benzaldehyd, Benzophenon,

Methanol, Natriumborhydrid, Diethylether, getr. Natriumsulfat, verd. HCl, NaHCO3-Lsg. Die Reinheit der Aldehyde ist

zu überprüfen, evtl. ist zu destillieren.


100 mL Erlenmeyerkolben, Magnetrührer, Scheidetrichter, Rotationsverdampfer, Rundkolben, Glastrichter


In die Lösung von 10 mmol Aldehyd bzw. Ketons in 8 mL Methanol gibt man unter Rühren (auf dem Magnetrührer)

portionsweise 0,8 g Natriumborhydrid und rührt noch 45 min. Danach versetzt man vorsichtig mit verd. HCl bis kein

H2 mehr entsteht und fügt 30 mL Wasser hinzu, schüttelt dreimal mit Diethylether aus, wäscht die Diethyletherphase

neutral und trocknet über Natriumsulfat. Nach Filtration zieht man am Rotationsverdampfer im Vakuum den Ether

ab.


2.2.3.6 CANNIZZARO-REAKTION DES BENZALDEHYDS

Chemikalien:

Benzaldehyd (frisch destilliert), Kaliumhydroxid-Plätzchen, Diethylether, Natriumhydrogen-sulfitlösung (40 %), halb-

konz. Sodalösung, Natriumsulfat, halbkonz. Salzsäure

Geräte:

100 mL Rundkolben mit Schliffstopfen NS 14, Korkstopfen, Messzylinder, Scheidetrichter, Heizpilz, Rundkolben, Clais-

senbrücke, Thermometer, Vakuumpumpe

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Durchführung: (Gattermann)

20 g Benzaldehyd (frisch destilliert) werden mit einer kalten Lösung von 18 g Kaliumhydroxid-Plätzchen in 12 mL

Wasser in einem 100-mL-Rundkolben (mit Schliffstopfen NS 14) so lange kräftig geschüttelt, bis eine bleibende

Emulsion entsteht. Diese lässt man mit einem Korkstopfen verschlossen über Nacht bei Zimmertemperatur (nicht

kälter!) stehen. Dann gibt man so viel Wasser (knapp 40 mL) zu, dass sich die abgeschiedenen Kristalle gerade lösen

(wenn man zu stark verdünnt, ist es schwer, den im Wasser löslichen Benzylalkohol vollständig zu isolieren!) und

schüttelt 5 - 6 mal mit je 40 mL Diethylether aus. Die vereinigten Etherauszüge enthalten neben nicht umgesetzten

Benzaldehyd den gebildeten Benzylalkohol; in der wässerigen Phase ist die Benzoesäure als Kaliumsalz gelöst.

Die etherische Lösung wird zweimal mehrere Minuten lang mit je 5 mL technischer Bisulfitlauge (40%ige Natrium-

hydrogensulfitlösung) kräftig durchgeschüttelt. Dann wäscht man den Ether zur Entfernung der gelösten schwefligen

Säure mit etwa 5 mL halbkonzentrierter Sodalösung (Hahn häufig öffnen!). Man trocknet mit geglühtem Natriumsul-

fat, dampft den Ether ab und destilliert den Rückstand im Vakuum.

Die wässerige alkalische Lösung säuert man mit halbkonzentrierter Salzsäure an. Die dabei ausfallende Benzoesäure

wird kalt abgesaugt und direkt aus Wasser umkristallisiert.


Die Ausbeute ist praktisch zu bestimmen und theoretisch zu berechnen.

2.2.4 DEHYDRATISIERUNGEN / ELIMINIERUNGEN

2.2.4.1 DEHYDRATISIERUNG VON SEKUNDÄREN UND TERTIÄREN ALKOHOLEN UND VON

ALDOLADDUKTEN IN GEGENWART VON SÄUREN IN FLÜSSIGER PHASE


Pent-2-en, 2-Methyl-but-2-en, Cyclohexen, Cyclopenten, 4-Methyl-pent-3-en-2-on (Mesityloxid), 2-Methyl-1,3-

butadien (Isopren)

Chemikalien:

Pentan-2-ol, 2-Methyl-butan-2-ol, Cyclohexanol, Cyclopentanol, 4-Hydroxy-4-methyl-pentan-2-on, 2-Methyl-3-

buten-2-ol, frische 85 %ige Phosphorsäure, wasserfreie Oxalsäure, getr. Natriumsulfat, 1,4-Benzendiol (Hydrochinon)


