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INSTITUTO POLITECNICO NACIONAL ESCUELA NACIONAL DE MEDICINA Y HOMEOPATIA
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Departamento de Formación Básica Disciplinaria
Academia de Fisiológicas
MANUAL DE
PRÁCTICAS
DE
FISIOLOGIA II
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“SANGRE Y SUS CONSTANTES”
I. OBJETIVO
Al término de la práctica el alumno deberá saber manejar e interpretar las constantes
revisadas en la práctica y las mencionadas en el curso; obteniendo claro el concepto de
BIOMETRÍA HEMÁTICA.
II. INTRODUCCIÓN
La sangre es un tejido muy particular (TCLE) compuesto por elementos celulares, suspendidos
en una solución acuosa de sales y proteínas (plasma); éste tejido se caracteriza porque
mantiene muy constante su composición y propiedades físicas y químicas, y por lo tanto las
condiciones homeostáticas del medio interno.
La sangre tiene numerosas funciones; transporte de O2, nutrientes, hormonas, propiedades de
defensa, hemostasia, etc., por lo que pone en relación a todos los aparatos y sistemas, y es de
los más importantes tejidos que participan en la HOMEOSTASIA.
III. MATERIAL Y EQUIPO
POR EQUIPO POR GRUPO:
1 tubo con anticoagulante
2 tubos de 13 X 100
2 jeringas
1 ligadura y boquilla
1 pipeta de Sahli de 20 mm3
1 pipeta graduada de 5 ml
4 tubos capilares
1 pipeta de glóbulos blancos
1 cámara cuentaglóbulos con
hematocímetro
1 puente de tinción
2 portaobjetos y cubreobjetos
Aceite de inmersión
1 microscopio
Colorante de Wright
Espectrofotómetro
Centrífuga y lector para
microhematocrito
Reactivo de Drabkin
Torundas con alcohol
Líquido de Turk (G. blancos)
IV. MÉTODO
PRÁCTICA 1
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HEMOGLOBINA
1. Extraer sangre por punción venosa y recibirla en un tubo con anticoagulante, agitar
suavemente para mezclar.
2. Con la pipeta de Sahli tomar muestra hasta la marca de 20-25 mm3 (según el aforo que
tenga), con una gasa limpiar el extremo de la pipeta.
3. En un tubo de 13 X 100 colocar 5 ó 6.25 ml de reactivo de Drabkin (según el aforo de la
pipeta utilizada; la dilución debe ser 1:251)
4. Descargar el contenido de la pipeta en el reactivo enjuagando por succión varias veces,
con el mismo reactivo, a fin de arrastrar toda la sangre de las paredes. Por burbujeo
brusco homogeneizar la sangre con reactivo.
5. Dejar reposar por lo menos 10 minutos a la temperatura del laboratorio.
6. Leer en el espectrofotómetro a 560 nm ajustando el aparato a 100% de transmitancia
con el reactivo de Drabkin (blanco).
7. La lectura registrada se extrapola en la curva (o tabla) de calibración para obtener el
resultado que se expresa en g/dl de sangre.
HEMATOCRITO
1. Se carga un tubo capilar con sangre oxalatada (aproximadamente ¾ partes de su
volumen) y se procede a cerrar con plastilina fría o con un mechero.
2. Se centrifuga 5’ en la centrífuga para microhematocrito
3. Se hace la lectura en el lector para microhematocrito, el valor se expresa en porcentaje
%.
CUENTA DE LEUCOCITOS
1. Se llena la pipeta de Thoma para glóbulos blancos hasta la marca, y se llena hasta la
siguiente marca con el líquido de Turk.
2. Se agita la pipeta para homogeneizar la suspensión.
3. Se carga la cámara, y para hacer el recuento se utilizan los 4 cuadros de las esquinas de
la cuadrícula, cada uno de ellos está dividido en 16 cuadritos.
4. Si se toma sangre hasta la marca 0.5, más líquido de dilución hasta la marca 11 nos da una
dilución 1:20. Sangre hasta la marca 1, más líquido de dilución hasta la marca 11 nos da
una dilución 1:10. La capacidad del ámpula de la pipeta es de 10 veces el volumen
contenido en el tallo desde la punta, hasta la marca 1. Altura de la superficie de la
meseta (cuadrícula) al cubreobjetos: 0.1 mm.
No. De células contadas X dilución X 10
= leucocitos x mm3
4
CUENTA DIFERENCIAL DE LEUCOCITOS:
1. Colocar una pequeña gota de sangre en un portaobjetos y hacer un extendido delgado
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2. Secar al aire y colocar la laminilla en el puente de tinción cubriendo el extendido con
colorante de Wright, dejándolo por 5-7’
3. Agregar buffer, sin tirar el colorante, soplar sobre la mezcla para homogeneizar, dejarla
durante 7’. Aparecerá una película nacarada en la superficie que indicará que se ha
llevado a cabo la reacción del colorante y las células.
4. Eliminar el colorante enjuagando con agua corriente, lavando por flotación.
5. Dejar secar al aire colocándolo en posición semivertical
6. Observar a seco débil como panorámica y después proceder a la identificación y
cuantificación de células (100) a inmersión colocando una gota de aceite.
V. RESULTADOS
HEMOGLOBINA:
HEMATOCRITO:
CUENTA DE LEUCOCITOS:
CUENTA DIFERENCIAL DE LEUCOCITOS:
INDICES DE WINTROBE:
VGM =
CMHb =
HbCM =
VI. CUESTIONARIO
1. ¿Qué aplicación práctica tienen los índices de Wintrobe?
2. ¿Por qué es importante manejar y saber interpretar una Biometría hemática?
3. Enlista 3 entidades patológicas que se reflejen en una B.H. con alteraciones de la serie roja
y 3 con la serie blanca; así como la relación que hay entre ellas y los resultados.
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PATOLOGÍA RELACIÓN CON LA BIOMETRÍA HEMÁTICA 1
2
3
1
2
3
VII. CONCLUSIONES
VIII. BIBLIOGRAFÍA
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“GRUPOS SANGUÍNEOS”
I. OBJETIVO
Al término de la práctica el alumno sabrá cómo se realiza una tipificación de grupos sanguíneos
en los 2 sistemas más utilizados en la práctica clínica, con la más confiable prueba de
laboratorio.
II. INTRODUCCIÓN
Los grupos sanguíneos son factores antigénicos presentes en el tejido hemático, se han
descrito más de 200 sistemas antigénicos eritrocitarios; aunque en algunos de ellos se
desconoce el papel biológico, aunque pudiera ser que permiten al sistema inmune la distinción
entre células “propias” y “no propias”; sin embargo, por su interés en clínica, los más comunes
son el sistema ABO y el Rh o D. Las pruebas para su tipificación en eritrocitos, se basan en la
reacción inmunológica antígeno-anticuerpo.
III. MATERIAL Y EQUIPO
POR EQUIPO POR GRUPO:
14 tubos de 12 X 75 ó 13 X 100
2 jeringas de 5 ml
Ligadura
Gradilla
Aplicadores de madera
Pipeta Pasteur con manguillo
Solución salina isotónica
Glóbulos rojos al 2% de A, A2, B y O
Antisueros comerciales
Albúmina bovina
Centrífuga
IV. MÉTODO
TIPIFICACIÓN
1. Se procede a extraer sangre venosa, recolectándola en un tubo SIN anticoagulante, se
espera a que se forme el coágulo, lo retraemos con el aplicador de madera, lo retiramos y
centrifugamos la muestra
2. Una vez centrifugada, con la pipeta Pasteur separamos el suero y lo depositamos en un tubo
de ensayo; será nuestro SUERO PROBLEMA.
