apostila de praticas de análise instrumental2

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CURSO DE GRADUAÇÃO BACHAREL EM FARMÁCIA

6° período

Organização:

Prof. MSc Fernando de Oliveira Bezerra

Profa. MSc Zaíra Sant’ Anna

Profa. Msc. Andréa Mello

Coordenadora do Curso de Farmácia:

Dra. Janaína Dória Líbano Soares

Diretor Geral:

José Airton Monteiro

Diretora Adjunta de Desenvolvimento de

Ensino (DADE):

Lúcia de Macedo Silva Reis

APOSTILA DE TEORIA E PRÁTICAS DE

LABORATÓRIO DE ANÁLISE INSTRUMENTAL

Bacharel em Farmácia Apostila de Teoria e Práticas

de Análise Instrumental

Código: QIA001 Data: 21/02/2011 Revisão: 0

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PREFÁCIO

Disciplina: Análise Instrumental Código: QIA001 Período: 6° período Carga horária semestral: 81 horas Carga horária semanal: 6 horas N° de Créditos: 06 Pré-requisito: Análise Quantitativa-QIA021




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SUMÁRIO

1. Segurança no Laboratório Químico ......................................................................... 05 2. Riscos, Primeiros Socorros e Extintores de Incêndio .............................................. 11 3. A Redação Científica: Relatório ............................................................................. 21 4. Fundamentos Teóricos............................................................................................... 4.1. Espectrofotometria UV-VIS.................................................................................. 4.2 Espectrometria de Infravermelho............................................................................ 4.3. Polarimetria............................................................................................................. 4.4.Potenciometria......................................................................................................... 4.5 Cromatografia Gasosa............................................................................................. 4.6 Cromatografia Liquida............................................................................................ 4.7 Espectrometria Atômica Óptica.............................................................................. 4.8 Espectrometria de Emissão Atômica...................................................................... 5.0 Parte Experimental: ................................................................................................

25 25 47 65 73 74 74 76 84 88

5.1 Normas Gerais de Funcionamento do Laboratório e elaboração de Relatórios de Análise Instrumental.......................................................................................................

89

5.2 Critérios de Avaliação do Grupo ............................................................................. 5.3 Quantificação do Ácido Acetil Salicílico em comprimidos de AAS de 100 mg por Espectrofotometria na Região do Ultravioleta...............................................................

90 91

5.4 Determinação Espectrofotométrica de Ácido Fosfórico em Biotônico Fontoura ... 95 5.5 pHmetria..................................................................................................................... 98 5.6 Titulação Potenciométrica do ácido Fosfórico em Biotônico Fontoura..................... 103 5.7 Cromatografia Líquida de Alta Eficiência – CLAE (Fase Normal )...................... 106 5.8 Cromatografia Líquida de Alta Eficiência – CLAE (Fase Reversa)........................ 108




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5.9 Experimento em Cromatografia Gasosa: Otimização da temperatura do Forno e Coluna..............................................................................................................................

110

5.10. Polarimetria ............................................................................................................ 113 5.11. Espectrofotometria no Infravermelho..................................................................... 115 5.12 .Bibliografia ............................................................................................................ 117




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1.SEGURANÇA NO LABORATÓRIO QUÍMICO

CONDUTA NO LABORATÓRIO

Apesar do grande desenvolvimento teórico da Química, ela continua a ser uma ciência

eminentemente experimental; daí a importância das aulas práticas de Química. A experiência

treina o aluno no uso de métodos, técnicas e instrumentos de laboratório e permite a aplicação

dos conceitos teóricos aprendidos.

O laboratório químico é o lugar privilegiado para a realização de experimentos,

possuindo instalações de água, luz e gás de fácil acesso em todas as bancadas. Possui ainda

local especial para manipulação das substâncias tóxicas, denominado capela, que dispõe de

sistema próprio de exaustão de gases. O laboratório é um local onde há um grande número de

substâncias que possuem os mais variados níveis de toxicidade e periculosidade. Este é um

local bastante vulnerável a acidentes, desde que não se trabalhe com as devidas precauções.

Abaixo, apresentamos alguns cuidados que devem ser observados, para a realização das

práticas, de modo a minimizar os riscos de acidentes.

• Antes, durante e após o Experimento

Não se entra num laboratório sem um objetivo específico, portanto é necessária uma

preparação prévia ao laboratório: O que vou fazer? Com que objetivo? Quais os princípios

químicos envolvidos nesta atividade?

Durante a realização dos experimentos são necessárias anotações dos fenômenos

observados, das massas e volumes utilizados, do tempo decorrido, das condições iniciais e

finais do sistema. Um caderno deve ser usado especialmente para o laboratório. Este caderno

de laboratório possibilitará uma descrição precisa das atividades de laboratório. Não confie

em sua memória, tudo deve ser anotado.

Após o experimento vem o trabalho de compilação das etapas anteriores através de um

relatório. O relatório é um modo de comunicação escrita de cunho científico sobre o trabalho

laboratorial realizado.

• Pré-Laboratório

1.Estude os conceitos teóricos envolvidos, leia com atenção o roteiro da prática e tire todas as

dúvidas.




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2.Obtenha as propriedades químicas, físicas e toxicológicas dos reagentes a serem utilizados.

Essas instruções são encontradas no rótulo do reagente.

• Pós-Laboratório

1. Lave todo o material logo após o término da experiência, pois conhecendo a natureza do

resíduo pode-se usar o processo adequado de limpeza.

2. Guarde todo o equipamento e vidraria. Guarde todos os frascos de reagentes, não os deixe

nas bancadas ou capelas. Desligue todos os aparelhos e lâmpadas e feche as torneiras de

gás.

INSTALAÇÕES E EQUIPAMENTOS DE SEGURANÇA

♦ As instalações elétricas e hidráulicas devem ser aparentes ou sob piso falso, para facilitar a

manutenção; ♦ Em locais onde se trabalha com solventes orgânicos inflamáveis, as instalações elétricas

devem ser à prova de explosão; ♦ Os gases sob pressão devem passar por uma canalização visível; ♦ Os cilindros de gases de alimentação devem ser armazenados fora do laboratório, em área

livre bem ventilada e sinalizada; ♦ Bancadas e pisos devem ser construídos com materiais que dificultem a combustão e que

sejam resistentes ao ataque de produtos químicos; ♦ Deve existir uma capela, para se trabalhar com produtos voláteis e tóxicos; ♦ Os produtos químicos devem ser armazenados fora do laboratório, em local de boa

ventilação, livre do Sol e bem sinalizado; ♦ Aprenda a localização e a utilização do extintor de incêndio existente no laboratório. Este

também deve estar localizado em lugar de fácil acesso e sinalizado. ♦ Para se prevenir e contornar situações de emergência deve ser previstas instalações como:

→ Proteção contra incêndios (portas corta-fogo e sinalização de alarme, ventilação geral diluidora, para evitar a formação de misturas explosivas);

→ Chuveiro de emergência (deve ser instalado em local de fácil acesso e seu funcionamento deve ser monitorado);

→ Lava-olhos (seu funcionamento deve ser monitorado); → Sinalização de segurança (faixas indicativas, cartazes e placas indicativas).




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Medidas de Segurança Relativa a Operações Específicas ♦ Antes de manusear um reagente químico qualquer, deve-se conhecer as propriedades

químicas, físicas e toxicológicas deste, seu manuseio seguro e medidas de primeiros socorros em caso de acidente. Para isto deve-se consultar o Index Merck ou fichas toxicológicas dos produtos.

♦ Leia os rótulos dos frascos dos reagentes antes de usá-los. ♦ Os rótulos devem ser periodicamente vistoriados e, nos casos de maior incidência,

providenciar a proteção com parafina ou película plástica. ♦ Nunca use um reagente que não esteja identificado, rotulado. Qualquer etapa de trabalho

durante a qual possa ocorrer desprendimento de gás ou vapores tóxicos dever ser feita DENTRO DA CAPELA;.

♦ Não trabalhar com material imperfeito ou defeituoso, principalmente com vidro que tenha ponta ou aresta cortantes;

♦ NÃO SE DEVEM PIPETAR LÍQUIDOS COM A BOCA. Use a pêra de borracha; ♦ Nunca cheire um reagente diretamente. Os vapores devem ser abanados em direção ao

nariz, enquanto se segura o frasco com a outra mão; ♦ NUNCA despejar ÁGUA em cima de um ÁCIDO concentrado; ♦ Não aquecer tubos de ensaio com a boca virada para o seu lado, nem para o lado de outra

pessoa; ♦ Não aquecer nada em frascos volumétricos; ♦ Nunca acender um bico de gás quando alguém no laboratório estiver usando algum

solvente orgânico; ♦ Verifique as condições da aparelhagem. Evite montagens instáveis de aparelhos. Não use

livros, lápis, caixas de fósforos, etc, como suportes; ♦ Mantenha as bancadas sempre limpas e livres de materiais estranhos ao trabalho; ♦ Faça uma limpeza prévia, com água, ao esvaziar um frasco de reagente, antes de colocá-lo

para lavagem; ♦ Rotule imediatamente qualquer reagente ou solução preparada e as amostras coletadas; ♦ Use pinças e materiais de tamanho adequado e em perfeito estado de conservação; ♦ Limpe imediatamente qualquer derramamento de produtos de petróleo e reagentes.

Medidas de Segurança Relativas ao Pessoal ♦ O laboratório é um local de trabalho sério; portanto, evite brincadeiras que dispersem sua

atenção e de seus colegas. ♦ O cuidado e a aplicação de medidas de segurança são responsabilidade de cada indivíduo.

Cada um deve precaver-se contra perigos devido a seu próprio trabalho e ao dos outros. Consulte o professor sempre que tiver dúvidas ou ocorrer algo inesperado ou anormal.

♦ Faça apenas a experiência prevista; qualquer atividade extra não deve ser realizada sem a prévia consulta ao professor.

♦ Serão exigidos de todos os estudantes e professores o avental (bata), luvas e sapatos fechados. A não observância desta norma gera roupas furadas por agentes corrosivos, queimaduras, manchas, etc.




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♦ Planeje o trabalho a ser realizado; ♦ Ao se retirar do laboratório, verifique se há torneiras (água ou gás) abertas. Desligue todos

os aparelhos, deixe todos os equipamentos limpos e lave as mãos; ♦ Os alunos não devem tentar nenhuma reação não especificada pelo professor. Reações

desconhecidas podem causar resultados desagradáveis. ♦ É terminantemente proibido fumar, comer ou beber nos laboratórios; ♦ Não se deve provar qualquer substância do laboratório, mesmo que inofensiva. ♦ Não deixar livros, blusas, etc., jogadas nas bancadas. Ao contrário, colocá-los longe de

onde se executam as operações; ♦ Ao verter um líquido de um frasco, evitar deixar escorrer no rótulo, protegendo-o

devidamente; ♦ Em caso de derramamento de líquidos inflamáveis, produtos tóxicos ou corrosivos, tome

as seguintes providências: • Interrompa o trabalho; • Advirta as pessoas próximas sobre o ocorrido. • Solicite ou efetue a limpeza imediata. • Alerte seu supervisor. • Verifique e corrija a causa do problema. • Não utilize materiais de vidro quando trincados. • Coloque todo o material de vidro inservível no local identificado como "sucata de

vidro"; • Não jogue caco de vidro em recipiente de lixo. • Use luvas de amianto sempre manusear peças de vidro que estejam quentes. • Use protetor facial e luvas de pelica quando agitar solventes voláteis em frascos

fechados. • Não utilize frascos Dewar de vidro sem que estejam envolvidos em fitas adesivas ou

invólucros apropriados. • Não deixe frascos quentes sem proteção sobre as bancadas do laboratório. • Coloque os frascos quentes sobre placas de amianto; • Não use "frascos para amostra" sem certificar-se de que são adequados aos serviços a

serem executados e de que estejam perfeitamente limpos. • Nunca inspecione o estado das bordas dos frascos de vidro com as mãos sem fazer

uma inspeção prévia visual. • Tome cuidado ao aquecer recipiente de vidro com chama direta. Use sempre que

possível, uma tela de amianto. • Não pressurize recipientes de vidro sem consultar seu supervisor sobre a resistência

dos mesmos. INSTRUÇÕES PARA ELIMINAÇÃO DE RESÍDUOS DE LABORATÓR IO

Resíduos químicos perigosos são aqueles que podem provocar danos à saúde ou ao meio ambiente devido suas características químicas, conforme classificação da NBR 10.003 – ABNT. A finalidade destas indicações é transformar produtos químicos ativados em derivados inócuos para permitir o recolhimento e eliminação segura.




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Hidretos alcalinos, dispersão de sódio Suspender em dioxano, lentamente adicionar o isopropano, agitar até completa reação do hidreto ou do metal: adicionar cautelosamente água até formação de solução límpida, neutralizar e verter em recipiente adequado.

Hidreto de lítio e alumínio Suspender em éter ou THF ou dioxano, gotejar acetato de etila até total transformação do hidreto, resfriar em banho de gelo e água, adicionar ácido 2mol/L até formação de solução límpida, neutralizar e verter em recipiente adequado.

Boroidreto alcalino Dissolver em metanol, diluir em muita água, adicionar etanol, agitar ou deixar em repouso até completa dissolução e formação de solução límpida, neutralizar e verter em recipiente adequado.

Organolíticos e compostos de Grignard Dissolver ou suspender em solvente inerte (p. ex.: éter, dioxano, tolueno), adicionar álcool, depois água, no final ácido 2 mol/L, até formação de solução límpida, verter em recipiente adequado.

Sódio Introduzir pequenos pedaços do sódio em metanol e deixar em repouso até completa dissolução do metal, adicionar água com cuidado até solução límpida, neutralizar, verter em recipiente adequado.

Potássio Introduzir em n-butanol ou t-butanol anidro, diluir com etanol, no final com água, neutralizar, verter em recipiente adequado.

Mercúrio

Mercúrio metálico: Recuperá-lo para novo emprego.

Sais de mercúrio ou suas soluções: Precipitar o mercúrio sob forma de sulfeto, filtrar e guardá-lo.

Metais pesados e seus sais

Precipitar sob a forma de compostos insolúveis (carbonatos, hidróxidos, sulfetos, etc.), filtrar e armazenar.

Cloro, bromo, dióxido de enxofre Absorver em NaOH 2 mol/L, verter em recipiente adequado.




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Cloretos de ácido, anidridos de ácido, PCl3, PCl5, cloretos de tionila, e de sulfurila Sob agitação, com cuidado e em porções, adicionar à muita água ou NaOH 2N, neutralizar, verter em recipiente adequado.

Ácido clorosulfônico, ácidos sulfúrico e nítrico concentrados, óleum Gotejar, sob agitação, com cuidado, em pequenas porções, sobre gelo ou gelo mais água, neutralizar, verter em recipiente adequado.

Dimetilsulfato, iodeto de metila Cautelosamente, adicionar a uma solução concentrada de NH3, neutralizar, verter em recipiente adequado.

Presença de peróxidos, peróxidos em solventes, (éter, THF, dioxano) Reduzir em solução aquosa ácida (Fe+2 – sais, bissulfito), neutralizar, verter em recipiente adequado.

Sulfeto de hidrogênio, mercaptanas, tiofenóis, ácido cianídrico, bromo e clorocianos Oxidar com hipoclorito de sódio (NaOCl). Para que tais resíduos de laboratório posam ser eliminados de forma adequada é necessário ter-se à disposição recipientes de tipo e tamanho adequados. Os recipientes coletores devem ser caracterizados claramente de acordo com o sue conteúdo, o que também implica em se colocar símbolos de periculosidade.

Classificação dos Recipientes

Classe A: Solventes orgânicos e soluções de substâncias orgânicas que não contenham halogênios;

Classe B: Solventes orgânicos e soluções orgânicas que contenham halogênios;

Classe C: Resíduos sólidos de produtos químicos orgânicos que são acondicionados em sacos plásticos ou barricas originais do fabricante;

Classe D: Soluções salinas: nestes recipientes deve-se manter o pH entre 6 e 8;

Classe E: Resíduos inorgânicos tóxicos, por exemplo, sais de metais pesados e suas soluções; descartar em frascos resistentes ao rompimento com identificação clara e visível (consultar legislação específica);

Classe F: Compostos combustíveis tóxicos; em frascos resistentes ao rompimento com alta vedação e identificação clara e visível;

Classe G: Mercúrio e resíduos de seus sais inorgânicos;

Classe H: Resíduos de sais metálicos regeneráveis; cada metal deve ser recolhido separadamente;

Classe I: Sólidos inorgânicos.




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2. RISCOS, PRIMEIROS SOCORROS E EXTINTORES DE INCÊNDIO RISCOS MAIS COMUNS • Uso de substâncias TÓXICAS, CORROSIVAS, INFLAMÁVEIS e EXPLOSIVAS. • Manuseio de material de vidro; • Trabalho a temperaturas elevadas; • Trabalho a pressões diferentes da atmosférica; • Uso de fogo; • Uso de eletricidade. RISCOS QUÍMICOS 1- Formas de Agressão por Produtos Químicos: • Inalação • Absorção cutânea • Ingestão 2- Limites de Tolerância: A ação e efeito dos contaminantes dependem de fatores como: • Tempo de exposição; • Concentração e características físico-químicas do produto; • Suscetibilidade pessoal; • E outras... CLASSIFICAÇÃO DOS AGENTES QUÍMICOS, SEUS GRAUS DE RISCOS E CUIDADOS

Tabela 1: classificação dos agentes químicos, seus graus de risco e cuidados GRAU DE RISCO Nº 1

REAGENTE RISCOS (R) CUIDADOS (S) Ácido Cítrico 36 26

EDTA 8,35 28 Sulfato de Cobre II 22 20

Nitrato de Prata 34 24,25,26 Cromato de Potássio 36,37,38 22-28

GRAU DE RISCO Nº 2 REAGENTE RISCOS (R) CUIDADOS (S)

Ácido Nítrico Fumegante 8,35 23,26,36 Amoníaco 25% 36,37,38 26

Anidrido Acético 10-34 26 Cianetos 26,27,28,32 1,7,28,29,45




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GRAU DE RISCO Nº 3 REAGENTE RISCOS (R) CUIDADOS (S)

Acetato de Etila 11 16,23,29,33 Acetato de Butila 11 9,16,23,33

Acetona 11 9,16,23,33 Ácido Clorídrico 34,37 26 Ácido Perclórico 35 23,26 Ácido Sulfúrico 35 26,30 Álcool Etílico 11 7,9,16,23,33

Álcool Metílico 11,23,25 7,16,24 Anilina 11,23,24,39 9,16,29 Benzeno 11,23,24,39 9,16,29

Amoníaco 23,24,25,33 28,36,37,44 Clorofórmio 20 24,25

Dicromato de Potássio 36,37,38,43 22,28 Hidróxido de Potássio 35 26,27,39

Tolueno 11,20 16,29,33 GRAU DE RISCO Nº 4

REAGENTE RISCOS (R) CUIDADOS (S) Ácido Acético 5,6,12 9,16,33

Ácido Fluorídrico 26,27,28,35 7,9,26,36,37 Ácido Sulfídrico 12,26 7,9,25,45

CÓDIGO DE RISCOS (R)

Tabela 2: Códigos de Riscos ® R1 Explosivo no estado seco. R2 Risco de explosão por choque, fricção ou outras fontes de ignição. R3 Grande risco de explosão por choque, fricção, fogo ou outras fontes de ignição. R4 Forma compostos metálicos explosivos muito sensíveis. R5 Perigo de explosão sob a ação do calor. R6 Perigo de explosão com ou sem contato com ar. R7 Pode provocar incêndio. R8 Favorece a inflamação de materiais combustíveis. R9 Pode explodir quando misturado com materiais combustíveis. R10 Inflamável. R11 Facilmente inflamável. R12 Extremamente inflamável. R13 Gás extremamente inflamável. R14 Reage violentamente em contato com a água. R15 Em contato com a água libera gases extremamente inflamáveis. R16 Explosivo quando misturado com substâncias oxidantes. R17 Espontaneamente inflamável ao ar. R18 Pode formar mistura vapor-ar explosiva/inflamável durante a utilização. R19 Pode formar peróxidos explosivos.