Destillationsapparatur, Ölbad, Scheidetrichter, 50 mL Rundkolben, Heizrührer

Durchführung:

20 g sekundärer Alkohole werden mit 50 % (bezogen auf die Masse des Alkohols) 85 %iger Phosphorsäure, tertiäre

Alkohole mit 20 % wasserfreier Oxalsäure oder 5 % 85 %iger Phosphorsäure versetzt. Dieses Gemisch erhitzt man in

einer Destillationsapparatur im Ölbad auf 120 - 160 °C, so dass das gebildete Olefin ständig abdestilliert (Kochpunkte

beachten!). Man achte darauf, dass nur das Olefin überdestilliert. Bei den tiefsiedenden Olefinen muss eine 20 cm

Vigreux-Kolonne verwendet und die Vorlage zusätzlich mit Eiswasser gekühlt werden. Das Destillat wird im Schei-

detrichter von der wässrigen Phase abgetrennt, mit Natriumsulfat getrocknet und redestilliert. Bei empfindlichen

Verbindungen (Diene, b,b-ungesättigte Carbonylverbindungen) gibt man zweckmäßig Polymerisationsinhibitoren (z.B.

1,4-Benzendiol [Hydrochinon]) zu und destilliert überdies bei möglichst tiefer Temperatur (evtl. unter Vakuum).

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch IR-Spektroskopie des Produktes und Bestimmung des Brechungsindex.

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2.2.5 DECARBOXYLIERUNGS- UND CARBOXYLIERUNGSREAKTIONEN

2.2.5.1 CARBOXYLIERUNG VON PHENOLEN


2,4-Dihydroxybenzoesäure, 2,4,6-Trihydroxybenzoesäure, 3,4,5-Trihydroxybenzoesäure (Gallussäure).

Chemikalien:

1,3-Benzendiol (Resorcin), 1,3,5-Benzentriol (Phloroglucinol), 1,2,3-Benzentriol (Pyrogallol), Natriumhydrogencarbo-

nat, 37%ige Salzsäure, Aktivkohle.


Reaktionsapparatur, Wasserbad, Tropftrichter, Tropftrichterverlängerung, Saugflasche, Buechnertrichter, Filter, hohes

1 L Becherglas, Ölbad, Heizrührer.


In einem 250 mL Rundkolben mit Rückflusskühler werden 0,08 mol der phenolischen Substanz, 0,5 mol Natriumhyd-

rogencarbonat und mind. 100 mL Wasser 2 h auf dem siedenden Wasserbad erwärmt und dann im Ölbad bis alles

gelöst ist zum Sieden erhitzt. Nach dem Erkalten gießt man den Kolbeninhalt in ein hohes Becherglas und säuert die

dunkelbraune Lösung durch langsame Zugabe von 45 mL konz. Salzsäure mit einem Tropftrichter an, dessen Rohr auf

den Boden des Becherglases mündet. Dabei fällt das Produkt in fast farblosen Blättchen aus (pH überprüfen, <5). Man

lässt den Ansatz einige Stunden in einem locker verschlossenen Kolben im Eisbad stehen und saugt dann auf einer

Porzellannutsche ab. Nach Waschen mit eiskaltem Wasser trocknet man an der Luft. Zur Reinigung kocht man das

Rohprodukt in 35 mL Wasser mit 1 g Aktivkohle kurz auf, filtriert heiß durch einen vorgewärmten Glastrichter mit

angefeuchtetem Faltenfilter und wäscht zweimal mit je 15 mL kochendem Wasser. Nach Abkühlenlassen und mehr-

stündigem Aufbewahren im Eisbad (Kühlschrank) wird abgesaugt und das gereinigte Produkt im Exsikkator getrock-

net.


2.2.5.2 SYNTHESE VON INDIGO

Chemikalien:

o-Nitrobenzaldehyd, Aceton, 1M Natronlauge, Ethanol, Diethylether

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Reagenzglas, Saugflasche, Buechnertrichter, Filter


In einem Reagenzglas löst man 1 g o-Nitrobenzaldehyd in 3 mL Aceton, füllt auf das doppelte Volumen mit Wasser

auf und versetzt dann die klare Lösung tropfenweise mit 1N Natronlauge. Der Ansatz färbt sich unter Selbsterwär-

mung dunkelbraun und scheidet nach kurzer Zeit den Farbstoff in kristallinen Flocken aus. Man saugt nach 5 min

ab und wäscht den Rückstand erst mit Alkohol, dann mit Ether. Der so gewonnene Indigo ist besonders rein und

zeigt deutlich den typischen violetten Oberflächenglanz.

