1 josÉ aprÍgio nunes lima - ufpa€¦ · josÉ aprÍgio nunes lima importÂc ia epidemiologica da...
TRANSCRIPT
0
1
JOSÉ APRÍGIO NUNES LIMA
IMPORT�CIA EPIDEMIOLOGICA DA FAU�A FLEBOTOM�ICA (DIPTERA:
PSYCHODIDAE) DE UMA ÁREA FLORESTAL COM POTE�CIAL DE
TRA�SMISSÃO DE LEISHMA�IOSES EM A�A�I�DEUA, PARÁ, BRASIL
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Biologia de Agentes Infecciosos e Parasitários do Instituto de Ciências Biológicas da Universidade Federal do Pará, como requisito parcial para obtenção do grau de Mestre em Biologia de Agentes Infecciosos e Parasitários.
Orientadora: Profª Dra Edilene Oliveira da Silva Laboratório de Protozoologia, ICB-UFPA Co-orientador: Profº. Dr. Fernando Tobias Silveira Laboratório de Leishmanioses, IEC-SVS Banca Examinadora: Profª. Dra. Marinete Marins Póvoa Seção de Parasitologia, IEC-SVS
Profª. Dra. Edna Aoba Yassui Ishikawa Núcleo de Medicina Tropical, UFPA Profª. Dra. Ana de Nazaré Martins da Silva Núcleo de Medicina Tropical, UFPA Profª Dra. Ivoneide Maria da Silva (suplente) Laboratório de Parasitologia, ICB- UFPA
Belém, 03 de Maio de 2013
2
DEDICATÓRIA
A minha esposa Teodora Alves Lima, minhas filhas Hewelline, Emily, Suelen, Luciana e minha neta Luára que sempre me apoiaram em todos os sentidos.
Aos meus saudosos pais Osvaldo e Zuleima (in memorian)
3
AGRADECIME�TOS
À Deus, por todas as conquistas e vitórias de minha vida;
À minha orientadora Profª Drª Edilene Silva, por me orientar e não ter dúvida da
minha capacidade de vencer esta batalha;
Ao meu amigo co- orientador Prof. Dr. Fernando Silveira, que sempre me incentivou,
orientou e acreditou que eu seria capaz;
Aos meus amigos e amigas do insetário de flebotomíneos: Edna Leão, Fábio Silva,
Iorlando Barata, Luciene Santos, Roberto Brandão e Sueli Pinheiro por toda ajuda necessária
para a conclusão deste trabalho;
Aos amigos Thiago Vasconcelos e Davi Oliveira pela ajuda fundamental no desenho
do estudo e correção escrita;
À minha sobrinha Danille Lima pelo apoio com as observações da banca durante a
qualificação desta dissertação;
À minha irmã Neide Cecim pelo incentivo constante para a conclusão deste trabalho;
Ao bolsista de iniciação científica Patrick Botelho pelo apoio na formatação e
normatização da dissertação;
À direção e à administração do Instituto Evandro Chagas por todo apoio logístico e
financeiro prestado no decorrer deste trabalho;
Ao setor de transporte e a todos os motoristas do Instituto Evandro Chagas que sempre
estiveram dispostos a ajudar no que fosse necessário;
Aos meus amigos do laboratório de cultivo João Brandão e Nonato Pires pela ajuda
necessária no isolamento do material coletado;
Aos amigos do laboratório de infecção experimental Antônio Martins, Lucivaldo
Ferreira e Adevaldo Eleres pela ajuda necessária na inoculação do material em animais de
laboratório;
4
Aos amigos do serviço de esterilização Raimundo Machado e Raimundo Negrão pelo
suporte técnico com o material estéril necessário;
Aos saudosos amigos do Laboratório de Leishmanioses que nos deixaram no decorrer
dessa trajetóra: Adelson Souza (in memorian), Júlio Monteiro (in memorian) e Graça Silva (in
memorian).
Aos demais amigos do Laboratório de Leishmanioses: Domingas Everdosa, Palheta da
Luz, Marliane Campos, Zuíla Corrêa, Rosely de Jesus, Luciana Lima, Patrícia Ramos, De
Leon Freitas, Lia Silva por todo apoio e palavras de incentivo;
Aos amigos Joelma Lima e Adeílson Gaspar pelo apoio na higienização de nosso
laboratório;
À Daniela Soares pelas informações epidemiológicas da casuística da LTA no estado
do Pará;
À Alcione Pinheiro, Luiz Guimarães e Fabrício Dias do Laboratório de
Geoprocessamento pelo apoio nas imagens de satélite e pontuação das coordenadas
geográficas da área de estudo;
Aos amigos do Laboratório de Protozoologia do ICB/ UFPA: Amanda Hage, Ana
Paula Rodrigues, Bruno Martins, Chubert Sena, Caroline Almeida, Evelen Coêlho, Ingrid
Rocha, Fernada Brasil, Jorge Pereira, Josineide Pantoja, Lienne Silveira, Luis Henrique, Paula
Frade, Raquel Raick, Rodrigo Furtado e Sandro Pereira pelo apoio e coleguismo.
Aos secretários do PPGBAIP Raimundo Hosana e Mirna Tavares pelo apoio
concedido durante o período de curso das disciplinas;
Aos professores do PPGBAIP pelos ensinamentos concedidos;
5
SUMÁRIO
LISTA DE FIGURAS 7
LISTA DE TABELAS 8
RESUMO 9
ABSTRACT 10
1. I�TRODUÇÃO............................................................................................................... 11
1.1 CONSIDERAÇÕES GERAIS SOBRE LEISHMANIOSES................................. 11
1.1.1 Leishmaniose Visceral........................................................................................... 12
1.1.2 Leishmanioses Tegumentar Americana ............................................................. 12
1.1.3 Situação da LTA na Região Metropolitana de Belém-PA.................................. 15
1.2 FLEBOTOMÍNEOS VETORES DE Leishmania................................................... 16
1.2.1 Ciclo biológico de flebotomíneos........................................................................... 18
1.2.1.1 Ovos ........................................................................................................................ 18
1.2.1.2 Larvas ..................................................................................................................... 18
1.2.1.3 Pupas ...................................................................................................................... 19
1.2.1.4 Adultos ................................................................................................................... 19
1.2.2 Lutzomyia (Lutzomyia) longipalpis (Lutz e �eiva, 1912)..................................... 20
1.2.3 Lutzomyia (�yssomyia) flaviscutellata (Mangabeira,1942)................................. 20
1.2.4 Lutzomyia (�yssomyia) antunesi (Coutinho, 1939).............................................. 21
1.2.5 Lutzomyia (Psychodopygus) davisi (Root, 1934)................................................... 21
1.2.6 Lutzomyia (Psychodopygus) ayrozai (Barreto & Coutinho,1940)....................... 22
1.2.7 Lutzomyia (Psychodopygus) paraensis (Costa Lima, 1941)................................. 22
2. JUSTIFICATIVA............................................................................................................ 24
3. OBJETIVOS.................................................................................................................... 25
3.1 OBJETIVO GERAL................................................................................................ 25
3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS................................................................................... 25
4. MATERIAL E MÉTODOS............................................................................................ 26
4.1 TIPO DE ESTUDO.................................................................................................. 26
4.2 ÁREA DE ESTUDO................................................................................................ 26
4.3 CAPTURA DE FLEBOTOMÍNEOS...................................................................... 27
4.3.1 Comparação entre as diferentes armadilhas ...................................................... 27
4.3.2 Determinação da frequência mensal de flebotomíneos ...................................... 28
6
4.4 TRIAGEM DE ESPÉCIMES E PROCESSAMENTO DO MATERIAL DE
CAMPO.................................................................................................................... 28
4.5 IDENTIFICAÇÃO TAXONÔMICA DAS FÊMEAS ........................................... 28
4.6 DISSECÇÃO DE FEMEAS.................................................................................... 29
4.7 IDENTIFICAÇÃO DE MACHOS ......................................................................... 30
4.8 CULTIVO DE PARASITOS................................................................................... 30
4.9 ANÁLISE ESTATÍSTICA...................................................................................... 31
5. RESULTADOS................................................................................................................ 32
5.1 FAUNA FLEBOTOMÍNICA.................................................................................. 32
5.2 COMPARAÇÃO ENTRE AS DIFERENTES FORMAS DE CAPTURA ............ 33
5.3 FREQUÊNCIA MÉDIA MENSAL DE FLEBOTOMÍNEOS CAPTURADOS x
PRECIPITAÇÃO PLUVIOMETRICA................................................................... 35
5.4 FREQUÊNCIAS MENSAIS DE ESPÉCIES DE INTERESSE
EPIDEMIOLÓGICO................................................................................................ 36
5.5 PESQUISA DE INFECÇÃO NATURAL............................................................... 37
6. DISCUSSÃO.................................................................................................................... 38
7. CO�CLUSÕES................................................................................................................ 42
8. REFER�CIAS............................................................................................................... 43
A�EXO 1 ......................................................................................................................... 52
A�EXO 2 ......................................................................................................................... 53
AP�DICE 1 .................................................................................................................. 54
7
LISTA DE FIGURAS
LISTA DE TABELAS
Figura 1 - Distribuição da LTA nas diversas regiões do Brasil, em 1990 e 2009...........
Figura 2 - Prevalência de LTA no estado do Pará. Em destaque, municípios sem casos da doença...........................................................................................................................
Figura 3 - Municípios de ocorrência da LTA, segundo a procedência dos pacientes atendidos no Laboratório de Leishmanioses do IEC, em Belém e sua região metropolitana, no período de janeiro de 1995 a dezembro de 2010..................................
Figura 4 - Bairros do município de Belém e Ananindeua onde ocorreram casos de LTA atendidos no Laboratório de Leishmanioses do IEC, no período de janeiro de 1995 a dezembro de 2010..................................................................................................
Figura 5 - Formas imaturas e adultas de flebotomíneos..................................................
Figura 6 - A: Campus II do Instituto Evandro Chagas com destaque para a área de trabalho e posição de armadilhas luminosas. B: Localização do município de Ananindeua, onde está situado o campus II do IEC, no Estado do Pará e no Brasil........
Figura 7 - Armadilha para captura de flebotomíneos ......................................................
Figura 8 - Trato digestivo de fêmea de flebotomíneo dissecada para pesquisa de infecção natural.................................................................................................................
Figura 9 - Meio de cultivo in vitro e modelo animal para cultivo in vivo........................
Figura 10 - Frequência mensal de flebotomíneos capturados e precipitação pluviométrica na área de estudo, segundo a estação metereológica automática Belém................................................................................................................................
Figura 11 - Frequências mensais de Lu. antunesi, Lu. flaviscutellata e Lu.
longipalpis.........................................................................................................................
7
14
14
15
16
18
26
27
29
31
36
37
8
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 - Espécies capturadas e identificadas nas coletas de outubro de 2010 a outubro de 2011 no campus II do IEC, com as respectivas frequências de machos e fêmeas. ..............................................................................................................................................
Tabela 2 - Flebotomíneos capturados em três meses consecutivos (outubro, novembro e dezembro) utilizando diferentes armadilhas (CDC solo, CDC copa e Shannon). ..............................................................................................................................................
Tabela 3 - Comparação da dominância, diversidade e equitabilidade entre os indivíduos capturados pelos três tipos de armadilhas utilizadas no estudo. .........................................
