bego collagen membrane · membran von porösem charakter multi-stratifizierter struktur mit...

01

| 0

8 2

013

BEGO Collagen MembraneCharakteristiken einer resorbierbaren Kollagen-Barrieremembran

Dokumentierter klinischer Einsatz und Key Features der BEGO Collagen Membrane

Wissenschaftlich gestützte Literatur für Dentalkonzepte

Porosität und Permeabilität versus Barrierefunktion

Highlights

CLOSE UP ThE OpEn ACCESS

01 | August 2013 | www.bego.com/closeup

Ausschnitt aus dem Implantationsareal der BEGO Collagen Membrane am Tag 15 post implantationem innerhalb des subkutanen Bindegewebes einer CD-1-Maus (Azan-Färbung, 400-fache Vergrößerung). Dr. med. Dr. med. dent. Shahram Ghanaati(Clinic of Maxillofacial and Plastic Surgery, Johann Wolfgang Goethe University, Frankfurt, Germany; Institute of Pathology, Johannes Gutenberg University, Mainz, Germany)

Informationen zum Titelbild

11



Regelhafte Volumenverluste des Alveolarkamms nach Zahnextraktionen können das Hart- und Weichge-webslager für Implantationen und damit das ästheti-sche Ergebnis kompromittieren. Das Prinzip der mem-brangeschützten Knochenregeneration (guided bone regeneration, GBR) stellt derzeit in der zahnärztlichen Praxis das häufigste Verfahren zum Knochenaufbau dar. Durch das Separieren des schnell proliferierenden Weichgewebes vom langsamer regenerierenden Hart-gewebe entsteht ein geschütztes Kompartiment, in dem verletztes oder verloren gegangenes Knochenge-webe regeneriert werden kann.Kommerziell erhältliche Barrieremembranen lassen sich anhand einiger Eigenschaften deutlich voneinan-der unterscheiden. Faktoren, wie das „Ursprungsge-webe“ und der „Herstellungsprozess“, wurden ebenso

untersucht, wie der Einfluss der Spezies, aus welcher das Kollagen gewonnen wird oder die Quervernetzungs-charakteristika. In welchem Umfang diese Faktoren maßgeblich für zum Beispiel die Biodegradationszeit einer Barrieremembran sind, wurde in diversen Studien diskutiert.Die BEGO Collagen Membrane ist eine resorbierbare Barrieremembran aus Kollagen, die den Anforderungen für den Einsatz in der gesteuerten Knochen- und Geweberegeneration entspricht und sich im klinischen Einsatz bewährt hat. Als Key Features der BEGO Collagen Membrane werden die geeignete Barriere-funktion zum Schutz von Bereichen knöcherner Regeneration, der zuverlässige Ausschluss des Weich-gewebes aus dem Regenerationsbereich und die Permeabilität für Nährstoffe angesehen.

Dr. Nina Rätscho, Abteilung Produktmanagement, BEGO Implant Systems GmbH & Co. KG, Bremen, Deutschland

Charakteristiken einer resorbierbaren Kollagen-Barrieremembran

Abstract

Inhalt 1. Einleitung: Barrieremembranen in der membran- geschützten Knochenregeneration 2

2. Dokumentierter klinischer Einsatz und Key Features der BEGO Collagen Membrane 3

3. Intelligentes Oberflächendesign 4

4. Kollagen-Membranen: Schwein oder Rind – artifiziell quervernetzt oder natürlich... 5

5. Porosität und Permeabilität versus Barrierefunktion? 6

6. Methoden 7

7. Referenzen 8

8. Anhang 11

Schlagwörter: Kollagen, Barrieremembran, Porosität, GBR, GTR

Als Systemanbieter auf dem Sektor der dentalen Implantologie etabliert BEGO Implant Systems neben Implantaten und vielfältigen prothetischen Versorgungsmöglichkeiten zusätzlich chirur-gische Konzepte und systematisch zusammengestellte Biomaterialien-Produktprogramme für Therapieverfahren zur gesteuerten Knochen- und Geweberegeneration.

Implantatprothetik

inkl. CAD/CAM

Implant prosthetics

incl. CAD/CAM

Navigierte Chirurgie

Guided surgery

BEGO Biomaterialien System

BEGO biomaterial system

Implantate &

Gewebemanagement

Implants &

Tissue management

Exkurs 1

2

CLOSE UP THE OPEN ACCESS

01 | August 2013 | www.bego.com/closeup 2

Das Prinzip der membrangeschützten Knochenregene-ration (guided bone regeneration, GBR) stellt derzeit in der zahnärztlichen Praxis das häufigste Verfahren zum Knochenaufbau dar (BOSSHARDT & SCHENK, 2010). Der biologische Mechanismus der membran-geschütz-ten Knochenregeneration oder auch gesteuerten Knochenregeneration (GBR – guided bone regenerati-on) basiert auf dem Einbringen einer Barrieremembran und dient dabei der klaren Trennung von Hartgewebe und Weichgewebe (u.a BOSSHARDT & SCHENK, 2010; ROTHAMEL et al., 2005; HÄMMERLE & LANG, 2001; HÄMMERLE & KARRING, 1998; KARRING et al., 1993; DAHLIN et al., 1988; GOTTLOW et al., 1986).Durch das Separieren des schnell proliferierenden Weichgewebes vom langsamer regenerierenden Hart-gewebe entsteht ein geschütztes Kompartiment, in das Zellen aus der knöchernen Defektumgebung einwan-dern und dort neues Knochengewebe regenerieren können (TAL et al., 2012).In der Regel wird ein Knochendefekt mit Knochen-ersatzmaterialien gefüllt und eine Barrieremembran als Abdeckung über das volumengebende Knochen-ersatzmaterial in direktem Kontakt zur benachbarten Knochenoberfläche eingebracht (BORNSTEIN et al., 2010), da die Immobilisierung am Knochen einen direkten Einfluss auf die Knochenbildung zu haben scheint (DIMITRIOU et al., 2012; AMANO et al., 2004).Im geschützten Hohlraum unter der Barrieremembran kann sich zunächst ein stabiles Blutkoagulum bilden, das als erste Matrix zur Regeneration dient.Die Anforderungen an eine ideale Membran für die GBR-Verfahren beinhalten neben der Zell-Okklusivität auch eine gute Gewebekompatibilität, einfache Appli-kations- und Gewebeintegrative Eigenschaften. Die Forderung an eine ideale Membran besteht darin, so lange intakt zu bleiben, bis die Phase der gewünsch-ten Knochenregeneration abgeschlossen ist und erst anschließend ins umgebende Weichgewebe integriert zu werden (u. a. GHANAATI, 2012; BORNSTEIN et al., 2010; SCHWARZ et al., 2008; McALLISTER & HAG-HIGHAT, 2007; HARDWICK et al., 1994; GOTTLOW, 1993).Kommerziell erhältliche Barrieremembranen lassen sich anhand einiger Eigenschaften deutlich voneinan-der unterscheiden. So sind zunächst nicht-resorbier-bare von resorbierbaren Membranen zu unterscheiden. Die Resorbierbarkeit beschreibt dabei die Eigenschaft