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R20 Nocivo por inalação. R21 Nocivo em contato com a pele. R22 Nocivo por ingestão. R23 Tóxico por inalação. R24 Tóxico em contato com a pele. R25 Tóxico por ingestão. R26 Muito tóxico por inalação. R27 Muito tóxico em contato com a pele. R28 Muito tóxico por ingestão. R29 Em contato com a água libera gases tóxicos. R30 Pode tornar-se facilmente inflamável durante o uso. R31 Em contato com ácidos libera gases tóxicos. R32 Em contato com ácidos libera gases muito tóxicos. R33 Perigo de efeitos cumulativos. R34 Provoca queimaduras. R35 Provoca queimaduras graves. R36 Irritante para os olhos. R37 Irritante para as vias respiratórias. R38 Irritante para a pele. R39 Perigo de efeitos irreversíveis muito graves. R40 Possibilidade de efeitos irreversíveis. R41 Risco de graves lesões oculares. R42 Pode causar sensibilidade por inalação. R43 Pode causar sensibilidade em contato com a pele. R44 Risco de explosão se aquecido em ambiente fechado. R45 Pode causar câncer. R46 Pode causar alterações genéticas hereditárias. R47 Pode provocar efeitos teratogênicos. R48 Risco de sério dano à saúde por exposição prolongada. R49 Tóxico para organismos aquáticos. R50 Nocivo para os organismos aquáticos. R51 Pode causar efeitos nefastos em longo prazo no ambiente aquático. R52 Tóxico para a flora. R53 Tóxico para a fauna. R54 Tóxico para os organismos do solo. R55 Tóxico para as abelhas. R56 Pode causar efeitos nefastos em longo prazo ao ambiente. R57 Perigo para a camada de ozônio. R58 Pode Comprometer a fertilidade. R59 Risco durante a gravidez com efeitos adversos na descendência. R60 Possíveis riscos de comprometer a fertilidade. R61 Possíveis riscos durante a gravidez de efeitos indesejáveis na descendência R62 Pode causar danos nas crianças alimentadas com leite materno.




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CÓDIGO DE CUIDADOS (S) Tabela 3: Códigos de cuidados (S)

S1 Guardar fechado à chave S2 Manter fora do alcance das crianças. S3 Guardar em lugar fresco. S4 Manter fora de qualquer zona de habitação. S5 Manter sob líquido apropriado, especificado pelo fabricante. S6 Manter sob gás inerte, especificado pelo fabricante. S7 Manter o recipiente bem fechado. S8 Manter o recipiente ao abrigo da umidade. S9 Manter o recipiente num local bem ventilado. S10 Manter o produto em estado úmido. S11 Evitar o contato com o ar. S12 Não fechar o recipiente hermeticamente. S13 Manter afastado de alimentos. S14 Manter afastado de substâncias incompatíveis. S15 Manter afastado do calor. S16 Manter afastado de fontes de ignição. S17 Manter afastado de materiais combustíveis. S18 Manipular o recipiente com cuidado. S19 Não comer e não beber durante a manipulação. S20 Evitar contato com alimentos. S21 Não fumar durante a manipulação. S22 Evitar respirar o pó. S23 Evitar respirar os vapores. S24 Evitar o contato com a pele. S25 Evitar o contato com os olhos. S26 Em caso de contato com os olhos, lavar com bastante água. S27 Tirar imediatamente a roupa contaminada. S28 Em caso de contato com a pele, proceder conforme instruções do fabricante. S29 Não descartar resíduos na pia. S30 Nunca verter água sobre o produto. S31 Manter afastado de materiais explosivos. S32 Manter afastado de ácidos e não descartar na pia. S33 Evitar a acumulação de cargas eletrostáticas. S34 Evitar choques e fricção. S35 Tomar cuidado com o descarte. S36 Usar roupa de proteção durante a manipulação. S37 Usar luvas e proteção apropriadas. S38 Usar equipamentos de respiração adequados. S39 Proteger os olhos e rosto. S40 Limpar corretamente o piso e objetos contaminados. S41 Em caso de incêndio ou explosão, não respirar os fumos. S42 Usar equipamentos de respiração adequados (fumigações).




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S43 Usar o extintor correto, em caso de incêndio. S44 Em caso de mal-estar procurar um médico. S45 Em caso de acidente, procurar um médico. S46 Em caso de ingestão, procurar um médico, levando o rótulo do frasco. S47 Não ultrapassar a temperatura especificada. S48 Manter úmido com o produto especificado pelo fabricante. S49 Não passar para outro frasco. S50 Não misturar com produtos especificados pelo fabricante. S51 Usar em áreas ventiladas. S52 Não recomendável para uso interior. ACIDENTES MAIS COMUNS EM LABORATÓRIOS E PRIMEIROS S OCORROS QUEIMADURAS ⇒ Superficiais: quando atingem algumas camadas da pele. ⇒ Profundas: quando há destruição total da pele. A) QUEIMADURAS TÉRMICAS - causadas por calor seco (chama e objetos aquecidos)

A1) Tratamento para queimaduras leves - pomada picrato de butesina, paraqueimol, furacim solução, etc.

A2) Tratamento para queimaduras graves - elas devem ser cobertas com gaze

esterilizada umedecida com solução aquosa de bicarbonato de sódio a 1%, ou soro fisiológico, encaminhar logo à assistência médica.

B) QUEIMADURAS QUÍMICAS - causadas por ácidos, álcalis, fenol, etc.

B1) Por ácidos: lavar imediatamente o local com água em abundância. Em seguida, lavar com solução de bicarbonato de sódio a 1% e, novamente com água. (ATENÇÃO: no caso de contato da pele com ácido sulfúrico concentrado, primeiramente enxugue a região com papel absorvente, para somente depois lavá-la com água)

B2) Por álcalis: lavar a região atingida imediatamente com água. Tratar com solução de ácido acético a 1% e, novamente com água;

B3) Por fenol: lavar com álcool absoluto e, depois com sabão e água;




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ATENÇÃO : Não retire, corpos estranhos ou graxas, das lesões - Não fure as bolhas existentes. Não toque com as mãos a área atingida. - Procure um médico com brevidade.

C) QUEIMADURAS NOS OLHOS Lavar os olhos com água em abundância ou, se possível, com soro fisiológico, durante vários minutos, e em seguida aplicar gazes esterilizada embebida com soro fisiológico, mantendo a compressa, até consulta a um médico.

ENVENENAMENTO POR VIA ORAL A droga não chegou a ser engolida: Deve-se cuspir imediatamente e lavar a boca com muita

água. Levar o acidentado para respirar ar puro.

A droga chegou a ser engolida: Deve-se chamar um médico imediatamente. Dar por via oral um antídoto, de acordo com a natureza do veneno.

INTOXICAÇÃO POR VIA RESPIRATÓRIA Retirar o acidentado para um ambiente arejado, deixando-o descansar. Dar água fresca. Se recomendado, dar o antídoto adequado.

ATENÇÃO: "A CALMA E O BOM SENSO DO QUÍMICO SÃO AS MELHORES PROTEÇÕES CONTRA ACIDENTES NO LABORATÓRIO".

EXTINTORES DE INCÊNDIO

Os aparelhos extintores são os vasilhames fabricados com dispositivo que possibilitam a aplicação do agente extintor sobre os focos de incêndio. Normalmente os aparelhos extintores recebem o nome do agente extintor que neles contém. Os aparelhos extintores destinam-se ao combate imediato de pequenos focos de incêndio, pois, acondicionam pequenos volumes de agentes extintores para manterem a condição de fácil transporte. São de grande utilidade, pois podem combater a maioria dos incêndios, cujos princípios são pequenos focos, desde que, manejados adequadamente e no momento certo.

O êxito no emprego dos extintores depende dos seguintes fatores:

a) distribuição adequada dos extintores pela área protegida;

b) manutenção periódica dos extintores;

c) treinamento de pessoal para manuseio dos extintores.




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Quanto ao tamanho, os extintores podem ser:

a) portáteis;

b) sobre rodas (carretas).

TIPOS DE EXTINTORES DE INCÊNDIO.

I- EXTINTOR DE PÓ QUÍMICO SECO

O agente extintor pode ser o BICARBONATO DE SÓDIO ou de POTÁSSIO que recebem um tratamento para torná-los em absorvente de umidade. O agente propulsor pode ser o GÁS CARBÔNICO ou NITROGÊNIO. O agente extintor forma uma nuvem de pó sobre a chama que visa a exclusão do OXIGÊNIO; posteriormente são acrescidos à nuvem, GÁS CARBÔNICO e o VAPOR DE ÁGUA devido a queima do PÓ.

Figura 1: Extintor de pó químico seco

II- EXTINTOR DE GÁS CARBÔNICO (CO 2)

Figura 2: Extintor de gás carbônico (CO2)

O GÁS CARBONICO é material não condutor de ENERGIA ELÉTRICA. O mesmo atua sobre o FOGO onde este elemento (eletricidade) esta presente.

Ao ser acionado o extintor, o gás é liberado formando uma nuvem que ABAFA E RESFRIA. É empregado para extinguir PEQUENOS focos de fogo em líquidos inflamáveis (classe B) e em pequenos equipamentos energizados (classe C).




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III- EXTINTOR DE ÁGUA PRESSURIZADA - PRESSÃO PERMAN ENTE

Não é provido de cilindro de gás propelente, visto que a água permanece sob pressão dentro do aparelho. Para funcionar, necessita apenas da abertura do registro de passagem do líquido extintor.

Figura 3: Extintor de água

pressurizada à pressão permanente

IV- EXTINTOR DE ÁGUA - PRESSÃO INJETADA

Fixado na parte externa do aparelho está um pequeno cilindro contendo o gás propelente, cuja a válvula deve ser aberta no ato da utilização do extintor, a fim de pressurizar o ambiente interno do cilindro permitindo o seu funcionamento.

O elemento extintor é a água, que atua através do resfriamento da área do material em combustão. O agente propulsor (propelente) é o GÁS CARBÔNICO (CO2).

Figura 4: Extintor de água pressurizada à pressão injetada COMO UTILIZAR OS EXTINTORES DE INCÊNDIO Verifique a tabela a seguir:




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Tabela 4: Tipos de extintores e procedimentos de uso EXTINTOR (TIPO) PROCEDIMENTOS DE USO ÁGUA PRESSURIZADA

- Retirar o pino de segurança. - Empunhar a mangueira e apertar o gatilho, dirigindo o jato para a base do fogo. - Só usar em madeira, papel, fibras, plásticos e similares. - Não usar em equipamentos elétricos.

ÁGUA PRESSURIZÁVEL (ÁGUA/GÁS)

- Abrir a válvula do cilindro de gás. - Atacar o fogo, dirigindo o jato para a base das chamas. - Só usar em madeira, papel, fibras, plásticos e similares. - Não usar em equipamentos elétricos.

ESPUMA

- Inverter o aparelho o jato disparará automaticamente, e só cessará quando a carga estiver esgotada. - Não usar em equipamentos elétricos.

GÁS CARBÔNICO (CO2)

- Retirar o pino de segurança quebrando o lacre. - Acionar a válvula dirigindo o jato para a base do fogo. - Pode ser usado em qualquer tipo de incêndio.

PÓ QUIMICO SECO (PQS)

- Retirar o pino de segurança. - Empunhar a pistola difusora. - Atacar o fogo acionando o gatilho. - Pode ser usado em qualquer tipo de incêndio. *Utilizar o pó químico em materiais eletrônicos, somente em último caso.

PÓ QUÍMICO SECO COM CILINDRO DE GÁS

- Abrir a ampola de gás. - Apertar o gatilho e dirigir a nuvem de pó à base do fogo. - Pode ser usado em qualquer tipo de incêndio. *Utilizar o pó químico em materiais eletrônicos, somente em último caso.




20

ONDE USAR OS AGENTES EXTINTORES

Agente extintor é todo material que, aplicado ao fogo, interfere na sua química,

provocando uma descontinuidade em um ou mais lados do tetraedro do fogo, alterando as

condições para que haja fogo. Os agentes extintores podem ser encontrados nos estados

sólidos, líquidos ou gasosos. Existe uma variedade muito grande de agentes extintores.

Citaremos apenas os mais comuns, que são os que possivelmente teremos que utilizar em caso

de incêndios. Exemplos: água, espuma (química e mecânica), gás carbônico, pó químico seco,

agentes halogenados (HALON), agentes improvisados como areia, cobertor, tampa de

vasilhame, etc, que normalmente extinguem o incêndio por abafamento, ou seja, retiram todo

o oxigênio a ser consumido pelo fogo.

Tabela 5: Classes de incêndio e agentes extintores

Classes de Incêndio

Agentes Extintores

Água Espuma Pó Químico

Gás Carbônico (CO2)

A Madeira, papel,

tecidos etc. SIM SIM SIM* SIM*

B Gasolina,

álcool, ceras, tintas etc.

NÃO SIM SIM SIM

C Equipamentos e

Instalações elétricas

energizadas.

NÃO NÃO SIM SIM

* Com restrição, pois há risco de reignição. (se possível utilizar outro agente)




21

3. A REDAÇÃO CIENTÍFICA: RELATÓRIO

Um texto científico deve conter no mínimo as seguintes partes: INTRODUÇÃO,

DESENVOLVIMENTO e CONCLUSÃO. O relato por escrito, de forma ordenada e minuciosa

daquilo que se observou no laboratório durante o experimento é denominado RELATÓRIO.

Tratando-se de um relatório de uma disciplina experimental aconselhamos compô-lo de forma

a conter os seguintes tópicos:

• TÍTULO : uma frase sucinta, indicando a idéia principal do experimento.

• RESUMO: um texto de cinco linhas, no máximo, resumindo o experimento efetuado,

os resultados obtidos e as conclusões a que se chegou.

• INTRODUÇÃO : um texto, apresentando a relevância do experimento, um resumo da

teoria em que ele se baseia e os objetivos a que se pretende chegar.

• PARTE EXPERIMENTAL : um texto, descrevendo a metodologia empregada para a

realização do experimento. Geralmente é subdividido em duas partes: Materiais e

Reagentes: um texto, apresentando a lista de materiais e reagentes utilizados no

experimento, especificando o fabricante e o modelo de cada equipamento, assim como

a procedência e o grau de pureza dos reagentes utilizados; Procedimento: um texto,

descrevendo de forma detalhada e ordenada as etapas necessárias à realização do

experimento.

• RESULTADOS E DISCUSSÃO: um texto, apresentando resultados na forma de

dados coletados em laboratório e outros resultados, que possam ser calculados a partir

dos dados. Todos os resultados devem ser apresentados na forma de tabelas, gráficos,

esquemas, diagramas, imagens fotográficas ou outras figuras. A seguir, apresenta-se

uma discussão concisa e objetiva dos resultados, a partir das teorias e conhecimentos

científicos prévios sobre o assunto, de modo a se chegar a conclusões.

• CONCLUSÃO: um texto, apresentando uma síntese sobre as conclusões alcançadas.

Enumeram-se os resultados mais significativos do trabalho. Não se deve apresentar

nenhuma conclusão que não seja fruto da discussão.




22

• REFERÊNCIAS: Livros, artigos científicos e documentos citados no relatório devem

ser indicados a cada vez que forem utilizados. Recomenda-se a formatação das

referências segundo norma da Associação Brasileira de Normas Técnicas (ABNT).

Um Exemplo de Relatório

DETERMINAÇÃO DA DENSIDADE DO CHUMBO SÓLIDO

RESUMO

A densidade do chumbo sólido foi determinada, na temperatura de 303,15 K, pela

razão entre a massa e o volume de corpos de chumbo de tamanhos variados. Obteve-se o

valor 11,4 ± 0,1 g / cm3, o qual apresenta boa concordância com o valor reportado na

literatura.

INTRODUÇÃO

O chumbo é um elemento químico metálico, de número atômico 82, que funde na

temperatura de 600,6 K. Seu símbolo químico é Pb. É aplicado em proteção contra

radiação ionizante, em acumuladores (baterias), soldas, munição, além de outras.

(BARBOSA, 1999)

Densidade é a razão entre a massa e o volume (vide Equação 1). É uma propriedade

física que pode ser utilizada para identificar substâncias. Pelo fato dos sólidos serem bem

pouco compressíveis, a densidade dos sólidos não varia muito com a temperatura.

volume

massadensidade= (1)

O objetivo deste experimento é determinar a densidade do chumbo sólido e compará-

lo com o valor 11,35 g / cm3 apresentado na literatura. (KOTZ, 2002)




23

PARTE EXPERIMENTAL

Materiais e Reagentes

Os seguintes materiais, disponíveis no laboratório de ensino do Departamento de

Química do IFRJ, foram utilizados neste experimento:

• Proveta de vidro (capacidade: 50,0 cm3)

• Balança Técnica (precisão ±0,1 g) – Fabricante: Perkin Elmer

As seguintes substâncias, disponíveis no laboratório de ensino do Departamento de

Química da IFRJ, foram utilizadas neste experimento:

• Água destilada

• Corpos de chumbo (tamanhos variados)

Procedimento

Foram pesados três corpos de chumbo, de tamanhos variados, em uma balança técnica,

anotando-se as massas com precisão de ±0,1 g. Cada corpo de chumbo foi imerso em uma

proveta de vidro, de capacidade igual a 50,0 cm3, contendo préviamente 25,0 cm3 de água

destilada. A seguir, anotou-se o volume de água deslocado após a imersão de cada corpo de

chumbo. Todo o procedimento foi feito na temperatura ambiente do laboratório, igual a

303,15 K.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Os valores das massas dos corpos de chumbo e dos volumes de água deslocados após

a imersão de cada corpo estão apresentados na Tabela 1. Assumiu-se que o volume deslocado

de água corresponde ao volume do corpo imerso. A densidade de cada corpo de chumbo foi

calculada, a partir dos valores medidos de massa e de volume, utilizando a Equação 1. Por

fim, determinou-se o valor médio da densidade do chumbo e o respectivo desvio-padrão, que

mede a precisão do resultado. O valor obtido para a densidade do chumbo é igual a 11,4 ± 0,1




24

g / cm3 e apresenta uma boa concordância com o valor da literatura 11,35 g / cm3. (KOTZ,

2002)

Tabela 6. Valores das massas dos corpos de chumbo, dos volumes de água deslocados e

das densidades calculadas.

Corpo de Chumbo massa / g volume / cm3 densidade / g/cm3

1 57,5 5,0 11,5

2 79,8 7,0 11,4

3 101,7 9,0 11,3

média 11,4

desvio-padrão ± 0,1

CONCLUSÃO

A partir de medidas de massa e de volume de corpos de chumbo de tamanhos

variados, determinou-se o valor 11,4 ± 0,1 g / cm3 para a densidade do chumbo sólido, na

temperatura de 303,15 K. Este valor apresenta uma boa concordância com o valor 11,35 g /

cm3, reportado na literatura.

REFERÊNCIAS

BARBOSA, A. L. Dicionário de Química. AB Editora: Goiânia, 1999. p.81.

KOTZ, J. C.; TREICHEL, Jr. P. Química e Reações Químicas. 4.ed., v.1, LTC Editora S.A.:

Rio de Janeiro, 2002.




25

4. FUNDAMENTOS TEÓRICOS

4.1 Espectrofotometria UV-VIS

4.1.1 Introdução

A espectroscopia de absorção molecular nas regiões espectrais do ultravioleta e do

visível (UV-VIS) é largamente utilizada para a determinação qualitativa e, principalmente,

quantitativa de um grande número de espécies inorgânicas, orgânicas e biológicas.

Os métodos de absorção molecular UV-VIS são provavelmente os mais utilizados para

análise quantitativa em laboratórios químicos, ambientais, forenses e clínicos em todo o

mundo.

A espectrometria de absorção molecular no UV-VIS é baseada na medida da

transmitância “T” ou absorbância “A” de soluções contidas em células transparentes com

caminho ótico de b cm.

Geralmente, a concentração de um analito que absorve radiação está relacionada

linearmente com a absorbância, como mostra a lei de Beer:

A = - log T = �� = є b c

Onde:

A = Absorbância;

T = Transmitância;

P0 = Potência da luz incidente;

P = Potência da luz transmitida;

Є = Absortividade em quantidade de matéria (em literaturas antigas é chamado de coeficiente

de extinção molar);

b = caminho ótico em cm




26

4.1.2 O espectro eletromagnético

Figura 5: O espectro eletromagnético

Um espectrofotômetro UV-VIS mede a quantidade de luz absorvida em cada

comprimento de onda das regiões do UV e do visível do espectro eletromagnético.

A radiação no UV-VIS é de mais alta energia (λ mais curto) do que a radiação no IV e

do que a radiação de frequência de rádio (utilizada no RMN) mais não tão energética quanto a

radiação X.

4.1.3 Medidas de Transmitância e Absorbância

Figura 6: Medidas de transmitância e absorbância




27

A absorbância é muito importante porque ela é diretamente proporcional à concentração, c, de espécies absorventes de luz na amostra.

4.1.4 Usos analíticos da Espectroscopia UV-VIS

� A espectroscopia UV-VIS pode ser utilizada na elucidação de estrutura de moléculas

orgânicas para indicar se a conjugação está presente em uma determinada amostra.

