Biología del Amarillamiento Letal del Cocotero

Delimitación del Fitoplasma del Amarillamiento Letal del Cocotero en Torreón, Coahuila. Mayo de 2016

Clasificación taxonómica Dominio: Bacteria Phylum: Tenericutes Clase: Mollicutes Orden: Archoleplasmatales Familia: Archoleplasmatales Género: Candidatus Phytoplasma Especie: Candidatus P. palmae.

INTRODUCCIÓN

Myrie WA

Hogenhout et al., 2008

Palm lethal yellowing

Lethal yellowing

Coconut lethal yellowing

Texas Phoenix decline

Texas Phoenix palm decline

Date palm lethal decline

Washingtonia palm decline

Yucatan coconut lethal yellows

Coconut lethal disease

Coconut lethal decline

Carludovica palmata yellows

Coyol palm decline

Coconut leaf yellowing Myrie WA

Nombres comunes:

Palm lethal yellowing phytoplasma

Distribución Mundial del Amarillamiento Letal del Cocotero

EPPO, 2016

Norteamérica: • USA • México

Centroamérica : • Antigua y Barbuda • Belice • Islas Caimán • Cuba • Republica dominicana

África: • Mozambique

Centroamérica : • Guatemala • Haití • Honduras • Jamaica

VARIANTE NOMBRE COMÚN GRUPO/SUBGRUPO 16S rDNA DISTRIBUCION

A Palm Lethal Yellowing Grupo 16SrIV, Sugrupo A BZ, KY, CU, DO, GT, HT,

Coconut Lethal Yellowing (16 SrIV-A) HN, JM, MX, KN, US

B Yucatan Coconut Lethal Decline YLD Grupo 16SrIV, Sugrupo B MX (Yucatan)

Coyol Palm Decline (16 SrIV-B) HN

C Coconut Lethal Disease Grupo 16SrIV, Sugrupo C KE, TZ

(16 SrIV-C)

D

Carlodovica palmata Yellows Grupo 16SrIV, Sugrupo D MX, US,

Sabal mexicana y Pseudophoenix sargentii Decline (16 SrIV-D)

Texas Phoenix Decline

Texas Phoenix Palm Decline

Palm Lethal Decline

E Coconut Lethal Decline Grupo 16SrIV, Sugrupo E DO, JM

(16 SrIV-E)

F Washintonia robusta decline Grupo 16SrIV, Sugrupo F US

(16 SrIV-F)

Sullivan, Harrison. 2013

Arocha et al., 2013

RANGO DE HOSPEDANTES

NOMBRE CIENTÍFICO NOMBRE COMÚN NOMBRE CIENTÍFICO NOMBRE COMÚN

Acoelorrhaphe wrightii Palma Everglade o Tasiste Howea forsteriana

Acrocomia spp Palma coyol Hyophorbe verschaffeltii Palma Huso

Adonidia spp Palma adonidia Latania loddigesii Palma Latán

Aiphanes lindeniana Palma lindeniana o coyor Latania lontaroides

Allagoptera arenaria Palma de la costa Latania sp Palma Latán

Areca catechu Palma areca o catecú Livistona chinensis Chinese Fan-Palm

Arenga engleri Palma de azúcar Livistona rotundifolia Palma Escabel

Arikuryroba schizophilla Palma arikuri Maseforena spp Palma maseforena

Attalea spp Palma almedrón o cohume Nannorrhops ritchieana Palma Mazari

Borassus flabellifer Palma palmira Neodypsis decaryi Palma Triángulo

Carluvica spp Palma chidra o jipa Phoenix canariensis Palma Dactilera Canaria

Caryota mitis Palma cola de pescado Phoenix dactylifera Palma Dactilera Caryota rumphiana Palma cola de pez gigante Phoenix reclinata Palma dátil de Senegal

Caryota urens Palma cola de pez o kitul Phoenix rupicola

Chamaedorea elegans Palma pacaya o bella Phoenix sylvestris Palma dátil silvestre o Plateada