32
34
35
9
RESUMO
Nos últimos dez anos, a região Norte do Brasil registrou um dos maiores índices de
leishmaniose cutânea. Neste contexto, o estado do Pará contribuiu com mais da metade da
casuística da doença. Este estudo objetivou identificar a fauna flebotomínica em uma floresta
residual primária em área do campus II do Instituto Evandro Chagas (IEC), no município de
Ananindeua, estado do Pará, Brasil, que é cercado por áreas recém-urbanas. As capturas
sistemáticas dos flebotomíneos de nove vezes ao mês realizadas com armadilhas luminosas
CDC instaladas no solo (1,5 m) e da copa de árvores (20 m) e armadilha de Shannon. As
coletas foram realizadas entre Outubro de 2010 a Outubro de 2011. Um total de 2.675
exemplares pertencentes a 23 espécies e dois gêneros foram capturados. As espécies mais
frequentes foram Lutzomyia antunesi (50,09%), um dos vetores suspeitos de Leishmania (V.)
lindenbergi, que, juntamente com L. (V.) lainsoni e L. (L.) amazonensis são os principais
parasitas causadores de leishmaniose cutânea em Ananindeua. Lu. flaviscutellata (1,4%) e Lu.
longipalpis (0,4%) chamaram a atenção por serem os vetores de L. (L.) amazonensis e L. (L.)
i. chagasi, respectivamente. Uma fêmea de Lu. rorotaensis foi encontrados naturalmente
infectada com um parasita Leishmania peripilárico que não foi isolado com sucesso em meio
ágar- sangue NNN. A presença de vetores conhecidos na transmissão de L. (L.) i. chagasi e
L. (L.) amazonensis, bem como um dos vetores suspeitos de L. (V.) lindenbergi nesta área
demonstra a necessidade de vigilância epidemiológica e entomológica no município de
Ananindeua.
Palavras- chave: flebotomíneo; Leishmania; fauna
10
ABSTRACT
In the last ten years, the North region of Brazil had recorded one of the highest rates of
cutaneous leishmaniasis. In this context, the state of Pará has contributed with more than the
half of the cases of the disease. This study aimed to identify the phlebotmine sandfly fauna in
a residual primary forest into the park area of the Instituto Evandro Chagas (IEC) in the
municipality of Ananindeua, Pará state, Brazil, which is surrounded by newly urban areas.
The systematic catches of the phlebotomine sandflies were performed using CDC light traps
set up at the canopy and ground (1,5 m) levels and Shannon traps. The caches were carried
out from October 2010 to October 2011. A total of 2,675 specimens belonging to twenty-four
species and two genera were caught. The most abundant species was Lutzomyia antutesi
(50,09%), a suspected vector of Leishmania (V.) lindenbergi, which together with L. (V.)
lainsoni and L. (L.) amazonensis are the principal leishmanial parasites causing cutaneous
leishmaniasis in this area. Lu. flaviscutellata (1,4%) and Lu. longipalpis (0,4%) have drawn
attention for being the vectors of L. (L.) amazonensis and L. (L.) i. chagasi, respectively. A
female of Lu. rorotaensis was found to be naturally infected with a peripylarian leishmanial
parasite which was not successfully isolated in the blood-agar Difco B45 culture medium. The
presence of known vectors of L. (L.) i. chagasi and L. (L.) amazonensis as well as a suspected
vector of L. (V.) lindenbergi in this area shows the need of epidemiological and entomological
vigilance in the municipality of Ananindeua.
Key-words: Phlebotomine; Leishmania; fauna
11
1. I�TRODUÇÃO
1.1 CONSIDERAÇÕES GERAIS SOBRE AS LEISHMANIOSES
As leishmanioses são um conjunto de doenças parasitárias causadas por protozoários
digenéticos da ordem Kinetoplastida Honigberg, 1963 emend Vickermam, 1976, família
Trypanosomatidae Doflein, 1901 emend Grobben, 1905 e do gênero Leishmania Ross, 1903.
Esses parasitos são transmitidos por insetos flebotomíneos (Diptera: Psychodidae:
Phlebotominae) dos gêneros Lutzomyia França, 1924 no Novo Mundo e Phlebotomus
Rondani e Berté, 1840 no Velho Mundo que são os hospedeiros invertebrados das espécies do
gênero Leishmania Ross, 1903, que causam as leishmanioses em humanos e outros mamíferos
(Brasil, 2007; Forattini, 1973).
Até meados da década de 60 acreditava-se que todas as formas promastigotas
encontradas nos flebotomíneos capturados no campo pertenciam ao gênero Leishmania e que
todas eram infectantes para o homem. Sabe-se atualmente, que outros parasitos da família
Trypanosomatidae passam por uma forma evolutiva que é morfologicamente indistinguível
das promastigotas do gênero Leishmania (Siqueira, 2004).
Conforme a classificação da Organização Mundial da Saúde, as leishmanioses
humanas apresentam duas formas clínicas principais: viscerotrópica ou leishmaniose visceral
(LV), dermotrópica ou leishmaniose cutânea (LT) e leishmaniose cutâneo-mucosa (LCM)
(TDR-WHO, 2007).
Atualmente as leishmanioses apresentam uma prevalência de 12 milhões de casos no
mundo, sendo que 350 milhões de pessoas estão ameaçadas de contraí-la, com registro de
aproximadamente dois milhões de casos novos, em 88 países, dentre estes 72 em
desenvolvimento. A proporção entre as duas formas da doença diferem quanto a valores e
locais de ocorrência. Noventa por cento de todos os casos de leishmaniose visceral ocorrem
no Brasil, Bangladesh, Índia e Sudão. Já sobre a leishmaniose tegumentar americana, a maior
ocorrência da leishmaniose cutâneo-mucosa ocorrem no Brasil, Bolívia e Peru, e a maioria
dos casos de leishmaniose cutânea ocorrem no Brasil, Afeganistão, Irã, Peru, Arábia Saudita e
Síria (Brasil, 2007; CDC, 2013).
12
1.1.1 Leishmaniose Visceral
A forma viscerotrópica tem ampla distribuição, ocorrendo na Ásia, Europa, Oriente
Médio, África e Américas. Na América Latina, é denominada leishmaniose visceral
americana (LVA) ou “calazar” neotropical, tendo como agente causal a Leishmania
(Leishmania) infantum chagasi (Cunha e Chagas, 1937), que já foi isolada em pelo menos 12
países, sendo 90% dos casos no Brasil, especialmente na Região Nordeste (Brasil, 2007). O
registro do primeiro caso da doença no Brasil ocorreu em 1913, quando Migone, no Paraguai,
descreveu o caso em material de necrópsia de paciente oriundo de Boa Esperança, Mato
Grosso (Alencar et al. 1991). A partir de um estudo realizado para o diagnóstico e distribuição
da febre amarela no Brasil, foram encontrados 41 casos positivos para Leishmania,
identificados em lâminas de viscerotomias praticadas post-mortem, em indivíduos oriundos
das regiões Norte e Nordeste (Penna, 1934).
A transmissão da LVA no Brasil é atribuída ao flebotomíneo Lutzomyia (Lutzomyia)
longipalpis. Lutzomyia cruzi tem sido considerado como vetor secundário no estado de Mato
Grosso do Sul, entretanto na região Amazônica apenas Lu. longipalpis é considerado
transmissor (Brasil, 2007).
Na região Norte, atualmente, além da urbanização e da periurbanização, a LVA
apresenta um novo caráter reemergente no mundo. Com o advento da Síndrome da
Imunodeficiência Humana (AIDS/SIDA), a LVA tornou-se uma doença oportunista, com
mudanças importantes no padrão epidemiológico da LVA, onde pacientes HIV positivos
podem atuar como reservatórios da doença (Ashford, 2000; Dejeux,1999; Hailu et al.,2005).
1.1.2 Leishmaniose Tegumentar Americana
A forma dermotrópica ou Leishmaniose Tegumentar Americana (LTA) é uma doença
infecciosa, não contagiosa, causada por diferentes espécies de Leishmania, que
primariamente, é uma infecção zoonótica de mamíferos silvestres, entretanto o ser humano
pode ser envolvido secundariamente, acometendo a pele (forma cutânea) e nasobucofaríngea
(forma cutâneo-mucosa) (Raso & Genaro, 1994).
No Brasil, a LTA é uma das afecções dermatológicas que merece mais atenção, devido
sua magnitude, assim como pelo risco de ocorrência de deformidades que pode produzir no
13
ser humano, e também pelo envolvimento psicológico, com reflexo no campo social e
econômico, uma vez que, na maioria dos casos, pode ser considerada uma doença
ocupacional. A LTA apresenta ampla distribuição com registro de casos em todas as regiões
brasileiras. É uma doença com grande diversidade de agente etiológico, de reservatórios e de
vetores que apresenta diferentes padrões de transmissão e um conhecimento ainda limitado
sobre alguns aspectos, o que a torna de difícil controle (Brasil, 2007).
No início do século passado, a LTA era conhecida pelo seu caráter ocupacional,
acometendo trabalhadores associados a atividades de desmatamento, sendo uma zoonose rural
e o homem hospedeiro acidental do protozoário. Hoje, ocorre de forma endêmica em áreas de
colonização, sem caráter ocupacional, com o ciclo de transmissão zoonótico associado a
animais domésticos ou sinantrópicos. Desde então, a transmissão da doença vem sendo
descrita em vários municípios de todas as unidades federadas (Tolezano, 1994).
Nas últimas décadas, as análises epidemiológicas da LTA têm sugerido mudanças no
padrão de transmissão da doença, inicialmente considerada zoonoses de animais silvestres,
que acometia ocasionalmente pessoas em contato com as florestas. Posteriormente, a doença
passou a ocorrer em zonas rurais, já praticamente desmatadas, e em regiões peri urbanas.
Observa-se a existência de três perfis epidemiológicos: 1- silvestre em que ocorre a
transmissão em áreas de vegetação primária; 2- ocupacional ou lazer em que a transmissão
está associada à exploração desordenada da floresta e desmatamento para construção de
estradas, extração de madeira, desenvolvimento de atividades agropecuárias e ecoturismo; 3-
rural ou peri urbana - em áreas (Brasil, 2007).
Na década de 90 a região Nordeste liderava em casos de LTA, porém após vinte anos
esta situação foi modificada, e a Região Norte passou a ter maior número de casos, superando
todas as outras regiões do país, devido os grandes desmatamentos e assentamentos
desordenados na periferia das cidades e interior da floresta (Sinavan, SVS/MS) (Figura1).
14
Figura 2- Prevalência de LTA no Estado do Pará. Em destaque, municípios sem casos da doença. Fonte: Leishmaniose/DCDTV/SESPA 2011.
Em levantamento realizado pela Secretaria de Estado de Saúde do Pará (SESPA) no
período de 2007 a 2010, constatou-se que dos 144 municípios apenas 4 não possuíam registro
de LTA (Chaves, Santa Cruz do Arari, Quatipuru, e Peixe Boi), possivelmente por falta de
investigação e notificação (Sinavan,SVS/MS, 2011) (Figura 2).