� Apesar de a conjugação em uma molécula pode ser indicada através de dados de

espectroscopia no IV, de RMN ou de espectrometria de massas, a análise por

espectroscopia no UV-VIS pode fornecer informações confirmativas.

� A utilização mais difundida está relacionada com a determinação da concentração de

uma amostra desconhecida.

4.1.5 Como e para que medir a absorção de luz:

Como já informado, cada faixa de comprimento de onda (fequências) origina um tipo

de informação diferente. A intensidade de absorção nos diferentes comprimentos de onda na

faixa do microonda e no infravermelho dá informações sobre a estrutura molecular (quem

está ligado com quem e com que tipo de ligação química). O visível não é tão rico em




28

informações estruturais, mas pode dar valiosas informações quantitativas. Do ultravioleta em

diante, podemos obter informações sobre a composição elementar (pois são as camadas

internas do átomo, não ligadas, que absorvem). Vamos nos deter sobre a análise da absorção

no visível.

Num raciocínio intuitivo, a concentração de uma substância colorida, dissolvida num

solvente incolor (como a água), é proporcional à intensidade de cor da solução. Desse modo,

a intensidade de cor é uma medida da concentração da solução.

Como medir quantitativamente a intensidade da cor de uma solução? Como é a relação exata

disso com a concentração? Analisemos por que certas substâncias são coloridas e também por

que as substâncias podem ter cores diferentes:

• As substâncias são coloridas porque absorvem luz visível. Desse modo, a luz que

emerge de uma substância só vai ter os comprimentos de onda (freqüências) que ela

não absorveu.

• A retina verá, mais fortemente as cores que deixaram de ser absorvidas. O preto

existirá quando a substância (ou mistura de) absorve todas as cores do visível.

Figura 7: Como vemos as cores

• Cada substância, pela sua estrutura molecular, absorve um padrão de cores específico.

Desse modo, o padrão de cores refletido e absorvido determinará a cor final da

substância.

Pode-se concluir que a cor da substância é a luz que ela não absorveu. A luz que

interage e que tem relação com a estrutura eletrônica é a cor que não se vê. Por

exemplo, uma substância que é amarela aos olhos humanos tem como cor mais

fortemente absorvida o azul. Uma substância azul tem como cor complementar o

amarelo, que é a cor mais fortemente absorvida.




29

Figura 8: Cores da radiação visível

Para medir a concentração mede-se a luz absorvida e não refletida, incidindo sobre a

amostra apenas a luz que interessa (aquela que é absorvida) e exclui-se os outros

comprimentos de onda.

O que se mede diretamente não é a quantidade de luz absorvida. Só se poderia fazer

isto se houvesse um detector junto a cada molécula, para ver se ela absorveu ou não o fóton.

O que se faz normalmente é medir a luz que consegue passar, e não a luz que é absorvida.

4.1.6 Métodos quantitativos colorimétricos

4.1.6.1 Aplica-se a lei de Lambert-Beer

Suponha um aparelho que é capaz de medir a transmitância de uma amostra e que se

encontram à disposição várias soluções-padrão da mesma substância. Como seria o gráfico

experimental da transmitância dessas soluções versus a concentração de cada uma? Como a

transmitância deve diminuir quando aumenta a concentração, o gráfico obtido será da forma:




30

A relação experimental entre transmitância e concentração tem a forma de uma

exponencial inversa. Para se ter o gráfico de uma reta, basta aplicar o logaritmo. Como os

valores são menores que 1, para não ter números negativos, aplica-se o logaritmo do inverso

(log 1/T). Então:

Essa nova grandeza (log 1/T) é diretamente propocional à concentração e é

denominada absorbância (simbolizada por A). Como se comporta a absorbância, se a

concentração é mantida constante e o caminho óptico (diâmetro da cubeta ) b varia?

Experimentalmente se obtém o gráfico:

Logo, a absorbância depende da concentração e do caminho óptico. Pode-se definir

uma equação para a absorbância levando em conta essa dependência e o fato de que, quando o

caminho óptico é zero (ou a concentração é zero). Essa equação é da forma:

Abaixo podemos visualizar melhor a definição desta Lei:




31

Onde:

A = Absorbância em comprimento de onda (λ) fixo

є = absortividade molar (unidade L/mol.cm)

b = Caminho ótico em cm

c = Concentração da amostra em mols/L

Essa é a Lei de Lambert-Beer, onde є (épsilon) é a constante de proporcionalidade.

Para saber o significado dessa constante, constrói-se o gráfico A x λ (comprimento de onda),

mantendo todas as outras variáveis (b, C, tipo de amostra) constantes. Tomando uma

substância púrpura, como o permanganato de potássio, sua intensidade máxima de absorção é

no verde. O gráfico é da forma:




32

Esse é o gráfico A x C para os comprimentos de onda λ1, λ2 e λ3, nas mesmas

condições de análise, e colocando-se as 3 retas no mesmo par de eixos, vê-se que λ1 terá

sempre uma absorbância maior que λ2, que terá absorbância maior que λ3 (apesar de termos

λ1<λ2<λ3 em nanômetros). O gráfico resultante será:

Qual a melhor reta para análise quantitativa? É a que fornece a melhor sensibilidade.

Ou seja é a que melhor distingue entre duas concentrações muito próximas e que dá maior

sinal para amostras diluídas. Claramente vê-se que λ1 atende a esses requisitos. Duas

concentrações próximas terão em λ1 a maior diferença em absorbância. Λ1 é o comprimento

de onda de absorção máxima para a substância, simbolizada como λmax.

Agora pode-se definir claramente qual o significado da constante Є. Se b e C são os

mesmos para cada reta, Є tem que ser diferente, para que A se modifique. Є é uma constante

que só depende da amostra, do solvente e do comprimento de onda. Não depende do caminho

óptico ou da concentração, é uma propriedade daquela substância em relação ao meio em que

está dissolvida e ao comprimento de onda usado. Є é chamada de absortividade molar.,

quando a concentração é expressa em mol/L (seria a absorbância por mol e por centímetro). A

unidade de Є é L/mol.cm.

Quando a concentração é expressa em g/L, o símbolo se modifica, passa a ser a,

chamada de absotividade específica (absorbância por grama e por centímetro). A lei de

Lambert-Beer nesse caso será escrita como:

Lei de Beer: A = abc




33

Onde:

A = Absorbância em comprimento de onda (λ) fixo

a = absortividade específica para um comprimento de onda fixo (unidade L/g.cm)

b = Caminho ótico em cm

c = Concentração da amostra em g/L

A absorbância é muito importante porque ela é diretamente proporcional à concentração, c, de espécies absorventes de luz na amostra.

4.1.6.2 Curva de calibração em espectrofotometria

Procedimento para calibrar aparelhos para análise em espectrofotometria:

• Primeiramente ajustar o 100 %T do aparelho com a cubeta contendo somente o

solvente utilizado (normalmente água).

• Ajustar o 0 (zero) %T com o feixe de luz totalmente obstruído.

• Fazer a varredura da solução da substância em questão11

• Com o comprimento de onda escolhido, fazem-se as medidas de transmitância de uma

série de padrões da substância.

• Calculando as absorbâncias, constrói-se o gráfico de A x C, que servirá de base para a

análise da amostra desconhecida:




34

• De posse do gráfico (ou da equação da reta calculada a partir dos pontos

experimentais) pode-se fazer, por interpolação, a leitura da amostra, ou calcular pela

equação. A absorbância da amostra desconhecida permitirá a obtenção da

concentração desejada.

OBS:

o A amostra pode conter mais de um cromóforo (substância que absorve luz).

o As condições de pH, agentes complexantes, solventes, etc., podem não ser

reprodutíveis nos padrões e, e esses fatores podem afetar a absortividade da

substância.

o A amostra pode estar muito diluída e fora da faixa ótima de leitura.

Contornar esses e outros fatores exige o emprego de técnicas que serão estudadas

adiante. O uso de vários padrões para se fazer uma curva de calibração diminui a

possibilidade de erros grosseiros que poderiam acontecer com o uso de um só padrão. A curva

de calibração permite também o cálculo de “є” ou “a” para o comprimento de onda utilizado,

pois єb (ou ab) é coeficiente angular da reta de calibração. Para calcular “є” ou “a”, basta

dividir o coeficiente angular pelo valor de b.

Para diminuir o erro, muitas vezes o branco da amostra não é simplesmente o solvente.

Em várias análises, o composto que se quer analisar não é colorido, isto é, não absorve no

visível. Como existem muitos métodos sensíveis e específicos para desenvolver cor em vários

tipos de analitos, a cor é desenvolvida na amostra para o analito que se quer medir. O branco,

no caso, pode ser a própria amostra com todas as etapas do tratamento, menos aquela que dá

cor ao analito. Com isso, qualquer outro componente da amostra que possa ter alguma

absorbância é descontado do branco. O composto que absorve luz é chamado de cromóforo, e

é importante distinguir que muitas vezes o cromóforo não é o analito, e sim um composto

derivado dele.

O espectro de varredura é importante, pois, como já foi dito, muitas vezes a amostra

tem algum componente colorido que interfere na análise. Nesse caso, pelo espectro de

varredura, pode-se escolher um outro comprimento de onda que tenha boa sensibilidade (alto




35

valor de є) mas que não sofra a interferência do componente colorido. Outras técnicas para

driblar esse problema serão mostradas adiante.

4.1.6.3 O método de adição-padrão em Absorciometria

O método de adição-padrão consiste na adição de uma determinada quantidade de

padrão à amostra. Deve-se medir a absorbância da amostra antes e após a adição do padrão,

nas mesmas condições espectrofotométricas. Desse modo, pode-se minimizar a ação de

interferentes contidos na amostra. O efeito dos interferentes é praticamente o mesmo nas

soluções de amostra e de amostra mais padrões.

Um constituinte indesejável pode interferir, quer devido às suas próprias propriedades

ópticas, quer por sofrer interações com o cromóforo a ser analisado, ou com vários reagentes

empregados na determinação. Manifestações dessa natureza podem acarretar o

desaparecimento da cor, a não obtenção da absorbância teórica, etc.

O reconhecimento e a eliminação de interferentes numa análise é grandemente

facilitado quando se tem conhecimento da natureza dos componentes presentes na solução em

análise, o que nem sempre é possível quando a amostra é muito complexa.

Há uma variedade de técnicas para eliminar, ou minimizar, os efeitos dos constituintes

não desejados. As separações do tipo líquido-líquido (extração por solventes, absorção de

coluna, etc.) são ainda muito utilizadas, por representarem processos simples e rápidos de

análise. No entanto, podem ocorrer perdas no processo. A separação física do constituinte

desejado daqueles que interferem nem sempre é tão satisfatória na prática como na teoria,

devido às fontes de erros e desperdícios de tempo nos processos.

A conversão química do interferente numa espécie opticamente inerte é um método

geralmente preferido à separação física, pois pode ser feito in loco. Reações de oxirredução e

complexação são comumente efetuadas para sistemas inorgânicos, ao passo que reações de

oxirredução e condensação são frequentemente aplicadas a sistemas orgânicos.

A técnica de adição-padrão é uma técnica instrumental muito utilizada pela rapidez e

simplicidade de análise e por dispensar toda essa série de procedimentos de eliminação de

interferentes que seriam dispendiosos em tempo e dinheiro.




36

Para fazer a adição-padrão, toma-se uma alíquota conhecida (Vx) de amostra e faz-se

uma diluição a um certo volume final (Vt) e mede-se a absorbância. Em seguida, toma-se

outra alíquota de amostra de mesmo volume (Vt) e mede-se a absorbância. Com essa técnica,

a absorbância lida após a adição do padrão será, necessariamente, maior do que a absorbância

antes da adição.

O primeiro termo da equação é o termo que aparece na equação da absorbância antes

da adição do padrão e é uma constante para qualquer Vp, desde que є, b, Vx e Vt sejam

sempre os mesmos. No segundo termo, a expressão que multiplica Vp também é uma

constante. Se medirmos várias soluções, com diferentes adições de padrão, e fizermos um

gráfico de A x Vp, teremos uma reta em que o coeficiente angular (єb ��) permite o cálculo

de єb, já que Cp e Vt são conhecidos.O coeficiente linear (єb � �

�� ) contém a concventração

procurada (Cx) e os outros temos são conhecidos. A seguir temos um exemplo de uma curva

de adição-padrão para análise de Fe (II) em água, por meio do desenvolvimento de cor de

tiocianato:

Uma outra maneira de fazer esse m

coeficiente angular, que, calculando pelas expressões anteriores, equivale a CxVx / Cp.

Substituindo-se os valores de Vx e Cp pode

Esse problema também pode ser resolvido de maneira g

achando o Vp negativo em que a absorbância cairia a zero (técnica de extrapolação).

4.1.6.4 Análise de mistura de cromóforos

Esse método é aplicado quando se quer analisar dois ou mais cromóforos em solução

simultaneamente e, o que é a situação mais comum, os espectros possuem regiões de

superposição.

Se na solução da amostra existe mais de um cromóforo, os espectros de absorção

desses cromóforos podem se sobrepor numa dada extensão de comprimento de onda. Então, a

análise dessa amostra em apenas um comprimento de onda, quando se escolhe um

deverá corresponder a um dos cromóforos e o(s) outro(s) provavelmente não estará(ão) na

região de absorbância máxima. Mas isso gera uma imprecisão na medida, pois a absorbância

nesse λ corresponde não só ao cromóforo em questão, mas também a absorbância do(s)

outro(s) em solução. A seguir apresenta

y, misturados numa dada concentração Cx e Cy.



Código: QIA001Data: Revisão:

Uma outra maneira de fazer esse mesmo cálculo é dividir o coeficiente linear pelo


se os valores de Vx e Cp pode-se achar o valor de Cx.

Esse problema também pode ser resolvido de maneira gráfica, prolongando


6.4 Análise de mistura de cromóforos


e, o que é a situação mais comum, os espectros possuem regiões de



essa amostra em apenas um comprimento de onda, quando se escolhe um



ão só ao cromóforo em questão, mas também a absorbância do(s)

outro(s) em solução. A seguir apresenta-se os espectros de dois cromóforos denominados x e

y, misturados numa dada concentração Cx e Cy.


37

esmo cálculo é dividir o coeficiente linear pelo


ráfica, prolongando-se a reta e



e, o que é a situação mais comum, os espectros possuem regiões de



essa amostra em apenas um comprimento de onda, quando se escolhe um λmáx,



ão só ao cromóforo em questão, mas também a absorbância do(s)

se os espectros de dois cromóforos denominados x e




38

Figura 9: Mistura de Cromóforos

Como podemos ver, no λmáx de x existe uma contribuição de y e no λmáx de y existe

uma contribuição de x. Nesse caso, em cada λ:

Atotal = Ax + Ay

Escolhe-se os λmáx de cada um dos compostos, onde um deles tem a maior

sensibilidade. Λx será o λmáx do composto x, e λy o do λmáx do composto y. Pela lei de

Lambert-Beer, a contribuição de cada um deles para a absorbância total em cada comprimento

de onda será:

Atotal (λx) = є bCx + є� bCy

Atotal (λy) = є� bCx + є��bCy

Onde:

є e є� são as absortividades de x e y no λx e є�

� são as absortividades de x e y no λy.

Se os є são conhecidos em cada λ (podem ser obtidos medindo-se padrões de cada

cromóforo) e o b também, as únicas incógnitas das equações são Cx e Cy. Tem-se então um

sistema de equações do primeiro grau de fácil resolução, onde pode-se calcular as duas

concentrações.




39

4.1.6.5 Desvios da Lei de Lambert-Beer

A lei de Lambert-Beer nem sempre é válida. Os desvios encontrados são classificados

em desvios por limitação da lei, desvios químicos e desvios causados pela

instrumentação:

• Desvios por limitação da lei: São aqueles em que as interações do analito com o solvente e

demais solutos variam com o aumento da concentração. O є, por exemplo, é função do índice

de refração. O índice de refração sofre grandes variações em soluções muito concentradas,

alterando o є. Em soluções concentradas do analito ou outros solutos, as interações soluto-

soluto alteram a estrutura do analito e também modificam sua absortividade. Esses efeitos

geralmente ocorrem em concentrações maiores que 0,01 mol/L das espécies presentes na

amostra. Os desvios positivos ou negativos conforme as alterações aumentem ou diminuam a

absortividade.

• Desvios Químicos: Ocorrem por reações não completas (K, constante de equilíbrio, baixa) em

que a espécie absorvente é o reagente ou produto em reações de complexação, equilíbrio

ácido-base e formação de dímeros. Além da concentração analítica, a concentração real da

espécie absorvente também será ditada por K. Se K favorece o cromóforo nas concentrações

analíticas mais altas, o desvio é positivo. Ao contrário, se K favorece o cromóforo nas

concentrações mais baixas, o desvio é negativo.

• Desvios causados pela instrumentação: Há que se lembrar que a lei de Beer é aplicável para

a luz monocromática. Filtros, por abrangerem faixas de comprimento de onda, apresentam

desvios negativos facilmente, pela mistura de comprimentos de onda que absorvem menos que

o λmax. Esse efeito é maior se medirmos fora do λmax, onde a diferença de absortividade

entre os vários λ é maior. Outro fator de desvio de instrumentação é a luz espalhada

internamente no aparelho por qualquer superfície refletora. Como parte dessa luz terá λ

diferente do λmax, o desvio é sempre negativo. Cubetas sujas e não uniformes também afetam

resultados.

Ao ocorrer um desvio da lei de Beer, ainda pode-se trabalhar com a curva de

calibração, embora ela não seja uma reta. O comportamento da curva pode ser mostrado na

Figura 10 a seguir.

Como desvio

das soluções mais comum é diluir mais a amostra, para que a análise ocorra na faixa linear da

curva, desde que o valor de

onda) e a sensibilidade do aparelho que mede a absorção permitam. A faixa de trabalho

normal dos métodos espectrofotométricos vai de 10

exceções.

É muito importante conhecer em que faixa de concentração ocorre um desvio

significativo da lei de Beer. Essa é mais uma das razões por que nunca se deve extrapolar os

resultados de uma curva de calibração para calcular a concentração de uma amostra, cujo valor

de absorbância caiu fora dos limites dos valores de absorbância dos padrões

Outro fator da instrumentação que pode causar desvios aparentes da lei de Beer é a

mudança de sensibilidade do detector com o tempo.

4.1.7 Diagrama de um espectrofotômetro UV

Figura 11




Figura 10: Desvios da Lei de Lambert-Beer

Como desvio das lei de Beer normalmente ocorrem em concentrações mais altas, uma


curva, desde que o valor de є (que dá a sensibilidade do cromóforo naquele comprimento de

a) e a sensibilidade do aparelho que mede a absorção permitam. A faixa de trabalho

normal dos métodos espectrofotométricos vai de 10-2 mol/L a 10


icativo da lei de Beer. Essa é mais uma das razões por que nunca se deve extrapolar os


de absorbância caiu fora dos limites dos valores de absorbância dos padrões


mudança de sensibilidade do detector com o tempo.

Diagrama de um espectrofotômetro UV-VIS

Figura 11: Diagrama de um espectrofotômetro UV-


40

Beer

das lei de Beer normalmente ocorrem em concentrações mais altas, uma


á a sensibilidade do cromóforo naquele comprimento de

a) e a sensibilidade do aparelho que mede a absorção permitam. A faixa de trabalho

mol/L a 10-7 mol/L, com várias


icativo da lei de Beer. Essa é mais uma das razões por que nunca se deve extrapolar os


de absorbância caiu fora dos limites dos valores de absorbância dos padrões.


-VIS




41

4.1.8 Tipos de Instrumentos UV-VIS

Existem quatro tipos gerais de instrumentos espectroscópicos:

1) De feixe único;

2) De feixe duplo espacial;

3) De feixe duplo temporal;

4) Multicanal.

Figura 12: Esquema de fotômetros e espectrofotômetros UV-VIS

Na Figura 12:

(a) é um esquema de instrumento de feixe único para medidas de absorção;

(b) Ilustra um instrumento de feixe duplo espacial no qual dois feixes são formados no espaço

por um espelho em forma de V, chamado divisor de feixe;




42

(c) Instrumento de feixe duplo temporal, onde os feixes são separados no tempo por um disco

com setores espelhados que direciona o feixe que vem do monocromador, primeiramente

através da célula de referência e, depois, através da célula da amostra. Os pulsos de radiação

são recombinados por outro espelho, que transmite um pulso e reflete o outro para o

transdutor.