Chamaedorea scifrizii Palma pacaya Pritchardia affines Palma Abanico Kona

Chamaedorea spp Palma enana o escoba Pritchardia maideniana

Chelyocarpus chuco Palma chucco Pritchardia pacifica Palma abanico de Fiji Chrysalidocarpus cabadae Palma Cabada Pritchardia remota Palma Abanico Remota

Chrysalidocarpus lutescens Palma areca Pritchardia spp. Palma Abanico

Cocos nucifera Palma de coco Pritchardia thurstonii Palma Thuston

Copernicia alba Ravanea hildebrandti Palma Majestuosa

Copernicia spp Palma carnauba o cerca Roystonea regia Palma Real Cubana

Corypha elata Palma Talipot o Gebang Serenoa repens Palma Serenoa

Corypha taliera Syagrus schizophylla Palma Arikuy

Corypha utan Trachycarpus fortunei Palma Molino de Viento o de Jardín

Crysophila warsecewiczii Trinax radiata Palma Paja de Florida

Cyphophoenix nucele Veitchia arecina Palma Arecina

Dictyosperma album Palma Huracán o Pricesa Veitchia macdanielsii

Dypsis cabadae Veitchia merrillii Palma Manila o de Navidad

Dypsis decaryi Veitchia montgomeryana Palma de Montgomery

Elaeis guinensis Palma de aceite Veitchia spp Palma Sunshine o Manila

Gaussia attenuata Palma Puerto Rico Washintonia filifera Palma Abanico del Desierto

Gaussia maya Palma Maya Washintonia robusta Palma Washington Howea belmoreana Palmera centinela Wodyetia bifurcata

Carías-Salazar, 2006; Villalobos, 2006; OIRSA, 2010; Nair et al., 2014

MORFOLOGÍA

Son organismos polimórficos

limitados al floema de su

huésped (plantas)

El genoma de los fitoplasmas es

muy pequeño y varía entre 530

y 1350 Kb con niveles muy

bajos de guanina y citosina y

extensión de 200 a 800 µm

McCoy et al., 1983

Caída prematura de la mayoría de los frutos, independientemente de su estado de desarrollo, el cáliz presenta un color café oscuro con una apariencia húmeda.

Amarillamiento foliar, el cual inicia en el ápice de los foliolos en las hojas más bajas y más viejas y progresa hacia la base de las hojas.

DESARROLLO DE SÍNTOMAS: Etapa 1.

Edin Orozco Miranda, FAUSAC 2006; Arocha, 2013

W. Castro, 2010

Arango et al., 2011

Foliolos, frutos sanos y asintomáticos

Etapa 2. Necrosamiento apical de las

inflorescencias nuevas, la cual se puede observar al momento de que la inflorescencia emerge de la espata.

La primer inflorescencia afectada usualmente muestra necrosis parcial, pero conforme la enfermedad progresa, la necrosis apical cubre mayor superficie.

Amarillamiento foliar de las frondas progresa hacia las hojas superiores.

Edin Orozco Miranda, FAUSAC 2006; Arocha, 2013

Myrie WA

Clorosis General

Necrosis

Etapa 3. Las hojas amarillentas se tornan

de color café y se necrosan

Hoja espada (bandera) y las hojas más jóvenes se colapsan, se secan y quedan colgadas en el tronco, forman una especie de falda alrededor del tronco durante varias semanas antes de que se desprendan

Edin Orozco Miranda, FAUSAC 2006; Arocha, 2013

Hojas necróticas en forma de falda

Etapa 4. Se cae la copa completa,

se queda solo el tronco del árbol, en forma de poste de teléfono

Los árboles mueren entre 3 a 6 semanas después de que se presenta el primer síntoma

Edin Orozco Miranda, FAUSAC 2006; Arocha, 2013

Tronco sin copa

Ort

iz C

F, T

erán

N (

Terá

n-V

illan

uev

a N

, 20

14

)