Figura 1 – Distribuição da LTA nas diversas regiões do Brasil, em 1990 e 2009. Fonte: Sinavan/SVS/MS
Muito alto Alto Médio Baixo Sem registro
15
1.1.3 Situação da LTA na Região Metropolitana de Belém-PA
Na Região Metropolitana de Belém os casos autóctones de LTA vêm crescendo
consideravelmente nos últimos anos. No período de 1995 a 2010 (15 anos), foram atendidos
em Belém e Ananindeua pelo Laboratório de Leishmaniose do IEC 48 casos, sendo que 27
destes foram oriundos da capital do Estado (Sales et al., 2011). De janeiro de 2011 até
dezembro de 2012, foram registrados mais 9 casos da doença. Fonte: Laboratório de
Leishmaniose do IEC, dados não publicados. (Figura 3).
Figura 3 - Municípios de ocorrência da LTA, segundo a procedência dos pacientes atendidos no Laboratório de Leishmanioses do IEC, em Belém e sua região metropolitana, no período de janeiro de 1995 a dezembro de 2010. Fonte: Adaptado de (Sales et al., 2011).
Belém – 27( 56,25%)
16
Destes casos registrados na referida região, os bairros e distritos com maior número
foram Souza, Mosqueiro, Icoaraci (Belém) e Aurá (Ananindeua) Sales et al; 2011 (Figura 4).
1.2 FLEBOTOMÍNEOS VETORES DE Leishmania
No ano de 1922, Aragão pela primeira vez, demonstrou o papel dos flebotomíneos na
transmissão da LTA no Brasil. Após 36 anos Forattini (1958) encontrou roedores silvestres
parasitados em áreas florestais do Estado de São Paulo (Aragão,1922; Forattini, 1958; Brasil,
2007).
No novo mundo, os flebotomíneos envolvidos na transmissão das leishmanioses são
insetos pertencentes à ordem Diptera, família Psychodidae, sub- família Phlebotominae e
gênero Lutzomyia França, 1924. São conhecidos popularmente, dependendo da localização
geográfica, como mosquito-palha, tatuquira, birigui, cangalhinha, fleboti entre outros
(Tormen & Nascimento, 2006).
O gênero Lutzomyia, além de transmitir os agentes etiológicos das leishmanioses,
também é implicado na transmissão de bactérias (Bartonella bacilliformis) e vírus
(Phlebovirus, Orbivirus) (Killick-Kendrick, 1979; Young & Duncan, 1994).
A riqueza e abundância de espécies de diferentes grupos apresentam padrões distintos
de distribuição. Algumas espécies são restritas ao ambiente silvestre e outras registradas em
áreas profundamente alteradas pela ação humana. Os impactos ambientais decorrentes de
ações antrópicas ao longo dos anos vêm alterando o hábitat dos flebotomíneos e com isso
Figura 4 - Bairros do município de Belém e Ananindeua onde ocorreram casos de LTA atendidos no Laboratório de Leishmanioses do IEC, no período de janeiro de 1995 a dezembro de 2010. Fonte: (Sales et al., 2011).
17
aumentando o risco para a transmissão de leishmanioses em virtude da adaptação de algumas
espécies ao ambiente modificado (Rangel & Lainson, 2003).
Na região Amazônica, diversas espécies merecem destaque na transmissão das
leishmanioses, sendo quatro do subgênero "yssomyia: Lutzomyia ("yssomyia) umbratilis
Ward e Fraiha, 1977 e Lu. (".) anduzei Rozeboom, 1942, vetoras de Leishmania (Viannia)
guyanensis Floch, 1954 (Lainson & Shaw, 1968; Arias & Freitas, 1978) e, Lu. (".)
flaviscutellata Mangabeira, 1942 e Lu. (".) olmeca nociva Young e Arias, 1982, vetoras da L.
(Leishmania) amazonensis Lainson & Shaw, 1972 (Ward et al., 1977).
A Serra dos Carajás, localizada no sudeste do Estado do Pará, Brasil, apresenta uma
rica floresta tropical, onde são encontradas quatro espécies de Leishmania sp. de interesse
médico-veterinário, cuja transmissão é feita pelos flebotomíneos: Lu. wellcomei Fraiha, Shaw
e Lainson, 1971 , Lu. ubiquitalis, Lu. whitmani Antunes & Coutinho, 1939 e Lu.
flaviscutellata Mangabeira, 1942. Em virtude da chegada de imigrantes no entorno do projeto
Carajás, foi realizado estudo pela equipe do Laboratório de Leishmaniose (entomologia) do
IEC para avaliar a fauna de flebotomíneos e sua provável participação na transmissão da
leishmaniose tegumentar americana (LTA). Os achados da pesquisa demonstraram a grande
diversidade e riqueza na região, num total de 69 espécies identificadas pertencentes a três
gêneros: Psychodopygus, Lutzomyia e Brumptomyia. Logo, fica clara a importância da Serra
dos Carajás como um dos maiores cenários mundiais de espécies primitivas de flebotomíneos
(Souza et al., 2010).
No município de Belém já foram realizadas algumas investigações em bolsões de mata
primária por equipes de entomologia do Museu Paraense Emilio Goeldi em parceria com o
IEC nas quais foram encontrados os vetores Lu. flaviscutellata, Lu. antunesi, Lu. paraensis e
Lu. Ayrozai (Ferreira & Gorayeb, 2010).
18
1.2.1 Ciclo biológico de flebotomíneos
O desenvolvimento biológico dos flebotomíneos é completo e compreende as fases de
ovo, larva, pupa e adulto (Figura 5).
Figura 5- Formas imaturas de flebotomíneos: ovo (A), larva (B) e pupa (C). Formas adultas de flebotomíneos: fêmea (D) e macho (E).
Fonte: Laboratório de Leishmanioses. IEC 1.2.1.1. Ovos
Os flebotomíneos possuem ovos alongados e elípticos, ou encurvados medindo 300 a
500 µm de comprimento. Sua coloração é clara após a oviposição, porém escurecem após
algumas horas (Marcondes, 2001).
1.2.1.2. Larvas
As larvas passam por quatro estádios, possuem aspecto vermiforme e apresentam
peças bucais mastigadoras bastante ativas. As larvas de flebotomíneos são ativas, terrestres e
saprófagas, se deslocando com rapidez em busca de alimento, sendo essa uma das razões pela
A B C
D E
19
qual os criadouros naturais dos flebotomíneos são difíceis de serem encontrados. Estes fatos
contribuem para a dificuldade no controle das leishmanioses, ao se considerar ações
direcionadas ao vetor (Sherlock, 2003).
1.2.1.3. Pupas
As pupas não se alimentam e não se locomove, esta fase evolutiva libera uma
substância que permite a mesma aderir ao substrato até o término de seu desenvolvimento. A
estrutura da pupa é divido em cefalotórax, com duas asas e abdome (Sherlock, 2003).
1.2.1.4. Adultos
Medem de 3 a 4 mm de comprimento e possuem colorações diversas. Quando os
adultos estão em repouso, mantêm as asas semi-eretas em relação ao corpo. O dimorfismo
sexual é nítido entre machos e fêmeas, porém a distinção entre os sexos é feita com base,
primeiramente, na genitália masculina constituída por estruturas com formas de ganchos que
são encontradas no final do abdome. A parte abdominal da fêmea possui aspecto mais robusto
e com cerdas pouco desenvolvidas, flebotomíneos machos não são hematófagos, mas as
fêmeas necessitam realizar o repasto sanguíneo para o desenvolvimento dos ovos (Marcondes,
2001).
A maior ocorrência destes vetores é nos meses quentes e chuvosos para algumas
espécies, e nos meses quentes e secos para outras (Forattini, 1973). A colonização de
flebotomíneos no laboratório é utilizada como ferramenta vital para diversas pesquisas na área
da biogenética, bioquímica e biologia molecular, o que aumenta ainda mais sua importância
no mundo sanitarista (Sherlock, 2003).
Algumas espécies de flebotomíneos têm sido descritas como importantes vetoras de
leishmanioses, com base em evidências como grau de antropofilia, infecção natural por
Leishmania spp. (Lainson & Rangel, 2005).
Dentre as espécies de flebotomíneos de importância epidemiológica, podemos destacar:
20
1.2.2 Lutzomyia (Lutzomyia) longipalpis Lutz e �eiva, 1912
É o principal vetor da LVA no Brasil. Possui habito preferencialmente silvestre,
contudo está se urbanizando em consequência das ações antrópicas sobre o ambiente (Lainson
& Rangel, 2003). É possível verificar a presença deste flebotomíneo nos domicílios e
peridomicílios, tais como: casas de cães, galinheiros e chiqueiros ao longo das estradas que
cortam a floresta (Lainson & Rangel, 2005; Dias et al., 2007).
Essa versatilidade, no que diz respeito à adaptação a novos ambientes, pode ser
esclarecida pelo hábito alimentar eclético da espécie. O Lu. longipalpis usa o homem e
animais domésticos tais como cães, galinhas e outros como fonte de alimentação e animais
silvestres como raposas, roedores e gambás (Lima et al., 2003). Estudos utilizando precipitina
para analisar o conteúdo intestinal do vetor mostraram que dentre esses vertebrados, as aves
seguidas do homem e do cão são as mais procuradas pelo Lu. longipalpis para o repasto
sanguíneo. Embora as aves sejam refratárias à infecção por L.(L.) infantum chagasi,
desempenham um papel atrativo para o vetor. Portanto, têm grande importância
epidemiológica na manutenção da LVA considerando que o vetor, ao circular no
peridomicílio, atraídos por esses animais, entra em contato com reservatórios como os cães
(Dias et al., 2003).
1.2.3 Lutzomyia (�yssomyia) flaviscutellata Mangabeira, 1942
Na década de 40 Mangabeira e colaboradores em estudos pelo interior do Brasil,
coletaram 57 diferentes espécies de flebotomíneos, perfazendo um total de 17 mil exemplares.
Dentre estas espécies 35 eram novas, sendo descritas por Mangabeira, Lutzomyia
flaviscutellata teve sua descrição com base em machos coletados na localidade denominada
Aurá, no município de Belém, estado do Pará. Após 20 anos, Sherlock e Carneiro fizeram a
associação dos sexos, a partir de espécies provenientes do estado da Bahia, e descreveram a
fêmea dessa espécie (Fraiha & Ryan, 1986).
Lu. flaviscutellata é o vetor responsável pela transmissão de L. (L.) amazonensis que
causa a forma clínica anérgica difusa da leishmaniose cutânea. Contudo, merece destaque o
papel de Lu. flaviscutellata como mantenedor do ciclo enzoótico do parasito na natureza.
21
Além de sua ampla distribuição geográfica, pode ser encontrado em diferentes habitat.
(Rangel & Lainson, 2003).
1.2.4 Lutzomyia (�yssomyia) antunesi Coutinho, 1939
É uma espécie considerada altamente antropofílica, podendo ser capturada
principalmente em troncos de árvores ocadas, tocas de animais, por meio de armadilhas
luminosas CDC e eventualmente em armadilha de Shannon (Ryan, 1986).
E o provável vetor de Leishmania (Viannia) lindenbergi (Silveira et al. 2002), que é o
mais novo agente de LTA, descoberto no Estado do Pará.
A L (V.) lindenbergi, foi isolada de casos de leishmanioses cutânea entre soldados do 2º.
Batalhão de Infantaria de Selva (2 BIS), localizado em Belém, Estado do Pará, que adquiriram
a infecção durante atividades militares próximas à área de floresta primária. Seu vetor e
reservatório naturais ainda não são conhecidos, contudo suspeita-se que flebotomíneos da
espécie Lutzomyia antunesi sejam seu provável vetor, devido a grande quantidade de
exemplares capturados no local onde a infecção ocorreu (Silveira et al., 2002).