3. Al paquete globular le agregamos SSI, la homogeneizamos; se procede a centrifugar por 3’
a 3000 rpm. Hacemos un segundo lavado, tomamos 2 gotas del paquete y le agregamos 20
gotas de SSI y se prepara así la suspensión de ERITROCITOS PROBLEMA
PRÁCTICA 2
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4. Se prepararán 10 tubos en la gradilla y se procede a hacer las siguientes reacciones en
base al siguiente cuadro (2 gotas de suero, por 1 gota de eritrocitos):
Tubo 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
Reactivo Anti A Anti
AB
Anti B Auto-
Testigo
Glób A Glób
A2
Glób B Glób
O
Anti D Albúm.
Bovina
G.R.P. + + + + + +
Suero P + + + + +
5. Se centrifugan 30’’ a 3000 rpm y después se procede a leer la aglutinación en los tubos.
V. RESULTADOS
VI. CUESTIONARIO
1. ¿Aparte de la transfusión sanguínea, que otra aplicación práctica tienen los grupos
sanguíneos?
2. ¿Para qué sirve la prueba inversa?
3. ¿En qué consiste la enfermedad hemolítica del recién nacido por isoinmunización?
4. ¿Por qué no se debe utilizar la tipificación en placa?
VII. CONCLUSIONES
VIII. BIBLIOGRAFÍA
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“HEMOSTASIA”
I. OBJETIVO
Al término de la práctica, los alumnos conocerán las pruebas más simples y rutinarias de
valoración de HEMOSTASIA; para que en su momento; junto con la exploración clínica puedan
integrar un diagnóstico.
II. INTRODUCCIÓN
La hemostasia son todos aquellos mecanismos que previenen la pérdida de sangre. Para su
estudio funcional se ha dividido en 4 componentes: vascular, celular (plaquetario), plasmático
(coagulación) y fibrinolítico. Existen múltiples pruebas que valoran específicamente cada uno
de los componentes en todas sus acepciones; pero para los fines educativos, solo valoraremos
algunos de ellos.
III. MATERIAL Y EQUIPO
POR EQUIPO POR GRUPO:
Lancetas (2)
Jeringas de 5 ml (2)
Papel filtro redondo
Tubo con anticoagulante
Tubo de hemólisis (10 X 75)
Cámara cuenta-glóbulos
Caja de Petri de vidrio completa
Microscopio óptico
Pipetas Pasteur (2)
2 pipetas terminales de 1 ml
Baumanómetro y estetoscopio
1 cronómetro
Baño maría
Centrífugas
Reactivos para tiempos de
coagulación
Torundas con alcohol
Oxalato de amonio al 10%
Cloruro de calcio al 0.02 M
Kit para TTP
Kit para TP
Kit para TT
IV. MÉTODO
PRUEBA DE RUMPEL-LEEDE (del Lazo)
Fundamento: la aplicación de presión positiva a los capilares, produce la salida de eritrocitos, lo
que clínicamente se traduce por la aparición de petequias.
1. Inspeccionar la piel de la mitad superior interna del antebrazo del paciente en busca de
petequias, si las hay, marcarlas con un punto de tinta.
PRÁCTICA 3
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2. Tomar la T.A. e inflar el manguito del baumanómetro hasta que alcance una presión igual a
la mitad de la suma de la máxima y mínima, y sostener dicha presión de 3-5’
3. Desinflar el manguito y esperar a que el brazo se descongestione (5-15’)
4. Contar el número de petequias que hayan aparecido en un área circular de 2.5 cm de
diámetro. Dicha área debe escogerse preferentemente en la cara de flexión del antebrazo
a unos 2-3 cm por abajo del pliegue del codo, y libre de la zona de presión del brazalete del
baumanómetro.
5. Ocasionalmente puede que no aparezcan petequias en el círculo, pero se encuentran en toda
la superficie del antebrazo, pliegue del codo y mano; en éste caso se da la prueba como
positiva, pero sin mencionar el número de petequias, interpretando la intensidad de la
respuesta de + a ++++.
6. Debe preferirse mantener la presión durante 3’, ya que si se hace a 5’, es menos específica,
pero es más sensible.
Interpretación la prueba es normal cuando aparecen hasta 10 petequias en el círculo; hasta
15 es dudoso, y más de 15 es positiva.
TIEMPO DE SANGRADO DE DUKE
Fundamento: la normalidad en el TS depende de cuando menos 2 factores: uno plaquetario
(cantidad y función) y otro vascular (vasoconstricción). La alteración en alguno de estos dos
elementos puede dar como resultado un alargamiento del TS.
1. Dar masaje suave al lóbulo de la oreja o al pulpejo del dedo, limpiarlo con alcohol y dejarlo
evaporar
2. Hacer una punción de 2-3 mm de profundidad con la lanceta. Simultáneamente echar a
andar el cronómetro
3. Con el papel filtro se quita la gota de sangre a intervalos de 15’’ sin tocar la piel
4. Parar el cronómetro en el momento en que el papel filtro ya no se manche de sangre.
Interpretación normal de 1-3’; dudoso de 3-5’; anormal más de 5’.
TIEMPO DE SANGRADO DE IVY
Fundamento: el mismo que el anterior, con un poco más de fineza, por la aplicación de la presión
positiva.
1. En el brazo del paciente se coloca el manguito del baumanómetro a una presión de 40
mmHg, la cual se mantiene durante la prueba
2. En el antebrazo del paciente se busca un área avascular, se limpia con la torunda y con una
lanceta se efectúa una punción, el momento en que aparece la gota de sangre se marca el
tiempo en el cronómetro, con intervalos de 30’’ y con el papel filtro secar la gota
procurando NO tocar la piel; en el momento en que el papel ya no se mancha, parar el
cronómetro.
Interpretación normal de 2-7’; anormal: más de 8’.
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RECUENTO PLAQUETARIO (Técnica de Brecher)
Fundamento: existen diferentes técnicas para el recuento plaquetario, todas ellas a pesar de
los factores de error que la propia tecnología ofrece, son superiores al método clásico de
cuenta indirecta en el frotis (técnica de Fonio).
1. Con una pipeta de cuenta de G.R., se toma sangre bien homogeneizada con EDTA, llenando
el tallo de la pipeta hasta la marca 1.
2. Con el oxalato de amonio se completa hasta la marca 101
3. Agitar la pipeta durante 3’ en agitador. (8’ si es manual).
4. Desechar las primeras 7 gotas y llenar la cámara. Dejarla reposar durante 10’ cubriéndola
con la tapa de la caja de Petri con papel filtro húmedo, a fin de evitar la evaporación. La
cuantificación debe hacerse con objetivo seco fuerte en la cuadrícula central:
No de plaquetas X 1000 = No de plaquetas X dl (mm3)
Interpretación normal de 150-400 000 Pq/dl
TIEMPO DE TROMBOPLASTINA PARCIAL (TTP)
Fundamento: se agrega al plasma descalcificado, CaCl y un Fosfolípido plaquetario (PlpPq),
debiendo coagular la mezcla en menos de 45’’, SI existe integridad de los factores que
intervienen en la vía intrínseca de la fase plasmática.