4.1.9 Instrumentos Multicanal

Um novo tipo de espectrofotômetro surgiu no mercado, no início dos anos 1980,

baseado em um detetor com um dos arranjos (arranjo de fotodiodos ou dispositivo linear com

acoplamento de carga [CCD]. Esses instrumentos são geralmente do tipo feixe único

mostrado na Figura 13.

Nos instrumentos multicanal, o sistema dispersivo é um espectrógrafo de grade localizado

após a célula da amostra ou de referência. O detector é colocado no plano focal do

espectrógrafo, onde incide a radiação dispersa.

Figura 13: Diagrama de um espectrofotômetro multicanal

baseado em um espectrógrafo de rede com arranjo de detectores.

O arranjo de fotodiodos consiste de um conjunto disposto em forma linear de várias

centenas de fotodiodos (256, 512, 1024, 2048) que são formados ao longo do comprimento de




43

um chip de silício. Geralmente, os chips têm de 1 a 6 cm de comprimento, e as larguras dos

diodos individuais são de 15 a 50 µm. Arranjos lineares tipo CCD geralmente consistem de

2048 elementos, onde cada elemento tem ~ 14 µm. Espectrômetros multicanal que usam

arranjo de diodos ou arranjos de CCD são capazes de obter um espectro inteiro em pouco

milis-segundo.

Figura 14: Arranjo de diodos de vários tamanhos.

(Cortesia de Hamamtsu Photonics, Bridgewater, NJ.)

4.1.10. Alguns Instrumentos Típicos

4.1.10.1 Instrumentos de feixe único para as regiões UV-VIS

Diversos fabricantes oferecem instrumentos de feixe único, sem varredura, que podem ser

usados para medidas tanto na região ultravioleta como na visível. O extremo inferior do

comprimento de onda varia de 190 a 210 nm, e o extremo superior, de 800 a 1000 nm. Todos

são instrumentos com lâmpadas intercambiáveis de tungstênio e de hidrogênio ou deutério. A

maioria utiliza tubos fotomultiplicadores e fotodiodos como transdutores e redes para a

dispersão. Mostradores digitais são agora utilizados em praticamente todos os

espectrofotômetros desse tipo. O preço para esse tipo de instrumento varia de US$ 2.000 a

US$ 8.000. As especificações de desempenho variam consideravelmente entre os

instrumentos e estão relacionadas ao seu preço. Tipicamente , esses instrumentos apresentam

larguras de banda que variam de 2 a 8 nm e exatidão de comprimento de onda de 0,5 a 2 nm.




44

4.1.10.2 Instrumentos de feixe único computadorizados

Diversos fabricantes oferecem esses tipos de instrumentos nas regiões UV-VIS. Com esses

instrumentos, a varredura do comprimento de onda é inicialmente efetuada com a solução de

referência na trajetória do feixe. A saída resultante do transdutor é digitalizada e armazenada

na memória do computador. As amostras, são, então, varridas, e as absorbâncias, calculadas

com auxílio dos dados da solução de referência armazenados. O espectro completo é

mostrado poucos segundos após a aquisição dos dados. Como o espectro da amostra e da

referência são obtidos em tempos diferentes, é necessário que a intensidade da fonte

permaneça constante.

O computador acoplado a esses instrumentos fornece diversas opções relacionadas ao

processamento e à apresentação de dados como absorbância, transmitância, derivadas,

espectros sobrepostos, varreduras repetitivas, cálculos de concentração, localização de

picos e determinações de suas alturas e medidas cinéticas. Esses instrumentos de feixe único

possuem as vantagens inerentes de maior energia, melhor relação sinal/ruído e

compartimentos para a amostra com acesso mais fácil. Por outro lado, os instrumentos de

feixe duplo descritos fornecem melhor nivelamento e maior estabilidade de linha de base do

que os sistemas de feixe único. Os espectrofotômetros de mais alta qualidade ainda utilizam a

configuração de feixe duplo.

4.1.10.3 Instrumentos de feixe duplo

A Figura 15 mostra o esquema óptico de um espectrofotômetro mais sofisticado, de

feixe duplo com feixes separados pelo tempo:

Figura 15: Esquema de um espectrofotômetro de feixe duplo

Cary 100,da Varian para as regiões UV-VIS.




45

Características

� Utiliza uma rede plana de 30 x 35 mm contendo 1200 linhas/mm.

� Intervalo de λ de 190 a 900 mm;

� Larguras de banda de 0,2 a 4,00 nm selecionáveis em etapas de 0,1 nm por um sistema

que controla a troca da fenda;

� Exatidão fotométrica de ± 0,00016 A;

� Radiação espúria é menor do que 0,0013% de P0 a 370 nm e 0,0074% a 220 nm;

� O intervalo de absorbância vai de 0 a 3,7 unidades de absorbância.

� Seu desempenho é significativamente melhor do que o UV-VIS duplo feixe da Figura

10 e, evidentemente, seu preço é maior.

4.1.10.4 Instrumentos de dupla dispersão

A Figura 16 mostra o diagrama óptico do espectrofotômetro UV-VIS de dupla

dispersão Cary 300 da Varian:

Figura 16: Diagrama óptico do espectrofotômetro UV-VIS

de dupla dispersão Cary 300, da Varian .




46

Características

� O cary 300, da Varian, ao lado usa um monocromador prévio na frente do mesmo

instrumento de feixe duplo temporal ;

� O segundo monocromador reduz os níveis de luz espúria para 0,000041% a 370 nm e

0,00008 % a 220 nm;

� Isto estende o intervalo de absorbância para 5,0 unidades de absorbância;

� Possui um arranjo modulador duplo que assegura caminhos ópticos aproximadamente

idênticos para ambos os feixes;

� Os dois feixes incidem no tubo fotomultiplicador no mesmo ponto, o que minimiza os

erros devido à não –uniformidade do fotocatodo.

4.1.10.5 Instrumentos Multicanal

Na Figura abaixo são mostrados dois espectrofotômetros multicanal:

Figura 16: Espectrômetro multicanal miniatura com

fibra óptica. (Cortesia de Ocean Optics, Inc., Dunedin, FL.)

Características

� Espectrômetro de fibra óptica na versão miniaturizada usando um arranjo CCD linear;

� O diagrama óptico é semelhante a Figura 4, exceto peo fato de que fibras ópticas são

usadas para transprtar a radiação da célula e para a célula da amostra;




47

� Nesta versão o computador é separado do computador;

� A saída do arranjo é conectada a um conversor analógico-digital no computador;

� Em outros modelos, o espectrômetro contém o conversor e é conectado ao computador

via uma porta USB;

� Este tipo de espectrômetro é encontrado comercialmente por cerca de US$ 1.800 a

US$ 5000.

4.2 Espectrometria de Infravermelho

4.2.1 Introdução

Praticamente todos os compostos que têm ligações covalentes, orgânicos e inorgânicos,

absorvem freqüências de radiação eletromagnética na região do infravermelho do espectro. A

região do infravermelho do espectro eletromagnético se encontra em comprimentos de onda

maiores do que os associados com a luz visível, entre 400 nm e 800 nm (1 nanometro = 10-9

m), e menores do os associados com as ondas de rádio, maiores do que 1 cm. Do ponto de

vista da química, estamos interessados na parte vibracional da região do infravermelho, que

inclui radiação de comprimentos de onda (λ) entre 2,5 µm e 15 µm (1 micrômetro = 10-6 m).

A figura 1 abaixo mostra a relação em regiões a região do infravermelho e outras regiões

características do espectro eletromagnético.

Figura 17: Relação entre regiões do infravermelho vibracional e outras

regiões características do espectro eletromagnético.




48

Como ocorre com outros tipos de absorção de energia, as moléculas são excitadas a um

estado de energia superior quando absorvem a radiação infravermelha. A absorção de

radiação infravermelha é, como outros processos de absorção, um processo quantizado.

Somente freqüência (energias) selecionadas são absorvidas pelas moléculas. A energia

envolvida na absorção é da ordem de 8-40 kJ/mol (2-10 kcal/mol). A radiação desta faixa de

energias corresponde às freqüências de deformação axial e angular das ligações covalentes

das moléculas. No processo de absorção, as freqüências de radiação infravermelha que

coincidem com as freqüências naturais de vibração são absorvidas e a energia envolvida

aumenta a amplitude dos movimentos de vibração das ligações da molécula.

Muitos químicos referem-se à radiação da região do infravermelhovivracional do espectro

eletromagnético usando a unidade número de ondas (ⱱ). O número de ondas é expresso em

centímetros recíprocos (cm-1), facilmente obtidos tomando-se o inverso do comprimento de

onda (λ) expresso em cm. Esta unidade tem a vantagem, para os que fazem cálculos, de ser

diretamente proporcional à energia. Logo, a região do infravermelho vibracional do espectro

estende-se de cerca de 4.000 cm-1 a 600 cm-1 (ou número de ondas).

As seguintes relações interconvertem comprimentos de onda (µm) e número de ondas

(cm-1):

cm-1 = 1/µm x 10.000

µm = 1/cm-1 x 10.000

Com sua amostra no feixe de amostra, o instrumento varre o espectro de IV. Grupos

funcionais específicos absorvem energias específicas. Como o espectro é colocado sobre um

pedaço de papel, essas energias específicas tornam-se locais específicos no espectro.

Veja a Figura 2. Ela é um bom exemplo de um par de alcoóis. Vê o pico (alguns podem

chamá-lo de depressão) em torno de 3400 cm-1 (2,9 µm)? Ele aparece devido ao grupo OH,

especificamente ao estiramento da ligação O—H ou estiramento OH.

Agora consideremos um par de cetonas, 2-butanona e cicloexanona (Figura 3). Não há

qualquer pico em torno de 3400 cm-1 (2,9 µm). Deveria haver? Claro que não. Existe um OH

na 2-butanona? Claro que não. Mas existe um C=O, e onde ele está no espectro? O pico

correspondente aparece em torno de 1700 cm-1 (5,9 µm). Ele não está lá por causa dos




49

alcoóis, ele está lá devido às cetonas. Certo. Você acabou de correlacionar ou interpretar

quatro espectros de IV.

Figura 18: Espectros de IV do (a) Tert-butil álcool e (b) cicloexanol




50

Figura 19: Espectros de IV da (a) 2-butanona e (b) cicloexanona




51

Como os dois primeiros espectros (Figura 2) têm estiramento OH característicos de

alcoóis, eles poderiam ser provenientes de alcoóis. Os outros dois espectros (Figura 3)

poderiam ser provenientes de cetonas devido à presença em cada um deles do pico em 1700

cm-1 (5,9 µm), característico do estiramento C = O.

E todos os outros picos? Você pode atribuir algum tipo de significado a cada um deles,

mas isso pode ser muito difícil. É por isso que existem diagramas de correlação de

freqüência, ou tabelas de IV (Tabela 1). Eles identificam regiões do espectro de IV onde

aparecem picos de vários grupos funcionais. Eles podem se tornar muito complicados.

Utilizando a tabela de correlação, verifique se consegue encontrar o estiramento C – H e o

estiramento C – O que estão em todos os quatro espectros.

A região de 1400 a 900 cm-1 (7,2 a 11,1 mm) é conhecida como região de impressão

digital . Os picos aqui são devidos à molécula inteira, sua impressão digital, mais do que

originários de grupos funcionais independentes, e não há duas impressões digitais iguais.

Dê uma olhada nos espectros do cicloexanol e da cicloexanona (Figuras 2 a e 3 b).

Ambos exibem grupos funcionais muito diferentes. Agora olhe as semelhanças, a

simplicidade, inclusive a região de impressões digitais. As duas substâncias são anéis de seis

membros, possuindo um elevado grau de simetria. Você deve poder ver as semelhanças

devidas aos aspectos estruturais semelhantes.

Mais duas coisas. Primeira, cuidado com a pronúncia: não é “infavermelho), OK?

Segunda, a maioria das pessoas utiliza IV (pronunciado “i” “vê” , e não “4”) para se referir à

técnica, ao instrumento e ao registro do espectro em papel:

“É legal o novo espectro IV que você tem aí”.” (o instrumento)

“Faça um IV da sua amostra.” (execute a técnica)

“Vamos dar uma olhada no seu IV (interpretar o espectro resultante)

e ver qual o tipo de composto você tem.”

Esses equipamentos são bastante caros, então, como sempre, cuidado. Novamente,

nenhum instrumento IV é típico, mas você vai ter uma idéia de como operar um IV à medida

que adquirir experiência.




52

Tabela 7: Diagrama de Correlação de Frequência ou tabela de IV

4.2.2 Preparação da amostra e registro do espectro

Você pode preparar amostras para espectroscopia IV facilmente, mas deve-se ater a uma regra:

Nenhuma água!

No caso de não ter compreendido da primeira vez: Nenhuma água!




53

Comumente, você coloca a amostra entre duas placas de cloreto de sódio. Sim. Placas de

sal comum e hidrossolúveis. Ou mistura a amostra com brometo de potássio (KBr), outro sal

hidrossolúvel.

Consequentemente, mantenha a amostra seca.

4.2.2.1 Amostras Líquidas

1. Tenha certeza de que a amostra está SECA. SEM ÁGUA!

2. Coloque um pouco da amostra seca (1-2 gotas) numa das placas, então, cubra-a com outra

placa (Figura 20). A amostra deverá espalhar-se de modo a cobrir toda a placa. Você não tem

de pressionar. Se ela não cobrir bem, tente virar o topo da placa para espalhar a amostra, ou

adicione mais amostra.

3. Coloque o sanduíche na placa de baixo do suporte de placas de sal de IV e cubra-o com a

placa de cima.

4. Coloque pelo menos duas porcas no suporte de placas (cantos opostos) e aperte-as

DELICADAMENTE para prender as placas com uma pressão uniforme. Não use força!

Você vai trincar as placas! Lembre-se, o dispositivo é chamado de suportes de placas de sal, e

não de esmagador de placas de sal.

5. Coloque o suporte, junto com as placas de sal, na janela do instrumento que corresponde ao

feixe da amostra (de frente para o instrumento, é a mais próxima de você).

6. Obtenha o espectro.

7. Retire a célula do instrumento e limpe as placas de sal. Muitas vezes um pouquinho de

acetona seguida de secagem com lenço de papel é suficiente. As placas de sal precisam de um

local limpo e seco para descansar após o trabalho. Geralmente, é utilizado um dessecador de

vidro onde contém sílica gel com indicador de umidade (azul – está seca e rosa – está úmida).

Portanto, ao ver o dessecador com a sílica rosa, informe imediatamente ao professor ou

monitor para que seja providenciada a troca por uma sílica gel seca. Joga-se fora a sílica gel

com umidade? Claro que não! Ela pode ser regenerada, ou seja, retirar a sua umidade,

colocando na estufa a 100 °C, por um determinado tempo e, assim que a sílica estiver azul,

retirar da estufa e resfriar em um dessecador.

Desde que não contenha outro solvente, apenas seu composto líquido, você acabou de

preparar uma amostra líquida, pura, isto é, sem solvente. Uma amostra líquida pura é como




54

nos referimos a qualquer líquido em que não existe solvente. Essa afirmação não deve ser

entendida ao pé da letra, ou seja, de que se trata de uma amostra realmente pura, e sim líquida

da forma como você a está considerando.

Figura 20: Placas de sal para IV e suportes

4.2.2.2 Amostras Sólidas

4.2.2.2.1 Emulsão de Nujol

Uma maneira rápida e de baixo custo de obter um IV de sólidos é misturá-los com

Nujol , um óleo mineral comercialmente disponível. Tradicionalmente, isso se chama “fazer

uma emulsão de Nujol” e é uma prática comum entre os químicos. Ainda que você não veja

emulsões de Rexall ou Johnson&Johnson, frequentemente é utilizada a marca genérica

emulsão em óleo mineral.

Você deseja dispersar o sólido através do óleo, fazendo com que o sólido se torne

transparente o suficiente para que o IV da amostra produza um espectro útil. Como o óleo

mineral é um hidrocarboneto saturado, ele possui seu próprio espectro de IV. Você vai

encontrar flexões, estiramentos e torções típicas de hidrocarbonetos no espectro, mas você

sabe onde eles estão e os ignora. Você pode olhar um espectro Nujol publi

referência (Figura 21) ou obter seu próprio espectro. Caso você tenha dúvidas onde procurar.

Procedimento

1. Coloque uma pequena quantidade do seu sólido num gral (almofariz)

adicione algumas gotas de óleo mineral.

2. Moa a amostra e o óleo juntos, até que o sólido fique um pó fino

3. Espalhe a emulsão sobre uma placa de sal e cubra

bolhas, apenas uma película uniforme do sólido no óleo.

4. Proceda como se fosse uma amostra liquida.

5. Limpe as placas com acetona anidra ou etanol. SEM ÁGUA! Se não tiver gral e pistilo de

ágata, tente uma placa de toque e a extremidade arredondada de um bastão grosso

placa de toque é uma peça de porcelana esmaltada com “covinhas”. Use uma dessas covinhas

como um pequeno gral e os bastão de vidro como um pequeno pistilo.

E lembre-se de esquecer os picos do próprio nujol.

Figura 21: Um espectro de Nujol




eles estão e os ignora. Você pode olhar um espectro Nujol publi

) ou obter seu próprio espectro. Caso você tenha dúvidas onde procurar.

1. Coloque uma pequena quantidade do seu sólido num gral (almofariz)

adicione algumas gotas de óleo mineral.

2. Moa a amostra e o óleo juntos, até que o sólido fique um pó fino disperso através do óleo

3. Espalhe a emulsão sobre uma placa de sal e cubra-a com outra placa. Não deve haver

ma película uniforme do sólido no óleo.

4. Proceda como se fosse uma amostra liquida.


ágata, tente uma placa de toque e a extremidade arredondada de um bastão grosso


como um pequeno gral e os bastão de vidro como um pequeno pistilo.

se de esquecer os picos do próprio nujol.

: Um espectro de Nujol publicado numa referência


55

eles estão e os ignora. Você pode olhar um espectro Nujol publicado em uma

) ou obter seu próprio espectro. Caso você tenha dúvidas onde procurar.

1. Coloque uma pequena quantidade do seu sólido num gral (almofariz) pequeno de ágata, e

disperso através do óleo.

a com outra placa. Não deve haver


ágata, tente uma placa de toque e a extremidade arredondada de um bastão grosso de vidro. A


publicado numa referência




56

4.2.2.2.2 Métodos com KBr Sólido.

Os métodos com KBrr (dificilmente chamados de métodos com brometo de potássio)

consistem em fazer uma mistura do seu sólido (seco, novamente) com KBr de grau de pureza

para IV. Não utilize o KBr comum, pois ele provavelmente contém nitrato, na forma de

KNO3, suficiente para dar picos falsos. Depois de aberto um frasco de KBr, seque-o,

posteriormente, guarde-o num forno a cerca de 110 °C, sem tampa, para evitar que o KBR

absorva umidade.

4.2.2.2.3 Preparando a Solução Sólida

1. Pese aproximadamente 100 mg de KBr. Se você conseguir se lembrar o volume de quanto é

100 mg de KBR não terá de pesá-lo toda vez que precisar dele para fazer um IV.

2. Pese 1 – 2 mg da sua amostra sólida seca. Você terá de pesar cada amostra, pois compostos

diferentes ocupam volumes diferentes. 3. Moa previamente o KBr até obter um pó fino, com

mais ou menos a consistência do açúcar refinado. Não demore demais nessa operação, pois

ele vai absorver umidade do ar.

4.2.2.2.4 Preparação da Pastilha de KBr com uma Prensa de Mão

(Figura 22):

1. Remova o conjunto da pastilha da caixa;

2. Tome cuidado para não arranhar as superfícies polidas;

3. Coloque a bigorna com o pino polido curto (bigorna inferior na Figura 22) sobre a bancada.

4. Coloque o colar sobre o pino e adicione cerca de um quarto da mistura de Kbr-amostra com

uma espátula no colar.

5. Coloque a bigorna que tem o pino polido maior sobre o colar, de modo que o pino entre em

contato com a amostra. Nunca pressione o conjunto de pastilha sem amostra;

6. Mova cuidadosamente o dispositivo da pastilha segurando pela bigorna inferior, de modo a

manter o colar no lugar. Se você for descuidado nesta operação, o colar pode mover-se e

deixar escapar o pó;

7. Abra um pouco o pegador da prensa de mão, incline ligeiramente a prensa e coloque o

dispositivo da pastilha na prensa;




57

8. Verifique se o dispositivo está encostado na parede lateral da câmara para que a pastilha

fique centrada e feche o pegador. É imperativo que o dispositivo da pastilha fique encostado

na parede lateral da câmara e que a pastilha fique centrada. Se você pressionar a pastilha fora

do centro, poderá envergar os pinos das bigornas;

9. Com o pegador na posição fechada, rode o disco de pressão para que o êmbolo da prensa de

mão toque a bigorna superior do dispositivo da pastilha e incline a unidade de modo que o

dispositivo da pastilha não caia;

10. Abra o pegador, gire o disco de pressão uma volta e meia no sentido horário e pressione a

amostra novamente, mantendo a pressão por 60 segundos;

11. Após este tempo, incline a unidade de modo que o conjunto não caia. Abra o pegador e

remova cuidadosamente o dispositivo da pastilha e examine-a. A pastilha, idealmente, deveria

ser transparente como um pedaço de vidro, mas com freqüência, ela ficará translúcida ou um

pouco opaca. Podem aparecer fendas ou furos na pastilha. A pastilha dará um bom espectro

mesmo com imperfeições, desde que a luz possa atravessá-la.

