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OBTENCIÓN, CONSERVACIÓN Y PREPARACIÓN DE MUESTRAS BIOLÓGICAS

GENERALIDADES EN EL PROCESO PREANALÍTICO

DEFINICIÓN DE MUESTRA BIOLÓGICA Y TIPOS

Las muestras biológicas o especimenes se definen como todas aquellas sustancias líquidas, sólidas e

incluso gaseosas que se obtienen de los fluidos ó tejidos corporales, vivos o muertos, para su determinación

y estudio.

Los fines de la obtención de muestras son:

– Establecer o ayudar en la elaboración de un correcto diagnóstico clínico y etiológico de la enfermedad.

– Realizar el seguimiento y/o control de la evolución de un determinado proceso fisiológico y patológico.

– Establecer la causa de la muerte, cuando se utilizan muestras obtenidas durante necropsias

– Evaluar la eficacia de un tratamiento (monitorización de fármacos)

– Evaluar la eficacia de una medida preventiva, por ejemplo, valorar la respuesta a una vacuna.

Los diferentes tipos de muestras que pueden recogerse para realizar análisis son:

• Orina (de una micción, 24 horas, etc.), heces, sangre y hemoderivados (son los más frecuentes)

• Líquidos serosos (líquido peritoneal o ascítico, pleural y pericárdico)

• Líquido amniótico, líquido cefalorraquídeo, líquido sinovial

• Esputo, aspirado bronquial (BAS), lavado broncoalveolar (BAL)

• Exudados (de heridas, conjuntival, ótico, nasofaríngeo, vaginal, uretral, endocervical, etc.)

• Biopsias (de tejidos, de órganos, etc.)

• Semen (líquido seminal)

• Cálculos renales

• Contenido gástrico y duodenal

• Derivados epidérmicos (pelos, uñas)

• Médula ósea

Además de la procedencia, las muestras biológicas también se pueden clasificar utilizando otros criterios:

Según los procedimientos utilizados para su obtención:

- Muestras obtenidas por procedimientos no invasivos: orina, semen, heces, exudados, etc.

- Muestras obtenidas por procedimientos invasivos: Biopsias, sangre venosa, arterial, punción

suprapúbica, BAS, BAL, etc.

Según quien obtiene la muestra

- Muestras obtenidas por el propio paciente: orina de una micción, heces, líquido seminal. Se deberá

informar adecuadamente al paciente de las normas de recogida, puede ser información verbal

(permite más errores en la recogida) o escrita mediante protocolos de información al paciente sobre

recogida de muestras.

- Muestras obtenidas por personal sanitario: exudados, sangre venosa, biopsia

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NORMAS GENERALES EN PREANALÍTICA: SOLICITUD DE LAS PRUEBAS Y ETIQUETADO

Recibe el nombre de fase preanalítica al conjunto de etapas del trabajo de laboratorio que abarcan desde la

recogida de la muestra hasta el análisis propiamente dicho (manual o automatizado, hematológico,

bioquímico, microbiológico, etc.). Estas etapas incluyen: obtención, transporte, conservación y tratamiento

preanalítico (separación, alicuotar, centrifugación).

Dos procesos de obligada realización a la hora de obtener una MBH y su envío al laboratorio son:

Cumplimentar el formulario de solicitud acompañante de la muestra

Etiquetado correcto de la muestra

SOLICITUD

Los volantes de solicitud o formularios de solicitud son los documentos en formato papel o

informatizados, que deben ser cumplimentados debidamente por el facultativo indicando el estudio analítico

que se requiere. Cada solicitud de muestra debe ir acompañada de un volante, cumplimentado de forma

legible y con una serie de datos:

• Identificación de la petición: en los casos en que la solicitud proviene de un sistema electrónico

(informatizado), el sistema le asigna un código de identificación (número de petición, número de

volante o número de orden médica) que la identifica inequívocamente en el sistema del que

procede.

• Tipo de petición: ordinaria, urgente preferente, etc. Normalmente el tipo de petición condiciona una

logística diferente.

• Datos de filiación del paciente: son los que identifican inequívocamente al paciente y lo relacionan

con otros datos. Ejemplo: nombre, apellidos, número historia clínica, número de la SS, otros

números, etc.

• Datos clínicos y demográficos: son necesarios para la correcta interpretación de los resultados, para

llevar a cabo estudios complementarios, revisar la congruencia de los resultados y realizar

recomendaciones desde el laboratorio. Ejemplo: diagnóstico (definitivo o de sospecha, síntomas,

signos, etc.) fecha de nacimiento, sexo.

• Datos administrativos de la solicitud: indican de que persona, servicio y centro sanitario procede la

solicitud, a donde se envía el informe y quien se hace cargo administrativamente de la petición.

• Pruebas o estudios solicitados: aquí se indica qué pruebas o grupos de pruebas se desea realizar y

sobre que muestras, por ejemplo: glucosa en suero, amilasa en orina o hemograma en sangre.

También es frecuente la petición por perfiles, por ejemplo bioquímica básica o protocolos

diagnósticos, como “estudio del metabolismo lipídico” “protocolo analítico de hipertensión aguda” o

“control de embarazo en primer trimestre”. En estos casos existen acuerdos entre el laboratorio y los

clínicos para definir estos perfiles y protocolos.

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ETIQUETADO

Un aspecto fundamental del manejo de los especímenes biológicos es su identificación, que puede

realizarse de varias formas:

• Identificación manual. En las etiquetas de los recipientes de toma de las muestras (tubos de vacío,

jeringas, recipientes para orina, etc.) se marca el nombre del paciente y el número de acceso al

laboratorio, que se escribe también en el impreso de petición. Su principal inconveniente, es que la

transcripción es manual y por tanto más susceptible de producir errores.

• Etiqueta preimpresa informatizada. El laboratorio dispone de etiquetas ya impresas con numeración

correlativa y con códigos de barras; estas etiquetas se utilizan tanto en el laboratorio como en las

plantas o áreas donde se hayan distribuido. En el momento de la extracción se pega la etiqueta a

cada recipiente del especimen, y otra, al impreso de petición.

NORMAS GENERALES EN LA OBTENCIÓN DE LAS MUESTRAS

En general, las muestras se obtienen en las condiciones de máxima asepsia y se deben seguir normas de

seguridad e higiene. Es recomendable elaborar y seguir PNT establecidos en cuanto a los distintos

procedimientos de toma de muestras (por ejemplo si se requieren dietas previas o no, recipientes utilizados,

etc., momento de la obtención ie: cuando hay fiebre o no).

En la obtención de una muestra, desde el punto de vista de la seguridad, se debe:

1. Evitar daños y riesgos en el paciente. El proceso de obtención de muestras debe ser lo menos

agresivo posible para el paciente, y se debe realizar en condiciones higiénicas para evitar

infecciones y en el menor tiempo posible para disminuir las molestias. Es fundamental mantener la

higiene y desinfección de las áreas y zonas de obtención de muestras (ya sea en un módulo de

extracciones, en una consulta o en la habitación del paciente). El lavado de manos y utilización de

guantes por parte del personal sanitario es una de las medidas fundamentales para evitar la

contaminación por contacto del paciente al que se le toma la muestra.

2. Evitar riesgos en el personal sanitario que extrae y obtiene la muestra. Este personal debe utilizar

los EPI necesarios (bata, guantes, mascarillas, gafas, etc.) en función del tipo muestra y su posible

contaminación.

3. Se debe informar al paciente del procedimiento al que se le va a someter, las ventajas/desventajas,

si causa molestias o no. En ocasiones, para muestras obtenidas por procedimientos invasivos, es

necesario un consentimiento informado.

4. Utilizar dispositivos de obtención de muestras (agujas, sondas, trócares, hisopos) estériles y

adecuados

En la obtención de una muestra, desde el punto de vista de la calidad, se debe:

1. Obtener una muestra homogénea: que una fracción de la misma contenga todos los componentes a

analizar igualmente repartidos, por ejemplo a la hora de obtener un exudado o biopsia

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2. Asegurar la viabilidad de la muestra (evitar su alteración) utilizando los procedimientos adecuados

de obtención (i.e. utilizar conservantes cuando sea necesario) y evitando su contaminación

3. Obtener una muestra que sea representativa del proceso patológico y que reproduzca las

características del fluido o tejido de procedencia.

4. Utilizar recipientes o contenedores de muestras adecuados, limpios y estériles. Es importante

verificar la caducidad de estos recipientes, puesto que la esterilidad de los mismos y la estabilidad

química de los aditivos que puedan llevar (medios de cultivo, anticoagulantes, conservantes, etc.)

sólo está asegurada hasta la fecha de caducidad.

NORMAS GENERALES EN EL TRANSPORTE

El transporte al laboratorio puede ser realizado:

- Por el paciente desde su domicilio en algunas muestras que son tomadas en el propio domicilio como

orina, semen, heces.

- Intracentro y por personal sanitario, si el lugar de la obtención de la muestra y el laboratorio se

encuentran en el mismo centro sanitario, por ejemplo, muestras de pacientes hospitalizados, obtenidas

durante un proceso quirúrgico u obtenidas en el módulo de extracciones del hospital, generalmente

próximo a los laboratorios.

- Intercentro, por personal no sanitario, cuando son muestras de que son transportadas entre distintos

centros, por ejemplo desde los módulos de extracciones periféricos (en los CAP o Centros de

especialidades sin laboratorio) o cuando son envíadas a laboratorios de referencia (que realizan

técnicas analíticas especiales) o cuando los laboratorios del centro hospitalario están externalizados.

Dentro de los centros sanitarios, generalmente, el tiempo que transcurre entre la obtención de las muestras

y su llegada al laboratorio suele ser corto, por lo que, para la mayoría de las determinaciones analíticas, no

son necesarias condiciones especiales de transporte. Sin embargo, en algunos casos se requiere la

refrigeración del especimen desde el momento de la extracción.

En muchos centros hospitalarios funcionan sistemas de tubos neumáticos para el transporte de las

muestras biológicas. Con este sistema hay que tener especial cuidado, y fijarlos bien dentro de los

contenedores que viajan por el tubo neumático, para evitar su movimiento, pues éste puede producir

hemólisis de las muestras de sangre, salida de los líquidos de sus contenedores y otros problemas que

dificultan el trabajo del laboratorio.

Cuando las muestras deben ser remitidas desde un centro de extracciones periférico al laboratorio central,

el transporte se debe realizar de forma adecuada, siguiendo rutas y horarios de envío preestablecidos, a fin

de que no se deterioren sus componentes, ni se produzca el extravío de ninguna muestra.

El transporte de muestras biológicas requiere una serie de medidas generales y debe realizarse en

condiciones de seguridad e higiene con el fin de evitar riesgos en el transportista, en la colectividad y al

mismo tiempo que aseguren la calidad y viabilidad de la muestra, son:

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• Realizar el transporte con especial atención evitando caídas, golpes, paso por corrientes de aire o

áreas de pacientes.

• Si el transporte es realizado por el propio paciente desde su domicilio, se le deberán proporcionar

las instrucciones necesarias para el transporte de la muestra.

• El personal sanitario debe estar instruido en las técnicas de recogida y transporte de cada tipo de

especimen. Se aconseja disponer de un manual que recoja las instrucciones generales para

manipular adecuadamente las muestras.

• Aunque el/los dispositivo/s de recogida empleado contenga medio de conservación, el traslado al

laboratorio debe ser siempre lo más rápido posible.

• Se deben evitar las temperaturas elevadas ya que aceleran el deterioro de la muestra. En ocasiones

se deben transportar en frío (gasometría) o a temperatura ambiente (hemocultivos). En algunas

ocasiones se pueden transportar en congelación (como suero o plasma), pero la sangre total nunca

se transporta en congelación ya que provoca la hemólisis de la muestra.

• Se debe evitar la exposición a la luz ya que se puede producir el deterioro o transformación de

algunos compuestos químicos. En el caso de transporte entre centros, el traslado se realiza en

contenedores colectivos de muestras que conservan la temperatura constante y protegen de la luz

(neveras para transporte de muestras).

• La muestra se debe transportar siempre acompañada del formulario de solicitud.

• Ante cualquier duda en caso de transporte o conservación, hay que consultar al laboratorio.

• Como regla general, no debe obtenerse un especimen cuando no se tenga la certeza de que va a

llegar al laboratorio en condiciones adecuadas. Éste tiene que establecer los procedimientos

administrativos, que aseguren el manejo adecuado de las muestras que se van a transportar. Cada

muestra debe ir acompañada del nombre del paciente, un número de referencia adecuado, las

pruebas que se solicitan y el nombre y la dirección del solicitante.

NORMAS GENERALES EN LA CONSERVACIÓN

Se denomina conservación de muestras a los procedimientos que van dirigidos a prolongar la viabilidad de

la muestra y por tanto retrasar su deterioro. La conservación se puede realizar en dos momentos

- Antes del análisis, es decir, una vez que se ha extraído la muestra y es introducida en los recipientes

adecuados para ser enviada al laboratorio. Esta conservación es fundamental y obligatoria para que la

muestra no se deteriore y asegurar la calidad de los resultados analíticos.

- Después del análisis. En determinadas ocasiones algunas muestras se deben conservar una vez

analizadas, un tiempo prefijado, con distintos fines, por ejemplo, por si fuera necesario repetir o verificar

(contrastar) los resultados de alguna prueba analítica ya realizada, por si fuera necesario realizar alguna

determinación analítica extra que pueda ayudar a un diagnóstico. Esta conservación sólo se puede

realizar en muestras que soporten la congelación.

La conservación es necesaria ya que a medida que pasa el tiempo en la muestra ocurren distintos

fenómenos que provocan su alteración:

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- Muerte de las células

- Hasta la muerte de las mismas el metabolismo celular provoca cambios bioquímicos en el medio

circundante

- El crecimiento microbiano provoca descomposición de las muestras que no son estériles.

- La luz desencadena algunos procesos fotoquímicos que pueden alterar distintos compuestos químicos

analizables.

- Se producen fenómenos osmóticos entre las células y el medio que las rodea.

- Aunque se introducen en contenedores cerrados, siempre se produce evaporación de gases y líquidos.

La conservación se puede realizar de distintas maneras:

- Refrigerando la muestra (4ºC) hasta su análisis, de esta manera retrasa el metabolismo celular, el

crecimiento microbiano y la evaporación.

- En algunos casos, congelando la muestra, preferentemente cuando no contiene células, como

suero, plasma u orina centrifugada. De esta manera se pueden conservar muestras hasta varios

meses después de su análisis.

- Añadiendo conservantes que retrasan el crecimiento microbiano y evitan la transformación de

algunos compuestos químicos, esto se puede realizar en muestras de sangre, heces y orina

principalmente

- Tapando adecuadamente los contenedores donde se introducen las muestras. Los tubos de sangre

al vacío minimizan este problema

- Protegiendo de la luz. Muchos recipientes de muestras son opacos y en ocasiones hay que proteger

la muestra de luz usando por ejemplo papel de plata

CRITERIOS DE RECHAZO DE MUESTRAS

Cualquier error durante la fase preanalítica, puede provocar errores en los resultados analíticos, que en

algunos casos pueden ser de vital importancia para el paciente, ya que podría conllevar un diagnóstico

erróneo, la instauración de un tratamiento incorrecto o la no aplicación del mismo. Es por tanto fundamental

el seguimiento de normas de calidad preanalíticas.

Todo laboratorio debe poseer uno o varios protocolos de rechazo de muestras que especifiquen los posibles

errores preanalíticos que puedan ocurrir en las distintas muestras y las pautas a seguir en cada caso por el

personal laboral.

Las causas por las que una muestra es considerada errónea y por tanto es susceptible de no ser analizada

y devuelta a su lugar de procedencia son diversas, estas causas son definidas como criterios de rechazo de

muestras y son:

- Inadecuada identificación de la muestra, por ejemplo falta de correlación entre la identificación de la

muestra y el formulario de pruebas

- Muestras sin formulario de solicitud

- Recipiente inadecuado

- Deterioro del recipiente

- Derramamiento de la muestra

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- Condiciones inadecuadas de transporte como por ejemplo, temperatura incorrecta, ausencia de

protección de la luz, conservación inadecuada, excesivo retraso en el envío de la muestra, etc.

- Volumen de muestra insuficiente

- En el caso de muestras de suero o plasma, que estén bemolizados

MUESTRAS DE SANGRE

En los LDC se analizan gran cantidad y variedad de muestras biológicas y la muestra que con diferencia se

utiliza con más frecuencia por su facilidad de obtención como por su utilidad clínica es la sangre. La sangre

es un tejido líquido constituido por células (elementos formes), que ocupan aproximadamente el 45% del

volumen total, estas células son hematíes, las células más abundantes, glóbulos blancos (linfocitos,

monocitos y granulocitos) y fragmentos celulares que participan en la coagulación, que son las plaquetas o

trombocitos. El resto de la sangre es la sustancia intercelular o plasma, que es una disolución compleja

formada por agua y NaCl en una concentración isosomótica con las células de aproximadamente 0,9%,

además de otros iones (bicarbonato, potasio, fosfato, etc.) y biomoléculas como proteínas (separadas en

fracciones, siendo la proteína mayoritaria la albúmina, además de numerosas proteínas como fibrinógeno,

factores de la coagulación, hormonas, enzimas, inmunoglobulinas etc.), lípidos, glúcidos, principalmente

glucosa, compuestos nitrogenados, desechos metabólicos, etc.. Estos compuestos se encuentran en la

sangre en concentraciones variables, siendo los cambios de concentración el reflejo de múltiples

alteraciones orgánicas y funcionales de los tejidos corporales, los cuales vierten sus metabolitos a la

sangre. Es por esta causa que el estudio analítico de la sangre o de sus fracciones es de gran utilidad para

diagnóstico o filiación de distintas patologías.

La sangre puede recogerse de las venas, arterias y capilares. Para la mayoría de las determinaciones que

se realizan en los laboratorios clínicos, no hay diferencias entre sangre venosa y arterial, por lo que suele

utilizarse aquella por su facilidad en la obtención así como las menores molestias en el paciente. Pero para

algunas determinaciones en las que sí existen diferencias entre ambos tipos de sangre, como los gases

sanguíneos, el especimen más adecuado es la sangre arterial.

Las muestras de sangre se obtienen para realizar gran cantidad de pruebas, estos estudios analíticos

pueden realizarse en sangre total o en sus hemoderivados plasma o suero, En estos últimos casos para

obtenerlos es necesario someter a la sangre extraída a una serie de procedimientos preanalíticos como son

la separación de los componentes formes de la fracción líquida (suero o plasma) mediante centrifugación.

La utilidad de la sangre desde el punto de vista analítico es inmensa, así:

La sangre total es de gran utilidad en hematología:

- Para realizar estudios hematimétricos, es decir, recuento celular: GR, GB, parámetros eritrocitarios,

formula leucocitaria, recuentos microscópicos, concentración de hemoglobina

- Cultivos sanguíneos microbiológicos o hemocultivos.

- También para aislamiento de leucocitos y realizar estudios citogenéticos e inmunocitoquímicos, para

análisis gasométricos, es decir, gasometrías arteriales, capilares o venosas, que requieren sangre

total; la sangre total también es útil para búsqueda de parásitos sanguíneos como Plasmodium, filarias

o Tripanosomas, que requieren un frotis sanguíneo para su búsqueda.

- Para medición de algunos parámetros bioquímicos in situ (a la cabecera del paciente) como glucemia,

colesterolemia, etc.

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El suero o plasma desfibrinado y sin factores de coagulación y el plasma son las fracciones líquidas de la

sangre, en el caso del suero se obtiene tras dejar coagular la sangre en el tubo de recolección y separación

mediante centrifugación y en el caso del plasma se obtiene tras la obtención de sangre en un recipiente con

un anticoagulante y posterior centrifugación. Ambas muestras tienen utilidad para estudios bioquímicos

(glucosa, creatinina, iones, enzimas séricas, etc., por poner algún ejemplo), serológicos (búsqueda de

anticuerpos y/o antígenos para diagnóstico de enfermedades infecciosas) e inmunológicos.

El plasma es una muestra de gran utilidad para estudios de hemostasia, al contener todos los factores de

coagulación, es la muestra de elección previa adición de citrato para analizar alteraciones de la coagulación

sanguínea, así como para el seguimiento y control del tratamiento anticoagulante (heparina o sintrom) que

es muy frecuente en la terapéutica médica.

Se han demostrado diferencias significativas en los resultados analíticos de diversos metabolitos, cuando se

utiliza suero o plasma. Estas diferencias son muy marcadas para compuestos como proteínas totales

albúmina, T4, transferrina (que están más elevados en plasma) y triglicéridos, glucosa, LDH, iones fosfato,

potasio, GGT, T3 o lactato (que están más elevados en suero). Las diferencias entre las concentraciones

obtenidas en suero y plasma, son debidas a las siguientes razones fisiológicas y técnicas:

- El compuesto puede agotarse durante la coagulación como el fibrinógeno, plaquetas, glucosa, calcio.

- El componente puede liberarse desde las células durante la coagulación, ocurre así para el amonio,

potasio, lactato, LDH.

- El fibrinógeno, cuando se utiliza plasma, puede interferir en el procedimiento analítico, como es en el

caso de algunas técnicas de inmunoanálisis.

- Con el plasma, dependiendo del tipo de anticoagulante utilizado, puede haber interferencias en la

determinación de cationes séricos, puesto que los anticoagulantes se comercializan como sales

sódicas, potásicas, de litio.

- El anticoagulante puede interferir con el compuesto o contaminar el procedimiento de medida. Estas

posibles interacciones como en muchos casos no se conocen bien, este el motivo principal que justifica

la preferencia del suero al plasma en los estudios analíticos. No obstante en ocasiones es necesario el

plasma, como para determinación de amonio o lactato en sangre.

ANTICOAGULANTES

Una vez fuera de las venas y las arterias, la sangre coagula en unos minutos por lo que, cuando el

especimen requerido para el análisis sea sangre total o plasma, deberá añadirse a la muestra el

anticoagulante adecuado durante el proceso de extracción. En la actualidad, y ya hace muchos años, que

este procedimiento no se realiza y lo que se utilizan son recipientes de recolección que llevan el

anticoagulante en su interior, de forma que, generalmente, existen códigos internacionales entre colores de

los tapones de los tubos de muestra y el aditivo/anticoagulante que contienen. La relación entre el código de

colores de los tapones de los recipientes y el anticoagulante que contienen está recogido en la norma ISO

6710 de 1995. Esto requiere que el personal sanitario que realiza la extracción debe conocer estos

anticoagulantes y los recipientes de muestras, para evitar posibles confusiones y molestias inoportunas al

paciente. Una verificación técnica correcta de interpretación de los formularios de solicitud y preparación de

recipientes óptimos requeridos, antes de la extracción, evitará posteriores confusiones y garantizará en todo

momento la calidad del proceso.

