manual veterinario inatec- esc veter unan león

Centro Veterinario de Diagnóstico e Investigación CEVEDI

Escuela de Medicina Veterinaria UNAN – LEON

Abril 2010

MANUAL DE CLÍNICA, CIRUGÍA Y LABORATORIO

VETERINARIO



INDICE

Contenido Páginas Portada 1 Índice 2 Autores y Colaboradores 3 Técnicas Exploratorias 4

Introducción Métodos de Exploración Inspección Palpación

Percusión Auscultación

Historia Clínica Reseña Anamnesis Inspección General Cómo se toma la temperatura Temperatura rectal más alta Temperatura rectal más baja Temperatura normal de los animales domésticos Frecuencia Cardíaca y Pulso Dónde tomar el pulso Frecuencia respiratoria Modificaciones fisiológicas de la frecuencia respiratoria Modificaciones patológicas Exploración de Ganglios y Movimientos Ruminales Fecuencia Ruminal Exploración de Ganglios BIOPATOLOGÍA 22 Introducción Hematológico Recogida de la muestra Medidas a tomar para el transporte de la muestra de sangre al laboratorio Examen Hematológico Evaluación del Hematocrito Evaluación de la serie blanca Recuento manual de glóbulos blancos Recuento diferencial de glóbulos blancos Métodos de Tinción Examen General de Orina



Introducción Recogida de la muestra Examen de orina Examen Físico Examen Químico Examen del Sedimento FARMACOLOGÍA Y VÍAS DE ADMINISTRACIÓN DE FÁRMACOS 31 Definición Conceptos Principio Activo Amplio Espectro Corto Espectro Dosis Presentación Vías de Administración de Fármacos Definición Factores a considerar para la elección del sitio de aplicación

Especie a dosificar Factores inherentes al fármaco Tipo de Acción o Efecto buscado Interacciones negativas entre diferentes medicamentos Clasificación Parenteral

Cutánea o piel Mucosas Inhalable Inyectable Oral o Enteral

BASES DE LA ANESTESIA VETERINARIA 37

Concepto de anestesia Clases de Anestesia

Anestesia Local Anestesia Regional Anestesia General

Indicaciones de la Anestesia General Fases Técnicas de la Anestesia General Evaluación preoperatoria del paciente (valoración preanestésica) Objetivos de la valoración preanestésica (evaluación preoperatoria) Preparación del paciente

Técnicas de anestesia general inyectable



Introducción Indicaciones de las técnicas de anestesia inyectable Ventajas e inconvenientes de las técnicas de anestesia inyectable Equipamiento técnico necesario Técnicas de anestesia inyectable

Anestesia local y regional Introducción

Concepto Indicaciones de la anestesia local Mecanismo de acción de los anestésicos locales Anestésicos locales más empleados

Lidocaína Mepivacaína Bupivacaína

Técnicas de anestesia local y regional Anestesia local

Anestesia por infiltración Anestesia regional

Anestesia paravertebral Anestesia epidural

Anestesia general en rumiantes Sedación Anestésicos disociativos

Anestesia en equinos Preparación del paciente Preanestesia Mantenimiento anestésico

Suturas en especies mayores, menores y de interés doméstico en Nicaragua Generalidades e indicaciones Instrumental de sutura

Agujas quirúrgicas Portaagujas Pinzas Mangos y hojas de bisturí Tijeras Hemostáticos Materiales de sutura

Clasificación y descripción de los materiales de sutura Absorbibles Suturas Sintéticas Absorbibles Materiales de sutura no absorbibles Suturas metálicas



El nudo de cirujano Sutura con puntos simples interrumpidos Sutura recurrente o en ¨U¨ horizontal Sutura simple en equis ¨X¨ Patrones de de sutura continua

Continua simple

Castración Técnicas de castración (Orquidectomia)

Técnica de castración cerrada Técnica de castración abierta

Hernias abdominales Concepto Componentes Tipos de hernias abdominales Etiología Signos clínicos Diagnóstico Diagnóstico diferencial Tratamiento quirúrgico de las hernias

Cierre del anillo con tejido local MICROBIOLOGÍA VETERINARIA Y DIAGNÓSTICO LABORATORIAL 73 Introducción

Toma, conservación y envío de las muestras Técnica de punción venosa Técnicas de sangrado en perro y gato Toma de muestra de orina

Sondaje en machos Sondaje en hembras

Recolección de muestra de heces Recolección de muestras de leche para pruebas bacteriológicas Recolecta de órganos y tejidos Normas generales del uso de los laboratorios Manipulación de microorganismos

Siembra por extensión Medios de cultivo

Preparación de placas de medios sólidos Esterilidad y contaminación

Aislamiento y recuento de bacterias Técnicas de aislamiento para la obtención de cultivos puros Efecto de factores ambientales sobre el crecimiento

Incubación de bacterias aerobias



Incubación de bacterias anaerobias Antibiograma Observación de bacterias al microscopio Preparaciones de observación en fresco Tinciones Preparación de extensiones de cultivos bacterianos para tinciones

Tinciones simples Tinciones diferenciales



Autores: MSc. José Luis Bonilla, DMV.

