9.1. aspirados/secreÇÕes nasofarÍngeas 5.5. reagente … · 1. indicaÇÃo de utilizaÇÃo the...

1. INDICAÇÃO DE UTILIZAÇÃOT h e I M A G E N ™ R e s p i r a t o r y S c r e e n é u m t e s t e d e imunofluorescência qualitativa indirecta para a detecção presumível do vírus sincicial respiratório (RSV), vírus A e B da influenza, vírus da parainfluenza 1, 2 e 3 e amostras respiratórias (aspirados nasofaríngeos) e culturas celulares. O ensaio não pode diferenciar entre os vírus. Os vírus individuais devem ser melhor identificados e confirmados utilizando os reagentes monoclonais de anticorpos, imunoespecíficos e marcados FITC, tais como a gama IMAGEN ou outros métodos. Os resultados das amostras respiratórias diretas devem ser confirmados pela cultura celular. 2. RESUMOAs infecções do vírus respiratório são associadas com os surtos principais de doenças respiratórias, a nível mundial, que têm impacto significativo na saúde mundial1,2,3. Os vírus podem causar doença em todos os grupos etários, mas as infecções são mais severas em lactentes, idosos e populações imunocomprometidas levando a hospitalização de doentes4. Os surtos hospitalares ocorrem em enfermarias pediátricas e geriátricas resultando na hospitalização longa, tratamento prolongado de pacientes e aumento da morbidade e mortalidade5,6. As infecções em crianças, pelo vírus respiratório podem causar obstrução das vias aéreas e levar a disfunção respiratóriaOs vírus responsáveis principalmente pela infecção das vias aéreas inferiores incluem os vírus RSV, influenza A e B, vírus da parainfluenza 1, 2 e 3 e adenovírus. Taxas de prevalência previstas para vírus individuais são detalhadas na secção 13 (com referências), Valores Esperados.Os vírus RSV e da parainfluenza ocorrem sazonalmente e são as causas principais da doença das vias aéreas inferiores em lactentes e crianças pequenas. Causam frequentemente causam bronquiolite, laringite, bronquite e ocasionalmente pneumonia7,8,9.Os vírus A e B da influenza, causam epidemias sazonais a nível mundial de doenças respiratórias em adultos e lactentes com um espectro de doença variando de sintomas ligeiros das vias aéreas respiratórias superiores até pneumonia grave10,11. A pneumonia aguda em idosos ou pacientes imunocomprometidos pode ser potencialmente fatal associados a infecções microbianas secundárias. As infecções do adenovírus estão associadas com as doenças ocular, entérica e, respiratória12. Os adenovírus são registrados como responsáveis por 5% da insuficiência respiratória aguda nas crianças, com idade inferior a 4 anos e são uma causa comum de faringite em crianças peque.O diagnóstico rápido das infecções respiratórias virais é uma ajuda importante no tratamento de pacientes, na prevenção e controle de surtos e ao influenciar a utilização de terapia antiviral, particularmente para infecções virais por Influenza A e R3,14,15,16.Os métodos utilizados para o diagnóstico das infecções agudas por vírus incluem o teste directo das amostras tais como os aspirados nasofaríngeos por imunofluorescência e/ou imunoensaio enzimáticos para a detecção das proteínas virais, isolamento e identificação do vírus nas monocamadas da cultura celular ou detecção de imunorespostas pelas técnicas sorológicas. Os testes de imunofluorescência tais como IMAGEN Respiratory Syncytial Virus e IMAGEN Influenza A e B vírus são agora amplamente utilizados para a detecção direta das proteínas do vírus respiratório nas preparações das células dos aspirados nasofaríngeos ou das monocamadas da cultura celular17,18 Os testes de imunofluorescência que utilizam anticorpos monoclonais específicos, são rápidos e permitem controlar a qualidade da amostra2,17. A centrifugação aumenta os sistemas da cultura (duração) acelera o isolamento dos vírus da respiração na cultura celular e quando usados em conjunto com os testes de imunofluorescência permitem o diagnóstico rápido da infecção respiratória pela cultura celular19.Em qualquer população uma variedade de vírus respiratório podem circular causando s imultaneamente, causando infecções com sintomatologia clínica similar. A prevalência da amostra positiva para os vírus respiratórios varia de acordo com a demografia, estações do ano, o tipo de amostras testadas da população, e o momento em que as amostras são recolhidas durante o curso da infecção. O teste de selecção da imunofluorescência para os vírus respiratórios fornece um método económico e rápido para a detecção da infecção do vírus respiratório. Os vírus individuais podem então ser identificados e confirmados utilizando os anticorpos monoclonais marcados FITC não específicos. IMAGEN Respiratory Screen é um teste de imunofluorescência indirecto para a detecção de virus respiratórios incluindo o virus sincicial respiratório, virus influenza A e B, vírus da parainfluenza 1, 2 e 3 e adenovírus nas amostras clínicas e nas monocamadas da cultura celular. A presença de um vírus respiratório é indicada pelo resultado de selecção positiva. Qualquer vírus presente pode ser identificado pela imunofluorescência direta utilizando reagentes de anticorpos monoclonais conjugados FITC específicos para os vírus respiratórios individuais (consultar as Secções 6.1 e 11.4).3. PRINCÍPIO DO TESTE

O teste IMAGEN Respiratory Screen contém um acúmulo de anticorpos monoclonais cada um dos quais tem uma especificidade individual para os vírus sincicial respiratório, vírus da influenza A ou B, vírus da parainfluenza 1, 2 ou 3 ou adenovírus. O reagente de selecção do anticorpo acumulado é utilizado na técnica de coloração da imunofluorescência indirecta de duas etapas. O reagente de controle negativo é utilizado para monitorar a especificidade da coloração. As amostras são coloridas com o reagente de selecção e/ou o reagente de controle negativo por 15 minutos. O excesso de reagente, não ligado, é então removido lavando com solução salina tamponada de fosfato (PBS). As amostras são então coloridas com um conjugado FITC secundário por 15 minutos. O excesso de reagente, não ligado, é removido pela lavagem com PBS. As áreas coloridas são montadas e vistas usando a iluminação epifluorescente. Um resultado positivo é indicado

IMAGEN Respiratory Screen

K612011-2 ........................................ 100 PT

Key Code TSMX7852A www.oxoid.com/ifu

Europe +800 135 79 135 US 1 855 2360 190 CA 1 855 805 8539 ROW +31 20 794 7071

pela presença da fluorescência intracelular verde, característica, dentro das células infectadas que contrastam com a coloração de fundo vermelha das células não infectadas. O vírus respiratório presente pode ser especificamente identificado utilizando os reagentes IMAGEN individuais (consultar a Secção 11.4).ReconhecimentosOs anticorpos monoclonais utilizados neste teste foram originados em:O Departamento de Vírus Entérico e Respiratório, Serviço de Saúde Pública, Centros para Controles de Doença, Atlanta, Geórgia, EUAO Instituto para Pesquisa sobre Doenças Animais, Comptom, Berkshire, GB O Departamento de Vírus Entérico e Respiratório, Serviço de Saúde Pública, Centros para Controles de Doença, Atlanta, Geórgia, EUADvisão de Reagentes Microbiológicos e Controle de Qualidade, Laboratório de Saúde Pública Central, Colindale, Londres, GBFundação de Pesquisa de Washington, Washington, EUAEmbora alguns dos anticorpos utilizados no dispositivo de teste originaram-se nos Centros para Controle de Doenças (CDC), não deve ser interpretado que o teste é de qualquer forma endossado pelo CDC ou o Departamento de Saúde e Servicos Humanos dos EUA

4. DEFINIÇÕES

Os símbolos que se seguem foram utilizados em todas as informações sobre o produto.