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La elección del tipo de recipiente para la recolección con el anticoagulante que contiene depende del tipo de

estudio analítico a realizar. De forma general los anticoagulantes utilizados en los procesos de extracción

sanguínea deben cumplir unas características:

- Deben ser compuestos inertes que no interaccionen o lo hagan débilmente con compuestos químicos

de la sangre. En muchos casos estas interacciones no se conoce si realmente ocurren, de ahí que sea

preferible el uso de suero, que no necesita anticoagulantes, al plasma, en las determinaciones

bioquímicas.

- No deben alterar, a corto plazo, la morfología leucocitaria, tamaño de los RBC o producir lisis celular.

- La concentración a la que se deben usar debe ser la adecuada, para evitar problemas de hemodilución

de componentes sanguíneos.

- Normalmente alargan la estabilidad de la muestra, pero de forma general, ésta estabilidad es inferior a

24 horas incluso a temperaturas de refrigeración.

Los anticoagulantes más utilizados en los LDC son: heparina, el ácido etilendiaminotetraacético (EDTA) y el

citrato, aunque existen muchos más:

- Heparina, es un glucosaminglucano fisiológico que es producido fundamentalmente por los mastocitos

o células cebadas y abunda particularmente en el hígado, pulmones e intestino. Su función es participar

en el control de la coagulación sanguínea impidiendo que ésta tenga lugar de manera

desproporcionada, la heparina es un activador fisiológico de la antitrombina III, acelerando así la

inhibición del factor IIa; aunque también inactiva directamente diversos factores de la coagulación, y por

tanto inhibe de forma indirecta el paso de protrombina a trombina, que es necesaria para transformar el

fibrinógeno en fibrina, que produce el coagulo. Dada esta función y su estructura polisacarídica ha

permitido que se pueda obtener y comercializar a nivel industrial con fines farmacológicos, como

anticoagulante en situaciones patológicas donde es necesario disminuir la actividad procoagulante

sanguínea para evitar tromboembolismos secundarios a arterioesclerosis, inmovilidad prolongada,

procesos quirúrgicos, etc., pero también es de gran utilidad como aditivo en los recipientes de

recolección de sangre. La heparina se comercializa normalmente como sal sódica (NH), de litio (LH) o

de potasio (KH), siendo la heparina de litio las más utilizada en el LDC. Dada su baja interferencia en el

análisis de muchos metabolitos séricos se puede utilizar en determinaciones de bioquímica clínica; pero

donde tiene más utilidad es en las gasometrías donde las jeringuillas se comercializan normalmente con

heparina de litio, lo cual permite unos resultados fiables en las determinaciones de gases sanguíneos,

pH sanguíneo, bicarbonato e incluso iones (sodio, potasio y cloro) que con cada vez más frecuencia se

determinan en los aparatos de gasometría. En estos casos la concentración óptima está entre 0,1-0,2

mg/mL de sangre. En el caso de determinación de iones, la heparina de sodio interferiría obviamente en

la determinación de la natremia. También contienen heparina los tubos de sangre con tapón verde que

se requieren para algunas determinaciones bioquímicas, en especial en los laboratorios de urgencias

por su rapidez en el procesamiento (la muestra se puede centrifugar y no hay que esperar la formación

del coagulo), también es el anticoagulante requerido para realizar estudios citogenéticos (cariotipo) en

sangre periférica (los leucocitos no crecen en el cultivo cuando el tubo contiene otro anticoagulante

distinto de LH). Además se utiliza para conservar muestras de sangre para el banco de sangre,

permitiendo una estabilidad de 48 horas a temperatura de refrigeración. La heparina no afecta a las

células sanguíneas pero normalmente no se utiliza en los estudios hematológicos puesto que a las

concentraciones en las que se debe utilizar provoca un descenso

- EDTA, con código internacional E, es un ácido carboxílico, cuya acción es unir con fuerza por enlace

iónico el calcio iónico de la sangre, lo cual bloquea de forma eficaz la coagulación sanguínea y la

agregación plaquetaria. Se comercializa en forma de sal con iones de potasio, sodio o litio que son sales

más solubles, siendo los más comercializados el EDTA disódico (NE), dipotásico (K2E) que es un spray

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y tripotásico (K3E) que es un líquido, y también en sales de litio (LE). La cantidad de EDTA utilizada

para quelar el calcio sérico y que no afecte y dañe a las células debe ser la adecuada; un volumen bajo

no impide la coagulación y volumen excesivo lisa los hematíes y deforma los glóbulos blancos,

especialmente los neutrófilos. Los Comités Internacionales de Estandarización recomiendan utilizar

entre 1-2 mg de EDTA dipotásico/mL de sangre, por ser éste el que menos altera la morfología celular

de todas las sales de EDTA, además se encuentra en el tubo de recolección como un spray seco

adherido a las paredes del tubo que permite su mezcla rápida con la muestra de sangre y no

hemodiluye la sangre, a diferencia de lo que puede hacer la sal tripotásica. Estas concentraciones son

adecuadas para no afectar a los parámetros eritrocitarios o leucocitarios. Los tubos de sangre con EDTA

están comercializados con un volumen determinado y concreto de EDTA y son los tubos de tapón

morado. Su principal utilidad es para realizar estudios hematológicos, es el anticoagulante de elección

para realizar estudios citohematológicos puesto que es el anticoagulante que menos altera la forma

celular, aunque es relativamente frecuente que provoque agregados plaquetarios lo cual proporciona en

el resultado analítico una falsa trombopenia o pseudotrombopenia, que es de fácil demostración

observando microscópicamente un frotis sanguíneo o cuantificando las plaquetas en sangre con citrato

sódico. También es el anticoagulante que se utiliza para realizar estudios de genética molecular.

- Citrato: es otro anticoagulante, con código internacional C, que actúa formando complejos con el calcio

del plasma. El compuesto químico que más se utiliza y por tanto el más comercializado es el citrato

sódico (NC), en una concentración aproximada de 30 mg/mL o 0,1-0,3 mol/L. Los tubos de recolección

de sangre con citrato se comercializan con tapón azul claro. El citrato es el anticoagulante de elección

para realizar pruebas y estudios de coagulación tanto plaquetarios como de factores de coagulación

(TP, APTT, etc.), debido a que evita el rápido deterioro de los factores de la coagulación más lábiles

como son los factores V y VII. Sin embargo se necesita en una concentración óptima que permite muy

poco margen de variación, de forma que los tubos para estudios de hemostasia llevan marcados una

línea de enrase hasta la cual se debe llenar de sangre para que la proporción citrato/plasma sea la

adecuada y proporcione resultados fiables. La relación citrato/sangre es 1:9 (9NC). Un criterio de

rechazo de muestras de sangre para estudios de hemostasia es el llenar el tubo escasa o

excesivamente; el conocimiento de este factor por el personal que realiza la extracción evita problemas

innecesarios. Un enrase por defecto, es decir, si se recolecta menos sangre de la necesaria, la

concentración efectiva del anticoagulante aumenta y su efecto es aumentar el tiempo de tromboplastina

parcial activa, proporcionando resultados erróneos. La relación 1:9 se debe ajustar en los casos en los

que el valor de hematocrito del paciente es > 55%, debido a que en estos pacientes hay un descenso de

la fracción plasmática y por tanto, al añadir esa sangre al tubo, hay un exceso de citrato en el plasma.

También contienen citrato los tubos para determinación de VSG, son tubos con tapón de color negro y

en este caso la proporción citrato/sangre es 1:4.

- Citrato sódico mezclado con otros conservantes se utiliza en banco de sangre para conservación de

la sangre. Son anticoagulantes que al mismo tiempo permiten mantener la viabilidad de los hematíes

durante tiempos prolongados y que permite almacenar la sangre en los bancos de sangre hasta unos

35 días en refrigeración. Las mezclas que se pueden utilizar son:

ACD – ácido cítrico-dextrosa (D-glucosa). Es una solución formada por ácido cítrico, citrato

disódico, dextrosa y agua destilada. Se utiliza poco porque provoca excesiva acidosis de la

muestra.

CPD – citrato-fosfato-dextrosa, los mismos compuestos anteriores pero además fosfato sódico

CPD-A – citrato-fosfato-dextrosa-adenina. La adenina aumenta la estabilidad de la muestra

hasta 35 días cuando la muestra está refrigerada. Es el anticoagulante más utilizado en los

bancos de sangre.

CPD-SAG-manitol. SAG (cloruro sódico, adenina y glucosa) y el manitol (que estabiliza la

membrana de los hematíes) permite la estabilidad de la muestra hasta 45 días en refrigeración.

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- Oxalato potásico mezclado con conservante fluoruro sódico (que inhibe la glicolisis) (FK) es el

anticoagulante que llevan algunos tubos de sangre con tapón gris para determinar en plasma la

glucemia o el lactato.

- Anticoagulante de Wintrobe es una mezcla de oxalatos: oxalato de amonio, oxalato de potasio, formol

y agua, usado en proporción 0,1 mL anticoagulante/1mL sangre. Se ha utilizado para determinar

parámetros hematimétricos como: Hb, hematocrito, VSG, recuentos celulares, PT, APTT, pero no es

adecuado para realizar estudios citomorfológicos microscópicos.

- Anticoagulante de Paul-Heller. Es una mezcla de oxalato sódico y oxalato potásico, en la actualidad

tiene poca utilidad

OTROS ADITIVOS NO ANTICOAGULANTES

Otros aditivos distintos de los anticoagulantes que se pueden utilizan para la manipulación de muestras de

sangre son:

- Partículas de sílica que llevan muchos tubos de suero, las partículas de sílica adheridas a las paredes

del tubo tienen como función activar la coagulación de esta forma se acelera el proceso analítico.

- Gel separador. Es un gel inerte, poroso e incoloro (gelosa) que llevan en el fondo mucho tubos de

sangre, el cual permite la separación física entre células y fracción líquida (ya sea suero o plasma) tras

la centrifugación, de esa forma no es necesario separar el suero o el plasma en otro tubo a la hora de

conservarlo, es decir, el tubo con gel separador se puede conservar en congelación directamente,

además permite agitar el tubo sin riesgo de que se vuelvan a mezclar los componentes.

- Inhibidores de la glicolisis como: el fluoruro sódico o el iodoacetato de litio. El primero se utiliza más, su

función es bloquear la glicolisis de forma que se impide el consumo de glucosa en el tubo o se impide la

formación de metabolitos, como el lactato. El fluoruro inhibe la enzima fosfoenolpiruvato hidratasa y el

iodoacetato inhibe la gliceraldehido-3-fosfato deshidrogenasa. El FN se puede añadir de manera manual

a tubos con EDTA para medir la lactemia o viene mezclado con oxalato potásico en los tubos de tapón

gris adecuados para determinar glucemia.

TUBOS DE SANGRE

Al igual que los aditivos necesarios, en la obtención de muestras sanguíneas se requieren recipientes

adecuados que no alteren las propiedades de la sangre. La ECCLS (Comité Europeo de Estandarización

del Laboratorio Clínico) ha publicado recomendaciones en relación con los recipientes que se utilizan en la

recogida de sangre en el LDC. Según estas recomendaciones:

- Los recipientes deben ser de vidrio o plástico, pero de materiales inertes. Para coagulación no se

utilizan recipientes de vidrio convencional y con una superficie interna tratada para realizar estos

estudios

- Deben ser contenedores estériles

- En el caso de recipientes a los que se les ha hecho el vacío. Éste debe durar el tiempo establecido

hasta la fecha de caducidad.

- El diseño de los recipientes y del tapón debe permitir su uso con aguja y porta-aguja, de modo que se

pueda asegurar que el recipiente se llene hasta el volumen establecido para una extracción máxima.

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Para recipientes con aditivos ha de quedar suficiente espacio libre para permitir una mezcla adecuada

por medios mecánicos o manuales

- El diseño del tapón no debe permitir filtraciones o pérdidas del contacto, no debe abrirse y debe tener

una superficie adecuada para cogerlos con los dedos y poder quitarlo fácilmente sin tocar aquella parte

del tapón que haya tenido contacto con la muestra

- El recipiente debe ser capaz de soportar FCR de 2220 g durante 10 minutos, es decir, una FCR mucho

mayor que la necesaria en los LDC convencionales

- El recipiente y el tapón deben ser diseñados para evitar accidentes en el manipulador, es decir, no

deben diseñarse con superficies cortantes, ni afiladas.

- El recipiente se debe comercializar con una etiqueta informativa indicando tipo de recipiente, presencia

de aditivos o no, volumen máximo, fecha de caducidad, etc.

Los distintos tipos de tubos o recipientes de sangre que se utilizan son

- Tubos de tapón morado con EDTA, para análisis hematológicos (hematimétricos) y otras

determinaciones por ejemplo hemoglobina glicosilada

- Tubos de tapón azul con citrato sódico NC 9:1, para separar plasma y realizar pruebas de hemostasia

- Tubos de tapón verde con heparina de litio, con gel separador, para separar plasma y realizar análisis

bioquímico, muy usado en los laboratorios de urgencias. Sin gel separador se utilizan para realizar

cariotipos en sangre periférica

- Tubos para suero, con gel separador, para separar suero. Pueden ser de tapón marrón o color teja,

normalmente para bioquímica, de tapón rojo para banco de sangre y de tapón amarillo para serología

- Tubos de tapón negro con citrato sódico 4:1 para determinación de VSG

- Tubos de tapón gris con oxalato potásico y fluoruro, útiles para separar suero y determinar glucosa o

lactato.

- Jeringuillas de gasometría con heparina de litio, para introducir sangre arterial y determinar los gases y

el pH

- Contenedores o frascos para hemocultivo: rosa (anaerobios), azul o verde (aerobios), naranja

(hongos).

- Tubos micrométodo para neonatos, son similares a cualquiera de los tubos de sangre anteriores, pero

de pequeño tamaño para contener volúmenes bajos de sangre.

OBTENCIÓN DE LA MUESTRA

Una vez elegido el recipiente y el anticoagulante adecuado, empieza la obtención de la muestra, siendo ésta

la primera etapa de la fase preanalítica. Las extracciones sanguíneas son un factor muy importante para

valorar la calidad de un laboratorio clínico. Al ser la única actividad de éste en la que existe un contacto

directo entre el personal del laboratorio y el paciente, las malas extracciones afectarán negativamente a los

resultados analíticos, por el contrario una extracción óptima, junto con un buen procesamiento preanalítico

permitirá unos resultados analíticos fiables, además de evitar efectos indeseables en el paciente.

13

La sangre que se utiliza con más frecuencia en los estudios analíticos, es la sangre venosa, pero en

muchas ocasiones se puede recurrir a sangre capilar, obtenida por punción cutánea; y en análisis muy

concretos se requiere sangre arterial.

Antes de obtener la muestra hay que verificar y comprobar que:

1 - Cada petición de análisis lleve un número de identificación con los datos personales.

2·- El paciente al que se le va a realizar la extracción es el correcto y se corresponde con los datos del formulario

de solicitud

3·- El paciente está en ayunas cuando sea necesario que lo esté y lo mismo si ha seguido una dieta indicada, en

caso de que ésta sea necesaria.

4·- El paciente esté tranquilo y sin angustia.

Los procedimientos de obtención de estos tres tipos sanguíneos son diferentes:

1. PUNCIÓN VENOSA

A la punción venosa se le llama también flebotomía. Hoy en día el lugar donde se usa la flebotomía con más

frecuencia es en el laboratorio clínico, por su facilidad de obtención y por su menor riesgo y comodidad para el

paciente.

Antes de la extracción sanguínea, ya sea de vena, capilar o arterial, es necesario preparar y colocar el material

necesario y el puesto de extracción. El material necesario es:

1. Agujas: la elección de una aguja adecuada está en función: de la cantidad de sangre a extraer y de las

características del paciente. Las agujas que se usan más frecuentemente son los calibres del 19 (más

calibre, más gorda), 20, 21. Cuando las venas son pequeñas además de usar agujas de menor calibre

tenemos que extraer la sangre con menor rapidez porque sino las venas se colapsan.

2. Jeringas o tubos de vacío: para la extracción de sangre se usa o bien jeringa o bien sistema de vacío. Las

jeringas son de plástico desechable o de un solo uso. Las agujas están diseñadas para encajar en los

distintos tipos de jeringas. Se coloca la aguja en la jeringa y se comprueba que el émbolo se mueve bien

y que sale y entra el aire.

- La jeringa se usa cuando se va a extraer sangre a personas con venas finas, de paredes frágiles o

venas que rueden (no se dejan pinchar).

- Los sistemas de vacío se usan habitualmente. Permiten una exacción fácil y la sangre nunca está en

contacto con el aire. además evita menos riesgos de pinchazo en el personal de extracción.

3. Guantes de látex u otro tipo.

4. Elección de los tubos recipientes dependiendo del tipo de pruebas analíticas a realizar

5. Compresores: suelen ser de goma.

6. Desinfectante: alcohol, el más utilizado, también en ocasiones se utiliza povidona yodada.

7. Gasas y esparadrapo.

8. Recipientes de recolección de residuos: agujas y/o jeringuillas

Las etapas de la venopunción son:

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1. Selección del sitio donde se va a realizar la punción

Buscar meticulosamente un punto de donde extraer la sangre. Para ello revisar todo el antebrazo, parte anterior

del brazo, muñecas, manos, en ocasiones se puede observar tobillos y pies (en pacientes hospitalizados). La

mayoría de las veces en adultos se usan las venas del brazo, en la región antecubital a la altura de la flexura del

codo, en concreto las venas cefálica, basílica y mediana cubital. La vena mediana cubital es la que se usa con

más frecuencia por ser grande, cercana a la piel y es la menos dolorosa. En ocasiones se pueden utilizar venas

de otras regiones anatómicas, como son las venas del dorso de la mano, o venas del antebrazo o venas del

dorso del pie (por ejemplo en ancianos encamados). En neonatos se puede recurrir a venas yugular o femoral.

Factores que influyen en la elección de la zona de venopunción son:

Cicatrices extensas: debe evitarse pinchar en áreas donde haya cicatrices extensas (quemaduras).

Masectomía (extirpación de mama): debe evitarse pinchar en el brazo del lado donde se hizo la masectomía

Hematomas: las muestras obtenidas con hematomas pueden dar resultados erróneo, en caso de no haber

otra vena disponible se obtendrá la muestra del segmento de la vena distal al hematoma.

Terapia intravenosa: la muestra de sangre venosa se obtiene del brazo opuesto. Hay enfermos que tienen

venas difíciles de pinchar y esto acarrea problemas para la obtención de muestras de sangre. Entre los

enfermos están:

- Pacientes oncológicos especialmente, los que están recibiendo terapia intravenosa.

- Pacientes con leucemia, que han sufrido extracciones frecuentes de sangre.

- Pacientes sometidos a terapia intravenosa constante.

- Pacientes muy obesos.

- Recién nacidos y niños pequeños.

- Pacientes con problemas cardiacos.

Es importante además la postura del paciente. Es un hecho bien conocido que la posición del cuerpo influye en

las concentraciones de los componentes de la sangre, debido a la presión sanguínea según la posición corporal.

Pero de forma general la posición más utilizada es la más cómoda para el paciente, así:

- En pacientes no ingresados se le suele pinchar sentado, con el brazo apoyado, con la palma hacia

arriba y extendido. Salvo que haya riesgo de hipotensión y pérdida de conocimiento por nerviosismo y

ansiedad que se utilizará la posición en decúbito supino.

- Si el paciente está encamado se le pide que estire el brazo y si es necesario colocarle una almohada

debajo.

La elección de la vena implica la palpación de la misma y para ello se debe usar la yema del dedo, que la porción

más sensible, y pensar en 4 cosas: El rebote de la vena. La dirección que sigue la vena. La profundidad a la que

se encuentra. El tamaño de la aguja.

Durante la palpación el enfermo debe cerrar el puño para que las venas se hagan más prominentes y fáciles de

pinchar pero debe evitarse que el paciente cierre y abra la mano porque esto puede afectar a algunas pruebas. El

febotomista debe palpar y trazar el recorrido de la vena con su dedo índice varias veces. Las arterias a diferencia

de las venas laten, son más elásticas y tienen pared más gruesa. Las venas que están trombosadas carecen de

elasticidad y están duras a la palpación y ruedan fácilmente. Hay que palpar con firmeza, no dar golpecitos, ni

frotar con el dedo sobre la piel porque así sólo se palpan las venas pequeñas superficiales. Si hay dificultad para

encontrar una vena se puede intentar:

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A·- Probar en el otro brazo al menos que halla razones en contra.

B·- Pedir al paciente que cierre el puño.

C·- Colocarle un comprensor durante un momento.

D·- Dar masaje al brazo desde la muñeca hacia el codo.

E·- Golpear vivamente con el dedo índice varias veces el lugar donde está la vena.

F·- Aplicar calor al lugar donde está la vena.

G·- Dejar colgar el brazo a lo largo del borde de la cama o silla de extracciones.

Si no se está seguro de poder pinchar lo mejor es avisar a alguien con mayor experiencia.

2. Colocación del comprensor

El uso del compresor provoca éxtasis del retorno venoso lo cual aumenta las venas y facilita su punción. Existen

en general dos tipos de comprensores disponibles: tira goma elástica ó cinta belcro. El comprensor debe

enrollarse firmemente en el brazo entre 7’5 y 10 cm por encima del lugar de extracción, pero no se debe apretar

mucho y no se debe pellizcarse la piel con él, puesto que se puede bloquear la circulación arterial y provocar

isquemia. El compresor sólo debe frenar la circulación venosa pero no la arterial

Para que los resultados sean válidos no debe dejarse el compresor más de dos minutos ya que si no se altera el

equilibrio entre el líquido y los elementos sanguíneos y se alteran ciertos parámetro bioquímicos. Además un

éstasis sanguínea prolongada puede provocar liberación de potasio por parte de las células y hemólisis.

3. Limpieza de la zona de extracción

Una vez seleccionada la vena debe limpiarse la zona para evitar contaminación. Si se emplea una gasa

empapada con alcohol al 70% y se aplica con un movimiento circular desde el centro de la zona hacia fuera.

Luego se deja secar la piel para evitar arrastrar alcohol al pinchar sino se produciría una hemólisis en la muestra

de sangre y el paciente experimenta escozor. Si una vez hecha la limpieza se vuelve a palpar la piel hay que

volver a limpiar.

4. Inspección de la aguja y la jeringa o tubo de vacío

Se coloca la aguja apropiada en la jeringa o tubo de vacío con su funda que no se quita hasta el momento de

extraer la sangre. Cuando está todo preparado se quita la funda y se examina la punta de la aguja para mirar si

está doblada u obstruida. Si se utiliza jeringuilla mover ligeramente el émbolo para ver si no está atascado y

asegurarse de que se queda en la parte baja de la jeringuilla.

