Karin  Larsdotter  (2006):  Microalgae  for  phosphorus  removal  from  wastewater  in  a Nordic climate. A doctoral  thesis  from  the School of Biotechnology, Royal  Institute of Technology, Stockholm, Sweden. ISBN: 91-7178-288-5

Abstract  As  part  of  a  research  project  aiming  to  develop  and  evaluate  a  hydroponic  system  for wastewater  treatment  in  Sweden,  extended  nutrient  removal  by microalgae was  tested.  The hydroponic/microalgal  wastewater  treatment  system  was  built  in  a  greenhouse  in  order  to improve growth conditions for plants and algae. Studies on the treatment step with microalgae showed  that phosphorus  removal could be  successfully accomplished owing  to  the combined effect of phosphorus assimilation and biologically mediated  chemical precipitation of  calcium phosphates. This precipitation was mainly  induced by  the  increased pH  in  the algal  cultures, and the pH increase was in turn a result of the inorganic carbon assimilation by the algae. The results  showed  that  the algal growth was mainly  light  limited which  resulted  in higher algal biomass density  and  also  lower  residual  nutrients  in  the water  at  longer  hydraulic  retention times  (HRT).  In contrast  the phosphorus removal rate was  load  limited,  i.e. shorter HRT gave higher removal rates. This load dependency was due to the chemical precipitation, whereas the phosphorus  assimilation  was  dependent  on  algal  growth.  Furthermore,  results  from  an intensive  study  during  summer  showed  that  culture  depths  of  17  cm  gave  higher  removal efficiencies (78% ‐ 92%) than cultures of 33 cm (66% ‐ 88%). On the other hand, the removal rate per area was higher in the deeper cultures, which implies that these may be preferred if area is of concern.  

Nitrogen  removal was achieved mainly by  the assimilation of nitrate  to algal biomass, and  removal  efficiencies of  around  40%  (nitrate)  could be  reached  for most parts of  the year although the nitrogen removal performance was quite uneven. Up to 60% ‐ 80% could however be reached during summer in the shallow cultures. A net removal in total nitrogen of up to 40% was observed in the shallow cultures during summer, which was most probably a consequence of grazing zooplankton and subsequent urea excretion and ammonia volatilisation as a result of the high pH values.  

Over the year, there were large fluctuations in algal growth and removal efficiency as a result of the seasonal variations  in  light and temperature. During winter, phosphorus removal efficiencies lower than 25% were observed in the shallow tanks and lower than 10% in the deep tanks. Additional illumination during winter improved the phosphorus removal in the shallow cultures but did not have a significant effect on the deep cultures. Such additional illumination increases the total energy demand of the system, and hence alternative methods for phosphorus removal during winter would probably be more economical unless the algal biomass produced had great commercial value. 

Key  words:  assimilation,  hydroponics,  light,  microalgae,  nitrogen,  phosphorus,  plants, precipitation, wastewater treatment 

i

Sammanfattning  Som  del  i  en  studie  där  hydroponisk  avloppsrening  undersökts  testades  även mikroalgers  förmåga  att  rena  avloppsvatten  från  fosfor  och  kväve.  Avlopps‐reningssystemet  byggdes  i  ett  växthus  för  att  under  en  större  del  av  året  kunna tillhandahålla  en  god miljö  för  växterna  i  den  hydroponiska  odlingen  och  även  för algerna.  Studier  av  reningssteget med mikroalger visade  att  algerna kunde  användas framförallt  för  fosforrening,  eftersom  algernas  fosforassimilation  kombinerades  med utfällning  av  kalciumfosfater. Denna  utfällning  var  en  direkt  följd  av  det  höga  pH‐värdet  i algkulturerna  som orsakats av algernas upptag av oorganiskt kol. Resultaten visade vidare att algtillväxten var  ljusbegränsad vilket gav högre algtäthet  samt  lägre kväve‐  och  fosforkoncentrationer  vid  längre  hydraulisk  uppehållstid  (HRT).  Fosfor‐avskiljningen  å  andra  sidan  var  flödesbegränsad,  d.v.s.  kortare  HRT  gav  högre reningshastighet. Detta  berodde  på  att  den  kemiska  utfällningen  var  flödesberoende, medan fosforassimileringen var begränsad av algtillväxt. Grunda kulturer (17cm) visade sig under en intensivstudie på sommaren rena mer fosfor (78 % ‐ 92 %), än lite djupare kulturer  (33cm,  66 %  ‐  88 %). Å  andra  sidan  hade  de  djupare  kulturerna  en  högre reningshastighet per ytenhet, vilket medför att dessa kan vara att föredra om man har begränsade yttillgångar.  

Kvävereningen  var  främst  en  effekt  av  algernas  nitratupptag,  och  en reningseffektivitet på cirka 40 % (av nitrat) visade sig vara möjlig under större delar av året även om kvävereningen var ganska ojämn. Reningseffekter på upp till 60 % ‐ 80 % erfors  även  i  de  grunda  algkulturerna  på  sommaren.  Sommartid  kunde  också  en reduktion  i  totalkväve  med  upp  till  40  %  ses  i  de  grunda  tankarna.  Detta  var förmodligen en följd av att zooplankton betat alger, och att deras ureautsöndring följts av ammoniakavgång till luften som effekt av de höga pH‐värdena.   Över året sågs stora fluktuationer i algtillväxt och fosforreningseffektivitet, vilket var  en  följd  av  de  årstidsberoende  variationerna  i  värme  och  ljus.  Under  vintern avskiljdes mindre  än  25 %  av  fosforn  i  de  grunda  kulturerna  och  under  10 %  i  de djupare  kulturerna.  Tilläggsbelysning  visade  sig  förbättra  reningseffekten  något  i  de grunda  tankarna men  inte  i de djupa. Elektriskt  ljus på vintern ökar  förstås den  totala energiförbrukningen,  och  alternativa  metoder  för  fosforrening  bör  därför  övervägas under  vintern  om  inte  algerna  som  produceras  kompenserar  energiförbrukningen genom ett högt marknadsvärde.  

ii

List of papers This  thesis  is based on  the  following papers, which in  the  text are  referred  to by  their Roman  numerals.  Papers  I‐III  are  reproduced  with  the  kind  permission of  the publishers. 

 I. Norström, A., Larsdotter, K., Gumaelius, L.,  la Cour  Jansen,  J. and Dalhammar, G.  (2003).  A  small  scale  hydroponics  wastewater  treatment  system  under  Swedish conditions. Wat. Sci. Technol. 48(11‐12): 161‐167. 

 II. Larsdotter,  K.,  Norström,  A.  and  Dalhammar,  G.  (2004)  Theoretical  energy requirements for hydroponic wastewater treatment. Vatten 60: 187‐191.  III. Larsdotter, K.,  Söderbäck,  E.  and Dalhammar, G.  (2004).  Phosphorus  removal from wastewater by microalgae in a greenhouse in Sweden. Water Environ. Manag. Ser. 3: 183‐188. IWA Publishing. 

 IV. Larsdotter, K., la Cour Jansen, J. and Dalhammar, G. Microalgae as a phosphorus trap after hydroponic wastewater treatment. Submitted manuscript. 

 V. Larsdotter,  K.,  la  Cour  Jansen,  J.  and  Dalhammar,  G.  Biologically  mediated phosphorus  precipitation  in  wastewater  treatment  with  microalgae.  Submitted manuscript. 

 VI. Larsdotter, K.,  la Cour  Jansen,  J. and Dalhammar, G. Phosphorus removal  from wastewater  by microalgae  in  a Nordic  climate  –  a  year‐round  perspective.  Submitted manuscript. 

 

Related paper Larsdotter, K. (2006) Wastewater treatment with microalgae – a literature review.  Vatten 62   

Related conference contribution Larsdotter, K., Oliviusson, B., Söderbäck, E. and Dalhammar, G. (2002) Phosphorus removal from wastewater by microalgae in a greenhouse in Sweden during winter. Poster presentation at the 1st Congress of the International Society for applied Phycology, 9th International Conference on Applied Algology, Almeria, Spain.

iii

Abbreviations 

BOD    Biochemical oxygen demand Ca2+    Calcium CO32‐    Carbonate COD    Chemical oxygen demand EBPR    Enhanced Biological Phosphorus Removal HCO3‐   Bicarbonate HRAP   High rate algal pond HRT    Hydraulic retention time Mg2+    Magnesium N    Nitrogen   P    Phosphorus 

iv

Contents  1. Introduction.................................................................................................................................. 1 2. Aim and scope ............................................................................................................................. 3 3. Background .................................................................................................................................. 4

Wastewater and wastewater treatment .............................................................................. 4 Hydroponics and other green treatment processes .......................................................... 6 Wastewater treatment with microalgae .............................................................................. 7

Growth in light limited cultures .................................................................................... 8 Phosphorus removal in algal cultures......................................................................... 11 Nitrogen removal in algal cultures .............................................................................. 12 Harvesting ....................................................................................................................... 13 Algal wastewater treatment at higher latitudes ........................................................ 14

4. Results and discussion.............................................................................................................. 16 The hydroponic wastewater treatment plant at Överjärva, a description (Paper I)... 16 Energy requirements of hydroponic wastewater treatment (Paper II) ........................ 18 The pilot study on microalgae in the greenhouse (Paper III) ........................................ 20 The microalgal treatment step (Paper IV)......................................................................... 23 The phosphorus removal mechanisms, a lab‐scale study (Paper V) ............................ 27 The whole‐year study – performance variations over the year (Paper VI) ................. 30 Discussion concerning the applicability of the technique .............................................. 33

5. Conclusions ................................................................................................................................ 35 6. Acknowledgements / Tack....................................................................................................... 37 7. References ................................................................................................................................... 39

v

vi

1. Introduction   Swedish water  and  sanitation  systems  are  functioning well  from  a  technical point  of view; most  people  have  access  to  clean water,  and  the wastewater  in  urban  areas  is taken  care  of  and  treated  centrally  in modern wastewater  treatment plants.  From  an international viewpoint, Sweden is very well developed regarding drinking water safety and wastewater  treatment. However,  in order  to  secure a  sustainable development of the  Swedish  water  and  sanitation  systems  and  to  meet  future  demands  regarding function, health and environmental aspects it may be necessary to reassess the solutions.  

The  Swedish  research  programme  Sustainable  Urban Water Management,  or Urban Water  in  short, has aimed  to develop  support  for  strategic decisions on  future water  and  wastewater  systems  (Urban  Water,  2002).  The  main  questions  in  the programme  have  been:  How  should  the  urban  water  and  wastewater  systems  be designed and operated in a future sustainable Sweden? Will the sustainable water and wastewater systems of the future be improved versions of those that exist today, or will there be some radical changes? A conceptual framework was developed that describes the interplay between users, technology and organisation, and five groups of criteria for sustainability  were  also  defined:  health,  environment,  economy,  socio‐culture  and technical function (Figure 1). Each group of criteria has a number of indicators which are quantifiable (Hellström et al., 2000). The project described in this thesis fits in mainly in the  technology  sub‐system,  and  deals  primarily  with  the  environmental  criteria concerning eutrophication and use of natural resources. 

                 

Figure 1. The Urban Water conceptual framework (Urban Water, 2002).  

1

Although the Swedish urban wastewater treatment systems of today are efficient, some drawbacks  are  sludge  production  and  the  need  for  chemicals.  In  one  of  the  projects within  the Urban Water  programme,  an  alternative  system was  therefore  suggested which combines hydroponics with the biological steps used in conventional wastewater treatment. The main advantages were expected to be that no chemicals were used in the process, that green biomass was produced instead of sludge and that valuable products could be recovered from the nutrient rich wastewater. The cultivation of valuable plants as an  integrated part of wastewater  treatment sounded attractive, and  the question  to answer was  rather whether  this  kind  of  ecotechnological  approach  is  suitable  in  the Swedish  climate,  and  if  it  could  contribute  to  a more  sustainable development of  the water  and  wastewater  sector.  In  the  project,  which  was  called  “Integrated  product recovery  and wastewater  treatment”,  a  hydroponic wastewater  treatment  pilot  plant was built in a greenhouse at Överjärva gård, a farm close to Stockholm. Several species of green plants were successfully cultivated and harvested, and it was obvious from the start  that hydroponic  cultivation of plants  in wastewater  is  relatively  easy. However, since  the  effluent  standards  imposed  on  the  treatment  plant,  for  phosphorus  in particular, were hard  to  achieve  completely with  the  current design  of  the  treatment plant, an additional green  treatment was also proposed – microalgae. The microalgae functioned mainly as a phosphorus trap after the hydroponics, but algal biomass could potentially  also  be  used  for  other  purposes,  e.g.  production  of  pharmaceutical substances  (Borowitzka,  1988;  Glombitza  and  Koch,  1989),  food  (Grobbelaar,  1982), animal  feed  (Becker, 1988),  fertilizers  (Benemann, 1979),  fuel  (Calvin and Taylor, 1989) and hydrogen gas production (Benemann, 2000) (a review covering most applications is also given by Richmond (1990)).   