Das Produkt wird für die Färbung von Leinen benötigt und der Erfolg der Synthese dadurch überprüft.

Färbung mit Indigo

Chemikalien:

Indigo, 2 M NaOH, Natriumdithionitlösung, Leinen


Uhrglas, Glasstab, 100 mL Erlenmeyerkolben


Eine Spatelspitze Indigo wird in einer kleinen Reibschale (oder auf dem Uhrglas) mit einem Tropfen Wasser zu ei-

nem feinen Brei zerrieben, mit einem Tropfen 2 N Natronlauge deutlich alkalisch gemacht, in ein Erlenmeyerkölb-

chen gespült und unter Erwärmen auf 30-40 oC mit einem geringen Überschuss Natriumdithionit reduziert. Es ent-

steht bald eine grüngelbe, dann braunstichig gelbe Lösung, die Küpe, auf deren Oberfläche sich durch die Berührung

mit der Luft eine feine blaue Haut von Indigo, die sogenannte "Blume" bildet. Man verdünnt mit Wasser auf 25-30

mL, bringt einen vorher benetzten Leinwandstreifen in die Lösung, digeriert ihn darin einige Minuten lang mit ei-

nem Glasstab, nimmt ihn heraus, presst ihn aus und hängt ihn an der Luft auf. Schon nach 5 min ist das Tuchstück

tiefblau gefärbt.

2.2.6 BILDUNG VON CARBONSÄUREAMIDEN

2.2.6.1 SÄUREAMIDE AUS DEM AMMONIUMSALZ

Darzustellende Substanz: Acetamid

Chemikalien:

Ammoniumacetat, Eisessig.

Geräte und Glasgeräte: 100 mL Rundkolben mit aufgesetzter Claisenbrücke, Messzylinder.


0,2 mol Ammoniumacetat und 12 mL Eisessig werden mit einem Ölbad in einem 100 mL Rundkolben mit aufgesetz-

ter Claisenbrücke 5-6 h im gelinden Kochen gehalten. Man achte darauf, dass die Temperatur von 103 °C (an der

Claisenbrücke) nur wenig überschritten wird; das bei der Reaktion gebildete Wasser destilliert während der Reak-

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tion langsam ab. Danach wird die Temperatur erhöht und der Eisessig abdestilliert (Siedetemperatur: 118° C). Was-

ser und Eisessig werden zur Kontrolle in einem Messzylinder aufgefangen. Wenn etwa 16 mL übergegangen sind,

wird nochmals kurz stärker erhitzt und anschließend lässt man abkühlen.


2.2.6.2 SÄUREAMIDE AUS DEN ENTSPRECHENDEN SÄURECHLORIDEN

Darzustellende Substanzen: Acetanilid, Benzamid

Chemikalien: Anilin, Acetylchlorid, Ammoniak 5%ig, Benzoylchlorid.


50 mL Becherglas, Glasstab, Saugflasche, Buechnertrichter, Filter.


Darstellung von Acetanilid:

Zu 1 mL Anilin fügt man tropfenweise Acetylchlorid, wobei unter lebhaftem Zischen eine heftige Reaktion eintritt,

welche aufhört, sobald etwa das gleiche Volumen des Chlorids hinzugefügt ist. Unter Kühlung und Reiben mit dem

Glasstab versetzt man mit dem fünffachen Volumen Wasser, wobei sich ein reichlicher Niederschlag von Acetanilid

abscheidet. Der Niederschlag wird abgesaugt und aus wenig heißem Wasser umkristallisiert.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch die Bestimmung des Festpunktes und IR-Spektroskopie des Produktes!

Darstellung von Benzamid:

Zur Herstellung von Benzamid versetzt man 2N wässeriges Ammoniak unter Schütteln mit 1 mL Benzoylchlorid.

Fast momentan scheiden sich farblose Kriställchen flockig ab, die abgesaugt und aus Wasser umkristallisiert wer-

den.

Die Kontrolle der Synthese erfolgt durch die Bestimmung des Festpunktes und Aufnahme eines IR-Spektrums!