5. Realización de la punción venosa

Con tubos de vacío: agarramos firmemente el brazo del paciente y usamos el índice de la otra mano para

mantener la piel tirante y tocar la vena. Se pincha con el bisel de la aguja hacia arriba y formando un ángulo de

unos 15º con respecto al trayecto de la vena y a la superficie de la piel. Al principio se observa una cierta

resistencia pero después no. Debe mantenerse el tubo de vacío con una mano mientras que la otra empuja hacia

el interior del soporte. El tubo debe llenarse hasta que se agote el vacío y cese el flujo de sangre asegurándose

de tal manera una relación correcta entre anticoagulante y sangre. Una vez que el tubo ha dejado de llenarse se

saca del soporte y una válvula de cierre recubre la punta de la aguja haciendo que cese el flujo de sangre hasta

que se inserta el siguiente tubo.

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Después de extraer el tubo debe mezclarse la sangre con el anticoagulante invirtiendo el tubo 3 ó 4 veces, esta

inversión debe hacerse con suavidad para evitar la hemólisis.

Ocasionalmente algún tubo defectuoso no tiene vacío, en este caso, se quita el tubo y se pone otro.

Si un tubo comienza a llenarse y se para, debe moverse la aguja hacia delante o atrás y así se recupera el flujo,

si no es suficiente daremos media vuelta a la aguja y aflojamos un poco el comprensor, no hurgar con la aguja.

Si ninguno de estos procedimientos consigue reanudar el flujo debe sacarse la aguja y pinchar en otro sitio.

Con jeringa: la jeringa y la aguja se usan para extraer sangre en pacientes con venas difíciles. La aguja de

introduce de la misma manera que en con sistema de vacío. Si pinchamos una vena y no sale la sangre puede

ser porque estamos tirando fuerte del émbolo y colapsamos la vena, para ello mover la aguja hacia atrás mientras

se tira suavemente del émbolo.

Cogemos la jeringa con la mano derecha y usamos el índice de la izquierda para volver a palpar la vena,

mantenemos el dedo sobre ella y guiamos la aguja y si la sangre fluye sobre el punto ya no movemos la aguja

más.

Los pacientes que han recibido quimioterapia pueden tener las venas llenas de cicatrices. Además la extracción

de sangre puede complicarse por la existencia de edema o por la presencia de tejidos que obstruyen la aguja. En

pacientes con problemas cardiacos especialmente niños cianóticos es importante el tamaño de la aguja porque la

sangre es muy viscosa y es posible que no pasa con facilidad a través de una aguja fina.

En ocasiones, cuando se extrae sangre de venas finas, sobre todo en el dorso del antebrazo y la mano, se utiliza

otro sistema que es la palomilla, un dispositivo estéril con una aguja fina acoplado a un dispostivo con forma de

“mariposa” que a su vez está acoplado a un tubo largo, en el extremo del cual, se acoplan los tubos de vacío.

También, se puede obtener la sangre venosa, a partir de un catéter o dispositivo de venoclisis, que está colocado

en una vena de un paciente de forma temporal por donde se introducen soluciones salinas o determinados

tratamientos. Cuando se toma sangre de una vía, hay que tener en cuenta que el catéter contiene anticagulante

heparina, que evita la coagulación de la sangre en la zona de colocación, y por tanto hay que descartar los

primeros mililitros para evitar que la muestra de sangre este contaminada con dicho anticoagulante, de especial

importancia cuando se van a realizar estudios de coagulación.

Independientemente de la forma de venopunción hay que evitar movimientos en el interior de los tejidos para no

provocar desgarros y lesiones, que causan dolor y hematoma y además se evita la liberación de tromboplastina

tisular que acelera el proceso de coagulación sanguínea.

Cuando se extrae la sangre correctamente se puede aflojar el comprensor y el paciente puede abrir la mano, una

contracción prolongada de los músculos del antebrazo provoca liberación de potasio y por tanto falsa

hiperpotasemia.

Una vez finalizada la extracción se retira el compresor, siempre antes, que la extracción de la aguja, para sacarla

se utiliza una gas y la colocamos sobre la aguja que se saca con cuidado. Esta compresa ha de mantenerse

firmemente durante un tiempo unos minutos (más si el paciente está en tratamiento con anticoagulantes) para

evitar la hemorragia. La presión en el sitio de punción se debe realizar con el brazo estirado y no contraido puesto

que de esta manera disminuye la aparición de hematomas Si al cabo de ese tiempo el paciente continua

sangrando habrá que mantener más tiempo la presión.

La aguja se quita de la jeringa o tubo de vacío y se deposita en un contenedor especial de residuos.

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Durante la extracción el llenado de tubos es importante a la hora realizar una extracción con calidad, así:

- No hay que quitar los tapones para llenar los tubos de vacío con la jeringa, sino que se pincha el tubo con la

aguja y se deja entrar lentamente la sangre.

- No debe forzarse la entrada de sangre en el tubo. Si el tubo no se llena se puede forzar suavemente el

émbolo. Una presión de llenado excesiva provoca hemólisis y por tanto una muestra inadecuada.

- Si se recogen múltiples tubos en la misma extracción, se recomienda un llenado secuencial, así primero se

llenan los tubos sin anticoagulantes (hemocultivos y tubos para suero), en segundo lugar los que tienen

anticoagulante (tubos con citrato, luego tubos con heparina y finalmente tubos con EDTA) y finalmente los

tubos que contienen cualquier otro aditivo por ejemplo tubos con fluoruro.

- El volumen de llenado, es el que marca el vacío creado en los tubos ya comercializados, si se utilizan otros

recipientes sin vacío el volumen de sangre debe ser el menor posible pero que permita una proporción

óptima entre sangre y anticoagulante.

Una situación que hay que evitar en toda extracción venosa es la hemólisis, que consiste en rotura de los

hematíes y la liberación al plasma de su contenido. La hemólisis puede ser intravascular por patologías que sufra

el paciente como anemias hemolíticas, algunas enfermedades hepáticas o reacciones post-transfusionales; esta

hemólisis es intrínseca al individuo y es inevitable. Pero la hemólisis evitable es la que se produce durante una

mala extracción o la que se produce en la manipulación de la muestra ya extraída. Las causas de hemólisis

artificial son:

- Usar aguja muy fina.

- Forzar el paso de la sangre con al aguja hacia el tubo.

- Si se fuerza el paso de la sangre de la jeringa a un tubo cuando la sangre está empezando a coagularse.

- Si se agita el tubo con demasiada energía en lugar de invertirlo suavemente.

- Si se extrae sangre de un hematoma.

- Si se tira con demasiada fuerza del émbolo de la jeringa.

- Si se centrifuga la muestra de sangre antes de que esté completamente coagulada.

Algunas de las determinaciones que resultan afectadas por la hemólisis son: bilirrubina, potasio, colesterol,

fósforo, hierro, haptoglobina, enzimas, especialmente GOT, CPK y LDH.

De todos los análisis realizados sobre muestras sanguíneas, los que requieren una técnica de extracción más

precisa y que se ven más afectados por procedimientos erróneos son las muestras para estudios de

coagulación. Estas muestras sanguíneas:

- Requieren el uso de recipientes de recogida concretos, que ya están comercializados, en cualquier caso no

se deben usar contenedores de cristal convencional sino tubos fabricados con material inerte que no

muestren alteraciones con sistemas de: cristal siliconado, cristal borosilicatado o plástico.

- Además la proporción anticoagulante:plasma debe ser muy precisa.

- Evitar la alteración de las paredes de la vena o de los tejidos circundantes lo cual provoca la liberación de

tromboplastina tisular

También hay que tener especial precaucación a la hora de obtener sangre para hemocultivos, en esta muestra

la asepsia debe ser mucho más escrupulosa.

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2. PUNCIÓN CUTÁNEA

En los últimos años se ha incrementado notablemente el número técnicas analíticas que requieren volúmenes de

sangre muy pequeños, que proporcionan resultados analíticos rápidamente y que incluso se pueden realizar fuera

del laboratorio o que el propio paciente los puede realizar en su domicilio particular. Estas determinaciones

realizadas fuera del laboratorio y próximas al paciente se conocen como “pruebas a la cabecera del paciente” o

“points of care” en la terminología anglosajona. La mayoría de estas pruebas se realizan sobre sangre total que

se obtiene desde la piel por punción cutánea o punción capilar, esta sangre conocida como sangre capilar es una

mezcla de sangre capilar, venular y arteriolar y en muchas ocasiones diluida con un pequeño volumen de líquido

instersticial, para evitar esto, es conveniente descartar la primera gota. Ejemplos de determinaciones analíticas

que se realizan por este procedimiento son: glucosa capilar (para control de diabetes, o glucemia en pacientes

hospitalizados), hemoglobina (cuando se va a realizar una donación), colesterol, control de sintrom, etc.

Pero además esta sangre capilar es muy útil en pacientes neonatos prematuros, neonatos a término o incluso

niños de pequeña edad en los que es difícil realizar una venopunción convencional. En estos casos los

volúmenes de sangre que se obtienen son pequeños, pero suficientes para realizar el estudio analítico, debido a

su frecuencia las casa comerciales dispensan recipientes de recolección para pequeños volúmenes de sangre,

que reciben el nombre de tubos de micromuestra o micrométodo. Las micromuestras también se pueden utilizar

en pacientes ancianos muy debilitados, con grandes signos de anemia o con riesgos de sufrir procesos

trombóticos, lo cual una punción convencional sería un riesgo añadido.

Para realizar una punción cutánea, en principio serviría cualquier zona de la piel, sin embargo los sitios más

utilizados para realizarla son:

Punción en el talón

La punción en el talón se realiza generalmente en niño menores de 1 año porque después de esa edad es

cuando empiezan a caminar. El punto donde se va a practicar no debe estar hinchado lo que indicaría una

acumulación de líquido tisular o de sangre en la piel por lo que una muestra extraída de esta zona podría

provocar resultados erróneos. Para evitar puncionar el hueso situado bajo la piel del talón (calcáneo) con el

consiguiente riesgo de osteocondritis. Hay que seguir las reglas siguientes:

- Punchar en la parte más interna o más externa de la superficie plantar del talón, por dentro de una línea

imaginaria trazada hacia atrás desde la línea media del dedo gordo hasta el talón o bien por fuera de una

línea imaginaria trazada hacia atrás desde el espacio entre el cuarto y el quinto dedo del piel hasta el talón.

No pinchar nunca en la zona media de la curvatura del talón porque en esa zona la distancia de la piel al

hueso es más corta.

- Pinchar a una profundidad no mayor de 2.4 mm. para evitar pinchar el hueso y provocar infección ósea, y

además porque en todos los recién nacidos los vasos sanguíneos de la piel de mauro tamaño se localizan

en la unión de la dermis y el tejido subcutáneo, es decir, entre 0.35 y 1.6 mm por debajo de la superficie por

lo tanto, una punción cutánea en cualquier parte del talón de un niño, independientemente de su edad, no

necesita tener una profundidad mayor de 1.6 mm. para alcanzar los vasos sanguíneos adecuados. Esto se

evita utilizando lancetas comercializadas con una longitud de aguja menor y diseñadas para el proceso.

- No pinchar en lugares donde se hallan hecho punciones anteriores que puedan estar infectadas.

- Algunas veces se realizan punciones en el arco plantar del recién en un intento de pinchar la arteria plantar

lateral, la media o la vena atravesando esa zona, sin embargo, no es recomendable practicar las punciones

en este lugar, por dos motivos:

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1·- Existir el riesgo de lesionar nervios, tendones y cartílago.

2·- Porque esta localización no presenta ventaja sobre el talón.

- Cuando se recoge sangre de talón para gasometría arterial, se debe recoger en un tubo capilar

heparinizado, la mayor proporción de sangre arterializada se consigue masajeando el talón y aumentado el

flujo arterial al mismo. Tras la punción con la lanceta se aplica el tubo capilar al punto de punción y la sangre

asciende por capilaridad, el llenado se acelera si se coloca el pie en posición inferior al plano corporal. Una

vez llenado el tubo se sellan los extremos con tapones ya comercializados o con plastilina y se lleva

rápidamente al laboratorio. Estos tubos se comercializan con una barrita de hierro en su interior, lo cual con

un imán se puede desplazar a lo largo del tubo y mezclar bien la sangre con la heparina y evitar su

coagulación.

Punción digital

No deben realizarse punciones cutáneas en la superficie palmar en la falange distal de los dedos de los niños

menores de un año, ya que la distancia desde la superficie de la piel al hueso varía entre 1’2 y 2’2 mm en los

distintos dedos y por lo tanto se puede pinchar el hueso, con la posibilidad de que se produzca una

osteocondritis, así mismo pueden presentarse complicaciones tales como infecciones o gangrena. Esta punción,

por el contrario, es la más frecuente en adultos. Normas:

- Realizar las punciones en los dedos en el centro de la superficie palmar de la falange distal, no en los lados

ni en la punta, porque el espesor del tejido es estas áreas es aproximadamente la mitad que en el centro.

- No pinchar a una profundidad mayor de 3’1 mm porque la distancia desde la superficie al hueso varía entre

34 y 10’4 mm según el dedo y la edad.

- Es necesario calentar la zona lo cual aumenta el flujo hasta 7 veces, este aumento se debe principalmente a

las arterias, la muestra de sangre obtenida se denomina punición cutánea de sangre arterializada. Esta

etapa de calentamiento es esencial para obtener resultados precisos cuando las muestras se usan para

determinar pH y gases. El método de calentamiento más simple consiste en cubrir la zona durante 3 minutos

con un paño húmedo caliente a una temperatura no superior a 42ºC, lo cual aumenta el flujo sin quemar la

piel ni producir cambios significativos en las concentraciones de las sustancias que se miden en un

laboratorio de bioquímica.

- El lugar escogido para la punción se limpia con una solución alcohólica del 70% volumen /volumen. Después

secar con una gasa estéril porque cualquier residuo de alcohol producirá una hemólisis de la sangre. No

debe usarse betadine para limpiar porque si la sangre se contamina con él pueden encontrarse niveles

falsos y elevados de potasio, fosfato, ácido úrico y bilirrubina.

- La sangre se recoge por capilaridad en un tubo capilar, este es el método de elección o bien gota a gota en

un tubo de ensayo pequeño, que generalmente produce más hemólisis. Cuando se realiza una

determinación analítica en un equipo portátil se aplica la gota de sangre directamente en la tira reactiva.

Otros posibles lugares de punción cutánea utilizados para neonatos son el lóbulo de la oreja o en la cabeza.

3. PUNCIÓN ARTERIAL

Tiene especial utilidad para la evaluación de los problemas médicos relacionados con el sistema respiratorio

porque es en sangre arterial donde se determinan gases y pH, en una determinación llamada gasometría arterial.

Es una técnica sencilla pero no exenta de riesgos.

20

Las determinaciones de gases en sangre miden las presiones ejercidas por los gases que inhalamos y exhalamos

cuando están disueltos en la sangre e incluyen la PO2 y la PCO2 (presión ejercida en la sangre por el dióxido de

carbono disuelto). En las determinaciones de gases en sangre también se mide el pH como indicador del

equilibrio ácido-base en sangre, un pH de 7’4 (alcalino) representa un equilibrio ácido-base perfecto. Aunque si

sólo se desea conocer el pH, sin gases, una muestra de sangre venosa es igualmente útil.

La sangre arterial (encargada de atender a las necesidades metabólicas de todos los órganos) tiene normalmente

una composición uniforme en todo el cuerpo al contrario de la sangre venosa, cuya composición varía según el

tamaño y actividad del tejido que ha irrigado. La mayor diferencia entre sangre arterial y venosa es el oxígeno y el

CO2, también los valores de pH, pero están perfectamente caracterizados 7,35-7,45 en sangre arterial y 7,34-7,44

en sangre venosa.

Para conseguir una mayor precisión el paciente debe estar en equilibrio que se consigue manteniéndolo en

reposo entre 20 y 30 minutos ya que el ejercicio produce alteraciones en el resultado en menos de 1 minuto

(correr, dolor, angustia, toser, etc.). Algunas situaciones como parada cardiorrespiratoria, pérdidas de

conocimiento, etc. producen cambios drásticos en el paciente y son situaciones que requieren de un análisis

inmediato de gases den sangre para evaluar el estado respiratorio y metabólico del sujeto, por tanto la extracción

de sangre arterial es inmediata a la decisión de extraerla. Los pacientes con oxigenoterapia, y siempre que sea

posible y su condición patológica lo permita, se debe retirar el oxígeno unos minutos antes de la extracción, para

valorar realmente los gases en sangre. Los pacientes a los que se les somete a una punción arterial deben

abstenerse de fumar al menos una hora antes de la extracción y no haber tomado broncodilatadores o algún

vasodilatador recientemente.

El procedimiento de punción arterial es más complejo, por el propio vaso sanguíneo y la función de éste, por el

dolor que provoca en el paciente (las arterias presentan más inervación que las venas), por las mayores

complicaciones que pueden ocurrir respecto a la punción venosa. Todo esto hace que se realiza por personal

suficientemente entrenado. Las posibles complicaciones la extracción de muestras arteriales son:

- Hematoma: después de sacar la aguja debe aplicarse presión en el lugar de la extracción y mantenerse

durante al menos 5 minutos, mientras se aplica debe sentirse el pulso a través de la gasa lo que indica que

no se interrumpe el flujo de sangre en la arteria. Los pacientes sometidos a tratamientos anticoagulantes o

con enfermedades hepáticas pueden sangrar más tiempo y es más fácil que sangren por punción arterial

que venosa. Normalmente el tejido elástico de la pared arterial tiende a cerrar el agujero que provoca la

aguja, sin embargo con la edad y con algunas enfermedades disminuye la elasticidad de este tejido y con

ello se hace más difícil interrumpir el flujo de sangre después de la punción.

- Arteroespasmo: es un reflejo de constricción transitorio de una arteria en respuesta al dolor o a otros

estímulos nerviosos y que en el caso de la tensión arterial suele estar inducido por una mano temblorosa por

parte del que pincha. Cuando esto sucede puede resultar imposible extraer la sangre aunque la aguja esté

bien situada, así mismo este arteroespasmo puede producir una alteración temporal se suministro de sangre

irrigado por esa arteria.

- Trombosis: adherencia de un coágulo a la pared arterial que se produce cuando se lesiona la intima (pared

más interna del vaso). Los trombos pueden producirse tanto en arterias como en venas. En las arterias

surgen consecuencias más graves porque no todas las arterias tienen circulación colateral. Por eso el hecho

de que una localización particular sea segura para poder realizar allí una punción arterial depende

principalmente de la existencia de una circulación colateral.

Las etapas de la punción arterial son:

21

1. Elección de la arteria

El proceso de selección del punto donde se va a practicar la punción arterial requiere un conocimiento de

anatomía. Entre otros criterios de selección destacan: la existencia o no de una circulación colateral, el tamaño de

la arteria y las características fisiopatológicas de los tejidos periarteriales.

Los sitios posibles donde pinchar son las arterias radial y cubital en la zona carpiana, la arteria braquial, la arteria

femoral, pero también las arterias del cuero cabelludo en lactantes y las arterias umbilicales durante las primeras

24-48 horas de vida.

Pero de todas las localizaciones posibles, con diferencia, la más frecuente es la arteria radial: pegada al radio

(está donde está el pulgar), no está rodeada de una estructura importante, lo que está más cerca es el nervio

pero no lo suficiente para producir peligro, y además tiene circulación colateral. Es una arteria pequeña pero de

fácil acceso. La arteria radial tiene normalmente una circulación colateral que se nutre de la arteria cubital y cuya

funcionalidad debe confirmarse con la prueba de Allen. En este test, se solicita al paciente que empuñe con

fuerza su mano, para vaciar la sangre del territorio capilar de la mano. Luego el operador comprime las arterias

radial y cubital, evitando la llegada de sangre a la mano. Inmediatamente se solicita al paciente que abra su

mano, lo que revela la palma de la mano pálida, por la isquemia. Finalmente, el operador suelta la presión sobre

la arteria cubital, lo que devuelve el color rosado a la palma de la mano, si esa arteria está permeable.

Si con este procedimiento se observa que la arteria cubital está ausente o no es funcional no debe pincharse la

radial porque podemos dejar la mano sin flujo sanguíneo y por tanto isquemizar.

La arteria radial se puede comprimir de forma manual fácilmente por su fácil acceso y por falta de tejidos

colindantes esto hace que los posibles hematomas postestracción sean mínimos y raramente se producen

trombosis. Para pincharla el brazo debe estar descansando con el codo extendido y la muñeca extendida

formando un ángulo de unos 30º y con la palma hacia arriba.

La arteria braqueal o humeral: es más grande pero más difícil de pinchar que cualquiera de las arterias

superficiales. Está situada en al parte profunda de los tejidos blandos rodeada de músculos y tejido conectivo en

la porción anterior d la foca cubital del codo. Su localización hace difícil el realizar una buena comprensión lo que

se traduce en la producción de más hematomas en al extracción de muestras de sangre. En pacientes obesos o

con músculos muy desarrollados puede ser imposible palparla pero en niños pueden obtenerse buenos

resultados. El nervio mediano descansa muy cerca de la arteria braquial por lo que existe peligro de alcanzarlo.

La arteria femoral en la parte superficial del muslo (cerca de al ingle) y es habitualmente la arteria accesible de

más tamaño. Aunque presenta muchas desventajas. La arteria y vena femorales descansan sobre la fascia que

cubre el psoasciliaco y el peptinio con el nervio situado detrás de ella. La arteria aparece en el punto medio entre

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la espina anterosuperior (hueso cadera) y el tubérculo del pubis y desaparece 9 cm más abajo en el punto donde

el borde medial del sartorio cruza el borde lateral del aductor formado el triángulo femoral. Aunque se pincha con

facilidad tienen una circulación colateral poco desarrollada a la pierna y tendencia a que se formen en ella placas

de colesterol o de calcio con el riesgo de desprendimiento durante su punción. Otras desventajas en la

localización son el riesgo de infección por no limpiar la piel y la presencia de pelo que dificulta la desinfección. En

los recién nacidos la articulación de cadera y el nervio y vena femorales están tan cerca de al arteria que el

lesionarlas representa una contraindicación par usar este punto. Otra complicación es la posibilidad de que se

produzcan una hemorragia debido a la distancia que hay entre la arteria femoral y la superficie de la piel, y si esta

hemorragia. Se produce la sangre se acumulará en los tejidos blandos circundantes comprimiendo las estructuras

vecinas. Una buena costumbre es aplicar presión en el punto de la punción durante unos 10 minutos después de

al extracción. La obstrucción de la arteria femoral por trombos es otra complicación aunque rara, debido al gran

diámetro de la arteria.

2. Extracción

Una vez elegida la arteria, normalmente la radial y al igual que en otras punciones, hay que desinfectar la

zona con solución alcohólica normalmente. Posteriormente, y teniendo el material preparado, se abre el

envoltorio de la jeringa de gasometría (jeringa más fina con aguja incorporada y un tapón para colocar tras

la extracción).