1.2.5 Lutzomyia (Psychodopygus) davisi Root, 1934
Lutzomyia (Psychodopygus) davisi, é um vetor de hábitat e comportamento
diferenciado. Em estudos realizados em Rondônia, durante o período de 1997 a 2000, Gil et
al. (2003), utilizando armadilhas luminosas tipo CDC e Shannon, registraram a presença
dessa espécie com maior densidade no solo quando comparado com a captura em copa.
Entretanto, estudos realizados por Azevedo et al. (2002) no Estado do Mato Grosso
demonstrou que a maior densidade de Lu. davisi foi capturada na copa.
Pode-se considerar, ainda, que a espécie Lu. davisi é de grande importância
epidemiológica. Em estudos de levantamento de fauna flebotomínica realizados na Serra dos
Carajás – PA, entre dezembro de 2005 e setembro de 2007, foram capturados 2.433
exemplares desta espécie, dos quais, 4 (0.16%) foram encontrados com infecção natural por
22
flagelados, sendo dois caracterizados através da técnica de anticorpos monoclonais
específicos como Leishmania (V.) braziliensis (Souza et al., 2010).
1.2.6 Lutzomyia (Psychodopygus) ayrozai Barreto e Coutinho, 1940
Lutzomyia ayrozai é reconhecida como uma espécie altamente antropofílica na região
montanhosa do sudeste do Brasil (Aguiar & Soucassaux, 1984), com maior frequência nos
meses quente e úmidos, diminuindo sua densidade nos meses frios e secos. Sua distribuição
geográfica no Brasil ocorre no Estado do Pará e mais 11 estados e oito países da América
Latina.
Lu. ayrozai foi sugerida como transmissora de Leishmania (Viannia) naiffi, isolada de
pacientes nos estados do Amazonas e do Pará, embora alguns autores tenham observado que
esses flebotomíneos possuem baixa antropofilia, no Estado do Pará. Entre os reservatórios
naturais do parasita estão incluídos os tatus (Dasypus novemcintus Linnaeus, 1758) (Lainson
et al., 1994; Lainson & Shaw, 1998).
1.2.7 Lutzomyia (Psychodopygus) paraensis
Esta espécie foi descrita por Costa Lima, em 1941, a partir de um exemplar de macho
coletado em Belém, Pará. A distribuição geográfica no Brasil é conhecida nos estados do
Amapá, Amazonas, Pará, Rondônia, Roraima. Nos demais países da América Latina, já foi
catalogado na Colômbia, Equador, Peru, Venezuela e Guiana Francesa (Aguiar & Medeiros,
2003).
Estudos sobre a biologia de Lu. paraensis foram desenvolvidos em Monte Dourado,
norte do Pará. No levantamento da fauna flebotomínica, os autores perceberam que esses
espécimes estariam fazendo hematofagia noturna e apresentavam pouca atividade
antropofílica devido a baixa atividade noturna do homem nesta região (Lainson et al., 1979).
Pesquisas realizadas também no norte do Brasil, em 1985, revelaram infecção natural
por Leishmania em Lu. paraensis, em exemplar coletado com isca humana e registraram que
os flagelados encontravam-se no intestino médio dos flebotomíneos recém-alimentados (Arias
23
et al., 1985). Em seguida em 1991, Lu. paraensis foi encontrada com infecção natural por
L.(V.) naiffi Silveira et al., (1991) no município de Benevides, Pará.
Segundo Lainson e Shaw (1998), Lu. paraensis, provavelmente, estaria envolvida na
transmissão para o homem de L.(V.) naiffi, juntamente com Lu. ayrozai, não só pela sua
antropofília como também pelos achados de infecção natural.
24
2. JUSTIFICATIVA
O conhecimento sobre a fauna flebotomínica de um determinado local é de grande
importância para a saúde pública devido a capacidade de algumas espécies serem
transmissoras de patógenos. As novas instalações do Instituto Evandro Chagas (IEC), Campus
II, estão sediadas na Rodovia BR-316, Km 07, município de Ananindeua-Pará, onde são
encontrados bolsões de mata primária similares a outros localizados na periferia do município
de Belém e no próprio município de Ananindeua, que apresenta alguns casos de leishmaniose
cutânea diagnosticados pelo Laboratório de Leishmanioses do IEC. A etiologia destes casos
tem sido associada, principalmente, à Leishmania (V.) lainsoni Silveira et al., 1987; L. (V.)
lindenbergi Silveira et al., 2002; L. (L.) amazonensis Lainson & Shaw, 1972 (Sales et al.,
2011).
Deste modo torna-se imprescindível que se façam investigações epidemiológicas na
referida área sob o risco de transmissão de leishmanioses. Portanto, o conhecimento da fauna
flebotomínica e a investigação de infecção natural contribuirá para o melhor entendimento da
eco-epidemiologia da LTA na região metropolitana de Belém.
25
3. OBJETIVOS
3.1 OBJETIVO GERAL
- Avaliar importância epidemiológica da fauna transmissora de leishmanioses em
fragmento florestal no município de Ananindeua - PA.
3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
- Identificar a fauna flebotomínica da área de abrangência do campus II do IEC
- Verificar a presença de espécies sabidamente vetores de agentes das leishmanioses
humanas, tegumentar ou visceral;
- Comparar os índices de diversidade, dominância e equitabilidade entre as diferentes
formas de coleta utilizadas;
- Determinar a taxa de infecção natural de fêmeas dissecadas;
- Caracterizar o padrão de infecção natural de acordo com o desenvolvimento do
parasita no trato digestivo dos vetores;
- Determinar a frequência mensal dos flebotomíneos, com ênfase às principais
espécies vetoras capturadas na área e comparar com o índice pluviométrico;
- Realizar isolamento de Leishmania spp. por inoculação em meios de cultura
hamster;
- Caracterizar os parasitos isolados utilizando anticorpos monoclonais.
26
4. MATERIAL E MÉTODOS
4.1 TIPO DE ESTUDO
Foi realizado um estudo descritivo, longitudinal de abordagem quantitativa.
4.2 ÁREA DE ESTUDO
Área de mata primária do campus II do Instituto Evandro Chagas (S - 1.377021,
W - 48.381611) com dimensões aproximadas de 19,3 hectares. Faz parte da área
metropolitana de Ananindeua, sendo recoberta por resíduos florestais remanescentes da
Floresta Tropical Úmida Amazônica, em sua maior parte constituída de mata primária (Figura
6, anexo 1).
Figura 6- A: Campus II do Instituto Evandro Chagas com destaque para a área de trabalho e posição de
armadilhas luminosas. B: Localização do município de Ananindeua, onde está situado o campus II do IEC, no
Estado do Pará e no Brasil. Fonte: Adaptado de www googlemap.com.br
A B
27
4.3 CAPTURA DE FLEBOTOMÍNEOS
4.3.1 Comparação entre as diferentes armadilhas
Com o objetivo de comparar a atratividade e a composição faunística capturada por
diferentes armadilhas, foram realizadas capturas com armadilhas de luz tipo CDC e Shannon
(Figura 7) nos três primeiros meses do trabalho (outubro, novembro e dezembro/ 2010). As
mesmas foram realizadas, utilizando 4 armadilhas ao nível do solo a 1m de altura e 2
armadilhas na copa de árvores a 20 m do solo, no horário de 18:00 às 6:00 h, durante 3 vezes
por semana, em 27 noites, totalizando 324 horas trabalhadas.
Figura 7 – Armadilhas para captura de flebotomíneos: Armadilha tipo Shannon (A) e CDC (B).
Fonte: Laboratório de Leishmanioses. IEC
As capturas com armadilha de Shannon foram realizadas no horário de 18:00 às 20:00 h
durante 7 noites, totalizando 14 horas de trabalho.
O espaçamento entre os grupos de armadilhas foi de aproximadamente 30 m e a
distância entre a armadilha posicionada mais próxima da área residencial foi de 25 m.
28
4.3.2 Determinação da frequência mensal de flebotomíneos
Com objetivo de verificar a frequência mensal das principais espécies capturadas, foram
realizadas 3 capturas semanais com 6 armadilhas luminosas (CDC copa, n=2 e solo, n= 4)
durante o intervalo de 13 meses ininterruptos (outubro de 2010 a outubro de 2011).
4.4 TRIAGEM DE ESPÉCIMES E PROCESSAMENTO DO MATERIAL DE CAMPO
Os flebotomíneos capturados nas armadilhas de CDC foram retirados com ajuda de
aspiradores de Castro manuais, devidamente identificados, levados ao laboratório e mantidos
a uma temperatura de 4ºC para diminuição do metabolismo e mobilidade.
Inicialmente foram preparadas três “cubetas” de vidro, com as sequintes finalidades: a
primeira com água destilada e sabão neutro para remoção das cerdas, a segunda com solução
de Cloreto de Sódio (NaCl) a 0,9% para retirar o sabão e a terceira com solução salina estéril
com antibiótico (gentamicina 0,04 mg/mL ) e fungicida ( 5 – fluorocytosine 10mg/mL) para
desinfecção (apêndice 1). Após isso os flebotomíneos foram separados em machos e fêmeas
em cubetas separadas. Em cada cubeta foi usado um pincel de seda nº 4 para fazer
movimentos lentos e circulares para transferir os insetos para as cubetas seguintes.
Posteriormente foram lavados com sabão neutro diluído com solução salina a 0,9%. Em
seguida foram lavados duas vezes com solução salina para eliminar o excesso de sabão.
4.5 IDENTIFICAÇÃO TAXONÔMICA DAS FÊMEAS
Para identificação dos flebotomíneos, foi utilizada classificação de Young e Duncan
(1994) e chave de Ryan (1986), com base na morfologia externa (coloração) e interna
(espermatecas e cibário), com lente ocular 10/23 e microscópio micrométrico (Zeiss) com
lente objetiva obtendo 400X. Os espécimes identificados foram registrados em ficha de
campo padronizada conforme rotina do laboratório (anexo 2).
No caso de dúvida quanto a identificação em solução salina, foi realizada montagem
entre lâmina e lamínula em líquido de Berlese (G.B.I. laboratoires), de acordo com a técnica
adaptada de Ryan (1986). Na lâmina foram colocadas duas gotas de berlese; nos quais, foi
29
montada a espermateca extraída na dissecção. O material foi coberto com lamínula de vidro e
levado ao microscópio óptico bacteriológico para identificação. O tempo para a manipulação
das lâminas após a montagem foi de no máximo 12 horas. As lâminas foram mantidas na
horizontal, enquanto sucessivas complementações do berlese que secava com o passar do
tempo entre a lâmina e a lamínula conferiria qualidade à preparação.
As lâminas montadas foram identificadas com os seguintes dados dos exemplares:
data, localidade, sexo, método de captura, e espaço resevado para a rubrica do identificador.
4.6 DISSECÇÃO DE FÊMEAS
Para verificação da taxa de infecção natural, foi utilizada a metodologia adaptada de
Ryan et al (1987). Com auxílio de microscópio estereoscópico (Zeiss 2000-C) as fêmeas
triadas foram colocadas em lâmina para microscopia 26x76mm sobre uma gota de solução
salina (NaCl 0,9%) e utilizando um par de pinças entomológicas nº 05 foram seccionadas
para exposição do trato digestivo (Figura 8) e montagem do mesmo em outra gota de solução
salina estéril com antibiótico sob lamínula 22/22mm.