Figura 22: Pastilhador de mão




58

4.2.2.2.5 Preparação da pastilha de KBr com uma Miniprensa (Figura 23).

1. Pegue uma prensa limpa e seca, e dois parafusos. Rosqueie, na prensa, um dos parafusos

até a metade e considere-o como o fundo da prensa.

2. Coloque uma mistura finamente moída do seu composto (1-2 mg) e de KBr

(aproximadamente 100 mg) para dentro da prensa, de modo que o fundo do parafuso fique

recoberto por uma camada uniforme.

3. Pegue o outro parafuso e rosquei-o a partir do topo. Delicadamente aperte e afrouxe esse

parafuso pelo menos uma vez, para espalhar o pó uniformemente sobre a face do parafuso

inferior.

4. Aperte a prensa com a mão, e então use uma chave inglesa para apertar os parafusos um

contra o outro. Não use muita força, para não arrancar a cabeça do parafuso.

5. Remova ambos os parafusos. Dentro da prensa deverá haver uma pastilha de KBr contendo

a sua amostra. Se a pastilha for transparente, é excelente. Se for translúcida, vai funcionar. Se

for opaca, você consegue obter o espectro de IV, mas não tenha muita esperança de encontrar

alguma coisa.

6. Coloque toda a prensa num prendedor localizado no feixe de análise do IV, conforme

Figura 24.

Figura 23: A miniprensa




59

Figura 24: A miniprensa em seu suporte

4.2.2.2.6 Preparação de uma pastilha de KBr com uma Prensa Hidráulica

Se você tiver uma prensa hidráulica e dos blocos de aço à disposição, há uma outra

maneira fácil de obter uma pastilha de KBr. A princípio é um truque que utiliza um cartão ou

uma ficha de arquivo:

1. Corte uma ficha de arquivo e dê acabamento de modo que ela encaixe dentro da fenda do

feixe de amostra;

2. Faça um furo na ficha com um furador de papel. O furo deverá ficar centralizado no feixe

da amostra quando a ficha estiver na fenda do feixe;

3. Coloque um dois blocos de aço sobre a garra inferior da prensa;

4. Coloque a ficha sobre o bloco;

5. Coloque sua mistura de KBr-amostra sobre a ficha, cobrindo o furo e parte da ficha.

Espalhe-a uniformemente;

6. Cubra a ficha, que agora contém sua amostra, com o segundo bloco de metal e coloque o

sanduíche na prensa hidráulica (Figura 25);

7. Bombeie a prensa até a pressão indicada como segura;

8. Deixe o sistema pressurizando por 1 minuto. Se a pressão tiver caído, eleve-a um pouco,

lentamente, cuidadosamente, até a linha de pressão indicada como segura, e aguarde mais um

pouco (1 minuto);

9. Libere a pressão na prensa. Separe as garras.




60

10. Abra o sanduíche metálico. Dentro estará uma ficha de arquivo com sua amostra numa

janela de KBr, exatamente como na miniprensa;

CUIDADO! A janela de KBr formada é muito frágil, então não agite.

11.Coloque a ficha na fenda do feixe da amostra (Figura 23). A janela de KBr deverá ficar

centralizada no feixe da amostra, se você tiver cortado e furado a ficha corretamente.

Figura 24: Pastilhas de KBr obtidas por uma prensa hidráulica

4.2.2.2.7 Preparação de uma pastilha de KBr com Pastilhador, Prensa

Hidráulica e Bomba de Vácuo

1. Pegue o Pastilhador (Figura 25) e retire o êmbolo, a borracha de vedação e os dois discos

metálicos. Tome cuidado para não arranhar as superfícies polidas;

2. Coloque o disco metálico inferior no orifício do Pastilhador com a superfície polida para

cima;

3. Adicione cerca de ¼ (± 25 mg) da mistura finamente moída de KBr-amostra para dentro da

prensa, de modo que a superfície do disco fique recoberto por uma camada uniforme;

4. Coloque o outro disco com a superfície polida no orifício do Pastilhador e em seguida o

êmbolo com a borracha de vedação encostada no topo do orifício do Pastilhador;

5. Coloque o Pastilhador no prato inferior da prensa, conecte a borracha de vácuo, ligue a

bomba de vácuo (Figura 26) e feche a prensa delicadamente (Figura 27);

6. Bombeie a prensa até a pressão indicada como segura (± 1Tonelada);




61

8. Deixe o sistema pressurizando por 1 minuto. Se a pressão tiver caído, eleve-a um pouco,

lentamente, cuidadosamente, até a linha de pressão indicada como segura, e aguarde mais um

pouco (1 minuto);

9. Desligue a prensa e libere a pressão, de modo que o prato inferior abaixe e libere o

Pastilhador;

10. Retire a parte de baixo do Pastilhador e force com cuidado o êmbolo para cima, de modo a

forçar a saída dos discos com a Pastilha;

CUIDADO! A janela de KBr formada é muito frágil, então não agite.

11.Coloque a pastilha de KBr no suporte apropriado e coloque-o na fenda do feixe da

amostra (Figura 23). A janela de KBr deverá ficar centralizada no feixe da

Figura 25: Pastilhador evacuável de Brometo de Potássio

Figura 26: Bomba de Vácuo




62

Figura 27: Prensa Hidráulica

4.2.3 Mapas e Tabelas de Correlação

Para extrair informações estruturais dos espectros de infravermelho, você deve saber

em que frequência ou comprimento de onda os vários grupos absorvem. As tabelas de

correlação no infravermelho mostram as informações conhecidas sobre a absorção dos

diversos grupos funcionais. Os livros listados nas referências ao final da apostila apresentam

tabelas de correlação muito completas. Às vezes, a informação sobre as absorções é dada em

um mapa, chamado mapa de correlação. A Tabela 7 é um mapa de correlação simplificado.

Embora você possa pensar que assimilar os dados da tabela 7 será difícil, não é o caso

se você começar e, pouco a pouco, se familiarizar com os dados. O resultado será aumentar

sua capacidade de interpretar os detalhes de um espectro de infravermelho. Isto fica mais fácil

se você guardar primeiro a distribuição da Figura 28. Em uma segunda etapa, você poderá

memorizar um “valor típico de absorção” para cada um dos grupos funcionais dentro da

distribuição da Figura 28. Este valor será um valor único que poderá ser usado como guia de

memória. Comece, por exemplo, com uma cetona alifática como modelo para todos os

compostos carbonilados. Uma cetona alifática simples tem a absorção da carbonila em 1715 ±

10 cm-1. Não se preocupe com a variação e memorize 1715 cm-1 como valor base para a

absorção da carbonila. Aprenda depois a variação e como os diferentes tipos de grupos

carbonila aparecem nesta região. Veja, por exemplo, a Figura 29 que dá os valores típicos de

compostos carbonilados. Aprenda, depois, de que maneira fatores como tamanho do anel

(quando o grupo funcional está em um anel) e o efeito da conjugação afetam o valor de base




63

(isto é, em que direção os valores mudam). Aprenda as tendências – sempre lembrando o

valor de base (1715 cm-1). Pode ser útil memorizar, para começar, os valores de base dados

na tabela 28. Note que são somente oito valores.

Figura 28: Regiões aproximadas de absorção de vários tipos de ligação

Figura 29: Valores normais (± 10 cm-1) de vários tipos de grupos carbonila

4.2.4 Análise de um espectro (ou o que você pode dizer imediatamente) Quando estiver analisando o espectro de uma substância desconhecida, concentre-se

primeiro em reconhecer a presença (ou ausência) de alguns grupos funcionais importantes. Os

picos mais evidentes são de C = O, O –H, N – H, C = C, C Ξ C, CΞ N e NO2. Se estiverem

presentes, eles darão informações estruturais imediatas. Não tente analisar em detalhes as

absorções de C – H próximas de 3.000 cm-1 porque praticamente todos os compostos têm

estas absorções. Não se preocupe com os detalhes do tipo de ambiente em que em que está o

grupo funcional. Segue-se uma lista das características mais importantes:

1.Um grupo carbonila está presente?

O grupo C = O dá origem a uma absorção foret na região entre 1820 e 1600 cm-1. Este pico é,

com freqüência, o mais intenso do espectro e tem largura média. Você não pode deixar de vê-

lo.




64

2.Se C = O está presente, verifique os tipos. (se estiver ausente, vá para o item 3):

Ácidos O–H também está presente? Absorção larga entre 3.300 e 2.500 cm-1 (usualmente

encobre C – H).

Aminas N–H também está presente? Absorção de intensidade média próxima de 3.500

cm-1, algumas vezes dois picos da mesma altura.

Ésteres C–O também está presente? Absorções de intensidade média entre 1.300 e 1.000

cm-1.

Anidridos Têm duas absorções de C = O próximas de 1.810 cm-1 e de 1.760 cm-1.

Aldeídos C–H de aldeído também está presente? Duas absorções fracas próximas de 2.850

cm-1 e de 2.750 cm-1, à direita das absorções de C–H.

Cetonas As cinco escolhas anteriores foram eliminadas.

3.Se C = O está ausente

Álcoois ou fenóis Procure O–H. Absorção larga entre 3.600 cm-1 e 3.300 cm-1. Confirme,

procurando C – O entre 1.300 – 1.000 cm-1.

Aminas Procure N – H. Absorções de intensidade média próximas de 3.500

cm-1.

Éteres Procure C – O (e ausência de O – H) entre 1.300 – 1.000 cm-1.

4.Ligações duplas ou anéis aromáticos ou ambos

� C = C é uma banda fraca próxima de 1.650 cm-1.

� Absorções de intensidade média a forte na região de 1.650 – 1.450 cm-1 implicam,

com freqüência, um anel aromático.

� Confirme consultando a região de C – H.

� C – H de aromáticos ou de vinila aparece à esquerda de 3.000 cm-1 (C – H de

alifáticos ocorre à direita deste valor).

5.Ligações triplas

� A absorção de C Ξ N é uma banda de intensidade média e aguda em cerca de 2.250

cm-1.




65

� A banda de C Ξ C em 2.150 cm-1 é fraca e aguda. Procure pela banda de C–H de

acetileno próxima de 3.300 cm-1.

6.Grupos Nitro

� Duas bandas intensas em 1.600-1500 cm-1 e 1.390-1.300 cm-1.

7.Hidrocarbonetos

Nenhuma das bandas descritas acima.

� Bandas principais na região de C-H próxima de 3.000 cm-1.

� Espectro muito simples, as únicas outras absorções ocorrem próximas a 1.450 cm-1 e

1.375 cm-1.

O aluno iniciante deve resistir a idéia de tentar assinalar ou interpretar todos os picos

do espectro. Você não conseguira fazer isto. Concentre-se em aprender onde estão os picos

principais e reconhecer sua presença ou ausência no espectro.

4.3 Polarimetria

4.3.1 Introdução

A luz tem natureza dual, isto é, tem propriedades de onda e partícula. A natureza de

onda da luz pode ser demonstrada por dois experimentos: polarização e interferência. Das

duas, a polarização é a mais interessante para os químicos orgânicos porque eles podem

aproveitar os experimentos de polarização para aprender detalhes da estrutura de uma

molécula desconhecida.

A luz branca comum é um movimento ondulatório com vários comprimentos de onda

que vibra em todos os possíveis planos perpendiculares à direção de proppagação. Pode-se

filtrar a luz ou usar fontes especiais para torná-la monocromática (de um só comprimento de

onda ou cor). Usa-se, com freqüência, a lâmpada de sódio (linha D do sódio = 5.983 Å). Na

Figura 30 é mostrado a luz comum e polarizada:




66

Figura 30: Luz comum e luz plano-polarizada

Uma substância opticamente ativa interage com a luz polarizada e gira o plano de

polarização de um ângulo α. A Figura 31 ilustra este fenômeno.

Figura 31: Atividade óptica

4.3.2 O Polarímetro

Usa-se um instrumento chamado polarímetro para medir a interação de uma

substância com a luz polarizada. A Figura 32 mostra o esquema de um polarímetro.

Figura 32: Esquema de um polarímetro




67

Para que os dados determinados por vaias pessoas sob condições diferentes possam ser

comparados, é necessário padronizar as medidas de rotação óptica. A forma mais comum de

fazer isto é registrar a rotação específica [�]�� que é corrigida para diferentes concentrações,

comprimento da célula, temperatura, solvente e comprimento de onda da luz da fonte. A

equação que define a rotação específica é:

[�]�� =

��

Onde:

Α = rotação observada, em graus

C = concentração em gramas por mililitro de solução (líquidos puros usa-se a sua densidade)

L = comprimento do tubo de amostra em decímetros

Λ = comprimento de onda (usualmente indicado com”D” para a linha D do sódio)

T = temperatura em graus Celsius (usualmente 25 °C, com linha D do sódio)

Você pode querer comparar compostos com pesos moleculares diferentes, e para isto,

a rotação molecular baseada em moles, não em gramas, é mais conveniente. A rotação

molecular �� deriva-se da rotação específica [α]�

� , por:

�� = [α]� � �� ! "�#$"%&

�

100

4.3.3 Preparação da amostra, a célula de amostra

É importante que a solução cuja rotação óptica se deseja determinar não contenha partículas

de poeira em suspensão, sujeira ou outros materiais não dissolvidos que poderiam dispersar a

luz polarizada incidente. A Figura 33 mostra duas células de um polarímetro.




68

Figura 33: Duas células de polarimetria

4.3.2.1 Operação de um polarímetro

4.3.2.1.1 O polarímetro Zeiss, um instrumento clássico

Os procedimentos dados aqui aplicam-se ao polarímetro Zeiss (Figura 34), um

instrumento analógico clássico com uma escala circular e uma lâmpada de sódio. Muitos

modelos de polarímetro mais antigos são operados da mesma forma.

Antes das medidas, ligue a lâmpada de sódio e espere 5 – 10 minutos para que ela se

aqueça e se estabilize. Após aqueciemento, verifique se o instrumento está funcionando

corretamente. Faça uma leitura do zero com a célula de amostra cheia de solvente. Se a leitura

do zero não corresponder à marca de calibração de zero (0°), use a diferença de leitura para

corrigir todas as amostras subsequentes. A Figura 35 motra os setores do campo de imagem:

Figura 34: Polarimetro Zeiss




69

Após a determinação da posição de zero da solução do branco, coloque a célula de

polarímetro que contém sua amostra em posição e meça o ângulo de rotação observado

usando a mesma técnica de determinação do zero. Lembre-se de registrar o valor numérico de

leitura e a direção da rotação. Registre também o solvente, a temperatura e a concentração,

essenciais para a medida. As rotações em sentido horário são devidas a substâncias

dextrógiras e são indicadas pelo símbolo “+“. Rotações no sentido anti-horário são devidas a

substâncias levógiras e são indicadas pelo símbolo “-“. Tome várias leituras, inclusive

aproximando o valor por ambos os lados. Em outras palavras, se a leitura for + 75°, faça

leituras crescentes começando em algum ponto entre 0° e 75° e na próxima leitura comece

acima de 75°. A duplicação de leituras, a aproximação da leitura por valores superiores e

inferiores e a obtenção das médias reduz o erro.

Se você não tiver certeza se a substância é destrógira ou levógira, reduza a

concentração de seu composto à metade ou reduza a intensidade de luz. A confusão entre

levógiro e dextrógiro vem da escala circular. O valor nulo pode ser atingido em ambas as

direções (no sentido horário ou anti-horário), a partir do zero (veja a Figura 35). O seu nulo,

por exemplo, está em + 120° ou em -240°? As duas leituras no mesmo ponto de escala. A

Figura abaixo mostra que, reduzindo a concentração, o comprimento da célula ou a

intensidade da luz à metade (qualquer um desses fatores), a leitura mudará e se moverá em

direções diferentes para substâncias levógiras ou dextrógiras. A direção da rotação é

deteminada, frequentemente, por medidas em soluções diferentes.

Após a determinação do valor e da direção da rotação observada α, corrija-o pelo zero

do aparelho e use as fórmulas anteriores para convertê-lo em rotação específica [�]). A

rotação específica é sempre registrada em função da temperatura, da indicação do

comprimento de onda por “D”, se uma lâmpada de sódio foi usada, do solvente e da

concentração usada. Por exemplo:

[�]). = + 43,8 (c = 7,5 g/100 mL, em etanol absoluto)




70

Figura 35: Determinação da direção da rotação. Diagrama do efeito na rotação

observada devido `a redução à metade da concentração do composto, da intensidade da

luz ou do comprimento da célula. (A) Dextrógiro ou (B) levógiro.

4.3.2.1.2 O polarímetro digital moderno

Um polarímetro digital moderno, como o da Figura 36 é muito mais fácil de operar do

que os aparelhos analógicos antigos. O instrumento moderno guarda na memória a leitura do

zero e o subtrai automaticamente das medidas subseqüentes obtidas com sua amostra. Ao

acabar, ele pode imprimir todos os dados em uma folha de papel que você pode guardar. Em

um instrumento típico, você faz inicialmente a leitura do zero e a guarda na memória do

computador. Depois, você coloca em posição a amostra no instrumento e ele encontra

automaticamente o nulo e a direção de rotação e mostra o resultado em uma janela de leitura

de cristal líquido. O instrumento repete a medida várias vezes, para se certificar, e determina a

direção de rotação diminuindo a intensidade da luz. Ele pode fazer isto de várias maneiras.

Um método comum é atenuar (reduzir) a luz incidente do feixe de luz polarizada e verificar

que efeito isto tem sobre o ângulo de rotação. Mesmo um polarímetro digital, porém, não

pode obter uma boa leitura de uma amostra ruim, como por exemplo, uma amostra turva,

cheia de bolhas ou com material em suspensão. Uma boa amostra é de sua responsabilidade.




71

Figura 36: Polarímetro digital automático ADP 440 (Bellingham+Stanley/UK)

4.3.3.3 Pureza Óptica

Quando você prepara uma amostra de um enantiômero por um método de resolução, a

amostra nem sempre é 100% de um único enantiômero. Ele está, com freqüência contaminada

por pequenas quantidades do outro enantiômero. Se você sabe a quantidade de cada

enantiômero na mistura, você pode calcular a pureza óptica. Alguns químicos preferem a

expressão excesso enantiomérico (ee) em vez de pureza óptica. O excesso enantiomérico

percentual, ou pureza óptica, é calculado como:☺

% Pureza óptica = *+,-. /- 0* -12134ô*-6+7*+,-. /+ +036+ -12134ô*-6+

3+32, /- *+,-. /- 2*8+. -12134ô*-6+. 9::

% Pureza óptica = % excesso enantiomérico (ee)

É difícil, com freqüência, usar esta equação porque não se conhece a quantidade exata

de cada enantiômero presente na mistura. È muito mais fácil calcular a pureza óptica (ee)

através da rotação específica observada para a mistura dividida pela rotação específica do

enantiômero puro. Valores dos enantiômeros puros podem ser, às vezes, encontrados na

literatura.

% Pureza óptica = % excesso enantiomérico = 6+32çã+ -.=->í@4>2 +8.-6A2/2

6+32çã+ -.=->í@4>2 /+ -12134ô*-6+ =06+ 9::




72

Esta última equação só é verdadeira para misturas de duas moléculas quirais que são

imagem no espelho uma da outra (enantiômetros). Se alguma outra substância quiral estiver

presente na msitura como impureza, a pureza óptica verdadeira será diferente da calculada.

Em uma mistura racêmica (±), não há excesso de um enantiômero, e a pureza óptica (excesso

enantiomérico) é zero. Em um material completamente resolvido, a pureza óptica (excesso

enantiomérico) é 100%. Um composto que é x% opticamente puro contém x% de um

enantiômero e (100 – x)% de uma mistura racêmica.