Se fija bien el brazo en la superficie, pidiendo al paciente, si está consciente colaboración, se inmoviliza la

arteria entre los dedos medio é índice y se introduce la aguja con el bisel hacia en la zona cutánea donde

esta la arteria en la zona entre los dos dedos. La aguja se introduce con una angulación entre 60-90º

(aproximadamente 30º en relación con la perpendicular de la arteria) con respecto al plano de la superficie

cutánea y al trayecto de la arteria. Se comprueba la entrada inmediata de sangre en la base de la jeringa, si

no es así, la punción ha sido incorrecta o no se ha introducido la aguja lo suficiente, en este caso,

lentamente, se introduce un poco más la aguja, pero nunca se hurga en el interior de la arteria y los tejidos.

Tras la entrada de sangre, lo cual indica punción correcta, se aspira subiendo el émbolo de la jeringuilla

hasta 2-3 mL evitando la entrada de aire en la jeringuilla, lo cual alteraría significativamente los resultados

de gases sanguíneos.

3. Fin de la extracción

Tras el volumen adecuado se retira rápidamente la aguja, a la vez que se presiona en el punto de

punción con un algodón o gasa durante un período de al menos 10 minutos, de esta manera se evitan

la formación de hemorragias y hematomas. La presión puede ser realizada por el paciente.

A la hora de realizar una punción arterial para gasometría existen unos factores en la toma de

muestras que pueden alterar los resultados

- Dilución con heparina

- Burbujas de aire

- Refrigeración

- Tiempo

- Coágulos

Dilución con heparina: la heparina de litio es el anticoagulante más usado para la toma de muestras de

gases en sangre ya que con una cantidad mínima anticoagula proporcionalmente el mayor volumen de

sangre con un mínimo efecto sobre los valores de los componentes gaseosos y del equilibrio ácido-

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base. Cuando se usa heparina en forma líquida su exceso puede acidificar en gran medida la muestra

de sangre por lo tanto cuando se usa heparina líquida todo el personal debe extraer el mismo volumen

de sangre para así poder estandarizar el efecto de la heparina, si en lugar de esto nos conformamos

con una muestra pequeña y no siempre a misma y que llevan a una valoración y tratamiento del

mismo, este problema de la dilución de la heparina se corrige usando jeringas con heparina en polvo

ya comercializadas.

Burbujas de aire: pueden alterar el PO2, depende de la cantidad y tamaño de las burbujas y de la PO2

de la sangre. Cuanto más pequeñas sean las burbujas mayor será la superficie de contacto con la

sangre y como consecuencia más rápido varía la PO2 por eso las muestras con aire deben

rechazarse. Si una muestra recién extraída contiene una burbuja de aire hay que expulsarla antes de

20 segundos y la jeringa debe quedar herméticamente cerrada con un tapón o pinchándola en un

corcho, el doblar la aguja no produce el cierre de la jeringa y es un peligro. La expulsión de la burbujas

se realiza aplicando pequeños golpecitos en la jeringa colocándolo en posición vertical, permitiendo

que las burbujas se localizan todas en el extremo y poder expulsarlas fácilmente.

Refrigeración: la muestra de sangre para determinar gases es muy sensible y hay que eliminar o limitar

los procesos metabólicos para que se mantenga en su estado actual, se logra refrigerando la muestra

cerrada por inmersión en un recipiente de agua con hielo después de su extracción de forma que se

enfríe rápidamente y disminuya la actividad metabólica de los leucocitos que son los que consumen

más oxígeno. También se pueden introducir en refrigeración a 4 ºC antes de su envío al laboratorio. En

ningún caso se debe congelar la muestra

Tiempo: la muestra debe ser entregada en el laboratorio para su análisis antes de 15 minutos después

de extraerla. Es conveniente que se transporte se haga en frío. El procesamiento analítico una vez que

llega al laboratorio también debe ser inmediato.

Coágulos: Las gasometrías arteriales con coágulos, son muestras inservibles. Los coágulos tienden a

formarse cuando resulta difícil la punción y la sangre no se mezcla bien con la heparina o queda

estancada en la aguja. También se forman coágulos cuando la jeringa contiene una cantidad

inadecuada de heparina o ciando la muestra no se mezcla bien con le anticoagulante después de su

extracción. La formación del coagulo consume gran cantidad de oxígeno y por tanto proporciona

resultados erróneos y además los microcoágulos obstruyen con frecuencia los sistemas de aspiración

y conducción de los equipos gasómetros. Con todo esto hay que tener especial cuidado en introducir

muestras coaguladas en el gasómetro.

HEMOCULTIVOS

El cultivo microbiológico de sangre recibe el nombre de hemocultivo, la sangre se obtiene por punción venosa y

se introduce en frascos de hemocultivo.

Son frascos estériles con medio de cultivo líquido en su interior (medio base de tristona-soja, tioglicolato,

inhibidores del complemento, vitaminas, gelatina), lo que permite el crecimiento de gran número de

microorganismos, aerobios y anaerobios. Dado que la sangre en condiciones de salud es estéril el crecimiento

microbiano en los hemocultivos, si se ha realizado con la máxima asepsia, sólo se producirá si hay

microorganismos patógenos en sangre. Para obtener hemocultivos correctamente hay que seguir las siguientes

medidas:

- En la venopunción aparte de la limpieza de la piel con alcohol también es recomendable desinfectar con

povidona yodada (solución al 2%) durante un minuto.

24

- Es necesario desinfectar los tapones de goma de los frascos, con alcohol iodado o con iodóforo, dejándolo

secar al menos un minuto, por estos tapones de gomas en por donde se va introducir la aguja para inocular

la sangre.

- El volumen de sangre además debe ser adecuado, la proporción de caldo de cultivo:sangre debe ser 10:1,

por lo tanto hay que fijarse en el volumen de medio de cultivo que hay en los frascos hemocultivos para

obtener la proporción adecuada. De forma general los frascos se comercializan con 40 o 50 mL de medio de

cultivo por lo tanto se necesitan 4 o 5 mL de sangre/frasco cuando se trata de pacientes adultos. La

excepción es en niños pequeños donde se pueden introducir volúmenes menores. Se introduce la sangre en

el tubo de aerobios (azul) primero y posteriormente cambiando la aguja por otra nueva se inocula en el

frasco de anaerobios (rosa).

- La norma de obtención de hemocultivos es general. Se recomienda extraer seis muestras por paciente (tres

para aerobios y tres para anaerobios), en un período de 24 horas, previo al tratamiento antimicrobiano y

preferiblemente en los picos febriles. Los hemocultivos se extraen de dos en dos, es decir, en la primera

extracción un frasco de aerobios y luego otro de anaerobios, y así hasta tres ocasiones. El intervalo de toma

de muestra debe ser superior a 1 hora siempre que la urgencia no lo impida o siempre que no haya que

aplicar tratamiento antimicrobiano empírico inmediato, en este caso se pueden acortar los tiempos a 15

minutos.

- En caso de sepsis y endocarditis subaguda las extracciones se reparten en 24 horas y en caso de que sean

los hemocultivos negativos, obtener tres muestras más al día siguiente.

- Hasta su envío al laboratorio de microbiología los frascos se conservan a temperatura ambiente y nunca en

refrigeración. Una vez en el laboratorio de microbiología se colocan en estufas especiales a 36-37ºC,

temperatura óptima para el crecimiento de la mayoría de los patógenos.

TRANSPORTE DE MUESTRAS DE SANGRE

Una vez extraída la muestra, se debe enviar al laboratorio clínico. El transporte es una fase

importante en la preanalítica; de las condiciones del transporte depende una estabilidad adecuada de

la muestra y unos resultados analíticos de calidad.

El transporte dependerá de la distancia desde el punto de extracción hasta el área de recepción de

muestras en el LDC. En cualquier caso este transporte siempre debe realizarse siguiendo unas

normas:

- Menor tiempo posible. El transporte debe realizarse rápidamente

- Realizado por personal cualificado

- Siguiendo normas de seguridad e higiene que eviten riesgos biológicos en el transportador y en el

resto del personal laboral. Es decir hay que evitar vertidos, caídas, extravíos, etc.

- Evitando temperaturas extremas que alteren las características físico químicas de los

especímenes.

El transporte intracentro, es decir, dentro de un mismo centro sanitario, como por ejemplo un hospital

es más rápido. Las muestras se envían, desde el área de extracciones o desde las plantas al

laboratorio. Este transporte puede ser realizado por personal sanitario o por sistemas de conducción

con tubos neumáticos para transportar muestras. Este sistema es rápido pero para supone mucha

brusquedad para las muestras de sangre, pudiendo producir, salida de la sangre del recipiente o

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hemólisis. Este sistema de transporte se usará siempre que por indicación del personal del laboratorio

no haya algún impedimento para utilizarlo. Por ejemplo, está desaconsejado, en el caso de tubos

capilares de sangre neonatal, gasometrías en general, muestras de sangre que deben ser

transportadas en frío, tubos de hemocultivos, que son de gran peso.

El transporte periférico, es decir, desde puntos de extracción periféricos, por ejemplo en CAP o CE sin

laboratorio hasta el laboratorio central. Es un transporte por carretera y debe seguir unas normas:

- Se debe realizar lo más rápidamente posible, para ello es necesario establecer rutas y horas de

transporte concretas y bien definidas que sean conocidas por el personal conductor.

- El transporte se debe realizar siguiendo normas de seguridad e higiene, desde el vehículo

preparado para el efecto, conocimientos sobre riesgos laborales del personal conductor,

colocación correcta de las muestras para evitar derrames y caídas

- Evitar temperaturas extremas y exposición a la luz, para ello se utilizarán sistemas de transporte

similares a “neveras” diseñados para el transporte de muestras, con cierres herméticos, sistemas

de conservación de temperatura interna, termómetros internos, etc.

- Recoger por escrito las no conformidades o posibles adversidades, como atascos, caídas,

apertura de tubos, etc., para que la trazabilidad de la muestra esté en todo momento controlada

TRATAMIENTO PREANALÍTICO DE LAS MUESTRAS DE SANGRE

Una vez que las muestras de sangre llegan al laboratorio, al igual que otras muestras biológicas, son

recibidas por el personal técnico el cual comienza la colocación de las mismas en gradillas por áreas y

por tipo de tubos, la verificación entre la concordancia de los datos de la muestra y el volante de

solicitud acompañante es importante. De esta manera se detectan los posibles errores, las no

conformidades en las muestras.

Tras la revisión y colocación, las muestras de sangre son sometidas a unos tratamientos dependiendo

del tipo de análisis.

- Las muestras para estudios hematológicos, sangre total, se colocan en un agitador de tubos que

asegura la correcta homogenización de los componentes del tubo, sangre y anticoagulantes,

antes de su introducción en el contador hematológico o de realizar un frotis manual para un

estudio citohematológico.

- Los hemocultivos se introducen en las estufas de incubación para favorecer el posible crecimiento

microbiano.

- Las muestras de suero y plasma para estudios bioquímicos, serológicos y de hemostasia se

deben centrifugar para separar las células de la fracción líquida. El NCCLS (comité nacional de

Normas de Laboratorio Clínico) recomienda la centrifugación de sangre para separar suero y

plasma en el plazo de una hora. Las muestras de plasma se pueden centrifugar inmediatamente

tras su extracción, no las de suero que hay que esperar entre 5-10 minutos para que se forme el

coagulo, de no ser así es frecuente que se produzca la hemólisis. La centrifugación se debe

realizar en unas condiciones adecuadas que garanticen la correcta separación de los

componentes sanguíneos sin provocar destrucción celular. Las condiciones recomendadas por

los comités científicos son FCR de 1000 g, que para centrífugas de rotor de 10 cm de radio

equivale aproximadamente a 3000-3500 rpm durante un tiempo aproximado de 5 minutos. Para

separar plasma para pruebas de coagulación se pueden alargar el tiempo de centrifugación hasta

10 minutos. Según la velocidad de centrifugación aplicada a la sangre citratada se obtienen dos

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tipos de plasma: PPP (plasma pobre en plaquetas, con velocidades de 1000 rpm, 10 min.) y PRP

(plasma rico en plaquetas, con velocidades de 2500 rpm, 10 minutos), con distintas utilidades

analíticas. La centrifugación se realiza normalmente entre 20-22 ºC., sin embargo, para algunos

componentes lábiles se deben utilizar centrífugas de frío que trabajan a temperaturas de 4ºC, por

ejemplo para separar plasma para lactato o amoniaco. Las muestras no deben centrifugarse una

vez que ya se ha separado el suero y el plasma correctamente, sí si la separación no ha sido

adecuada, o si se ha formado un coagulo de fibrina en el suelo. Las muestras de suero en tubo de

gel nunca deben volver a centrifugarse puesto que la destrucción celular es mucho más efectiva.

Tras la centrifugación las muestras pueden transferirse directamente al analizador, o pueden

prepararse alícuotas de la misma o pueden conservarse en congelación para realizar el análisis

días posteriores.

CONSERVACIÓN DE LAS MUESTRAS DE SANGRE

La conservación de la muestra es otro factor importante en la fase preanalítica, la conservación puede

realizarse antes del análisis en aquellas muestras que lo permitan, como son el suero o plasma que

separados de las células son estables durante varios días, no así las muestras de sangre total que se

debe analizar en el plazo de una hora, y pasado este tiempo las alteraciones son evidentes. La

conservación también se realiza tras el análisis, es frecuente conservar las muestras un tiempo

predefinido una vez analizadas, por si existen problemas en los resultados que sea necesario verificar,

por si se realizan determinaciones analíticas adicionales por razones médicas o legales. La

conservación de la muestra es un proceso que siempre altera la calidad de la muestra, ya que el

tiempo es la variable más importante. Las causas más importantes que pueden ocasionar alteraciones

en la calidad de la muestra son:

- Metabolismo de las células sanguíneas

- Evaporación

- Reacciones químicas

- Desnaturalización proteica

- Destrucciones celulares

- Descomposición microbiológica

- Procesos osmóticos

- Efecto de la luz

- Difusión de gases

La conservación se debe realizar siempre en recipientes cerrados, para las muestras de suero o

plasma es necesario separarlos de los elementos formes, los tubos de suero con gel separador

permiten el almacenamiento directamente en el tubo con lo cual disminuye la manipulación de la

muestra. Es necesario cerrar perfectamente los tubos, bien con los tapones originales o con tapones

de material parafilm; el peligro de evaporación también existe en los frigoríficos. El almacén se debe

realizar siempre en posición vertical. Y se realiza protegiendo la muestra de la luz, los frigoríficos o

cámaras frigoríficas solucionan el problema. La manera adecuada de almacenar las muestras de

sangre es la refrigeración o congelación. Sabiendo que cualquier procedimiento altera en mayor o

menor medida la muestra

- Las muestras de ST para hematología, nunca se congelan, pues se produce hemólisis. Aunque la

muestra es muy sensible lo más adecuado es conservar a 4ºC durante dos días como máximo

- Las muestras de suero para estudios bioquímicos se pueden almacenar 1 semana a temperatura

de refrigeración y hasta varias semanas en el congelador, incluso hasta años para realizar

estudios toxicológicos

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- Las muestra de plasma para coagulación no son muy estables y su conservación no debe

prolongarse más de un día a temperatura de refrigeración o una semana en congelación.

MUESTRAS DE MÉDULA ÓSEA

La médula ósea es una muestra sanguínea de gran utilidad clínica:

- Diagnóstico de enfermedades hematológicas con expresión en sangre periférica, cuya alteración se

puede encontrar en una o varias células sanguíneas progenitoras de la M.O., por ejemplo leucemias,

pancitopenias, trombopenias, anemias no filiadas, poliglobulias, trombocitosis, etc.

- Estudios de biología molecular y citogenética buscando alteraciones genéticas para tipificar distintas

hemopatías y su seguimiento y pronóstico.

- Diagnóstico de algunas enfermedades infecciosas, por ejemplo, leishmaniasis.

- Detección de infiltración medular por células de otros tumores

- En casos de fiebre de origen desconocido, sobre todo en pacientes inmunodeprimidos.

La médula ósea se puede obtener de dos maneras posibles:

- Aspirado medular

- Biopsia medular

El aspirado de médula ósea consiste en la punción con trócar o aguja generalmente en el esternón o en la

cresta iliaca posterior y la aspiración de una pequeña cantidad de tejido hematopoyético, en general es

suficiente con 0.5 mL, aunque si se desea procesar la muestra mediante diversas técnicas pueden llegar a

aspirarse más de 5 mL. El aspirado es imprescindible para estudiar las características de las células

hematopoyéticas, precursoras de los elementos formes de la sangre periférica. Es decir, con el aspirado

medular se realiza un estudio citológico, pero no permite conocer la distribución real de las células en el

interior de la médula ósea. La muestra se extiende sobre unos portaobjetos y habitualmente se tiñe con una

tinción panóptica, en general May-Grünwald-Giemsa, y se examina al microscopio óptico los elementos que

componen la celularidad medular (mielograma), también se pueden cultivar células

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La biopsia de médula ósea consiste en la obtención de un pequeño cilindro de hueso de la cresta iliaca

anterior o posterior, de 3-4 mm de diámetro y de longitud variable, en general de 1-5 cm. con un trépano

manual (Jamshidi, Silverman). El cilindro se procesa mediante inclusión en parafina o metilmetacrilato (que

permite observar mejor los detalles celulares) y corte en microtomo de finas láminas que se colocan sobre

portaobjetos y se tiñen con colorantes hematológicos. Las tinciones que se practican habitualmente son

tres: una tinción panóptica con hematoxilina-eosina o con Giemsa para valorar la celularidad, otra de Wilder

o de impregnación argéntica que permite observar las fibras de reticulina y una tercera, tricrómica de

Masson, para objetivar las fibras de colágeno. En situaciones que lo requieran también pueden practicarse

técnicas citoquímicas o inmunohistoquímicas sobre los cortes de médula obtenida mediante biopsia (en los

casos que no se haya podido obtener células por aspirado). La médula ósea obtenida por biopsia se

observa en primer lugar a pequeño aumento (´40), y se valora la arquitectura medular, las trabéculas óseas,

la relación celularidad/grasa y la presencia de estructuras anormales: nódulos linfoides, áreas infiltradas o

fibrosadas y granulomas, entre otras. En segundo lugar, suele observarse a mayor aumento (´100), para

valorar la presencia y la cantidad de las tres series hematopoyéticas y, por último, se observa a un aumento

todavía superior (en general, ´400), para determinar las características de la celularidad y la presencia de

células anormales. La biopsia permite estudiar una zona extensa de la médula y es útil ante sospecha de

infiltración medular, en el diagnóstico de la extensión de la enfermedad de Hodgkin y otros LNH, aplasia

medular y síndromes mieloproliferativos.

El aspirado y la biopsia medulares son técnicas complementarias, ya que si bien la biopsia permite estudiar

una zona extensa de la médula y observar lesiones focales y patrones infiltrativos característicos, el

aspirado medular es muy superior en los aspectos puramente citológicos. Así pues, como norma nunca

debería solicitarse una biopsia si antes no se cuenta con un aspirado.

Ambas técnicas son invasivas y por tanto no está exento de riesgos. Se debe limpiar la piel y aplicar

antiséptico. Se necesita la aplicación de anestesia local (lidocaína, procaína) y requieren el consentimiento

informado del paciente o familiares. Las principales complicaciones del aspirado/biopsia son:

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- Dolor en la zona de punción, corregible fácilmente con anestésicos suaves, no tomar ácido

acetilsalicílico para evitar sangrado

- Hematomas en la zona de punción

- Reacciones a la anestesia local

- Rara vez infección local y sistémica, depende de las patologías que pueda tener el paciente.

- Raramente rotura de agujas o trócares

MUESTRAS DE ORINA

La orina es una muestra de gran utilidad en el laboratorio clínico, y junto con la sangre es una de las

muestras analizables más frecuentes, en gran parte por su fácil obtención.

En una muestra de orina se pueden realizar análisis bioquímicos, detectando metabolitos de manera

cualitativa o cuantitativa, y análisis microbiológicos. La utilidad clínica de la orina es:

- Diagnosticar infecciones del tracto urinario, mediante urocultivo o urinocultivo

- Ayuda al diagnóstico de alteraciones de la función renal

- Ayuda al diagnóstico de enfermedades de otros sistemas, por ejemplo metabólicas, endocrinas,

hepáticas, etc.

- Control de la evolución de enfermedades renales y de otros sistemas, por ejemplo control de diabetes,

HTA, hepatopatías, etc.

- Diagnóstico precoz de embarazo (detección de embarazo).

- Determinaciones toxicológicas, como drogas

Los tipos de análisis pueden ser:

- Cualitativos, detectando la presencia o ausencia de un compuesto químico: metabolito, tóxico, droga,

hormona, microorganismo, etc. Normalmente se hacen en orina de una única micción

- Cuantitativos, cuantificando un determinado compuesto, para lo cual se debe reflejar a un volumen de

orina determinado, normalmente orina de 24 horas. Por ejemplo microalbuminuria, creatinina en orina

etc.

OBTENCIÓN Y TIPOS DE MUESTRAS DE ORINA

La recogida de la orina puede ser realizada por el propio paciente cuando esta consciente,

proporcionándole las normas necesarias para realizarla, o por personal sanitario en el caso de pacientes

incapacitados, inconscientes, niños pequeños o cuando se obtiene por procedimientos invasivos. En

cualquier caso la recolección debe ser adecuada utilizando un recipiente nuevo, limpio, seco y estéril. Se

utilizan frascos o botellas con tapón a rosca. El envío al laboratorio debe ser inmediato una vez finalizada la

recogida y no se recomienda el análisis 3-4 horas tras la recogida, siendo el tiempo adecuado de 1 hora. Si

el procesamiento no es inmediato en algunos casos puede almacenarse a temperatura de refrigeración

durante varios días, de esta forma se retrasa el crecimiento microbiano y la descomposición química de

muchos compuestos, si bien la refrigeración puede provocar la precipitación de ciertas sales como los

uratos y los fosfatos.

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El tipo de muestra de orina depende por tanto del tipo de paciente y también del tipo de estudios a realizar.

Los tipos de orina son:

- Orina de una micción al azar. Esta orina está sometida a muchas variaciones a lo largo del día, como

son bebida, dieta, estrés, etc., y su utilidad en algunos casos es limitada. Es una orina que se obtiene

frecuentemente cuando el paciente acude a los servicios de urgencias hospitalarias. Esta orina se

recoge en recipiente de plástico estandarizados (100 mL) con tapón de rosca (pueden estar provistos o

no de cánula de transferencia para tubos con vacío). El paciente, siempre que sea posible, debe limpiar

la zona genital, para evitar contaminación bacteriana de la piel y porciones últimas de la uretra, la

eliminación del jabón de limpieza es importante para evitar interferencias con los compuestos químicos.

Se desechará la primera porción de la orina, que arrastra las bacterias y se recoge en el recipiente la

porción media de la micción descartando el final, siempre que el volumen de orina sea adecuado, en

los casos de IR con oliguria/anuria se recogerá toda la orina. La utilidad es el sistemático de orina (tira

reactiva y sedimento urinario) y el urocultivo o urinocultivo.