Figura 8 - Trato digestivo de fêmea de flebotomíneo dissecada para pesquisa de infecção natural. Em
detalhe, seta indicando sangue em processo de digestão na porção média. Aumento de 100X. fonte: Laboratório de Leishmaniose IEC.
A análise microscópica foi realizada em microscópio bacteriológico (Zeiss Axiostar)
com aumento de 400X para visualização de possíveis parasitos e seus respectivos padrões de
30
desenvolvimento no trato digestivo do vetor para classificação subgenérica de acordo com
Lainson e Shaw (1987).
4.7 IDENTIFICAÇÃO DE MACHOS
Após o processamento das fêmeas, os machos foram colocados individualmente em
gotas de solução salina em uma lâmina para identificação em microscópio estereoscópico e/
ou bacteriológico. No caso de dúvida quanto a identificação, os mesmos procedimentos
adotados para as fêmeas foram realizados, adaptando-se para os machos. Em seguida, o
flebotomíneo foi posicionado horizontalmente sobre as gotas de liquido berlese colocados em
lâminas, com as asas e pernas na vertical. Para os machos foi constituída uma coleção úmida
em álcool 70% e os exemplares encontram-se depositados na Coleção de Flebotomíneos do
Instituto Evandro Chagas (ColFleb - IEC).
4.8 CULTIVO DE PARASITOS
No caso das fêmeas infectadas, a lamínula que conferia cobertura ao material
analisado foi extraída e o material proveniente do trato digestivo triturado com auxílio de
pinças estéreis com adição de 0,1mL de solução salina com antibiótico. O homogenado foi
aspirado por seringa de 1mL com agulha de 25 X 0,7 e inoculado em alíquota em três tubos
de cultura previamente preparados com meio NNN Difco B45 (Figura 9).
Uma segunda alíquota do material foi inoculada nas patas traseiras de dois hamsters
(Mesocricetus auratus) (0,05mL em cada). Os animais foram mantidos em observação no
Biotério do Laboratório de Leishmanioses do IEC por 2 meses (primeiro animal) e 4 meses
(segundo animal) para posterior eutanásia em câmara de CO2 e extração de biópsias de pele.
As mesmas foram inoculadas em 2 tubos de cultura (Figura 9).
31
&
Figura 9 - Meio de cultivo in vitro e modelo animal para cultivo in vivo. A: Meio de cultura NNN, B: Mesocricetus auratus (hamster). Fonte: Laboratório de Leishmaniose IEC.
Em ambos os casos (cultura direta e inoculação em hamster) os meios de cultura
foram mantidos a 25ºC no Laboratório de Cultivo Celular e lidos semanalmente até o limite
de 1 mês, prazo de descarte dos mesmos.
4.9 ANÁLISE ESTATÍSTICA
Para avaliação da fauna flebotomínica foram aplicados os testes estatísticos para
cálculos dos índices de riqueza e abundância ao longo do ano por meio do software Past. Para
verificar as diferenças entre as amostras, foi aplicado o teste qui quadrado.
A diversidade das espécies capturadas por armadilha foi calculada através do índice de
Shannon com auxílio do software Past, versão 2.12 (Hammer et al., 2001), H’=-
sum((ni/n)ln(ni/n)), com H’ representando índice de diversidade, o número de taxa, n o número
de indivíduos (ni). A equitabilidade foi calculada com o valor da diversidade dividida pelo
logaritmo do número de taxa.
A taxa de infecção foi dada pelo número de fêmeas infectadas dividido pelo número
de fêmeas dissecadas multiplicado por cem.
A B
32
5. RESULTADOS
5.1 FAUNA FLEBOTOMÍNICA
Durante os meses de outubro de 2010 a outubro de 2011, um total de 2675 indivíduos
foram capturados, pertencentes a 24 taxa, sendo 23 identificadas até o nível de espécie
(Tabela 1), distribuídos em 2 gêneros (sensu Young e Duncan), sendo 2 espécies de
Brumptomyia e 22 de Lutzomyia. A razão sexual total entre machos e fêmeas foi de 1:2
(871:1804), considerada estatisticamente significante (p= 0,0001).
Tabela 1- Espécies capturadas e identificadas nas coletas de outubro de 2010 a outubro de x2011 no campus II do IEC, com as respectivas frequências de machos e fêmeas. Espécies M F Razão sexual
M: F Total %
Lutzomyia antunesi (Coutinho) 404 936 1: 2,3 1340 50.09
Lu longispina (Mangabeira Filho) 288 580 1:2 868 32.44
Lu. davisi (Root) 36 43 1: 1,1 79 2.95
Lu. rorotaensis (Floch e Abonnenc) 23 37 1: 1,6 60 2.24
Lu. furcata (Mangabeira Filho) 14 44 1: 3,1 58 2.16
Lu. sordellii (Shannon e Del Ponte) 22 34 1: 1,5 56 2.09
Lu. paraensis (Costa Lima) 27 25 1: 1 52 1.94
Lu. tuberculata (Mangabeira Filho) 11 30 1: 2,7 41 1.53
Lu. flaviscutellata (Mangabeira Filho) 8 29 1: 3,6 37 1.38
Lu. ayrozai (Barreto e Coutinho) 9 8 1,1: 1 17 0.63
Lu. aragaoi (Costa Lima) 9 6 1,5: 1 15 0.56
Lu. longipalpis (Lutz e Neiva) 3 8 1: 2,6 11 0.41
Brumptomyia sp. ♀ (França e Parrot) 10 0: 10 10 0.37
Ps. geniculata (Mangabeira Filho) 6 1 6: 1 7 0.26
Lu. gomezi (Nitzulescu) 5 0: 5 5 0.18
Lu. pilosa (Damasceno e Causey) 3 1 3: 1 4 0.14
Lu. trinidadensis (Newstead) 3 1 3: 1 4 0.14
Lu hirsuta (Mangabeira Filho) 1 2 1: 2 3 0.11
Lu. infraspinosa (Mangabeira Filho) 1 2 1: 2 3 0.11
Br.avellari (Costa Lima) 1 1: 0 1 0.03
Br. travassosi (Mangabeira Filho) 1 1: 0 1 0.03
Lu. dendrophila (Mangabeira Filho) 1 1: 0 1 0.03
Lu. monstruosa (Foch e Abonnenc) 1 0: 1 1 0.03
Lu carrerai (Barretto) 1 0: 1 1 0.03
100.00
Total 871 1804 1:2 2675
M: machos, F: fêmeas; p= 0,0001
33
Lu. antunesi foi a espécie mais frequente (50,09%), sendo a maioria fêmea (936, razão
sexual M: F= 1: 2,3). A segunda espécie em frequência foi Lu. longispina (32,44%), também
com predominância de exemplares fêmea (580, razão sexual M:F= 1:2).
É válido ressaltar que as espécies de valor epidemiológico e suas respectivas
frequências registradas nas capturas foram Lu. davisi (2,95%, razão sexual M:F= 1: 1,1), Lu.
paraensis (1,94%, razão sexual M:F=1:1), Lu. flaviscutellata (1,38%, razão sexual M:F= 1:
3,6), Lu. ayrozai (0,63%, razão sexual M:F=1,1: 1) e Lu. longipalpis (0,41%, razão sexual
M:F= 1: 2,6).
5.2 COMPARAÇÃO ENTRE AS DIFERENTES FORMAS DE CAPTURA
Considerando o esforço amostral entre as capturas realizadas de forma sistemática
com três tipos de armadilha em três meses consecutivos do verão amazônico (outubro,
novembro e dezembro de 2010), foi registrado um total de 1752 indivíduos, pertencentes a 20
espécies. Foi registrado um total de 1.146 exemplares (17 espécies) em capturas por CDC em
solo, 380 (11 espécies) em capturas por CDC em copa, e 227 (10 espécies) em capturas de
Shannon.
A espécie mais frequente para todas as armadilhas foi Lu. antunesi com 598 espécimes
capturados em CDC de solo, 227 em CDC de copa e 180 em Shannon. Lu. furcata foi a
espécie com maior frequência em armadilhas CDC copa (15 exemplares) do que em CDC
solo (12).
34
Tabela 2- Flebotomíneos capturados em três meses consecutivos (outubro, novembro e dezembro de 2010) utilizando diferentes armadilhas (CDC solo, CDC copa e Shannon).
CDC solo
CDC copa
Shannon
Espécies M F M+F M F M+F M F M+F Total
Lutzomyia antunesi 198 400 598 86 141 227 52 128 180 1005
Lu. longispina 168 284 452 24 100 124 1 27 28 604 Lu. furcata 1 11 12 4 11 15 1 1 2 29
Lu. tuberculata 7 13 20 3 3 1 1 2 25 Lu. paraensis 4 9 13 1 1 2 6 2 8 23
Lu. aragaoi 6 6 12 1 1 13
Lu. davisi 5 3 8 2 2 1 2 3 13 Lu. sordellii 4 7 11 11
Lu. rorotaensis 7 7 1 1 1 1 9 Lu. flaviscutellata 5 5 5 Lu. infraspinosa 1 1 1 1 2
Lu. longipalpis 2 2 2 Lu. trinidadensis 1 1 1 1 2
Lu. ayrozai 1 1 1 1 2 Lu geniculata 1 1 1 1 2
Br. travassosi 1 1 1
Lu. dendrophila 1 1 1 Lu. gomezi 1 1 1
Lu. monstruosa 1 1 1 Total por armadilha 396 750 1146 122 258 378 63 163 227 1752
M: machos, F: fêmeas.
As espécies de valor epidemiológico já comprovado e suas respectivas frequências
foram: Lu. paraensis (13 em CDC solo, 2 em CDC copa e 8 em Shannon), Lu. davisi (8 em
CDC solo 2 em CDC copa e 3 em Shannon), Lu. flaviscutellata (5 em CDC solo) e Lu.
ayrozai (1 em CDC solo e 1 em Shannon) e Lu. longipalpis ( 2 em CDC solo).
Comparações da dominância, diversidade e equitabilidade foram realizadas entre os
indivíduos capturados em CDC solo, CDC copa e Shannon e os respectivos resultados são
expressos na Tabela 3. Ao comparar a dominância, percebeu-se que a espécie dominante (Lu.
antunesi) manteve significante diferença entre as armadilhas utilizadas, sendo maior em
Shannon (D: 0,6456). Quanto à comparação da diversidade de espécies, as únicas armadilhas
que obtiveram significativo diferenças foram Shannon e CDC solo, em que esta última
apresentou maior índice (H: 1,105). A equitabilidade não demonstrou diferença na
comparação entre armadilhas.
35
Tabela 3- Comparação da dominância, diversidade e equitabilidade entre os indivíduos capturados pelos três tipos de armadilhas utilizadas no estudo.
CDC solo CDC copa Boot p(eq) Perm p(eq)
Taxa (S) 17 11 0,134 0,379
Indivíduos (n) 1146 378 0 0
Dominância (D) 0,4287 0,47 0,024* 0,02*
Diversidade (H) 1,105 0,9723 0,064 0,059
Equitabilidade (J) 0,3901 0,4055 0,807 0,888
CDC solo Shannon Boot p(eq) Perm p(eq)
Taxa (S) 17 10 0,215 0,528
Indivíduos (n) 1146 227 0 0
Dominância (D) 0,4287 0,6456 0,001* 0,001*
Diversidade (H) 1,105 0,7961 0,002* 0,001*
Equitabilidade (J) 0,3901 0,3458 0,681 0,787
CDC copa Shannon Boot p(eq) Perm p(eq)
Taxa (S) 11 10 0,851 0,911
Indivíduos (n) 378 227 0 0
Dominância (D) 0,47 0,6456 0,001* 0,001*
Diversidade (H) 0,9723 0,7961 0,078 0,073
Equitabilidade (J) 0,4055 0,3458 0,219 0,307 Valor de p calculado por bootstrap, em que 1000 permutações randômicas são realizadas no teste. * Valores de p considerados estatisticamente significativo (≤ 0,05).