DESARROLLO DE

SÍNTOMAS:

Avance de la

enfermedad

Etapa 3 y 4

Etapa 1 Etapa 1 Etapa 2

Etapa 2 Etapa 3 Etapa 3

DESARROLLO DE SÍNTOMAS:

Avance de la

enfermedad

Zizu

mb

o-V

illar

real

et

al.,

20

14

Etapa 1

Etapa 2

Etapa 2

Etapa 1-2

Etapa 2

Etapa 3

Perdomo Maldonado, 2011

Etapa 4

Myrie WA

Etapa 4

Insecto Vector:

Arango-Uribe et al., 2011; Pineda, 2011; Terán-Villanueva N, 2014

Haplaxius (Myndus) crudus

Especies hospedantes de

(Haplaxius (Myndus) crudus):

Carías-Salazar, 2006; Villalobos, 2006; Arango et al., 2011; Terán-Villanueva, 2014

Nombre científico Nombre común

Andropogon bicornis Cola de zorra

Axonocarpus compresus Pasto del alfombra

brachiaria mutica Pasto pará o Egipto

Carlodovica palmata Jipijapa

Cenchrus echinatus Cadillo tigre

Chloris petraea Barba de Judío

Chloris inflata

Cynodon dactilon Pasto Bermuda

Cynodon pleystostachyus Pasto Estrella de África

Cyperus rotundus Coquillo

Digitaria decumbens Pasto Pangola

Echinochloa colonum Pasto de Cuaresma

Fimbrystylis spathaceae Junquillo

Heliconia palmata Heliconia

Leptochloa filiformis Paja de burro

Pandanus utilis Pandanus

Panicum fasciculatum Pasto de Granadilla

Panicum laxum Pasto

Panicum máximum Pasto Guinea

Paspalum notatum Pasto Bahía

Paspalum paniculatum Paja Brava

Paspalum virgatum

Saccharum officinale Caña de Azucar

Setaria geniculta Setaria

Stenotaphrum secundatum Pasto de San Agustín

Verbena scabra Verbena

Zea mays Maíz

Cocos nucifera

Borassus flabellifer Howeia forsteriana

Phoenix canariensis Phoenix dactylifera

Latania Livistona chinensis

Levistona saribus

Phoenix sylvestris Trachycarpus fortunei

Arenga engleri Caryota mitis

Chrysalidocarpus cabadae Corypha utan

Dictyosperma album Livistona rotundifolia Phoenix reclinata

Veitchia macdanielsii Veitchia merrillii

Otros insectos Vectores:

Mpunam et al., 2000; Arocha-Rosete, Atta-Diallo y Konan-Konan 2013

Mozambique: Platacantha lutea Ghana Myndus adiopodoumensis Nzinga palmivora Tanzania: Diastrombus mkurangai Meenoplus spp

Jamaica Cedusa sp.

Haplaxius (Myndus) crudus

ASPECTOS EPIDEMIOLOGICOS: Ciclo de Vida

Ciclo de vida del Fitoplasma de la proliferación de la manzana: Oshima et al. 2011; Arango et al., 2011

2.7 días

5.5 días

2.6 días

167 d Transmisión

6-19 %

Mora y Escamilla, 2001; Weintraub, 2007; Mora-Aguilera et al., 2013

Ciclo de vida: Las ninfas y los adultos pueden transmitir fitoplasmas de manera: Persistente, una vez que lo adquieren no

lo pierden en las mudas

Propagativa, se multiplica dentro del insecto

Trasnovárica, pasa de una generación a otra a través de los huevecillos

ASPECTOS EPIDEMIOLOGICOS

Hogenhout et al., 2008

X MEDIOS DE DISPERSIÓN

Movimiento de insecto vector en palmas o en otros hospedantes

Vuelo de insecto vector

Material Vegetal Propagativo Infectado, incluyendo palmas y otras especies hospedantes (pastos)