- Orina de una micción de primera hora de la mañana (orina matutina). Es más útil que la anterior, y más

concentrada, pues en un reflejo del proceso de formación urinaria que ocurre durante el período

nocturno. Es la que se pide a los pacientes desde la AP o AE programada. El procedimiento de

recogida es el mismo que el anteriormente descrito. Como la muestra anterior debe ser procesada

rápidamente, o en su defecto refrigeración, para evitar destrucción de cilindros, hematíes, aparición de

bacterias, alcalinización, etc. La utilidad es la misma, pero proporciona resultados más fiables, es la

muestra de elección para realizar un urocultivo y la más indicada para realizar un sistemático de orina,

pero además sirve para medir la capacidad de concentración de orina del riñón, en esta orina se

pueden cuantificar, si fuera necesario, metabolitos como proteínas, urea, glucosa y creatinina, para

medir el IFG. Pero para estas determinaciones se recomienda la orina de 24 horas.

- Orina cronometrada de 24 horas. Es una muestra de gran utilidad en laboratorio de bioquímica. Con

ella se pueden cuantificar numerosos metabolitos, como glucosa, proteínas, compuestos nitrogenados,

hormonas, etc. la recolección se realiza en contenedores de 3 L de volumen, de plástico, opacos y

estériles que el paciente debe adquirir en las farmacias. La recogida se debe explicar perfectamente al

paciente para evitar errores. Para ello se empieza a recoger por la mañana, por ejemplo las 8 h de la

mañana, desechando la primera y se termina al otro día a la misma hora, recogiendo la primera orina

de la mañana siguiente. Durante este período debe conservarse refrigerada, y a veces es necesaria la

adición de un conservante. Esta orina es válida para la cuantificación de metabolitos urinarios, como

glucosa, proteínas, creatinina, urea, iones, metabolitos de catecolaminas, citrato, etc., también se

puede realizar un proteinograma para búsqueda de cadenas ligeras de Ig en algunos mielomas, para

ello se requiere la previa concentración de la muestra (2,5 g%) que puede ser conservada a

temperatura de refrigeración durante 3-4 días.

En ocasiones si la petición de una orina de 24 horas abarca un período de descanso laboral se puede

recoger orina de 48 o 72 horas si fuera necesario en este caso se necesita añadir conservantes a la

orina para evitar su alteración.

- Otras orinas cronometradas. Para la determinación de algunos metabolitos puede recogerse orina de

otros intervalos de tiempo, así:

Para cuantificación de albúmina en orina (microalbuminuria) se debe recoger orina de 8 horas en

recipiente de 3 L. El paciente debe haber estado en reposo (no realizar ejercicio) desde el día previo a

la recogida,

Para cuantificación D-xilosa se debe recoger orina de 5 horas. En este caso el el paciente debe

31

permanecer en ayunas la noche anterior y durante el periodo del test. Por la mañana del día de la

prueba, debe vaciar su vejiga y desechar la orina y recoger la orina de 5 horas incluida la de la quinta

hora, la recolección se debe realizar en el centro sanitario.

En todos los casos de orina cronometrada debe anotarse el volumen total de orina y homogeneizarse antes

de tomar una muestra para su análisis.

- Ocasionalmente es necesario obtener muestras libres de contaminantes uretrales, esto puede hacerse

por distintos métodos invasivos:

- Aspiración suprapúbica. Al paciente se le pide que contenga la orina durante varias horas hasta

que su vejiga esté llena, tras la verificación de la distensión vesical por percusión, el área

suprapúbica es afeitada y limpiada con antiséptico, se inserta una aguja a través de la pared

abdominal justo por encima de la sínfisis del pubis y se aspira la orina. La técnica es segura sin

complicaciones. Es útil en caso de ITU por microorganismos extraños (anaerobios).

- Sondaje uretral o cateterismo vesical. Consiste en la obtención de orina mediante la introducción

de una sonda por la uretra que llega hasta la vejiga. Es necesario en aquellos pacientes que no

pueden orinar de forma voluntaria, por ejemplo en paciente de UCI, encamados prolongados, etc.

La principal complicación es la contaminación provocando ITU que en algunos pacientes puede ser

una complicación grave por ser causa de sepsis. La muestra de orina obtenida por sonda no se

utiliza normalmente para urocultivo, sólo para realizar pruebas bioquímicas.

- Para la recogida de orinas de paciente pediátricos de corta edad se utilizan bolsas de recogida

especiales con adhesivos hipoalergénicos aplicables a la piel periuretral

CONSERVANTES PARA ORINA

En ocasiones está indicada la adición de aditivos a la muestra de orina, y va a depender del tipo de análisis.

Estos aditivos generalmente son conservantes que se utilizan para reducir la acción bacteriana o la

degradación química o para solubilizar componentes que podrían precipitar o para disminuir la oxidación

atmosférica de componentes inestables.

En las muestras de una micción ya sean para estudio bioquímico o microbiológico, partiendo de que el

procesamiento debe ser lo antes posible, la adición de conservantes no es necesario, mucho menos cuando

se va a realizar un estudio microbiológico (los conservantes pueden interferir en el crecimiento bacteriano),

la mejor conservación en caso de retraso del análisis es la refrigeración a 4ºC y un pH alrededor de 6, de

esta manera se conservan células y cilindros y se retrasa el crecimiento bacteriano. Los aditivos que se

pueden añadir a la orina tiene como función conservar uno o varios de sus componentes, así:

- El HCl se adiciona en las orinas de 24 horas en una solución de 10 mL 6 M, cuando se quieren

determinar catecolaminas y sus metabolitios (epi y norepinefrina) y 5 HIAA, también evita la

precipitación de iones y metales con lo cual se añade para cuantificación de cobre, plomo o magnesio

en orina. La adición se realiza mientras se recoge la orina. Pero este pH ácido provoca la precipitación

de uratos.

- El Carbonato sódico se puede utilizar en orinas de 24 horas en las que se quiere determinar ALA, PBG,

urobilinógeno y uroporfirinas.

32

- Existen otros conservantes que no se utilizan normalmente y tienen utilidad para conservar elementos

formes pero muchos pueden interferir en las determinaciones bioquímicas, su utilidad fundamental es

para la conservación de orinas de períodos superiores a 24 horas, cuando la recogida abarca los días

de fin de semana, algunos de estos conservantes son: timol (5 mL en solución al 10% en isopropanol)

que estabiliza la mayor parte de los componentes. Azida sódica (10 mmol/L o por ejemplo: 0,1 g/L en

orina para cuantificación de prot B-J) que es un conservante universal que llevan muchos reactivos de

laboratorio y estabiliza compuestos como glucosa, urea, úrico, citrato, oxalato, calcio, potasio.

Formaldehído (en tabletas) que retrasa la destrucción de elementos formes y cilindros y no interfiere en

el examen químico ni microscópico. Ácido bórico (bacteriostático), tolueno, compuestos de mercurio

(conservan células), tolueno, etc.

Además de la refrigeración, es frecuente la congelación de la orina cuando se van a realizar medicones de

compuestos químicos, que no se realizan a diario en el laboratorio, y que son muy lábiles como

urobilinógeno, bilirrubina, proteinuria de bences-jones, porfobilinógeno. La congelación se realiza sobre

alicuotas de orina de 24 horas previa centrifugación para separar el sedimento y congelando el

sobrenadante hasta su análisis, la congelación provoca además la precipitación de sales que en ocasiones

no se disuelven cuando se descongela la muestra.

Otra forma de conservación de la orina, que se utiliza para sustancias fotosensibles, es la recolección en

recipientes oscuros o cubrir la muestra con papel de aluminio durante la recogida y el transporte. Esto es

característico para porfirinas.

CAMBIOS QUE SE PRODUCEN DURANTE EL ALMACENAMIENTO DE LA ORINA

La composición de la orina cambia significativamente durante su almacenamiento principalmente debido a

la acción bacteriana. Si la recogida es adecuada los cambios no soy muy importantes durante un período de

1 o 2 días, pero incluso con la limpieza cutánea la muestra se degrada por transformación de compuestos

nitrogenados a amoniaco debido a la acción microbiana.

Otros cambios que ocurren la orina son la precipitación de ácido úrico y sus sales a medida que la orina se

enfría, oxidación de sustancias como bilirrubina cuando la orina se expone a la luz y al aire (en 30 min.

desaparece la bilirrubina de la orina de un individuo sano).

Los cambios osmóticos en las células son frecuentes y pueden provocar incluso su destrucción como en el

caso de los hematíes,

Se produce destrucción de cilindros que tras 30 min. ya no son observables microscópicamente.

TRANSPORTE Y TRATAMIENTO PREANALÍTICO DE MUESTRAS DE ORINA

Dado que la muestra de orina es muy susceptible de contaminarse, y sufrir alteraciones físico-químicas una

vez que se ha obtenido es conveniente transportarla rápidamente al laboratorio, el transporte se realiza a

temperatura ambiente y si éste se retrasa se debe conservar en refrigeración para evitar crecimiento

microbiano y destrucción de elementos formes.

El procesamiento preanalítico adecuado es fundamental a la hora de obtener buenos resultados, este

procedimiento es génerico para cualquier muestra y consiste en dar registro de entrada a esa muestra y

verificar los datos y formulario de solicitud.

33

El procesamiento preanalítico es especial cuando se va a realizr un sistemático de orina en una orina de

una micción. El procedimiento es el siguiente:

- Mezclar la orina, agitando el contenedor ligeramente para homogeneizar los componentes (líquidos y

sólidos), ya que los compuestos sólidos tienden a precipitar.

- Transferir un volumen de orina en un tubo de ensayo, los tubos contenedores de orina más útiles son

los que tienen fondo cónico, son tubos secos sin ningún aditivos, aunque un tubo de ensayo clásico

perfectamente limpio y seco también podría servir. En la actualidad en muchos LDC es frecuente

utilizar tubos de orina al vacío, el tubo se acopla al recipiente colector que proporcionar el paciente y

por diferencias de presión la orina entra el tubo. El volumen adecuado para realizar el estudio es

aproximadamente 10 mL.

- Se centrifuga el tubo con la orina, los comités científicos recomiendan la centrifugación entre 1000-

1500 rpm durante un tiempo aproximado de 5 minutos, una centrifugación a velocidad mayor puede

provocar la rotura de muchas estructuras como cilindros y cristales.

- Una vez la centrifugación, con el sedimento en el fondo, se decanta el sobrenadante y se resuspende

el sedimento mediante agitación.

- Se coloca una gota (volcando el tubo o con pipeta Pasteur) en un portaobjetos y se aplica un

cubreobjetos evitando la formación de burbujas.

- Examinar al microscopio óptico. Inicialmente se examina un área grande con aumento x10. Reduciendo

la intensidad de la luz se facilita la visualización de cilindros y algunos cristales preferentemente en los

bordes del cubre. Finalmente se enfoca con mayor aumento (x40) y se examinan varios campos.

Para otro tipo de análisis no se requiere un procesamiento especial, así para estudio bioquímico de orina

cronometrada se transfiere un volumen de unos 10 mL en recipiente y se realizan las pruebas bioquímicas,

en el caso del urocultivo es procesamiento microbiológico comienza directamente una vez que llega la

muestra al laboratorio

CÁLCULOS RENALES

El análisis químico de los cálculos urinarios por espectroscopia de IR tiene utilidad para conocer su

composición y ayudar a la prevención de formación de nuevos cálculos.

La recogida de la muestra la puede realizar el propio paciente, si son cálculos pequeños, cuando los

expulsa mediante la micción o se pueden obtener por procedimientos médico-quirúrgicos y recogidos por

personal sanitario.

La muestra se debe introducir en recipientes de plástico estériles, limpios y secos, los frascos de orina son

buen recipiente para introducirlos. Se deben coger los cálculos libres de orina.

El envío al laboratorio no requiere condiciones especiales y se realiza a temperatura ambiente.

Una vez en el LDC el procesamiento preanalítico consiste en la desecación o deshidratación del cálculo

introduciéndolo en estufa a unos 100ºC, aproximadamente 8-10 horas, para ello se debe colocar en un

recipiente resistente a la temperatura para evitar accidentes. Una vez deshidratado el cálculo comienza el

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proceso analítico que consiste primeramente en la pulverización del mismo y la adición de distintos

reactivos químicos en los que se disuelven los cristales y así poder realizar el estudio

MUESTRAS DE HECES

El examen de heces es útil para realizar estudios bioquímicos y microbiológicos (bacteriológicos y

parasitológicos).

Para recoger una muestra de heces de forma adecuada se deben tener en cuenta los siguientes puntos:

• La recogida ha de hacerse siempre en recipientes perfectamente limpios y estériles (recipientes

similares a los de orina), no deben contener restos de jabones, sales, desinfectantes, etc.

• No se debe llenar el recipiente hasta el borde, ya que existen desprendimientos de gases que

pueden provocar una liberación explosiva del contenido cuando el recipiente se abra. Por ello se irá

aflojando la tapa del recipiente poco a poco.

• La cantidad de heces recogidas en un periodo de 24 horas se correlaciona escasamente con la

cantidad alimento ingerido en un periodo similar de tiempo. Por ello se recomienda recoger las

heces por un periodo, al menos, de tres días y los cálculos deben basarse en la muestra completa.

• En la mayoría de los casos se debe recoger sólo una porción de las heces, para ello la defecación

se realizará en un recipiente limpio y con ayuda de una espátula o depresor lingual se recoge el

alícuota y se introduce en el recipiente de transporte. Para algunos estudios bioquímicos se deben

recoger todas las heces que se depositarán directamente en el recipiente recolector.

• El tipo de muestra depende del análisis a realizar, ya sea bioquímico parasitológico o bacteriológico

de forma general:

Análisis bioquímico: Se cogerán muestras de heces dependiendo del análisis que se vaya a realizar.

Análisis de sangre oculta en heces:

Deben recogerse tres alícuotas de las heces durante tres días consecutivos (es necesario tres recipientes

distintos). Las muestras de los dos primeros días se conservan en refrigeración. Esto es debido a que la

expulsión de sangre por el recto es intermitente y de esta manera aumenta la sensibilidad del test.

Si el laboratorio realiza el análisis de SOH por el test de guayaco, es necesario que el paciente siga una

dieta específica durante al menos tres días para evitar posibles interferencias. Si el análisis de sangre fecal

es inmunológico no es necesario ningún tipo de dieta previa.

Análisis del pH de las heces, cuerpos reductores, determinación de quimiotripsina y digestión de principios

inmediatos

Debe recogerse una porción de las heces de un día en recipiente limpio y estéril, llenar hasta la mitad del

recipiente como máximo. Para la determinación de principios inmediatos es necesario seguir unos consejos

dietéticos que son la ingesta de alimentos ricos en grasas, proteínas y glúcidos, se deben evitar los frutos

secos.

Cuantificación de grasas en heces

35

Se realiza fundamentalmente la cuantificación de grasa fecal para lo cual es necesario recoger la totalidad

de las heces producidas durante tres días consecutivos en recipientes de plástico de 3 L. similares a los de

orina de 24 horas. La conservación se realiza en refrigeración

Análisis bacteriológico de las heces (coprocultivo)

El coprocultivo o cultivo bacteriológico de las heces es el método utilizado usualmente para la investigación

de las bacterias productoras de diarrea. El coprocultivo rutinario va encaminado fundamentalmente a la

investigación de los enteropatógenos más frecuentes en nuestro medio: Salmonella, Shigella y

Campylobacter. Se debería especificar el estudio de S. aureus, Clostridios (C. perfringens y C. difficile).

Para realizar el coprocultivo es suficiente una única muestra de heces. La toma de la muestra se debe hacer

siguiendo unas normas generales que pueden modificarse según la consistencia de las heces:

- Son preferibles las heces de primera hora de la mañana

- Las muestras para coprocultivo, deberán tomarse antes de la administración de antimicrobianos o

agentes antidiarreicos.

- Es importante la higiene de la zona rectal con jabón y agua, antes de la recogida. Es importante

eliminar adecuadamente los restos de jabón utilizado.

- La deposición se efectúa en un recipiente limpio, libre de residuos de detergentes o desinfectantes y es

importante que no se mezclen las heces con la orina.

- Con una espátula o cucharilla limpia se toma una porción de la misma (1-2 g si son heces formes (el

tamaño de una judía aproximadamente) o entre 5-10 mL si son líquidas) y se traslada a un recipiente

estéril de boca ancha y tapón de rosca (algunos recipientes llevan incorporados una espátula

recolectora). Se cogerán las heces de las partes mucosas, purulentas o sanguinolentas.

- También es posible recoger la muestra con hisopos o escobillones, impregnando un par de

escobillones en abundancia y introduciéndolos en sus tubos de soporte y transporte.

- En caso de heces muy diarreicas o de niños pequeños la toma se puede realizar introduciendo el

escobillón en el recto, atravesando el esfínter anal hasta la ampolla rectal y rotando para que contacte

con la mucosa. En caso de sospecha de disentería bacilar, la recogida de preferencia es el

escobillonaje o hisopado rectal en los bordes de una úlcera localizada por protoscopia.

- Las muestras deben estar en el laboratorio antes de 1h después de su recogida. Si no es posible se

mantienen en refrigeración hasta envío al laboratorio (máximo 24 horas) o se utilizan medios de

transporte conservantes que impidan desecación y sobrecrecimiento de flora saprófita. Los medios

utilizados son medios tamponados con glicerina como Cary-Blair y similares (buffer fosfato 0,03M a pH

7 y glicerol a partes iguales). Los hisopos también se comercializan con estos medios de transporte.

- En el laboratorio las muestras se mantienen en refrigeración hasta su procesamiento y en congelación

cuando es para investigación de virus.

Análisis parasitológico de las heces (observación microscópica de las heces en búsqueda de parásitos).

36

Se deben recoger tres porciones de heces de tres consecutivos en tres recipientes estériles. Si las heces

son formes se pueden conservar en refrigeración hasta envío al laboratorio, si son diarreicas se deben

utilizar conservantes o si el envío se retrasa más de 2 horas. Los conservantes que se suelen utilizar son:

Formol al 5% en solución fisiológica, Solución MIF (mertiolato, yodo y formaldehido), Solución PVA (Acido

polivinílico y 10% de formalina), Solución PAF (fenol, alcohol, fomaldehido), Solución SAF (acetato

sódico/ácido acético/formalina).

Es conveniente también evitar, sobre todo para estudios parasitológicos la utilización previa de antiácidos y

laxantes oleosos, así como de los compuestos habitualmente utilizados para estudios radiológicos

digestivos (bario, bismuto).

Con frecuencia para estudio microscópico de parásitos (como éstos pueden ser escasos en las heces) es

necesario concentrar la muestra como método preanalítico. Los procedimientos de concentración pueden

ser:

– Métodos de sedimentación (método de Ritchie): se resuspende la muestra de heces en agua o solución

acuosa de formaldehído-éter, para que sedimente de forma natural o centrifugación ligera

– Método de flotación con sulfato de zinc (método de Faust): se resuspende la muestra en medio de

densidad mayor a la mayoría de parásitos (ooquistes y trofozoítos), que por su capacidad de flotación

se concentran en la superficie

OTRAS MUESTRAS DEL TRACTO DIGESTIVO

Test de Grahm

Muestras de saliva

Biopsia de mucosa gástrica para Helicobacter pylori

MAO y BAO

MUESTRAS DEL TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR

El LDC tiene una utilidad importante en el diagnóstico de enfermedades del TRI, junto con otras técnicas

exploratorias, como son las espirometrías o las técnicas de imagen. Así aunque no es una muestra del TR,

una gasometría arterial permite valorar, con un gasómetro, la capacidad de ventilación del AR, midiendo los

niveles de oxígeno y dióxido en sangre. Sin embargo en ocasiones hay que recurrir a la utilización de

muestras propias del tracto respiratorio, de todas ellas la más útil es el esputo, pero también existen otras

muestras obtenidas por procedimientos más invasivos.

Entre las muestras procedentes del TRI están el esputo como procedimiento no invasivo y los aspirados

traqueales, bronquiales, las biopsias, y también, puesto que participa en la función del AR, el líquido pleural

como muestras obtenidas por procedimientos invasivos.

ESPUTO

El esputo es una muestra de interés en el diagnóstico de infecciones del TRI. El diagnóstico microbiológico

de las neumonías y otros procesos infecciosos del TRI es complicado por la dificultad de obtener muestras

37

no contaminadas con la flora del TRS. Es por tanto, muy importante que en el laboratorio de microbiología

se compruebe que la muestra es la adecuada.

El esputo, en las condiciones habituales de la clínica diaria, no es una muestra representativa de la

situación existente en el TRI, por su mezcla con otras secreciones procedentes del árbol traqueobronquial y

con la flora saprofítica de la orofaringe. No obstante es un método fácil y rápido, cuya utilidad o relación

entre el resultado obtenido y la verdadera etiología depende en gran medida de su correcta obtención, del

control de calidad antes de su procesamiento preanalítico, del tipo de agente que se pretende detectar y de

la valoración adecuada del resultado. Es decir, el procesamiento preanalítico, desde la recogida hasta la

valoración de la calidad de la muestra, es determinante en el resultado obtenido y en la interpretación del

mismo.

El esputo es una secreción del TRI compuesto por agua en 95% y 5% de materia sólida. Es un

conglomerado de las secreciones de las glándulas bronquiales, con secreciones traqueales, células de la

mucosa, exudados inflamatorios y microorganismos, todo ello revestido por secreción mucosa faríngea y

saliva.

En el esputo se pueden encontrar restos celulares, glucoproteína, sialoproteínas, sulfoproteínas, electrolitos,

hidratos de carbono, lípidos, actividades enzimáticas como LDH, alfa1-AT, etc. Esta secreción aumenta en

los procesos inflamatorios, infecciosos o tumorales. Por tanto hay que entender que el esputo no es una

secreción patológica sino una secreción normal y continua que se elimina por actividad ciliar de las células

de la mucosa respiratoria y por los mecanismos de expulsión de secreciones respiratorias que empujan la

secreción desde el TRI al exterior o hacia la vía digestiva si la secreción es deglutida. Pero sin embargo

tiene componente añadidos cuando existen determinadas patologías.

La toma de la muestra de esputo es fundamental, y puesto que sale por la cavidad oral y es susceptible de

contaminarse, es obligatorio que el paciente tenga limpia la cavidad oral y las orofaringe, para ello se

recomienda limpiar, descontaminar y enjuagar esta región, siendo adecuada la utilización de agua destilada

o ss, no es recomendable el uso de colutorios antisépticos. La muestra más útil es la obtenida a primeras

horas de la mañana ya que contiene las secreciones acumuladas durante la noche debido a que durante el

sueño está deprimido el reflejo de la tos. El esputo puede obtenerse de forma espontánea o induciendo la

expectoración en el paciente, en cualquier caso se expulsa directamente en un contenedor de plástico,

limpio, estéril y con cierre hermético (un recipiente para recolección de orina, es el más utilizado). El

volumen de la muestra adecuado debe ser de 2 a 10 mL. La muestra no necesita medidas especiales de

transporte y conservación, pero sí debe enviarse de inmediato al laboratorio, sino es posible el envío

inmediato se ha de conservar a 4ºC (un máximo de 24 h); una vez en el laboratorio de microbiología la

siembre no debe demorarse más de 2 horas.