2

2. Aim and scope  

Besides  the  construction  and  evaluation  of  the  hydroponic  wastewater  treatment system,  the  aim  of  the work  presented  in  this  thesis  has mainly  been  to  construct  a microalgal treatment step for the polishing of residual nutrients in the effluent from the hydroponics, and  to evaluate  the suitability of  the process  in Sweden. Some questions have been: 

 • Can microalgae be used for extended nutrient removal from wastewater in 

hydroponic treatment systems?  • What sorts of microalgae work well in the treatment process?  • What  phosphorus  and  nitrogen  removal  rates  and  efficiencies  can  be 

expected?  • What are the mechanisms for phosphorus removal? 

 • How does the performance vary over the year?  • How can the nutrient removal be optimised? 

 • What is the area demand? 

 The results are naturally dependent on  the wastewater composition and climate at  the specific site, and also on the greenhouse and bioreactor design. Nevertheless, the results presented give useful guidance for the suitability of similar light dependent wastewater treatment techniques in a Nordic climate. 

 

3

3. Background 

Wastewater and wastewater treatment  Domestic wastewater contains high concentrations of organic and inorganic nutrients. If released untreated, receiving waters such as lakes and streams may suffer from oxygen depletion  as  a  direct  effect  of  the  microbial  oxidation  of  organic  pollutants  and ammonium, and indirectly as an effect of eutrophication. Such eutrophication is caused mainly by the plant nutrients nitrogen and phosphorus that promote algal blooms in the receiving water, which in turn consumes oxygen when the algae are degraded. If severe oxygen depletion occurs, the benthic fauna and fish may die. Nevertheless, all degrees of  eutrophication  have  an  impact  on  the  ecological  communities  and  in many  cases cause decreased biodiversity. 

To cope with the negative effects of wastewater on the recipient, different steps of wastewater  treatment  have  been  developed,  and  these  are  described  by  e.g.  Bitton (1990), Henze et al.  (2002) and Ødegaard  (1992). Primary  treatment aims at  removing large particles  in the sewage by means of grids or sedimentation. Secondary treatment reduces the biochemical oxygen demand (BOD) in the wastewater by oxidizing organic compounds and ammonium. This process, which  is often carried out  in aerated  tanks with so called activated sludge, involves both heterotrophic bacteria and protozoa. The bacteria degrade  the organic material and  the protozoa graze  the bacteria, and  in both cases organic material is converted to carbon dioxide and water. In addition to activated sludge,  secondary  treatment  may  also  be  performed  with  e.g.  trickling  filters  or oxidation ponds.  

Tertiary  wastewater  treatment  mainly  aims  at  removing  the  plant  nutrients nitrogen  and  phosphorus.  Nitrogen  may  be  removed  by  nitrification‐denitrification processes, where  the  ammonium  is  first  oxidized  to  nitrate  by  nitrifying  bacteria  in aerobic  reactors, and  thereafter  recycled  to an anoxic  (oxygen  free)  reactor where  it  is converted to nitrogen gas (N2) by denitrifying bacteria. The first step in the nitrification is oxidation of ammonium to nitrite (1) and the second step is the oxidation of nitrite to nitrate (2): 

 

1. NH4+ + 3⁄2 O2 →  NO2‐ + 2H+ + H2O  

2. NO2‐ + 1⁄2 O2 →  NO3‐   

Nitrification  is  performed  by  autotrophic  bacteria  belonging  to  the  family Nitrobacteriaceae. Denitrification, on the other hand, is carried out by a large number of 

4

heterotrophic  bacteria, which  all  need  organic  carbon  for  growth.  The  denitrification reaction  also  has  nitrite  as  an  intermediary  step,  and  is  performed  according  to  the following reaction: 

     NO3‐  →  NO2‐  →  NO  →   N2O  →  N2

  

Phosphorus  in  wastewater  is  most  often  removed  by  chemical  precipitation  with aluminium or iron salts to form aluminium or ferric phosphate: 

   Me3+ + PO43‐  →  MePO4

 The metal  (Me) salts are generally added  in excess  to compete with natural alkalinity, mainly according to the following reaction (Henze et al., 2002): 

   Me3+ + 3 HCO3

- → Me(OH)3 + 3 CO2

 However, the precipitation product may be a relatively complicated combination of the metal  added,  calcium,  carbonate  and  phosphate  (Henze  et  al.,  2002).  In  addition  to chemical  precipitation  with  metal  salts,  chemical  phosphorus  removal  can  also  be achieved  by  adsorption  to  filter materials  containing positively  charged  surfaces,  e.g. limestone, zeolites, blast furnace slag or LECA (Westholm, 2006). 

Besides chemical means  for phosphorus  removal, biological methods also exist. One  way  is  the  Enhanced  Biological  Phosphorus  Removal  (EBPR)  process.  In  this process, bacteria  in  the activated sludge over‐accumulate phosphorus as a response  to shifts between aerobic and anaerobic  conditions. When  the  environment  is anaerobic, the bacteria use their phosphorus storage as energy source to pick up substrate, and the phosphorus  is  thereby  released  (Christensson,  1997;  Henze  et  al.,  2002). When  the conditions are shifted to aerobic, however, more phosphorus than was released is taken up  by  the  cells  and  a  net  removal  is  achieved. Magnesium  and  potassium  are  co‐transported  with  phosphate,  and  the  excess  phosphorus  is  stored  in  the  cells  as polyphosphate granules (Bitton, 1990). Moreover, chemical precipitation of phosphorus may  also  occur  in  the  EBPR  process  as  a  result  of  the  increased  phosphorus concentration  in  the water during  the anaerobic phase  (Arvin, 1983). Such biologically mediated phosphorus precipitation can also be promoted by denitrification, which is an alkalinity producing process that increases the pH, which in turn induces precipitation of phosphates (Arvin, 1983).  

 

5

Hydroponics and other green treatment processes  Apart  from  the  tertiary  treatment processes described above, other biological nutrient removal  processes  also  exist,  e.g. wetlands,  hydroponics  and  algal  cultivation.  These treatment systems primarily concern nutrient assimilation into green biomass, but other nutrient  stripping  processes  are  also  involved.  In  wetlands,  nitrification  and denitrification may polish the wastewater from nitrogen, particularly if the water level is varied which promotes alternately aerobic and anoxic conditions (McBride and Tanner, 1999). Furthermore, phosphorus removal may  in addition  to biological assimilation be achieved by sorption to soil particles or precipitation with cations in the water (White et al.,  1999). Sedimentation  is  often  the  most  important  removal  mechanism  for phosphorus in wetlands. 

In hydroponic wastewater treatment, which means cultivation of green plants in wastewater without  any  solid  support material,  the nutrients  are  assimilated directly from  the water by  the plant  roots  (Jewell, 1994; Ayaza and Saygin, 1996; Ghaly et al., 2005). However,  since most  plant  roots  need  aerobic  conditions  to  thrive,  adequate aeration of the hydroponic tanks is crucial. In addition to the direct nutrient uptake by vascular plants, microbial biofilms on  the roots may also contribute  to  the wastewater treatment  by  e.g.  BOD  degradation  and  nitrification  (Todd  and  Josephson,  1996; Polprasert and Khatiwada, 1998; Todd et al., 2003; Vaillant et al., 2003; Norström, 2005b). In order to optimize the wastewater treatment performance in hydroponic systems, fast‐growing plant  species which assimilate  large amounts of nutrients, as well as  species with large root systems which maximize the surface area for biofilms should be selected. However,  if  the system  is  integrated with product recovery,  the choice of species may also be based upon the type of products that are of interest.  

Hydroponic wastewater treatment has been tested in some different locations at higher  latitudes,  e.g.  in Denmark  (Hinge  and  Stewart,  1997;  Jungersen,  1997),  South Burlington, USA (Todd et al., 2003), at Stensund, Sweden (Guterstam, 1996; Guterstam et al., 1998) and also at Överjärva, Sweden, which is where the project described in this thesis  is  located  (Figure  2)  (Norström  et  al.,  2003).  A  comparative  study  of  six hydroponic wastewater  treatment  plants  located  in  greenhouses  at  higher  latitudes, however,  have  concluded  that  the  main  mechanisms  for  nutrient  removal  in  such systems  are  due  to microbial  activity  rather  than  assimilation  by  plants  (Norström, 2005a).  BOD  and  nitrogen  removal  is  often  satisfactorily  achieved  by  microbial processes, but the phosphorus removal is not very efficient.  

 

6

                Figure 2. Pictures of  the hydroponic  cultivation of green plants at  the Överjärva wastewater  treatment plant. (Photo: Kaj Kauko)  

  

Wastewater treatment with microalgae  Microalgae are microscopic photosynthesising organisms which are found primarily in aquatic  habitats.  The  idea  of  using  microalgae  for  wastewater  treatment  originally developed  in  the  1950s  in California  by William Oswald  (Oswald  and Gotaas,  1957; Oswald,  1963).  The  role  of  the  algae was  both  to  assimilate  plant  nutrients  and  to support bacteria with oxygen. The bacteria, in turn, were involved in the degradation of organic material  in  the wastewater,  the  same  process which  is  utilised  in  activated sludge (Figure 3).  

  Organicwaste

Excessbacteria

Excessalgae

Solarenergy

CO2 + H2O + NH4+

Chlorophyll

Dissolved oxygen

Bacterialoxidation

Algalphotosynthesis

Organicwaste

Excessbacteria

Excessalgae

Solarenergy

CO2 + H2O + NH4+

Chlorophyll

Dissolved oxygen

Bacterialoxidation

Algalphotosynthesis

          

Figure  3.  The main  processes  involved  in  a  high  rate  algal  pond,  extracted  from Oswald  and Gotaas (1957).  

7

The process was developed in shallow ponds, less than a meter deep and continuously stirred with paddle wheels. These, so‐called high rate algal ponds (HRAP), were aerobic throughout  their  volumes  in  contrast  to  facultative  ponds which  are  anoxic  near  the bottom  (Oswald,  1988a).  The  HRAPs  are  often  built  as  so‐called  raceways,  with  a meandering  configuration  (Figure  4).  Properly  designed  and  operated  HRAPs  are capable  of  removing more  than  90%  of  the BOD  and up  to  80%  of  the nitrogen  and phosphorus (Oswald, 1988b).  

Water in

Water out Figure 4. Schematic picture of a raceway pond.   Apart  from open ponds, microalgae  can also be  cultivated  in  closed photobioreactors such as tubes or flat panels (Richmond, 1990; Borowitzka, 1996; Pushparaj, 1997; Grima et al., 1999; Mirón, 1999). These often have better light penetrating characteristics which makes  it  possible  to  sustain  higher  biomass  and  productivity  with  less  hydraulic retention  time  (HRT)  than  is  possible  in  open  ponds  (Borowitzka,  1998).  However, closed bioreactors are often more sophisticated and operation demanding  than ponds, and  are  mostly  used  for  commercial  production  of  microalgae  rather  than  for wastewater treatment.   