der Membran, im Körper des Empfängers durch phy-siologische Prozesse biodegradiert zu werden. Nicht-resorbierbare Membranen sind bioinert. Es bedarf eines chirurgischen Eingriffs, um diese nach erfolgter Regeneration zu entfernen. Neben den Belastungen eines zweiten chirurgischen Eingriffs für den Patien-

ten kann es bei der Entfernung nicht-resorbierbarerMembranen zu Verletzungen am darunterliegenden regenerierten Gewebe und dem Risiko einer folgenden krestalen Resorption des Alveolarknochens kommen (PIHLSTROM et al., 1983).Nicht-resorbierbare Membranen bieten jedoch den Vorteil einer zeitlich unbegrenzten Barrierefunktion und damit einhergehend des Ausschlusses des Weich-gewebes aus dem Bereich der knöchernen Regeneration.Resorbierbare Membranen können hingegen im Körper des Empfängers durch physiologische Prozesse biode-gradiert werden. Somit wird ein Eingriff zum Entfernen der Membran überflüssig.

1. Einleitung: Barrieremembranen in der membrangeschützten Knochenregeneration

3



Die BEGO Collagen Membrane ist als Barrieremembran für den Einsatz in Techniken der gesteuerten Knochen- und Geweberegeneration indiziert (Abb. 1). Regelhafte Volumenverluste des Alveolarkamms nach Zahnextraktionen können das Hart- und Weichgewebs-lager für Implantationen und damit das ästhetische Ergebnis kompromittieren (ROTHAMEL et al., 2010). Rothamel et al. (2010) beschreiben verschiedene Techniken zum Erhalt des Kieferkamms nach Extrak-tionen und zeigen unter anderem die Versorgung einer Extraktionsalveole mit granulärem, allogenen Kno-chenersatzmaterial und einer Perikard-Membran, die aufgrund von offener Einheilung einem deutlich be-schleunigten Resorptionsprozess unterlag. Die offene Abdeckung von Extraktionsalveolen mittels Membranstellt aufgrund der geringen Dimensionen der Defekt-größe einen Sonderfall dar (ROTHAMEL et al., 2011; ELIAN et al., 2007; FROUM et al., 2004). Ebenfalls aufgezeigt wurde der Einsatz der Perikard-Membran bukkal und krestal nach Augmentation mit einem volumenstabilen, bovinen Knochenersatzmaterial zur Versorgung eines großen, apikalen Fenestrationsdefek-tes an Zahn 26 (ROTHAMEL et al., 2010). In einer humanhistologischen Fallstudie von ROTHA-MEL et al. (2011) wurde die BEGO Collagen Membrane zur Abdeckung des faszialen Kieferhöhlenfensters und gleichzeitiger krestaler Augmentationen im Rahmen externer Sinusbodenelevation eingesetzt. Als Key Features der BEGO Collagen Membrane werden die geeignete Barrierefunktion zum Schutz von Berei-chen knöcherner Regeneration, der zuverlässige Aus-schluss des Weichgewebes aus dem Regenerationsbe-reich und die Permeabilität für Nährstoffe angesehen.

Aufgrund der morphologischen Struktur der BEGO Collagen Membrane wird eine multidirektionale Stabi-lität erreicht, die die Membran reißfest jedoch nicht dehnbar macht. Durch Hydrieren der BEGO Collagen Membrane wird eine Adhäsion an die defektumgebenden Knochen-wände erreicht. Des Weiteren verklebt die Membran nicht mit sich selbst, was die Applikation in Techniken der gesteuerten Knochen- und Geweberegeneration erleichtert.Die BEGO Collagen Membrane kann nass und trocken appliziert werden. Die Dauer bis zum vollständigen Durchdringen der Membran mit Flüssigkeit richtet sich nach der Viskosität des Mediums. Der viskose Charakter von Blut erhöht die Dauer bis zum Penetrieren der porösen, wabenartigen, inneren

2. Dokumentierter klinischer Einsatz und Key Features der BEGO Collagen Membrane

Resorbierbare Membranen bieten, anders als nicht-resorbierbare Membranen, dafür nur eine begrenzte Barrierefunktion zum Ausschluss des Weichgewebes aus dem Bereich der knöchernen Regeneration, weil die strukturelle Integrität der Membranen mit fort-schreitenden Resorptionsereignissen gebrochen wird (u. a. SCHWARZ et al., 2008).Resorbierbare Membranen aus xenogenem Kolla-gen für den Einsatz in den Verfahren der GBR sind heutzutage sehr gebräuchlich. Kollagene sind eine Protein-Superfamilie mit mehr als 20 verschiedenen Typen. Für Barrieremembranen finden die fibrillären, strukturgebenden Kollagene (Kollagen Typ I und III)

aus bindegewebigen Strukturen die breiteste Anwen-dung (SCHLEE et al., 2012; SCHWARZ et al., 2008; SCHWARZ et al., 2006a & 2006b; ROTHAMEL et al., 2005; BUNYARATAVEJ & WANG, 2001).Die BEGO Collagen Membrane ist eine resorbierbare Barrieremembran aus Kollagen für den Einsatz in der gesteuerten Knochen- und Geweberegeneration. Die Fertigung der BEGO Collagen Membranen erfolgt aus porcinem Perikard, wobei hier speziell die Schicht des Pericardium fibrosum hauptsächlich aus dichten Kollagenfibrillen besteht. Zum Schutz des Herzens vor Überdehnung sind die Eigenschaften des Perikards an diese Funktion optimal angepasst.