2.2.7 RADIKALISCHE PROZESSE

2.2.7.1 RADIKALISCHE POLYMERISATION VON STYROL

Darzustellende Substanz: Polystyrol

Chemikalien: (Di-)Benzoylperoxid (im Exsikkator über Nacht vakuumgetrocknet; Vorsicht! Explosionsgefahr), Styrol,

Xylol, Methanol

Geräte und Glasgeräte: Vakuumexsikkator, 50 ml Kolben, Rückflusskühler, Wasserbad, großer Mörser, Glasstab,

Saugflasche, Buechnertrichter, Filter

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Durchführung (S. 173 f Follmann): Das als Handelsprodukt angefeuchtet gelieferte Peroxid wird im Vakuumexsikka-

tor getrocknet; die reine Substanz darf wegen Explosionsgefahr nicht erhitzt werden! In einem kleinen Kolben wer-

den 2 g Styrol (möglichst frisch destilliert) in 10 ml Xylol (Dimethylbenzol) gelöst, mit 50 mg Benzoylperoxid ver-

setzt und 2 h im Wasserbad auf 80 °C erwärmt. Man gießt die Lösung unter Rühren in 100 ml Methanol, das sich in

einem großen Mörser befindet und zerreibt das ausgefallene Produkt, um eingeschlossenes Monomer und Xylol zu

entfernen. Das unlösliche Polystyrol wird abfiltriert, mit Methanol gewaschen und im Vakuum getrocknet.

Charakterisiert wird durch die Bestimmung des Festpunktes.

2.2.8 NUCLEOPHILE SUBSTITUTION AM GESÄTTIGTEN KOHLENSTOFFATOM

2.2.8.1 BROMIERUNG VON PRIMÄREN ALKOHOLEN MIT BROMWASSERSTOFFSÄURE

Darzustellende Substanz: Ethylbromid, Propylbromid, Isopropylbromid, Allylbromid (letztere ohne Schwefelsäure an-

setzen)

Chemikalien: Die betreffenden Alkohole, Schwefelsäure (konzentriert), Bromwasserstoff, Wasser, 40%iges wässriges

Methanol, Natriumhydrogencarbonat-Lösung (gesättigt), Natriumsulfat

Geräte und Glasgeräte: 50 ml Kolben, 250 mL Rundkolben, Rückflusskühler, Wasser- oder Ölbad (Becherglas),

Vigreux-Destillation, Scheidetrichter

Durchführung (Organikum): 0,5 mol des betreffenden primären Alkohols wird unter Kühlung zunächst mit 0,25 mol

konz. Schwefelsäure und dann mit 0,75 mol Bromwasserstoff (in Form von 48%iger konstant siedender Säure) ver-

setzt und das Gemisch zum Sieden erhitzt. Sekundäre und tertiäre Alkohole werden ohne Zusatz von H2SO4

verestert, um die Bildung von Olefinen einzuschränken.

Leicht flüchtige Alkylbromide destilliert man direkt aus dem Reaktionsgemisch ab (20-cm-Vigreux-Kolonne, abstei-

gender Kühler, Destillationsgeschwindigkeit 2 bis 3 Tropfen pro Sekunde).

Reinigung der Rohprodukte

Das Rohprodukt wird zweimal mit etwa 1/5 seines Volumens kalter konz. Schwefelsäure oder dem gleichen Volu-

men konz. Salzsäure im Scheidetrichter vorsichtig geschüttelt (Gefahr der Emulsionsbildung!), um den als Neben-

produkt entstandenen Ether herauszulösen. Man wäscht das rohe Bromid mit Wasser bzw. oberhalb 100 °C sie-

dende Alkylbromide zweimal mit je 75 ml 40%igem wässrigem Methanol. Dann entsäuert man mit Natriumhydro-

gencarbonatlösung, wäscht nochmals mit Wasser, trocknet über Natriumsulfat und destilliert über eine 20-cm-

Vigreux-Kolonne. Achtung! Bei allen Extraktionen prüfe man stets, in welcher Schicht sich das Alkylbromid befindet

Charakterisierung über IR und Brechungsindex

2.2.8.2 PHASENTRANSFERKATALYSE (PTK) ZUR DARSTELLUNG VON BENZOESÄUREESTERN

(VERGLEICHE 2.2.1.2)

Darzustellende Substanz: Benzoesäurebutylester, Benzoesäurehexylester

Chemikalien: Die betreffenden Alkylbromide, Natriumbenzoat, Aliquat 336, Wasser, Diethylether,

Natriumsulfat

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Geräte und Glasgeräte: 250 ml Mehrhalskolben, Rückflußkühler, Rührer, Wasser- oder Ölbad, Vigreux-Destillation,

Scheidetrichter

Durchführung (Organikum):

Achtung! Phenacylbromide sind stark haut- und schleimhautreizend! Im Abzug arbeiten! Schutzhandschuhe tragen!