5. REAGENTES FORNECIDOS

100 – Cada kit contém materiais suficientes para testar 100 amostras diretas ou preparações de cultura celular. O prazo de validade do kit é conforme indicado no rótulo exterior da embalagem.5.1. IMAGEN RESPIRATORY SCREEN REAGENT

Instruções de utilização.

5 x 14 poço, lamelas de combinação de controle negativo e positivo. Cada lamela consiste de 7 poços com células fixas na acetona infectadas com o vírus sincicial respiratório (cepa de amostra clínica), vírus da influenza A (cepa CDC V7-002) ou B (cepa CDC V4-004), vírus da parainfluenza 1, 2 or 3 (cepas CDC V6-004, CDC V7-003 e CDC V5- 003 respectivamente) e adenovírus (cepa CDC V5-002), um poço específico para cada vírus) e 7 poços com células não infectadas, fixadas em acetona (poços de controle negativo).

Um frasco de cada um dos seguintes a menos que seja indicado o contrário:

3 x 3m L d e l í q u i d o d e m o n t a g e m . O fluído de montagem contém inibidor de fotobranqueamento numa solução de glicerol (pH 10,0).4,4mL de reagente de selecção. O reagente consiste de um acúmulo de ant icorpos monoclonais de rato purificados específicos para o vírus sincicial respiratório, vírus da influenza A e B, vírus da parainfluenza 1, 2 e 3 e adenovírus. O reagente é preparado na solução de tampão estabilizada contendo 15mmol/L de azida sódica como conservante.Os anticorpos monoclonais utilizados no reagente de selecção IMAGEN Respiratory Screen apresentaram reacção com os epitopos conservados das proteínas virais presentes nos vírus respectivos conforme descritos abaixo:

Virus E s p e c i f i c i d a d e d e a n t i c o r p o monoclonal

Vírus sincicial respiratório Proteína de fusão e nucleoproteínaVírus Influenza A Proteína de fusão e nucleoproteínaVírus Influenza B P r o t e í n a d e h e m a g l u t i n i n a e

nucleoproteínaVírus da parainfluenza 1 Proteína de fusãoVírus da parainfluenza 2 Proteína da hemaglutininaVírus da parainfluenza 3 Proteína da hemaglutininaAdenovírus Proteína hexon**Este anticorpo monoclonal detectou todas as cepas de adenovírus normalmente associado com a infecção do trato respiratório. As cepas testadas incluíram o adenovírus 1 - 41.

2.6mL de reagente de controle negativo. O reagente consiste de anticorpos monoclonais de rato acumulados sem actividade antiviral. O reagente é preparado na solução de tampão estabilizada contendo 15mmol/L de azida sódica como conservante.2 x 3,5mL de anticorpo conjugado FITC anti-ratinho. O reagente consiste de um fragmento F(ab’)2 conjugado FITC de imunoglobulinas de coelho anti-ratinho, diluída em solução salina tamponada de fosfato com proteínas estabi l izantes, corante azul Evans como contraste e 15mmol/L de azida sódica como um conservante.

5.2. PREPARAÇÃO, ARMAZENAGEM E RE-UTILIZAÇÃO DOS COMPONENTES DO KIT

Para assegurar o desempenho ideal do kit, é importante que todos os componentes não utilizados do kit sejam armazenados de acordo com suas instruções.5.3. LAMELAS DE CONTROLE POSITIVO - As lamelas são fornecidas individualmente em saquetas de folha de alumínios, vedadas, com nitrogénio. Armazenar as lamelas não utilizadas a 2-8°C. A lamela deve ser deixada na saqueta durante 5 minutos em temperatura ambiente (15-30°C) antes de ser aberta.

Colorir a lamela imediatamente após a abertura.5.4. LÍQUIDO DE MONTAGEM - Pronto para utilizar. Armazenar o líquido de montagem não utilizado no escuro a 2-8°C. O líquido de montagem deve ser deixado à temperatura ambiente (15-30°C) durante 5 minutos antes de ser utilizado.5.5. REAGENTE DE SELECÇÃO - Pronto para utilizar. Armazenar os reagentes não utilizados no escuro a 2-8°C. O reagente deve ser mantido a temperatura ambiente (15-30°C) durante 5 minutos antes de ser utilizado.5.6. REAGENTE DE CONTROLE NEGATIVO - Pronto para utilizar. Armazenar o reagente de controle negativo, não utilizado, no escuro a 2-8°C. O reagente deve descansar a temperatura ambiente (15-30°C) durante 5 minutos antes de utilizar.5.7. R EAG E N T E CO N J U G A D O F I TC A N T I - R AT I N H O -

Pronto para utilizar. Armazenar o reagente conjugado FITC anti-ratinho não utilizado no escuro a 2-8°C. O reagente deve descansar a temperatura ambiente (15-30°C) durante 5 minutos antes de utilizar.6. R E A G E N T E S E E Q U I PA M E N T O S A D I C I O N A I S

NECESSÁRIOS6.1. REAGENTESAcetona fresca (para fixação).Solução salina com tampão de fosfato (PBS) pH 7,5 para lavagem de amostras coloridas e para a preparação de amostras. Reagentes IMAGEN para confirmarem os resultados positivos de selecção disponíveis na sua distribuidora ou filial Oxoid local:

IMAGEN Adenovirus Nº de código K610011-2

IMAGEN Respiratory Syncytial Virus (RSV) Nº de código K610211-2

IMAGEN Parainfluenza Virus Types 1,2,3 (Typing) Nº de código K610411-2

IMAGEN Influenza A e B Virus Nº de código K610511-2

6.2. ACESSÓRIOS E EQUIPAMENTOS Os seguintes produtos são indicados para uso em conjunto com o IMAGEN Respiratory Screen. Contacte a distribuidor local paraobter mais informações.Lamelas de microscópio de vidro revestido com nailon com poços de diâmetro de 6mm (100 lamelas por caixa) disponível na distribuidor local, (nº de código S611430-6).IMAGEN Respiratory Screen Positive and Negative Control Slides (nº de código S612130-2).7. EQUIPAMENTOÉ necessário o seguinte equipamento:Pipetas de precisão e pontas descartáveis para dispensar 20 e 25µLBanho de águaTampa com lamela para os poços de diâmetro de 6mm ou lamelas com 14 poçosÓleo de imersão não fluorescenteMicroscópio de epifluorescência com sistema de filtro para FITC (comprimento de onda de excitação máxima de 490nm, comprimento de onde de emissão médio de 520nm) e amplitude de x200 x500Incubador a 37°CCentrifugar a velocidade baixaPara amostras diretasExtractor do muco (apenas nas amostras nasofaríngeas).Para confirmação da culturaZaragatoas esterilizadas, meio de transporte viral (VTM) e recipiente adequado para a recolha, transporte e cultura do vírus sincicial respiratório, vírus influenza A e B, vírus da parainfluenza 1, 2 e 3 e adenovírus.Um teste de imunofluorescência para a detecção do RSV, vírus A e B da parainfluenza 1, 2 e 3 e adenovírus. 8. PRECAUÇÕES

- Para utilização em diagnóstico in vitro. Qualquer pessoa que faça um ensaio com este produto deve receber formação adequada e ter experiência em procedimentos de laboratórios.8.1. PRECAUÇÕES DE SEGURANÇA8.1.1 Os reagentes de IMAGEN Respiratory Screen contêm