Abb. 1:Die BEGO Collagen Membrane ist eine resorbierbare Barriere-membran aus nativem, natürlich quervernetzten Kollagen (Pericardium fibrosum).

Freundlichst zur Verfügung gestellt von PD Dr. med. Dr. med. dent. Daniel Rothamel

8 Wochen nach Zahnextraktion zeigt sich eine nur unvollständige Heilung der Extraktionsalveolen von 13 und 14 mit bukkaler Defektausbildung.

Palatinales Einbringen einer zuge-schnittenen BEGO Collagen Membrane und Applikation von BEGO OSS S auf freiliegende Implantat-Gewinde.

Nach Rehydrierung zeigt sich eine her-vorragende Konturanpassung der BEGO Collagen Membrane zur Stabilisierung des Augmentats.

Der spannungsfreie Wundverschluss nach Periostschlitzung wird durch die geringe Membrandicke erleichtert.

Exkurs 2

4



Struktur der BEGO Collagen Membrane. Ein vorheriges Befeuchten mit steriler, wässriger Lösung kann die Dauer des Durchdringens mit Blut vermindern.Die BEGO Collagen Membrane ist charakterisiert durch eine sehr dichte Kollagenfaser-Struktur. Zudem verlaufen elastische Fasern zwischen den Fibrillen des Kollagen Typ I und sind direkt verantwortlich für die multidirektionale Stabilität der Membran (siehe zur Übersicht ROTHAMEL et al., 2012).Wie in Abb. 2 gezeigt (A, B), ist der innere Teil der Membran von porösem Charakter multi-stratifizierter Struktur mit verbindenden elastischen Fasern, die so

zur multidirektionalen Stabilität beitragen (siehe zur Übersicht ROTHAMEL et al., 2012). Während die BEGO Collagen Membrane für mindes-tens drei Monate eine zellokklusive Barrierefunktion aufrecht erhält, wird postuliert, dass die Barriere-membran für Nährstoffe permeabel ist, um eine genügende Nutrition des abgedeckten, knöchernen, regenerierenden Bereiches zu gewährleisten (siehe zur Übersicht der Eigenschaften von Kollagenen SCHLEE et al., 2012; GHANAATI, 2012; ROTHAMEL et al., 2005; LOCCI et al., 1997; HUTMACHER et al., 1996; YAFFE et al., 1984; POSTLEWAITE et al., 1978).

Durch unterschiedliche Oberflächen-Charakteristika werden Barrieremembranen modifiziert, um bestimm-te biologische Antworten zu stimulieren (DIMITRIOU et al., 2012). Neben der intramembranösen Porosität und Interkonnektivität (DIMITRIOU et al., 2012) ist das Oberflächendesign von Barrieremembranen ein modifizierbares Merkmal.Die Oberflächen-Charakteristika der BEGO Collagen Membrane wurden den zwei Gewebetypen angepasst, zwischen denen sie platziert wird (Abb. 3).Charakteristisch für die glatte Seite der BEGO Collagen Membrane (Abb. 3) stellt sich die dichte und kompak-te Struktur ohne augenfällige Zugänge zum Membran-

inneren dar. Die glatte Oberfläche orientiert sich an der Funktion der Zellokklusivität gegenüber bindegewebi-gen Zellen. Die dichte Textur der glatten Seite enthält keine Poren oder Durchtrittsperforationen, die binde-gewebigen Zellen eine Migration in den unter der Membran liegenden Raum der knöchernen Re-generation erlauben. Gleichzeitig erfüllt die BEGO Collagen Membrane durch ihre geringe Dicke die Anforderungen an eine Permeabilität für Nährstoffe, um die Nutrition des unter der Membran befindlichen Bereichs zu ermöglichen.Die raue Seite der BEGO Collagen Membrane zeigt ei-nen kompakten, aber deutlich offen-porösen Charakter

3. Intelligentes Oberflächendesign

5



mit vielfachen Verbindungen ins Innere der Membran (vergleiche Abb. 2 und Abb. 3). Der raue Oberflächen-Charakter erfüllt die Ansprüche an die Osteokonduk-

tivität und erlaubt das Einwandern von Zellen aus dem ortständigen Knochenlager (Abb. 3; C, D).

Vielfach publiziert, zitiert und heute allgemein ge-bräuchlich, ist die Verwendung von resorbierbaren Kollagen-Barrieremembranen aus den fibrillären Kollagentypen I & III in Techniken der gesteuerten Gewebe- und Knochenregeneration.In diversen Tiermodellen und verschiedenen physiolo-gischen Kompartimenten wurden Barrieremembranen implantiert und deren Einheilungscharakteristika zu unterschiedlichen Zeitpunkten ausgewertet (u. a. ROTHAMEL et al., 2012; GHANAATI et al., 2012; Van LEEUWEN et al., 2012; MOSES et al., 2008; SCHWARZ et al., 2008; TAL et al., 2008, ZUBERY et al., 2007; SCHWARZ et al., 2006a; ROTHAMEL et al., 2005; von ARX et al., 2005; ZHAO et al., 2000; SIMION et al., 1996).Die in einigen Aspekten nicht einheitlichen Ergebnisse aus diesen Studien wurden vor dem Hintergrund der unterschiedlichen Membran-Charakteristika von den Autoren diskutiert. Ein Diskussionsansatz ist die Frage,

von welcher Spezies und aus welchem Ursprungsge-webe das Kollagen gewonnen wurde. Des Weiteren ist die Abhängigkeit der Vernetzung der Kollagene ent-scheidend, wobei zwischen nativen bzw. nicht zusätz-lich quervernetzten und artifiziell eingefügten Querver-netzungen zwischen den Proteinketten der Kollagene unterschieden wird (u. a.; ROTHAMEL et al., 2012; MOURA et al., 2012; BEHRING et al., 2008; ZHENG et al., 2005; ÜNSAL et al., 1997). Resorbierbare Barrieremembranen, die aus Kollagen Typ I & III aus Schweine- oder Rindergewebe herge-stellt werden, sind heutzutage unter den xenogenen Kollagenen für den Einsatz in den Verfahren der GBR die gebräuchlichsten (BUNYARATAVEJ & WANG, 2001). Ein Vergleich der Zytotoxizität von bovinen und por-cinen Kollagen-Membranen, die nach den gleichen Parametern hergestellt wurden, auf humane mononu-kleare Zellen in Zellkultur, zeigte Unterschiede in der Zellviabilität, die letztlich auf den unterschiedlichen

Abb. 3: Die dichte, nicht- poröse Oberfläche der glatten Seite der BEGO Collagen Membrane weist keine Verbindungen ins Innere der Membran auf, die im Größenbereich von Zellen liegen (A, B). Die raue Seite der Membran zeigt eine deutlich offen-poröse Oberfläche mit komplexen, interkonnek-tierenden Verbindungen ins Innere der Membran (C, D).