La obtención de la muestra se puede realizar por distintos procedimientos:

- Expectoración espontánea, preferentemente matutina, tras 2-3 respiraciones profundas y evitando la

saliva. Para ello el paciente debe estar perfectamente consciente y debe cooperar, de forma que la

secreción debe depositarla directamente en el recipiente, que lo abrirá en ese momento, y que lo

cerrará inmediatamente. La identificación correcta de la muestra, es un requisito similar al de cualquier

muestra biológica.

- Expectoración inducida en aquellos casos en que la cooperación del paciente está limitada o por

incapacidad de producir esputo tras las respiraciones profundas. En estos casos es necesario inducir

de manera artificial, sin alterar las características de la muestra, la producción de secreciones y la tos.

La manera más frecuente de inducir el esputo se realiza inhalando suero salino fisiológico aerolizado y

estéril, con un nebulizador, el paciente deberá inhalar una solución de 15 mL ss durante 10 minutos.

38

Otros procedimientos también posibles pero menos utilizados, que se utilizan cuando el anterior no

ofrece resultados, es la nebulización de solución de NaCl y polietilenglicol (ambos al 10%) que es más

efectivo en inducir la tos. También los aerosoles de agua destilada con acetilcisteína, que tiene efectos

mucolíticos (rompe los puentes disulfuro de la cisteína del moco, facilitando así su expectoración),

también se puede recurrir al uso de broncodilatadores. En pacientes pediátricos, donde la cooperación

en la expectoración y en la inhalación de los aerosoles es difícil, se puede recurrir a inducir la tos

manteniendo la boca abierta con un depresor lingual e introducir una torunda hasta tocar la glotis, para

provocar la tos; es necesario no rozar las paredes orofaríngeas, lo cual provocaría el reflejo nauseoso.

El volumen de esputo adecuado en los dos casos es de 5-10 mL si es posible.

Una vez que el esputo llega de forma correcta al laboratorio, comienza su procesamiento preanalítico, que

consiste como siempre en la verificación de los datos entre el recipiente y el formulario de solicitud,

identificación con el código que utilice el laboratorio y su segregación al área del laboratorio donde se

procesen las muestras de esputo. El procesamiento del esputo incluye un análisis macroscópico, un análisis

microscópico para valorar la calidad y un cultivo microbiológico. No hay que olvidar que la muestra de

esputo también se puede enviar al laboratorio de AP para realizar un estudio citológico en caso de

sospecha de neoplasia.

- El examen macroscópico, tiene gran validez para el clínico, ya que el aspecto y coloración de éste puede

hacer sospechar una determinada patología, así si es amarillo-verdoso indica inflamación generalmente por

un proceso infeccioso, si es hemoptoico puede indicar neoplasia, aunque también infección, un esputo

negro (melanoptisis) como consecuencia del depósito de pigmento antracótico en personas expuestas a

carbón o alta tasa de polución. Pero además la valoración macrocópica del esputo en el laboratorio tiene

también gran utilidad, es útil para descartar las muestras mal obtenidas o las que están contaminadas con

gran cantidad de saliva u otro líquido o secreción, pero además aporta datos, que validados en el informe,

tienen gran utilidad para el clínico.

Este estudio se realiza traspasando la muestra a una placa petri esterilizada y siempre en el interior de una

cabina de seguridad biológica que impida la contaminación de la muestra, además de proteger al técnico o

facultativo. La muestra se extiende formando una capa fina en el fondo de la placa y observando a simple

vista o sobre fondo oscuro. Hay que observar cantidad, consistencia, aspecto, presencia o no de

inclusiones, color y en ocasiones olor. Es obvio que muchos de estos parámetros se salen de la objetividad

y no son más que datos previos al verdadero análisis microbiológico.

La cantidad es un parámetro variable, de forma general es mayor en los procesos inflamatorios o

infecciosos y es menor en los estados de mejoría. La cantidad normal suele ser <100 mL/24 h. Sin embargo

esta cifra es imposible obtenerla en el laboratorio debido a que la muestra recibida procede de una

expectoración el volumen/día. Lo que sí interesa es conocer el volumen aproximado de esa muestra de

forma que la cantidad óptima para realizar el análisis microbiológico está entre 2-10 mL., un volumen menor

no es suficiente y volumen mayor es susceptible de estar contaminado con otras secreciones y por tanto

diluido.

La consistencia del esputo es semilíquida debido al alto contenido en agua y mucoproteínas. Un esputo más

líquido indica mayor estado de hidratación y lo más seguro, que más contaminación con saliva.

El color y aspecto, son dos parámetros difíciles de observar de forma independiente ya que hacen

referencia a la presencia de algún tipo de compuesto en el esputo que pueden dirigir el análisis en una u

otra dirección junto con los datos clínicos del paciente, así,

39

- Un esputo mucoso es más blanquecino y es el aspecto normal, aunque también puede aparecer en

inflamaciones del árbol traqueobronquial

- Un esputo purulento o amarillo-verdoso es debido a la presencia de peroxidasa leucocitaria y por tanto

es indicativo de procesos infecciosos como bronquitis, abscesos, neumonías y otros procesos

inflamatorios como bronquiectasias.

- Un esputo hemoptoico es aquel que contiene sangre fresca y por tanto tiene coloración rojiza o restos

de sangre. Este esputo tiene el mismo significado que la hemoptisis

- Un esputo es pardo u oscuro en inhalación excesiva de partículas carbonosas como en fumadores o en

exposición de atmósferas altamente contaminadas (minas, centros urbanos, etc.).

- Un esputo es herrumbroso, es decir, color amarillo-pardo cuando hay hemoglobina metabolizada y

puede indicar pequeñas hemorragias en el TRI

El olor, es en muchas ocasiones difícil, de valorar salvo que exista un olor fuerte en aquellos esputos

infecciosos. En condiciones normales de salud el esputo es inodoro.

La presencia de inclusiones sólidas macroscópica tienen gran utilidad para dirigir el diagnóstico. Así se

observan masas caseosas o fragmentos de tejido pulmonar cicatricial en la TB pulmonar. Se pueden

observar moldes bronquiolares, que son restos de fibrina y pus, que pueden aparecer en algunas bronquitis

infecciosas. Los broncolitos son estructuras calcificadas de tejido infectado, que también pueden aparecer

en la TB. Los tapones de Dietrich son pequeño fragmentos constituidos por restos de tejido necrosado,

ácidos grasos solidificados y alto número de bacterias que pueden observarse en algunos esputos

purulentos, obviamente los microorganismos no son observables a simple vista. Las espirales de

Curshmann son filamentos de moco solidificado arrollados en espiral muy característicos de esputos muy

espesos como en el asma bronquial, microscópicamente contienen células mucosas y alto número de

eosinófilos, así como cristales de Charcot-Leyden, que son cristales en forma de aguja formados por una

fosfolipasa de alto peso molecular y otras proteínas, producidos tras la lisis de los eosínofilos (también

aparecen en otras muestras biológicas como en las heces).

- Una vez se ha realizado la observación macroscópica se procede a la realización del examen

microscópico, cuya principal utilidad es valorar la calidad del esputo y observar la presencia de bacterias.

Este estudio se realizará con realizando una tinción de Gram en una pequeña cantidad de muestra

depositada sobre un portaobjetos, previa homogenización del esputo. La utilidad del esputo en el laboratorio

de Microbiología puede ir dirigido a la búsqueda de bacterias típicas que causan neumonía, aunque también

para otros microorganismos concretos como Legionella, Mycobacterium tuberculosis, Pneumocystis carinii o

Nocardia

La observación de la muestra al microscopio óptico permite valorar la calidad si se valora la relación de

leucocitos PMN (que indican infección) y de células epiteliales (que indican contaminación). Se observan de

10 a 20 campos con el objetivo de 10x y se cuenta el número de CE y leucocitos/campo. Para valorar la

calidad del esputo de forma objetivo se pueden recurrir a diversas reglas, como la de Barlet, que considera

5 categorías con valores de -2, -1, 0, +1, +2, considerando muestras no válidas las que tienen un resultado

< o igual a 0. También se pueden seguir los criterios de Murray-Washington, que incluye 4 grados de validez

(G1 a G4)

40

CELULAS ESCAMOSAS POR CAMPO

LEUCOCITOS

POR

CAMPO

0 1-9 10-24 >25

0 3 0 0 0

1-9 3 0 0 0

10-24 3 1 0 0

>25 3 2 1 0

De forma general no se deben procesar aquellas muestras con nivel de calidad 0 o 1. Es decir, las muestras

con alto número de CE o con mayor número de CE que leucocitos, aunque el número de aquellas sea bajo,

no deben procesarse. De forma general se consideran adecuadas muestras con < 10 CE y > 25 leucos por

campo en el objetivo x10 y muestras con una relación leucos/CE 2.

También hay que tener en cuenta que la falta de PMN no puede excluir el diagnóstico en pacientes

neutropénicos o cuando se sospecha infección por m.o. como Legionella o Mycobacterium que no provocan

aumento de PMN en las secreciones. En estos casos las muestras se procesan independientemente del

resultado.

Sin embargo es necesario indicar que el protocolo de actuación depende del laboratorio y de las pautas de

actuación que en el se hayan acordado, de forma que en muchos laboratorios de microbiología se procesan

todas las muestras. Si se decide no procesar la muestra por calidad desfavorable, se indicará en el volante,

especificando el motivo de no validez.

Si la muestra es aceptable, según los criterios de calidad, se examina con aceite de inmersión en el objetivo

x100 para identificar el m.o. patógeno más probables, indicando el tipo de microorganismo predominantes y

posteriormente se realiza el análisis microbiológico mediante cultivo sembrando con asa calibrada el esputo

homogeneizado (1-10 microL, lo que se traduce en más de 106 UFC/mL). Los medios empleados de forma

rutinaria son:

- Placas de agar sangre. Valora microorganismos predominantes o con recuento significativo con

especial interés Streptococcus pneumoniae y también S. aureus.

- Agar chocolate. Valora microorganismos predominantes o con recuento significativo con especial

interés: H. influenzae y Moraxella catharralis.

- MacConkey o EMB (Levine) para valorar bacilos gramnegativos abundantes y predominantes como

Enterobacterias o bacilos gramnegativos no fermentadores. Se cultiva en atmósfera aerobia.

- Caldo de enriquecimiento con tioglicolato. En ocasiones se siembra en agar manitol-salado, en caso de

esputos procedentes de pacientes de UCI.

La siembre en las placas se realiza por agotamiento. El cultivo de las placas se realiza a 37ºC en atmósfera

aerobia enriquecida con 10% de CO2 durante 24-48 h. para las placas de agar sangre y chocolate. A 37ºC

41

en atmósfera aerobia, 24 h. las placas de MacConkey. Tras la incubación se aíslan las colonias y se

identifican los patógenos.

Si se aísla algún patógeno en cultivo predominante o recuento significativo se indica en el volante

correspondiente, si se ha hecho recuento se indicará el número de UFC/mL y los resultados de

sensibilidad antimicrobiana.

Si no se ha aislado ningún patógeno pero sí flora orofaríngea se informará como flora habitual.

Si no ha habido crecimiento tras 48 h se informará como ausencia de crecimiento

Si se aísla algún microorganismo de D.O. se hará un informe notificándolo al servicio de M.P.

Pero además del análisis rutinario en el esputo se pueden investigar otros microorganismos a petición

facultativa. Así:

- En caso de sospecha de infección por Legionella pneumophila se realiza IFD en esputo y cultivo en

medios enriquecidos y selectivos de Legionella (medio de BCYE-alfa), incubando las placas en CO2 una

semana; aunque también es útil la detección de antígenos en orina y la serología.

- En caso de sospecha de infecciones por Nocardia cuando se observan bacilos grampositivos filamentosos

ramificados. Para su aislamiento e identificación se pueden utilizar medios selectivos de otros m.o. como

agar Levine, agar Saboureau, agar sangre o también en medios para Mycobacterium, siempre 35-37ºC

durante 2-8 días. Los procedimientos químicos para descontaminar es esputo en la búsqueda de TBC

destruye las Nocardias.

- En caso de sospecha de infección por P. carinii, el mejor método de indentificación es la IFD y el Giemsa

en el esputo, aunque la muestra más utilizada para el diagnóstico, por su mayor sensibilidad, tanto en

pacientes con sida como en otros grupos, es la fibrobroncoscopia con obtención del lavado broncoalveolar

con/sin biopsia transbronquial.

- En caso de sospecha de TB pulmonar, la búsqueda de M. tuberculosis requiere un procedimiento de

manipulación de la muestra distinto a los anteriormente descritos. Es conveniente obtener 2-3 muestras del

paciente y homogeneizarlas. Tras la valoración de la calidad se realiza:

- Tinción específica de Micobacterias, tinción AAR o Ziehl-Neelsen, también la IFD con auramina

(fluorescente de color verde) al microscopio de fluorescencia tiene gran sensibilidad. En caso de no

observar bacilos AAR se realiza:

- Homogenización y descontaminación de la muestra, un procedimiento químico cuya finalidad es

fluidificar la muestra destruyendo las mucoproteínas y eliminar la flora acompañante que puede inhibir

el crecimiento o enmascarar a M. t. El procedimiento de descontaminación se realiza de la siguiente

manera:

1. Adición al esputo de mucolíticos o agentes fluidificantes como N-acetil-L-cisteína o lauril-sulfato

sódico. Introduciendo la muestra y la solución en un tubo Falcon estéril

2. Adición de un agente descontaminante ácido o base en baja concentración. Lo más frecuente es

usar una disolución a baja concentración de NaOH, añadiendo tanta sosa como volumen de esputo

42

3. Mezclar durante 20 segundos en vórtex.

4. Centrifugar la muestra 15-30 minutos a 3000 rpm

5. Tinción y siembra del sedimento. Independientemente de la observación de bacilos de color rosa

(resto de m.o. aparecen azules) en el esputo se realiza la siembra en medios selectivos de

Micobacterias, siendo los más usados los medios sólidos Löwestein-Jensen y medio Coletsos, en

placa o en tubo inclinado. Los tubos con medio sólido se cultivan en superficie y se incuban a 35ºC,

manteniéndose un día en horizontal y posteriormente hasta 2 meses (tiempo de aparición de

colonias de M.t.) en horizontal, revisándolos cada 7 días aproximadamente. También se pueden

utilizar medios líquidos selectivos como medio Mycobastos o medio Kirschner o medio 7h12

Middelbrook (de los más usados), estos medios líquidos aumentan el rendimiento diagnóstico pues

el crecimiento aparece entre 7-10 días. Los medios líquidos en frascos cerrados incorporan una

sustancia, generalmente un ácido graso como el ácido palmítico, marcada con carbono radiactivo

(14

C). El crecimiento de las micobacterias se comprueba en este último caso al detectar, mediante

un aparato adecuado, la aparición de CO2 radiactivo en el frasco de cultivo (sistema radiométrico

BACTEC). Una vez ha ocurrido el crecimiento la identificación va dirigida a la búsqueda de M.t. o

de Micobacterias atípicas (M. kansasii, avium-intracelullare complex, etc.) mediante métodos de

identificación fenotípicos con técnicas bioquímicas de identificación clásicas o más recientemente

con técnicas de identificación genotípica con biología molecular (sondas de AcN). El sistema de

detección BATEC puede ser semiautomatizado y automatizado:

- METODO SEMIAUTOMATIZADO: Es un método radiométrico que utiliza medio de cultivo a

base de caldo Middelbrook enriquecido, rico en ácido palmítico marcado con carbono 14 (C-

14), que es un isótopo radiactivo natural.

El sistema BACTEC 460 TB es una técnica que mide cuantitativamente el CO2 marcado con C-

14 producido por el metabolismo de las Micobacterias presentes en la muestra. El sistema

BACTEC aspira el CO2 marcado presente en la atmósfera del frasco y determina un valor de

radiactividad (Índice de crecimiento) que es directamente proporcional a la cantidad de

crecimiento en el medio.

Se trata de un método semiautomatizado de alta sensibilidad y especificad que en forma simple

permite hacer el diagnóstico de TBC en menos de una semana en alrededor del 95% de los

casos.

Este método permite también a partir de la muestra positiva realizar una prueba de

identificación: prueba del NAP (p-nitro-alfa-acetil-beta-hidroxi-propiofenona) compuesto que

permite diferenciar entre M. tuberculosis de otras Micobacterias no M. tuberculosis (MOTT)

Por último, también por sistema BACTEC se realiza la prueba de sensibilidad a las 5 drogas de

primera línea, Estreptomicina, Etambutol, Rifampicina, Isoniacida y Pirazinamida.

- MÉTODO AUTOMATIZADO: Utilizan medios de cultivo a base de caldo Middelbrook. Están

constituidos por estufas de cultivo continuo, con sensores capaces de detectar el CO2 producido

por el metabolismo de las Micobacterias presentes en la muestra.

Los métodos de lectura pueden ser COLORIMETRICO o FLUOROMETRICO.

Normalmente están conectados a una computadora que detecta la señal positiva, realiza los

registros y el análisis de la información.

Los sistemas con los que se cuanta actualmente son: BACTEC 9000, BACTEC MGIT 960 y

MB/BACT.

43

Los resultados de cultivo obtenidos por estos métodos son comparables a los del sistema

BACTEC 460, pero aún no han sido evaluados suficientemente los métodos de identificación y

las pruebas de sensibilidad se encuentran en estudio en centros especializados.

MUESTRAS DEL TRI OBTENIDAS POR TÉCNICAS INVASIVAS CON BRONCOSCOPIO

Además del esputo existen otras técnicas de obtención de muestras del TRI, más invasivas, pero que

proporcionan mayor rentabilidad diagnóstica y en algunos casos aumenta la sensibilidad y especificidad.

Estas muestras se obtienen por personal médico cualificado. Se utilizan en casos de inconsciencia del

paciente, demencias, etc. y ante sospecha de infecciones del TRI por anaerobios o en situaciones en las

que ante una clínica clara el esputo no permite diagnosticar la infección. Las técnicas invasivas pueden ser

técnica endoscópicas como la broncoscopio o técnicas por punción.

La Broncoscopia o Fibrobroncoscopia ya que utiliza el broncoscopio flexible (que han sustituido al

broncoscopio rígido, por ser menos traumáticos y llegar a zonas más distales). La fibrobroncoscopia se

practica mediante un tubo flexible de calibre muy pequeño, de alrededor de 5 mm de diámetro, que

proporciona un excepcional campo de visión, de manera que permite explorar los bronquios segmentarios

de tercer y cuarto orden. Está provisto de un pequeño canal, a través del cual es posible aspirar secreciones

procedentes del árbol bronquial e introducir pinzas y catéteres adecuados para la obtención de muestras

para análisis histológico, microbiológico y citológico. Es una exploración bien tolerada, que no requiere el

ingreso hospitalario del paciente y que se puede realizar con anestesia local en la mayoría de los casos.

Las indicaciones de la fibrobroncoscopia pueden clasificarse en tres grupos: diagnósticas, terapéuticas y de

control de la eficacia de determinados tratamientos, por lo común en pacientes con cáncer de pulmón. Las

indicaciones diagnósticas son las más numerosas. Entre ellas cabe destacar el diagnóstico de los tumores

broncopulmonares y el estudio de imágenes radiográficas de etiología desconocida. En las neoplasias

pulmonares es la exploración de elección, tanto para su diagnóstico como para conocer su situación en el

árbol bronquial con el fin de valorar las posibilidades quirúrgicas. Las neoplasias de situación muy periférica

y pequeño tamaño (nódulo pulmonar solitario) es posible que no sean alcanzadas por la visión directa del

fibrobroncoscopio. En estos casos, la fibrobroncoscopia debe practicarse bajo control fluoroscópico, con el

fin de dirigir las pinzas de biopsia al lugar de la lesión para obtener muestras adecuadas. Ante la presencia

de hemoptisis debe practicarse una fibrobroncoscopia, aunque la radiografía de tórax sea normal, sobre

todo en los fumadores mayores de 40 años. La exploración debe realizarse lo antes posible después del

inicio de la hemoptisis, ya que existen más posibilidades de conocer el lugar del que procede el sangrado

endobronquial, pero a menudo la presencia de hemorragia activa impide observar si existen lesiones en la

mucosa bronquial. En cambio, si la exploración se practica días después del inicio de la hemoptisis, es

posible que no pueda determinarse su origen. En cualquier caso, el momento de llevar a cabo la

fibrobroncoscopia debe decidirse en cada paciente en particular, según la cuantía de la hemorragia y el

estado clínico. En los casos de asma bronquial que no responden satisfactoriamente al tratamiento (asma

atípica) debe practicarse la fibrobroncoscopia para descartar neoplasias pulmonares, cuerpos extraños

endobronquiales o estenosis traqueales que podrían ser responsables de los síntomas asmáticos. En los

pacientes con neoplasia de esófago debe realizarse el examen endoscópico para determinar si existe

invasión neoplásica del árbol traqueobronquial. La endoscopia está indicada en los derrames pleurales de

etiología desconocida, con el fin de determinar si su causa es una neoplasia broncopulmonar. En las

infecciones pulmonares, las principales indicaciones son el diagnóstico de la tuberculosis pulmonar en los

casos en que el análisis del esputo haya sido negativo, el diagnóstico etiológico de las neumonías

nosocomiales graves o que no respondan al tratamiento antibiótico y el diagnóstico de los infiltrados

pulmonares en pacientes inmunodeprimidos. En las neumonías de resolución lenta y en las neumonías de

repetición en el mismo lóbulo debe realizarse la fibrobroncoscopia para descartar una obstrucción bronquial

neoplásica o de otra etiología (inflamatoria, cuerpos extraños). En las neumonías de resolución lenta, la

endoscopia está indicada 7 semanas después de la curación clínica si persisten imágenes radiográficas

residuales, aunque es recomendable practicarla a las 3-4 semanas si se aprecian imágenes de atelectasia

en la radiografía de tórax. La aparición de acropaquia sin causa que la explique es indicación de

fibrobroncoscopia para descartar una neoplasia de pulmón, aunque la radiografía de tórax sea normal. En

los pacientes con parálisis de la cuerda vocal izquierda sin ninguna etiología local, la fibrobroncoscopia

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debe practicarse para descartar la presencia de cáncer broncopulmonar en la región hiliar izquierda que

afecte el nervio recurrente. La tos persistente, sobre todo en fumadores, sin causa evidente tras descartar la

hiperreactividad bronquial, debe explorarse mediante endoscopia. En los abscesos de pulmón, cuya

diferencia radiográfica con las neoplasias cavitadas no es siempre fácil, debe practicarse una

fibrobroncoscopia, puesto que en ocasiones se deben a la obstrucción bronquial producida por una

tumoración. Apenas existen contraindicaciones absolutas para la fibrobroncoscopia. En pacientes con

insuficiencia respiratoria, arritmias cardíacas, infarto de miocardio reciente o hipertensión endocraneal

deben valorarse las ventajas de la exploración y la posibilidad de aparición de complicaciones. En pacientes

con diátesis hemorrágica puede llevarse a cabo la exploración, pero no la toma de biopsias.