8.1.2

8.1.3

8.1.4

8.1.5

8.1.6 8.1.7

8.1.8

8.1.9

<0.1% de azida sódica, que é considerada venenosa. A azida sódica pode reagir com os sistemas de canalização de cobre e chumbo ao formar azidas metálicas explosivas, Eliminar sempre os materiais que contêm azida lavando com grandes quantidades de águaOs vírus antígenos na lamela de controle demonstraram não serem infecciosos em cultura celular, contudo, as lamelas devem ser manipuladas e eliminadas como potencialmente infecciosa. Corante azul de Evans está presente no Reagente. Embora esteja presente abaixo da concentração para o produto ser classificado como carcinogênico, o contato com a pele deve ser evitado.É necessár io ter cuidado ao usar o l íquido de montagem uma vez que pode causar irritação na pele. A pele deve ser lavada com água se ocorrer contato.Não comer, beber, fumar, armazenar, preparar alimentos ou aplicar cosméticos dentro da área de trabalho designada.Não utilizar a boca para pipetar os materiais.Utilizar luvas descartáveis ao manipular as amostras clínicas e lave sempre as mãos após a manipulação de materiais potencialmente infecciosos.Eliminar todas as amostras e reagentes clínicos de acordo com a legislação local. As folhas de dados de segurança estão disponíveis, mediante pedido, para os utilizadores profissionais.

8.2. PRECAUÇÕES TÉCNICAS8.2.1 Os componentes não devem ser usados após a data de

validade impressa nos rótulos. Não misturar ou trocar os lotes/conjuntos de reagentes diferentes.

8.2.2 Os reagentes são fornecidos a concentrações adequadas fixas. O desempenho do teste será afectado negativamente se os reagentes forem alterados ou conservados sob condições que não as detalhadas na Secção 5.

8.2.3 Preparar a solução salina com tampão de fosfato recente (PBS) conforme necessário no dia de utilização.

8.2.4 É necessário lavar no PBS. A utilização de outras soluções de lavagem tais como água corrente ou destilada vão afectar os resultados dos testes.

8.2.5 Evitar a contaminação de reagentes.8.2.6 Os reagentes não devem ser congelados.9. RECOLHA E PREPARAÇÃO DAS AMOSTRASA recolha e preparação das amostras são de importância fundamental no diagnóstico do vírus da infecção respiratória, por imunofluorescência direta e métodos de cultura celular. As amostras devem ser recolhidas do local da infecção durante o

período de pico da propagação viral para que possa conter tanto material infectado quanto for possível e preparado de tal forma para preservar as células intactas livres de muco aderente, etc, para a microscopia direta das amostras ou a viabilidade de vírus nas amostras a serem cultivadas. 9.1. ASPIRADOS/SECREÇÕES NASOFARÍNGEAS RecolhaAs amostras recolhidas da região nasofaríngea no extractor de muco através de um tubo de alimentação de tamanho 8. O extractor de muco e a tubagem devem ser mantidas a 2-8°C e enviadas para o laboratório logo que for possível para o processamento. As técnicas de separação celular são necessárias para a coloração direta da imunofluorescência. As amostras ou material sobrenadantes das técnicas de separação celular podem ser utilizadas para a inoculação da cultura do vírus. Separação celularSe necessário adicionar 2mL de PBS para a amostra antes da centrifugação para reduzir a viscosidade e diluir o muco. Centrifugar o extractor de muco, a temperatura ambiente (15-30°C) durante 10 minutos a 380g. Remover o sobrenadante que pode ser usado para a cultura celular. Resuspender o depósito celular em 2mL PBS e pipetar suavemente as células para cima e para baixo com uma pipeta de abertura larga, ou vórtice suavemente, até que o muco seja rompido e o material celular seja liberado. Evitar a pipetagem/mistura vigorosa para evitar danificar as células. Quando uma suspensão suave for obtida adicione mais PBS conforme necessário, pipetando ou misturando depois da adição do PBS extra para lavar mais ainda as células. Remover e eliminar quaisquer partículas do muco restante nesta etapa. O excesso de muco deve ser removido uma vez que impede a penetração adequada do reagente e pode resultar em fluorescência não específica.Se todas as secreções permanecerem no tubo de alimentação e nenhuma atingir o extractor de muco, lave todas as secreções fora do tubo no PBS. Isto é melhor obtido inserindo uma pipeta Pasteur na extremidade do tubo anexado no extractor do muco. Aspirar o fluido apropriado no tubo e expeli-lo repetidamente até que as secreções aderidas na parede do tubo sejam retiradas. Pipetar as suspensões para cima e para baixo até que

o muco seja adequadamente quebrado. Preparação de lamelasDepois de terminar o processo de separação celular, centrifugar a suspensão celular resultante a temperatura ambiente (15-30°C) durante 10 minutos a 380g e eliminar o sobrenadante. Ressuspender o depósito celular em PBS para diluir qualquer muco restante enquanto ao mesmo tempo mantém uma densidade celular alta. Colocar 25µL de depósito celular ressuspenso nas áreas de poço na lamela.NOTA: É importante que os poços duplicados sejam preparados para cada amostra testada utilizando o IMAGEN Respiratory Screen, um poço para o reagente de selecção e um poço para o reagente de controle negativo (consultar a Secção 10.8).P e r m i t i r q u e a a m o s t r a s e q u e t o t a l m e n t e a t e m p e r a t u r a a m b i e n t e ( 1 5 - 3 0 ° C ) e s e j a f i x a d a n a a c e t o n a a t e m p e r a t u r a a m b i e n t e (15-30°C) durante 10 minutos. Se as amostras não forem coloridas imediatamente, armazenada a 4°C da noite para o dia a – 20°C por períodos mais longos.NOTA: Para teste de acompanhamento para uma identificação específica do vírus, é necessária uma lamela adicional com aproximadamente 8 poços por amostras (consultar a Secção 11.4).9.2. INOCULAÇÃO DAS CULTURAS CELULARESInoculação das culturas celularesAs amostras recolhidas para o diagnóstico das infecções do vírus sincicial respiratório, vírus da influenza A e B, vírus da parainfluenza 1, 2 ou 3 e adenovírus devem ser inoculados nas linhas celulares rotineiramente utilizadas no laboratório de acordo com os métodos estabelecidos pelo laboratório. As culturas celulares devem ser examinadas regularmente para observar o aparecimento do efeito citopático (CPE) e testes de hemadsorção feitos em intervalos regulares. Quaisquer culturas positivas de hemadsorção ou culturas celulares mostrando CPE, podem ser cultivadas e testadas para a presença do RSV, vírus da influenza A e B, vírus da parainfluenza 1, 2 ou 3 e adenovírus.Preparação de lamelasRaspar a folha celular no meio da cultura líquida utilizando uma pipeta esterilizada. Depositar as células pela centrifugação a 200g por 10 minutos em temperatura ambiente (15-30°C) e remover o sobrenadante.Lavar todas as células ressuspendendo o depósito celular em PBS e repetir a centrifugação. Remover o sobrenadante e resuspender o depósito celular num volume pequeno (250µL por tubo de cultura) de PBS fresco para manter uma alta densidade celular.Colocar 25µL de alíquotas de suspensão celular no número apropriado de poços individuais nas lamelas de microscopia revestidas de náilon. Permitir que a amostra seque totalmente a temperatura ambiente (15-30°C) e seja fixada na acetona em temperatura ambiente (15-30°C) por 10 minutos. Se as amostras não forem coloridas imediatamente, armazenada a 4°C da noite para o dia a -20°C por períodos mais longos.NOTA: É importante que os poços duplicados sejam preparados para cada amostra testada utilizando o IMAGEN Respiratory Screen, um poço para o reagente de selecção e um poço para o reagente de controle negativo (consultar a Secção 10.8).NOTA: Para teste de follow-up para uma identificação específica do vírus, uma lamela adicional com aproximadamente 8 poços por amostras é necessária (consultar a Secção 11.4).10. PROCEDIMENTO DE TESTECONSULTAR A SECÇÃO 8.2 PRECAUÇÕES TÉCNICAS ANTES DE FAZER O PROCEDIMENTO DE TESTE. 10.1. ADIÇÃO DE REAGENTES DE SELECÇÃO E DE CONTROLE