Growth in light limited cultures Since  wastewater  is  a  very  nutrient  rich  medium,  most  algal  cultures  grown  in wastewater  are  growth  limited  by  light  or  carbon  rather  than  by  plant  nutrients (Oswald, 1988b; de la Noüe et al., 1992). Light limited cultures behave in a manner quite different from nutrient limited cultures, which is described by Pipes and Koutsoyannis (1962). The growth of an organism cultured in a nutrient limited culture is a function of the concentration of the limiting nutrient in the culture. The higher concentration in the medium, the higher cell density can be achieved at steady state. The cell density is thus constant and not a function of the medium flow rate or the average HRT in the culture.    Cultures limited by light or inorganic carbon supply, however, show a somewhat different growth pattern both in batch and continuous cultures. In a batch culture with 

8

algae in a nutrient rich medium, e.g. wastewater, the growth will be exponential in the beginning when  the cell density  is  low, and  this  is similar  in nutrient  limited cultures (Figure 5). As the cell density increases, however, mutual shading of the cells causes the light intensity seen by each cell to decrease (Raven, 1988; Borowitzka, 1998; Wood et al., 1999). At a certain cell density  the average  light  intensity seen by each cell  is  less than saturation light intensity, and light then becomes the factor limiting growth. The growth rate of  every  single  cell  thereafter decreases as  the  cell density  increases, and  the  cell density  increases  linearly; the  linear growth phase of the culture has started. The algal biomass production hereafter  is proportional  to  the  light  intensity provided, and  thus constant if the light intensity is constant. In a nutrient limited culture, on the other hand, the  growth  rate  decreases  and  there will  be  no  net  growth  of  the  population  as  the limiting nutrient is depleted.                 Figure 5. Batch culture of the cyanobacterium Anabaena PCC 7120 in synthetic wastewater. a) Cell density versus  time  and  b)  the  same  but  with  logarithmic  scale.  During  the  first  week,  the  growth  was exponential, which can be seen as a linear increase in b). Thereafter, the culture is becoming light limited. This can be seen in b) where the linear increase levels off. After this, the growth is linear with a constant biomass production (g dry weight per litre and day) which can be seen in a). (Unpublished results from studies within the doctoral project)   In light‐limited continuous cultures, the cell density at steady state will be proportional to  the amount of photons captured during  the average HRT. The cell density per area hence mainly depends on two factors:  

1. HRT. The longer the HRT, the higher the cell density (Figure 6).  

0,0

2

4

6

8

0

2

4

0 10 20 30 40

days

cell

dens

ity (g

/L)

-4,0

-3,5

-3,0

-2,5

-2,0

-1,5

-1,0

-0,5

0,0

0,5

0 10 20 30 40

days

LN c

ell d

ensi

ty (g

/L)

0,

0,

0,

0,

1,

1,

1,

0,0

2

4

6

8

0

2

4

0 10 20 30 40

days

cell

dens

ity (g

/L)

-4,0

-3,5

-3,0

-2,5

-2,0

-1,5

-1,0

-0,5

0,0

0,5

0 10 20 30 40

days

LN c

ell d

ensi

ty (g

/L)

a) b)

0,

0,

0,

0,

1,

1,

1,

0,0

2

4

6

8

0

2

4

0 10 20 30 40

days

cell

dens

ity (g

/L)

-4,0

-3,5

-3,0

-2,5

-2,0

-1,5

-1,0

-0,5

0,0

0,5

0 10 20 30 40

days

LN c

ell d

ensi

ty (g

/L)

0,

0,

0,

0,

1,

1,

1,

0,0

2

4

6

8

0

2

4

0 10 20 30 40

days

cell

dens

ity (g

/L)

-4,0

-3,5

-3,0

-2,5

-2,0

-1,5

-1,0

-0,5

0,0

0,5

0 10 20 30 40

days

LN c

ell d

ensi

ty (g

/L)

a) b)1,

1,

1,

0,

0,

0,

0,

9

2. Light  intensity.  The  higher  the  intensity,  the  higher  the  cell  density  (up  to  a certain limit, after which light starts inhibiting growth, so called photoinhibition (Krüger and Elnoff, 1981; Borowitzka, 1998; Oliver and Ganf, 2000)). 

               

a) b)

0

50

100

150

200

250

300

2 3 4 5

HRT (days)

Prod

uctio

n (m

g D

W L

-1 d

-1)

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

0 1 2 3 4 5 6

HRT (days)

Cel

l den

sity

(mg

DW

L-1

)

a) b)

0

50

100

150

200

250

300

2 3 4 5

HRT (days)

Prod

uctio

n (m

g D

W L

-1 d

-1)

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

0 1 2 3 4 5 6

HRT (days)

Cel

l den

sity

(mg

DW

L-1

)

Figure 6. a) cell density and b) algal biomass production as a  function of HRT. As can be seen,  the cell density  increases with  increased HRT, whereas  the production remains constant. This  indicates  that  the culture was limited by light (or by external inorganic carbon supply). (Extracted from Paper V)   However, since the light intensity decreases exponentially with depth in water, the cell density per volume will also be lower the deeper the culture is. Consequently, in order to achieve dense algal cultures the depth is an important parameter to work with. As the residual  nutrient  concentration  in  the medium  decreases with  increased  cell  density, high‐density cultures are then favourable from a wastewater treatment perspective since effluent limits of nitrogen and phosphorus must usually be met.  However,  light  is not always  completely necessary  for algal growth, and  some microalgae have the ability to grow without light on organic carbon sources instead of carbon  dioxide,  such  as  organic  acids,  sugars,  acetate  or  glycerol  (Fogg,  1975; Kawaguchi,  1980;  Borowitzka,  1998; Wood  et  al.,  1999; Ogbonna  et  al.,  2000).  Some studies have indicated that about 25 ‐ 50% of the algal carbon in high rate algal ponds is derived  from  heterotrophic  utilisation  of  organic  carbon  (Borowitzka,  1998). Nevertheless, in order to have dense cultures of microalgae at higher latitudes, the light conditions should be the most important operational parameter to optimize. 

10

Phosphorus removal in algal cultures Assimilation Microalgae, like all organisms, need phosphorus to grow. The phosphorus is used in the cells mainly  for production of phospholipids, ATP and nucleic acids. Algae assimilate phosphorus as inorganic orthophosphate, preferably as H2PO4‐ or HPO4

2-, and the uptake process  is  active,  i.e.  it  requires  energy  (Becker,  1994).  Organic  phosphates  can  be converted  to  orthophosphates  by  phosphatases  at  the  cell  surface,  and  this  occurs especially when orthophosphates are in short supply. Moreover, microalgae are able to assimilate  phosphorus  in  excess,  which  is  stored  within  the  cells  in  the  form  of polyphosphate (volutin) granules. These reserves can be sufficient for prolonged growth in the absence of available phosphorus (Fogg, 1975; Oliver and Ganf, 2000). The growth rate  of  an  alga  may  therefore  not  respond  at  once  to  changes  in  the  external concentration  of phosphorus,  as  opposed  to  the  immediate  responses  to  temperature and  light. Mostert and Grobbelaar  (1987)  found  that  the phosphorus  concentration  in cells varied with supply concentration, from approximately 1 mg P per g dry mass at a supply concentration of 0.1 mg P l‐1 to 100 mg P per g dry mass at supplies of 5 mg P l‐1 and  greater. On  average,  an  algal  cell  contains  13 mg  P  per  g  dry weight  (Oswald, 1988a). Algae cultivated in wastewater, which normally has a concentration of between 10  and  20 mg P L‐1, may hence  contain much higher  amounts of phosphorus  than  is needed for growth.  

In order to maximize the phosphorus assimilation, it is important to optimize the growth conditions for the algae since the assimilation of phosphorus generally depends on the algal carbon assimilation, and hence on the algal growth. Since algae starved of nutrients  take  up  phosphorus much  faster  than  non‐starved  algae,  there  is  also  the possibility of using an operational strategy where starved algae are added to the reactor.   Precipitation When microalgae photosynthesise,  they  take up  inorganic carbon  from  the water. The inorganic  carbon  species  normally  used  by microalgae  are  carbon  dioxide  (CO2)  and bicarbonate (HCO3‐) (Oswald, 1988a; Borowitzka, 1998), the latter requiring the enzyme carbonic anhydrase to convert it to CO2. When bicarbonate is used as carbon source, the pH in the medium increases due to the reaction: 

 

  HCO3‐ → CO2 + OH-

This pH increase, which can elevate the pH in algal cultures to values above 11, strongly affects  the  water  chemistry.  Phosphorus  may  as  a  result  precipitate  with  available cations  to  form metal  phosphates, where  calcium  phosphates  are  the most  common. Besides being promoted by high pH values, precipitation of calcium phosphates is also 

11

favoured  by  increased  temperature  as  well  as  high  concentrations  of  calcium  and phosphorus (Song et al., 2002). Precipitation from wastewater is also possible at neutral pH values, but  then  the phosphate concentration must be at  least 50 mg P L‐1 and  the calcium  concentration  100 mg Ca  L‐1  (Carlsson  et  al.,  1997).  In  soft water,  i.e. with  a calcium concentration of less than 50 mg L‐1, the phosphate concentration must be even higher  in  order  to  induce  precipitation.  At  low  aqueous  calcium  and  phosphate concentrations, precipitated calcium phosphates may also be redissolved.  

There are several different calcium phosphates that may form from wastewater, which  all  have  Ca/P  molar  ratios  between  1  and  1.67.  Some  salts,  like  amorphous calcium  phosphate  (ACP),  dicalcium  phosphate  and  octacalcium  phosphate may  be precursors  to  hydroxyapatite  (HAp),  which  in  turn  is  the  most  thermodynamically stable (Arvin 1983). Such HAp formation is, however, inhibited by high concentrations of magnesium,  carbonate  and  pyrophosphates  (P2O74‐)  (Fergusson  et  al.,  1973; Arvin, 1983). The effect of magnesium  is pronounced when  the Mg/Ca  ratio exceeds 0.45. At pH  levels  above  10.5,  however,  magnesium  precipitates  with  hydroxide  ions  and consequently  loses  its  effect  on  the  phosphorus  solubility  (Jenkins  et  al.,  1971). Carbonate  both  decreases  the  crystallinity  of  calcium  phosphates  and  promotes  the formation of ACP, but also competes with phosphates  in precipitating with calcium to form calcite (CaCO3) at pH values above 8 (Fergusson and McCarty, 1971; Arvin, 1983). As a  result,  the phosphorus precipitation  rate  is  inversely  correlated  to  the  carbonate concentration (Fergusson et al., 1973).  

Chemical precipitation of phosphorus may comprise a significant part of the total phosphorus removal  in algal wastewater  treatment  (Doran and Boyle, 1979; Moutin et al., 1992; Proulx et al., 1994; Mesple et al., 1996; Tam and Wong, 2000). Particularly  in areas with hard water,  i.e. water with high concentrations of calcium and magnesium, this effect may be pronounced. The chemical stripping of phosphorus may be regarded as an advantageous by‐effect of the algal growth, with enhanced phosphorus removal as a result. Another advantage  is  that  the chemical sludge which  is produced  is easier  to harvest than free‐floating cells due to the tendency of the precipitate to sink.  

 

Nitrogen removal in algal cultures Nitrogen removal  in microalgal wastewater treatment processes  is mainly achieved by assimilation to algal cells. Nitrogen is the second most important nutrient after carbon, and may  comprise more  than  10%  of  the  biomass  (Becker,  1994). Nitrogen  exists  in many forms, and the most common nitrogen compounds assimilated by microalgae are ammonium (NH4+) and nitrate (NO3‐) (Oliver and Ganf, 2000). The preferred compound is  ammonium,  and  when  this  is  available,  no  alternative  nitrogen  sources  will  be assimilated (Bhaya et al., 2000). However, high ammonium concentrations (>20 mg NH4‐N L‐1) are not  recommended since  in combination with high pH values,  the cells may 

12

suffer from ammonia toxicity (Borowitzka, 1998). In addition to ammonium and nitrate, urea  ((NH2)2CO) and nitrite  (NO2‐) can also be used as nitrogen sources. However,  the toxicity  of  nitrite  at  higher  concentrations  makes  it  less  convenient  (Becker,  1994). Cyanobacteria  are  also  able  to  assimilate  the  amino  acids  arginine,  glutamine  and asparagine, and  some  species of  cyanobacteria  can  fix nitrogen gas  (N2)  (Bhaya et al., 2000). Of all nitrogen sources, this nitrogen fixation is the most energy demanding and only occurs in some cyanobacteria when no other nitrogen compounds are available in sufficient amounts (Benemann, 1979). Several microalgae can take up nitrogen in excess of the immediate metabolic needs, so called luxury consumption. This can be used later in the case of nitrogen starvation.    For wastewater treatment purposes, the nitrogen assimilation may be optimized by maximizing algal growth. However, in addition to assimilation of nitrogen, ammonia may also be stripped to the air as a result of the increased pH values often found in algal cultures  (Tam and Wong, 2000; Nunez et al., 2001). Denitrification, which  is  the major microbial process utilised in conventional wastewater treatment, is not often considered as  a  significant process  in  algal  cultures  though,  since  the high  oxygen  levels mostly found do not promote that reaction.   

Harvesting Since a large part of the nutrients in algal wastewater treatment systems will end up as biomass,  harvesting  is  crucial  in  order  to  separate  both  nutrients  and  BOD  from  the water. However, because microalgae are very small and usually have slow settling rates, this  is not easily achieved and  is consequently a cost expensive part of  the cultivating process  (Benemann, 1989; de  la Noüe et al., 1992). Even  though harvesting effectively can  be  accomplished  by  e.g.  filtration  or  centrifugation,  such  methods  may  be  too difficult or costly to implement (Mohn, 1988; de la Noüe et al., 1992; Tang et al., 1997). Sedimentation without  the addition of chemicals  is  the most common method  in  full‐scale  facilities  (García  et  al.,  2000),  but  previous  flocculation  is  mostly  desirable. Flotation of unicellular algae without flocculation may also be very difficult due to the hydrophilic  cell  surface  on which  air  bubbles will  not  attach  (personal  unpublished experiences). Examples of chemical flocculants to use with flotation or sedimentation are alum,  lime, FeCl3, cationic polyelectrolytes and Ca(OH)2, and some more  toxically safe flocculating agents are e.g. potato starch derivatives and chitosans (Moraine et al., 1980; Mohn, 1988; de la Noüe et al., 1992). Some microalgae may flocculate naturally, so‐called bioflocculation.  The  process  is  often  induced  by  turbulence  stress  and  results  in formation of biopolymers by extracellular enzymes. The polymers can also be produced by bacteria associated with the algal cells, but in both cases this leads to changes in the surface charge  that  in  turn causes  the cells  to aggregate  (Lincoln and Koopman, 1986; Mohn, 1988). In particular some species of cyanobacteria form flocs spontaneously and 

13

some cyanobacteria are also able  to  form gas vacuoles  that makes  them accumulate at the water surface, and both these features make them easy to harvest (Benemann, 1979).   For wastewater treatment purposes, fast mixing of the algal culture and increased HRT may be  recommended  since  this  increases  the harvestability of  the algae due  to bioflocculation  (Benemann  et al.,  1980). However,  longer HRT also makes  the  culture more susceptible  to grazing zooplankton; with an HRT of  four days or  longer, regular crashes of  the algal  culture have been experienced  (Benemann et al., 1980). This may, however, not be very problematic since the algae rapidly recover after such crashes. On the other hand, grazing zooplankton may also be utilized for the harvest of algae, which is known as biological filtration. With this method, easily harvested filter feeders are fed with algae and  it  is consequently a  form of aquaculture. Well known  filter  feeders are mussels  and  cladocerans  like Daphnia  spp.  (de  la Noüe  et  al.,  1992). Complete  food chains  starting  with  wastewater  or  urine  have  been  studied  in  order  to  develop integrated  systems  able  to  generate  useful  biomass  simultaneously  with  effluent purification (Etnier and Guterstam, 1991; Adamsson, 2000).  