Profesor Principal, Microbiología e Inmunología Veterinaria Dpto. Sanidad Animal

Director CEVEDI Escuela de Medicina Veterinaria

UNAN – LEON

Dr. Daniel Morales Arancibia

Profesor Principal, Patología Quirúrgica Veterinaria Dpto. Sanidad Animal

Sub-Director Escuela de Medicina Veterinaria UNAN – LEON

Dr. William Jirón Toruño

Profesor Principal, Patología Veterinaria Dpto. Sanidad Animal

Director Escuela de Medicina Veterinaria UNAN – LEON

Dr. Luis Alberto Salgado

Joven Investigador Centro Veterinario de Diagnóstico e Investigación (CEVEDI)


Colaboradores:

Dra. Vanessa Rivas Lara Ayudante de Cátedra

Centro Veterinario de Diagnóstico e Investigación (CEVEDI) Escuela de Medicina Veterinaria

UNAN – LEON

Dra. Deysi García Ayudante de Cátedra


UNAN – LEON

Lic. Byron Flores Somarriba, MSc. Bioanálisis Clínico y Microbiología


UNAN – LEON



Técnicas Exploratorias

Introducción

Podemos definir la propedéutica clínica, como la parte de de la patología general que nos

enseña las bases o fundamentos que sirven para intervenir en patologías que atacan a los

mamíferos. Lo que es lo mismo, la ciencia que nos enseña las bases para el estudio de la

enfermedad a través de la observación directa del enfermo.

Para conseguir este objetivo la propedéutica clínica cuenta con dos secciones: la

Semiotecnia y la Semiología.

La Semiotecnia es la parte de la propedéutica clínica que nos enseña la forma correcta de

recoger los síntomas.

La semiología es la parte de la propedéutica clínica que nos enseña a interpretar esos

síntomas y a transformarlos en signos de enfermedad de utilidad diagnostica.

Métodos de Exploración

Consiste en la aplicación de nuestro sentidos corporales, bien directamente o apoyados por

aparatos, para recoger el mayor numero de síntomas posibles del animal enfermo. Los

métodos de exploración se clasifican en:

Primarios: Inspección, Palpación, Percusión y auscultación.

Secundarios: Mensuración, Olfacción, Endoscopia, Ecografía, etc.

Terciarios: Análisis Clínico.

Inspección

Consiste en la aplicación del sentido de la vista para la recogida de síntomas sobre el animal

enfermo. Permite poner en evidencia cambios en la forma, en el tamaño, en el color y en los

movimientos. Puede ser:



Externa: en la que observamos el exterior del animal.

Interna: trata de observar cavidades, así como el interior de órganos accesibles. A

esta se le denomina inspección mediata ya que requiere de determinados

instrumentos para su empleo.

General: se realiza una visión de conjunto

Particular: fijando nuestra atención en órganos o sistemas concretos.

Estatica: observando al animal, o a sus diferentes partes, en estado de reposo.

Dinámica: fijándonos en los movimientos.

Los instrumentos que utilizamos en la exploración mediata y que permiten acceso y

visualización de las cavidades reciben el nombre de espéculos. Estos pueden ser:

Espéculos Vaginales Espéculos Vaginales



Palpación

Procedimiento de exploración que consiste en la aplicación del sentido del tacto para recoger

signos externos o internos de los animales

En función de cómo se realice recibe diferentes nombres:

Palpación propiamente dicha: con los dedos.

Tacto: se realiza con un solo dedo en el caso de la exploración rectal de los pequeños

animales.

Palpoprecion: puede realizarse con el puño o con la mano abierta.

Mediante este proceso exploratorio podemos apreciar la sensibilidad, Consistencia,

Temperatura, Movilidad, Forma, Tamaño, Límites y Superficies. Siempre debe de realizarse

de forma ordenada y simétrica. A su vez la inspección puede ser directa o indirecta la

primera se realiza sin aparatos y la segunda utilizamos aparatos.

Endoscopios



Percusión

Consiste en golpear el cuerpo del animal para provocar un sonido. Este puede ser:

Inmediata o Directa

Percusión Mediata o indirecta.