NEGATIVOSão necessários para cada amostra dois poços de preparação celular fixa. Para um poço de lamela de teste adicionar 25µL de reagente de selecção e para o outro poço adicionar 25µL de reagente de controle negativo. Para as lamelas de controle adicionar 20µL de reagente de selecção para cada poço. Assegurar que o reagente cobre a área inteira do poço.10.2. PRIMEIRA INCUBAÇÃOIncubar as lamelas com reagentes numa humidade por 15 minutos a 37°C. Não permitir que o reagente seque na amostra dado que aparência de coloração não específica.

10.3. LAVAR AS LAMELASEnxagúe cuidadosamente com PBS utilizando um frasco com esguicho. Não aponte o PBS diretamente para os poços. Incline a lâmina para baixo e deixe o PBS escorrer pela lâmina, por cima dos poços, e sair pela extremidade inferior da lâmina. Com cuidado, lave a lâmina num banho de agitação com PBS durante 5 minutos. Escorra o PBS e deixe a lâmina secar à temperatura ambiente (15-30 °C).

10.4. ADIÇÃO DE CONJUGADO FITC ANTI-RATINHOAdicionar 25µL de reagente FITC para cada poço de amostra e adicionar 20µL de reagente de FITC para cada poço da lamela de controle. Assegurar que o reagente cobre a área inteira do

Número de catálogo

Dispositivo médico para diagnóstico in vitro

Consulte as instruções para utilização

Limites de temperatura

Conteúdo suficiente para "n" ensaios

Código do lote

Prazo de validade

Fabricante

N

poço. É recomendado que 25µL de reagente seja utilizado para cobrir uma área de poço de diâmetro de 6mm. Uma redução neste volume pode levar a dificuldades ao cobrir a área de amostra que podem reduzir a sensibilidade do teste. Ao utilizar as lamelas de controle que têm poços com um diâmetro de menos do que 6mm é recomendado que 20µL de reagente seja utilizado.10.5. SEGUNDA INCUBAÇÃOIncubar as lamelas com reagentes numa humidade por 15 minutos a 37°C. Não permitir que o reagente seque na amostra dado que aparência de coloração não específica. 10.6. LAVAR AS LAMELASEnxagúe cuidadosamente com PBS utilizando um frasco com esguicho. Não aponte o PBS diretamente para os poços. Incline a lâmina para baixo e deixe o PBS escorrer pela lâmina, por cima dos poços, e sair pela extremidade inferior da lâmina. Com cuidado, lave a lâmina num banho de agitação com PBS durante 5 minutos. Escorra o PBS e deixe a lâmina secar à temperatura ambiente (15-30 °C).10.7. ADIÇÃO DE LÍQUIDO DE MONTAGEMAdicionar uma gota do líquido de montagem no centro de cada poço e colocar uma tampa sobre o líquido e amostra assegurando que nenhuma bolha de ar fique presa.10.8. LER A LAMELAExaminar as áreas do poço inteiras com a amostra colorida utilizando microscopia epifluorescência. Fluorescência, conforme descrito na secção 11, deve ser visível a uma amplitude de x200 x500. (Para obter melhores resultados, as lamelas devem ser examinadas imediatamente após a coloração, mas pode ser armazenada a 2-8°C, no escuro por até 24 horas).Se obtiver um resultado de selecção positivo (consultar a Secção 119.2) a identificação específica do vírus presente pode ser realizada na preparação da lamela com poços adicionais (consultar a Secção 119) utilizando os reagentes de imunofluorescência direta individuais IMAGEN listados na Secção 6.1.11. INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS DO TESTE11.1. CONTROLES11.1.1 Controlar os poços positivos da lamelaQuando colorido e visualizador conforme descrito na Secção 10, a lamela de controle positivo mostra as células com a fluorescência verde citoplasmática e/ou nuclear intracelular contrastando contra um fundo de material contracolorido vermelho. Lamelas de controle positivo devem ser usadas para verificar que o procedimento de coloração seja feito satisfatoriamente.11.1.2 Controlar os poços positivos da lamelaQuando colorido e verificado conforme descritos na Secção 10, os poços negativos na lamela de controle devem mostrar as células sem nenhuma fluorescência verde intracelular. Apenas um contraste vermelho de fundo deve ser visível. 11.2. AMOSTRAS CLÍNICAS11.2.1 Aparência das células infectadas com o vírus da

parainfluenzaAs células infectadas coloridas demonstrarão a fluorescência nuclear e/ou citoplásmica verde. As células não infectadas ficam vermelhas com a contracoloração azul de Evans. 11.2.2 InterpretaçãoUm diagnóstico positivo é feito quando uma ou mais células na amostra colorida e fixa mostram o padrão típico de fluorescência descritos na secção 11.2.1.Um resultado negativo é indicado quando as amostras coloridas fixas não exibem a fluorescência com o reagente de selecção.Para amostras do aspirado nasofaringeal coloridas directamente, recomenda-se que pelo menos 20 células epiteliais respiratórias não infectadas devem ser observadas antes que um resultado negativo seja apresentado. Consultar a secção 11.2.3 se células insuficientes forem apresentadas. 11.2.3 Células insuficientesSe as células insuficientes forem apresentadas na lamela, o restante da amostra clínica deve ser centrifugador a 380g por 10 minutos em temperatura ambiente (15-30°C). Ressuspender num volume menos (approximamente 50µL) do PBS antes de redistribuir (25µL) nas áreas do poço. Alternativamente, deve ser solicitada uma amostra clínica repetida.11.2.4 Controle de qualidadeUma lamela de controle negativo e positive deve ser colorida e examinada em cada ocasião que os reagentes IMAGEN Respiratory Screen forem utilizados.As lamelas de controle com o kit servem como um controle adequado para determinar a realização correcta da técnica de coloração e reactividade do reagente com o RSV, vírus da influenza A e B, vírus da parainfluenza 1, 2 ou 3 e adenovírus nas células infectadas.11.2.5 Relatar os resultadosAs seguintes directrizes são recomendadas para registrar os resultados:Resultado positive conforme definido no 11.2.2:Positivo presumivelmente para um ou mais RSV, vírus da influenza A e B, vírus da parainfluenza 1, 2 ou 3 e adenovírus. Isolamento da cultura e identificação específica a seguir. Para a identificação específica, consultar a Secção 11.4Resultado negativo conforme definido no 11.2.2:Negativo presumivelmente para um ou mais RSV, vírus da influenza A e B , vírus da parainfluenza 1, 2 ou 3 e adenovírus. Confirmação da cultura a seguir11.3. CONFIRMAÇÃO DA CULTURA CELULAR11.3.1 Aparência das células infectadas com o vírus da