ASPECTOS EPIDEMIOLOGICOS

Trasplante de

Palma Canaria

En América, la diseminación se estimo en 100 km/año

MEDIOS DE DISPERSIÓN

ASPECTOS EPIDEMIOLOGICOS

En América, la diseminación se estimo en 100 km/año La enfermedad se puede presentar de manera aleatoria en la primera o segunda palmera a partir del

foco de infección O se puede presentar un “salto” desde el foco inicial hasta varias kilómetros de distancia (50-100 km)

Insectos vectores arrastrados corrientes de vientos fuertes o huracanes Insectos transportados en gramíneas

Oropeza et al., 2009; Chinchilla, CM.

Pineda, 2011

EPPO, 1990; Mora y Hernández, 2005; Chinchilla, CM

DAÑOS

En 1979, había causado la muerte de 4 millones de palmas

En 2005, se estima la muerte de 7.9 millones de plantas en toda la región caribeña

FLORIDA

Probablemente Apareció en 1930 y se diagnóstico hasta 1950

Causo la muerte de del 75% de las palmas de esa región

En 1971 ya estaba presente en toda Florida

En 1983 había causado la muerte de 100 000 palmas de coco y miles de palmas de otras especies

JAMAICA

En el periodo de 1961-1981 causo la muerte de 5.4 millones de palmas de coco

MEXICO

En México, fue detectado en 1977 y oficialmente en 1982, en Islas Mujeres, Puerto, Juárez y

Cancún, de donde se extendió al resto del país.

Causo la muerte de 700 000 plantas de cocotero

M. A. Cambra, CPV-Zaragoza

Diseminación en México

Microcopia de fluorescencia

Microscopia de transmisión

Microscopia de barrido

Inmunofluorescencia

Técnica de Tinción con DAPI (4 ',6-diamino-2-fenilindol)

PCR tiempo final

PCR tiempo real

Sondas de hibridación

TÉCNICAS DE DETECCIÓN

Imágenes de Fitoplasmas. Macone, 2014

HUERTOS: RECORRIDO EN GUARDA GRIEGA

AREAS URBANAS Y SILVESTRES:

INSPECCIÓN DIRIGIDA

MUESTREO

Escala de severidad del amarillamiento letal del cocotero ( McCoy, 1983)

Categoría Grado Síntomas

Asintomático 0 Sana o asintomática

Primarios

1 Caída de frutos

2 Una inflorescencia necrótica

3 Dos o más inflorescencias necróticas

Amarillamiento

4 Amarillamiento de las hojas inferiores

5 Amarillamiento de las hojas inferiores e intermedias

6 Amarillamiento de las hojas inferiores, intermedias y superiores

Terminales

7 Hoja espada (bandera) muerta y algunas hojas pueden estar verdes

8 Hoja bandera muerta, todas las hojas amarillas ( muertas)

9 Tronco sin follaje (poste de teléfono)

TIPO DE TEJIDO A COLECTAR

Oropeza et al., 2011

Detección con mayor eficiencia

Tejidos del tronco

Hojas inmaduras

Inflorescencias

Ápice del tallo

Ápice de las raíces

Hojas intermedias

Tejido no recomendado

Hojas maduras

Tejido con síntomas avanzados de la enfermedad

MUESTREO EN TALLO

Córdova-Lara, 2000; García-Zapata, 2002; Castro-Avilés, 2010

Aserrín del tronco en CETAB

Aserrín del tronco en Bolsa de plástico

MUESTREO DE INFLORESCENCIAS Y ÁPICE DE TALLO

Córdova-Lara, 2000; Castillo-Lizardo, 2001; García-Zapata, 2002

Inflorescencia sin apertura Inflorescencia con tejido tierno Meritemo apical y hojas tiernas