Se coloca el dedo índice en forma de

gancho y se golpea directamente sobre el

cuerpo del animal.

Se coloca los dedos índice de la mano izquierda

fuertemente adherido a la zona a percutir y se

golpea sobre ellos

Con los dedos Digito-digital



Tipos de percusión

Superficial o laminal: es aquella que tiene como fin de limitar los diferentes órganos.

Profunda o Cualitativa: pretende localizar lesiones dentro de los órganos.

Percusión palpatoria: se le da este nombre a la digito-digital.

Percusión auscultatoria: se realiza en pruebas concretas (Broncofonía) y consiste

en auscultar al mismo tiempo que se percute.

Sucucion: consiste en golpear con el martillo en zonas donde se sospecha que existe

líquido para poder captar el ruido de chapoteo que produce ese líquido.

Existen tres sonidos fundamentales

Mate: se produce en órganos macizos, Músculos, huesos y órganos huecos que

contienen líquidos o aire a alta presión.

Claro: se origina al percutir órganos con tejido y aire que se comunican con el

exterior.

Timpánico: lo producen órganos huecos llenos de aire a presión moderada.

Auscultación

Es la aplicación del sentido del oído para recoger ruidos que, de forma natural, se producen

en el organismo animal o provocamos nosotros.

La auscultación puede ser:

Directa: sin aparatos, apoyando la cabeza sobre el cuerpo del animal.

Instrumental: utilizando aparatos que faciliten la audición como:



Ruidos fisiológicos que podemos auscultar.

Sonidos Respiratorios

Ruidos Cardiacos

Borborigmos Intestinales

Ruidos Ruminales

Anamnesis

La exploración clínica tiene como fin primordial obtener el mayor número posible de datos

del paciente, para poder llegar con mayor facilidad al diagnostico clínico que pueden ser de

dos tipos:

Datos Actuales: son los que recogemos sobre el animal mediante los diferentes

procedimientos de exploración.

Datos Anteriores: son los que obtenemos a través del dueño mediante la anamnesis y

hacen referencia al desarrollo del proceso, desde que se desencadeno hasta el

momento de la visita.

Historia clínica

Fonendoscopio

Estetoscopio



Es el relato de la sucesión de los acontecimientos que se han producido durante el periodo

de tiempo que el animal ha estado enfermo. Esta comienza con el primer contacto que el

clínico tiene con el animal enfermo y con el dueño.

La historia clínica consta de los siguientes apartados

Reseña

Es el conjunto de datos que identifican al animal, tiene una gran importancia, desde el punto

de vista de identificación como a la hora de establecer un diagnostico. En esta reseña

indicamos los siguientes datos:

Especie

Raza

Sexo

Edad

Peso

Capa

Aptitud

Marcas si la hubiese

Anamnesis

La anamnesis es un interrogatorio que se le hace al dueño del animal para que nos

suministre todos los datos de la enfermedad previa a la consulta. Dado su importancia se

debe de tener cuidado con las contestaciones que el dueño, ya que este tiende a subjetivar

los síntomas, ya que nos dice lo que él cree que tiene el paciente y por otro lado puede

sentirse culpable con los males de su animal y nos puede omitir datos o contarnos lo

contrario de lo que ha sucedido.



No se debe de emplear excesivo términos médicos que el dueño no entienda. Deberemos de

iniciar el interrogatorio indefectiblemente con tres preguntas fundamentales:

1. ¿Qué le pasa al animal?

2. ¿Desde cuándo le pasa eso?

3. ¿A qué atribuye usted el problema en cuestión?

Posteriormente realizamos preguntas accesorias como:

a. ¿El animal ha estado enfermo antes, de esta o de otra forma?

b. ¿Han enfermado más animales o solo este?

c. ¿Se le ha tratado y con qué?



Inspección General

Nos permite adquirir una idea global del grado de afección del animal y de las

posibilidades que tiene de responder al tratamiento que prescribiremos después.

Toma de constantes (termometría Clínica)

Aquí se comenta todo lo referente a la toma de temperatura del animal enfermo,

Pulso y frecuencia respiratoria.

En el ganado vacuno y en los equinos podemos hacernos una idea si hay o no

fiebre tocando la punta de la oreja. Otro indicador de presencia o no de fiebre es la

valoración del hocico, Morro o Jeta, ya que normalmente estos lo mantienen

húmedo, en el caso del perro, y cuando hay fiebre este se observa seco

completamente e incluso quebradizo.