4. Kollagen-Membranen: Schwein oder Rind – artifiziell quervernetzt oder natürlich – Perikard, Dermis oder Periotoneum?

BA

B

D

A

Abb. 2: REM-Aufnahme der inneren Struktur der BEGO Collagen Mem-brane. Die poröse innere Struktur der BEGO Collagen Membrane ist ähnlich einem Waben-muster angeordnet (A).

B zeigt eine Ausschnitts-vergrößerung von A, auf der die Kollagen-Fila-mente, die die einzelnen Waben stabilisieren, deutlich zu erkennen sind.

C

Histologie 8 Wochen nach Implan-tation, perfekte Gewebeintegration der BEGO Collagen Membrane ohne Entzündungsreaktion

1. Blutgefäß

2. Strukturgebendes 3D-Multilayer- Kollagennetz

3. Integration in umliegendes Gewebe, entzündungsfrei

1

2

3

Exkurs 3

6



xenogenen Ursprung der untersuchten Kollagen-Mem-branen zurückgeführt wurden. Die physiko-chemischen Charakteristika der untersuchten Membranen wurden nicht weiter beschrieben (MOURA et al., 2012).JARDELINO et al. (2010) prozessierten porcines Peritoneum unter anderem mittels mechanischer Reinigung, chemischer Behandlung, Lyophilisierung und Sterilisation. Die so aufbereiteten experimentellen Membranen wurden Mäusen subkutan implantiert. Die präsentierten Ergebnisse zeigten die Biokompati-bilität der Membranen und deren Biodegradation nach 3 Wochen. ÜNSAL et al. berichteten 1997 über das unterschied-liche Resorptionsverhalten und die ausgelöste Ge- webereaktion von unterschiedlichen humanen Barriere-membranen in einem subkutanen Implantationsmodell in Ratten. Die drei untersuchten humanen Membranen wurden mittels des gleichen Prozesses aus unter-schiedlichen Geweben hergestellt. Die beobachtete Resorptionskinetik lässt Rückschlüsse auf das Ur-sprungsgewebe und auf die damit einhergehenden späteren Eigenschaften der Barrieremembran ziehen. Porcine Kollagen-Membranen zeigten, abhängig von

der Art der Quervernetzung, zeitliche Unterschiede in ihrem Biodegradationsmuster. Somit ist die Biodegra-dation für nativ-quernetzte Membranen schneller als für chemisch quervernetzte Membranen. Es konnte weiterhin gezeigt werden, dass die Zeit der Biodegra-dation mit dem Grad der Quervernetzung zunimmt. Umgekehrt proportional zur längeren Biodegradations-periode nimmt der Grad der Gewebeintegration ab (SCHWARZ et al., 2006a; ROTHAMEL et al., 2005). Ebenfalls konnten für porcine Kollagen-Membranen unterschiedliche zeitliche Biodegradationsmuster in Abhängigkeit des Ursprungsgewebes- und Herstel-lungsprozesses gefunden werden (u. a. ROTHAMEL et al., 2012; GHANAATI et al., 2012 sowie persönliche Kommunikation). Die Faktoren „Ursprungsgewebe“ und „Herstellungs-prozess“ sind in den zitierten Studien, nach Auffas-sung des Autors, nicht zu trennen. Ob und welcher der Faktoren, wie Spezies, Ursprungsgewebe, Quervernet-zungscharakteristika und Herstellungsprozess, maß-geblich für die Biodegradationszeit ist, beziehungswei-se welcher Einfluss den einzelnen Faktoren zukommt, wird in weiteren Studien untersucht werden müssen.

DIMITRIOU et al. (2012) beschrieben für die Porosität von Barrieremembranen die Bedeutung der Porengrö-ßen. Auf der einen Seite müssen die Porendimensio-nen den Einwuchs von Bindegewebe in den abgedeck-ten Bereich der knöchernen Regeneration verhindern, auf der anderen Seite die angiogenetische Erschlie-ßung des Membrankörpers erlauben. Der dreidimensi-onale topographische Aufbau einer Barrieremembran und das Vorhandensein eines interkonnektiven Poren-systems können einen Einfluss auf die Zellokklusivität haben und die biologische Antwort verschiedener Zelltypen beeinflussen (DIMITRIOU et al., 2012).Studien, die unter anderem den zeitlichen und räum-lichen Verlauf der Angiogenese (ROTHAMEL et al., 2012; GHANAATI, 2012; SCHWARZ et al., 2008; SCHWARZ et al., 2006a; Van LEEUWEN et al., 2005; ROTHAMEL et al., 2005) kollagener Barrieremem-branen oder deren Degradationsmuster in unterschied-lichen Tiermodellen und physiologischen Komparti-menten (u. a. ROTHAMEL et al., 2012; GHANAATI et al., 2012; Van LEEUWEN et al., 2012; MOSES et al., 2008; SCHWARZ et al., 2008; TAL et al., 2008, ZUBERY et al., 2007; SCHWARZ et al., 2006a; ROTHAMEL et al., 2005; von ARX et al., 2005; ZHAO et al., 2000; SIMION et al., 1996) untersuchten, be-

schreiben verschiedene Beobachtungen (siehe Tabelle 1 und 2 im Anhang). Die Ergebnisse aus einer Reihe von Untersuchungen an einer klassischen, etablierten Kollagen-Membran (Bio-Gide®, BG) lassen die Darstel-lung unterschiedlicher Beobachtungen aus verschiede-nen experimentellen Studien-Designs zu:

Untersuchungen an einer nativ-quervernetzten, porcinen Membran eines nicht näher spezifizierten Ursprungsgewebes (BG) zeigten nach Implantation in Unterkiefer und Oberkiefer eines Beagles, eine Re-duktion der Membrandicke zwischen 2 und 4 Wochen nach Implantation (SCHWARZ et al., 2008), eine