5.3 FREQUÊNCIA MÉDIA MENSAL DE FLEBOTOMÍNEOS CAPTURADOS X
PRECIPITAÇÃO PLUVIOMÉTRICA
Durante os meses de outubro de 2010 a outubro de 2011, a frequência média mensal
de flebotomíneos capturados foi de 205 exemplares/ mês, variando entre 749 (Nov 2010) e 31
exemplares (Set 2011) (tabela 2).
A precipitação pluviométrica máxima ocorreu nos meses de fevereiro, março e abril
de 2011 e a mínima em agosto de 2011. No período em que ocorreu a máxima frequência de
flebotomíneos (Nov 2010), a precipitação variou entre 22 e 58 mm. Observando as
frequências dos meses de outubro de 2010 e deste mesmo mês no ano seguinte (2011),
constata-se uma redução de 652 para 80 exemplares.
36
Figura 10- Frequência mensal de flebotomíneos capturados e precipitação pluviométrica na área de estudo, segundo a estação metereológica automática Belém (fonte: www.inmep.gov.br). Dados referentes ao intervalo de outubro de 2010 a outubro de 2011. 5.4 FREQUÊNCIAS MENSAIS DE ESPÉCIES DE INTERESSE EPIDEMIOLÓGICO
Dentre as seis espécies de valor epidemiológico capturadas na área de estudo, 3 foram
monitoradas mensalmente durante outubro de 2010 a outubro de 2011. Lu. flaviscutellata e
Lu. longipalpis, por terem comprovada importância epidemiológica na região, bem como Lu.
antunesi, suspeito na transmissão de L. (V.) lindenbergi. Suas respectivas frequências
mensais ilustradas na figura 11.
Observa-se predominância de Lu. antunesi em todos os meses, com média de 103
exemplares/ mês, sendo a frequência máxima encontrada em novembro de 2010 (465) e
mínima em setembro de 2011 (10). Lu. flaviscutellata apresentou frequência média mensal
de 3 exemplares/ mês e Lu. longipalpis 1,8.
37
Figura 11 – Frequências mensais de Lu. antunesi, Lu. flaviscutellata e Lu. longipalpis, três principais espécies
de interesse epidemiológico registradas no estudo. Fonte: Laboratório Leishmaniose IEC.
5.5 PESQUISA DE INFECÇÃO NATURAL
Durante o período pesquisado, um total de 1804 fêmeas foram dissecadas para
pesquisa de infecção natural. Somente 1 exemplar de Lu. rorotaensis foi encontrado
naturalmente infectado com flagelados sugestivos de infecção por Leishmania spp. As demais
espécies não apresentaram ocorrência de infecção. A taxa de infecção natural no estudo foi
0,05% .
Analisando microscopicamente o desenvolvimento do parasito no trato digestivo do
vetor, observou-se um padrão peripilárico, o que sugeriu serem protozoários do subgênero
Viannia.
Após 1 mês de consecutivas leituras do meio semeado, o mesmo foi descartado por
ser considerado negativo. Os hamsters inoculados foram eutanasiados e biopsiados conforme
técnica descrita, entretanto também não obteve-se sucesso no isolamento da amostra.
38
6. DISCUSSÃO
O município de Ananindeua é considerado o segundo mais populoso do estado do
Pará. Embora emancipado da capital Belém desde a década de 40, seu grande
desenvolvimento teve início na década de 70 com a construção industrial e residencial (Sales
et al., 2011). O progressivo desenvolvimento de Ananindeua tem atraído populações de
diversos municípios em busca de condições de moradia e emprego, levando a elevada taxa
populacional e especulação imobiliária.
A supressão da vegetação primária em vista à ocupação desordenada tem levado a
criação de fragmentos florestais localizados nas proximidades de núcleos urbanos ou
empresas, como é o caso do campus II do IEC, que possui em seu terreno um fragmento de
mata com condições de estabelecimento de um ciclo eco- epidemiológico para leishmanioses.
Além disso, esta área é cercada por residências cujos proprietários criam animais domésticos
como cães e gatos e rurais, como galinhas que podem ser potenciais fontes de repasto
sanguíneas de dípteros hematófagos, como flebotomíneos (Missawa & Lorosa., 2008; Afonso
et al., 2012).
Sobre a domiciliarização de flebotomíneos e a possibilidade de estabelecimento de um
ciclo intra e/ou peridomiciliar, vários estudos mostraram riqueza e abundância de
flebotomíneos em áreas antropizadas, como as observadas no presente estudo (Oliveira et al.,
2011). Instalações mal planejadas e péssimas condições de moradia observadas em torno da
área de estudo também são consideradas condicionantes ao estabelecimento de ciclo
peridomiciliar,conforme destaca Vilela et al (2011).
Sobre aspectos ecológicos, o índice de diversidade calculado para os três tipos de
armadilhas não mostrou diferença entre CDC copa e CDC solo. Entretanto a diversidade foi
significante maior em CDC solo que em Shannon. Isto pode ser atribuído ao tempo de coleta,
visto que algumas espécies podem ter hábitos em um horário diferente daquele estipulado
para a captura com este tipo de armadilha (18- 20:00h). A recomendação do Ministério da
Saúde é que as capturas de Shannon não ultrapassem as 22:00h (Brasil, 2007). Mesmo que o
método utilize isca luminosa, do mesmo modo que as armadilhas CDC, em virtude do CO²
emitido pelos capturadores, ainda que apropriadamente paramentados e protegidos faz da
armadilha de Shannon visto a elevada captura de fauna antropófila.
39
A presença de algumas espécies relacionadas com a transmissão de LTA como Lu.
flaviscutellata e Lu. paraensis em um bolsão de floresta cercado por área urbana pode indicar
a possibilidade de adaptação destas espécies a ambientes antropizados, considerando os
hábitos silvestres destes vetores (Lainson et al., 1994).
Lutzomyia antunesi chamou a atenção por ser a espécie mais frequente capturada
neste estudo (50,1%) e mais dominante nas capturas de Shannon (D: 0,6456), considerando
que esta espécie ocorre geralmente em baixa incidência (<1%) em bolsões de floresta cercado
por áreas urbanas (Oliveira et al., 2011). Neste estudo, embora nenhuma infecção natural
tenha sido verificada nesta espécie, trabalho anterior realizados na Ilha de Marajó (Pará) área
endêmica de leishmaniose visceral mostraram que três espécimes de Lu. antunesi estavam
infectados com flagelados de desenvolvimento suprapilárico, (Ryan et al., 1984).
Lutzomyia davisi parece ser uma espécie muito adaptada, uma vez que tem sido
abundante em outros estudos de fauna flebotomínea (Gil et al., 2003; Rodrigues et al 2011).
Além disso, Lu. davisi foi mais capturado em armadilhas CDC solo do que em CDC copa,
diferentemente de Feitosa et al (2006) que observaram em duas áreas de floresta residual no
município de Manaus, e a maioria dos espécimes em copa. Embora não tenha sido observada
infecção natural, Lu. davisi pode ser considerado de importância epidemiológica, uma vez
que outros pesquisadores capturaram exemplares naturalmente infectados com L. (V.) naiffi
no estado de Rondônia (Gil et al., 2003) e com L. (V.) braziliensis no estado do Pará (Souza
et al., 2010).
Lu. paraensis, está envolvido com a transmissão de L. (V.) naiffi até o momento
somente nos estados do Pará e Amazonas (Rangel & Lainson, 2003). Esta espécie foi
capturada naturalmente infectada com L. (V.) naiffi em Benevides, município com
características ambientais muito semelhantes à Ananindeua e localizado 15,5 km a partir dele
(Silveira et al., 1991). Além disso, infecção natural pelo mesmo parasita foi detectada em
espécimes de Lu. paraensis em floresta primária da Serra dos Carajás (Pará) à 818 km de
Ananindeua (Souza et al., 2010).
Outra espécie de importância epidemiológica capturada na área estudada foi Lu.
flaviscutellata. Esta espécie ocorre em outros municípios paraenses próximos a Ananindeua
como Barcarena e Bujaru sempre em áreas florestais (Souza et al., 2010; Oliveira et al.,
2011). Embora Lu. flaviscutellata não seja considerado uma espécie antropofílica, é o
40
principal vetor de L. (L.) amazonensis, agente etiológico da leishmaniose cutânea anérgica
difusa, forma grave da doença em que lesões mutilantes e infecções secundárias podem
debilitar o paciente (Silveira et al., 2009).
Outra espécie importante, relacionada com a transmissão L. (V.) naiffi na Amazônia e
capturada no campus II do IEC foi Lu. ayrozai (Rangel & Lainson, 2003). Esta espécie, mais
freqüentemente capturada em floresta do que em área peridomiciliar (Guimarães et al., 2012),
foi capturada em baixa freqüência (0,63%), e apenas em CDC solo. Estes resultados são
semelhantes ao de Silva (2002) que capturarou baixa densidade de Lu. ayrozai (0,7%) do
total da fauna, mas diferente dos encontrados por Marcondes (2001) na Mata Atlântica do
estado do Paraná, onde Lu. ayrozai representou 55% da fauna local, sendo 54% distribuída
no solo e 46% em copa de árvores.
Lu. trinidadensis Newstead, 1922 foi capturado tanto próximo ao solo quanto na copa
de árvore. Apesar da baixa densidade (0,14%) esta espécie tem importância epidemiológica,
já que alguns espécimes foram encontrados infectados naturalmente com flagelados em
Carajás, no estado do Pará, Brasil (Souza et al., 2010) e em Barquizimeto, Venezuela
(Bonfante- Garrido et al., 1990). Lu. trinidadensis foi capturado em municípios próximos ao
de Ananindeua, como Barcarena (Oliveira et al., 2011) e Bujaru (dados não publicados),
onde casos de LTA são registrados.
Além de vetores de LTA, registrou-se Lu. longipalpis, que é considerado o principal
transmissor de leishmaniose visceral americana (LVA). Apesar de um pequeno número de
espécimes terem sido capturados na área de estudo, sua presença é muito importante, pois a
LVA tem ocorrido em muitos centros urbanos, como Santarém (PA), Corumbá (MS), Belo
Horizonte (MG) , Araçatuba (SP), Palmas (TO), Três Lagoas (MS), Campo Grande (MS) e
Cuiabá (MT) (Ribeiro et al., 2007; De Paula et al., 2008; Brasil, 2010). Deste modo, a
presença de Lu. longipalpis em nossa área de estudo confirma a sua capacidade de adaptação
em ambientes antrópicos.