Para la toma de temperatura se utilizan diferentes tipos de termómetros como:

Tipos de Termómetros Termómetro de Mercurio



Como se toma la temperatura

Antes de proceder a introducir el termómetro en el recto, debemos fijarnos que

este se encuentre bajo ya que podemos dar una temperatura tomada con

anterioridad a otro animal que no tiene que ver con la que presenta el actual.

Es conveniente lubricar el termómetro para facilitar su introducción en el ano, se

introduce la mitad y una vez dentro la colocaremos de forma lateral para este en

contacto con la mucosa rectal. Lo dejamos de 1-2 minutos, posteriormente lo

sacaremos y se realiza finalmente la lectura de la temperatura. Se considera a la

temperatura rectal como la equivalente a la orgánica, no obstante, nos podemos

encontrar con diferencias en los siguientes casos:

Temperatura Rectal más Alta:

En inflamaciones del recto (Proctitis)

Después de esfuerzos abdominales.

Introducción del termómetro en masas fecales

Al momento de tomarla en horas muy calurosas.

Temperatura Rectal más Bajas

Insuficiente oclusión del esfínter (Parálisis)

Tras emisiones continuadas de gases intestinales.

Tras evacuaciones frecuentes (Diarreas)

Después de administrar edemas fríos

En las hembras se puede tomar la temperatura en la vagina, pero en este término

se presentan variaciones térmicas en función del momento del ciclo estral en que

se encuentra el animal.



A la hora de tomar la temperatura, normalmente, se realizan dos tomas ya que las

variaciones ambientales pueden dar lugar a diferencias de temperatura. La

primera toma la realizamos entre las 8-9 de la mañana, mientras que la segunda

toma se realiza entre las 4-6 de la tarde.



Temperatura normal de los animales domésticos

Todos los animales domésticos son homeotermos y regulan su temperatura a

través de un centro situado en el hipotálamo que mantiene un equilibrio entre la

génesis y el consumo de calor por parte del organismo. A si como para su

eliminación que intervienen fenómenos físicos como: perdida de calor por

vasodilatación periférica, sudoración, ventilación pulmonar, etc.

Especies To Normal

Caballo 37.5-38oC

Potro (hasta 6 semanas) 37.5-38.5 oC

Vaca 38-39 oC

Ternero 38.5-40 oC

Oveja 38.5-40 oC

Cabra 38.5-40 oC

Cerdo 38-39.5 oC

Lechón (hasta 8 semanas) 38.5-40 oC

Perro (Raza pequeña) 38-39 oC

Perro (Raza grande) 37.5-38.5 oC

Gato 38-39.5 oC

Gallina 40.5-42 oC

Conejo 38.5-40 oC



Frecuencia Cardiaca y Pulso

La exploración de las arterias nos permite, en primer lugar, conocer la frecuencia y

las características del pulso arterial. La transmisión de la onda pulsátil a través de

las paredes de las arterias es una expresión del estado de las mismas, así como

del corazón.

Especies Frecuencia del pulso

Caballo 28-40

Vaca 60-80

Oveja 60-90

Cabra 60-90

Cerdo 60-80

Perro (Raza pequeña) 80-120

Perro (Raza grande) 70-80

Gato 110-114

Gallina 150

Conejo 120-150

Gallo de Pelea 300

Canario 900-1000

Periquito 900-1000



Donde tomar el pulso cardiaco

Equinos

Bovinos

Arteria Maxilar

Arteria Femoral

Arteria Maxilar Arteria Coxígea



Porcinos

Caninos

Arteria Auricular Arteria Coxígea

Arteria Femoral



Frecuencia Respiratoria

Se define como el numero de respiraciones que el animal realiza por minuto. Para

medirla basta colocarnos a un lado del animal y observar como su tórax y

abdomen van dilatándose y comprimiéndose de una forma constante. En caso de

que la respiración sea muy superficial y nos resulte difícil apreciar los

movimientos, recurrimos a colocar el dorso de la mano delante de los ollares para

notar la salida de aire en cada espiración.

Especies Normal

Équidos 10-14

Vaca 15-30

Ternero 20-40

Oveja 15-30

Cabra 20-40

Cerdo 8-18

Lechón 20-60

Perro 10-40

Gato 20-40

Gallina 12-36

Conejo 50-60



Modificaciones Fisiológicas de la Frecuencia Respiratoria

Las causas son muy semejantes a las que modifican el pulso dentro de las cuales

tenemos:

Edad

Sexo

Peso

Grado de engrasamiento

Ejercicio

Decúbitos Prolongados

Temperatura Ambiental

Humedad

Modificaciones Patológicas

Aumento: recibe el nombre de taquipnea se presenta en:

Procesos Febriles

Estenosis de las vías respiratorias

Reducción de la superficie pulmonar(Exudados, Edemas, Hemorragias)

Anemias

Insuficiencia cardiaca

Dolor

Acidosis

Anoxia

Presión del diafragma a ciertos

órganos



Disminución: se conoce como bradipnea aparece en:

Perdida del conocimiento

Alteraciones encefálicas

Intoxicaciones

Administración de ciertos fármacos.