A solution in order to avoid the need for harvest is to immobilize the algal cells in gelatinous media such as alginates or synthetic polymers (Brouders et al., 1989; Kaya et al., 1995; Robinson, 1997). The algae‐medium mixture is often shaped like beads, but can even cover screens or surfaces (Borowitzka, 1998). The medium allows the nutrients in the wastewater to diffuse to the cells, and the nutrient uptake rates have been shown to be similar for free and immobilized cells (de la Noüe et al., 1992).  

 

Algal wastewater treatment at higher latitudes Since microalgal cultures are often  light  limited, cultivation at higher  latitudes may be problematic during the darker period of the year. Even at latitudes lower than Sweden, e.g. Spain 37°N, variations over the year are observed with several times higher biomass productivity during summer than during winter (Mirón, 1999). At higher latitudes, this effect  is  naturally  even  more  pronounced.  Not  many  studies  on  microalgae  for wastewater  treatment have been  conducted  in  colder  climates; however,  some  results regarding  the  performance  during  summer  have  been  reported.  For  example,  in  an HRAP  at  63°N  latitude,  a  removal  of  total  phosphorus  of  up  to  49% was  reported (Grönlund, 2004). Algal cultivation has also been tested  in greenhouses e.g. on diluted human urine at 57°N where the algae removed between 37% and 97% of the phosphorus during summer and autumn  (Adamsson, 2000). Some researchers have suggested  that algal  and  cyanobacterial  species  isolated  from  high‐latitude  ecosystems may perform well  in  wastewater  treatment  since  they  are  adapted  to  growth  in  colder  climates; however, even if the strains tolerate low temperatures, they always grow faster at higher temperatures,  i.e.  they  are  cold  tolerant  (psychrotrophic)  rather  than  cold  loving (psychrophilic)  (Talbot et al., 1991; Tang et al., 1997; Chevalier et al., 2000). Generally, 

14

temperatures between 15°C and 25°C seem to suit most algal species, even those which are adapted to growth at lower temperatures. Nevertheless, cold tolerant species may be important  in wastewater  treatment processes  in  a Nordic  climate,  even  if  the growth conditions are not optimal. 

 

 

15

4. Results and discussion 

The  hydroponic wastewater  treatment  plant  at Överjärva,  a  description (Paper I)  During the years 2000‐2001, a hydroponic wastewater treatment plant was constructed at Överjärva  farm  in  Solna,  close  to  Stockholm. The  treatment plant  treats municipal wastewater  from  the  farm which  includes  two  resident  families,  a  cafeteria,  biology education  for children, different  shops and other activities. A  thorough description of the evolution of the wastewater treatment plant is given in the doctoral thesis by Anna Norström (2005b), and results from the first study on the treatment plant are presented in Paper I. The plant basically involves a series of microbiological and hydroponic steps, and  the  purpose  has  been  to  treat  the  wastewater  without  using  chemicals  and  to integrate the treatment with recovery of valuable products. The plants cultivated in the hydroponics  can  be  used  for  many  purposes;  as  ornamental  plants,  food,  feed  or production of substances just to give some examples. However, this aspect of the project is not covered within the scope of this thesis.  

The pilot plant  is  composed  of  several  steps which  are  illustrated  in  Figure  7. After a collection tank underground outside the greenhouse, the water is pumped to a first  anoxic  tank  (AN)  (Figure  8).  This  is  filled with Kaldnes  carriers  (AnoxKaldnes, Norway), on which microbial biofilms are attached. In addition to the raw wastewater, recycle  flow  from  the hydroponics  also  loads  the  reactor,  and  the nitrate  rich  recycle flow in combination with the carbon rich raw wastewater promotes denitrification.  

             

Figure  7.  Overview  of  the  tanks  and  water  flows  in  the  hydroponic  wastewater  treatment  process, including sample points 1‐12 as described in Paper I. The design of the process train was later somewhat modified.  

16

  The effluent from the anoxic tank flows by gravity to the next tank, an aerated reactor (CA)  in which  the  nitrification  of  ammonium  starts  and  the  organic  compounds  are further mineralised. The tank is covered by an earth filter (Figure 8), which functions as an air cleaner that purifies the air from bad smelling gases. Since the air‐filled space in the anoxic reactor is also connected to this tank, gases produced in the anoxic tank are also purified. Moreover, the earth  layer  is planted with good‐smelling plants, and as a result,  the  environment  in  the  greenhouse  is  pleasant  and  the  occurrence  of  sewage smell is uncommon. 

                  

Figure 8. The two first tanks in the treatment process, the anoxic tank (behind to the left) and the covered aerobic tank (in front), which has a planted soil layer on top. (Photo: Kaj Kauko)   From  the  first  two  “closed”  tanks,  the  water  enters  the  three  consecutive  aerated hydroponic tanks (HP1 ‐ HP3) (See also Figure 2). These are wider than the closed tanks, and constructed  from  transparent plastic. At  the water surface, racks with plastic nets support vascular plants. These have  large root‐systems which hang down  in the water for nutrient uptake. The  roots also  support biofilms, which  treat  the water  further by BOD removal and nitrification.  

After the last hydroponic tank, there is a clarifier (CL) for the recycling of easily settled material to the anoxic tank. However, no significant amount of sludge has been 

17

produced, and the recycle flow is for that reason not in operation. From the clarifier, the water enters a sump (P1), from where water is pumped to the algal step. This consisted of  two  tanks  (A1 and A2) connected  in parallel at  the  time  for  the  study described  in Paper I, but was later increased by two more tanks (See Paper IV). From the algal tanks, the water flows by gravity to an algae clarifier (ACL) and then two final sand filters (S1 and S2).  

The  study  described  in  Paper  I mainly  aimed  to  describe  the  design  and  to evaluate the performance of the whole treatment plant. The paper presents results from a sample period of 22 consecutive days during July 2002.  

 The major findings in the study were that: 

 • 90% COD removal was achieved.  • the ammonium was completely nitrified in the hydroponics. Therefore the plant 

roots were good growth substrate for nitrifying biofilms.   • denitrification through recirculation of nitrate rich water from the hydroponics 

to  the anoxic  tank was successful, and was responsible  for  the majority of  the 72% nitrogen removal in the system. 

 • 47% of  the phosphorus was  removed, mainly  in  the algal  tanks and  the  sand 

filters.   • further  optimisation  of  the  treatment  process was  still  necessary  in  order  to 

reach  the  effluent  standards at  the  site: 10 mg N L‐1, 0.5 mg P L‐1 and 15 mg  BOD L‐1. 

  

Energy requirements of hydroponic wastewater treatment (Paper II)  As part of the overall evaluation of the suitability of hydroponic wastewater treatment in  Sweden,  a  theoretical  study  of  the  energy  requirements was  conducted.  Since  the greenhouse at Överjärva was built according to the original construction drawing from 1860,  the  empirical  data  from  the  operation  of  the  greenhouse were  not  relevant  for future implementation of similar systems. Instead, data from modern greenhouses and greenhouse  operation  were  used  in  order  to  calculate  the  need  for  heating  and illumination  during  different  parts  of  the  year, which  is  presented  in  Paper  II.  Two operational strategies were compared, one giving  light and heat sufficient  to maintain 

18

winter  resting  plants without  growth  (minimum  10°C,  400  lux  16  h  day ),  the  other sufficient  to  maintain  good  growth  conditions  for  plants  with  moderate  light requirements (minimum 20°C, 2000 lux 16 h day ) (Christensson, 1988). Data regarding incident light intensities during the year and outdoor temperatures (SMHI) were used to calculate  the  need  for  additional  illumination  and  heat  in  order  to  fulfil  the  two requireme

‐1

‐1

nts for five locations at different latitudes in Sweden, from Lund 55°72’ N to Kiruna  67°83’N.  The  energy  requirements  for  aeration  of  the  wastewater  were  not included in the model, but were assumed to be the same as in conventional wastewater treatment with  activated  sludge. The  energy  requirements  calculated were  rather  the additional  energy  that  is  needed  in  order  to  treat  the wastewater with  hydroponics instead of with conventional activated sludge systems.   The results, which are presented in Figure 9 showed that:  

• the heat demand was generally  larger  than  the  light demand  independent of growth condition and latitude.  

 • on a yearly basis, 30% more light energy is needed in Kiruna than in Lund for 

both growth conditions.  • the  heat  demand  showed much more  pronounced  latitude  dependence  than 

light.  In order  to  reach  the  10°C growth  condition,  the heat demand  is  700% higher in Kiruna than in Lund. 

B: 2000 lux, 20°C A: 400 lux, 10°C

050

100150200250300350400450

Lund

Vis

by

Sto

ckho

lm

Öst

ersu

nd

Kiru

na

Lund

Vis

by

Sto

ckho

lm

Öst

ersu

nd

Kiru

na

kWh

m-2

heatlight

 Figure 9. Theoretical  total energy  requirements  for heat and  light  in one year  for  five Swedish cities at different latitudes.  

19

  Another conclusion from the study was that large energy savings could be achieved by letting the system go down to the low light and heat conditions during winter but still have  the higher  temperature  and  light  conditions during  the  rest  of  the year.  Such  a resting period between October and March in Kiruna would result in a reduction of the energy demand of 37% compared to the high light and temperature conditions. In Lund, an even shorter period of low temperature and light intensity, between November and February,  would  save  54%  of  the  annual  energy  requirements.  Moreover,  the contribution to the temperature inside the greenhouse by the heat in the wastewater was not included in the calculations, which could save even more energy.   

The pilot study on microalgae in the greenhouse (Paper III)  Since  the  effluent  from  the  hydroponics  still  contained  some  residual  nutrients, particularly phosphorus, microalgae were suggested as a green method to complement the phosphorus  removal  in  the  system. The  first  study on microalgae was  conducted during  summer 2001  in order  to  see  if  the method was appropriate, and another aim was  to  see  which  algal  species  would  dominate  the  treatment  step.  In  order  to investigate whether different  types of  algae  appeared  as  a  result of different nutrient concentrations and N/P ratios, a train of four tanks was constructed. The first tank in the train  received  the  effluent  from  the  hydroponics,  and  the  overflow  from  that  tank flowed  into  the  next  tank  etc  (Figure  10).  Between  each  tank,  the  algal  biomass was harvested with  filters. The  first hypothesis was  that  the high nutrient concentration  in the  first  tank would  favour  fast growing green algae, whereas  later  in  the  train, when nitrogen was depleted, there would be a selection for nitrogen fixing cyanobacteria. In other words, the suggestion in the beginning of the experiment was that nitrogen would be the limiting factor for the algal growth as a result of the low N/P ratio in the effluent from the hydroponics, which was sometimes as low as 1. This ratio is usually around 7 on  a mass  basis  in  algae,  the  so  called  Redfield  ratio  (Redfield,  1958)  (not  10  as  is incorrectly typed in Paper III). 

   

20

              

Figure 10. Photo of the pilot study on microalgae. The effluent from the hydroponics was poured into the first  tank, A,  from where  it  flowed  by  gravity  to  next  tank  B  etc.  Between  each  algal  tank,  the  algal biomass was collected in filters. (Photo: Kaj Kauko) 

  

Interestingly,  the  results  showed  something  totally  different;  instead  of  nitrogen depletion, a rapid phosphorus removal was seen in the first tank of the train (Figure 11). Moreover,  there was no difference  in  algal  selection between  the different  tanks,  and nitrogen  fixing  cyanobacteria were not observed at all. The high phosphorus  removal rate in the first tank was not seen in the following tanks of the train, although the algal production  was  the  same  in  all  tanks.  The  conclusion  was  that  as  a  result  of  the increased  pH  in  the  algal  tanks which was mediated  by  the  photosynthetic  carbon assimilation, phosphorus in the effluent from the hydroponics was rapidly precipitated in  the  first  tank with  available  cations, probably  calcium. As  a  result,  there was  less calcium  and  phosphorus  left  to  precipitate  in  the water  in  the  following  tanks,  and slower removal rates were therefore experienced. 