parainfluenzaAs células infectadas demonstrarão a fluorescência verde citoplasmática e/ou nuclear, intracelular e devem ser gravadas como positivas para a parainfluenza. As células não infectadas ficam vermelhas com a contracoloração azul de Evans.11.3.2 Interpretação dos resultadosO diagnóstico positivo A é feito quando aproximadamente uma célula colorida e fixa mostra o padrão de fluorescência descrito na Secção 11.3.1 após a coloração. Um resultado negativo é indicado quando as amostras coloridas fixas não exibem a fluorescência com o reagente de selecção.Pelo menos 50 células não infectadas da cultura celular sendo testada devem ser observadas em cada lamela bem antes que um resultado negativo seja registado. Consultar a Secção 11.2.3. se células insuficientes forem apresentadas. 11.3.3 Relatar os resultadosAs seguintes directrizes são recomendadas para registrar os resultados:Resultado positive conforme definido em 11.2.2:Positivo presumivelmente para um ou mais RSV, vírus da influenza A e B, vírus da parainfluenza 1, 2 ou 3 e adenovírus. Identificação específica a seguir. Para a identificação específica, consultar a Secção 11.4Negativo conforme definido no 11.3.2:

Negativo presumivelmente para um ou mais RSV, vírus da influenza A e B , vírus da parainfluenza 1, 2 ou 3 e adenovírus11.3.4 Células insuficienteSe as células insuficientes forem apresentadas na lamela, o restante da amostra clínica deve ser centrifugador a 200g por 10 minutos em temperatura ambiente (15-30°C). Ressuspender num volume menos (approximamente 50µL) do PBS antes de redistribuir (25µL) nas áreas do poço.Alternativamente, a amostra repetida deve ser re-inoculada para as monocamadas celulares recentes e repetir a cultura de vírus. 11.4. INDENTIFICAÇÃO ESPECÍFICA DO VÍRUS RESPIRATÓRIOA identificação específica do vírus respiratório presente pode ser feita confirmando os resultados positivos utilizando IMAGEN imunofluorescência direta (consultar a Secção 6.1, para a preparação de lamelas consultar a Secção 9).12. LIMITES DO DESEMPENHO12.1. Usar apenas o líquido de montagem fornecido.12.2. Embora os anticorpos monoclonais utilizados neste teste

foram levadas as estirpes de protótipo e seleccionadas na sua reactividade para um epítopo conservado, talvez não seja necessário detector as estirpes de vírus que passaram por uma variação antigénica na estructura do epítopo alvo ou novas estirpes de vírus.

12.3. Os reagentes de selecção e controle negativo podem não especificamente colorir as estirpes Staphylococcus aureus com a proteína A. Isto é devido a interacção não imune da proteína A com a região Fc dos anticorpos monoclonais, uma observação registada para outros 20 testes de fluorescência policlonais e monoclonais.

12.4. A aparência visual da imagem da fluorescência obtida pode variar devido ao tipo de microscopia e fonte de luz utilizada.

12.5. É recomendado que 25µL de reagente seja utilizado para cobrir uma área de poço de diâmetro de 6mm. Uma redução neste volume pode levar a dificuldades ao cobrir a área de amostra que podem reduzir a sensibilidade do teste.

12.6. Os reagentes são fornecidos a concentrações adequadas fixas. A realização do teste será afetada se os reagentes são alterados de qualquer forma ou não armazenados sob as condições recomendadas conforme definidos na secção 5.

12.7. IMAGEN Respiratory Screen não pode ser utilizado especificamente para identificar os vírus respiratórios. Para as amostras positivas de identificação específica é necessário fazer outros testes utilizando os reagentes IMAGEN de imunofluorescência direta individual (consultar a Secção 6).

12.8. Flha ao detector um vírus por teste directo ou por confirmação da cultura celular pode um resultado de factores tais como recolha de amostras num período inapropriado de doença, amostra inadequada e/ou processamento, falha da cultura celular, etc. Um resultado negativo não exclui a possibilidade de uma infecção viral.

12.9. Os resultados dos testes devem ser interpretados em conjunto com as informações disponíveis dos estudos epidemiológicos, avaliações clínicas do paciente e outros procedimentos de diagnósticos.

12.10. Inerente ao fabrico da lâmina de controle, pode ocorrer ocasionalmente uma mistura de materiais (por ex., algumas células positivas no poço negativo). A lâmina poderá continuar a ser utilizada como um método de controle adequado para determinar o correto desempenho da técnica de coloração e a reatividade do reagente relativamente aos vírus RSV, influenza A e B, parainfluenza 1, 2 ou 3 e adenovírus nas células infetadas.

13. VALORES PREVISTOSA taxa de detecção dos vírus respiratórios é influenciada pelos factores sazonais bem como factores demográficos, tais como superpopulação, condições sócio-económicas e nutricionais. Além disso, os factores de qualidade da amostra incluem o tipo de amostras testadas, o período de recolha de amostra durante o curso da infecção, o processamento e armazenagem das amostras, incluindo os procedimentos para a preparação de esfregaços, pode influenciar o sucesso teste de diagnóstico pelas técnicas de detecção.Geralmente, os vírus respiratórios ocorrem a nível mundial e podem causar a infecção esporádica, surtos pequenos, epidémicos ou pandémicos ocasionais com o surgimento de novas variantes de vírus. Apesar das ocorrências sazonais da infecção do vírus respiratório é possível que durante o curso dos vírus da estação tais como o vírus da parainfluenza 1 e 2 e da influenza B não podem ser isolados ou detectados devido a baixas taxas de prevalência.O vírus sincicial respiratório é sazonalmente associado com os surtos significativos da infecção do trato respiratório. Os lactentes nos primeiros seis meses de vida e todos os grupos imunocomprometidos são os mais afectados. Aproximadamente 50% de todos os lactentes experimentam a infecção RSV no primeiro ano de vida21. RSV podem contabilizar em 20% de todas as infecções do trato respiratório durante a estação respiratória21. O vírus da influenza A e B podem causar surtos de infecção. As taxas de infecção da influenza A são mais influenciadas pela condição de imunidade de uma população associada com as estirpes em circulação. Quando uma proporção alta de imunidade é atingida a influenza pode contabilizar 15% das infecções do trato respiratório, mas com o surgimento de novas cepas, onde existe pouca ou nenhuma imunidade autóctone, a influenza pode ser responsável mais do que 50% de todas as infecções do tracto22.Com a influenza B as taxas de ataque mais elevadas são normalmente registadas entre crianças de idade escolar23.Os adenovírus podem ser responsáveis por 5% da infecção respiratória aguda em crianças abaixo de 4 anos e 10% de toda a infecção respiratória em crianças hospitalizadas12. Os adenovírus responsáveis por epidémicas menores localizadas de doença respiratória aguda em jovens especialmente estes vivendo em condições confinadas.As infecções do vírus da parainfluenza alcançam até 20% da infeccão do trato respiratório em crianças de 2-4 anos de idade que podem sofrer sintomas severos de laringotraqueobronquite (laringite)24. Os surtos de infecção, especialmente com o vírus da parainfluenza 3, pode ocorrer em crianças mais velhas e em adultos. Mais de 90% dos lactentes ficam infectados com o vírus da parainfluenza cedo na vida e as re-infecções sintomáticas são comuns. 8 Os surtos de infecções devidas ao vírus da parainfluenza 3 podem ocorrer durante os meses da Primavera e Verão. A detecção direta dos vírus respiratórios nas células epiteliais respiratórias fornece as informações de diagnósticos relevantes quando a viabilidade do vírus ou a ausência das facilidades da cultura do vírus são limitadas ao diagnóstico bem sucedido.