Exploración de ganglios y movimientos Ruminales

El rumen tiene su proyección externa en el lado izquierdo, aunque anteriormente

se desplaza más allá del plano medial. Representa el 80 % del volumen del

abdomen, sus movimientos están regidos por el nervio vago a través de dos

ramas la dorsal y la ventral. Estos movimientos permiten la mezcla y reyeccion de

los alimentos contenidos en su interior, así como la eliminación del gas, por medio

del eructo.

Frecuencia ruminal

Los movimientos ruminales que se inician en el retículo se van desplazando, a

manera de ola, por los sacos dorsales del rumen para pasar a los ventrales y

terminar donde habían comenzado. Esto con el fin de remover y mezclar el

contenido ruminal para que su pre digestión sea homogénea.



Especies Normal

Vaca 2-3 por minuto

Oveja 1-2 por minuto

Cabra 1-2 por minuto

Los movimientos ruminales pueden estar:

Disminuidos: debido a proceso cuya causa radica en los propios pre

estómagos inducidos por:

a) Cambios Bruscos de Alimentación

b) Alimentos excesivamente molidos

c) Forrajes ácidos

d) Ingestión de de grandes cantidades de agua fría.

e) Parada Ruminal.

Aumento: tienen poca importancia desde el punto de vista clínico, ya que es

fisiológico durante la Rumia.

Los movimientos ruminales pueden estar:

Disminuidos: debido a proceso cuya causa radica en los propios pre

estómagos inducidos por:

f) Cambios Bruscos de Alimentación

g) Alimentos excesivamente molidos

h) Forrajes ácidos

i) Ingestión de de grandes cantidades de agua fría.

j) Parada Ruminal.



Aumento: tienen poca importancia desde el punto de vista clínico, ya que es

fisiológico durante la Rumia.

Exploración de Ganglios

El sistema linfático constituye la primera barrera defensiva del organismo contra la

invasión de agentes infecciosos. Consta de vasos y ganglios (linfonodo) siendo

estos últimos, y dentro de ellos los de situación superficial, los que nos interesan

desde el punto de vista exploratorio.

Tienen mucha importancia ya que pueden ser afectados por diferentes

enfermedades infecciosas tales como: Linfangitis, Tuberculosis o procesos

purulentos, produciendo modificaciones en su seno que facilitan su diagnostico

Además como consecuencia de sus modificaciones pueden provocar alteraciones

de la funcionalidad de órganos vecinos.



Ganglios Explorables

1. Cervicales 2. Retrofaringeo 3. Submandibulares 4. Escapulares 5. Inguinales 6. Poplíteos 7. Precurales



BIOPATOLOGIA

Introducción

El análisis clínico se puede definir como la aplicación de los métodos químicos

empleados en el laboratorio para el diagnostico, el control del tratamiento y la

prevención de las enfermedades. De la realización de los diferentes análisis

clínicos efectuados en los mamíferos, así como la interpretación de los resultados,

se ocupa la Biopatología clínica veterinaria.

Si bien es cierto que una anamnesis bien hecha facilita muchos las cosas al

momento de emitir un diagnostico tras una somera exploración, no lo es menos el

que el uso del laboratorio permite ratificar, o en su caso rectificar, ese diagnostico

que, tras exhaustiva exploración, el clínico había intuido.

Finalidad de los análisis clínicos.

Como ya quedo señalado más arriba, los análisis clínicos son un dato más a la

hora de confeccionar un cuadro clínico y emitir un diagnostico. Complementan los

datos que el dueño o cuidador del animal ha dado y los que se han obtenido tras

la pertinente exploración del animal. Pero además la analítica permite determinar

la gravedad de un proceso concreto, lo que muchas veces obliga a modificar o

reforzar un tratamiento.

Por último la Biopatologia clínica proporciona datos interesantísimos sobre la

evolución de un proceso morboso o sobre la respuesta del enfermo en

tratamiento. Los análisis seriados de orina, o bien, las pruebas sucesivas de

funcionalidad hepática permiten conocer el éxito o fracaso de un tratamiento

antibiótico en una infección urinaria, o la evolución del hígado en un proceso

inflamatorio.