21

02468

1012

15-Mar 25-Mar 4-Apr 14-Apr 24-Apr 4-May 14-May

mg

P L

-1

influentABCD

 Figure 11. The dissolved phosphorus concentration in incoming water and in the four algal tanks A‐D.   The first pilot study was extended to winter‐spring 2001‐2002, and was then composed of  two similar  trains of  tanks where one of  them achieved extra  light  from  fluorescent lamps.  This  part  is  presented  in  Paper  III.  The  results  showed  that  the  additional illumination  increased  the  algal  production  and  phosphorus  removal  rate  during winter,  but  that  in  real  terms  this  difference was  small  compared  to  the  impact  of natural  light  during  spring.  Even  though  the  average  phosphorus  removal  rate was 100% higher  in  the  tanks with  additional  illumination  than  in  the  tanks with natural light  during  November‐December,  the  rate  was  almost  three  times  higher  during February‐April  than during winter  in  the  tanks with additional  illumination. The  light intensity by  the  extra  illumination was  55‐150  μmol quanta m‐2  s‐1,  and was  achieved with plant lighting fluorescent lamps. These light intensities are reported to be sufficient to  support moderate  to  good  growth  by  green  and  flowering  plants  (Christensson, 1988), but obviously were too low to fully support an algal culture. Higher incident light intensities are usually needed for algal cultivation to compensate for the light absorption by  the water and  the algal cells  themselves  (Ogbonna and Tanaka, 2000). Naturally, a higher algal growth rate would have been expected if a stronger lamp had been chosen, but this would have demanded even more energy.  

 The major conclusions from the pilot study on microalgae were that: 

 • a  large  proportion  of  the  removed  phosphorus  was  due  to  chemical 

precipitation rather than assimilation into cells. This conclusion was based upon two observations; 

22

 a) the  low  ratio  between  removed  nitrogen  and  phosphorus,  lower  than  0.2 

compared to the theoretical ratio of 7  indicates that a  lot more phosphorus than was needed for algal growth was removed. 

 b) the phosphorus removal rate was strikingly higher  in the first tank of each 

train than in the following tanks, whereas the algal biomass production did not  vary  between  the  tanks.  This  suggests  that  there  was  a  rapid precipitation  in  the  first  tank as a  result of  the  increased pH and  the high calcium  and  phosphorus  concentrations.  In  the  following  tanks,  the  ion concentrations were lower and hence there was less precipitation.  

• although  extra  illumination  by  fluorescent  lamps  increased  the  phosphorus removal capacity of the algae, there was still a large difference in performance between winter and summer. 

  

The microalgal treatment step (Paper IV)  Since  the  pilot  studies  had  shown  that microalgae  had  a  great  potential  to  remove residual  phosphorus  from  the  hydroponics  effluent,  a microalgal  treatment  step was constructed as an extended part of the treatment process during summer 2002. At first, this  step  consisted of  two glass  tanks  connected  in parallel,  since  the  results  from  the pilot study had indicated that the highest phosphorus removal rate was achieved in the first  tank  in a  train of  tanks, where chemical precipitation was promoted. These  tanks were  denoted  tank  1a  and  tank  1b,  they  had  a  culture  depth  of  33  cm  and  were continuously  aerated  for  agitation  with  the  same  system  as  that  which  aerated  the covered aerobic tank and the hydroponics. A clarifier was connected to the effluent from the algal tanks in order to allow algae to sediment. However, since the unicellular green algae  that were dominating  the  treatment step were not easily settled,  the clarifier did not remove all biomass produced in the algal tanks. For that reason, a dairy centrifuge was  connected  to  the effluent  from  the  clarifier which was able  to  remove more  than 90% of the cells.  

As  mentioned,  the  algae  that  evolved  in  the  treatment  step  were  mainly unicellular  green  algae  (Chlorophyceae),  in  particular  of  the  genus Monoraphidium,  but also other genera were occasionally present in relatively high amounts, e.g. Scenedesmus. In addition to the algae in the free water, biofilms also evolved on the inside of the tank surfaces. These consisted of many forms of microalgae, e.g. diatoms and cyanobacteria. 

23

These biofilms were, however, removed regularly in order to allow light to penetrate the reactors from the sides.  

After  start‐up,  an HRT  of  1.9  days was  used, which was  too  short  to  retain enough  algal biomass  in  the  tanks. This was  the main  reason  for  the  relatively weak performance of the treatment step which is presented in Paper I. At the end of July 2002, the flow to the algal tanks was decreased to give an HRT of 4 days. This gave immediate results  with  a  clear  increase  in  pH  and  a  decrease  in  both  total  and  dissolved phosphorus in the algal cultures compared to the effluent from the hydroponics (Figure 12). In the  influent to the algal cultures (=effluent from the hydroponics), the total and dissolved  phosphorus  concentrations  were  equally  high,  which  indicates  that  the phosphorus was completely mineralised in the previous treatment steps. The dissolved phosphorus  is  the  filtered  orthophosphate  fraction,  whereas  total  phosphorus  is analysed on unfiltered samples where cells and other organic material are included. In contrast  to  the mineralised  influent,  a  small  difference  between  total  and  dissolved phosphorus  could  be  seen  in  the  algal  cultures,  which  represents  the  phosphorus assimilated  into  algal  biomass. What  is more  interesting,  though,  is  the much  larger difference  between  total  phosphorus  in  the  influent  and  in  the  algal  culture, which indicates  that phosphorus has disappeared  in some way. The explanation  is  that since the  samples  from  the  algal  step were  taken  at  the water  surface  (grab  samples),  the precipitated phosphorus, which was found at the bottom of the tank, was not included in the samples. The difference between total phosphorus  in the  incoming water and  in the  algal  culture  may  therefore  be  interpreted  as  the  chemical  precipitation  of phosphorus. 

        

     

7,0

7,5

8,0

8,5

9,0

9,5

1-Aug6-Aug

11-Aug

16-Aug

21-Aug

26-Aug

31-Aug5-Sep

pH

influent wateralgal tank

a) b)

0

2

4

6

8

10

12

14

1-Aug

6-Aug

11-A

ug

16-A

ug

21-A

ug

26-A

ug

31-A

ug5-S

ep

Tota

l and

dis

solv

ed p

hosp

horu

s (m

g P

L-1

)

tot-P influent waterPO4 influent watertot-P algal tankPO4 algal tank

7,0

7,5

8,0

8,5

9,0

9,5

1-Aug6-Aug

11-Aug

16-Aug

21-Aug

26-Aug

31-Aug5-Sep

pH

influent wateralgal tank

a) b)

0

2

4

6

8

10

12

14

1-Aug

6-Aug

11-A

ug

16-A

ug

21-A

ug

26-A

ug

31-A

ug5-S

ep

Tota

l and

dis

solv

ed p

hosp

horu

s (m

g P

L-1

)

tot-P influent waterPO4 influent watertot-P algal tankPO4 algal tank

 Figure 12. a) pH and b) total (tot‐P) and dissolved phosphorus (PO43‐) in the effluent from the hydroponics (HP) and in one of the algal cultures (culture 1a) during August 2002.  

 

24

The three fractions of phosphorus that were found in the algal step could hence be described as:   • Paq = the dissolved orthophosphate fraction   • Pprec = precipitated phosphorus = Ptot in – Ptot out   • Pcell = phosphorus assimilated into algal cells = Ptot out – Paq out  

During  summer  2003,  an  intensive  study  on  the  algal  step was  performed, which  is presented  in  Paper  IV.  In  addition  to  tanks  1a  and  1b,  two  other  tanks which  had previously  served as  filter  tanks were converted  to algal  tanks  (Figure 13). These  two were denoted 2a and 2b and were shallower than the original algal tanks, with a culture depth of 17 cm.  

                   Figure  13. The  four  tanks  used  for  algal  cultivation  in  the  effluent  from  the  hydroponics.  (Photo: Kaj Kauko)  In  the experiment,  the  four algal  tanks were connected  in parallel  to  the effluent  from the hydroponics, and the removal rates of nitrogen and phosphorus in the deep and the shallow  tanks were  compared.  In  addition  to  the  two  culture  depths,  four  different HRTs (3, 4, 5 and 6 days HRT) were tested in order to see how the performance varied 

25

with  load. For practical  reasons,  each HRT was  tested  for one week  and  the  cultures could adapt  to  the new  flows adjusted during Friday  to Monday, which  is  too short a time  for a new hydraulic  steady  state  to develop. Despite  this,  the  results were quite clear and new knowledge on the potential of the treatment step was in fact gained.  

 The main findings from the summer study were that: 

 • longer HRT  gave higher  algal  biomass  concentration  and higher phosphorus 

removal efficiency. Hence, the residual phosphorus concentrations were  lower with longer HRT.  

 • the shallower cultures had higher phosphorus removal efficiency (78‐92%) than 

the deeper cultures (66‐88%).   

• the algal growth was mainly light limited whereas the phosphorus removal was load  limited  (i.e.  shorter HRT  gave higher  removal  rates). The  removal  rates were between 1.2 and 2.2 mg P L  day .‐1 ‐1  

 • the deeper cultures had a higher phosphorus removal rate per area (0.4 ‐ 0.6 g P 

m‐2 day‐1) than the shallower cultures (0.2 ‐ 0.4 g P m‐2 day‐1).  • between  29%  and  77%  of  the  phosphorus  removal  was  due  to  chemical 

precipitation  rather  than  algal  assimilation.  The  shallower  cultures  had  a somewhat  higher  proportion  of  precipitated  phosphorus  than  the  deeper cultures.  

 • nitrogen removal efficiencies between 8% and 63% were experienced, where the 

lowest nitrate  levels were  found  in  the shallow culture at  the  longest HRT.  In the  shallow  tanks with  5  and  6  days HRT,  a  reduction  in  total  nitrogen  of between  26.6%  and  40.3% was  seen, which  can  probably  be  ascribed  to  the grazing of algae by zooplankton and subsequent ammonia stripping. 

 A  suggestion was  also  that  the  phosphorus  assimilation was  dependent  on  growth, which  implies  that  it was mainly  light  limited, whereas  the phosphorus precipitation was limited by phosphorus load. However, these assumptions as well as the conclusion that  there was  a  significant  precipitation  of  phosphorus  had  to  be  tested  in  a more controlled experiment. For that reason the next experiment was designed.   

26

The phosphorus removal mechanisms, a lab‐scale study (Paper V)  

In  order  to  investigate  the  chemical  precipitation  of  phosphorus  in  the  microalgal treatment  step, a  lab‐scale experiment was performed which  is presented  in Paper V. Several microalgal  strains were  isolated  from  the  treatment  step,  and  one  strain was selected for the experiment on the assumption that  it was one of the dominant species found  in  the  treatment  step.  This  strain was  a  unicellular  green  alga  (Chlorophyceae), preliminarily determined to the Monoraphidium genus (Figure 14a). Since the aim was to study the precipitation conditions in the treatment step, sterile filtered wastewater from the inlet point to the algal tanks was used as growth medium. 

A small culture vessel consisting of a separation  funnel was set up  in a culture chamber  (Figure 14b).  In  the  culture  chamber,  the algae were provided with artificial light  from  fluorescent  plant  lighting  lamps.  In  contrast  to  the  algal  tanks  in  the greenhouse,  the precipitate was not allowed  to sediment due  to  the aeration  from  the bottom  of  the  funnel,  and  samples  taken  from  the  bottom  hence  consisted  of  a representative  amount  of  both  cells  and  precipitate.  During  the  experiment,  a continuous in and outflow was provided by peristaltic pumps. 

                   

Effluent AerationInfluent

Samples

Effluent AerationInfluent

Samples

Figure 14: a) Strain Y6, a unicellular green alga  isolated  from  the microalgal  treatment  step and b)  the experimental setup. The algal culture was grown in a separation funnel with continuous in‐ and outflow. Aeration from the bottom of the funnel prevented cells and precipitate from settling. Samples were taken from the bottom of the funnel. (Photo: Kaj Kauko) 

a) b)Effluent Aeration

InfluentEffluent Aeration

Influent

Samples

a) b)

Samples

27

The samples were then treated to separate the three different phosphorus fractions:  

• Pcell, which was the phosphorus assimilated by the algae, • Pprec, which was the phosphorus fraction that was chemically precipitated, and  • Paq, which was the soluble orthophosphate fraction, i.e. the residual phosphorus 

in the culture.  