Depois da determinação da pureza óptica, é fácil calcular as percentagens relatvas de

cada enantiômero. Imagine que a forma predominante na mistura impura, opticamente ativa, é

o enantiômero (+); sua percentagem é:

B + D9::7 E FG%

e a percentagem do isômero (-) é [(100 – x) / 2]%. As percentagens relativas das formas (+) e

(-) em uma mistura de enantiômeros parcialmente resolvida pode ser calculada como

mostrado abaixo. Imagine uma mistura de enantiômeros da cânfora parcialmente resolvida. A

rotação específica da (+) cânfora pura é +43,8% em etanol absoluto, mas a mistura tem

rotação específica de +26,3%.

Pureza óptica = H EI,K°H MK,N° x 100 = 60% de pureza óptica

% (+) enentiômero = 60 + D9::7I:E F = 80%

% (-) enentiômero = D9::7I:E F = 20%

Note que a diferença entre estes dois valores calculados é igual à pureza óptica ou

excesso enantiomérico.




73

4.4 Potenciometria

Os métodos potenciométricos de análise são baseados em medidas de potencial de

uma célula eletroquímica na ausência de correntes. Por mais de um século, a potenciometria

tem sido utilizada para localizar o ponto final de titulações. Mas recentemente, ela tem sido

empregada na determinação direta da concentração de íons empregando eletrodo íon-seletivo.

Tais eletrodos são relativamente livres de interferência e fornecem a concentração de um

grande número de ânions e cátions.

O equipamento utilizado em métodos potenciométricos são simples e de baixo custo,

incluindo um eletrodo indicador, um eletrodo de referência e um dispositivo para medir

potencial. A Figura 37 mostra uma célula utilizada para determinações potenciométricas e a

Figura 38 um potenciômetro comercial moderno:

Figura 37: Uma célula utilizada para determinações potenciométricas

Figura 38: pHmetro digital moderno (Hanna HI 4522)




74

4.5 Cromatografia Gasosa

Na cromatografia gasosa, os componentes de uma amostra vaporizada são separados

em conseqüência de sua partição entre uma fase móvel gasosa e uma fase estacionária líquida

ou sólida contida em uma coluna. Ao realizar-se uma separação por cromatografia gasosa, a

amostra é vaporizada e injetada na cabeça da coluna cromatográfica. A eluição é feita por um

fluxo de uma fase móvel gasosa inerte. Em contraste com muitos outros tipos de

cromatografia, a fase móvel não interage com as moléculas do analito; sua única função é

transportar o analito através da coluna. A Figura 39 mostra o esquema de um cromatógrafo

gasoso típico.

Figura 39: Esquema de um cromatógrafo gasoso típico

4.6 Cromatografia Líquida

Em vários tipos básicos de cromatografia a fase móvel é um líquido. Esses tipos são

frequentemente classificados pelo mecanismo de separação ou pelo tipo de fase estacionária.

As variedades incluem: (1) cromatografia de partição; (2) adsorção ou cromatografia líquido-

sólido; (3) troca iônica ou cromatografia de íons; (4) cromatografia de exclusão de tamanho;

(5) cromatografia por afinidade e (6) cromatografia quiral.

Inicialmente, a cromatografia líquida (LC, do inglês liquid chromatography) era

realizada em colunas de vidro com diâmetro interno de 10 a 50 mm. As colunas, de 50 a 500

cm, eram recheadas com partículas sólidas recobertas com um líquido adsorvido que




75

constituía a fase estacionária. Para assegura vazões razoáveis através desse tipo de fase

estacionária, o tamanho de partículas era mantido acima de 150 até 200 µm; mesmo assim, as

vazões eram de poucos décimos de mililitro por minuto. Dessa forma, os tempos de separação

eram longos – frequentemente, várias horas. As tentativas de acelerar este procedimento

clássico por meio de aplicação de vácuo ou de pressão não foram efetivas porque o aumento

na vazão tende a aumentar a altura do prato e consequentemente o mínimo na curva típica de

altura de prato versus vazão, resultando em descréscimo na eficiência.

No início do desenvolvimento da cromatografia líquida, os cientistas perceberam que a

eficiência da coluna podia ser aumentada por meio da diminuição do tamanho de partícula.

Entretanto, somente no final dos anos 1960 foi desenvolvida a tecnologia para a produção e o

uso de recheios com diâmetros de partículas tão pequenos como de 3 a 10 µm. Esta tecnologia

exigiu instrumentos sofisticados operando a altas pressões, que contrastavam acentuadamente

com as colunas de vidro simples de cromatografia líquida clássica com fluxo por gravidade.

O nome cromatografia líquida de alta eficiência – CLAE (em inglês, high performance liquid

chromatography – HPLC) foi originalmente empregado para distinguir estes novos

procedimentos dos métodos originais de fluxo por gravidade. Hoje, toda a cromatografia

líquida é realizada empregando fluxo pressurizado, e usamos as abreviações CL e CLAE

indistintamente, bem como o termo em inglês HPLC.

Figura 40: Diagrama de blocos mostrando os componentes de um equipamento típico

para CLAE




76

4.7 Espectrometria atômica óptica

Três tipos principais de métodos espectrométricos são usados para identificar os

elementos presentes em amostras e para determinar suas concentrações: (1) espectrometria

óptica, (2) espectrometria de massas e (3) espectrometria de raios X. Na espectrometria

óptica, os elementos presentes em uma amostra são convertidos em átomos gasosos ou íons

elementares por um processo chamado atomização. A absorção na região ultravioleta-visível,

ou a emissão ou a fluorescência das espécies atômicas no vapor é então medida. Na

espectrometria de massas atômica, as amostras também são atomizadas, mas neste caso, os

átomos gasosos são convertidos a íons positivos (geralmente, de carga unitária) e separados

de acordo com suas razões massa/carga. Assim, são obtidos dados quantitativos pela

contagem dos íons separados. Na espectrometria de raios X, a atomização não é necessária

pois os espectros de raios X para a maioria dos elementos independem de suas composições

químicas em uma amostra. Os resultados quantitativos são, então, obtidos pela medidad direta

do espectro de fluorescência, de absorção ou emissão da amostra.

4.7.1 Espectrometria de absorção e de fluorescência atômica

Existem dois tipos de métodos atômicos ópticos que utilizam técnicas similares para

introdução e atomização da amostra. O primeiro é a espectrometria de absorção atômica

(AAS) (Figura 41), que há aproximadamente meio século é o método mais utilizado para a

determinação de elementos individuais em amostras analíticas. O segundo é a espectrometria

de fluorescência atômica (AFS) (Figura 42) , a qual desde meados de 1960 é largamente

estudada. Entretanto, ao contrário do método de absorção, a fluorescência atômica não é

muito usada em análises de rotina.

Figura 41: Espectrofotômetro de Absorção Atômica (Perkin Elmer mod. Analyst 200)




77

Figura 42: Espectrofotômetro de fluorescência atômica (Fluorímetro )

(Aurora Instruments Ltd / Canadá)

4.7.1.1 Técnicas de atomização de amostras

Existem dois métodos mais comum de atomização de amostras encontradas em AAS e

AFS, atomização por chama e atomização eletrotérmica.

4.7.1.1.1 Atomização por chama

Em um atomizador por chama, uma solução da amostra é nebulizada por um fluxo

oxidante gasoso, misturado com um combustível também gasoso, e levada à chama, onde

ocorre a atomização. A Figura 43 mostra os processos que ocorrem durante a atomização.

Figura 43: Processos que ocorrem durante a atomização




78

4.7.1.1.2 Tipos de chamas

A Tabela 9 lista os gases combustíveis e oxidantes geralmente usados em espectroscopia por

chama e o intervalo de temperatura aproximado obtido para cada uma dessas misturas.

Tabela 9: Propriedades da chama

Combustível Oxidante Temperatura, °C Vel. Max. de

queima, cm.S-1

Gás natural Ar 1700 – 1900 39 – 43

Gás natural Oxigênio 2700 – 2800 370 – 390

Hidrogênio Ar 2000 – 2100 300 – 440

Hidrogênio Oxigênio 2550 – 2700 900 – 1400

Acetileno Ar 2100 - 2400 158 – 266

Acetileno Oxigênio 3050 - 3150 1100 – 2480

Acetileno Óxido nitroso 2600 - 2800 285

4.7.1.1.3 Estrutura da chama

Como mostra a Figura 44, regiões importantes de uma chama incluem a zona de

combustão primária, a região interzonal e a zona de combustão secundária. O aspecto e o

tamanho relativo dessas regiões variam consideravelmente com a razão combustível-oxidante

e também com o tipo de combustível e de oxidante.

Figura 44: Regiões de uma chama




79

4.7.1.1.4 Atomizadores por chama

Atomizadores por chama são usados para espectrometria de absorção, de fluorescência

e de emissão atômica. A Figura 45 é um diagrama de um queimador comercial típico de fluxo

laminar, que usa um nebulizador de tubo concêntrico.

Figura 45: Queimador de fluxo laminar

4.7.1.1.5 Atomização eletrotérmica

Atomizadores eletrotérmicos, que apareceram no mercado nos anos 1970, geralmente

resultam em uma melhor sensibilidade porque a amostra inteira é atomizada em um curto

período de tempo e o tempo médio de residência dos átomos no caminho óptico é de um

segundo ou mais. Os atomizadores eletrotérmicos são usados para medidas de absorção

atômica e de fluorescência atômica mas não tem sido aplicados para a produção direta de

espectros de emissão. Entretanto, eles são usados para amostras vaporizadas em

espectrometria de emissão atômica com plasma indutivamente acoplado.

Nesse dispositivo (Figura 46), a atomização ocorre em um tubo de grafite aberto nas

duas extremidades, o qual possui um orifício central para a introdução da amostra por meio de

uma micropipeta. O tubo possui cerca de 5 cm de comprimento e diâmetro interno um pouco

menor do que 1 cm. O tubo de grafite intercambiável ajusta-se a um par de contatos elétricos

cilíndricos de grafite localizados nas duas extremidades do tubo. Estes contatos são mantidos

em um suporte metálico resfriado com água. Há dois fluxos de gás inerte. O fluxo externo

evita a entrada de ar externo, que poderia incinerar o tubo. O fluxo interno flui para as duas

extremidades do tubo e para fora do orifício central por onde a amostra é introduzida. Este




80

fluxo, além de excluir o ar, serve também para eliminar os vapores gerados pela matriz da

amostra durante os dois primeiros estágios de aquecimento.

A Figura 46 mostra a vista em corte transversal de um atomizador eletrotérmico

comercial.

Figura 46: (a) Vista em corte-transversal de um forno de grafite com plataformas integradas de

L’vov; (b) Configuração longitudinal do forno de grafite. Observe o perfil de temperatura

mostrado em azul ao longo do comprimento do forno. Na configuração longitudinal a

temperatura varia continuamente ao longo do tubo, alcançando um valor máximo na parte

central. (c) Configuração transversal do forno. O perfil de temperatura é relativamente

constante ao longo do tubo. (Cortesia de Perkin-Elmer Life and Analytical Sciences, USA).

4.7.1.2 Técnicas especializadas de atomização

Desde o início, vaporizadores por chama e eletrotérmicos são geralmente utilizados

para a introdução da amostra e para a atomização em análises por absorção atômica.

Entretanto, diversos outros métodos de atomização encontram uso ocasional. Três desses

métodos são descritos brevemente:

4.7.1.2.1 Atomização por descarga luminosa

Um dispositivo de descarga luminosa (em inglês, glow discharge) produz um vapor

atomizado que pode ser varrido em direção a uma célula para medidas de absorção.

47 mostra uma célula de descarga luminosa.

Figura 47: Corte transversal de uma célula para atomização de amostras sólidas

por descarga luminosa; (b) Crateras formadas na superfície da amostra

jatos de argônio ionizado (Teledyne Leeman Labs, Hudson, NH.)

4.7.1.2.2 Atomização de hidretos

A atomização de hidretos requer que a amostra seja aquecida em um tubo de quart

como mostrado na Figura 48

Figutra 48

por espectrometria de absorção atômica




Atomização por descarga luminosa


atomizado que pode ser varrido em direção a uma célula para medidas de absorção.

mostra uma célula de descarga luminosa.

: Corte transversal de uma célula para atomização de amostras sólidas

por descarga luminosa; (b) Crateras formadas na superfície da amostra


Atomização de hidretos

ização de hidretos requer que a amostra seja aquecida em um tubo de quart

como mostrado na Figura 48:

Figutra 48: Sistema para geração e atomização de hidretos

por espectrometria de absorção atômica


81


atomizado que pode ser varrido em direção a uma célula para medidas de absorção. A Figura

: Corte transversal de uma célula para atomização de amostras sólidas

por descarga luminosa; (b) Crateras formadas na superfície da amostra por seis


ização de hidretos requer que a amostra seja aquecida em um tubo de quartzo,

: Sistema para geração e atomização de hidretos

4.7.1.2.3 Atomização por vapor frio

A técnica de atomização por vapor frio é aplicável somente para determinação de

mercúrio, uma vez que ele é o único elemento metálico que tem uma pressão de vapor

apreciável na temperatura ambiente.

4.7.1.3 Instrumentação para absorção atômica

Os instrumentos para AAS são similares no seu projeto geral, e consistem em uma

fonte de radiação, um suporte para a amostra, um seletor de comprimento de onda, um

detector e um processador de sinais e um dispositivo de saída. O suporte para amostra nos

instrumentos de absorção atômica é a célula de atomização que contém a amostra gasosa

atomizada.

4.7.1.3.1 Fontes de radiação

Métodos baseados na absorção atômica são altamente seletivos, pois as linhas de

absorção atômica são muito mais estreitas (0.002 a 0,005 nm)

eletrônica são únicas para cada elemento.

4.7.1.3.2 Lâmpadas de catodo oco

A fonte mais comum para medidas de absorção atômica é a lâmpada de catodo oco,

como aquela mostrada na Figura 49

tungstênio e de um catodo cilíndrico selado em um tubo de vidro preenchido com neônio ou

argônio à pressão de 1 a 5 torr. O catodo é construído com o metal cujo espectro é desejado

ou, então, serve para suportar uma camada desse metal.




Atomização por vapor frio



apreciável na temperatura ambiente.

Instrumentação para absorção atômica

entos para AAS são similares no seu projeto geral, e consistem em uma



de absorção atômica é a célula de atomização que contém a amostra gasosa

Fontes de radiação


absorção atômica são muito mais estreitas (0.002 a 0,005 nm) e as energias de transição

eletrônica são únicas para cada elemento.

Lâmpadas de catodo oco


mo aquela mostrada na Figura 49. Este tipo de lâmpada consiste em um ano



ou, então, serve para suportar uma camada desse metal.

Figura 49: Lâmpada de catodo oco


82



entos para AAS são similares no seu projeto geral, e consistem em uma



de absorção atômica é a célula de atomização que contém a amostra gasosa


e as energias de transição


. Este tipo de lâmpada consiste em um anodo de






83

Lâmpadas de descarga sem eletrodos (EDLs, do inglês electrodeless discharge lamp)

são fontes úteis de espectros atômicos de linhas e fornecem intensidades radiantes geralmente

uma ou duas ordens de magnitude maiores do que as lâmpadas de catodo oco.

Figura 50: Esquema em corte de uma lâmpada de descarga sem eletrodos (EDL)

4.7.1.3.3 Espectrofotômetros de Absorção Atômica

Instrumentos para medidas de absorção atômica são oferecidos por inúmeros

fabricantes , e tanto os modelos de feixe simples como o de feixe duplo estão disponíveis.

Figura 51: Esquemas de AA (a) Feixe simples; (b) Feixe duplo




84

4.7.1.4 Limites de detecção

A Tabela 10 apresenta os limites de detecção obtidos na espectrometria de absorção

atômica por chama e eletrotérmica para uma série de elementos comuns.




85

4.8 Espectrometria de Emissão Atômica

4.8.1 Introdução

A espectrometria óptica de emissão atômica (OES, do inglês Optical Emission

Spectrometry) é uma técnica em que os atomizadores não apenas convertem os componentes

das amostras em átomos ou íons elementares, mas, no processo, excitam uma fração destas

espécies para estados eletrônicos mais altos. Como as espécies excitadas relaxam rapidamente

voltando para estados de energia mais baixos, surgem linhas espectrais nas regiões do

ultravioleta e do visível que são úteis para a análise elementar qualitativa e quantitativa.

Fontes de plasma tornaram-se as mais importantes e as mais largamente utilizadas em OES.

A espectrometria de emissão por plasma, arco ou centelha oferece muitas vantagens

quando comparada com os métodos de absorção por chama e eletrotérmicos. Entre as

vantagens está a sua baixa susceptibilidade a interferências químicas, que é o resultado

direto de suas altas temperaturas. Outra vantagem é a obtenção de bons espectros de

emissão para muitos elementos sob mesmas condições de excitação; consequentemente,

espectros de dezenas de elementos podem ser registrados simultaneamente. Esta propriedade

é particularmente importante para a análise multielementar de amostras muito pequenas. As

chamas são menos satisfatórias como fontes para emissão atômica porque as condições de

excitação ótimas variam muito de elemento para elemento; altas temperaturas são necessárias

para a excitação de alguns elementos e baixas temperaturas para outros; finalmente a região

da chama que dá origem a intensidade de linhas adequadas varia muito de elemento para

elemento. Outra vantagem das fontes mais energéticas de plasma é que elas permitem a

determinação de baixas concentrações de elementos que tendem a formar compostos

refratários (isto é, compostos que são altamente resistentes à decomposição térmica, como os

óxidos de boro, fósforo, tungstênio, urânio, zircônio e nióbio). Além disso, fontes de plasma

permitem a determinação de não-metais como cloreto, brometo, iodeto e enxofre. Finalmente,

os métodos de emissão por plasma geralmente mostram intervalos de concentração de várias

ordens de magnitude, ao contrário do intervalo de duas ou três décadas dos métodos de

absorção atômica.

Os espectros de emissão atômica a partir de fontes de plasma, arco ou centelha são

geralmente bastante complexos e frequentemente constituídos por centenas, ou mesmo

milhares de linhas, embora vantajoso quando se busca informação qualitativa, aumenta a




86

probabilidade de interferências espectrais na análise quantitativa. Consequentemente, a

espectroscopia de emissão baseada em plasma, arcos e centelhas requer alta resolução e

equipamentos ópticos mais caros do que é necessário para os métodos de absorção por plasma

ou eletrotérmica.

4.8.2. Espectroscopia de emissão baseada em fontes de plasma

Um plasma é uma mistura gasosa eletricamente condutora que contém uma

significativa concentração de cátions e de elétrons (as concentração dos dois são tais que a

carga resultante é zero). No plasma de argônio frequentemente usado para análise de emissão,

íons argônio e elétrons são as principais espécies condutoras, embora cátions da amostra

também estejam presentes em pequena quantidade. Os íons argônio, uma vez formados em

um plasma, podem absorver energia suficiente de uma fonte externa para manter a

temperatura em um nível onde uma ionização adicional mantém o plasma indefinidamente.

Tais plasmas atingem temperaturas tão altas quanto 10.000 K (9727 °C) ,

Há três tipos principais de plasmas de alta temperatura: (1) Plasma indutivamente

acoplado (ICP), (2) Plasma de corrente direta (DCP) e (3) Plasma induzido por microondas.

Em relação ao item 1, são encontrados no mercado dois modelos: o ICP-OES

(Espectrômetro de Emissão Óptica com Plasma Indutivamente Acoplado e o ICP-MS

(Espectrômetro de Massas com Plasma Indutivamente Acoplado)

4.8.2.1 Fonte de plasma indutivamente acoplado

A Figura 52 mostra o esquema de uma fonte de ICP típica, chamada de tocha. A tocha

do consiste de três tubos de quartzo concêntricos através dos quais passa um fluxo de gás

argônio. Dependendo do tipo de tocha, a razão total de consumo de argônio é de 5 a 20 L/min.

O diâmetro do tubo mais largo geralmente possui cerca de 2,5 cm. A parte superior do tubo é

circundada por uma bobina de indução resfriada com água, que é governada por um gerador

de radiofreqüência que irradia de 0,5 a 2 kW de energia em 27,12 ou 40,68 MHz. A ionização

do argônio que flui na tocha é iniciada por uma centelha de uma bobina Tesla. Os íons

resultantes, e seus elétrons associados, interagem com o campo magnético flutuante

(denominado por H na Figura 52) produzido pela bobina de indução. Esta interação faz com

que os íons e os elétrons que estão no interior da bobina fluam nos caminhos anelares




87

fechados, como é mostrado na Figura 52 A resistência dos íons e elétrons a este fluxo de

cargas provoca um aquecimento ôhmico do plasma.