5. Porosität und Permeabilität versus Barrierefunktion?

7



Herstellung der BEGO Collagen MembraneIn einem standardisierten, kontrollierten Reinigungs-prozess wird die BEGO Collagen Membrane aus porci-nem Perikard produziert.Das genaue Vorgehen stellt sich in Kurzform wie folgt dar: Das Perikard veterinärmedizinisch untersuchter Schweine wird extrahiert, vorsichtig gereinigt und entfettet um antigene Reaktionen zu vermeiden. Das gereinigte Kollagen des Perikards wird ohne weitere Quervernetzungen des Proteins lyophilisiert und durch

eine Ethylenoxid Gasbehandlung sterilisiert. Die BEGO Collagen Membrane ist CE-zertifiziert und in drei unterschiedlichen Größen erhältlich. Das Produkt eignet sich für eine Vielzahl von Indikationen in den Gebieten der dentalen Implantologie, Parodontologie und Mund-Kiefer-Gesichtschirurgie.

Rasterelektronen Mikroskopie (REM)Die REM wurde mit einer Beschleunigungsspannung von 20 kV durchgeführt (Camscan Series 2, Obducat

6. Methoden

1 u. a. vertrieben unter dem Handelsnamen BEGO Collagen Membrane

vollständige angiogenetische Erschließung des Mem-brankörpers und eine gute Gewebeintegration nach 2 Wochen. ROTHAMEL et al. (2012) berichteten für das gleiche experimentelle Design nach 4 Wochen über eine vollständige Vaskularisierung des Membran-körpers und nach 8 Wochen über eine nahezu vollstän-dige Degradation. Zwölf Wochen nach Implantation fanden SCHWARZ et al. (2008) und ROTHAMEL et al. (2012) eine vollständige Degradation der Membran. ZUBERY et al. (2007) implantierten die gleiche Membran ausschließlich in die Maxilla von Beagle-Hunden und berichteten über ein zu den vorherigen Studien abweichendes, zeitliches Degradationsmuster der Membran. Moderate Degradation wurde nach 16 Wochen und vollständige Degradation erst nach 24 Wochen beobachtet.Die Membran (BG) wurde ebenfalls in den Unter- und Oberkiefer von Ratten implantiert. Nach 2 Wochen wurde über die Vaskularisierung des Membrankörpers und eine milde inflammatorische Reaktion berichtet und nach 12 Wochen über eine starke Degradation der Membran (Van LEEUWEN et al., 2012).Implantation der gleichen Membran subkutan in den Rücken von Ratten zeigte nach 2 Wochen eine Vasku-larisierung des Membrankörpers sowie eine inflammatorische Reaktion rund um die Membran (ROTHA-MEL et al., 2005; ZHAO et al., 2000). Resorptive Vorgänge wurden nach 3 Wochen beobachtet (ROTHA-MEL et al., 2005). Eine Reduktion der Membrandicke und nahezu komplette Degradation nach 4 Wochen beschrieben ZHAO et al. (2000). SCHWARZ et al. (2006a) beobachteten 8 Wochen nach Implantation ebenfalls eine deutliche Degradation der Membran.Im Vergleich zu publizierten Studien an Ratten wurde bei subkutaner Implantation im Rücken von Mäusen dagegen ein zeitlich anderes Degradationsmuster der BG beobachtet. Bei Erhalt der Membrandicke und Volumenstabilität wurden 30 Tage nach Implantation

eine gute Gewebeintegrität und keine Zeichen der Degradation beobachtet. Der Membrankörper wurde auch 60 Tage nach Implantation als strukturell integer beschrieben (GHANAATI, 2012).Im Calvarium von Ratten zeigte die Membran nach 7 Wochen eine Reduktion in der Dicke des Membrankör-pers um 60% (MOSES et al., 2009). Im Calvarium von Kaninchen wurde 6 Wochen nach Implantation eben-falls über eine Reduktion in der Dicke des Membran-körpers berichtet sowie eine vollständige Degradation nach 12 Wochen (ARX et al., 2005).Die Implantation einer weiteren porcinen Membran (Perikard-Membran, PM)1 in die Mandibula und Maxilla von Beagle-Hunden zeigte im Vergleich zu der BG-Membran in der gleichen Studie eine ebenfalls gute Gewebeintegration nach 4 Wochen, jedoch eine größtenteils erfolgte Degradation erst nach über 12 Wochen (ROTHAMEL et al., 2012).Subkutan im Rücken von Ratten wurde mit der PM-Membran eine inflammatorische Antwort und eine milde Vaskularisierung abhängig von der jeweiligen Oberflächenbeschaffenheit beobachtet (unveröffent-lichte Beobachtungen, mit freundlicher Unterstützung von Shahram Ghanaati, 2012). Die Volumen- und Strukturstabilität der PM (unveröffentlichte Beobach-tungen, mit freundlicher Unterstützung von Shahram Ghanaati, 2012) stellte sich über 30 Tage vergleichbar der BG dar (GHANAATI, 2012).Bitte beachten Sie die im Anhang befindliche Zusam-menfassung der Studienergebnisse in den Tabellen 1 und 2.Die Übertragbarkeit von Ergebnissen aus Tierstudien auf den Menschen und damit die klinische Relevanz wird vielfach kritisch diskutiert (siehe zur Übersicht auch SHANKS et al., 2009; AUER et al. 2007; LIEB-SCHNER, 2004).