1. Obtener 4.5 ml de sangre con 0.5 ml de oxalato de Na al 0.1 M
2. Centrifugar la sangre a 3000 rpm durante 5’ para separar el plasma
3. Adicionar a un tubo 0.1 ml de tromboplastina parcial activada e incubar a 37ºC por 2’
4. Agregar 0.1 ml de plasma problema, agitar rápidamente e incubar durante 2’.
5. Agregar 0.1 ml de CaCl al 0.02M y simultáneamente echar a andar el cronómetro, a los 20’’
observar cuidadosamente el tubo, haciendo resbalar el contenido por la pared, hasta la
aparición de las primeras fibras de fibrina, en éste momento parar el cronómetro.
Interpretación Normal: menos de 45’’.
TIEMPO DE PROTROMBINA (TP)
Fundamento: se valora principalmente la segunda fase de la coagulación, en virtud de que la
protrombina es el precursor inactivo de la trombina, enzima proteolítica activa. Al plasma
descalcificado se agrega CaCl y tromboplastina, observándose el tiempo de coagulación.
1. Obtener 4.5 ml de sangre con 0.5 ml de oxalato de Na al 0.1 M
2. Centrifugar la sangre a 3000 rpm durante 5’ para separar el plasma
3. En un tubo que este a baño María a 37ºC adicionar 0.1 ml de tromboplastina líquida
activada y 0.1 ml de CaCl e incubar por 2’.
4. Incubar también el plasma problema durante 2-3’ a 37ºC (No más de 5’).
5. Agregar 0.1 ml de plasma problema al tubo que contiene la mezcla tromboplastina líquida
activada/CaCl y simultáneamente echar a andar el cronómetro
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6. Agitar el t6ubo y esperar 10’’ antes de empezar a observar la aparición de las primeras
fibras de fibrina, en éste momento parar el cronómetro (la observación debe hacerse con
mucha rapidez, metiendo y sacando el tubo del baño María).
Interpretación Normal: de 11-13’’.
TIEMPO DE TROMBINA (TT)
Fundamento: la trombina es una enzima altamente específica que actúa sobre el fibrinógeno
enérgicamente, transformándolo en fibrina sin importar la temperatura, ni si existe o no CaCl
en el sistema; NO se encuentra en sangre circulante.
1. Obtener 4.5 ml de sangre con 0.5 ml de oxalato de Na al 0.1 M
2. Centrifugar la sangre a 3000 rpm durante 5’ para separar el plasma
3. Poner en un tubo 0.2 ml de plasma problema y agregar 0.2 ml de trombina humana,
simultáneamente poner en marcha el cronómetro.
4. Al momento de agregar la trombina empezar a agitar el tubo suavemente y observar la
aparición de fibrina
5. Al aparecer la fibrina se detiene el cronómetro; el tubo se deja en reposo durante 1
minuto, al cabo del cual se observa la integridad del coágulo.
Interpretación Normal: de 5-10’’; coágulo firme a los 60’’.
Aplicación práctica: la prolongación del TT pone de manifiesto disminución de fibrinógeno,
afibrinogenemia o presencia de agentes antitrombínicos como la heparina o los productos de
degradación del sistema fibrinógeno-fibrina (PDF).
V. RESULTADOS
PRUEBA RESULTADO COMENTARIO
Prueba de Rumpel-Leede
Tiempo de Sangrado de
Duke
Tiempo de Sangrado de
Ivy
Recuento plaquetario
TTP
TP
TT
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VI. CUESTIONARIO
1. ¿Cuál es la importancia de realizar los distintos tiempos de coagulación?
2. Después de averiguar, enlista qué otras pruebas valoran la función plaquetaria (cuando
menos 6 pruebas)
3. ¿Cómo valoro la fase vascular de la hemostasia?
VII. CONCLUSIONES
VIII. BIBLIOGRAFÍA
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“CORAZÓN, UNIDAD ANATOMO-FUNCIONAL”
I. OBJETIVO
El alumno explicará la estrecha relación que existe entre la forma y la función del corazón,
localizando las diversas estructuras que intervienen en la fisiología cardíaca.
II. INTRODUCCIÓN
Las funciones y procesos vitales requieren de complicados procesos de nutrición celular
mediante un aporte continúo de material nutritivo y una permanente remoción de los productos
de desecho resultantes. En el ser humano estas funciones se realizan gracias al aparato
circulatorio, que es un sistema vascular cerrado, formado por arterias, capilares, venas y un
órgano propulsor central que es el CORAZÓN. El corazón desempeña el papel de una bomba a
la vez aspirante e impelente, cuya posición, forma, tamaño y diseño, cumple y hace cumplir las
funciones circulatorias y sus leyes de la Presión, la Velocidad y del Caudal; y además está
dotado de un sistema autónomo de conducción, aparte de la influencia y estímulo que sobre él
ejerce el sistema neurovegetativo.
III. MATERIAL Y EQUIPO
POR EQUIPO POR GRUPO:
Charola de disección
Lámpara
Microscopio estereoscópico
Corazón de bovino o porcino
Se solicitará a cada equipo que traiga un
estuche de disección y cada alumno sus
guantes de cirujano
IV. MÉTODO
1. Tómese el corazón, lávese cuidadosamente con agua, haciendo entrar la corriente a través
de uno de los orificios de los grandes vasos, tanto del corazón derecho como del izquierdo,
escúrrase el exceso de agua y observe su forma, diámetros, consistencia, y a simple vista o
con ayuda del microscopio, identifique los vasos que salen, entran y rodean al corazón.
Esquematice lo observado.
2. Haga un corte medio sagital y haga las observaciones antes requeridas, pero ahora
referentes a las paredes del miocardio, endocardio, válvulas aurículo-ventriculares, válvulas
sigmoideas y los pilares del corazón.
3. El nodo de Keith y Flack (sino-auricular) ordinariamente es el marcapaso; está situado en la
región antero lateral de la unión de la vena cava superior del surco terminal;
inmediatamente por abajo del epicardio, se encuentra el nodo sino-auricular, el cual es una
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masa pálida, curva, fusiforme, de unos 7 mm de largo y no más de 1 mm de grosor. Con
ayuda del microscopio trata de localizar el MARCAPASO.
4. El nodo de Aschoff y Tawara (auriculo-ventricular) es una formación muscular situada por
debajo del endocardio, en la superficie auricular del tabique interauricular. En condiciones
normales éste nodo es como una estación de relevo en donde se retarda un poco el estímulo
originado en el marcapaso.
5. El has de His, sus ramas y la red de Purkinje, constituyen un sistema miocárdico
especializado anatómica y funcionalmente reconocible, que se encarga de difundir con gran
rapidez el proceso de estimulación desde el nodo auriculoventricular, por toda la
musculatura ventricular. Esquematiza el sistema de conducción.
V. RESULTADOS
Esquematiza lo requerido:
VI. CUESTIONARIO
1. ¿Qué resultaría de una sobre estimulación al nodo de Keith y Flack?
2. ¿Por qué tiene mayor grosor el ventrículo izquierdo?
3. ¿Cuántas valvas tiene la válvula mitral?