In einem 250 mL Rundhalskolben mit Rührer und Rückflusskühler wird ein Gemisch von 0,1 mol Natriumbenzoat,

0,1 mol Alkylbromid, 5 mmol Aliquat 336 (Quarternäres Ammoniumsalz zur PTK; organische Phase, bitte Einwiegen)

und 50 ml Wasser unter intensivem Rühren 4 Stunden unter Rückfluss erhitzt. Nach dem Erkalten trennt man die

wässrige Schicht ab und wäscht zweimal mit je 30 ml Ether. Die vereinigten organischen Phasen werden mit 20 ml

Wasser gewaschen, über Na2SO4 getrocknet und destilliert.

Charakterisierung über IR und Brechungsindex.

2.2.9 AZOKUPPLUNG, AZOFARBSTOFFE

Darzustellende Substanz: Pararot (1-(4-Nitro-phenylazo)-naphth-2ol)

Chemikalien: p-Nitroanilin, b-Naphthol, halbkonz. Salzsäure, 2,5 M Natriumnitrit, Sulfamidsäure, 2 M Natronlauge,

Natriumcarbonat, Natriumchlorid, Eiswasser

Geräte und Glasgeräte: 250 ml Zweihalskolben, Eisbad, Tropftrichter, Iodidstärkepapier, Büchnertrichter, Saugfla-

sche, Woulff´sche Flasche, Thermometer

Durchführung (Organikum):

Diazotierung

In einem Zweihalskolben löst man unter Zutropfen bzw. portionsweiser Zugabe (vorher gut pulverisieren!) 0,05 mol

primäres aromatisches Amin in 22 mL halbkonz. Salzsäure, wobei die Temperatur 5 °C nicht überschreiten soll. Da-

nach wird die Lösung in einer Eis-Kochsalz-Mischung unter kräftigem Rühren schnell auf 0 °C abgekühlt und die

dem Amin äquivalente Menge einer 0,5 molaren wässrigen Natriumnitrit-Lsg. so zugetropft, dass die Temperatur

nicht über 5 °C steigt. Gegen Ende der Zugabe der Nitritlösung prüft man mit lodidstärkepapier (Tüpfeln, Blaufär-

bung) auf freie salpetrige Säure. Man gibt Nitritlösung zu, bis der Nachweis 5 Minuten nach Zugabe noch positiv

ausfällt. Überschüssige salpetrige Säure wird durch wenig Sulfamidsäure beseitigt, da sie bei weiteren Umsetzungen

stören kann. Tritt bei der Auflösung des Amins in der Säure eine Konzentrationsfällung ein oder lässt sich das Amin

nicht vollständig in das Salz überführen, diazotiert man unter Rühren in Suspension. Eine möglichst feinkristalline

Suspension erhält man durch Lösen des ausgefallenen Salzes in der Hitze und rasches Abkühlen unter intensivem

Rühren (s. oben). Da die heterogene Reaktion langsamer verläuft, ist eine gute Durchmischung notwendig.

Azokupplung

Zu einer Lösung von 0,05 mol des Phenols in 50 mL 2 N Natronlauge (die Lösung muss alkalisch sein, für jede wei-

tere saure Gruppe in der Kupplungskomponente muss eine äquivalente Menge Alkali zugesetzt werden) lässt man

bei 5 bis 10 °C die Lösung von 0,05 mol diazotiertem Amin (Darstellung s. o.) langsam unter Rühren zufließen. Man

kontrolliert den pH-Wert der Lösung mit Indikatorpapier und setzt gegeben falls weiteres Alkali in Form von Soda

zu, damit die Lösung stets alkalisch bleibt. Das Fällen des Farbstoffes wird durch Aussalzen mit Kochsalz vervoll-

ständigt. Er wird durch Waschen mit Eiswasser gereinigt und dann im Trockenschrank/Exsikkator getrocknet.