Hematológico

Introducción

La sangre es un tejido que recorre prácticamente todo el organismo, durante todo

este recorrido recoge información muy valiosa, pues a partir de las alteraciones

que pueden presentarse es como el patólogo puede orientar el diagnostico de la

enfermedad presente. La mayoría de las veces nos proporciona información

general que no es concluyente de alguna patología en particular. En pocas

ocasiones proporciona un diagnostico definitivo, como cuando se detectan

cuerpos de inclusión o cuando se llega a detectar la presencia de microfilarias,

entre otras patologías.

Hematología es la ciencia que estudia la sangre, sus elementos celulares y el

plasma, en condiciones de salud y las alteraciones que pueden presentarse en

enfermedades.

A continuación describimos los pasos a realizar para tomar una muestra de sangre

y su posterior análisis.

1. Recogida de la muestra.

Para obtener una muestra de sangre se debe considerar la especie animal, su

temperamento, la facilidad para acceder al vaso sanguíneo, entre otras. Se debe

diferenciar el tipo de estudio que se realizara a la muestra que se toma si es para

análisis de sangre completa (con anticoagulante) o con suero sanguíneo (sin

anticoagulante), para así realizar la toma de muestra de forma diferente.



Métodos para tomar una muestra de sangre completa.

Las normas generales para realizar la recogida de las muestras y de igual manera

su transporte son:

Se selecciona el vaso sanguíneo donde se realizara la toma de

muestra de acuerdo a la especie que se esté trabajando.

Especie Vasos sanguíneos para la obtención de la muestra

Bovinos Vena yugular, vena coxígea y vena mamaria

Equinos Yugular, vena de la espuela.

Caninos Vena Yugular, Cefálica, safena y femoral

Porcinos Vena cava anterior, vena marginal de la oreja

Ovinos y caprinos Vena yugular, cefálica y safena.

Conejos Vena marginal de la oreja, punción cardiaca

Felinos Vena yugular, cefálica, safena.

Aves Vena yugular, vena safena y punción cardiaca.

Se procede a realizar la antisepsia (rasurado o desplumado, lavado o

embrocado) de la región. Se hace un torniquete.

Se aplica un agente antiséptico (alcohol) para observar mejor el

vaso sanguíneo.

Se procede a realizar la punción del vaso sanguíneo y la extracción

del la muestra de sangre, tratando de que no formar hematoma en

el punto de punción para obtener una buena muestra.



La cantidad de muestra necesaria para los diferentes estudios varia

con la técnica de laboratorio pero de forma general basta con 3ml de

sangre para realizar un análisis completo de la sangre en las

diferentes especies.

Una vez tomada la muestra se deposita la sangre en un tubo de

ensayo con anticoagulante (EDTA) para su análisis.

Cada muestra debe de rotularse para permitir su identificación

posterior.

Medidas a tomar para el transporte de la muestra de sangre al laboratorio.

Se debe de procurar no exponer la muestra de sangre de forma directa

a los rayos solares ya que producen destrucción de los eritrocitos.

No realizar movimientos rápidos ni continuos con la muestra de sangre

ya que originan lisis de los eritrocitos.

Las muestras deben transportarse rápidamente al laboratorio para evitar

posibles alteraciones que vayan a alterar el análisis de la misma.

Funciones de la sangre:

- Transporte: metabólicos, hormonas, y substrato

- Defensiva e inmunológica

- Hemostasia: mecanismo frente a la perdida de sangre

- Mantenimiento de la presión osmótica y coloidosmótica

- Homeostasis calórica



Composición:

Células hemática: glóbulos rojos y glóbulos blancos

Plasma sanguíneo: agua, electrolito, proteínas plasmáticas, nutrientes,

sustancias de desecho, hormonas y enzimas.

El estudio de la sangre es importante para detectar trastornos de esta,

enfermedades generales y orgánicas, donde causan alteraciones a nivel

sanguíneo que pueden resultar de interés diagnóstico y pronóstico.

2. Examen Hematológico.

El análisis que se realiza en las muestras sanguíneas consta de varias etapas

como:

A. Evaluación del Hematocrito.

Este nos indica la relación que entre el volumen de los

eritrocitos y el de la sangre total y se define como el

volumen ocupado por los hematíes contenidos en 100 ml.

Representa la prueba más valiosa en las situaciones de

Anemias.

Lectura de Hematocrito por Micrometodo



Evaluación de la serie blanca

Recuento de glóbulos blancos: Método Manual (hemocitómetro) y método

automático (contador celular)

Recuento manual de glóbulos blancos:

Se requiere la dilución de la sangre y una cámara.