VII. CONCLUSIONES
VIII. BIBLIOGRAFÍA
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“MÚSCULO CARDÍACO”
I. OBJETIVO
El alumno describirá el automatismo cardíaco haciendo notar que no todas las porciones del
corazón lo poseen en igual grado, y que aquella porción nodal donde se encuentra mayor
automatismo, es capaz de gobernar la actividad cardíaca, marcando el ritmo del órgano; por lo
que se le llama MARCAPASO.
II. INTRODUCCIÓN
El estudio experimental de las principales propiedades del miocardio, puede realizarse con
relativa facilidad en el corazón de la rana o de tortuga, ya que presenta gran resistencia aún
aislado del organismo, mientras que la preparación de corazones de mamíferos exige
condiciones más estrictas, por lo que es buen modelo experimental. Así nosotros revisaremos
algunas variaciones en base a situaciones físicas y humorales que pueden modificar el
automatismo.
III. MATERIAL Y EQUIPO
POR EQUIPO POR GRUPO:
1 microscopio estereoscópico
Hilo del no. 30 (2 m)
3 pipetas Pasteur
3 pipetas graduadas de 1 ml
1 tabla de disección
1 caja de Petri (completa)
3 vasos de precipitados de 50 ml
1 vaso de precipitados de 200 ml
1 convertidor de corriente
1 lámpara
1 disector de vidrio
5 tubos de ensaye de 12 x 75
Algodón
1 gradilla
Ringer batracio
1 cristalizador con hielo
1 baño maría
1 gradilla
2 vasos de precipitados de 250 ml
20 ml de Ach (acetilcolina) al 0.01%
12 ámpulas de adrenalina
50 ml de solución de NaCl al 2%
50 ml de solución de KCl al 0.5%
50 ml de solución de CaCl al 2%
5 pipetas (3 de 10 ml y 2 de 5 ml)
IV. MÉTODO
PREPARACIÓN DE CORAZÓN DE RANA O TORTUGA:
Una vez destruido el encéfalo y la médula de una rana grande, se le sujetará sobre el dorso en
la tabla de disección y se procederá a levantar el plastrón tóraco-abdominal que comprende
PRÁCTICA 5
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esternón, cartílago ensiforme y costillas, observando previamente que en él se nota el latido
cardíaco, cuidando de no lesionar los órganos que se encuentran detrás de la pared. Quedará
expuesto el corazón, y se cortará el puente conjuntivo vascular que une la pared del ventrículo
con el pericardio, dejándole adherido un pequeño fragmento de pericardio que luego servirá
para atarle un hilo que facilitará su manejo, ya que es muy importante la delicada manipulación
del corazón, el cual no debe ser tomado con pinzas ni ser dañado de ningún modo. Del cuidado
con que se manipule, depende el éxito de la práctica. Deberá instilarse solución de Ringer
sobre el corazón de la rana durante el proceso de la práctica.
Identifíquense sus 2 aurículas, la unión de la vena cava con el seno venoso y el crecimiento
blanquecino situado en dicha unión (el bulbo arterial) y sus 2 bifurcaciones o troncos aórticos,
y apréciense los dos nervios que llegan al corazón a lo largo de las venas cavas superiores, son
nervios cardíacos, mezcla de fibras vagales simpáticos.
Levante el ventrículo y observe un grueso vaso que desemboca en la aurícula derecha de la cual
queda delimitado por una estructura semilunar de aspecto blanquecino, esta región se denomina
seno venoso ye es el lugar donde confluye la vena cava inferior y las 2 venas cavas superiores.
Haga el esquema y tome la frecuencia cardíaca.
INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA
Bañe el corazón expuesto con Ringer, a temperatura de -4º C durante 10-15’’: anotar la
frecuencia. Recuperar con Ringer a temperatura ambiente (aproximadamente 20º C): tomar la
frecuencia. Aplicarle Ringer a 37º C por 10-15’’; anotar frecuencia, y recuperar con Ringer a
temperatura ambiente.
PERÍODO REFRACTARIO
Con el convertidor coloca el cátodo en la base del ventrículo y el ánodo en el tejido muscular a
10 mV por 1’’; observa y anota.
ESCAPE VAGAL
Previamente disecados los 2 vagos, se colocará el electrodo sobre ambos nervios hasta el paro
(10-40’’). Espera, observa y anota.
INFLUENCIA HUMORAL
Levantando cuidadosamente el ventrículo y con la punta fina de las tijeras, seccione las venas
cavas y pulmonares, cuidando de no lesionar el seno venoso. Extraiga el corazón de la rana
seccionando cada uno de los vasos y elementos pericárdicos, previa ligadura, cuidando la
integridad anatómica y funcional del miocardio; depositar el corazón en una caja de Petri con
solución de Ringer y someterla a las soluciones preparadas de las siguientes substancias;
anotando la frecuencia por 15’’ y recuperar con Ringer a temperatura ambiente entre cada una,
hasta que aproximadamente regrese a la frecuencia basal: 1) solución de NaCl, 2) solución de
CaCl, 3) solución de adrenalina, 4) solución de KCl, 5) solución de Ach. Observa cuidadosamente
y anota.
V. RESULTADOS
ESQUEMA DEL CORAZÓN DE RANA F.C. BAS.
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RINGER FRÍO F.C.
RINGER CALIENTE F.C.
PERÍODO REFRACTARIO F.C.
ESCAPE VAGAL
SUBSTANCIA OBSERVACIONES F.C.
NaCl
CaCl
Adrenalina
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KCl
Acetilcolina
VI. CUESTIONARIO
1. ¿Por qué reacciona así a la solución concentrada de CaCl?
2. ¿En qué consiste el escape vagal?
3. ¿Qué influencia tiene el simpático en el corazón?
VII. CONCLUSIONES
VIII. BIBLIOGRAFÍA
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“ELECTROCARDIOGRAMA”
I. OBJETIVO
Que el alumno evalué un trazo electrocardiográfico normal y pueda discernir entre uno
patológico. Saber las indicaciones y los datos de certeza que nos brinda el EKG.
II. INTRODUCCIÓN
Las corrientes eléctricas que produce el corazón en cada ciclo de actividad, se propagan hasta
la superficie del cuerpo, y pueden manifestarse, si se conecta a la piel un aparato adecuado. El
registro gráfico así obtenido se llama ELECTROCARDIOGRAMA (EKG).
El EKG es un trazo que está formado por 3 accidentes: la onda P (despolarización auricular), el
complejo QRS (despolarización ventricular; enmascara la repolarización auricular), y la onda T
(repolarización ventricular).
La onda P corresponde a la despolarización auricular y tiene una duración de 0.04-0.10’’.
El intervalo PR comprende la despolarización auricular, la conducción a través de los nodos,
hasta el principio de la activación ventricular y dura entre 0.12-0.20’’.
El complejo QRS corresponde a la despolarización ventricular, y tiene una duración de 0.04-
0.08’’.
El intervalo QT comprende desde el inicio del QRS, hasta el final de la onda T, y dura de 0.40-
0.43’’.
El segmento ST corresponde al período refractario absoluto, se encuentra al final del QRS y
antes de la onda T, dura aproximadamente hasta 0.32’’.
La onda T corresponde a la repolarización ventricular y tiene una duración de 0.04-0.08’’.
III. MATERIAL Y EQUIPO
POR GRUPO:
Electrocardiógrafo
Gel conductor electrocardiográfico
o solución salina
Torundas de algodón
IV. MÉTODO
1. Conecte el aparato a la línea, enciéndalo y espere unos minutos a que adquiera su
temperatura de trabajo. El paciente debe estar acostado, tranquilo y con sus músculos
relajados.