8



Amano Y, Ota M, Sekiguchi K, Shibukawa Y, Yamada S. Evaluation of a poly-l-lactic acid membrane and membrane fixing pin for guided tissue regeneration on bone defects in dogs. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 2004;97:155-163

Auer JA, Goodship A, Arnoczky S, Pearce S, Price J, Claes L, von Rechenberg B, Hofmann-Amtenbrinck M, Schneider E, Müller-Terpitz R, Thiele F, Rippe K-P, Grainger DW. Refining animal models in fracture research: seeking consensus in optimising both animal welfare and scientific validity for appropriate biomedi-cal use. BMC Musculoskelet Disord 2007;8:72

Behring J, Junker R, Walboomers XF, Chessnut B, Jan-sen JA. Toward guided tissue and bone regeneration: morphology, attachment, proliferation, and migration of cells cultured on collagen barrier membranes. A systematic review. Odontology 2008;96(1):1-11

Bornstein MM, von Arx T, Bosshardt DD. Eigenschaften von Barrieremembranen. In Buser D (ed) Membrange-schützte Knochenregeneration in der Implantologie, Quintessenz Verlag 2010;47-69

Bosshardt DD, Schenk RK. Biologische Grundlagen der Knochenregeneration. In Buser D (ed) Membran-geschützte Knochenregeneration in der Implantologie, Quintessenz Verlag 2010;15-46

Bunyaratavej P, Wang HL. Collagen membranes: a review. J Periodontol 2001;72:215-229

Chambrone LA, Chambrone L. Subepithelial connec-tive tissue grafts in the treatment of multiple recession- type defects. J Periodontol 2006;77(5):909-916

Dahlin C, Linde A, Gottlow J, Nyman S. Healing of bone defects by guided tissue regeneration. Plast Reconstr Surg 1988;81:672-676

Dimitriou R, Mataliotakis GI, Calori GM, Giannoudis PV. The role of barrier membranes for guided bone regeneration and restoration of large bone defects: current experimental and clinical evidence. BMC Med 2012;10:81

Elian N, Cho SC, Froum S, Smith RB, Tarnow DP. A simplified socket classification and repair technique. Pract Proced Aesthet Dent 2007;19(2):99-104

Froum S, Cho SC, Elian N, Rosenberg E, Rohrer M, Tarnow D. Extraction sockets and implantation of hydroxyapatites with membrane barriers: a histologic study. Implant Dent 2004;13(2):153-164

Ghanaati S. Non-cross-linked porcine-based collagen I-III membranes do not require high vascularization rates for their integration within the implantation bed: A paradigm shift. Acta Biomaterialia 2012;8(8):3061-3072

Gottlow J. Guided tissue regeneration using bioresorb-abale and non-resorbabale devices: initial healing and long-term results. J Periodontol 1993;64:1157-1165

Gottlow J, Nyman S, Lindhe J, Karring T, Wennstrom J. New attachment formation in the human periodontium by guided tissue regeneration. Case reports. J Clin Periodontol 1986;13:604-616

7. Referenzen

CamScan Ltd., Cambridgeshire, UK). Die Detektion von Rückstrahl- oder Sekundärelektronen wurde zur Visualisierung der Proben verwendet. Vor der Visua-lisierung wurden die Proben mit Gold bei 25 mA zur besseren Leitfähigkeit besputtert (K550, Emitech, Judges Scientific plc, West Sussex, UK). Die aufgetra-gene Gold-Schichtdicke beträgt ca. 20 nm.

Röntgen-DiffraktionDie Kristallphasenzusammensetzung der Knochener-satzmaterialien wurde mittels Röntgenbeugung (XRD, Seifert 3000; GE Inspection Technologies) gemessen.

Das Röntgendiffraktometer wurde mit einer Strom-stärke von 30 mA und einer Spannung von 40 kV mit CuKɑ-Strahlung (λ Mittelwert = 1.542 Ǻ) betrieben. Die Röntgen-Beugungsspektren wurden zwischen 5-60° bei einer Schrittweite von 0,02° und einer Haltezeit von 2 Sekunden aufgezeichnet. Alle Proben wurden vor der Analyse gemörsert. Zur Phasenidenti-fikation von Hydroxylapatit und ß-Tricalciumphosphat wurden die Röntgenbeugungsdateien (PDF) 01-084-1998 (HAp) und 01-070-2065 (ß-TCP) des Internatio-nal Centre for Diffraction Data (ICDD) verwendet

9



Hämmerle CH, Lang NP. Single stage surgery com-bining transmucosal implant placement with guided bone regeneration and bioresorbable materials. Clin Oral Implants Res 2001;12:9-18

Hämmerle CH, Karring T. Guided bone regeneration at oral implant sites. Periodontology 2000 1998;17:151-175

Hardwick P, Scantlebury TV, Sanchez R, Whitley N, Ambruster J. Membrane design criteria for guided bone regeneration of the alveolar ridge. In Buser D, Dahlin C, Schenk RK (eds). Guided Bone regeneration in Implant Dentistry. Chicago: Quintessenz 1994;101-136

Hutmacher D, Hurzeler MB, Schliephake H. A review of material properties of biodegradable and bioresorbable polymers and devices for GTR and GBR applications. Int J Oral Maxillofac Implants 1996;11:667-678

Jardelino C, Takamori ER, Hermida LF, Lenharo A, Castro-Silva II, Granjeiro JM. Porcine peritoneum as source of biocompatibke collagen in mice. Acta Cirúr-gica Brasileira 2010;25(4):332-336

Karring T, Nyman S, Gottlow J, Laurell L. Development of the biological concept of guided tissue regenera-tion – animal and human studies. Periodontol 2000 1993;1:26-35

Liebschner MAK. Biomechanical considerations of animal models used intissue engineering of bone. Biomaterials 2004; 25:1697-1714

Locci P, Becchetti E, Pugliese M, Rossi L, Belcastro S, Calvitti M, Pietrarelli G, Staffolani N. Phenotype expression of human bone cells cultured on implant substrates. Cell Biochem Funct 1997;15(3):163-170

McAllister BS, Haghighat K. Bone augmentation tech-niques. J Periodontol 2007;78(3):377-396

Moses O, Vitrial D, Aboodi G, Sculean A, Tal H, Kozlovsky A, Artzi Z, Weinreb M, Nemcovsky CE. Biodegradation of three different collagen membranes in the rat calvarium: a comparative study. J Periodontol 2008;79(5):905-911

Moura CC, Soares PB, Carneiro KF, Souza MA, Ma-galhães D. Cytotoxicity of bovine and porcine colla-gen membranes in mononuclear cells. Braz Dent J 2012;23(1):39-44

Pihlstrom BL, McHugh RB, Oliphant TH, Ortiz-Campos C. Comparison of surgical and nonsurgical treatment of periodontal disease. A review of current studies and additional results after 6 1/2 years. J Clin Periodontol 1983;10:524-541

Postlethwaite AE, Seyer JM, Kang AH. Chemotactic attraction of human fibroblasts to type I, II, and III collagens and collagen-derived peptides. Proc Natl Acad Sci U S A 1978;75(2):871-875