Además del examen visual de las vías aéreas, la fibrobroncoscopia permite la obtención de muestras para

análisis citológicos, histológicos y microbiológicos a través del canal de aspiración. Las técnicas que se

utilizan son las siguientes:

Broncoaspirado (BAS)

Consiste en la introducción a través del canal de aspiración del fibrobroncoscopio de 2-3 alícuotas de 5-10

mL de solución salina estéril en el árbol bronquial y en su posterior aspiración. El análisis citológico del

broncoaspirado es útil para el diagnóstico del cáncer de pulmón. El análisis microbiológico no reviste interés

para el diagnóstico de las neumonías bacterianas, a causa de la contaminación de la muestra por

microorganismos procedentes de las vías aéreas superiores. En cambio, este procedimiento es útil para el

diagnóstico de la tuberculosis y otras micobacteriosis pulmonares. También se utiliza en pacientes con

traqueotomía.

Lavado broncoalveolar (BAL)

Consiste en la introducción en los espacios alveolares de 100-150 mL de solución salina al 0,9% en

alícuotas de 50 mL mediante una jeringa de plástico. Tras introducir cada alícuota, se aspira lentamente con

la misma jeringa, obteniéndose por lo general el 50-70% del líquido introducido. Para la práctica de esta

técnica, la punta del fibrobroncoscopio se enclava en un bronquio segmentario. Para el estudio de las

neumopatías difusas, la exploración se realiza en el lóbulo medio o en el segmento de la língula, por la

facilidad técnica que ello implica, y para el de las neumopatías localizadas, en el bronquio correspondiente

al lóbulo afectado. En el líquido obtenido se pueden realizar análisis citológicos, microbiológicos y de otras

sustancias (proteínas, enzimas, citocinas, mediadores inflamatorios, partículas minerales) presentes en los

espacios alveolares.

La principal indicación del lavado broncoalveolar es el estudio de las poblaciones celulares alveolares. En

individuos sin enfermedad respiratoria, la fórmula celular está constituida principalmente por macrófagos

alveolares (80-90%), algunos linfocitos (inferiores al 12%) y escasos neutrófilos (1%). La presencia de

eosinófilos y mastocitos es rara, y casi siempre representa menos del 1% de las células. En fumadores

sanos, el porcentaje de neutrófilos puede ser algo superior (hasta el 3%). El cociente linfocitos T

colaboradores/linfocitos T supresores citotóxicos es 1,6-1,8, aunque en fumadores puede ser algo inferior.

El estudio de las alteraciones de la fórmula celular se ha utilizado principalmente en la valoración de las

enfermedades intersticiales difusas del pulmón (véase Enfermedades intersticiales difusas del pulmón). En

las eosinofilias pulmonares, el lavado muestra una marcada eosinofilia, lo cual constituye un dato

diagnóstico de interés. En las neoplasias difusas (linfangitis carcinomatosa, carcinoma broncoalveolar) y en

el cáncer de pulmón periférico (nódulo pulmonar solitario), el análisis citológico puede demostrar células

atípicas y aumenta el rendimiento diagnóstico de la fibrobroncoscopia. En la embolia grasa y en la

neumonía lipoidea, el lavado puede ser útil en la demostración de macrófagos alveolares cargados de

grasa.

En los pacientes inmunodeprimidos, el lavado broncoalveolar es la técnica de elección para la valoración de

los infiltrados pulmonares, sean de etiología infecciosa o no. El rendimiento diagnóstico es elevado en la

neumonía por Pneumocystis carinii (96%), las hemorragias pulmonares (75-100%) y las infecciones por

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micobacterias (80%). En la infección por citomegalovirus, la sensibilidad diagnóstica varía entre el 50 y el

90%, según se utilice sólo el estudio de las inclusiones citoplasmáticas o bien el análisis con anticuerpos

monoclonales o cultivos víricos. En cambio, es menos eficaz en la demostración de la afección pulmonar

por la enfermedad de base (linfoma, leucosis) y en las neumopatías secundarias a la administración de

fármacos citostáticos. Mención especial merece el diagnóstico de las micosis pulmonares. Especies de

Candida y de Aspergillus pueden estar presentes en las secreciones bronquiales de estos pacientes sin que

sean indicativas de infección pulmonar. Por ello, el significado del hallazgo de hongos en el lavado

broncoalveolar debe valorarse en cada caso en particular. La buena tolerancia y el rendimiento de esta

exploración han determinado que la biopsia transbronquial no se utilice de forma habitual en el diagnóstico

de los infiltrados pulmonares en estos pacientes. En cambio, es aconsejable, junto con el lavado

broncoalveolar, obtener muestras con el catéter telescopado de doble luz y oclusión distal en el mismo acto

endoscópico si se sospecha que los infiltrados pueden ser de etiología bacteriana. Con ambas técnicas se

diagnostican alrededor del 70% de los infiltrados pulmonares.

El lavado broncoalveolar se ha utilizado asimismo para el diagnóstico de las neumonías bacterianas, como

alternativa al catéter telescopado de doble luz y oclusión distal. El punto de corte de las UFC obtenidas para

diferenciar la colonización de infección es 104/mL. Algunos estudios han indicado que la presencia de

gérmenes intracelulares en más del 5% de macrófagos obtenidos por lavado broncoalveolar es muy

específica para el diagnóstico etiológico de las neumonías nosocomiales. Una modalidad de lavado para el

diagnóstico de las infecciones pulmonares es el lavado broncoalveolar protegido, que se practica a través

de un catéter ocluido distalmente, que además posee un balón inflable capaz de ocluir un bronquio

segmentario y que permite realizar el lavado sin contaminación de gérmenes procedentes de las vías

aéreas superiores.

El análisis bioquímico del lavado broncoalveolar no aporta datos de interés para el diagnóstico de las

enfermedades del aparato respiratorio. En la valoración de las enfermedades profesionales es útil para la

detección de los cuerpos de asbesto (véase Enfermedades intersticiales difusas del pulmón). El análisis

mineralógico por técnicas microanalíticas, como el análisis dispersivo de energía o la espectroscopia de

fotoelectrones excitados por rayos X, es asimismo de utilidad para el diagnóstico de estas enfermedades. El

lavado broncoalveolar tiene aplicación terapéutica en la proteinosis alveolar, para extraer el material

lipoproteico de los espacios alveolares. Las complicaciones son raras. Después de practicar la exploración

permanece en el espacio alveolar cierta cantidad del líquido administrado, que provoca estertores y roncus

e infiltrados radiográficos de características alveolares en el lóbulo lavado, que suelen desaparecer al cabo

de 4-12 h. En el 2-3% de los casos aparece fiebre, siempre inferior a 38ºC. La infección pulmonar

secundaria es excepcional. Las contraindicaciones son la insuficiencia respiratoria grave y la alteración

ventilatoria de gran intensidad.

Biopsia bronquial

Se realiza con la pinza de biopsia bajo visión directa. Sus indicaciones principales son el diagnóstico del

cáncer pulmonar y de otras lesiones traqueobronquiales (enfermedades inflamatorias y granulomatosas,

neoplasias benignas).

Biopsia transbronquial

Consiste en la obtención de muestras biópsicas del parénquima pulmonar a través del fibrobroncoscopio.

Esta técnica es útil para el diagnóstico de los infiltrados intersticiales difusos: neumopatías intersticiales

difusas (véase Enfermedades intersticiales difusas del pulmón), eosinofilias pulmonares, neoplasias difusas

(linfangitis carcinomatosa, carcinoma broncoalveolar) y neumopatías infecciosas (Pneumocystis carinii,

citomegalovirus, tuberculosis miliar). Otra indicación es el diagnóstico del rechazo del órgano implantado en

pacientes con trasplante pulmonar. La biopsia transbronquial está contraindicada en pacientes con

anomalías de la coagulación (tasa de protrombina inferior al 50%, recuento de plaquetas inferior a 50 ´

109/L) o con insuficiencia respiratoria grave. Las complicaciones son poco frecuentes y consisten en

neumotórax y hemorragia pulmonar, en particular en los pacientes inmunodeprimidos.

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Cepillado bronquial (brushing)

Consiste en la introducción de un cepillo a través del canal de aspiración del aparato, con el que se frotan

suavemente las lesiones endobronquiales con el fin de obtener células descamadas para su análisis

citológico. Es un método útil para el diagnóstico del cáncer de pulmón y su rentabilidad es similar a la del

broncoaspirado. En ocasiones puede utilizarse para búsqueda de anaerobios y hongos.

MUESTRAS DE EXUDADOS

El exudado es un acúmulo semilíquido procedente de una extravasación de capilares de pequeño calibre de

etiología inflamatoria y/o infecciosa. Hay que diferenciar un exudado de un transudado. Los exudados tienen

utilidad para realizar análisis microbiológicos, aislando el microorganismo causal o descartando la etiología

microbiológica.

Procedimiento general de recogida:

• Se realiza una higiene adecuada de la zona.

• Se recogen mediante escobillonaje o hisopado.

• Una vez colocada la persona en la posición más adecuada, se abre el tubo y se aplica el hisopo a la

zona donde está el exudado, efectuando movimientos circulares suaves para impregnarlo del

exudado.

• Depositarlo a continuación en el frasco procurando no tocar los bordes y apretar la ampolla para

activar el medio de cultivo, si está indicado. De forma general se recogen dos muestras.

• Llevar la muestra debidamente identificada al laboratorio lo antes posible, nunca más de dos horas

de la recogida y no guardar en la nevera, conservar a temperatura ambiente.

Las muestras de exudado se recogen mediante escobillonaje, es decir, aplicación de un hisopo. Los hisopos

para la recogida de muestras microbiológicas son estériles y vienen introducidos en un tubo contenedor de

polipropileno. Pueden ser tubos secos o tubos con medio de transporte. Los medios de transporte prolongan

la viabilidad de la muestra, pero de forma general es conveniente que lleguen al laboratorio antes de 24

horas tras la obtención. Los medios más utilizados son:

- Medio de transporte Stuart. Es un medio de tioglicolato en tampón glicerofosfato y azul de metileno, con

ausencia de fuente de nitrógeno que evita la proliferación de la flora acompañante. Permite la

conservación y transporte de gran número de microorganismos patógeno como gonococo,

Haemophilus influenzae, Corynebacterium diphteriae, Trichomonas vaginalis, Streptococcus, etc. Se

utiliza en la mayor parte de los exudados faríngeos, conjuntivales, nasales y de heridas.

- Medio de transporte Cary Blair. Es un medio de tioglicolato con tampón de fosfato inorgánico que

sustituye al glicerofosfato, impidiendo todavía más el crecimiento de la flora acompañante. Es utilizado

con frecuencia para el transporte de microorganismos fecales pero también para transporte de

anaerobios.

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- Medio de transporte Amies. Es una modificación de los anteriores con calcio y magnesio. Tiene la

misma utilidad que Stuart. Puede ser sólido o líquido (sin agar) que permite la supervivencia hasta 48

horas. Existen medios que son una combinación de los dos: Stuart-Amies.

- Otros medios de transporte como medios para virus, medio de transporte para Clamydias.

Existen varios tipos de exudados:

EXUDADO URETRAL (del tracto masculino)

Para la recogida de los exudados uretrales es necesario:

- Limpieza de la mucosa circundante con gasas estériles

- Introducir suavemente el hisopo unos 2 cm. dentro de la uretra con un movimiento de rotación.

- Debe obtenerse el máximo material posible, por lo que la muestra no debe tomarse antes de los 60

min. tras la última micción. Y preferentemente por la mañana cuando haya mayor supuración.

- Cuando no haya suficiente volumen de exudado, se puede estimular mediante masaje suave de la

uretra contra la sínfisis del pubis, a través de la vagina, en la mujer, y por vía rectal en el varón.

- El transporte se realiza antes de 15 minutos a temperatura ambiente cuando no se disponga de medio

de transporte. Se podrá retrasar el transporte utilizando Stuart o Amies.

- Se requieren dos muestras, una para estudio de gonococo y otra para clamidias y ureaplasmas.

EXUDADO VAGINAL

- Con la paciente en posición ginecológica se introduce el espéculo sin lubricante

- Se recoge bajo visión directa y con torunda el material de la zona con mayor exudado, o en su defecto,

del fondo de saco vaginal posterior (fórnix posterior)

- Es recomendable recoger dos hisopos de manera consecutiva, uno para el examen microscópico y otro

para el cultivo microbiológico.

- Las muestras deben llegar al laboratorio en un tiempo inferior a 15 minutos. Si no es posible se utilizan

hisopos con medio de transporte Stuart o Amies u otro medio especial (para Clamidias o micoplasmas)

y conservación a 35-37ºC hasta su procesamiento

EXUDADO ENDOCERVICAL

- Con la paciente en posición ginecológica se introduce el espéculo sin lubricante

- Se limpia el endocérvix de secreciones vaginales

- Bajo visión directa, comprimir cuidadosamente el cérvix con las palas del espéculo. Introducir la

torunda en el canal cervical con un suave movimiento de rotación y extraer.

- Es recomendable recoger dos muestras.

- El transporte es similar al exudado vaginal

EXUDADO DE HERIDAS

Las heridas son lesiones de la piel que destruyen su continuidad e integridad por múltiples causas:

traumatismos, cirugía, por presión. Las heridas con frecuencia son invadidas o contaminadas por

microorganismos que provocan infecciones de menor o mayor complejidad. Para identificar el agente

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etiológico de la infección, se debe analizar el exudado de estas heridas obtenido por dos procedimientos

posibles:

- Cuando la herida es superficial y supura en cantidad suficiente se recoge la muestra mediante

escobillonaje. Para ello se debe:

- Limpiar cuidadosamente la superficie de la herida con gasa estéril.

- Aplicar el hisopo sobre la herida e introducir en el recipiente, se deben utilizar hisopos con medio

de transporte. Enviar al laboratorio antes de dos horas.

- Si la herida es profunda, no supura lo suficiente, es un absceso cerrado o se sospecha infección por

anaerobios, el procedimiento de recogida es mediante aspiración con aguja 1-2 mL de exudado y pus,

preferentemente de las zonas más profundas de la herida después de haber descontaminado la zona

superficial. Una vez aspirado se elimina el aire de la jeringa, se coloca el tapón de goma y se envía

inmediatamente al laboratorio. Si no es posible, se inocula en un medio de transporte para anaerobios

a temperatura ambiente.

- Si las dimensiones de la herida no permiten obtener dos mL de exudado por aspiración con aguja, se

inocula en primer lugar unos dos mL de ss estéril y se aspira con la jeringa.

EXUDADO NASAL

- Se obtiene mediante escobillonaje. Se introduce el hisopo unos dos cm. en la cavidad nasal, girar

suavemente contra la mucosa de la superficie nasal y extraer. Esta muestra sólo se utiliza para estudio

de portadores nasales de Staphilococcus aureus.

- Se recomiendan dos muestras, una de cada orificio nasal.

EXUDADO NASOFARÍNGEO

- Se obtiene mediante escobillonaje, introduciendo el hisopo hasta la nasofaringe atravesando el orificio

nasal. En el interior se rota la torunda y se extrae.

- Esta muestra no es representativa para el estudio microbiológico de sinusitis.

- Es la muestra de elección para investigación de tos ferina.

EXUDADO FARINGOAMIGDALINO

- Bajo visión directa y con ayuda de un depresor lingual, se tomará la muestra haciendo rodar la torunda

sobre las criptas tonsilares y la faringe posterior, tocando en todas las partes con exudado, placas o

inflamación.

- Se debe evitar tocar la mucosa oral, lengua o úvula.

- Se envía al laboratorio lo antes posible, en caso de retraso se pueden utilizar hisopos en medio de

cultivo ya que bacterias como Streptococcus pyogenes son muy sensibles a la desecación.

EXUDADO OCULAR O CONJUNTIVAL

- La muestra debe obtener antes de la instilación de anestésicos locales, colirios, antibióticos, etc.

- El hisopo estéril se impregna en solución salina estéril

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- Se frota con ella la mucosa conjuntival inferior desde el fondo del saco lacrimal hacia el exterior

- No se deben tocar las pestañas, ni el borde del párpado

- Se debe obtener a primera hora de la mañana, antes de la higiene ocular.

- Se recogen dos hisopos, uno de cada ojo

- El envío debe ser inmediato, si no es posible se utilizan torundas con medio de transporte

En caso de obstrucción lacrimal, se presiona levemente con guantes sobre el mismo y se recoge el

exudado.

EXUDADO ÓTICO

El exudado ótico puede obtenerse del oído externo u oído interno.

- El exudado ótico externo, ser realiza mediante escobillonaje aplicando el hisopo en el exudado. Si es

fluido y abundante se aspira con jeringa las secreciones más húmedas de las áreas más profundas.

- El exudado ótico interno se realiza por especialista y con ayuda de otoscopio. Se debe desinfectar el

conducto auditivo externo con povidona u otras solución antiséptica. Si el tímpano está íntegro la

muestra se obtiene por miringocentesis (punción en el oído medio), si esta roto se puede introducir

torunda estéril.

En todos los casos el envío al laboratorio es inmediato, pudiéndose utilizan hisopos en medio de transporte

si se retrasa el envío.

MUESTRAS DE LÍQUIDOS SEROSOS

Los líquidos serosos son líquidos biológicos que se encuentran en el interior de las membranas serosas,

entre la parietal y visceral, que tienen función lubrificante.

Los LS son ultrafiltrados del plasma producidos y reabsorbidos en los capilares de las membranas serosas

por diferencias de presión hidrostática. La formación es producida en los capilares por filtración a través del

endotelio capilar, controlada por la presión hidrostática, la presión osmótica del plasma y la permeabilidad

vascular, y la reabsorción se realiza en los capilares sanguíneos y linfáticos de la membrana visceral. En

condiciones fisiológicas el volumen de estos líquidos es escaso, pero en condiciones patológicas pueden

acumularse grandes cantidades, como es el caso de la ascitis.

Un aumento del volumen de estos líquidos puede ser por causas hemodinámicas u osmóticas (no

infecciosas) y se habla de trasudado o por causas inflamatorias y/o infecciosas lo que provocan aumento de

la permeabilidad capilar, en este caso se llama exudado. Conocer las características bioquímicas de la

muestra permite diferenciar si se trata de un exudado o trasudado y por tanto permite hacer una

aproximación al diagnóstico etiológico. En los exudados la concentración de proteínas está anormalmente

elevada y en los trasudados baja o normal.

Los líquidos serosos son: líquido peritoneal, líquido pericardio y líquido pleural.

Estas muestras se obtienen por paracentesis, es decir, punción y aspiración del líquido. Se realiza por

personal médico cualificado. La utilidad de estas muestras es el estudio bioquímico, recuento celular (en

laboratorio de bioquímica y anatomía patológica) y microbiológico.

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LÍQUIDO PLEURAL

En condiciones fisiológicas en el adulto el volumen del Lpl es 5-10 mL. Se debe obtener y analizar el LP en

todas las situaciones que provoquen un aumento del mismo (derrame pleural) ya sean por causas

infecciosas o no. El LP puede ser turbio purulento con gran cantidad de leucocitos en infecciones

bacterianas y TBC y hemorrágico en contaminación con sangre, neoplasias, neumonías y traumatismo

torácico.

La obtención del LPl se realiza mediante toracocentesis o punción transtorácica. Para la punción es

necesario:

- Limpiar y desinfectar la piel con desinfectante cutáneo

- Colocar al paciente en sedestación e inclinado hacia delante

- Se aborda la cavidad pleural por la región dorsal a través del espacio intercostal, en la zona en la que

se ha encontrado por imagen o por auscultación mayor acúmulo de líquido. Cuando el derrame es

escaso o su localización es incierta, es aconsejable practicar la toracocentesis bajo el control de

ecografía. Es necesario la anestesia local.

- La punción se realiza justo por encima de la costilla inferior, puesto el que los vasos sanguíneos y el

nervio discurren por la cara inferior de cada costilla.

- Es recomendable la obtención de tres tubos:

o Un tubo con EDTA (tapón morado) para recuento celular (también puede utilizarse tubo con

heparina), (diferenciando polimorfonucleares de mononucleares, si el recuento es superior a

250 células/microL se debe realizar tinción diferencial).

o Un tubo sin anticoagulante para estudio bioquímico (proteínas que diferencian un exudado

de un trasudado, glucosa, LDH, ADA (ayuda al diagnóstico de pleuritis tuberculosa, cuando

la concentración d ADA es mayor de 45 U/L es muy sugestivo de TBC, aunque también

puede aumentar en alguna enfermedad reumática, valores por debajo de esa cifra

descartan TB), y otras determinaciones).

o Un tubo seco o con heparina para estudio microbiológico realizando tinción de Gram y

Ziehl-Neelsen y cultivo microbiológico.

- La muestra se debe transportar rápidamente al laboratorio o conservar a 4ºC si se retrasa

LÍQUIDO PERICÁRDICO

La obtención del LPc se realiza mediante pericardiocentesis. El procedimiento de extracción tiene más

riesgo que en otros líquidos. El abordaje se realiza por la parte ventral del tórax con seguimiento

ecocardiográfico y monitorización del paciente.

El procedimiento es el siguiente:

- El paciente tumbado en decúbito supino.

51

- Se puede pinchar en varias zonas, la mas utilizada es la la subsifoidea izquierda. La aguja se introduce

en el ángulo que está entre el borde precostal izquierdo y el apéndice xifoides, cerca de la punta del

corazón. Otra ruta que puede ser utilizada es a través del 4° o 5° espacios intercostales izquierdos, 2 cm

por fuera del borde esternal de ese lado para evitar los vasos mamarios internos.

- Se introduce la aguja lentamente aspirando al mismo tiempo (se dirige hacia el hombro izquierdo con un

ángulo de 30 a 45 grados sobre el tórax), una vez visualizada por la eco, será el ecografista el que de

las instrucciones sobre la dirección de la aguja.

- Una vez que aparece líquido se aspira para descargar el derrame. Si se tienen dudas sobre si se está

en cavidad libre pericárdica o intracavitario (intraauricular o intravascular), sin retirar la aguja se realizará

una inyección con suero fisiológico, creando una imagen de contraste que identificará en que cavidad se

encuentra.

- Si el líquido encontrado es hemático se puede realizar un hematrocrito, y comparar el resultado con el

sanguíneo, si es igual a este significa que se ha pinchado una cavidad cardiaca, pero si es menor al de

la sangre, quiere decir que el derrame es hemático.

- Se introduce la guía en el espacio pericárdico, se retira la aguja, y se coloca el catéter a través de la

guía, se retira esta y se comprueba que el catéter se encuentra en el espacio pericárdico todo realizado

bajo control ecocardiográfico.

- Es recomendable la obtención de tres tubos:

o Un tubo con EDTA (tapón morado) para recuento celular (también puede utilizarse tubo con

heparina)

o Un tubo sin anticoagulante para estudio bioquímico

o Un tubo seco o con heparina para estudio microbiológico

Las complicaciones de la pericardocentesis pueden ser:

- Punción de una cavidad cardiaca.