A temperatura do plasma formado desta maneira é suficiente alta para exigir um

isolamento térmico do cilindro de quartzo externo. Este isolamento é obtido fluindo argônio

tangencialmente pelas paredes do tubo, como indicam as setas na Figura 52. O fluxo

tangencial resfria as paredes internas do tubo central e centraliza o plasma radialmente.

Figura 52: Fonte de plasma indutivamente acoplado. A posição

A mostra a visão radial e a posição B mostra a visão axial




88

5.0 PARTE EXPERIMENTAL




89

5.1 NORMAS GERAIS DE FUNCIONAMENTO DO LABORATÓRIO E

ELABORAÇÃO DE RELATÓRIOS DE ANÁLISE INSTRUMENTAL

1. Não será permitida a entrada no laboratório, depois de decorridos 15 min. do

início da aula.

2. Não será permitida a realização da aula prática pelo aluno, que não estiver

portando calça comprida e sapato fechado, bem como o EPI pertinente. O aluno

que tiver cabelos compridos deverá prendê-lo.

3. Os alunos deverão trazer os cálculos já feitos, pertinentes à aula prática que irão

realizar.

4. Os relatórios deverão ser entregues, impreterivelmente na aula seguinte, sob

pena de ter descontado 1(um) ponto da nota final do relatório.

5. Deverão constar em todos os relatórios os seguintes itens (5,0 pontos no total):

• Capa fornecida aos alunos pelo professor no dia da prática, contendo a

identificação da aula e dos componentes do grupo (quando for o caso) e avaliação

do professor, sobre o andamento do trabalho experimental durante a aula.

• Descrever o equipamento e material utilizado na aula prática (marca, tipo, modelo,

vidraria, etc...). (0,5 ponto)

• Descrever as condições de análise (caminho ótico, célula de absorção,

comprimento de onda, tipos de eletrodos, etc...). (0,5 ponto)

• Listar os dados obtidos na prática. (0,5 ponto)

• Discutir os resultados obtidos. (2,0 pontos)

• Citar a bibliografia consultada. (0,5 ponto)

• Comentar os procedimentos de descarte de resíduos. (1,0 ponto)




90

5.2 CRITÉRIOS DE AVALIAÇÃO DO GRUPO Equipe: Andréa Mello ou Elaine – Zaíra Santanna – Fernando Oliveira Título da prática: __________________________________________ Data da realização: _________ Data limite de entrega: Data de entrega: Turma: ________ Componentes do grupo: Avaliação ______________________________________ n ___ ______________________________________ n ___ ______________________________________ n ___ ______________________________________ n ___ ______________________________________ n ___ ______________________________________ n ___ ______________________________________ n ___ ______________________________________ n ___ Critérios na avaliação do grupo: (1,0 ponto) I- Insatisfatório(0) R- Razoável(0,05) B-Bom(0,1) E-Excelente(0,2)

1. Pontualidade _____________________________________ 2. Organização da bancada durante o trabalho _______________ 3. Apresentação final do material e da bancada ______________ 4. Nível de autonomia do grupo _________________________ 5. Uso do caderno do analista___________________________ Comentários: Professor responsável pelo acompanhamento da prática: Professor responsável pela avaliação do relatório:




91

5.3 QUANTIFICAÇÃO DE ÁCIDO ACETILSALICÍLICO EM COMP RIMIDOS DE AAS 100 mg POR ESPECTROFOTOMETRIA NA REGIÃO DO ULTR AVIOLETA

1) Reagentes

Padrão de ácido acetilsalicílico (AAS);

Álcool isopropílico (grau espectroscópico);

Comprimidos de AAS 100 mg (AAS infantil).

2) Materiais e equipamentos

Becher de 100 mL – 1

Balão volumétrico de 10 mL - 5

Balão volumétrico de 50 mL – 2

Pipetador regulável - 1

Funil de vidro de 10 cm de ϕ – 1

Graal de porcelana de 100 mL com pistilo – 1

Papel de filtro quantitativo - 1

Banho Ultrassom - 1

Balança analítica, precisão 0,1 mg - 1

Cubeta de quartzo de caminho óptico de 10 cm – 1 par

Espectrofotômetro UV-VIS

3) Procedimento

3.1) Preparação da Solução-Estoque

Pesar com exatidão cerca de 60 mg de ácido acetilsalicílico e transferir para balão

volumétrico de 50,00 mL, previamente rinsado com álcool isopropílico, chamado de solução-

estoque (S.E.).

Dissolver até o desaparecimento de sólido no fundo do balão volumétrico, para tal,

submeter a (S.E.) a banho ultrassônico no tempo necessário.

Completar o balão volumétrico de 50,00 mL ao volume e homogeneizar.




92

3.2) Preparação da Curva de Calibração

A partir da solução-estoque (S.E.), criar as soluções-padrão (S.P.) por diluição. As S.P.

serão submetidas à leitura no espectrofotômetro.

Utilizar álcool isopropílico grau espectroscópico para proceder às diluições conforme

a tabela 1:

Tabela 1: Preparação das diluições das S.P. Padrão nº Diluição Volume final

1 10 x 10,00 mL

2 20 x 10,00 mL

3 40 x 10,00 mL

4 100 x 10,00 mL

5 200 x 10,00 mL

Realizar a varredura da S.P. de menor concentração, a fim de determinar o λmáx do

analito, no intervalo de comprimento de onda na região do ultravioleta.

Após definir o comprimento de onda adequado, proceder a leitura da solução em

branco (solvente) por meio da tecla ZERO do espectrofotômetro.

Realizar as leituras das S.P. conforme a seqüência da tabela 1 e anotar os resultados na

tabela 2.

OBS2: Levar em consideração o teor do padrão utilizado para proceder aos

cálculos.

Tabela 2: Dados das leituras e concentrações das S.P.

Padrão nº [S.P.] em mg/mL Aborbância

1

2

3

4

5




93

Criar uma curva de calibração de Absorbância x [S.P.] em mg/mL e, pelo método de

regressão linear, plote a equação da reta que passa pelos pontos das S.P.

3) Preparação da Amostra

Selecionar 5 comprimidos de AAS 100 mg e pesá-los, individualmente, com exatidão.

Calcular a média para obter o peso médio do comprimido (P.M.).

Juntar e triturar os 5 comprimidos em graal até obter um pó muito fino.

Pesar, com exatidão, a massa equivalente a ½ do P.M. e transferir quantitativamente

para balão volumétrico de 50,00 mL.

Adicionar álcool isopropílico até cerca de ¾ do volume do balão volumétrico.

Submetê-lo em seguida a banho ultrassônico durante 20 minutos.

Após completa dissolução da amostra, completar o balão volumétrico de 50,00 mL ao

volume e agitar, vigorosamente, por mais 5 minutos.

Submeter a amostra à filtração com papel do tipo quantitativo. Diluir a amostra 20

vezes para balão volumétrico de 10,00 mL.

Ao filtrado, realizar a medição da absorbância em espectrofotômetro no comprimento

de onda selecionado.

4) Cálculos

Relacionar o valor de absorbância da amostra com a equação obtida das S.P., levando

em consideração as diluições realizadas. Demonstrar os cálculos de massa de AAS contida no

peso médio encontrado no comprimido.

5) QUESTÕES A SEREM RESPONDIDAS NO RELATÓRIO (Total 5,0

pontos):

1. Construir a Curva Analítica de A x C (mg/mL) de ácido acetilsalicílico e calcular a

equação da reta. (1,0 ponto)

2. Calcular a concentração de ácido acetilsalicílico presente no comprimido de AAS,

demonstrando os cálculos. (2,0 pontos)




94

3. Apresentar a Curva de Varredura (curva de absorção) do ácido acetilsalicílico,

explicando a escolha do λmáx. utilizado na prática. (0,5 ponto)

4. Calcular o desvio relativo percentual relativo ao máximo permitido pela legislação, ou

em relação ao fornecido no rótulo. (0,5 ponto)

5. Discutir as vantagens e limitações do método, abordando os seguintes aspectos:

praticidade do método, possíveis interferentes e fontes de erro (dica: pesquisar e

comparar com os métodos de HPLC e titulação potenciométrica). (1,0 ponto).




95

5.4 DETERMINAÇAO ESPECTROFOTOMÉTRICA DE FOSFATO

EM BIOTÔNICO FONTOURA

1) INTRODUÇÃO:

O ácido fosfórico é utilizado como acidulante em alguns tipos de refrigerantes. Os íons PO4

3-,

HPO42- e H2PO- gerados no meio aquoso, dependendo do pH, correspondem ao conteúdo total

de fósforo inorgânico. A determinação espectrofotométrica é possível a partir da formação do

ácido molibdofosfórico que é então reduzido, pelo sulfato ferroso, a uma substância

intensamente colorido (azul de molibdênio) cuja concentração é proporcional à concentração

de fósforo.

2) PROCEDIMENTO: 2.1) Aparelhagem

Antes de iniciar a prática limpar as vidrarias com HCl diluído e rinsar com H2O deionizada. Não use

detergente, pois alguns detergentes comerciais contem fosfato.

2.2) Preparo da solução colorimétrica

A solução vanadomolibdato de amônio em meio ácido já estará preparada previamente,

2.3) Preparo das soluções-padrão

Preparar uma solução-padrão a uma concentração de 10 µg de P/mL, a partir da solução estoque (já

preparada) de fosfato a aproximadamente 500µg de P/mL. Anotar a concentração exata da solução.

Preparar soluções-padrão 0,5; 1,0; 1,5; 2,0 e 2,5 µg de P/mL em B.V. 25,00 mL e antes de avolumar

com água o B.V 25,00 mL adicionar 2,5 mL de solução de vanadomolibdato de amônio em meio ácido

em cada balão. Após o preparo das soluções anotar a hora. Aguardar cerca de 20 minutos para a

leitura no espectrofotômetro.

2.4) Preparo da amostra

Diluir 20 vezes a amostra em B.V. 100 mL. Diluir novamente 2 vezes em b.v de 10 mL e antes de

avolumar o B.V. adicionar 1,00mL de solução de vanadomolibdato de amônio em meio ácido.

Avolumar e anotar a hora. Aguardar cerca de 20 minutos para a leitura no espectrofotômetro.




96

2.5) Preparo do Branco:

Em B.V. 25,00 mL adicionar 2,5 mL de solução de vanadomolibdato de amônio em meio ácido e

avolumar com água.

2.6) Leitura:

Realizar as leituras espectrofotométricas a λ = 420 nm. Ajustar o 100% de transmitância com o branco

e em seguida fazer a leitura dos padrões e amostra.

OBS: A solução estoque de fosfato a 500µg de P/mL é preparada dissolvendo 2,194g de KH2PO4

anidro (seco previamente por uma hora em estufa a 110ºC), ou outro sal disponível no laboratório, em

água destilada, em balão volumétrico de 1L.

3) DESCARTE DE RESÍDUOS

Todas as soluções deverão ser descartadas em recipiente apropriadamente identificado como

rejeito.

4) QUESTÕES A SEREM RESPONDIDAS NO RELATÓRIO (Total 5,0 pontos)

1. Construir em papel milimetrado a Curva de Calibração de Absorbância versus Concentração de

fósforo (µg / mL) e calcular a equação da reta. (1,0 ponto)

2. Calcular a concentração de fosfato na amostra de refrigerante analisada, demostrando os cálculos.

Expresse o resultado em % (m/v) de ácido fosfórico. (2,0 pontos)

3. Calcular o desvio percentual relativo ao máximo permitido pela legislação ou em relação ao valor

fornecido no rótulo do refrigerante, pelo fabricante. (1,0 ponto)

4. Discutir as vantagens e limitações do método, para esse tipo de amostra (corada), abordando os

seguintes aspectos: praticidade do método, possíveis interferentes e fontes de erro. (1,0 ponto)

Obs:

1. Os seguintes íons interferem em concentrações superiores a 1000 mg/L: Al³+, Fe³+, Mg²+,

Ca²+, Ba²+, Sr²+, Li+, K+, NH4+, Cd²+, Mn²+,Pb²+, Hg2

+, Hg²+, Sn²+, Cu²+, Ni²+, Ag+, U4+,

Zr4+, AsO3-, Br-, CO3

-, ClO4-, CN-, IO3

-, SiO44-, NO2

-, NO3-, SO4²

+, SO3²+, pirofosfato,

molibidato, tetraborato, selenato, benzoato, citrato, oxalato, lactato, tartarato, formato e

salicilato. A presença de sílica e de arsenato causa interferência positiva, somente se a

amostra for aquecida. Interferências negativas são causadas por arcenato, fluoreto, tório,

bismuto, sulfeto, tiosulfato, tiocianato ou excesso de molibidato. A interferência causada




97

pelo íon ferroso, ocorre somente se sua concentração exceder a 100 mg/L. O íon sulfeto

pode ser removido por oxidação com água de bromo. Se HNO3 for usado no teste, o íon

cloreto interfere a 75 mg/L.

3) DESCARTE DE RESÍDUOS:

• Medir o pH da água de lavagem e rinsagem das vidrarias, neutralizá-las e descartá-las na pia.

• Descartar a amostra e as soluções lidas no espectrofotômetro, normalmente, na pia; 4) QUESTÕES A SEREM RESPONDIDAS NO RELATÓRIO: 5. Construir a Curva de Calibração de Absorbância versus Concentração de fósforo (µg /

mL) e calcular a equação da reta. (1,0 ponto) 6. Calcular a concentração de fosfato na amostra analisada, demostrando os cálculos.

Expresse o resultado em % (m/v) de ácido fosfórico. (2,0 pontos) 7. Calcular o desvio percentual relativo ao valor especificado no rótulo do produto. (0,5

ponto) 8. Calcular o desvio percentual relativo ao resultado obtido pelo método potenciométrico.

(0,5 ponto) 9. Discutir as vantagens e limitações de cada um desses métodos, para esse tipo de amostra,

abordando os seguintes aspectos: praticidade dos métodos, possíveis interferentes e fontes de erro. (1,0 ponto)

* as questões 4 e 5 deverão ser respondidas após a realização das duas práticas.




98

5.5 pHMETRIA 1) INTRODUÇÃO:

A medição e o controle da atividade do íon H+ é de suma importância para os

processos em solução aquosa e não-aquosas. Essa medida só pode ser feita com o auxílio da

potenciometria. É a determinação potenciométrica mais importante e é fundamental que o

profissional domine a técnica. A medição do pH está mais limitada pela exatidão dos tampões

utilizados na calibração do que pela qualidade do medidor. Escolher, preparar e manter em

ordem os tampões é fundamental para a medida do pH. Em sistemas de baixa

condutividade é difícil obter leituras estabilizadas de pH. A medida do pH é feita utilizando o

eletrodo de vidro. Utilizaremos um eletrodo de vidro combinado.

2) PROCEDIMENTO: 2.1) Preparo da amostra:

Transferir a amostra para um Becker de 10 mL 2.2) Calibração do aparelho e determinação do pH.

a) Calibração com um só ponto:

Uma correlação menos exata entre a leitura do medidor e o valor correto de pH pode

ser feita com um único tampão. Deve-se lembrar que o valor de pH lido no aparelho

corresponde a um valor de ∆E entre o eletrodo indicador (membrana de vidro) e o eletrodo de

referência correspondente.

a.1) Colocar o eletrodo combinado de vidro no suporte. Lavar e secar o eletrodo usando

um papel macio (lenço de papel), evitando atritar demais. Deixar aberto o orifício que

leva à solução interna do eletrodo de referência. Conectar o eletrodo ao medidor. O

medidor deverá estar em stand-by, isto é, ligado, mas sem medir.

a.2) Colocar o tampão 7 em um Becker pequeno (50 mL) e submirja o eletrodo na

solução tampão até que a junção cerâmica fique mergulhada no tampão. O tampão deve

estar na temperatura ambiente, ou será necessário utilizar o ajuste de termo

compensação.




99

a.3) Agitar o frasco sem elevá-lo da bancada, para homogeneizar o líquido na interface

da membrana de vidro.

a.4) Apertar a tecla de pH e aguardar a estabilização da leitura do aparelho.

a.5) Calibrar o pH ao valor exato do tampão naquela temperatura, utilizando o botão

indicado para o primeiro padrão.

a.6) Voltar a colocar o aparelho em stand-by, antes de retirar o eletrodo da solução,

lavá-lo e seca-lo.

a.7) Transferir a amostra para outro Becker, mergulhar o eletrodo combinado de vidro,

agitar, apertar a tecla para medir o pH e ler o valor após estabilização.

a.8) Após a leitura, retornar o aparelho para o modo stand-by (e faça isto sempre que

não estiver usando).

b) Calibração com dois pontos:

Esta calibração é a mais utilizada na rotina do laboratório, já que ela melhora a

correlação da leitura do aparelho com o valor exato de pH, pois ajusta melhor a inclinação da

curva de calibração.

b.1) Conferir novamente o valor do primeiro tampão, ajustar se necessário.

b.2) Colocar o segundo tampão (que deve ser ácido, já que amostra é ácida) num Becker

pequeno.

b.3) Após lavar e secar o eletrodo, mergulhá-lo no segundo tampão, agitar e retirar do

sytandy-by. Após estabilização da leitura, ajustar a escala do pH para o valor correto

utilizando o outro botão de calibração. Colocar em standy-by.

b.4) Lavar e secar o eletrodo e proceder a leitura da amostra. Coloque o aparelho em

stand-by.

c) Calibração com vários pontos.

Para ganhar maior exatidão, pode-se traçar a curva de calibração do eletrodo utilizando

vários padrões. Para isso, procede-se a leitura de cada tampão em milivolts. Os resultados

servirão para a construção da curva de calibração: ∆E x pH. O valor de pH da amostra pode

ser determinado por interpolação no gráfico, ou pela equação da reta obtida por regressão

linear.




100

c.1) Proceder a leitura em mV todos os tampões, conforme procedimento anterior.

Neste caso, os botões de calibração não têm serventia.

c.2) Fazer a leitura da amostra também em milivolts para obtenção posterior do valor

mais exato do pH.

3) TESTE DE DESEMPENHO:

Nas análises potenciométricas os eletrodos são peças fundamentais, e a maioria dos

problemas desse método são oriundos da má utilização, da conservação inadequada ou de

desgastes inevitáveis dos eletrodos. Sendo assim, os testes de desempenho devem ser feitos

periodicamente.

Antes de executar os testes abaixo, os seguintes parâmetros devem ser sempre verificados:

1. Se o nível da solução interna dos eletrodos está acima do nível da solução.

2. Se a abertura lateral, por onde é introduzida a solução interna, está livre.

3. Se o medidor acusa muita oscilação no sinal devido à falta de aterramento do

aparelho, ou a junção porosa não está em contato com a solução a ser medida, ou

devido a algum problema no cabo do eletrodo.

4. Se há turvação, partículas em suspensão ou sal cristalizado nas soluções internas.

3.1) Teste da resposta do eletrodo indicador:

Esse teste avalia o desempenho da membrana seletiva. A partir dos dados da

calibração ∆E x pH, determinar a equação da reta, cuja declividade é a o fator de resposta do

eletrodo de vidro. Admite-se um valor de, no mínimo, 92% da resposta teórica.

3.2) Teste do pH0:

Esse teste avalia o desempenho do sistema de referência. A partir dos dados da

calibração ∆E x pH, determinar o valor de pH quando a reta corta o eixo das abcissas (∆E

= 0). Admite-se uma variação em torno de 6,5 a 7,5. Esse intervalo só é válido se o sistema

for simétrico, por isso confira com o professor qual é o sistema de referência (interno e

externo) que está sendo utilizado.




101

3.3) Teste de reprodutibilidade:

Fazer dez determinações de pH para uma mesma solução (por exemplo o tampão 4,0),

lavando e secando o eletrodo entre elas. É interessante que as medidas sejam feitas por

diferentes operadores. Ao mesmo tempo meça o teste de tempo de resposta. É aceitavél uma

variação

de = 0,02 pH. Para calcular a variação, determine o desvio-padrão (S) a partir da

média dos resultados. O desvio-padrão é calculado pela equação:

S = √ Σ(Xi – X)2

n-1

3.4) Teste do tempo de resposta:

É o tempo necessário para que o valor de ∆E ou de pH se estabilize dentro de uma

faixa. O tempo de resposta dos eletrodos de vidro é da ordem de 10-20 seg. Se ultrapassar 60

s deve haver problemas na membrana, na junção, no cabo coaxial ou falta aterramento no

aparelho.

4) FINALIZAÇÃO:

Lavar e secar o eletrodo, desconectá-lo do medidor e mergulhá-lo em KCl 0,1 mol/L.

Tamponado em pH 5. Enrolar o cabo (sem dobrá-lo) e prenda-o com fita ou arame. Com um

anel de borracha, fechar o compartimento interno do eletrodo de referência. Observar a junção

do eletrodo para ver se resta quaisquer impurezas que possam obstruí-la. Observar a

membrana sensível ao pH e informar ao professor se notar algo anormal. Desligar o medidor.