Entre as espécies de importância epidemiológica, a frequência de fêmeas foi maiorb
do que os machos. Este padrão de razão sexual também foi observada por Gil et al (2003) em
ambientes degradados no estado de Rondônia. Resultados semelhantes foram observados por
Rodrigues et al (2011), em Uberlândia, Minas Gerais. De acordo com os autores, este padrão
é associado à luz e a disponibilidade de fonte de alimentação de sangue nas proximidades das
41
armadilhas. É bem provável que algumas armadilhas neste estudo tenham sido posicionadas,
ainda que aleatoriamente, próximo a tocas de animais, o que pode ter favorecido a captura de
fêmeas.
Neste estudo, observou-se uma freqüência irregular mensal da fauna de
flebotomíneos, apesar de que a maioria dos espécimes tenha sido capturados no período de
alta precipitação no município de Ananindeua. Esta observação de elevada precipitação e
elevada população de flebotomíneos também foi observado por Jeraldo et al (2012), em
Aracaju, Nordeste do Brasil.
No entanto, alguns espécimes de Lu. longipalpis e Lu. flaviscutellata foram
capturados em junho, quando ocorreu baixa precipitação no município de Ananindeua.
Jeraldo et al (2012) também capturou maior número de espécies anteriores no mesmo mês.
Estes dados relativos à captura de Lu. flaviscutellata foram diferentes dos de Machado et al
(2012) que observaram no município de Taquaruçu, Tocantins, Brasil, maior abundância das
espécies durante o período chuvoso .
Lu. antunesi foi capturado principalmente na estação chuvosa. Estes dados
corroboram com Molina et al, (2008) em floresta aluvial da Colômbia. Barros et al, (2000)
mostraram resultados semelhantes em um estudo da fauna de flebotomíneos no estado do
Maranhão, onde os autores encontraram a maioria dos espécimes durante o período de
execução.
A grande incidência das Leishmanioses no estado do Pará, incluindo alguns
municípios próximos à área de estudo (BRASIL, 2010) e a elevada frequência de espécies
flebotomíneos vetores capturados destacam a necessidade de realizar estudos adicionais para
complementar as informações sobre a fauna de flebotomíneos nesta área e em seguida, fazer
a prevenção e controle das leishmanioses, considerando a presença de espécies de
flebotomíneos de importância epidemiológica.
42
7. CO�CLUSÕES
- De 24 espécies que compõem a fauna da área estudada, Lu. antunesi foi a mais
frequente em todas as capturas;
- As espécies de valor epidemiológico registradas foram: Lu. antunesi, Lu. paraensis,
Lu. davisi, Lu. flaviscutellata, Lu. ayrozai e Lu. longipalpis;
- As armadilhas CDC solo apresentaram maior índice de diversidade de espécies
capturadas;
- A armadilha de Shannon foi a que apresentou maior dominância de Lu. antunesi;
- A frequência mensal máxima de flebotomíneos ocorreu em novembro de 2010;
- A frequência mensal máxima de flebotomíneos ocorreu no período que antecede a
máxima precipitação pluviométrica;
- Com o registro de flagelados no intestino de um exemplar de Lu. rorotaensis, a taxa
de infecção natural do estudo foi de 0,05;
- A fauna transmissora presente na área de estudo mostra a necessidade de
implementação de medidas preventivas e de controle com fim de proteger a população
exposta no município de Ananindeua.
43
8. REFER�CIAS
AFONSO, M.M.S., DUARTE, R., MIRANDA, J.C., CARANHA, L., RANGEL, E.F. Studies
on the Feeding Habits of Lutzomyia (Lutzomyia) longipalpis (Lutz & Neiva, 1912)
(Diptera: Psychodidae: Phebotominae) Populations from Endemic Areas of American
visceral Leishmaniasis in Northeastern Brazil. Journal of Tropical Medicine. P 1-5.
2012.
AGUIAR, G.M., MEDEIROS, W.M., Distribuição regional e hábitats das espécies de
flebotomíneos do Brasil. In: RANGEL, E. F & LAINSON, R. (orgs.), Flebotomíneos do
Brasil. Rio de Janeiro, Fiocruz, cap.3, P.207-256, 2003.
AGUIAR, G.M., SOUCASSAUX, T.A. Aspectos da ecologia dos flebótomos do parque
nacional da serra dos órgãos, Rio de Janeiro. 1. Frequência mensal em isca humana
(Diptera: psychodidae: Phlebotominae). Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 79:
197:209, 1984.
ALENCAR, J.E., NEVES, J., DIETZE, R. Leishmaniose visceral. In: In: VERONESI, R.;
FACACCIA, R., DIETZ, R. Doenças infecciosas e parasitárias. (Eds). Rio de Janeiro:
Guanabara Koogan. cap. 86: 706-717, 1991.
ARAGÃO, H. B. Transmissão da leishmaniose no Brasil pelo Phlebotomus intermedius.
Brasil Med 36: 129-130, 1922.
ARIAS, J.R.; FREITAS, R.A. Sobre os vetores de leishmaniose cutânea na Amazônia Central
do Brasil. 2: Incidência de flagelados em flebótomos selváticos. Acta Amazônica 8: 387-
396, 1978.
ARIAS, J.R., MILES, M.A., NAIFF, R.D., PÓVOA, M.M., DE FREITAS, R.A.,
BIANCARDINI, C.B., CASTELLON, E.G. Falagellate infections of Brazilian sand flies
(Diptera: Psychodidae): isolation in vitro and biochemical identification of
Endotrypanum and Leishmania. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene
34: 1096-1108. 1985.
44
ASHFORD, R.W. The leishmaniasis as emerging and reemerging zoonoses. International
Journal of Parasitology. 30: 1269-1281, 2000.
AZEVEDO, A.C.R., SOUZA N.A., MENESES, C.R.V., COSTA, W.A., COSTA, S.M.,
LIMA, J.B., RANGEL, E.F. Ecology of Sand Flies (Diptera: Psychodidae:
Phlebotominae) North of the State of Mato Grosso, Brazil. Memórias do Instituto
Oswaldo Cruz 97 (4): 459-464, 2002.
BARROS , V.L.L., REBÊLO, J.M.M., SILVA, F.S. Flebotomíneos (Diptera, Psychodidae) de
capoeira do Paço do Luminar, Estado do Maranhão, Brasil. Área de transmissão de
leishmaniose. Cadernos de Saúde Pública, 16: 265-27. 2000.
BONFANTE, G.R., URDANETA, R., URDANETA, I., ALVARADO, J. Natural infection
of Lutzomyia trinidadensis (Diptera: Psychodidae) with Leishmania in Barquisimeto,
Venezuela. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 85: 477. 1990.
BRASIL, Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Manual de Vigilância da
Leishmaniose Tegumentar Americana. 2. ed. atual. Brasília : Editora do Ministério da
Saúde, (Série A. Normas e Manuais Técnicos), 2007. P.180.
BRASIL, Ministério da Saúde. Distribuição da Leishmaniose no Brasil. Brasilia: MS, Jul 9.
2010. Available from: http//www.ministériodasaude.gov.br
CENTER OF DISEASES CONTROL (CDC). Leishmaniasis: Epidemiology & Risk Factors.
Disponível em http://www.cdc.gov/parasites/leishmaniasis/epi.html acessado em
15/03/2013.
DESJEUX, P. Global control and Leishmania HIV co-infection. Clinical Dermatology. 17:
317-315, 1999.
DE PAULA, M.B.C., RODRIGUES, E.A.S., SOUZA, A.A.A., DOS REIS, A.A., DE
PAULA, F.P., NETO, A.A.P., LIMONGI, J.E. Primeiro encontro de Lutzomyia
longipalpis (Lutz & Neiva, 1912) na área urbana de Uberlândia, MG concomitante com
relato de primeiro caso autóctone de leishmaniose visceral humana. Revista da
Sociedade Brasileira de Medicina Tropical 41: 304-305. 2008.
45
DIAS, F.O.P., LOROSA, E.S., REBELO, J.M.M. Fonte alimentar sangüínea e a
peridomiciliação de Lutzomyia longipalpis (Lutz & Neiva, 1912)(Psychodidae,
Phlebotominae). Caderno de Saúde Pública 19:1373-1380, v.5, 2003.
DIAS, E.S., FRANÇA-SILVA, J.C., SILVA, J.C., MONTEIRO, E.M., PAULA, K.M.,
GONÇALVES, C.M., BARATA, R.A. Flebotomíneos (Díptera: Psychodidae) de um
foco de leishmaniose tegumentar no Estado de Minas Gerais. Revista da Sociedade
Brasileira de Medicina Tropical 40 (1): 49-52, 2007.
FEITOSA, M.A.C., CASTELLÓN, E.G. Fauna de flebotomíneos (Diptera: Psychodidae) em
fragmentos de floresta ao redor de conjuntos habitacionais na cidade de Manaus,
Amazonas, Brasil. I. Estratificação Vertical. Acta Amazônica 36 (4): 539 – 548. 2006.
FERREIRA, J.V.S., GORAYEB, I.S. Flebotomíneos (Diptera: Psychodidae) em fragmentos
florestais de Belém, Pará. Resumos do XXVIII congresso Brasileiro de Zoologia.
Belém - Pará, P.784, 2010.
FORATTINI, O.P. Nota sobre o encontro de leishmânias em roedores silvestres de zona.
endêmica de leishmaniose no Estado de São Paulo, Brasil. Revista Paulista Médica 53
(2): 155, 1958.
FORATTINI, O.P. Entomologia Médica. São Paulo: Edgard Blücher, 1973. 658 P., v. 4.
FRAIHA, H., RYAN, L. Taxonomia de flebotomíneos. Instituto Evandro Chagas: 50 anos
de contribuição às ciências biológicas e à medicina tropical. Belém. Fundação Serviços
de Saúde Pública, 1986, v.1.
GIL, L.H.S., BASANO, S.A., SOUZA, A.A., SILVA, M.G.S., BARATA, I.R.,
ISHIKAWA, E.A., CAMARGO, L.M.A., SHAW, J.J. Recent observations on the sand
fly (Diptera: Psychodidae) fauna of the State of Rondônia, Western Amazônia, Brazil: the
importance of Psychodopygus davisi as a vector of zoonotic cutaneous leishmaniasis.
Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro 98 (6): 751-755, 2003.
46
GUIMARAES, V.C.F.V., COSTA, P.L., SILVA, F.J., SILVA, K.G., ARAUJO, A.I.F.,
RODRIGUES, E.H.G., FILHO, S.P.B. Phlebotomine sandflies ( Diptera: Psychodidae)
in São Vicente Férrer, a sympatric area to cutaneous and visceral leishmaniasis in the
state of Pernambuco, Brazil. Revista Sociedade Brasileira de Medicina Tropical 45 :
66-70. 2012.
HAILU, A., MUSA, A.M., ROYCE, C., WASUNNA, M. Visceral Leishmaniasis: New
healthtools are needed. PL Medicine �egleted Diseases 2: 590-594, 2005.
HAMMER, O., HARPER, D.A.T., RYAN, P.D. PAST: Paleontological Statistics Software
Package for Education and Data Analysis. Paleontologia Electronica 4 (1): 9 pp, 2001.
JERALDO V.L.S., GÓES M.A.O., CASANOVA, C., MELO, C.M., ARAÚJO E.D., FILHO,
S.P.B., CRUZ, D.E.R., PINTO, M.C. Sandfly fauna in area endemic for visceral
leishmaniasis in Aracaju, State of Sergipe, Northeast Brazil. Revista da Sociedade
Brasileira de Medicina Tropical 45: 318-322. 2012.