Before  the  experiment  began,  batch  cultures  were  grown  in  order  to  evaluate  the fractionation method and to see how fast the precipitate was formed. One batch culture of 100 ml was grown for three weeks to give a dense algal culture. After sampling of the culture, 200 ml new sterile‐filtered wastewater was added  to  the culture.  Immediately after  addition  (or  at  least within  two minutes),  new  samples were  taken. Additional samples were then taken after 15, 45 and 90 minutes. The samples were treated for the fractions described above, which gave the results presented in Figure 15. 

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

before 0 15 45 90

time (min)

mg

P

PcellPprecPaqP influent

 Figure 15. Phosphorus fractions during batch experiment. 200 ml wastewater (= P influent) was added to a  culture  of  100 ml. On  the  Y‐axis,  the  total  amount  of  phosphorus  in  the  culture  is  given,  not  the concentration. 

  

However,  since  some phosphorus may have precipitated during  the  centrifugation of the  samples  (see  Methods  section  Paper  V),  the  samples  taken  immediately  after addition  of  new  wastewater  may  have  been  able  to  allow  precipitation  during maximum ten minutes.  

28

Hence, the conclusions from the batch experiment were that:  

• within  ten minutes after  the addition of new wastewater, a significant part of the  added  phosphorus  precipitated.  The  precipitation  should  thus  be recognised as a fast reaction in relation to the time scales used in the continuous experiment described below. 

 • the  amount  of  cellular  and  precipitated  phosphorus  increased  during  90 

minutes  after  the  wastewater  addition,  whereas  the  aqueous  phosphorus fraction decreased.   

In  the experiment with a continuous culture, which  is presented  in Paper V,  the HRT was varied in order to clarify the assimilation and precipitation dependency on load. In this experiment, the HRTs were 2, 3, 4 and 5 days. From the phosphorus fractions, the average  phosphorus  assimilation  and  precipitation  rates  respectively  could  be calculated. In addition to phosphorus, magnesium and calcium were also measured  in the precipitate in order to roughly estimate the precipitate composition.  

 The main conclusions from the fractionation study were that: 

 • the average precipitation rate was load dependent whereas the assimilation rate 

was growth dependent (Figure 16). 

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

2 3 4 5

HRT (days)

Phos

phor

us r

emov

al r

ate

(mg

P L-1

d-1

)

P precipitationP assimilation

 Figure 16. Phosphorus removal rate as the sum of assimilation and precipitation during the four different HRTs  tested.  The  average  precipitation  rate  increased  with  decreased  HRT  and  was  hence  load dependent. The phosphorus assimilation rate, on the other hand, did not vary as a result of HRT.  

29

 • the algal biomass production was light limited or limited by the carbon supply 

from the aeration.  • the precipitate was  probably  composed  of  an  amorphous  calcium phosphate 

with magnesium included, and also by calcite and magnesium hydroxide.  • the pH dependency of the chemical precipitation was clear, when a significantly 

higher  pH was  experienced  during  3  days HRT,  a  larger  proportion  of  the phosphorus was also precipitated. 

 • a significant nitrogen removal was experienced.   

The whole‐year study – performance variations over the year (Paper VI)  

So,  bearing  in  mind  the  results  from  peak  performance  during  summer  and  the mechanisms  for phosphorus  removal, how suitable  is  the  treatment process  in a year‐round perspective? Since algae are phototrophs and hence depend on light intensity to thrive,  it  is obvious  that such a process would be  largely affected by season at higher latitudes.  The  question  is  rather  for  how  long  a  period  of  the  year we  can  expect  a significant contribution by  the algae  to  the overall wastewater  treatment performance. To answer that question, the summer study was extended to a one‐year study, which is presented in Paper VI. From November to March, the effect of extra illumination during winter was  also  tested.  The  flows were  adjusted  to  be  as  high  as  possible without washout‐effects  of  the  treatment  step;  i.e.  the  flows were  lower  during winter  than during summer to compensate for the lower algal growth rate. Generally the HRT was between 3 and 5 days during summer and between 5 and 7 days during winter.

 The results from the whole‐year study showed that: 

 • there  were  large  fluctuations  in  algal  biomass  production  and  phosphorus 

removal as a  result of  season  (Figure 17). The phosphorus  removal  efficiency was between 60% and 100% during summer but lower than 25% during winter except  in  the shallow cultures with extra  illumination where efficiencies of up to 60% ‐ 80% were experienced even during winter.  

   

30

Shallow tank 2a

0

5

10

15

20

25

30

35

jun sep dec mar jun sep

Alg

al p

rodu

ctio

n (m

g D

W l-1

d-1

)

Shallow tank 2a

-20%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

jun sep dec mar jun sep

P-re

mov

al e

ffic

ienc

y

a) b)Shallow tank 2a

0

5

10

15

20

25

30

35

jun sep dec mar jun sep

Alg

al p

rodu

ctio

n (m

g D

W l-1

d-1

)

Shallow tank 2a

-20%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

jun sep dec mar jun sep

P-re

mov

al e

ffic

ienc

y

Shallow tank 2a

0

5

10

15

20

25

30

35

jun sep dec mar jun sep

Alg

al p

rodu

ctio

n (m

g D

W l-1

d-1

)

Shallow tank 2a

-20%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

jun sep dec mar jun sep

P-re

mov

al e

ffic

ienc

y

Shallow tank 2a

0

5

10

15

20

25

30

35

jun sep dec mar jun sep

Alg

al p

rodu

ctio

n (m

g D

W l-1

d-1

)

Shallow tank 2a

-20%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

jun sep dec mar jun sep

P-re

mov

al e

ffic

ienc

y

a) b)               Figure 17. a) Algal biomass production as milligram dry weight per  litre and day, and b) phosphorus removal efficiency over an annual cycle in one of the four cultures in the treatment step (shallow culture 2a, with no additional illumination during winter).    

• there was a  clear  correlation between phosphorus  removal  efficiency and pH (Figure 18). This correlation is due to two inter‐connected phenomena: 

 1. Higher  phosphorus  assimilation  to  algal  cells  is  coupled  to  higher  algal 

biomass  production, which  in  turn  requires more  inorganic  carbon.  This results  in  elevated  pH,  and  phosphorus  assimilation  therefore  indirectly gives a higher pH. 

 2. The increased pH induces chemical precipitation of phosphorus. The higher 

the pH, the more precipitation.  

 • the shallower cultures generally had both higher algal biomass production and 

phosphorus removal efficiency than the deeper cultures. This can be ascribed to different factors: 

 1. The higher  light conditions allowed a higher growth  rate of  the algae and 

hence a higher nutrient assimilation rate.   2. The  higher  light  conditions  resulted  in  1‐2°C  higher  temperature  in  the 

shallow  cultures  than  in  the  deeper  cultures. Higher  temperature  is well known to favour algal growth (Soeder, 1981; Grobbelaar, 1982; Borowitzka, 1998). 

31

 3. The  higher  algal  production  resulted  in  higher pH  and  as  a  consequence 

more chemical precipitation of phosphorus.  

-20%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

7 8 9 10 11

pH

P-re

mov

al e

ffic

ienc

y

1a1b2a2b

               Figure 18. Phosphorus removal efficiency against pH during the whole‐year study of the treatment step. The removal efficiency shows a correlation to pH up to pH 10 approximately.   

• between 50% and 90% of the phosphorus removal in the shallow cultures was due  to  chemical precipitation,  and  the proportion  in  the deeper  cultures was between 40% and 80%. There was, however, no  clear  correlation between  the size of the precipitated fraction and season. 

 • a pronounced effect by  the extra  illumination on phosphorus  removal during 

winter  was  observed  in  the  shallow  cultures  but  not  in  the  deeper.  The illumination hence was  too  low  to  increase  the  average  light  intensity  in  the deeper  algal  cultures  sufficiently  to  have  a  pronounced  effect  on  algal productivity and phosphorus removal.  

 • a nitrogen (nitrate) removal efficiency of around 40% could be reached for most 

parts  of  the  year,  and  efficiencies  of up  to  60%  ‐  80% were  achieved during summer in the shallow cultures. A removal of total nitrogen of up to 40% was observed in the shallow tanks during summer, and this was probably a result of grazing zooplankton and subsequent ammonia volatilisation as a result of  the high pH in the algal cultures. 

32

Discussion concerning the applicability of the technique  To evaluate the suitability of using microalgae for phosphorus removal in Sweden, we have to consider the treatment performance as well as area and energy demand, but also the fact that precipitation chemicals can be saved and that there is a possibility of using the algal biomass for different purposes. The results have clearly shown that microalgae are  interesting  for  phosphorus  removal  due  to  the  combination  of  assimilation  and biologically  induced chemical precipitation. However, since wastewater  from only one location has been used in the studies, other results would probably be achieved for other wastewater compositions. The water at the inlet point to the algal step at Överjärva gård is hard, around 200 mg CaCO  L , and chemical precipitation of phosphates is therefore favoured. This chemical stripping effect by the microalgae can be utilised particularly in areas with hard water, but  in places with soft water,  the  removal efficiency would be more  dependent  on  the  algal  phosphorus  assimilation.  Compared  to  conventional phosphorus removal with ferric or aluminium salts, the removal rates are relatively low since the HRT needed for algal cultivation  is a minimum of approximately three days, whereas  the HRT needed  for  chemical precipitation  and  subsequent  sedimentation  is rather measured in hours. However, compared to the hydroponics, which were found to remove  very  little  phosphorus, microalgae  are  efficient. Hence,  if  the  purpose  is  to cultivate green biomass in the wastewater, then microalgae would be a good alternative to chemical precipitation.  

3 ‐1

  The dependency on light limits the performance over the year at higher latitudes and  also  results  in  a  large  area demand  for  two  reasons;  firstly,  the  reactors must be shallow  to  allow  good  algal  growth.  Culture  depths  larger  than  50  cm  are  not recommended  for algal  cultures, and at places with  lower  incident  light  intensities or during winter, depths smaller than 20 cm are recommended (Benemann, 1979; Fontes et al., 1987). Secondly, the light dependency by the algal biomass production requires that the  HRT  is  long  enough  to  keep  enough  biomass  in  the  reactors,  and  this  further increases the area demand. When it comes to the experimental setup in this project, an HRT of 3 days and a culture depth of 17 cm would require an area of 18 m2 per m3 water treated per day, and for 33 cm deep cultures the required area would be 9 m2 . 

During  summer  when  the  incident  light  intensities  were  high,  a  phosphorus removal efficiency of up  to 100%  could be  reached with 17  cm deep  cultures. During winter, however,  the performance with  the bioreactor design used  in  the  studies was much weaker and more uneven. Properly working phosphorus removal during winter would  therefore  require  either  i) more  additional  illumination  than was  used  or  ii) shallower  cultures  than  those  used  plus  the  illumination  used  in  the  studies.  As mentioned  above  however,  shallower  cultures  demand more  area,  and  illumination requires  energy.  If  the  algal  biomass  could  render  a  product  of  very  high  economic 

33

value, to use artificial light is a good idea, but otherwise, such energy demand may be too  expensive  (Borowitzka,  1996).  Commercial  cultivation  of  microalgae  for  the production of high‐value products  is most often performed using closed systems with strict monocultures, and such systems may be difficult to maintain with wastewater as the growth medium. Consequently,  it  is worth considering whether another  technique for phosphorus removal would save energy and  land during the darkest period of the year. However,  even  if  the  algal method  is  restricted  to  operation  during  spring  to autumn,  an  appreciable  amount  of  precipitation  chemicals  could  still  be  saved  on  a yearly basis.  

With  these  facts  in mind, microalgae can be used  for phosphorus removal  from wastewater in Sweden particularly in one or several of the following circumstances: 

 • during summer when high  incident  light  intensities are experienced, since  the 

performance is directly correlated to light availability.  • in  areas  with  hard  water,  since  the  biologically  mediated  phosphorus 

precipitation can be utilised which gives higher removal efficiency.  • if  greenhouses  can  be  provided,  since  this  has  a  positive  effect  of  the  algal 

growth  due  to  higher  temperatures. Outdoor  cultivation may  give  a  shorter growth season. 

 • if  land  is  not  expensive,  since  the  method  demands  larger  area  than 

conventional  wastewater  treatment.  This  also  makes  the  method  more promising  for  small  scale  treatment  rather  than  in  large  centralised  urban treatment plants.  

 • if  the biomass  can be used  for any purpose,  then  the  economy  in  the  system 

would be improved.   Finally, does this green technique contribute to a more sustainable development of the Swedish water  and  sanitation  systems? Well,  it  certainly  contributes  to  the  range  of solutions  for  wastewater  treatment,  especially  for  small  scale  solutions.  It  is  also appealing since it reduces the need for chemicals, even though the main contribution to the performance is in fact due to chemistry!  