Rothamel D, Schwarz F, Fienitz T, Smeets R, Dreisied-ler T, Ritter L, Happe A, Zöller JE. Biocompatibility and Biodegradation of a native procine pericardium mem-brane: Results of in vitro and in vivo examinations. Int J Oral Maxillofac Implants 2012;27(1):146-154

Rothamel D, Schwarz F, Smeets R, Happe A, Fienitz T, Mazor Z, Zöller JE. Sinusbodenelevation mit einem gesinterten, natürlichen Knochenmineral. zzi | Z Zahn-ärztl Impl 2011;27(1):60-70

Rothamel D, Torök R, Neugebauer J, Fienitz T, Scheer M, Kreppel M, Mischkowski R, Zöller J. Neues aus der Welt der Kollagen-Membranen - Fisch-Technik und Angioselektivität. Z Oral Implant 2011;7(4):2-11

Rothamel D, Herrera M, Lingohr T, Karapetian VE, Fienitz T, Mischkowski R, Duddeck D, Zöller JE. Kieferkammerhaltende Maßnahmen im Rahmen von Extraktionen vor Implantatversorgung. Quintessenz 2010;61(11):1379-1389

Rothamel D, Schwarz F, Sager M, Herten M, Sculean A, Becker J. Biodegradation of differently cross-linked collagen membranes: an experimental study in the rat. Clin Oral Implants Res 2005;16:369-378

Rothamel D, Schwarz F, Sculean A, Herten M, Scher-baum W, Becker J. Biocompatibility of various collagen membranes in cultures of human PDFL fibroblasts and human osteoblast-like cells. Clin Oral Impl Res 2004;15(4):443-449

Schlee M, Ghanaati S, Willershausen I, Stimmlmayr M, Sculean A, Sader RA. Bovine pericardium based non-cross linked collagen matrix for successful root coverage, clinical study in human. Head Face Med 2012;8:6

10



Schwarz F, Rothamel D, Herten M, Wüstefeld M, Sager M, Ferrari D, Becker J. Immunohistochemical characterization of guided bone regeneration at a dehiscence-type defect using different barrier mem-branes: an experimental study in dogs. Clin Oral Implants Res 2008;19(4):402-415

Schwarz F, Rothamel D, Herten M, Sager M, Becker J. Angiogenesis pattern of native and cross-linked colla-gen membranes: an immunohistochemical study in the rat. Clin Oral Implants Res 2006a;17:403-409

Schwarz F, Sager M, Rothamel D, Herten M, Scu-lean A, Becker J. Einsatz nativer und quervernetzter Kollagen-Membranen für die gesteuerte Gewebe- und Knochenregeneration. Schweiz Monatsschr Zahnmed 2006b;116:1112-1123

Shanks N, Greek R, Greek J. Are animal models predictive for humans? Philos Ethics Humanit Med 2009;4:2

Simion M, Scarano A, Gionso L, Piattelli A. Guided bone regeneration using resorbable and nonresorbable membranes: a comparative histologic study in humans. Int J Oral Maxillofac Implants 1996;11(6):735-742

Tal H, Moses O, Kozlovsky A, Nemcovsky C. Biore-sorbable Collagen Membranes for guided Bone Rege-neration. In Tal H. (ed). Bone Regeneration. InTech 2012:111-138

Tal H, Kozlovsky A, Artzi Z, Nemcovsky CE, Moses O. Long-term bio-degradation of cross-linked and non-cross-linked collagen barriers in human guided bone regeneration. Clin Oral Impl Res 2008;19:295-302

Ünsal B, Kurti B, Özcan G, Özdemir A, Karaöz E. An investigation of resorption and tissue reaction after subcutaneous implantation of collagen based memb-rane materials in rats. Journal of Marmara University Dental Faculty 1997;2(4):609-615

Van Leeuwen AC, Van Kooten TG, Grijpma DW, Bos RR. In vivo behaviour of a biodegradable poly(trimethylene carbonate) barrier membrane: a histological study in rats. J Mater Sci Mater Med 2012;23(8):1951-1959

von Arx T, Broggini N, Jensen SS, Bornstein MM, Schenk RK, Buser D. Membrane durability and tissue response of different bioresorbable barrier membra-nes: a histologic study in the rabbit calvarium. Int J Oral Maxillofac Implants 2005;20(6):843-853

Yaffe A, Ehrlich J, Shoshan S. Restoration of periodon-tal attachment employing enriched collagen solution in the dog. J Periodontl 1984;55:623-628

Zhao S, Pinholt EM, Madsen JE, Donath K. Histolo-gical evaluation of different biodegradable and non-biodegradable membranes implanted subcutaneously in rats. J Craniomaxillofac Surg 2000;28:116-122

Zheng MH, Chen J, Kirilak Y, Willers C, Xu J, Wood D. Porcine small intestine submucosa (SIS) is not an acellular collagenous matrix and contains porcine DNA: possible implications in human implantation. J Biomed Mater Res B Appl Biomater 2005;3(1):61-67

Zubery Y, Goldlust A, Alves A, Nir E. Ossification of a novel cross-linked porcine collagen barrier in guided bone regeneration in dogs. J Periodontol 2007;78(1):112-121

11



Tabelle 1

Barriere-membran

Hersteller/ Vertrieb

Material Her-kunft

Zitat Tier- modell

Kompartiment Evaluation Referenz

[PM] – Perikard Membran, porcin

aap Biomateri-als GmbH/u.a. BEGO Implant Systems GmbH & Co KG

Kollagen Typ I & III; keine künstliche Quer-vernetzung

porcin Rothamel et al., 2012

Beagle Maxilla; Prämolare und Molare

histologisch/Zellkultur

[1]

[TD] – Perikard-Membran, bovin (Tutodent®/CopiOs®)

Tutogen Medical GmbH/Zimmer Dental Inc.