Durante o inverno de 1994-95 as seguintes taxas de prevalência foram registadas pelos labarotórios de três hospitais realizando a avaliação clínica.No Children’s Hospital no estado de Nova York, EUA, RSV foi identificado pela imunofluorescência direta em 43,6% (478/1096) das amostras respiratórias, o vírus da influenza A foi identificado pela imunofluorescência direta e o isolamento da cultura celular em 3,1% (34/1096) das amostras respiratórias e influenza B foi identificada pela imunofluorescência direta e isolamento da cultura celular em 1,1% (12/1096) das amostras respiratórias. O adenovírus foi identificado pelo isolamento da cultura celular em 4,4% (39/883) das amostras respiratórias e um vírus da parainfluenza foi identificado pelo isolamento da cultura celular em 2,9% (26/883) das amostras respiratórias (incluindo 2 amostras contendo o vírus da parainfluenza 1, 3 contendo o vírus da parainfluenza 2 e 21 contendo o vírus da parainfluenza 3).Num hospital do Nordeste da Grã Bretanha com uma população variada, RSV foi identificado pela imunofluorescência direta da amostra em 49,68% (467/940) das amostras respiratórias. O vírus da influenza do B foi identificado pela imunofluorescência direta da amostra ou isolamento da cultura celular em 1,7% (16/940) das amostras respiratórias. O adenovírus foi identificado pela imunofluorescência direta da amostra ou isolamento da cultura celular em 1,17% (11/940) das amostras respiratórias. O vírus da parainfluenza do 1 foi identificado pela imunofluorescência direta da amostra ou isolamento da cultura celular em 0,1% (1/940) das amostras respiratórias. No hospital do Sudoeste da Grã-Bretanha com uma população variada, RSV foi identificado pela imunofluorescência direta da amostra em 10,6% (195/1840) das amostras respiratórias. O vírus da influenza do B foi identificado pela imunofluorescência direta da amostra ou isolamento da cultura celular em 3,04% (56/1840) das amostras respiratórias. O adenovírus foi identificado pelo isolamento da cultura celular em 1,2% (22/1840) das amostras respiratórias e o vírus da parainfluenza foi identificado pela imunofluorescência direta da amostra ou isolamento da cultura celular em 1,14% (21/1840) das amostras respiratórias. Além dos vírus acima, os seguintes vírus foram isolados das amostras respiratórias: picornavírus 1% (18/1840), citomegalovírus 0,38% (7/1840), rinovírus 1,7% (32/1840) vírus Herpes simplex tipo 1 1,03% (19/1840) e vírus Herpes simplex tipo 2 0,5% (1/1840).14. CARACTERÍSTICAS ESPECÍFICAS DE DESEMPENHO

14.1. ESTUDOS CLÍNICOSIMAGEN Respiratory Screen foi avaliado para a utlização direta em dois centros de testes clínicos na Grã-Bretanha no nordeste do país e o outro no sudoeste e um centro de teste no estado de Nova Iorque, EUA. O teste foi feito nas amostras respiratórias recolhidas de crianças e adultos hospitalizados com os sintomas de infecção respiratória. O teste foi também avaliado para a detecção do antígeno do vírus nas culturas celulares inoculadas com as amostras respiratórias. As amostras clínicas foram recolhidas durante o Inverno de 1994 - Primavera 1996 e os centros de ensaio compararam o teste IMAGEN Respiratory Screen com os métodos padrão utilizados no teste comercial de imunofluorescência indirecta envolvendo um reagente de selecção e outros de tipificação individual. As amostras clínicas recentes e congeladas foram utilizadas para estas avaliações, além de serem testadas amostras congeladas armazenadas de 1993-94. Os centros de ensaio realizaram testes directos em 343 amostras clínicas e em 87 monocamadas da cultura celular para a confirmação da presença de vírus. Para as amostras diretas o IMAGEN Respiratory Screen foi avaliado contra um teste de selecção de imunofluorescência indirecta, disponível no comércio e a cultura do vírus. Para as culturas celulares o IMAGEN Respiratory Screen foi avaliado contra um teste de selecção de imunofluorescência indirecta, disponível comercialmente e a inibição da hemadsorção, neutralização viral ou teste de imunofluorescência direta. 14.2. DESEMPENHO CLÍNICO14.2.1 Amostras diretasUm total de 343 aspirados nasofaríngeos (NPAs) foram avaliados nos três centros de teste. As amostras incluíram:

144 amostras positivas para RSV11 amostras positivas para a influenza A

5 amostras positivas para a influenza B19 amostras positivas para o tipo de vírus da parainfluenza 1

4 amostras positivas para o tipo de vírus da parainfluenza 226 amostras positivas para o tipo de vírus da parainfluenza 3

8 amostras positivas para o Adenovírus141 amostras negativas

5 amostras com co-infecções:2 co-infecções de RSV e parainfluenza1 co-infecção de RSV e adenovírus1 co-infecção de adenovírus e influenza B1 co-infecção de adenovírus e parainfluenza

A tabela 14.2.1 mostra resultados de IMAGEN Respiratory Screen e um teste de selecção, comercial, de imunofluorescência indirecta, comparado com o isolamento viral em amostras respiratórias diretas. Obteve-se uma correlação de 94,1% (317/337) para o IMAGEN Respiratory Screen comparado ao método padrão. A sensibilidade do teste foi de 96,7% (205/212) comparado com isolamento viral.Tabela 14.2.1 Comparação da IMAGEN Respiratory Screen e um teste de selecção comercial de imunofluorescência indirecta com o isolamento viral das amostras respiratórias diretas


Teste comercial IIF

+ - + -

IIsolamento virala + 205 7c 207 5e

- 13b 112 15d 110

Sensibilidade relativa% 96,7 (205/212) 97,6 (207/212)

(95% intervalos de confiança) (94-99%) (95-100%)

Especificidade relativa% 89,6 (112/125) 88,0 (110/125)

95% intervalos de confiança (83-94%) (81-93%)

Correlação% 94,1 (317/337) 94,1 (317/337)


a

b

O isolamento viral foi efectuado em Hep-2, A549, r im de macaco rhesus pr imário, MK, HEL, RK13, ou G293 de l inha celulares e foi confirmado por imunofluorescência indirecta, específica, e tanto por inibição de hemadsorção, neutralização viral ou teste de imunofluorescência diretaTreze amostras também posit ivas por testes de amostras diretas, usanto tanto IMAGEN como testes de especificidade, comercialmente disponíveis (ver tabela 14.2.4) incluindo:

RSV 7Influenza A 3Parainfluenza 1 1

Adenovírus 2

c Duas amostras positivas para adenovírus; duas amostras positivas para Parainfluenza 2; três amostras positivas para Parainfluenza 3 (ver tabela 14.2.4).

d Quinze amostras, incluindo treze em pormenor, no radodapé, e duas outras amostras, positivas apenas por IIF comercial (ver tabela 14.2.4)

e Cinco amostras negativas por IIF comercial incluindo uma influenza A, duas amostras de vírus 2 de Parainfluenza, um vírus 3 de Parainfluenza e um adenovírus (ver tabela 14.2.4).