 

34

5. Conclusions  The  results  from  the studies performed  in  the doctoral project described  in  this  thesis can be summarised as follows: 

 • Microalgal  cultivation  could  efficiently  provide  extended  phosphorus  and 

nitrogen  removal  in  a  hydroponic  wastewater  treatment  system.  The  algal growth was mainly  light  limited, which  resulted  in  higher  cell densities  and lower residual nutrients at longer HRT. The effluent limit for phosphorus of 0.5 mg P L‐1 was reached frequently during summer with shallow algal cultures (17 cm) but more occasionally with deeper cultures (33 cm). 

 • The phosphorus  removal was a combination of assimilation  to algal cells and 

precipitation of calcium phosphates as a result of the increased pH in the algal cultures. This,  in  turn, was a  result of  the assimilation of  inorganic carbon by the  algae.  The  phosphorus  assimilation  rate was  dependent  on  algal  growth and was consequently independent on HRT. The average rate for precipitation, on  the  other  hand, was  load dependent,  i.e.  the  removal  rate  increased with decreased  HRT.  Between  50%  and  90%  of  the  phosphorus  removal  in  the shallow cultures was due to chemical precipitation, and the proportions in the deeper  cultures were  between  40%  and  80%.  There was,  however,  no  clear correlation between the size of the precipitated fraction and season. 

 • In an intensive study during summer, phosphorus removal efficiencies between 

78% and 92% were achieved with the shallow algal cultures, which correspond to phosphorus removal rates of up to 2.2 mg P L‐1 day-1 (0.4 g P m  day‐2 ‐1). The removal efficiencies were lower in the deeper cultures, between 66% and 88%; however,  higher  removal  rates  per  area  than  in  the  shallow  cultures  were observed, up to 0.6 g P m  day  (1.9 ‐2 ‐1 mg P L‐1 day-1)  

 • During  winter,  the  algal  growth  and  phosphorus  removal  efficiency  was 

considerably  lower  than  during  summer.  Without  extra  illumination, phosphorus removal efficiencies lower than 25% were observed in the shallow cultures  and  even  lower  efficiencies were  experienced  in  the deeper  cultures. Additional  illumination,  however,  increased  the  efficiency  in  the  shallow cultures but not in the deeper.  

 • The nitrogen removal was mainly a result of nitrate assimilation by the algae. A 

nitrogen  (nitrate)  removal of 40% was possible during most parts of  the year, 

35

but the removal performance was more uneven than the phosphorus removal. Efficiencies of up to 60% ‐ 80% were however observed during summer in the shallow tanks. A reduction  in total nitrogen of up to 40%  in the shallow tanks during  summer was also experienced, which  suggests ammonia volatilisation as a subsequent phenomenon after zooplankton grazing and urea excretion. 

 • Microalgae  are  appropriate  for nutrient  removal  from wastewater  in  Sweden 

particularly during  summer,  in  areas with hard water,  if greenhouses  can be provided, if land is not expensive or if the biomass can be used for any purpose.  

36

6. Acknowledgements / Tack  Efter åren som doktorand ser  jag nu  tillbaka på en mycket  intressant och utvecklande tid, och  tänker även på alla er som betytt mycket  för mig och  för  forskningsprojektet. Den  jag först och främst vill tacka är min handledare Gunnel Dalhammar. Tack för att du anställde mig, en grön biolog, till KTH där jag aldrig trott att jag skulle hamna. Tack även för din stora optimism och entusiasm och för att du gett mig så gott som helt fria händer att undersöka det jag tyckte var mest intressant.   Sedan  vill  jag  tacka min  biträdande  handledare  Jes  la Cour  Jansen,  Lunds  Tekniska Högskola,  för  din  otroliga  energi  och  snabba  feedback  samt  för  dina  ovärderliga kunskaper  om  avloppsrening.  En  av  Jes doktorander  som  jag  också  vill passa på  att tacka  är Michael  Ljunggren  som  ställde  upp  och  gjorde  flotationsförsök  på  algerna (resultaten blev kanske inte så bra, men vi blev mycket klokare på kuppen!).  Tack Erik Söderbäck, Stockholms Universitet, som var biträdande handledare under en tid,  för att  jag  fick komma  till botaniska  institutionen och vara på ert  lab samt  för den biologiska  vinkeln på  algers  och  cyanobakteriers  tillväxt.  I  samma  veva  vill  jag  även tacka Sara  Jonasson och alla de andra doktoranderna på SU växtfysiologi. Det var en jättetrevlig  tid när  jag  fick vara hos  er och  leka  lite biolog  igen. Tack  även Marianne Pedersén som var min första kontakt på botan samt Maria Greger och Åsa Fritioff för ert intresse för reningsverket.  Ett  jättestort tack vill  jag rikta till hela Urban Water‐programmet, framför allt Per‐Arne Malmqvist och Henriette Söderberg. Det har varit jätteintressant att få vara med i ett så stort  forskningsprogram med så många olika kompetenser. Ett superstort  tack  till  Jan‐Olof Drangert också som höll i forskarskolan som jag tycker var toppen! Men vad vore den  utan  alla  Urban‐doktorander:  Anna,  Kristina,  Helena  K,  Helena  A(P),  Mattias, Therese,  Jakob, Annika,  Jonas,  Pernilla,  Frank, Gerald, Mats,  Edgar  och  Stefan. Alla forskarskolekurser och konferenser har varit en fröjd tack vare er!  Ett  stort  tack  till  Anna  Norström  för  alla  åren  i  växthuset  och  på  KTH  med gemensamma arbetsbekymmer och  trevliga  fikaraster,  samt  inte minst  för dina petiga genomläsningar  av  mina  artiklar.  Tack  Björn  Oliviusson  för  att  du  tog  hand  om växthuset och gjorde det till en grön oas, samt för hjälp med vattenanalyser och annat. Tack  Helen  Vallhov  för  din  hjälp  under  intensivstudien.  Tack  Kaj  för  alla mikroskopbilder och andra foton. Thank you all the other members of the microbiology group:  Sofia,  Guna,  Lydia,  Pelle,  Karl‐Johan,  Karin  E.,  Erik,  Fredrik,  Guro,  Joseph, Seyoum, Lena, Jacky, Peter, Helena and all the other former members, PhD students, ex‐

37

jobbare mm.  It has been a great  time working with all of you! Thank you all  the nice people at floor 2 also, especially Lotta and Alphonsa.   Tack alla på Överjärva gård, främst Ninni och Elisabet för ert engagemang  i växthuset och reningsverket och för den mycket trevliga arbetsmiljön.  Ett specialtack till min alg‐kollega Erik Grönlund i Östersund som vågade sig på att odla alger i norrland!  Supertack  till mamma, pappa  och Eva  för  er  totala  support  och  lojalitet,  och brorsan också, tackelitacktack! Tack alla kära vänner för avkopplande stunder under dessa långa år  som  jag  traskat  i avloppsträsket. Oändligt mycket  tack  till Andreas  för kärleksfullt stöd, omtanke, otippat engagemang i fosforrening och mikroalger, ett litet dataprogram som kunde räkna ut reningshastigheter från den mest komplexa mätserie samt att stort antal middagar. Tack också kära lilla Rita som kom så lämpligt, jag fick nästan ett helt år utan  forskning  precis  innan  avhandlingsskrivandet,  en  välbehövlig  paus  med  stora tankeställare om vad som är viktigast här i livet! 

38

7. References  

Adamsson,  M.,  2000.  Potential  use  of  human  urine  by  greenhouse  culturing  of microalgae  (Scenedesmus  acuminatus),  zooplankton  (Daphnia  magna)  and tomatoes (Lycopersicon)  Ecol. Eng., 16(2): 243‐254. 

Arvin, E., 1983. Observations  supporting phosphate  removal by biologically mediated chemical precipitation ‐ a review. Water Sci. Technol., 15: 43‐63. 

Ayaza, S.Ç. and O. Saygin, 1996. Hydroponic tertiary treatment. Water Res., 30(5): 1295‐1298. 

Becker,  E.W.,  1988.  Micro‐algae  for  human  and  animal  consumption.  In:  M.A. Borowitzka  and  L.J.  Borowitzka  (Eds), Micro‐algal  biotechnology,  Cambridge University Press, Cambridge, 222‐256. 

Becker, E.W., 1994. Microalgae: Biotechnology and Microbiology. Cambridge University Press, Cambridge. 

Benemann,  J.R., 1979. Production of nitrogen  fertilizer with nitrogen‐fixing blue‐green algae. Enzyme Microb. Technol., 1: 83‐90. 

Benemann, J.R., 1989. The future of microalgal  biotechnology. In: R.C. Cresswell, T.A.V. Rees  and  N.  Shah  (Eds),  Algal  and  cyanobacterial  biotechnology,  Longman scientific & technical, Harlow, Essex, England, 317‐337. 

Benemann,  J.R.,  2000.  Hydrogen  production  by  microalgae.  Journal  of  applied phycology, 12: 291‐300. 

Benemann,  J.R.,  B.  Koopman,  J.  Weissman,  D.  Eisenberg  and  R.  Goebel,  1980. Development  of  microalgae  harvesting  and  high‐rate  pond  technologies  in California.  In:  G.  Shelef  and  C.J.  Soeder  (Eds),  Algae  biomass,  Elsevier, Amsterdam, 457‐495. 

Bhaya, D., R. Schwarz and R. Grossman, 2000. Molecular  responses  to  environmental stress.  In: B.A. Whitton and M. Potts  (Eds), The ecology of  cyanobacteria,  their diversity in time and space, Kluwer, Dordrecht, 397‐442. 

Bitton, G., 1990. Wastewater microbiology. Wiley‐Liss, New York. Borowitzka,  M.A.,  1988.  Vitamins  and  fine  chemicals  from  micro‐algae.  In:  M.A. 

Borowitzka  and  L.J.  Borowitzka  (Eds), Micro‐algal  biotechnology,  Cambridge University Press, Cambridge, 153‐196. 

Borowitzka, M.A., 1996. Closed algal photobioreactors: Design considerations for large‐scale systems. Journal of Marine Biotechnology, 4: 185‐191. 

Borowitzka,  M.A.,  1998.  Limits  to  growth.  In:  Y.‐S.  Wong  and  N.F.Y.  Tam  (Eds), Wastewater treatment with algae, Springer Verlag, 203‐226. 

Brouders, M., H. deJong, D.J. Shi and D.O. Hall, 1989. Immobilized cells: An appraisal of the  methods  and  applications  of  cell  immobilization  techniques.  In:  R.C. 

39

Cresswell,  T.A.V.  Rees  and  N.  Shah  (Eds),  Algal  and  cyanobacterial biotechnology, Longman scientific & technical, Harlow, Essex, England, 272‐293. 

Calvin, M. and S.E. Taylor, 1989. Fuels from algae. In: R.C. Cresswell, T.A.V. Rees and N.  Shah  (Eds),  Algal  and  cyanobacterial  biotechnology,  Longman  scientific  & technical, Harlow, Essex, England, 137‐160. 

Carlsson, H., H. Aspegren, N. Lee and A. Hilmer, 1997. Calcium phosphate precipitation in biological phosphorus removal systems. Water Res., 31(5): 1047‐1055. 

Chevalier, P., D. Proulx, P. Lessard, W.F. Vincent and J. de la Noüe, 2000. Nitrogen and phosphorus  removal  by  high  latitude mat‐forming  cyanobacteria  for  potential use in tertiary wastewater treatment. J. Appl. Phycol., 12: 105‐112. 

Christensson,  H.,  1988.  Ljus  och  belysning  i  växthus.  Alnarp, Konsulentavdelningen/trädgård: 73pp. 

Christensson, M.,  1997.  Enhanced  Biological  Phosphorus  Removal  ‐  Carbon  sources, nitrate  as  electron  acceptor,  and  characterisation  of  the  sludge  community. Doctoral Thesis, Department of Biotechnology. Lund, Lund University: 79. 

de la Noüe, J., G. Laliberté and D. Proulx, 1992. Algae and waste water. J. Appl. Phycol., 4: 247‐254. 

Doran, M.D. and W.C. Boyle, 1979. Phosphorus removal by activated algae. Water Res., 13: 805‐812. 

Etnier,  C.  and  B.  Guterstam  (Eds),  1991.  Ecological  engineering  for  wastewater treatment. Proceedings of the International Conference at Stensund Folk College, Sweden. Bokskogen. Gothenburg, Sweden. 

Fergusson,  J.F., D.  Jenkins  and  J.  Eastman,  1973. Calcium  phosphate  precipitation  at slightly alkaline pH values. J. WCPF, 45(4): 620‐631. 

Fergusson, J.F. and P.L. McCarty, 1971. Effects of carbonate and magnesium on calcium phosphate precipitation. Environ. Sci. Technol., 5(6): 534‐540. 

Fogg,  G.E.,  1975.  Algal  cultures  and  phytoplankton  ecology.  The  University  of Wisconsin Press, Wisconsin. 

Fontes,  A.G., M.A.  Vargas,  J. Moreno, M.G.  Guerrero  and M.  Losada,  1987.  Factors affecting  the  production  of  biomass  by  a  nitrogen‐fixing  blue‐green  alga  in outdoor culture. Biomass, 13: 33‐43. 