KILLICK-KENDRICK, R. The biology of Leishmania in phlebotomine sandflies. In: Biology
of Kinetoplastida, vol.II (eds W.H.R. Lumsden & D. A. Evans) Academic Press,
London/�ew York. 395-460, 1979.
LAINSON, R., RANGEL, E.F. Ecologia das Leishmanioses: Lutzomyia longipalpis e a eco-
epidemiologia da Leishmaniose Visceral Amareicana (LVA) no Brasil In: RANGEL
E.F., LAINSON, R., Flebotomíneos do Brasil. Fiocruz. RJ. p.291-305, 2003.
LAINSON R., RANGEL E.F. Lutzomyia longipalpis and the eco-epidemiology of American
visceral leishmaniasis, with particular reference to Brazil – A Review. Memórias do
Instituto Oswaldo Cruz 100 (8), p.811-827,2005.
LAINSON, R., SHAW, J.J. Leishmaniasis in Brazil: 1. Observation on enzootic rodent
leishmaniasis - incrimination of Lutzomyia flaviscutellata (Mangabeira) as the vector in
the lower Amazonian basin. Transactions of The Royal Society of Tropical Medicine
and Hygiene. 62(3): 396-405, 1968.
47
LAINSON, R. SHAW, J.J. Evolution, classification and geographical distribution. In: The
leishmaniases in Biology and Medicine. Peters,W. & Killick-Kendrick. R, (eds).
London: Academic 1: 1-120, 1987.
LAINSON, R., SHAW, J.J. New World Leishmaniasis - the neotropical Leishmania species.
In: Microbiology and Microbial Infections. Topley and Wilson’s Collier, L.; Balows,
A., Sussman, M. (eds). p.241-266, 1998.
LAINSON, R., SHAW, J.J, WARD, R.D., READY, P.D., NAIFF, R.D. Leishmaniasis in
Brazil XIII. Isolation of Leishmania from armadillos (Dasypus novencinctus), and
observations on the epidemiology of cutaneous leishmaniasis in north Pará State.
Transactions of The Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene 73: 239-
242.1979.
LAINSON, R., SHAW, J. J., SILVEIRA, F. T., DE SOUZA, A. A. A., BRAGA, R.
R., ISHIKAWA, E. A. Y. The dermal leishmaniasis of Brazil, with special reference to
the eco- epidemiology of the disease in Amazonia. Memórias do Instituto Oswaldo
Cruz, 89: 435- 443, 1994.
LIMA, A.G.D., GUEDES, M.L.S., SHERLOCK, I.A. Horizontal Stratification of the Sand
Fly Fauna (Díptera:Psychodidae) in a Transitorial Vegetation between Caatinga and
Tropical Rain Forest, State of Bahia, Brazil. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz
98(6): 733-737, 2003.
MACHADO, T.O., BRAGANÇA, M.A.L., CARVALHO, M.L., ANDRADE FILHO, J.D.
Species Diversity of sandflies (Diptera: Psychodidae) during different seasons and in
different environments in the district of Taquaruçú, state of Tocantins, Brazil. Memórias
Istituto Oswaldo Cruz 107: 955-959.2012.
MARCONDES, C.B. Entomologia Médica e Veterinária. Editora Atheneu. São Paulo.
2001.
MISSAWA, A.N., LOROSA, E.S. Preferência alimentar de Lutzomyia longipalpis
(Lutz&Neiva, 1912) em área de transmissão de leischmaniose visceral em Mato Grosso.
Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical 41:365-368. 2008.
48
MOLINA, J.A., ORTIZ, M.I., GUHL, F. Sesanolity of Lutzomyia fairtigi (Diptera:
Psychodidae: Phlebotominae), a species endemic to Eastern Colombia. Memorias
Instituto Oswaldo Cruz 103: 477-482. 2008.
OLIVEIRA, D.M.S., SARAIVA, E.M., ISHIKAWA, E.A.Y., SOUSA, A.A.A.M., SILVA,
E.O., SILVA, I.M., Distribution of phlebotomine fauna ( Diptera: Psychodidae) across na
urban-rural gradient in na área of endemic viceral leishmaniasis in northern Brazil.
Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 106 (8): 1039-1044, dezembro de 2011.
PENNA, H. A. Leishmaniose Visceral no Brasil. Brasil Med. 48: 949-50, 1934.
RANGEL, E.F., LAINSON, R. Ecologia das Leishmanioses. Transmissores de Leishmaniose
Tegumentar Americana. In: Flebotomíneos do Brasil. Rangel, E.F. & Lainson.R. (orgs.),
Rio de Janeiro, Fiocruz, cap.6: p.291-305, 2003.
RASO, P., GENARO, O. Leishmaniose Tegumentar Americana. In: Bogliolo Patologia
Brasileiro Filho, G. et al. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1994.
RIBEIRO, A.L.M., MISSAWA, N.A., ZEILHOFER, P. Distribution of Phlebotomine
Sandflies (Diptera: Psychodidae) of Medical Importance in Mato Grosso State, Brazil.
Revista Sociedade Brasileira de Medicina Tropical 45: 317-321. 2007.
RODRIGUES, E.A.S., ANDRADE FILHO, J.D., LIMONGI, J.E., DE PAULA, M.B.C.
Sandfly Fauna (Diptera: Psychodidae) In Parque do Sabiá Complex, Uberlândia, Minas
Gerais, Brazil. Revista Inst Med Trop São Paulo 53: 255-258. 2011.
RYAN, L. Flebótomos do estado do Pará. Documento Técnico. n.1. Belém, 1986
RYAN, L., SILVEIRA, F.T., LAINSON, R., SHAW, J.J. Leishmanial infections in
Lutzomyia longipalpis and Lu. antunesi (Diptera: Psychodidae) on the island of Marajó,
Pará State, Brazil. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and
Hygiene 78:47-48. 1984.
49
RYAN, L.; LAINSON, R.; SHAW, J.J. Leishmaniasis in Brasil. XXIV. Natural flagellate
infections of sandflies (Diptera: Psycodidae) in Pará State, With Particular reference to
the role of Psychodopygus Wellcomei as the vector of Leishmania braziliensis in the
Serra dos Carajás. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and
Higiene, v.81, P.353-359, 1987.
RYAN, L., LAINSON, R., SHAW, J.J., WALLBANKS, K.R. The transmission of
suprapylarian Leishmania by the bite of experimentally infected sand flies (Diptera:
Psychodidae). Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 82(3), P. 425-430, 1987.
SALES, S.C.D., BARBOSA, C.P., MÜLLER, S.F.R., EVERDOSA, D.R., LUZ, J.P.D.,
BRANDÃO, J.A., PIRES, R.N.B.; MARTINS, A.F.P.; ISHIKAWA, E.A.Y.; SILVEIRA,
F.T. Presente situação da Leishmaniose Cutênea na Região Metropolitana de Belém,
estado do Pará, Brasil e municipios adjacentes, com ênfase aos aspectos clínicos e
epidemiológicos da doença. In: XLVII Congresso da Sociedade Brasileira de
Medicina Tropical, 2011.
SHERLOCK, I. A. Importância médico-veterinária. In: Flebotomíneos do Brasil. Rangel,
E.F. & Lainson, R.1. ed. Editora Fiocruz, 2003, p.15-21.
SILVA, C. C. A. Aspectos do sistema imunológico dos insetos. Biotecnologia Ciência e
Desenvolvimento 24: 69-72, 2002.
SILVEIRA, F.T., LAINSON, R., SHAW, J.J., DE SOUZA, A.A.A., ISHIKAWA, E.A.,
BRAGA, R.R. Cutaneous leishmaniasis due to Leishmania (Leishania) amazonensis in
Amazonian Brazil, and the significance of a Montenegro skin-test in human infections.
Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene 85: 735-738.
1991.
SILVEIRA, F.T., ISHIKAWA, E.A.Y., SOUZA, A.A.A., LAINSON, R. An outbreak of
cutaneous leishmaniasis among soldiers in Belem, Para State, Brazil, caused by
Leishmania (viannia) lindenbergi n. SP. A new leishmanial parasite of man in the
Amazon Region.Parasite 9: 43-50, 2002.
50
SILVEIRA, F.T., LAINSON, R., PEREIRA, E.A., SOUZA, A.A.A., CAMPOS, M.B.,
CHAGAS, E.J., GOMES, C.M.C, LAURENTI, M.D., CORBETT, C.E.P. A longitudinal
study on the transmission dynamics of human Leishmania (Leishmania) infantum chagasi
infection in Amazonian Brazil, with special reference to its prevalence and incidence.
Parasitology Reseorch 104:559-567. 2009.
SIQUEIRA, A.M. Subfilo Mastigophora. In: Parasitologia Humana. Neves, D.P. 10.ed. São
Paulo: Atheneu, 2004.
SOUZA, A.A.A., SILVEIRA, F.T., LAINSON, R. BARATA, R.I., SILVA, M.G.S., LIMA,
J.A.N., PINHEIRO, M.S.B., SILVA, F.M.M., VASCONCELOS, L.S., CAMPOS,
M.B. ISHIKAWA, E.A.Y. Fauna flebotomínica da Serra dos Carajás, Estado do Pará,
Brasil, e sua possível implicação na transmissão da leishmaniose tegumentar americana.
Revista Pan-Amazônica de Saúde 1: 45-51, 2010.
TDR – WHO – World Health Organization – Tropical Diseases Research
2007<http://www.who.int/tdr/grants/strategic-emphases/disease.htm#leish >. Acesso em
09 de fevereiro de 2007.
TOLEZANO, J.E. Ecoepidemiological aspecto of american cutaneous leishmaniasis in the
endemic areas of São Paulo, Brazil. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 89: 427-434,
1994.
TORMEN, S. H., NASCIMENTO, J. C. Levantamento da Fauna Flebotomínica Relacionada
ao Surto de Leishmaniose Tegumentar Americana em Blumenau-SC, Diretoria de
Vigilância Epidemiológica (DIVE), 2006.
VILELA, M.L., AZEVEDO, C.G., CARVALHO, M.B., RANGEL, E.F. Phlebotomine Fauna
(Diptera: Psychodidae) and Putative Vectors of Leishmaniases in Impacted Area by
Hydroelectric Plant, State of Tocantins, Brazil. Plos one.v 6. 2011.
WARD, R.D., LAINSON, R., SHAW, J.J. Experimental transmissions of Leishmania
mexicana amazonensis Lainson & Shaw, between hamsters by the bite of Lutzomyia
flaviscutellata (Mangabeira). Transactions of Royal Society of Tropical Medicine and
Hygiene 71: 265-266. 1977.
51
YOUNG, D.G., DUNCAN, M.A. Guide to the identification and geographic distribution of
Lutzomyia sand flies in Mexico, the West Indies, Central and South America
(Diptera:Psychodidae). Memoirs of the American Entomological Institute 54, 881p,
1994.
52
A�EXO 1
Mapa ilustrativo da localização do campus II do IEC no município de Ananindeua, Pará,
Brasil.
53
A�EXO 2
Ficha de campo para registro de espécimes capturados
AP�DICE 1
54
AP�DICE 1
Soluções:
-Solução salina ( NaCl 0,9%)
Água destilada_____________________________________________________________1L
NaCl_____________________________________________________________________9g
-Solução salina com antibiótico
NaCl 0,9%____________________________________________________________ 100mL
Gentamicina (0,04 mg/ml)______________________________________________2mL
Alcobon - 5 – Fluorosytosine ( 10mg/ml)______________________________________10mg