PRÁCTICA 6
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2. Sujete los antebrazos y piernas, mediante las bandas, placas, etc., que deben estar en
contacto con la piel.
3. Asegúrese de que entre la piel (que ha sido limpiada con algodón y alcohol) y la plaquita
metálica, queda una capa de pasta conductora o una almohadilla de algodón empapada con
solución saturada de NaCl. Esta acción es importante pues garantiza el buen contacto
eléctrico entre la piel y el electrodo. El 90% de los problemas al tomar el EKG provienen
del mal contacto eléctrico con la piel.
4. Obtenga un breve trazo (3-5 registros) en cada una de las derivaciones usuales, al
escogerlos mediante el botón selector, éste se encarga de conectar el aparato con la
porción correspondiente del cuerpo.
La frecuencia la encontramos mediante un método sencillo; se mide la distancia entre R – R lo
multiplicamos por 0.04” (c/mm vale 0.04”), esta cantidad se divide entre 6000 (que son las
centésimas de segundo que tiene un minuto).
Los electrodos están marcados:
RA Brazo derecho Right arm
LA Brazo izquierdo Left arm
RL Pierna derecha Right leg
LL Pierna izquierda Left leg
Las derivaciones BIPOLARES y MONOPOLARES de los miembros, son las siguientes:
DI
Brazo derecho (-) a brazo izquierdo (+)
DII
Brazo derecho (-) a pie izquierdo (+)
DIII
Brazo izquierdo (-) a pie izquierdo (+)
aVR
Brazo derecho
aVL
Brazo izquierdo
aVF
Pie izquierdo
Las derivaciones MONOPOLARES precordiales son las siguientes:
V1
4º EIC línea para esternal derecha
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V2
4º EIC línea para esternal izquierda
V3
Entre V2 y V4
V4
5º EIC a nivel de línea media clavicular
V5
5º EIC a nivel de línea axilar anterior
V6
5º EIC a nivel de línea axilar media
En el trazo registrado, obtendremos lo siguiente:
1) Ritmo
2) Frecuencia cardíaca
3) Duración de las ondas, segmentos e intervalos
4) Determinación gráfica del valor y orientación del eje eléctrico
V. RESULTADOS
VI. CUESTIONARIO
1. Describe tú concepto de electrocardiograma
2. ¿Por qué se puede registrar la actividad cardíaca a distancia?
3. ¿Qué es el eje eléctrico y cuál es la importancia de obtenerlo?
4. Enumera 3 entidades patológicas que se puedan obtener en el EKG
1
2
3
VII. CONCLUSIONES
VIII. BIBLIOGRAFÍA
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“RUIDOS CARDÍACOS Y ACTIVIDAD CIRCULATORIA
EN EL HOMBRE”
I. OBJETIVO
Que el alumno al término de la práctica, sea capaz de inspeccionar y palpar el pulso, auscultar
los ruidos cardíacos y medir la tensión arterial, siendo todos estos signos vitales, importantes
en la práctica médica, y que son producto de aspectos físicos de la actividad cardiovascular.
II. INTRODUCCIÓN
El aparato circulatorio está constituido por un sistema cerrado, formado por un órgano
propulsor central; el corazón y las arterias, capilares y venas. En los capilares se realiza el
intercambio; las arterias y las venas constituyen canales de pasaje para la sangre impulsada por
el corazón; éste aspecto mecánico de la circulación produce efectos o signos que variarán
dentro de límites normales de acuerdo con el sexo, edad, peso, actividad, reposo, sueño o
estado de vigilia, etc., y que indican un buen estado de salud, mientras que sus variaciones
fuera de éstos límites, pueden ser patológicos.
Pulso
Al contraerse el ventrículo izquierdo, impulsa la sangre a la Aorta, la cual se distiende y en
virtud de su elasticidad se contrae y arroja parte de la sangre a la siguiente porción del
sistema vascular y así sucesivamente; la onda progresiva de distensión que pasa por todo el
sistema arterial y llega hasta los capilares es lo que origina el PULSO, este se puede palpar
casi en cualquier arteria de cierto calibre que sea superficial.
Latido cardíaco
La frecuencia de los latidos cardíacos está dada por el número de pulsaciones por minuto. La
frecuencia está en relación inversa de la edad.
Adultos 60-80 X’: Mujer 67-80 X’
Hombre 60-72 X’
Niños 95-130 X’
Lactantes 130-140 X’
Bradicardia Cuando la frecuencia es menor de 60 X’
Taquicardia Cuando la frecuencia es mayor de 100 X’
La posición del cuerpo influye, siendo mayor cuando el individuo está de pie y menor cuando
está sentado y acostado.
PRÁCTICA 7
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El pulso y el latido cardíaco son sincrónicos y resultantes del mismo fenómeno, lo cual tiene
gran importancia, especialmente cuando esta sincronía se rompe en algunas cardiopatías.
Ruidos cardíacos
Es de suma importancia que el estudiante de medicina se familiarice con la audición de los
caracteres normales de los ruidos para que después pueda diferenciarlos de los que se
auscultan cuando las válvulas o el miocardio están alterados. Las maniobras que realiza el
médico para oír esos ruidos se llama auscultación y constituye uno de los métodos más valiosos
de exploración del corazón que no se puede reemplazar con ventaja con ningún otro.
Hay cuatro focos de auscultación valvular que no corresponden exactamente a su proyección
anatómica, sino que la propagación de sus vibraciones acústicas se hace preferentemente en los
puntos en donde el corazón y los grandes vasos tienen más directo contacto con la pared
torácica.
Foco aórtico En el 2º EIC derecho, junto al esternón (coincide con la mayor
aproximación de la aorta ascendente).
Foco pulmonar En el 2º EIC izquierdo, inmediato al esternón (coincide con la mayor
aproximación del cono o infundíbulo de la pulmonar.
Foco tricúspide En el apéndice xifoides o en la 6ª articulación condroesternal derecha
(coincide con el mayor contacto del ventrículo derecho).
Foco mitral En el 5º EIC izquierdo a nivel de la línea media clavicular (coincide con la
punta del corazón, es el mayor contacto del ventrículo izquierdo con la
pared costal).
El primer ruido es de tono bajo y larga duración, su onomatopeya es DUM, se genera por el
cierre de las valvular auriculares durante la sístole ventricular, más las vibraciones
provocadas por la contracción muscular más la expansión de las paredes de los grandes
vasos.
El segundo ruido es breve, de tonalidad aguda LUB coincide con la diástole ventricular y el
cierre de las válvulas sigmoideas Aórtica y Pulmonar.
La fase áfona entre el 1º y 2º ruido se denomina “silencio menor” y la que media entre el 2º
y 1º es el “silencio mayor”. Los 2 ruidos señalan el principio y el final de la sístole; el silencio
mayor corresponde a la diástole.
Tensión arterial
Se puede definir la presión sanguínea como la presión que sobre las paredes de los vasos
ejerce la sangre que contienen y la tensión arterial la presión que ejercen los vasos sobre la
sangre. Ambas tienen un valor igual.
Los métodos de medida constituyen un requisito en la investigación.