García, J., R. Mujeriego and M. Hernández‐Mariné, 2000. High rate algal pond operating strategies for urban wastewater nitrogen removal. J. Appl. Phycol., 12: 331‐339. 

Ghaly,  A.E., M.  Kamal  and  N.S. Mahmoud,  2005.  Phytoremediation  of  aquaculture wastewater for water recycling and production of fish feed Environ. Int., 31(1): 1‐13. 

Glombitza,  K.‐W.  and  M.  Koch,  1989.  Secondary  metabolites  of  pharmaceutical potential.  In:  R.C.  Cresswell,  T.A.V.  Rees  and  N.  Shah  (Eds),  Algal  and cyanobacterial  biotechnology,  Longman  scientific  &  technical,  Harlow,  Essex, England, 161‐238. 

40

Grima,  E.M.,  F.G.A.  Fernández,  C.F.  G.  and  Y.  Chisti,  1999.  Photobioreactors:  light regime, mass transfer, and scaleup. J. Biotechnol., 70(1‐3): 231‐247. 

Grobbelaar, J.U., 1982. Potential of algal production. Water SA, 8(2): 79‐85. Grönlund,  E.,  2004. Microalgae  at  wastewater  pond  treatment  in  cold  climate  ‐  an 

ecological  engineering  approach.  Doctoral  Thesis,  Department  of  Civil  and Environmental  Engineering,  Division  of  Sanitary  Engineering.  Luleå,  Luleå University of Technology: 14. 

Guterstam, B., 1996. Demonstrating ecological engineering for wastewater treatment in a Nordic  climate  using  aquaculture  principles  in  a  greenhouse mesocosm.  Ecol. Eng., 6(1‐3): 73‐97. 

Guterstam, B., L.E.  Forsberg, A. Buczynska, K.  Frelek, R. Pilkaityte, L. Reczek  and  I. Rucevska, 1998. Stensund wastewater aquaculture: Studies of key  factors  for  its optimization. Ecol. Eng., 11(1‐4): 87‐100. 

Hellström, D., U. Jeppsson and E. Kärrman, 2000. A framework for systems analysis of sustainable urban water management. Environ. Impact Asses., 20: 311‐321. 

Henze,  M.,  P.  Harremoës,  J.l.C.  Jansen  and  E.  Arvin,  2002.  Wastewater  treatment: Biological and chemical processes. Springer Verlag, Berlin Heidelberg. 

Hinge, J. and H. Stewart, 1997. Solar wastewater treatment in Denmark: demonstration project  at  the  danish  folkecenter  for  renewable  energy.  In:  C.  Etnier  and  B. Guterstam  (Eds),  Ecological  engineering  for wastewater  treatment, CRC  Press, Boca Raton, 123‐126. 

Jenkins,  D.,  J.F.  Ferguson  and  A.B. Menar,  1971.  Chemical  processes  for  phosphate removal. Water Res., 5: 369‐389. 

Jewell, W.J., 1994. Resource‐recovery wastewater treatment. Am. Sci., 82(4): 366‐375. Jungersen, G., 1997. Resource‐saving and ecological aspects of using wastewater  from 

eel  breeding  as  a  source  of  nutrients,  water,  and  carbon  dioxide  for  plant production.  In:  C.  Etnier  and  B.  Guterstam  (Eds),  Ecological  engineering  for wastewater treatment, CRC Press, Boca Raton, 127‐134. 

Kawaguchi,  K.,  1980. Microalgae  production  systems  in  Asia.  In:  G.  Shelef  and  C.J. Soeder (Eds), Algae biomass, Elsevier, Amsterdam, 25‐33. 

Kaya, V.M.,  J. de  la Noüe  and P. G.,  1995. A  comparative  study  of  four  systems  for tertiary wastewater  treatment by Scenedesmus bicellularis: New  technology  for immobilization. Journal of Applied Phycology, 7: 85‐95. 

Krüger, G.H.J. and J.N. Elnoff, 1981. Defined algal production systems for the culture of microalgae. Wastewater  for  aquaculture, University  of  the OFS,  Bloemfontein, University of the OFS Publication, Series C, No. 3. 

Lincoln,  E.P.  and  B. Koopman,  1986.  Bioflocculation  of microalgae  in mass  cultures. Beihefte zur Nova Hedwigia, Heft 83: 207‐211. 

41

McBride, G.B.  and C.C.  Tanner,  1999. Modelling  biofilm  nitrogen  transformations  in constructed wetland mesocosms with fluctuating water levels. Ecol. Eng., 14(1‐2): 93‐106. 

Mesple, F., C. Casellas, M. Troussellier and J. Bontoux, 1996. Modelling orthophosphate evolution in a high rate algal pond. Ecol. Model., 89(1‐3): 13‐21. 

Mirón,  A.S.,  Gómez,  A.  C.,  Camacho,  F.  G.,  Grima    E.  M.  and  Chisti  Y.,  1999. Comparative evaluation of compact photobioreactors for large‐scale monoculture of microalgae. J. Biotechnol., 70(1‐3): 249‐270. 

Mohn,  F.H.,  1988.  Harvesting  of micro‐algal  biomass.  In: M.A.  Borowitzka  and  L.J. Borowitzka  (Eds),  Micro‐algal  biotechnology,  Cambridge  University  Press, Cambridge, 395‐414. 

Moraine, R., G. Shelef, E. Sandbank, Z. Bar‐Moshe and L. Shvartzburd, 1980. Recovery of sewage‐borne algae:  flocculation,  flotation, and centrifugation  techniques.  In: G. Shelef and C.J. Soeder (Eds), Algae Biomass, Elsevier, Amsterdam, 531‐545. 

Mostert, E.S. and  J.U. Grobbelaar, 1987. The  influence of nitrogen and phosphorus on algal growth and quality in outdoor mass algal cultures. Biomass, 13: 219‐233. 

Moutin, T., J.Y. Gal, H.E. Halouani, B. Picot and J. Bontoux, 1992. Decrease of phosphate concentration  in  a  high  rate  pond  by  precipitation  of  calcium  phosphate: theoretical and experimental results. Water Res., 26(11): 1445‐1450. 

Norström,  A.,  2005a.  A  comparative  study  of  six  hydroponic  wastewater  treatment plants. Vatten, 61(2): 1‐9. 

Norström, A., 2005b. Treatment of domestic wastewater using microbiological processes and hydroponics in Sweden. Doctoral thesis. 56. 

Norström, A., K. Larsdotter, L. Gumaelius, J. la Cour Jansen and G. Dalhammar, 2003. A small scale hydroponics wastewater treatment system under Swedish conditions. Water Sci. Technol., 48(11‐12): 161‐167. 

Nunez,  V.J.,  D.  Voltolina,  M.  Nieves,  P.  Pina,  A.  Medina  and  M.  Guerrero,  2001. Nitrogen  budget  in  Scenedesmus  obliquus  cultures with  artificial wastewater. Bioresource Technol., 78(2): 161‐164. 

Ogbonna,  J.C.  and  H.  Tanaka,  2000.  Light  requirement  and  photosynthetic  cell cultivation  ‐  Development  of  processes  for  efficient  light  utilization  in photobioreactors. J. Appl. Phycol., 12: 207‐218. 

Ogbonna, J.C., H. Yoshizawa and H. Tanaka, 2000. Treatment of high strength organic wastewater  by  a  mixed  culture  of  photosynthetic  microorganisms.  J.  Appl. Phycol., 12: 277‐284. 

Oliver, R.L.  and G.G. Ganf,  2000.  Freshwater  blooms.  In:  B.A. Whitton  and M.  Potts (Eds), The  ecology of  cyanobacteria:  their diversity  in  time  and  space, Kluwer, Dordrecht, 149‐194. 

Oswald, W.J., 1963. The high‐rate pond  in waste disposal. Dev. Ind. Microbiol., 4: 112‐119. 

42

Oswald, W.J., 1988a. Micro‐algae and waste‐water  treatment. In: M.A. Borowitzka and L.J.  Borowitzka  (Eds), Micro‐algal  biotechnology, Cambridge University  Press, Cambridge, 305‐328. 

Oswald, W.J., 1988b. The role of microalgae in liquid waste treatment and reclamation. In: C.A.  Lembi  and  J.R. Waaland  (Eds), Algae  and  human  affairs, Cambridge University Press, Cambridge, 255‐281. 

Oswald, W.J. and H.B. Gotaas, 1957. Photosynthesis  in  sewage  treatment. Trans. Am. Soc. Civ. Eng., 122: 73‐105. 

Pipes, W.O. and S. Koutsoyannis, 1962. Light‐limited growth of Chlorella in continuous cultures. Appl. Microbiol., 10(1): 1‐5. 

Polprasert,  C.  and  N.R.  Khatiwada,  1998.  An  integrated  kinetic  model  for  water hyacinth ponds used for wastewater treatment. Water Res., 32(1): 179‐185. 

Proulx, D., P. Lessard and J. De La Noüe, 1994. Tertiary treatment of secondarily treated urban  wastewater  by  intensive  culture  of  Phormidium  bohneri.  Environ. Technol., 15(5): 449‐458. 

Pushparaj, B., Pelosi, E., Tredici, M. R., Pinzani, E. and Materssi, R., 1997. An integrated culture system for outdoor production of microalgae and cyanobacteria. J. Appl. Phycol., 9: 113‐119. 

Raven,  J.A.,  1988.  Limits  to  growth.  In: M.A.  Borowitzka  and  L.J.  Borowitzka  (Eds), Micro‐algal biotechnology, Cambridge University Press, Cambridge, 331‐356. 

Redfield, A.C., 1958. The biological control of chemical factors in the environment. Am. Sci., 46: 205‐221. 

Richmond, A., 1990. Large scale microalgal culture and applications. (Eds), Progress in Phycological Research, 7, Biopress Ltd, Bristol, 269‐330. 

Robinson,  P.K.,  1997.  Immobilized  Algal  technology  for  Wastewater  Treatment Purposes. In: Y.‐S. Wong and N.F.Y. Tam (Eds), Wastewater treatment with algae, Springer Verlag, Berlin. 

SMHI,  Swedish Meteorological  and Hydrological  Institute, Data  on  global  irradiance and temperature. With license for non‐commercial use. 

Soeder,  C.J.,  1981.  Productivity  of  microalgal  systems. Wastewater  for  aquaculture, University of the OFS, Bloemfontein, University of the OFS Publication, Series C, No. 3. 

Song,  Y.,  H.H.  Hahn  and  E.  Hoffmann,  2002.  Effects  of  solution  conditions  on  the precipitation  of  phosphate  for  recovery:    A  thermodynamic  evaluation. Chemosphere, 48(10): 1029‐1034. 

Talbot, P.,  J.‐M. Thébault, A. Dauta and  J. de  la Noüe, 1991. A comparative study and mathematical modeling  of  temperature,  light  and  growth  of  three microalgae potentially useful for wastewater treatment. Water Research, 25(4): 465‐472. 

Tam, N.F.Y. and Y.S. Wong, 2000. Effect of immobilized microalgal bead concentrations on wastewater nutrient removal Environ. Pollut., 107(1): 145‐151. 

43

Tang,  E.P.Y.,  W.F.  Vincent,  D.  Proulx,  P.  Lessard  and  J.d.l.  Noüe,  1997.  Polar cyanobacteria  versus  green  algae  for  tertiary  waste‐water  treatment  in  cool climates. J. Appl. Phycol., 9: 371‐381. 

Todd,  J., E.J.G. Brown and E. Wells, 2003. Ecological design applied Ecol. Eng., 20(5): 421‐440. 

Todd,  J. and B.  Josephson, 1996. The design of  living  technologies  for waste  treatment Ecol. Eng., 6(1‐3): 109‐136. 

Urban  Water,  2002.  Sustainable  Urban  Water  Management,  Programme  Plan  2003. Göteborg. 

Vaillant, N.,  F. Monnet, H.  Sallanon,  A.  Coudret  and  A. Hitmi,  2003.  Treatment  of domestic wastewater by  an hydroponic NFT  system. Chemosphere,  50(1):  121‐129. 

Westholm, L.J., 2006. Substrates for phosphorus removal—Potential benefits for on‐site wastewater treatment? Water Res., 40(1): 23‐36. 

White,  J.S.,  S.E.  Bayley  and  P.J.  Curtis,  1999.  Sediment  storage  of  phosphorus  in  a northern  prairie  wetland  receiving  municipal  and  agro‐industrial  wastewater Ecol. Eng., 14(1‐2): 127‐138. 

Wood, B.J.B., P.H.K. Grimson,  J.B. German and M. Turner, 1999. Photoheterotrophy  in the production of phytoplankton organisms. J. Biotechnol., 70(1‐3): 175‐183. 

Ødegaard,  H.,  1992.  Fjerning  av  næringsstoffer  ved  rensning  av  avløpsvann.  Tapir Forlag, Trondheim. 

  

44