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Die Charakterisierung erfolgt über ein UV-Spektrum.

3 KURZVORTRÄGE ZUM ORGANISCH-CHEMISCHEN UND BIOCHEMISCHEN

PRAKTIKUMSTEIL (2 TAGE)

- Der Ort der Vorträge wird im Praktikum bekannt gegeben

4 LITERATUR

Sicherheitsdatenblätter http://www.eusdb.de/index.php

Chemisches Rechnen

Hillebrand U (2007) Stöchiometrie: eine Einführung in die Grundlagen mit Beispielen und Übungsaufgaben. Sprin-ger, Berlin ;Heidelberg

Latscha, H.P., und Klein, H.A. (1994) Chemie Basiswissen III-Analytische Chemie. Berlin, Heidelberg: Springer.

Nylén P, Wigren N, Joppien G, Hausen HD, Weidlein J (1996) Einführung in die Stöchiometrie, Ed 19., korr. Aufl. Steinkopff, Darmstadt

Wittenberger W (2005) Rechnen in der Chemie: Grundoperationen, Stöchiometrie, Ed 15. Aufl. Springer, Wien u.a.

Anorganik/Maßanalyse

Jander, G., Blasius, E., Strähle, J., Schweda, E., Rossi, R., und Jander, B. (2005) Einführung in das anorganisch-chemi-sche Praktikum: (einschließlich der quantitativen Analyse). Stuttgart: Hirzel, pp.XVIII, 597 S.

Jander, G., Jahr, K.F., Schulze, G., und Simon, J. (2003) Maßanalyse. Berlin u.a.: de Gruyter, pp.XII, 355 S.

Organik/Chemie für Biologen

Becker, H.G.O. (1996) Organikum. Heidelberg, Leipzig: Johann Ambrosius Barth Verlag.

Follmann, H., und Grahn, W. (1999) Chemie für Biologen. Stuttgart u.a.: Teubner, pp.298 S.

Gattermann, L., Wieland, H., Wieland, T., und Gattermann, W. (1982) Die Praxis des organischen Chemikers. Berlin u.a.: de Gruyter, pp.XVII, 763 S.

Hünig, S. (2008) Arbeitsmethoden in der organischen Chemie. Berlin: Lehmanns Media, pp.XI, 381 S. Gibt es auch kostenlos online als pdf unter: http://www.ioc-praktikum.de/methoden/skript/Arbeitsmethoden.pdf (Sehr empfehlenswertes Einstiegwerk in die Praxis der organischen Chemie!)

Hünig, S. (2007) Integriertes organisch-chemisches Praktikum (I.O.C.-Praktikum). Berlin: Lehmanns, pp.XII, 284 S. (ebenfalls Online erhältlich http://www.ioc-praktikum.de)

Matissek, R., und Steiner, G. (2006) Lebensmittelanalytik: Grundzüge, Methoden, Anwendungen. Berlin u.a.: Sprin-ger, pp.XIV, 408 S.

Schmuck C (2008) Chemie für Mediziner. Pearson Studium, München u.a.

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Tietze, L.F., und Eicher, T. (1991) Reaktionen und Synthesen im organisch-chemischen Praktikum und Forschungsla-boratorium. Stuttgart u.a.: Thieme, pp.XXX, 636 S.

Zeeck A, Grond S, Papastavrou I, Zeeck SC (2007) Chemie für Mediziner, Ed 6., völlig überarb. Aufl., 2. Nachdr. Else-vier Urban & Fischer, München u.a.

Analytik

Hesse, M., Meier, H., und Zeeh, B. (1991) Spektroskopische Methoden in der organischen Chemie. Stuttgart, New York: Thieme.

Latscha, H.P., und Klein, H.A. (1994) Chemie Basiswissen III-Analytische Chemie. Berlin, Heidelberg: Springer.

Rücker, G., Neugebauer, M., und Willems, G.G. (2008) Instrumentelle Analytik für Pharmazeuten. Stuttgart: Wissen-schaftliche Verlagsgesellschaft.

Schwedt, G., und Schreiber, J. (2007) Taschenatlas der Analytik. Weinheim: WILEY-VCH, pp.VIII, 249 S.

chemisches grundpraktikum für den studiengang bachelor biologie

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