En vista de que en la práctica clínica es indispensable contar con un método incruento que evite
la punción vascular; el método que Riva Ricci describió en 1896 adquiere capital importancia y
consiste simplemente en determinar la presión del aire con el que se insufla un manguito
aplicado alrededor del brazo o pierna para impedir el flujo sanguíneo, comprimiendo una
arteria. La exactitud del método indirecto es similar a la que se obtiene empleando la
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exposición y punción de un vaso, aunque menos fieles que los obtenidos con los métodos ópticos
de registro.
En la práctica diaria se emplean dos métodos: el palpatorio y el auscultatorio. En ambos se
emplea el esfigmomanómetro, sea el aneroide o el mercurial.
Los valores medios para la presión arterial en personas de diferentes edades según las
observaciones de diferentes investigadores son:
Niños de 3-4 años 90/65
Niños de 10 años 100/70
Jóvenes de 14 años 110/75
Jóvenes de 16 años 115/75
De numerosas observaciones se ha emitido una ley sencilla y de acuerdo con ella la presión
normal para un adulto expresada en mm de Hg sería:
100 + edad en años Presión sistólica
½ de la T.S. + 10-20 mmHg Presión diastólica
III. MATERIAL Y EQUIPO
POR EQUIPO
Cronómetro
Estetoscopio biauricular
Esfigmomanómetro de mercurio o aneroide
IV. MÉTODO
1. Que el estudiante localice y palpe en un sujeto de observación el pulso de las arterias:
radial, cefálica, temporal, subclavia, humeral, poplítea y tibial posterior. Estando el
estudiante en posición cómoda, coloque sobre la arteria los dedos índice, medio y anular, y
haga con ellos una leve presión, el medio captará pulso y los otros dos fijarán suavemente la
arteria.
2. Se procederá a tomar la frecuencia del pulso en la arteria radial, de 5 sujetos de
observación de estatura conocida, de ambos sexos y repita las tomas variando la posición
(de pie y sentado).
3. En un individuo longilíneo y de escaso panículo adiposo, se le descubre el pecho; en la región
precordial busca el choque de la punta por inspección, luego por palpación con la palma de la
mano, precisándolo con los dedos medio e índice de la mano derecha y se toma el pulso
radial comparando la frecuencia; observando si son sincrónicos.
4. Proceda ahora a auscultar los ruidos cardíacos, aplicando la campana del estetoscopio en
los sitios previamente indicados, siendo una condición para la auscultación que haya silencio
ambiente tranquilo y NADA distraiga nuestra atención, localizar los cuatro focos de
auscultación.
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5. T.A. Método palpatorio: coloque alrededor del brazo de un compañero el brazalete del
esfigmomanómetro y eleve la presión de éste hasta 180 mmHg para obliterar la arteria.
Con la mano izquierda disminuya lentamente la presión dejando salir el aire del manguito y
con la derecha correctamente colocada para percibir el latido de la arteria radial
determine y diga el momento justo en que lo perciba. La cifra que marca el manómetro
corresponde a la presión SISTÓLICA. Haga mediciones en 3 posiciones y después someta
al mismo individuo a ejercicio y vuelva a tomar las mediciones.
6. T.A. Método auscultatorio: infle el mango que rodea el brazo hasta por 20-30 mmHg más
de lo que espera encontrar en su paciente (por edad y sexo); luego reduzca la presión del
manguito hasta que principie el flujo arterial, esto se determina cuando se escucha el 1er
ruido de Korotow del rápido flujo de sangre con la campana colocada en el curso de la
arteria humeral en el pliegue del codo; se lee el manómetro y la cifra corresponde a la
presión sistólica. La presión diastólica se determina cuando desaparece el ruido del flujo
(2º ruido de Korotow) al reducir aún más la presión del manguito para dejar paso libre al
flujo de sangre. Al igual que el experimento anterior anote sus observaciones en reposo y
en las tres posiciones y después del ejercicio.
V. RESULTADOS
1. Radial Cefálica Temporal Subclavia Humeral Poplítea Tibial post.
Pulso
2. Pulso 1º 2º 3º 4º 5º
DE PIE
SENTADO
3. Choque: Sincrónico
Pulso: Asincrónico
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4. Foco aórtico Foco pulmonar Foco tricuspídeo Foco mitral
Primer ruido
Segundo ruido
Silencio menor
Silencio mayor
5. En reposo Después del ejercicio
Decúbito dorsal T.A.S.: T.A.S.:
Sentado T.A.S.: T.A.S.:
De pie T.A.S.: T.A.S.:
6. En reposo Después del ejercicio
Decúbito dorsal T.A.S.:
T.A.D.:
T.A.S.:
T.A.D.:
Sentado T.A.S.:
T.A.D.:
T.A.S.:
T.A.D.:
De pie T.A.S.:
T.A.D.:
T.A.S.:
T.A.D.:
VI. CUESTIONARIO
1. ¿Qué aplicación clínica tiene el conocimiento de los signos clínicos revisados en la práctica?
2. Enumera 2 padecimientos donde sean asincrónicos el latido y el pulso
1
2
3. ¿Cuál es la base de la obtención de la T.A. por el esfigmomanómetro?
VII. CONCLUSIONES
VIII. BIBLIOGRAFÍA
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“CIRCULACIÓN CAPILAR”
I. OBJETIVO
Al finalizar la práctica, el alumno describirá los conceptos de capilar, circulación capilar y
explicará brevemente los fenómenos llevados a cabo en el lecho capilar sobre la base de su
observación de la circulación capilar en el mesenterio de la rata.
II. INTRODUCCIÓN
Los capilares son los vasos sanguíneos más finos y de pared más simple, que consiste en células
endoteliales. Son la continuación de las más finas divisiones arteriolares (meta arteriolas) y
dan origen a las vénulas. El diámetro va de 3-8 micras. En estos conductos no se observa el
flujo rápido de la corriente sanguínea por lo que ésta lenta corriente es ventajosa, ya que
permite un intercambio de materiales entre la sangre y las células. Un hecho importante del
lecho capilar es que no todos los capilares se encuentran abiertos al mismo tiempo, lo que
permite ajustar el flujo sanguíneo derivándole hacia los tejidos que se encuentran más activos.
Los capilares tienen una triple función a saber:
1. Regulan la circulación de la sangre a nivel de los órganos
2. Permiten y controlan intercambios entre la sangre y los tejidos gracias a la permeabilidad
de sus paredes
3. Contienen y conducen la sangre sirviendo de enlace entre la circulación arterial y venosa
III. MATERIAL Y EQUIPO
POR EQUIPO POR GRUPO:
Tabla de disección
4 pipetas Pasteur con bulbo
Embudo de cristal
Cristalizador
Lámpara de mano y lupa
Estuche de disección
Solución de adrenalina
Solución de acetilcolina
Hielo
Cloroformo
Algodón
Hilo del no. 30
IV. MÉTODO
Se procede a anestesiar a una rata, se fija en la tabla de disección; y se realiza una
laparotomía. Se expone el mesenterio, se realiza observación con ayuda de lámpara y lupa.