A tabela 14.2.2 mostra uma comparação de IMAGEN Respiratory Screen com um teste de selecção de imunofluorescência indirecta, comercial em amostra de aspirado nasofaríngeo em cada um dos centros de ensaio. No Centro 1 e 2 todas as amostras testadas (com excepção de 7 amostras no Centro 2) tinham sido armazenadas congeladas. No Centro 3, 121amostras foram testadas frescas dentro de 24 horas de recolha e 68 amostras foram testados após armazenamento congelado. Tabela 14.2.2 Comparação do IMAGEN Respiratory Screen e um teste de selecção de imunofluorescência indirecta (Bartels VRK) nas amostras respiratórias

Teste comercial IIF

+ -

C e n t r o d e t e s t e 1 ( s u d o e s t e G B ) n = 74


+ 49 0

- 0 25

C e n t r o d e t e s t e 2 ( N o r d e s t e G B ) n = 80


+ 46 0

- 4g 30

C e n t r o d e t e s t e 3 (Estado de Nova York, EUA) n = 189


+ 126 1f

- 1g 61

f

g

Uma amostra de cultura positiva para influenza A também foi especificada tanto no teste de amostra direta como cultura por reagente IMAGEN de Influenza AIncluindo uma amostra do Centro 2 e uma amostra do Centro 3, registadas como positiva apenas no teste de selecção comercial de IIF

A tabela 14.2.3 mostra um resumo de dados dos três centros de ensaios comparando IMAGEN Respiratory Screen com o teste de selecção, comercial, de imunofluorescência indirecta em amostras do aspirado nasofaríngeo. Tabela 14.2.3 Re s u m o d a c o m p a ra ç ã o d o I M A G E N Respiratory Screen e um teste de selecção, comercial, de imunofluorescência indirecta (Bartels VRK) nas amostras respiratórias

Teste comercial IIF

+ -

IMAGEN Respiratory Screen+ 221 1f

- 5g 116

Sensibilidade relativa 97,8% (221/226)

(95% intervalos de confiança) (95-99%)

Especificidade relativa 99,1% (116/117)

95% intervalos de confiança (95-100%)

Correlação% 98,3% (337/343)

95% intervalos de confiança (96-99%)

f

g

Uma amostra de cultura positiva para influenza A que foi sempre especificada tanto no teste de amostra direta e cultura por reagente de IMAGEN Influenza A Inclui uma amostra do Centro 2 e uma amostra do Centro 3 registado como positivo apenas no teste de selecção comercial IIF

Tabela 14.2.4 Resul tados deta lhados das amostras descritas nos rodapés para as tabelas 14.2.1 a 14.2.3

Referência de rodapé

Nº de amostra

Resultado da cultura

IMAGEN Screen culture

IMAGEN Typing culture

Teste de selecção

IIF IIF

Teste de tipificação IIF

B 1 Negativo Positivo Adenovírus Positivo Adenovírus

B 2 Negativo Positivo Adenovírus Positivo Negativo

B 3 Negativo Positivo Influenza A Positivo Influenza A

B 4 Negativo Positivo Influenza A Positivo Influenza A

B 5 Negativo ?Positivo Influenza A Positivo Influenza A

B 6 Negativo Positivo RSV Positivo RSV






B 12 Negativo Positivo RSV Equíivoco RSV

B 13 Negativo Positivo Parainfluenza 1 Positivo Parainfluenza 1

C e E 14 Parainfluenza 3 Negativo Negativo Negativo Negativo

C e E 15 Adenovírus 2 Negativo Não testado Negativo Não testado

C e E 16 Parainfluenza 2 Negativo N ã o diagnosticável

Negativo ?Parainfluenza 2

C e E 17 Parainfluenza 2 Negativo Negativo Negativo N ã o diagnosticável

C 18 Parainfluenza 3 Negativo ?Parainfluenza 3

Positivo ?Parainfluenza 3

C 19 Parainfluenza 3 Negativo Parainfluenza 3 Positivo Parainfluenza 3

C 20 Adenovírus 4 Negativo Negativo Positivo Adenovírus

D e G 21 Negativo Negativo ?Influenza A Positivo ?Influenza A

D e G 22 Negativo Negativo Negativo Positivo Negativo

E e F 23 Influenza A Positivo Influenza A Negativo Influenza A

14.2.2 Confirmação da culturaOs centros de ensaio testaram IMAGEN Respiratory Screen em isolados virais de amostras clíncas e cepas armazenadas de vírus. As amostras clínicas foram recolhidas, principalmente, durante o Inverno de 1994-1995 e os centros de ensaio comparados com o teste de IMAGEN Respiratory Screen com os métodos padrão. O isolamento do vírus foi realizado usando HEp-2, MRC-5 ou células RMK e isolados identificados e confirmados usando inibição de hamadsorpção, neutralização viral ou imunofluorescência direta. Testaram-se um total de 87 culturas que incluíram 7 culturas positivas para RSV, 10 positivas para influenza A, 15 positivas para Influenza B, 6 positivas para parainfluenza 1, 8 positivas para parainfluenza 2, 5 positivas para parainfluenza 3, 9 positivas para adenovírus e 27 culturas negativas.Tabela 14.2.5 Comparação do desempenho dos reagentes com referência do IMAGEN Parainfluenza. Comparação do IMAGEN Respiratory Screen e um teste IIF comercial e isolamento viral (Bartels VRK) para confirmação da cultura celular

Teste comercial IIF

Neutralização viral

+ - + -

Centro de ensaio 1 ( S u d o e s t e G B ) n = 32

I M A G E N Respiratory Screen

+ 17 1a 18 0

- 0 14 0 14

Centro de ensa io3 ( E s t a d o d e N o v a Iorque, EUA) n = 52


+ 39 0 39 0

- 0 13 0 13

O x o i d L t d n = 3


+ 3 0 3 0

- 0 0 0 0

a Amostras cujo RSV foi isolado e tipificados pela cultura Tabela 14.2.6 Re s u m o d a c o m p a ra ç ã o d o I M A G E N Respiratory Screen com isolamento viral e um teste comercial

(Bartels VRK) para confirmação da cultura celular

Teste comercial IIF Neutralização viral

+ - + -

IMAGEN Respiratory Screen Selecção

+ 59 1a 60 0

- 0 27 0 27

Sensibilidade relativa% 100(59/59) 100 (60/60)

(95% intervalos de confiança) (94-100%) (94-100%)

Especificidade relativa% 96,4(27/28) 100 (27/27)


Correlação% 98,9 (86/87) 100 (87/87)


a Amostras cujo RSV foi isolado e tipificados pela cultura14.3. REACTIVIDADE CRUZADAOs microrganismos enumerados na tabela 14.3.1 foram testados em IMAGEN Respiratory Screen e não mostraram reactividade cruzada Os estudos da reactividade cruzada foram feitos nas preparações de lamelas de culturas mães ou isolamentos recentes microbianos.Tabela 14.3.1 Microorganismos testados com IMAGEN Respiratory Screen e que se achou não serem reactivos

Micro-organismo Fonte

Acholeplasma laidlawii Depósito de cultura do caldo NCTC 101162

Bordetella pertussis1 Agar de chocolate3

Branhamella catarrhalis1 Agar de chocolate3

Candida albicans1 Meio fungal3

Chlamydia pneumoniae1 Preparação comercial4

Chlamydia psittaci1 Preparação comercial4

Chlamydia trachomatis A-K, LGV1-LGV31

Preparação comercial4

Vírus Coxsackie A9 Preparação comercial4

Vírus Coxsackie virus B1, B2, B3, B4, B5

Estirpe mãe5

Citomegalovírus Isolado clínico humano5

Ehovírus 9, 11, 19, 22 Isolado clínico humano5

Vírus Epstein-Barr Preparação comercial utilizada nos testes serológicos de rotina5