- Laceración del epicardio, miocardio, arterias o venas coronarias, que puede originar un nuevo

hemopericardio.

- Fibrilación ventricular.

- Neumotorax, si se pincha el pulmón.

- Punción de algún gran vaso por lo que se agravaría el derrame.

- Punción del esófago, pudiendo originar una mediastinitos.

- Punción del peritoneo, pudiéndose producir una peritonitis.

MUESTRAS DE LÍQUIDO CEFALORRAQUÍDEO

El LCR es producido en un 70% en los plexos coroideos de los cuatro ventrículos cerebrales, sobre todo los

laterales y 30% del ependimo a razón de 0.35mL/minuto o 500 mL/24 horas. El drenaje del líquido

cefalorraquídeo se lleva a cabo a través de las vellosidades aracnoideas, proyección de las células de la

aracnoides sobre los senos vasculares que alberga la duramadre. Estos senos desembocarán directamente

en el torrente sanguíneo, en la región más anterior del cerebro está el espacio subaracnoideo de los lóbulos

olfatorios; que se continúa con un espacio alrededor de los nervios olfatorios (por lo tanto, queda muy cerca

de la mucosa olfatoria y el espacio aéreo de la nariz); desde esta región pasa a nódulos linfáticos. En

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condiciones normales (producción y reabsorción adecuadas) el volumen de LCR es aproximadamente de

125 mL.

El líquido secretado en los ventrículos laterales y en el tercer ventrículo se dirige a lo largo del acueducto de

Silvio hasta el cuarto ventrículo, donde se agrega otra pequeña cantidad de líquido. Luego abandona el

cuarto ventrículo a través de tres pequeñas aberturas laterales, dos agujeros de Luschka laterales y el

agujero de Magendie en línea media, que ingresan en la cisterna magna o cisterna cerebelomedular, un

gran depósito de líquido ubicado por detrás del bulbo raquídeo y por debajo del cerebelo.

La cisterna magna se continúa con el espacio subaracnoideo que rodea todo el encéfalo y la médula

espinal. Luego, casi todo el líquido encefalorraquídeo fluye a través de este espacio hacia el cerebro.

Desde los espacios subaracnoideos cerebrales, el líquido fluye en las múltiples vellosidades aracnoideas

que se proyectan en el gran seno venoso sagital y otros senos venosos. Por último, se vacía la sangre

venosa a través de las superficies de las vellosidades.

El líquido cefalorraquídeo tiene tres funciones vitales importantes:

- Mantener flotante el encéfalo, actuando como colchón o amortiguador, dentro de la sólida bóveda

craneal. Por lo tanto, un golpe en la cabeza moviliza en forma simultánea todo el encéfalo, lo que

hace que ninguna porción de éste, sea contorsionada momentáneamente por el golpe.

- Servir de vehículo para transportar los nutrientes al cerebro y eliminar los desechos.

- Fluir entre el cráneo y la medula espinal para compensar los cambios en el volumen de sangre

intracraneal, manteniendo una presion. (la cantidad de sangre dentro del cerebro).

El volumen y composición puede alterarse por distintas situaciones: infecciones, tumores, traumatismos,

enfermedades desmielinizantes. La producción excesiva de LCR origina un aumento de la presión

hidrostática que puede causar problemas en su obtención. La obtención de esta muestra tiene utilidad en

casos de infecciones meníngeas, ACV, esclerosis múltiple, tumores primarios o metastáticos en el SNC

La obtención de LCR se realiza de la siguiente manera y con unas precauciones determinadas:

• El lugar de punción adecuado es entre las vértebras lumbar 3 y 4 o entre la L4 y L5. con mucha

menor frecuencia se realiza la punción en la cisterna magna por debajo del hueso occipital, pero

tiene muchos más riesgos.

• El paciente debe encontrarse en decúbito lateral, al borde la cama y en posición fetal. También se

puede obtener la muestra con el paciente sentado en la cama e inclinado hacia delante.

• Se debe vigilar el estado de conciencia y la ventilación del enfermo. Hay que evitar que el paciente

se mueva durante la punción.

• Desinfección de la zona de punción

• Después de insertar el trócar (aguja fina de 0,8 mm de grosor y 10 cm. de longitud) con el bisel

paralelo al eje vertebral, el líquido que va fluyendo se reparte en varios tubos (normalmente tres

recipientes). Se debe acoplar un manómetro en el eje de la aguja para medir la presión de salida

observando la altura de la columna de LCR. La presión inicial normal en decúbito lateral y en la

región lumbar del LCR es de 100-200 mm de agua. Por encima indica síndrome hipertensivo y por

debajo hipotensivo.

• Después de realizada la técnica, situar al paciente en decúbito supino y sin almohada como mínimo

dos horas.

• Vigilar la tensión arterial.

53

• No administrar fármacos y alimentos por vía oral durante 4 horas.

Es recomendable obtener tres tubos que se van llenado de forma pasiva mediante el goteo del líquido. En

los adultos es recomendable obtener un volumen total de 10-15 mL con 3-5 mL por tubo. Si tras la punción

sale líquido hemático puede ser por que la punción ha sido hemorrágica en este caso el LCR va perdiendo

la coloración o por que ya existiera hemorragia, en este caso los tres recipientes contienen líquido

igualmente hemático. Si tras la punción sale sangre es indicativo de mala punción y es recomendable volver

a puncionar. Los recipientes utilizados son tubos de vidrio estériles sin ningún aditivo en su interior (tubos de

tapón marrón o rosado).

Dado que el especimen inicial puede estar contaminado con restos celulares o bacterias de la piel, el primer

tubo se debe utilizar para estudio bioquímico, el segundo para estudio microbiológico y el tercero para el

recuento celular.

Las complicaciones de la punción lumbar son escasas pero requieren firma de un consentimiento informado

por parte del paciente:

- Lo más común es que aparezca dolor de cabeza. Se debe a la disminución de presión secundaria a la

extracción de líquido, y maniobras habituales para disminuirlo son reposo en cama e ingesta abundante

de líquidos durante las horas siguientes a la punción.

- Las infecciones (meningitis, espondilodiscitis, celulitis) son raras al realizarse en condiciones estériles.

- Otras complicaciones poco frecuentes son hematomas locales en el sitio de la punción, apareciendo

con mayor frecuencia en pacientes con enfermedades hematológicas o tratados con fármacos

anticoagulantes.

- Excepcionalmente se han descrito hematomas intracraneales secundarios a la hipotensión del LCR, así

como la herniación transtentorial, complicación potencialmente mortal y que puede aparecer en

pacientes con algunos procesos intracraneales como grandes masas, procesos que por medio de la

historia clínica y las pruebas complementarias habrán sido razonablemente descartados en su caso.

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MUESTRAS DE LÍQUIDO AMNIÓTICO

El diagnóstico prenatal se puede realizar mediante análisis del líquido amniótico, vellosidades coriónicas o

sangre fetal, así como el examen directo del feto. Una vez obtenido el material fetal, los estudios

citogenéticos permiten detectar las anomalías cromosómicas, el cultivo de las células fetales ayuda al

diagnóstico de muchas alteraciones metabólicas, la determinación de las concentraciones de alfa-

fetoproteína o acetilcolinesterasa en líquido amniótico diagnostica posibles defectos del tubo neural y el

análisis del DNA permite el diagnóstico molecular de algunas enfermedades hereditarias.

AMNIOS Y LÍQUIDO AMNIÓTICO

El amnios es un saco alrededor del embrión y feto formado por una membrana limitante que se forma en la

segunda semana de gestión procedente de los tejidos fetales y que debido al plegamiento del feto, también

rodea el cordón umbilical, esta membrana separa al feto de la cavidad coriónica. En el interior del saco y

rodeando al embrión-feto se localiza el LA

El líquido amniótico inicialmente procede principalmente del tejido materno intersticial de la decidua parietal

por difusión a través de la membrana amniocoriónica (transudado desde el plasma materno), poca cantidad

procede de las células amnióticas (amnios) y la orina fetal. Al final del embarazo, con un volumen

aproximado de 1000 mL, está compuesto por agua, metabolitos disueltos, células descamadas fetales, orina

fetal (compuesta casi exclusivamente por agua, tras el primer trimestre es la principal fuente de LA),

meconio (heces fetales).

Hay un equilibrio entre el líquido amniótico y la sangre fetal. El feto deglute el líquido (unos 400 mL. en un

día), a partir del 5º mes, que será absorbido por el aparato respiratorio y digestivo fetales. De aquí pasa al

torrente sanguíneo del feto y los productos de desecho pasando la barrera placentaria llegan a la sangre

materna.

El líquido tiene funciones importantes en el desarrollo normal del feto, ya que está suspendido en él. El feto

“flota” libremente. Permite crecimiento externo simétrico del embrión. Permite movimientos fetales. Actúa

como barrera para las infecciones. Protege de lesiones amortiguando los golpes. Ayuda a controlar la

temperatura. Impide adhesión del embrión/feto al amnios.

Pueden existir dos situaciones patológicas:

- Oligohidramnios volumen bajo de LA (<500 mL en el 3º trimestre). Debido a: insuficiencia placentaria,

rotura de membrana amniocoriónica, agenesia renal (hay poca contribución de orina fetal al líquido),

muerte fetal reciente.

- Polihidramnios o hidramnios volumen alto de LA (> 2000 mL en el 3º trimestre). Las causas son

idiopáticas (35%), diabetes materna (25%), anomalías congénitas (anencefalia, atresia esofágica, etc.).

AMNIOCENTESIS

La amniocentesis es la técnica obstétrica de extracción de una muestra de líquido amniótico mediante

punción transabdominal. Las indicaciones para realizar la amniocentesis son:

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- Edad materna superior a 35 años o que cumplan 35 años antes de la fecha del parto.

- Si los resultados del triple test: AFPSM, estriol, y hCG son anormales.

- Ante descendencia con trastorno cromosómico como s. Down o con trastorno metabólico o por familiar

cercano.

- Ante un hijo o un familiar cercano con un defecto del tubo neural

- Cuando la madre es portadora de un trastorno genético ligado al cromosoma X: hemofilia A, DMD. Etc.

- Cuando ambos progenitores son portadores de un trastorno hereditario autosómico recesivo

(enfermedad de Tay Sachs) o anemia drepanocítica.

- En casos de necesidad de valoración de madurez pulmonar fetal por parto prematuro. En este caso la

muestra se suele obtener en el tercer trimestre.

En el líquido se pueden determinar directamente los niveles de alfa-fetoproteína. Sin embargo, la mayoría

de los estudios diagnósticos, principalmente el cariotipo y los análisis genéticos, requieren el cultivo previo

de las células durante al menos dos semanas.

Las recomendaciones para obtener la muestra son:

- Para realizar la punción es necesario esperar hasta la 14 semana de gestión, puesto que es en este

momento cuando la cantidad de LA es suficiente para permitir la punción adeucada sin efectos adversos

para el feto. Si es para un análisis de cromosomas o de ADN, la prueba normalmente se realiza entre

las 16 y 18 semanas de embarazo. Para estudios de madurez pulmonar fetal o evaluar la gravedad de la

eritroblastosis fetal se suele realizar en el tercer trimestre.

- Se realiza bajo control ecográfico.

- Desinfección de la zona cutánea de la piel.

- Obtención aproximada de 10 mL de LA con aguja fina y larga.

- Introducir la muestra en tubos estériles y secos de vidrio (tapón marrón o rosado). Si se van a realizar

estudios de madurez pulmonar fetal (cociente PC/EFG) la muestra se coloca y envía al laboratorio en

hielo, para inhibir las enzimas que catalizan la hidrólisis de los AG de la lecitina.

- Si se van a realizar estudios espectrofotométricos de BL, se transfieren a recipiente opaco o se

envuelve en papel de aluminio.

La amniocentesis es una técnica relativamente segura para la madre y el feto y requiere firma de

consentimiento informado. Es recomendable el reposo al menos 24 horas tras la punción. La muerte fetal y

aborto espontáneo es la complicación más importante, con un riesgo estimado de un 0,25%-0,5%. La

posibilidad de isoinmunización Rh de la madre puede prevenirse mediante la administración de anticuerpos

en mujeres Rh negativo. Hay un riesgo muy leve de contraer una infección uterina después de la

amniocentesis (menos del 0,01%).

MUESTRAS DE VELLOSIDADES CORIÓNICAS

VELLOSIDADES CORIÓNICAS Y PLACENTA

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Las vellosidades coriónicas son las estructuras tisulares digitiformes que comienzan a producirse en la

tercera semana a partir de trofoblasto y mesodermo extraembrionario.

En la 3ª semana hay evolución del trofoblasto, pasando de vellosidades primarias (núcleo citotrofoblástico

cubierto por sincitio) a vellosidades secundarias (células mesodérmicas penetran en las vellosidades

primarias) hasta vellosidades terciarias (células mesodérmicas del interior se diferencian en células

sanguíneas y vasos sanguíneos). Las vellosidades coriónicas junto con el tejido endometrial forman la

placenta.

Las vellosidades del polo embrionario engrosan y originan el corion frondoso, las del polo abembrionario o

vegetativo degeneran y forman el corion leve o corion liso.

La decidua es la capa funcional (células con alto contenido en lípidos y glucógeno) del endometrio, que se

desprenderá durante el parto. La decidua que cubre el corion frondoso es la decidua basal y la del polo

vegetativo es la decidua capsular.

Corion frondoso y decidua basal forman la placenta.

Con la gestación el corion leve y la decidua capsular entran en contacto con la pared uterina del lado

opuesto quedando obliterada la cavidad uterina. Como el feto crece, el amnios entra en contacto con el

corion (la cavidad coriónica va disminuyendo) y se forma la membrana amniocoriónica la cual se rompe al

iniciarse el parto.

En el 4-5º mes la decidua forma varios tabiques, son los tabiques deciduales que dividen a la placenta en

los cotiledones (aproximadamente 15-20). Los tabiques deciduales no llegan a la lámina coriónica (no son

completos), por tanto se mantiene el contacto entre los espacios intervellosos de los diversos cotiledones.

La placenta a término pesa unos 500-600 gramos y es expulsada por la mujer unos 30 minutos después del

parto.

La placenta está irrigada por las arterias espirales, la sangre vuelve a la circulación materna por las venas

endometriales. Los espacios intervellosos de la placenta contienen aproximadamente 150 mL. de sangre

renovable 3-4 veces por minuto.

La placenta humana es de tipo hemocoriónica o hemocorial, es decir, la sangre materna está separada de

la sangre fetal, por un derivado coriónico, formando la membrana o barrera placentaria. En ocasiones

pueden pasar cantidades muy pequeñas de sangre fetal a la circulación materna a través de defectos

diminutos en la membrana placentaria.

La barrera placentaria separa la sangre materna de la fetal, en un principio, y hasta el 4º mes, está

formada por 4 capas:

1. Sincitiotrofoblasto

2. Citotrofoblasto

3. Tejido conjuntivo de la vellosidad coriónica

4. Endotelio de capilares fetales

A partir del cuarto mes hay cambios histológicos, la membrana placentaria se adelgaza debido a que el

citiotrofoblasto va desapareciendo en grandes áreas de las vellosidades y el endotelio de los capilares fetales se

ponen en contacto directo con la membrana sincitial, por tanto finalmente está formada por 2 o 3 capas,

aumentando el índice de intercambio. En el tejido conjuntivo de la vellosidad hay unas células de gran tamaño y

abundantes vacuolas, con función fagocítica, son las células de Hofbauer.

La placenta tiene 3 funciones básicas:

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1. Metabolismo. Al principio del embarazo sintetiza glucógeno, colesterol y ácidos grasos; sirven como

fuente de energía al embrión y feto.

2. Intercambio de gases, electrolitos, compuestos nutricionales, anticuerpos, a través de la barrera

placentaria por distintos mecanismos de transporte:

- Gases como O2, CO2 y CO pasan por difusión pasiva

- H2O se intercambia con rapidez por difusión pasiva

- La glucosa atraviesa la barrera placentaria por difusión facilitada

- Las hormonas proteicas no atraviesan la barrera placentaria.

- La tiroxina y triyodotiroina atraviesan lentamente la barrera placentaria.

- Las hormonas esteroides pasan con facilidad la membrana

- Las vitaminas pasan con facilidad la barrera placentaria

- IgG por transcitosis

3. Función endocrina:

- Gonadotropina coriónica humana (hCG). Es una glucoproteína con dos subunidades (alfa y beta)

producida por el sincitiotrofoblasto durante los tres primeros meses, con un pico en las semanas

10-12ª de gestación y a partir de aquí comienzan a disminuir. Al principio de la gestación mantiene

el cuerpo lúteo (acción luteotrófica), hasta que la placenta (hacia la 7ª semana) empieza a producir

progesterona, así se evita la aparición del siguiente período menstrual. Promueve la síntesis de

esteroides en la unidad fetoplacentaria. También estimula la producción de testosterona por el

testículo fetal, el papel en el desarrollo ovárico es menor, aunque tiene una función similar a la

FSH. Se utiliza como indicador de embarazo.

Si los niveles son superiores a los normales puede ser por embarazo molar, embarazo gemelar o

cromosomopatía. Un descenso brusco de los niveles indica interrupción de la gestación.

- Somatomamotropina o lactógeno placentario. Glucoproteína sintetizada en el sincitiotrofoblasto,

similar a la GH dando al feto prioridad sobre la glucosa sanguínea materna, en parte es

diabetogénica para la madre. Es lipolítica en la gestante, para proporcionar ácidos grasos como

fuente principal de energía. También estimula, junto con la prolactina, el desarrollo de mamas para

producción láctea. Tiene poco efecto como hormona de crecimiento fetal.

- Progesterona. Sintetizada al final del 4º mes, cuya función es mantener la gestación cuando el

cuerpo lúteo pierde la función. El feto utiliza progesterona, sintetizada por la placenta, para producir

glucocorticoides.

- Estriol. La dehidroepiandrosterona en un esteroide sintetizado por la corteza adrenal fetal. Esta

hormona es transformada en estriol en la placenta (principal estrógeno de la gestación). El estriol

es una hormona que se utiliza como indicador de bienestar fetal. Se llama triple test a la

determinación en suero materno de hCG, alfa-FP y estriol no conjugado (ENC), para valorar el

riesgo de síndrome de Down y otras cromosomopatías. En S. Down la hCG suele estar elevada y la

alfa-FP y ENC están bajos.

- Relaxina. Junto con los estrógenos produce relajación de ligamentos pelvianos y ablanda el cuello

uterino en el parto.

UTILIDAD DE LAS VC Las vellosidades coriónicas, y tras la separación microscópica del tejido contaminante materno, son el tejido de elección para el diagnóstico prenatal de enfermedades en las que se puede llevar a cabo un estudio de mutaciones o un análisis de marcadores del DNA. También se puede realizar un análisis citogenético o

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enzimático mediante estudio directo o tras el cultivo celular. Cuando las células coriónicas se cultivan para estudios citogenéticos o bioquímicos, las células maternas pueden proliferar mejor que las fetales y ocasionar problemas diagnósticos. MOMENTO DE EXTRACCIÓN Las vellosidades coriónicas se pueden obtener a partir de la 8 semana cuando el trofoblasto es de mayor tamaño que el feto. Las células del trofoblasto son diploides y de origen fetal. A partir de entonces es posible biopsiar o aspirar una muestra de las vellosidades coriónicas frondosas, bajo control ecográfico La mayor parte de las biopsias de corion para diagnóstico prenatal se realizan entre las semanas 10-11 de embarazo. La biopsia coriónica tiene frente a la amniocentesis la ventaja de permitir el diagnóstico durante el primer trimestre del embarazo, con las indudables ventajas que implica el diagnóstico precoz. En contraposición, tiene un cierto mayor riesgo de aborto espontáneo, estimado en un 1-2%, y una mayor probabilidad de que el diagnóstico sea ambiguo o no concluyente, lo que requeriría llevar a cabo una posterior amniocentesis.

TOMA DE LA MUESTRA

La toma de la muestra puede hacerse a través del cuello uterino (vía transcervical) o por vía transabdominal. Se considera que ambas técnicas son igualmente seguras y se realizan guiadas por ecografía. El día del procedimiento se le pide a la paciente que ingiera líquidos y retenga la orina para llenar la vejiga, de tal manera que permita la visualización adecuada y se pueda tomar la muestra. Requiere consentimiento escrito. Se realiza ecografía abdominal para determinar la posición del útero, el tamaño del saco gestacional y la ubicación de la placenta en el útero. Se coloca a la paciente en posición de litotomía (boca arriba con las rodillas y piernas dobladas hacia el tórax). Se debe limpiar la vulva, la vagina y el cuello uterino con povidona yodada para así disminuir la posibilidad de contaminación. Finalmente, se inserta un catéter o endoscopio a través del cuello uterino y se toma una muestra de la parte externa del saco gestacional por mecanismo de succión. Para el procedimiento transabdominal, se limpia la piel con povidona yodada con el mismo propósito y se inserta el catéter a través de la pared abdominal y del útero hasta la placenta, con la cual se aspira la muestra de tejido. En ambos casos, se coloca la muestra en un recipiente para muestras y se añade solución salina estéril para su envío al laboratorio de genética, se conserva en refrigeración hasta el transporte y el análisis.

MUESTRAS DE SEMEN

El semen es una suspensión de espermatozoides en una solución bioquímicamente compleja, llamada

plasma seminal que está formada por la secreción de las vesículas seminales, próstata y glándulas

bulbouretrales o de Cowper. La función de estas secreciones es aportar el medio nutritivo para las células,

con la osmolalidad y pH adecuados.

La muestra de semen se obtiene de la misma manera independientemente el tratamiento y análisis al que

vaya a ser sometida, ya sea estudio de infertilidad, control post-vasectomía o tratamiento de fertilidad in

vitro.

• La muestra se obtiene por masturbación sin utilizar preservativos, ni geles, que pueden alterar los

espermatozoides.

• La zona perineal debe estar perfectamente limpia sin restos de detergente

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• La muestra se debe obtener tras un período de abstinencia de al menos 5 días.

• Se debe recoger el volumen total del eyaculado evitando pérdidas, de ocurrir así debe informarlo al

personal del laboratorio

• La muestra se recoge en recipiente estéril y limpio (similar a los recipientes de orina)

• Se debe entregar en el laboratorio en el plazo de 30 minutos como máximo, no se pueden utilizar

conservantes. Si es necesario se obtiene en el mismo centro sanitario

• El transporte se debe realizar a una temperatura próxima a 37ºC, no se debe enfriar la muestra

• Importante tener en cuenta la posible medicación que toma el paciente.

La muestra de semen se debe procesar inmediatamente tras su llegada al laboratorio, en caso de retraso su

conservación se realiza en estufa a 37ºC pero nunca retrasando el análisis más de 2 horas tras su

obtención

Estudio del líquido seminal (ver apuntes embriología BIR)