• Descartar a amostra de refrigerante, normalmente, na pia;

• Medir o pH da água de lavagem e rinsagem, neutralizá-la e descartá-la na pia.




102

RELATÓRIO:

1. Construir , em papel milimetrado o gráfico da curva de calibração pH x ∆E do eletrodo

utilizado. Apresentar a equação do eletrodo e calcular o pH da amostra. (1,0 ponto)

2. Calcular %S e pH0, desvio padrão do teste de reprodutibilidade e tempo de resposta. (2,0

pontos)

3. Fazer um breve comentário sobre as condições do eletrodo, baseado nas respostas da

questão anterior. (1,0 ponto)

4. Comparar os resultados de pH da amostra obtidos pelas diferentes técnicas de calibração

e fazer um comentário sobre a conveniência da adoção de cada uma das técnicas para

realizar leituras rotineiras de pH e para realizar medidas que exija maior rigor analítico.

(0,5 ponto)

5. Calcular o desvio percentual relativo (ou coeficiente de variação) do resultado obtido

através das técnicas de calibração em relação a técnica de maior rigor analítico. (0,5

ponto)

Dado: S% = CV = 100 [S ÷÷÷÷ (ΣΣΣΣX/n)]




103

5.6 TITULAÇÃO POTENCIOMÉTRICA DO ÁCIDO FOSFÓRICO EM

BIOTÕNICO FONTOURA

1) INTRODUÇÃO:

O ácido fosfórico, utilizado como acidulante em refrigerantes, pode se encontrado nos

mesmos a um limite máximo de 0,06 % segundo a legislação vigente. Um dos métodos

empregados para o seu doseamento baseia-se na volumetria de neutralização com

acompanhamento potenciométrico.

2) PROCEDIMENTO:

1) Rinsar a bureta duas vezes com a solução titulante antes de iniciar a análise.

2) Encher a bureta automática com a solução titulante (HCl 0,1 N), de acordo com as

instruções em anexo.

3) Transferir 20,00 ml para o copo de titulação (becher de colo longo de 250 mL)

contendo agitador magnético e adicionar 50,00 mL de NaOH 0,1N.

4) Construir uma tabela com as seguintes colunas: V (volume de titulante) x ∆E ou pH;

∆(∆E)/ ∆v ou ∆pH/ ∆v e ∆[(∆E)/∆v]. Anotar os valores obtidos a medida em que a prática

for se desenvolvendo.

5) Inserir o eletrodo de vidro combinado, de modo que a junção fique imersa na

solução. Ligar a agitação com cuidado verificando se o agitador pode danificar a membrana

do eletrodo, quando em movimento. Ler e anotar o valor inicial de ∆E ou pH.

6) Mantendo a agitação constante titular a solução de NaOH. adicionar incrementos de

0,5 em 0,5 mL, até 20 mL (volume da bureta), lendo o ∆E ou pH após cada adição.

7) Titular novamente uma alíquota da amostra, adicionando inicialmente incrementos de

0,5 em 0,5 mL enquanto a variação da leitura for pequena (nesse caso o valor de ∆(∆E)/∆V

ou de ∆pH/∆V também será pequeno), manter o ritmo de adição. Quando a variação aumentar

(observe o valor de ∆pH/∆V ou de ∆(∆E)/∆V na 1ª titulação feita), diminuir o incremento de

volume, para 0,1 em 0,1 mL.

8) Lavar a bureta 3 vezes com água destilada antes de desligá-la.




104

Obs.: Caso a bureta automática não esteja em condições de uso, utilize uma bureta de

25,00 mL, limpa e desengordurada.

ANEXO:

Operação da bureta automática

5. Existem dois seletores na bureta: Um para o ajuste da vazão de titulante (B2) e outro para

encher e zerar a bureta (B1). B2 tem as seguintes marcações: 1. 2. 3. 4. 5. 6. T1. T2. T3. E

enquanto B1 tem as seguintes: F, O e T.

6. Para encher a bureta basta colocar B1 na posição F (Filling = enchendo).

7. Para esvaziar e zerar leve B1 até T e B2 até 6.

8. Para titular leve B2 até T. E selecione a velocidade de titulação (T3 = 0,5 ml; T2 = 0,2 ml e

T1 = 0,1ml).

Obs: O controle da adição de titulante será feito através do controle manual.

ESQUEMA DA BURETA AUTOMÁTICA




105


• Medir o pH da amostra analisada, neutralizá-la, se necessário, e descartá-la,

normalmente, na pia.

4) QUESTÕES A SEREM RESPONDIDAS NO RELATÓRIO:

1. Construir três gráficos, tendo como abscissa comum o volume de base em mL e como

ordenadas o ∆E ou ∆pH e ∆(∆E)/∆V ou ∆pH/∆V e ∆(∆E)/∆V. Podendo ser feito em

planilha eletrônica ou em papel milimetrado. (0,5 ponto)

2. Determinar os volumes de equivalência das titulações. (0,5 ponto)

3. Calcular a concentração de ácido fosfórico no biotônico (%m/v ). (2,0 ponto)

4. Calcular o desvio percentual relativo ao valor especificado no rótulo do produto. (1,0

ponto)

5. Discutir as vantagens e limitações de cada um desses métodos, para esse tipo de amostra,

abordando os seguintes aspectos: praticidade dos métodos, possíveis interferentes e fontes

de erro. (1,0 ponto)




106

5.7 CROMATOGRAFIA LÍQUIDA DE ALTA EFICIÊNCIA (CLAE)

Cromatografia em Fase Normal

Análise de Açúcares

1) OBJETIVO

- Separação e quantificação dos teores dos açúcares glicose, frutose e sacarose em amostras

comerciais de mel, melado e xarope de glicose.

2)EQUIPAMENTOS UTILIZADOS

Cromatógrafo:_______________________________________________________

Coluna:_____________________________________________________________

Detector:____________________________________________________________

Válvula de Injeção:____________________________________________________

3) PROCEDIMENTO

3.1) Preparo da solução-padrão

Pesar 100mg de glicose, 100mg de frutose e 100mg de sacarose em becher de 50mL,

transferir para uma balão de 10,00mL com 5mL de água deionizada e completar o volume

com acetonitrila grau HPLC.

3.2) Preparo das amostras

Pesar 1g (anotar as massas) de cada amostra em becher de 50mL, transferir para balão

de 25,00mL e completar o volume com água deionizada. Transferir uma alíquota de 0,50mL

(500L) para um tubo de microcentrífuga e diluir com 0,50mL (500µL) de acetonitrila grau

HPLC. Centrifugar por 10min a 2000rpm, aproximadamente. Usar o sobrenadante para a

análise cromatográfica.

NÃO ESQUECER DE USAR UM QUARTO TUDO COM 1,0mL DE ÁGUA NA

CENTRÍFUGA PARA EQUILIBRAR.

3.3) Análise Cromatográfica

- Preparar a fase móvel Acetonitrila/Água 75:25 v/v. (Antes, verificar se já está

pronta.)




107

- Ajustar a vazão da fase móvel para 1mL/min.

- Ajustar o tempo de análise para 14 minutos.

- Esperar equilibrar o sinal do detector.

- Injetar o padrão e as amostras.

4) RELATÓRIO:

1. Descrever o preparo da solução-padrão e das amostras. (0,5 ponto)

2. Apresentar os cromatogramas obtidos. (0,5 ponto)

3. Justificar a ordem de saída dos açúcares. (1,0 ponto)

4. Calcular os teores (%m) de glicose, frutose e sacarose nas amostras de mel, melado e

xarope de glicose. (2,0 pontos)

5. Responda: Por que as técnicas de normalização não são indicadas para esta análise? (1,0

ponto)




108

5.8 CROMATOGRAFIA LÍQUIDA DE ALTA EFICIÊNCIA (CLAE)

Cromatografia em Fase Reversa

Otimização da Separação Cafeína e Ácido Acetilsalicílico

Análise de Cafeína e Ácido Acetilsalicílico em medicamento antigripal

1) OBJETIVO

- Escolher a proporção de Metanol/solução tampão acetato (pH=6,0) na conc. de 1,0 mM

mais adequada para ser utilizada como fase móvel na análise dos componentes.

- Separar e quantificar a cafeína e o ácido acetilsalicílico em amostra de antigripal.

2)EQUIPAMENTOS UTILIZADOS

Cromatógrafo:_________________________________________________

Coluna:___________________________________________________

Detector: _____________________________________________________

Válvula de Injeção: ___________________________________________________

3) PROCEDIMENTO

3.1) Preparo dos padrões

A partir de soluções-estoque 100µg/mL de acido acetilsalicílico e 100µg/mL de cafeína

preparar 500µL as seguintes soluções-padrão:

Padrão

Cafeína

100µg/mL

AC. Acetilsalicílico

100µg/mL Água Deionizada

30µg/mL µL µL µL






109

3.2) Preparo da Amostra

Pesar um a um a metade dos comprimidos de uma cartela do medicamento (adquirida

pelo grupo), calculando a média destes valores. Macerá-los e pesar o equivalente a meio

comprimido. Transferir a massa pesada para balão volumétrico de 50 mL, completando o

volume do balão com 50% de metanol e 50% de solução tampão acetato pH 6,0. Em seguida

filtrar a solução utilizando o sistema seringa-microfiltro.

3.3) Análise Cromatográfica

- Ajustar a vazão da fase móvel para 0,7mL/min.

- Ajustar o comprimento de onda do detector para 272 e 254nm.

- Ajustar o tempo de análise para 6 minutos.

- Para a otimização da fase móvel, injetar o padrão 30µg/mL, utilizando

Metanol/tampão 45%v, 50%v e 65%v, seqüencialmente.

- Com a fase móvel selecionada, injetar os outros padrões e a amostra.

4) RELATÓRIO:

1. Apresentar os cromatogramas obtidos para a otimização da fase móvel. (0,5 ponto)

2. Justificar a escolha da fase móvel e a ordem de saída dos alcalóides analisados.(1,0

ponto)

3. Apresentar os cromatogramas obtidos para a quantificação dos alcalóides (padrões e

amostra). (0,5 ponto)

4. Construir o gráfico da curva analítica para cada um dos componentes (área x

concentração) e determinar a equação da reta. (1,0 ponto)

5. Calcular os teores (%m/v) de cafeína e teobromina na coca-cola.(2,0 pontos)




110

Simulação I

5.9 Experimento em Cromatografia Gasosa

Otimização da Temperatura do Forno da Coluna

1) Objetivo

Simulação de uma análise cromatográfica para a separação de uma amostra contendo

sete componentes, utilizando o programa “CG Instrument Simutator”.

Para avaliar como a programação de temperatura da coluna influencia na resolução e

na eficiência do processo, apenas este parâmetro cromatográfico será variado.

2) Procedimento

6. Acessar o programa através do ícone “gcsim”.

GO

OK

2. Acessar o primeiro ícone “Sample Preparation”.

Selecionar o arquico CMPDATA2.GCD.

OK

New Sample

Single Sample

Mixture

Preparar a mistura de acordo com a tabela abaixo, primeiro selecionando o teor e

depois a substância.

GO

9. Acessar o segundo ícone “Select Column & Detector”.

A imagem não pode ser exibida. Talvez o computador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o computador e abra o arquivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la novamente.




111

Selecionar a coluna capilar polar (anotar a Tmáx da coluna).

Ligar os gases: He, ar e H2.

Ligar o equipamento em “START” (Main Power On).

Ligar o detector FID e acender a chama (ignição).

Selecionar o volume de injeção igual a 1L.

GO

• Acessar o terceiro ícone “Temperature Control”.

Selecionar condição isotérmica:

Tinjetor = 200°C

Tdetector = 200°C

Tcoluna = 150°C GO

• Acessar o quarto ícone “Manual Sample Injection”.

Injetar a amostra em “Inject” (se necessário, aumentar a atenuação até que não haja

nenhum pico “estourando” a escala).

Observar: a resolução do cromatograma.

• Aumentar ou diminuir a temperatura da coluna em 50°C, conforme avaliação do grupo, de

modo a melhorar a resolução.

Injetar.


• Selecionar programação de temperatura:

Tinjetor = 200°C

Tdetector = 200°C

Tcoluna = programar uma rampa de temperatura com temperatura máxima de

150°C.

Visualizar a rampa programada em “Lock”.

Injetar.


• Repetir o ítem anterior até atingir a resolução e a eficiência esperadas.




112

Copiar (com a tecla “print screen” do teclado) o cromatograma e a tabela com os tempos

de retenção e colar num arquivo do “Paint”.

3. Acessar o primeiro ícone “Sample Preparation”.

New Sample

Single Sample

Pure

Selecionar, separadamemte, cada uma das substâncias que compõem a amostra.

Injetar.

Observar: os tempos de retenção de cada uma das substâncias.

• Repetir o procedimento para coluna capilar apolar, usando como condição inicial a que

forneceu melhores resultados para a coluna polar.

3) RELATÓRIO

1- Apresentar os cromatogramas da mistura, obtidos com as duas colunas, junto com as

condições de temperatura utilizadas. (1,0 ponto)

2- Construir uma tabela contendo: as substâncias que compõem a amostra, seus pontos de

ebulição, suas massas moleculares e seus respectivos tempos de retenção, obtidos com as duas

colunas (polar e apolar). (1,0 ponto)

3- De acordo com a polaridade dos componentes da amostra e seus pontos de ebulição,

explicar a ordem de saída das substâncias nas duas colunas (polar e apolar). (1,0 ponto)

4- Responda:Qual o efeito da temperatura do forno das colunas sobre a resolução do

cromatograma? (1,0 ponto)

5- Responda: Por que os teores calculados pelo programa “GC-Simulator” (normalização

interna) não correspondem aos valores reais para a mistura? (1,0 ponto)




113

5.10 POLARIMETRIA

1.1 Determinação da rotação específica da sacarose padrão

• Com o polarímetro previamente ligado (cerca de 10min. para estabilização da

lâmpada), pesar com exatidão a massa suficiente para preparar uma solução de sacarose

padrão com cerca de 0,2500 g/mL em balão volumétrico de 25,00 mL (25,00 g);

• Verter a solução no tubo de teste de 100 mm fechado em uma das pontas;

• Preencher o tubo de teste até o limite de sua capacidade;

• Com cuidado, fechar o tubo de teste, vedando-o bem, tomando todo cuidado

para evitar a formação de bolhas;

• Lavar o tubo de teste por fora com água corrente;

• Enxugar o tubo de teste com papel macio (lenço de papel), principalmente nas

extremidades das lentes;

• Abrir a tampa do compartimento de amostras do equipamento, e colocar o tubo

de teste no compartimento para a medição.

• Comparar a rotação observada média dos observadores (α dos componentes do grupo) e

determinar a rotação específica [α] tλ na temperatura ambiente.

1.2 Determinação do teor de sacarose do chá gelado

• Preencher o tubo de teste com a amostra de chá, sob temperatura ambiente e

previamente degaseificado (mesmo não sendo uma bebida gaseificada o chá gelado

possui muitas bolhas);




• Enxugar o tubo de teste com papel macio, principalmente nas extremidades das

lentes;

• Abrir a tampa do compartimento de amostras, e colocar o tubo de teste no

compartimento para a medição.




114

• Determinar o teor de sacarose na amostra e comparar com o especificado na

embalagem.

1.3 Determinação do teor de sacarose do açúcar refinado

• Pesar com exatidão a massa suficiente para preparar uma amostra de açúcar

com cerca de 0,2500 g/mL em balão volumétrico de 25,00 mL (25 g);

• Verter a solução no tubo de teste de 100 mm fechado em uma das pontas;

• Preencher o tubo de teste até o limite de sua capacidade;




• Enxugar o tubo de teste com papel macio, principalmente nas extremidades das

lentes;

• Abrir a tampa do compartimento de amostras, e colocar o tubo de teste no

compartimento para a medição;

• Comparar a rotação observada média dos observadores (α ) e determinar o teor

de sacarose na amostra.

3. Relatório

1) Determinar o teor de sacarose na amostra chá gelado e comparar com o

especificado na embalagem; (2,0 pontos)

2) Calcular o erro percentual entre os teores determinados acima; (0,25

pontos)

3) Determinar o teor de sacarose na amostra de açúcar refinado e comparar

com o a sacarose padrão; (2,0 pontos)

4) Calcular o erro percentual entre os teores determinados acima; (0,25

pontos)

5) Discutir os resultados obtidos acima; avaliando a eficiência do método

utilizado. (0,5 pontos).




115

5.11. INFRAVERMELHO

1.Preparo e obtenção do espectro de Infravermelho de uma substância líquida: 1.1 Seguindo o procedimento descrito no item 4.2.2.1 (pág. 52) obtenha o espectro da solução

desconhecida fornecida pelo professor;

1.2. Imprima ou salve o espectro de infravermelho em um Pen Drive;

1.3 Para a confecção do relatório informe as seguintes bandas, se houver, e identifique a

substância:

Deformação axial de C-H alifático;

Deformação axial de C-H aromático

Deformação angular de CH2


Deformação axial de C-H vinila

Deformação angular de C =C

Deformação angular de C=C aromático

Deformação axial de O-H

Deformação axial de NH2

2.Preparo e obtenção do espectro de Infravermelho de uma substância sólida utilizando

óleo mineral (nujol):

2.1 Seguindo o procedimento descrito no item 4.2.2.2.1 (pág. 53 e 54) obtenha o espectro da

solução desconhecida fornecida pelo professor;

2.2 Imprima ou salve o espectro de infravermelho em um Pen Drive.

2.3. Para o relatório informe as seguintes bandas, se houver, e identifique a substância:








116





Deformação axial de NH2

3.Preparo e obtenção do espectro de Infravermelho de uma substância sólida obtendo

uma pastilha com KBr:

3.1.Seguindo o procedimento descrito no item 4.2.2.2.7 (pág. 59) obtenha o espectro da

substância desconhecida fornecida pelo professor;

3.2. Imprima ou salve o espectro de infravermelho em um Pen Drive.

3.3 Para o relatório informe as seguintes bandas, se houver, e identifique a substância:









Deformação axial de NH2.




117

6.0 BIBLIOGRAFIA

1. CARVALHO,P.R. Boas Práticas Químicas em Biossegurança. Editora Interciência: Rio de Janeiro, 1999.

2. FEITOSA,A.C.; FERRAZ, F.C. Segurança em Laboratório. UNESP: Bauru, 2000.

3. SAVARIZ, M. Manual de Produtos Perigosos: Emergência e Transporte. 2.ed., Sagra – DC Luzzatto: Porto Alegre. 1994. 264p.

4. SCHVARTSMAN, S. Produtos Químicos de Uso Domiciliar: Segurança e Riscos Toxicológicos, 2.ed. São Paulo: ALMED, 1988. 182p.

5. SEGURANÇA E SAÚDE NO TRABALHO. 8ed. São Paulo: IOB, 1997.360p.

6. STELLMAN, J.M.; DAUM. S.M. Trabalho e Saúde na Industria II : Riscos Físicos e Químicos e Prevenção de Acidentes. E.P.U. e EDUSP: São Paulo, 1975. 148p.

7. CARVALHO,P.R. Boas Práticas Químicas em Biossegurança. Editora Interciência: Rio de Janeiro, 1999.

8. Apostila de Práticas de Laboratório de Química Geral – UFPI – 2004.

9. DONALD, L.P.[et al.]; tradução de Ricardo Bicca Química Orgânica Experimental: Técnicas de escala pequena BOOKMAN. Porto Alegre, 2009.

10. ZUBRICK, J.W; tradução Edilson Clemente da Silva, Márcio José Estillac de Mello Cardozo. Manual de Sobrevivência no Laboratório de Química Orgânica, 6ª Ed. LTC. 2005

11. HOLLER, F.J., SKOOG, D.A., CROUCH, S.R; tradução Célio Pasquini [coordenação]; Jarbas José Rodrigues Rohwedder...[et al.]. Princípios de Análise Instrumental, 6ª Ed. BOOKMAN, 2009.

12. EWING, G.W., Métodos Instrumentais de Análise Química, 1ª Ed., EDIGARD BLUCHER, 1972;

13. DYER, J.R. Aplicações da Espectroscopia de Absorção aos Compostos Orgânicos, 1ª Ed. EDGARD BLUCHER, 1969;

14. SOLOMONS, T.W.G, FRYHLE, C.B. Química Orgânica, Vol. 1, 9ª Ed. LTC, 2009;

15. Apostila de Análise Instrumental / Espectrofotometria – Cefet Química-RJ

apostila de praticas de análise instrumental2

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