Kollagen bovin Schwarz et al., 2006a

Ratte (Wistar)

subkutan im Rücken

histologisch/ statistisch

[11]

[BG] – Bilayer-Membran, por-cin (Bio-Gide®)

Geistlich Phar-ma AG/Geistlich Biomaterials

Kollagen Typ I & III; keine künstliche Quer-vernetzung

porcin Rothamel et al., 2012


[1]

Zubery et al., 2007

Beagle Mandibula histologisch/ statistisch

[8]

Schwarz et al., 2008



[7]

von Arx et al., 2005

Kaninchen Calvarium histologisch [4]

Van Leeuwen et al., 2012

Ratte (Sprague-Dawley)

Mandibula histologisch [2]

Zhao et al., 2000

Ratte (Wistar SPF)

subkutan im Rücken

histologisch [10]

Rothamel et al., 2005

Ratte (Wistar)

subkutan im Rücken


[6]

Schwarz et al., 2006a

Ratte (Wistar)

subkutan im Rücken


[11]

Moses et al., 2008

Ratte Calvarium statistisch [9]

Ghanaati, 2012

Maus (CD1)

subkutan im Rücken

histologisch [3]

Tal et al., 2008

Human Orale Cavität histologisch [5]

Tab. 1: Aufstellung der Studien über die histologische Evaluierung verschiedener Kollagen-Membranen in unterschiedlichen Tiermodellen und unterschiedlichen physiologischen Kompartimenten Angegeben sind die verschiedenen untersuchten Mem-branen, deren Ursprung, die verwendeten Tiermodelle und physiologischen Kompartimente.

Tab. 2: Aufstellung über histologische Evaluierung ver-schiedener Kollagen-Membranen in unterschiedlichen Tiermodellen und unterschiedlichen physiologischen Kompartimenten Die Aufstellung zeigt, dass es zwischen den Spezies und in den verschiedenen physiologischen Kom-partimenten zu unterschiedlichen Ergebnissen für die Vaskularisierung, die Gewebeintegration und die Degradation der Membranen kommt. [PM] – Perikard-Membran, porcin; [TD] – Perikard-Membran, bovine (Tutodent®/CopiOs®); [BG] – Bilayer-Membran, porcin (Bio-Gide®) [1]-[11] s. Tab. 1.

8. Anhang

12



Tabelle 2

Her-kunft

Maxilla/Mandibula Subkutan im Rücken Calvarium

Hund PM [1] berichten über eine gute Gewebeintegration und Einwuchs von Blutgefäßen nach 4 Wochen. Nach 8 Wochen wurde eine hoge Dichte von Blutgefäßen im gut zu identifizierenden PM-Körper gefunden, wobei nach 12 Wochen der PM-Körper größtenteils resorbiert war. Einzelne wolkige Übereste der PM sind noch zu beobachten.

BG [1,7 Maxilla und Mandibula; 8 Mandibula] Zwischen 2 und 4 Wochen ist eine deutliche Reduktion der Membrandicke zu beobachten [7]. Die BG ist nach 2 Wochen bereits vollständig angiogenetisch erschlossen [7], es wird über eine gute Gewe-beintegration berichtet. Nach 4 Wochen wird von [1] ebenfalls über eine vollständige Vaskularisierung des BG-Körpers und eine gute Gewebeintegration berichtet. Eine nahezu vollstän-dige Resorption wurde nach 8 Wochen beschrieben bzw. ein vollständiger Abbau nach 12 Wochen [1 & 7]. Das beschrie-bene zeitliche Degradations- bzw. Resorptionsmuster bei den Autoren [1] und [7] ist konsistent, während das zeitliche Muster bei den Beobachtungen von [8] abweicht. Zeichen von Degradation wurden von [8] nach 8 Wochen, moderate Degra-dation nach 16 Wochen und ein inkonsistentes Degradations-muster nach 24 Wochen beschrieben. Zu beachten ist das bei [8] die Implantation in die Mandibula erfolgte, bei [1] und [7] in die Mandibula und Maxilla bzw. nur Maxilla im Prämolaren und Molaren Bereich. Eventuell lassen sich die Unterschiede im zeitlichen Resorptionsverlauf hierauf zurückführen.

Ratte BG [Mandibula][2] berichteten nach 2 Wochen über eine Vasku-larisierung der BG und eine milde inflammatorische Reaktion. Nach 12 Wochen wurde eine starke Degradation beobachtet die den Nachweis der BG im Gewebe verhinderte.

Konsistente Beobachtungen zur Vaskularisierung der BG nach 2 Wochen. [10] und [6] berichteten von einer inflammatorischen Reaktion nach ca. 2 Wochen um die BG. [6] berichtet nach 3 Wochen von resorptiven Vorgängen, [10] fanden nach 4 Wochen eine Reduktion der Membrandicke um ca. 40% und nahezu komplette Degradation bzw. Organisation im umliegenden Gewebe. [11] fanden nach 8 Wochen eine deutliche Degradation.

[9] berichteten über eine Reduktion der Membran-dicke um ca. 60 % nach 7 Wochen im Calvarium.

TD Beginnende Vaskularisierung des TD-Körpers wurde von [11] nach 2 Wochen in verschiedenen Membran-Teilen beschrieben, die sich fortsetzt und nach 8 Wochen als vollständig und homogen beschrieben wurde.

Maus BG [3] fand keine Änderunge der Membrandicke (~650 μm) über den Untersuchungszeitraum von 90 Tagen. Nach 7 Tagen wurde der Beginn der zellulären Infiltration des BG-Körpers berichtet und bis Tag 15 ein fortschreiten-der Gewebeeinwuchs in die BG beobachtet, bei Erhalt der ursprünglichen Volumenstabilität der BG. Nach 30 Tagen wurde eine gute Gewebeintegration, aber keine Anzeichen von Degradation beschrieben. Nach 60 Tagen wurde neugebildetes Bindegwebe im Bereich der BG beschrieben, wobei die BG nachwievor detektierbar und strukturell integer erschien.

Kanin-chen

Nach 2 Wochen wurde die BG intakt und fibrös ein-gekapselt im Gewebe be-obachtet. Nach 6 Wochen wurde eine Reduktion der Membrandicke beschrieben sowie im intrafibrillären Netz der BG neugebildete Kapillaren. Die BG war nach 12 Wochen nicht vom Wirtsgewebe zu unterschei-den und nach 28 Wochen zeigte sich eine durchgän-gige Bindegewebsschicht über dem früheren Defekt [4].

BEGO Implant Systems GmbH & Co. KGWilhelm-Herbst-Str. 1 · 28359 Bremen, GermanyTel. +49 421 2028-246 · Fax +49 421 2028-265E-Mail [email protected] · www.bego-implantology.com

www.bego-implantology.com

Art

.-N

r.: 8

435

4 –

StA

L –

® b

y B

EG

O 2

013

/09

bego collagen membrane · membran von porösem charakter multi-stratifizierter struktur mit...

Documents