PRÁCTICA 8
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Realice las siguientes experiencias y anote lo observado:
1. Interrumpa la circulación presionando la arteriola con una pinza fina, quite la pinza
2. Con una pipeta Pasteur, coloque agua helada y observe que pasa
3. Repite colocando agua a 40º C, observe y anote
4. Deposite una gota de solución de adrenalina y observe que sucede
5. Por último deposite una gota de acetilcolina. Observe y anote lo sucedido
V. RESULTADOS
Interrupción de la
circulación
Agua helada
Agua caliente
Solución de
adrenalina
Solución de
acetilcolina
VI. CUESTIONARIO
1. Anota 2 sitios donde la circulación capilar sea diferente a la revisada:
2. Enumera desde el punto de vista histológico los tipos de capilares
3. Describe el concepto de edema
VII. CONCLUSIONES
VIII. BIBLIOGRAFÍA
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“PRUEBAS DE CONCENTRACIÓN Y DILUCIÓN
URINARIA”
I. OBJETIVO
Se estudiará la capacidad que tiene el riñón para conservar o eliminar el agua, según las
necesidades del organismo y la influencia que tiene el ejercicio sobre la función renal.
II. INTRODUCCIÓN
El aparato urinario produce y excreta orina para eliminar los desechos y sustancias sobrantes
de la sangre. Por su capacidad para filtrar a la sangre interviene en la regulación del equilibrio
hidro-electrolítico y también en el equilibrio ácido-básico.
El volumen de orina que se produce en 24 hs depende de varios factores, como la sudoración, la
ingesta de líquidos, sólidos, etc., pero en un adulto normal oscila entre 1200 y 1500 ml.
Algunos elementos que se encuentran en la orina son:
Urea, ácido úrico, creatinina, fosfatos, sulfatos, etc. Estos sólidos están disueltos en agua, la
presencia de sustancias o cantidades anormales de los elementos usuales en la orina pueden
servir como ayuda diagnóstica para reflejar la función renal.
III. MATERIAL Y EQUIPO
POR EQUIPO POR GRUPO:
Microscopio
5 porta objetos con cubreobjetos
Gradilla
6 tubos de 13 X 100
5 matraz Erlenmeyer de 250 y 600 ml
5 pipetas graduadas de 10 ml
5 pipetas Pasteur con bulbo
Urinómetro completo (probeta densímetro)
Vasos de precipitados de 600 ml
5 probetas de 500 ml
Agua destilada
Cloruro de sodio al 0.9 %
Cloruro de sodio al 1.5 %
Ácido nítrico qm.
Nitrato de plata al 10%
Galletas Mc Ma
Bililabstix
PRÁCTICA 9
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IV. MÉTODO
Determinación del efecto de la ingestión de diversas sustancias sobre la función renal
1. Limite la ingestión de alimentos y de agua 2 HORAS ANTES de iniciar éste experimento
2. Anote la hora en que orino por última vez antes del experimento
3. Tome una muestra de orina antes de ingerir los reactivos de prueba y guárdela para
analizarla posteriormente.
4. Los sujetos que se someten a la prueba deben beber solo la cantidad de solución de prueba
que no les provoque molestias.
5. Anote la hora para que se tome una muestra de orina al sujeto cada 20’ después de la
ingestión de la solución de prueba.
6. A cada muestra le determinaremos: volumen, densidad y pH
7. Llene la hoja de datos con la información obtenida de cada muestra tomada a una hora
determinada y de la muestra control.
Las soluciones de prueba son las siguientes:
Sujeto A 200 a 1000 ml de agua destilada
Sujeto B 700 a 1000 ml de agua destilada más ejercicio (10’)
Sujeto C 700 ml de NaCl al 0.9%
Sujeto D 250 ml de NaCl al 1.5%
Sujeto E 250 gr de galletas
Para la muestra control realizaremos un examen general de orina:
a) Volumen: mida el volumen de orina en una probeta graduada y determine la velocidad de
formación de orina (ml/min)
b) Densidad: mida la densidad para determinar las cantidades relativas de sólidos en solución.
La densidad de una solución aumenta proporcionalmente al aumento de sólidos. Para medir,
llene con orina las ¾ partes de una probeta; quite cualquier burbuja que se encuentre en la
superficie. Coloque el urinómetro en el recipiente de manera que flote sin tocar las
paredes del mismo. El nivel donde la parte inferior del menisco toca el tubo del
urinómetro corresponde a la cifra del peso específico. (normal: 1.015-1.025)
c) pH: determine el pH de la muestra usando la tira de bililabstix. El pH de la orina recién
emitida varía normalmente entre 4.8 a 7.
d) Análisis clínico de la orina. Ésta parte se realiza mientras recoge las muestras del inciso
número 4. Para la muestra control se determinará:
Color: observe el color, que normalmente varía entre pajizo claro y ámbar. (Vogel I-
III). En condiciones patológicas aparecen sustancias anormales en la orina. Estas
sustancias pueden provocar cambios de color, como los pigmentos de la sangre que
hacen que tome un color rojo o café.
Transparencia: la orina normal fresca debe ser transparente. Si está turbia puede
deberse a diversas sustancias como pus, bacterias, fosfatos, moco, grasas, células
epiteliales y cilindros.
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Fosfatos: si se agregan algunas gotas de ácido nítrico a 5 ml de orina los fosfatos
precipitan.
Cloruros: añada de 3 a 4 gotas de solución de nitrato de plata (AgNO3) al 10% y
observe si se forma un precipitado blanco de cloruro de plata.
Sedimento: centrifugue un tubo de ensaye con orina, decante el sobrenadante y
coloque unas gotas del sedimento en un porta-objetos, cúbralo con el cubre-objetos y
proceda a la observación al microscopio, para ver la presencia de células, cilindros,
bacterias, eritrocitos, etc.
Tira reactiva de bililabstix: introduzca en la orina una tira reactiva y anote los
resultados.
V. RESULTADOS DATOS RESULTADOS
VOLUMEN
DENSIDAD
pH
COLOR
TRANSPARENCIA
FOSFATOS
CLORUROS
SEDIMENTO
BILILABSTIX
SUJETO
A
MUESTRA HORA VOLUMEN DENSIDAD pH
1
2
3
4
5
SUJETO
B
MUESTRA HORA VOLUMEN DENSIDAD pH
1
2
3
4
5
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SUJETO
C
MUESTRA HORA VOLUMEN DENSIDAD pH
1
2
3
4
5
SUJETO
D
MUESTRA HORA VOLUMEN DENSIDAD pH
1
2
3
4
5
SUJETO
E
MUESTRA HORA VOLUMEN DENSIDAD pH
1
2
3
4
5
VI. CUESTIONARIO
1. ¿Qué efecto tendrá cada uno de los siguientes factores sobre el volumen urinario? ¿por
qué?
Fiebre:
Diarrea:
Diuréticos:
2. Definir las anomalías siguientes, y su causa, con un ejemplo etiológico
ANOMALÍA CONCEPTO CAUSA EJEMPLO
Poliuria:
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Proteinuria:
Glucosuria:
Cetonuria:
3. Enumera tres estados patológicos que disminuyan la transparencia de la orina:
ESTADO PATOLÓGICO PORQUE DISMINUYE LA TRANSPARENCIA
VII. CONCLUSIONES
VIII. BIBLIOGRAFÍA
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“RESPIRACIÓN”
I. OBJETIVO
Mostrar algunos factores que influyen constantemente sobre los movimientos respiratorios en
el ser humano.