Castro-Avilés, 2010

Tipos de Muestras

CETAB Bolsa de plástico Tarjetas FTA

Limpieza y desinfestación de equipo de muestreo

Castillo Lizardo, 2001

Hipoclorito de

sodio al 3%

Agua estéril Eliminación

residuos de

cloro

Eliminación de plantas enfermas (derribo e incineración) al inicio de una epidemia, y la

eliminación de árboles asintomaticos a un radio de 20 m

Replantar con palmas criollas (Alto pacifico) o híbridos tolerantes a la enfermedad

Existen variedades –híbridos resistentes ya sea cocos altos o enanos

Los cocos del Pacifico Mexicano tienen una resistencia natural a la enfermedad, debido

a la cercanía genética que tienen con los variedades del Sureste asiático

Manejo del insecto vector

• Muestreo

• Monitoreo

• Control (químico)

Manejo (eliminación) de pantas hospedantes del fitoplasma (palmas y pastos) y del

insecto vector (palmas y pastos)

ESTRATEGIAS DE MANEJO Y CONTROL

NOM-015-FITO-1995; NOM-067-FITO-1999; Mora et al., 2005

ESTRATEGIAS DE MANEJO Y CONTROL

Alto del Pacífico Mexicano Ecotipo 2: Fuente internet

Eliminación del palmeras enfermas

Desarrollo de híbridos resistentes

Establecimiento de híbridos resistentes

CONTROL CULTURAL: Eliminación de plantas enfermas

Coconut Lethal Yellowing Network, 2013

Control Genético:

Variedades resistentes

Malayo Enano Amarillo (verde y rojo)

Criollo Alto del Pacifico

Criollo Alto Nexpa, Capi = Xcaret

Criollo Alto San Luis-San Pedro, Costa Chica = Cancún

Criollo Alto Colima, Gigante = Ordax

Criollo Alto Michoacán, Felicitos = Chactemal

Criollo Alto Oaxaca, Escondido = Donaji

X

Cortázar-Ríos, 2011, 2013

Variedades resistentes

Híbrido Donají: Malayo Enano Amarillo cv. Acapulco como progenitor femenino y el criollo Alto

Pacífico cv. Escondido como progenitor masculino. México

Híbrido Chactemal: Malayo Enano Amarillo x Criollo Alto Michoacán, 85 % de tolerancia. México

Híbrido Maypan (Enano Malayo x Alto de Panamá), Jamaica

Híbrido Mapan, Costa Rica

Enanos de Ceylán, enanos de Fiji

Enano verde de Brasil

Serrano Altamirano et al., 2011

Alto del Golfo de México y Caribe

Variedades susceptibles

Alto del Pacifico Enano Malayo

Verde Rojo Amarillo

García-Zapata, 2002

Alto del Pacifico X Enano Malayo

García-Zapata, 2002

GENOTIPO TOLERANCIA ALC

Alto del Atlántico 2 %

Alto del Pacífico o Panamá 40 %

Enano Malayo Amarillo 90 %

Enano Malayo Verde 70 %

Enano Malayo Rojo 60 %

MayPan 80 %

MayJam ?

Berlín, 2001

Manejo del insecto vector

Establecimiento de Coberturas Vivas, que no son hospedantes del insecto vector Leguminosas (Pueraria

pahaseloides y Arachis pintoi) Reduce la posibilidad de

transmisión de la enfermedad (Howard, 2015)

F. W. Howard and James V. De Filippis, University of Florida

Arachis pintoi

Pueraria pahaseloides

ASPERSION DE PRODUCTOS QUÍMICOS AUTORIZADOS POR LA COFEPRIS PARA EL CONTROL DE INSECTO VECTOR

No hay registros

Se ha usado el Imidacloprid, Fipronil, Carbosulfan (Arango et al., 2011)

CAMPAÑA CONTRA EL AMARILLAMEINTO LETAL DEL COCOTERO

Control Legal: Medidas implementadas, actualmente canceladas y/o derogadas

GEF Grupo Especialista

Fitosanitario