El diluyente que se usa es el líquido de Turk (acido acético glacial, solución

alcohólica de violeta genciana al 1% y agua destilada)

Pipeta diluidora: Se usa la pipeta de Thoma.

Cámara cuenta glóbulos: se usa la cámara de Neubauer

Recuento diferencial de glóbulos blancos:

Preparación de una extensión sanguínea

Principales defectos:

Extensión demasiado gruesa

Extensión demasiado delgada

Alternancia de bandas gruesas y delgadas

Presencia de rayas

Aparición de manchas sin sangre

Extensión muy estrecha y gruesa

Glóbulos blancos:

Granulocitos: neutrófilos, eosinófilos, basófilos

Agranulocitos: linfocitos y monocitos



Métodos de tinción:

Tinción Giensa

Tinción May Grunwald Giensa

Tinción Panóptico rápido

Tinción de Wright

Examen General de Orina

Introducción

La orina es un liquido de desecho elaborado por los riñones durante su función

como órganos reguladores del medio interno. Los riñones tienen una gran

importancia en el mantenimiento del equilibrio hídrico y electrolítico, equilibrio

acido básico y presión osmótica de los líquidos orgánicos. Así como en la

eliminación de sustancias toxicas, todo esto llevado a cabo por el proceso de

filtración selectiva en los glomérulos.

Debido al complicado proceso fisiológico de elaboración de orina, esta se puede

alterar, no solo por enfermedades propias del riñón, sino támbien por numerosas

causas extrarrenales, pudiendo observarse modificaciones urinarias de gran valor

diagnóstico.

A continuación describimos los pasos a realizar para tomar una muestra de orina y

su posterior análisis.

3. Recogida de la muestra.

Debe de recogerse asépticamente sobre recipientes estériles. La mejor hora de

tomar la muestra es por la mañana porque contiene la concentración máxima de

todos los constituyentes y porque es la más estandarizada de todas las muestras

del día. Y su análisis deberá de realizarse en un plazo máximo de 2 horas.

Métodos para tomar una muestra de orina.



Directamente: Durante el curso de la micción se recogerá la mitad desechando la

primera y la ultima parte.

Por Paracentesis: se realiza insertando una aguja en la vejiga a través de la

pared abdominal, siempre precedido de un buen lavado y desinfectado de la zona.

Por sondaje o Cateterismo: primero se realiza una limpieza y desinfección del

meato urinario. Posteriormente introducimos la sonda, que debe de estar estéril,

por el orificio uretral hasta alcanzar la vejiga para posteriormente tomar la muestra

de orina. Se deben de tener medidas de precaución para no originar heridas y

hemorragias al momento de introducir la sonda.

4. Examen de Orina

El análisis que se realiza en la orina comprende tres etapas:

Examen Físico

Examen Químico

Examen del sedimento Urinario

Examen físico

En este anilazamos las siguientes características de la orina:

Color: es generalmente de color amarrillo claro debido a la presencia de

pigmentos urocromo, derivados de la degradación de la hemoglobina y

mioglobina, las distintas tonalidades que puede adoptar estarán en funcion de las

variaciones en la concentración de la orina. Estos cambios de coloración no son

siempre indicativos de anormalidad ya que pueden ser el resultado de:

Un proceso patológico.



Presencia de una droga o sus metabolitos.

Determinados alimentos.

Transparencia: En carnívoros es clara y transparente, en equinos es turbia y

opaca. Mientras que en rumiantes es transparente.

Viscosidad: se debe a la mayor o menor presencia de sustancias coloidales, la

consistencia anormal se produce como consecuencia de residuos procedentes de

reacciones inflamatorias del aparato urinario.

Olor: la orina recientemente excretada tiene un olor particular que van desde un

olor fuerte y desagradable, como es en los carnívoros, hasta un olor aromático

como es en los rumiantes.

Volumen: valoramos la cantidad de orina excretada por los riñones y esta en

dependencia de:

De la presión hidrostática con que filtran los glomérulos.

De la cantidad de sangre que circula en el riñón.

De la capacidad de funcional de los epitelios renales.

Densidad: esta expresa la capacidad que tiene el riñón para concentrar y diluir el

filtrado glomerular.

Examen Químico

En este análisis valoramos las características químicas de la composición de la

orina:

PH

Proteínas

Glucosa

Cuerpos cetonicos



Bilirrubina

Urobilinogeno

Acido o sales biliares

Nitritos

Eritrocitos

Examen del Sedimento

El examen microscópico del sedimento urinario se hace para detectar la presencia

de elementos figurados y partículas microscópicas de la orina. Lo más importante

del análisis del sedimento no es identificar cristales ni otros elementos de

desechos, sino tener un buen conocimiento de lo que no es fisiológico.