Vírus herpes simplex tipos 1 e 2 Preparação comercial5

Legionella pneumophila Serogrupo 1. Saco vitelino formalizado. ‘Preparação commercial utilizada nos testes serológicos de rotina4

Mycoplasma arginini Depósito de cultura do caldo NCTC 101292

Mycoplasma hominis Depósito de cultura do caldo NCTC 101112

Mycoplasma hyorhinus Depósito de cultura do caldo NCTC 101302

Mycoplasma orale Depósito de cultura do caldo NCTC 101122

Mycoplasma pneumoniae Depósito de cultura do caldo NCTC 101192

Mycoplasma salivarium Depósito de cultura do caldo NCTC 101132

Neisseria cinerea1 Agar sanguíneo3

Neisseria lactamica1 Agar sanguíneo3

Neisseria meningitidis A, B, C1 Agar sanguíneo3

Neisseria perflava1 Agar sanguíneo3

Polivírus tipos 1,2 e 3 Isolado clínico humano5

Pneumocystis carinii Preparação comercial utilizada nos testes serológicos de rotina4

Rinovirus Isolado clínico humano5

Streptococcus grupos A, B, C, D, F e G1

Agar columbia3

1 Dados adquiridos na Oxoid (Ely) Ltd.2 Esfregaços preparados de culturas de caldos de três

dias, centrifugados a 3000g, durante 30 minutos, lavados em PBS, ressuspensos em 100µL de PBS e 15µL de suspensão adicionada a poços de lamelas de microscópio.

3 Suspensões leitosas preparadas em PBS em meio de cultura, centrifugadas, lavadas, ressuspensas em 1mL de PBS e 20mL de suspensão adicionada aos poços de lamelas de microscópio.

4 Preparações comerciais de lamelas.5 Esfregaços preparados de culturas virais em tubos,

mostrando 50% CPE, lavadas, ressuspensas em 0,2mL PBS e 15µL de suspensão adicionada a poços de lamelas de microscópio.

1. REFERÊNCIAS Palumbo P.E. and Douglas Jr R.G. (1986) Respiratory Tract Infections in S. Spector and G.J. Lancz (ed). Clinical Virology Manual. Elsevier Science Publishing Inc, New York, p 263-282.

2. Ray C.G. and Minnich L.L. (1987) Efficiency of immunofluorescence for rapid detection of common respiratory viruses. J. Clin. Microbiol. 25: 355-357.

3. �Stansfield�S.K.�(1987)��Acute respiratory infections in the developing world: strategies for preventing treatment and control. Pediatric Infectious Disease 6: 622-629.

4. Gardner P.S., Turk D.C., Aherne W.A., Bird T.,Holdaway M.D., Court S.D.M. (1967) Deaths associated with respiratory tract infection in childhood. British Medical Journal 4: 316-320.

5. Mathur U., Bentley D.W., Hall C.B. (1980) Concurrent respiratory syncytial virus and influenza A infections in the institutionalised elderly and chronically ill. Ann Intern Med 1: 430-431.

6. Purkiss D. (1983) Parainfluenza infections in the elderly 1976-82. PHLS Communicable Disease Report 83/19: 3.

7. Zaroukian M.H., Leader I. (1988) Community-acquired pneumonia and infection with respiratory syncytial virus. American Journal Medical Science 295: 218-222.

8. Welliver R. (1982) Natural history of parainfluenza virus infection in childhood. Journal of Pediatrics 101: 180-187.

9. �Martin� A.J.,� Gardner� P.S.,� and� McQuillin� J.� (1978) Epidemiology of respiratory viral infection among paediatric inpatients over a six year period in North East England. The Lancet ii: 1035-1038.

10. �Potter�C.W.�(1990)��Influenza. In Principles and Practice for Clinical Virology (eds A.J. Zuckerman et al). John Wiley and Sons Ltd, Chichester, pp 213-238.

11. Murphy B.R. and Webster R.G. (1990) Orthomyxoviruses in Virology (eds B.N. Fields and D.M. Kripe) Raven Press, New York, pp 1091-11523.

12. Wadell G. (1990) Adenoviruses. In Principles and Practice of Clinical Virology (eds A.J. Zuckerman et al). John Wiley and Sons Ltd. Chapter 4 iv, pp 267-287.

13. Horwitz M.S. (1985) Adenoviral diseases: In Virology (eds B.N. Fields et al). Raven Press, New York, Chapter 24, pp 477-495.

14. Shaw M.W., Arden N.H. and Maassab H. (1992) New aspects of Influenza viruses. Clinical Microbiology Reviews 5: 74-92.

15. Galbraith A.W. (1980) Influenza – Recent developments in prophylaxis and treatment. British Medical Bulletin 41: 381-385.

16. Hall C.B., McBride J.T., Gala C.L., Hildreth S.W., Schnabel K.C. (1985) Ribavirin treatment of respiratory syncytial viral infection in infants with underlying cardiopulmonary disease. JAMA 254: 3047-3051.

17. Gardner P.S. and McQuillin J. (1980) Rapid virus diagnosis:Application of immunofluorescence (2nd Ed) Butterworth, London, pp 92-123.

18. Hughes J.H., Mann D.R. and Hamparian V.V. (1988) Detection of respiratory syncytial virus in clinical specimens by viral culture, direct and indirect immunofluorescence, and enzyme immunoassay. J. Clin. Microbiol. 26: 588-591.

19. Bartholoma N.Y. and Forbes B.A. (1989) Successful use of shell vial centrifugation and 16 to 18 hour immunofluorescent staining for the detection of Influenza A and B in clinical specimens. Am J Clin Pathol 92: 487-490.

20. Krech T., Gerhard-Fsadni D., Hofmann N., Miller S.M. (1985) In-terference of Staphylococcus aureus in the detection of Chlamydia

trachomatis by monoclonal antibodies. The Lancet, 1161-1162.21. Tyeryar F.J. (1983) Report of a workshop on Respiratory Syncytial

Virus and Parainfluenza Viruses Journal of Infectious Diseases 148: 588-598.`

22. Caul E.O. (1986) Personal communication (on file at Oxoid (Ely) Ltd).23. Chin D.Y., Mosley W.H., Poland J.D., Rush D., Belden E.A., Johnson

O. (1963) Epidemiologic Studies of Type B influenza in 1961-1962. American journal of Public Health 53: 1068-1074

24. McLean, D.M., Bannatyre, R.M. and Givan, K.F. (1967) Myxovirus dissemination by air. Canadian medical Association Journal 89: 1257-59

OXOID Limited, Wade Road, Basingstoke, Hampshire, RG24 8PW, UK

X7852A Revisado em março de 2017

Para obter assistência técnica, entre em contato com seu distribuidor local.

As Instruções de utilização (IFU) de substituição e respetivas versões em outros idiomas estão disponíveis em www.oxoid. com/IFU

Importado e Distribuído por:PHADIA DIAGNOSTICOS LTDARua Eugênio de Medeiros, 303 – 11° andarPinheiros – São PauloCNPJ: 04.930.429/0001-39IMAGEN RESPIRATORY SCREEN Uso exclusivo para Diagnóstico in vitroMS: 80254180255Farm. Resp: Elaine Briguenti Ferraz - CRF-SP 29.698SAC: 0800-551535

9.1. aspirados/secreÇÕes nasofarÍngeas 5.5. reagente … · 1. indicaÇÃo de utilizaÇÃo the...

Documents