II. INTRODUCCIÓN
La respiración provee el O2 que necesitan las células de los organismos vivos, y elimina el CO2
producido por las combustiones celulares. El proceso respiratorio para su estudio se divide en:
a) Ventilación: obtención del aire del medio ambiente
b) Conducción: a través de las vías aéreas a las zonas de hematosis
c) Intercambio: de los gases con la sangre (hematosis)
d) Transporte de O2 y CO2 de la sangre, de los pulmones a los tejidos y viceversa
e) Respiración interna: el intercambio de CO2 y O2 entre la sangre y las células
Mecánica ventilatoria:
El aire contenido dentro de los pulmones se renueva en forma continua por los movimientos
respiratorios. En la inspiración los músculos respiratorios aumentan los diámetros del tórax y
se introduce en los pulmones, cierto volumen de aire, que se mezcla con el que se encuentra en
su interior. En la espiración, el esfuerzo muscular cesa y las fuerzas elásticas llevan al tórax a
su posición inicial, lo que determina la eliminación de un volumen de aire igual al que había sido
admitido.
III. MATERIAL Y EQUIPO
POR EQUIPO
Cronómetro
Cinta métrica
Estetoscopio
IV. MÉTODO
PRÁCTICA 10
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Se coloca a un voluntario con el tórax bien descubierto, sentado sobre un banco sin respaldo, y
se procede con las siguientes actividades:
1. Contar las respiraciones por minuto (obtención de la frecuencia respiratoria basal)
2. Observación de los desplazamientos de los hemitórax, observando si son sincrónicos
3. En sujetos delgados con los movimientos respiratorios se pueden observar hundimientos
ligeros en los huecos naturales, observe y anote
4. Ampliación: coloque una mano en la espalda y otra en el esternón del paciente en la parte
superior, media e inferior del tórax, y perciba el normal desplazamiento de ambos
hemitórax
5. Amplexación: coloque sus manos sobre los hombros del voluntario, abarcando las mitades
respectivas de la base del cuello con las puntas de los dedos sobre las clavículas, pero
quedando los dos pulgares por la parte posterior y en relación con la apófisis espinosa de
la 7ª vértebra cervical. Ahora coloque sus manos a manera de cinchos por debajo de las
axilas de modo que los dedos pulgares queden a cada lado y en relación con las apófisis
espinosas de la 8ª o 9ª vértebras dorsales. Observe que el desplazamiento sea
simétrico en ambos.
6. Tome la cinta métrica y colóquela alrededor del tórax a nivel de apéndice xifoides y
obtenga la circunferencia torácica.
a) Durante la respiración normal
b) Durante la inspiración forzada
c) Durante la espiración forzada
7. Después de 5’ de ejercicio vuelva a hacer los registros de 1, 4, 5 y 6a
8. Tápele al estudiantillo de india nariz y boca el máximo tiempo que tolere y registre 1, 4,
5 y 6a.
9. Auscultar en ambos hemitórax comparativamente, y en sus 3 zonas; superior, media e
inferior el murmullo respiratorio; que normalmente no es continuo, sino está
interrumpido, una parte corresponde a la entrada del aire y otra a la salida. La duración
relativa es mayor para el ruido inspiratorio que para el espiratorio, este sonido es
originado por el paso del aire a través de las vías de conducción.
V. RESULTADOS 1. Frecuencia respiratoria
2.- Desplazamientos simétricos SI NO
3. Huecos naturales
observados
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4.- Ampliación N
Superior
Media
Inferior
5. Amplexación SI NO
Desplazamiento simétrico de pulgares
9. Auscultación del murmullo vesicular Superior
Media
Inferior
VI. CUESTIONARIO
1. Enuncia brevemente el concepto de los siguientes términos:
Eupnea
Taquipnea
Bradipnea
Disnea
Apnea
Ortopnea
2. ¿En qué consiste la respiración de Cheyne-Stokes?
6. Circunferencia torácica 6ª
6b
6c
7 y 8 Ejercicio y después de apnea y
comparación con el basal
Basal Ejercicio Post- apnea
1
4
5
6a
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3. Anota la frecuencia respiratoria de:
Lactante:_________________
Niño:____________________
Adulto:___________________
4. Anota 2 causas de variación de la frecuencia respiratoria no patológicas y 2 patológicas:
Patológica No patológicas
VII. CONCLUSIONES
VIII. BIBLIOGRAFÍA
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“MOTILIDAD INTESTINAL”
I. OBJETIVO
Estudiar las propiedades y actividades del intestino aislado del conejo
II. INTRODUCCIÓN
La motilidad intestinal es uno de los factores muy importantes que rigen la dinámica digestiva,
puesto que a través de ella el alimento es posible que sufra los procesos digestivos, de
absorción y después la eliminación del material no absorbido y modificado fuera del organismo.
La motilidad regula el flujo intestinal, y existen sistemas de control que regulan estos
movimientos:
a) Efecto del SNA
b) Efecto hormonal
c) Propiedades plásticas del músculo liso intestinal
La regulación nerviosa autónoma produce entre otras, 2 tipos de respuesta: el parasimpático
aumenta la fuerza y frecuencia de las contracciones del músculo liso intestinal, y el simpático
tiene el efecto contrario.
III. MATERIAL Y EQUIPO
POR EQUIPO POR GRUPO:
3 Cajas de Petri de vidrio
5 pipetas Pasteur con bulbo
Baño maría a 37º C y a 40º C
Termométro para baño
Bomba de aire
Charola de disección
Estuche de disección
Solución Tyroide mamífero
Hielo
PRÁCTICA 11
INSTITUTO POLITECNICO NACIONAL ESCUELA NACIONAL DE MEDICINA Y HOMEOPATIA
SUBDIRECCION ACADEMICA
Departamento de Formación Básica Disciplinaria
Academia de Fisiológicas
Ampolletas de adrenalina
Acetilcolina
IV. MÉTODO
Cuando el conejo ha sido muerto (desnucado), rápidamente se hace una laparotomía y se expone
el intestino delgado, teniendo cuidado en tomar de preferencia las porciones superiores del
mismo. Consérvense las asas intestinales en solución Tyroide a 37º C y bien aireadas, desde el
momento en que se extirpa hasta que se monta el experimento.
1. En una caja de Petri se coloca una pequeña porción de intestino (3-4) sumergida en
solución Tyroide a 37º C, observa y anota las contracciones intestinales
2. La misma porción de intestino se coloca en una solución Tyroide fría. Observa y anota.
3. Se recupera el tono del intestino y se sumerge en una solución de Tyroide caliente (40º C).
Observa y anota.
4. Lavar 3 veces con solución a 37º C y añadir adrenalina. Observa y anota
5. Lavar 3 veces la preparación y añadir acetilcolina. Observa y anota
V. RESULTADOS
Modificaciones de la motilidad
1. S. Tyroide a 37º C
2. S. Tyroide helada
3. S. Tyroide a 40º C
4. Adrenalina
5. Acetilcolina
VI. CUESTIONARIO
1. ¿Qué modificaciones puede tener la motilidad intestinal en un paciente con fiebre?
2. Si se administra un anticolinérgico, ¿qué modificaciones se tendrán en la motilidad?
3. ¿Qué se entiende por plasticidad del músculo liso intestinal?
INSTITUTO POLITECNICO NACIONAL ESCUELA NACIONAL DE MEDICINA Y HOMEOPATIA
SUBDIRECCION ACADEMICA
Departamento de Formación Básica Disciplinaria
Academia de Fisiológicas
VII. CONCLUSIONES
VIII. BIBLIOGRAFÍA