Analizamos

células de descamación y células Hemáticas.

Leucocitos.

Espermatozoides

Cilindros.

Artefactos y materiales extraños

Son todos aquellos elementos o estructuras totalmente ajenos a la orina y que

además no presentan un valor ni significado patológico reconocido ni en el tracto

urinario ni en el organismo.



FARMACOLOGÍA Y VÍAS DE ADMINISTRACIÓN DE FÁRMACOS

DEFINICIÓN

La farmacología es la ciencia que nos enseña las características, virtudes, modos

de actuar de los medicamentos.

CONCEPTOS:

Principio Activo: Es la sustancia básica o esencial de un medicamento y

es el responsable de las propiedades curativas. En el mercado existen

medicamentos con diferente nombre y precio, pero el principio activo es el

mismo. Ejemplo: En el caso de los productos Ivomex, Ivermectin, Biomec,

Ispervic, etc., todos son antiparasitarios.

Como podemos ver estos cuatro productos tienen nombres distintos, pero el

principio activo de todos es IVERMECTINA, por lo tanto, los cuatro

productos tienen la misma recomendación, sirven para lo mismo y tienen la

misma dosis.

Amplio Espectro: Este concepto es aplicado especialmente a los

antibióticos y antiparasitarios. El espectro de acción, tiene que ver con la

cantidad de especies de gérmenes infecciosos o parásitos que controla.

Ivermectina

Ivomex

Ivermectin Biomec

Ispervic



Entonces un antibiótico o un antiparasitario son de amplio espectro cuando

controlan gran cantidad de gérmenes o parásitos.

Ejemplo: Rank L/A (Ivermectina) y Ranide (Rafoxanide) son antiparasitarios

de amplio espectro porque controlan una multitud de especies de parásitos

que atacan a los animales, como las lombrices de todo tipo, garrapatas,

sarna y piojos.

Oxitetraciclina al 10% o Biomizona (Oxitetraciclina) son antibióticos de

amplio espectro porque controlan diferente tipo de gérmenes que a su vez

producen diferente tipo de enfermedades. Entre estos, controla los

gérmenes que producen diarreas, neumonías, metritis, etc.

Corto Espectro: Este concepto se aplica también a los antibióticos y

antiparasitarios y significa lo contrario del amplio espectro. Es decir que hay

antibióticos que controla pocos tipos de gérmenes y antiparasitarios que

combaten pocos tipos de parásitos. Así podemos señalar: Fasinex

(Triclabendazol) es un antiparasitario que solo combarte a la Fasciola

hepática y el Pencivet (Penicilina+Diclofenaco) es un antibiótico muy

específico para infecciones respiratorias.

Larga Acción: Este concepto tiene que ver con el tiempo que dura el efecto de un medicamento en el cuerpo del animal y se usa comúnmente para los antibióticos y algunos antiparasitarios de efecto prolongado. Por ejemplo: Reverin L/A o Emicina L/A (Oxitetraciclina al 20%) Son antibióticos de amplio espectro pues controlan múltiples tipos de infecciones y a la vez son de larga acción, es decir de efecto prolongado pudiéndose aplicar cada 3 días. Excend L/A al 3% (Ivermectina) es un antiparasitario cuyo efecto se puede prolongar hasta 45 días y es de amplio espectro.

Corta acción: Quiere decir que el tiempo que dura su efecto es corto (un día como máximo).

Por ejemplo. Hematopam B12, Calcio coloidal o Tonosfan y Bcob 12; son complejos

vitamínicos cuyo efecto máximo es durante un día.

La mayoría de antibióticos, antinflamatorios, antiparasitarios, son de corta acción.



Dosis: Es la cantidad de medicamento que se debe aplicar a un animal. La

dosis de medicamento depende del peso vivo del animal (PV) y de la

gravedad del problema que queremos resolver. Todo medicamento trae su

dosificación indicada en la etiqueta.

Presentación: Es la forma en que el medicamento viene listo para usarlo.

Algunos medicamento vienen en forma de Polvo soluble en agua, Solución

inyectable, Solución para vía oral, pomada, etc.

Vías de administración de Medicamentos

Definición:

El lugar donde se aplica un Fármaco, Medicamento o Droga

Factores a considerar para la elección del sitio de aplicación:

• ESPECIE a dosificar

• Factores inherentes al FÁRMACO

• Tipo de ACCIÓN o EFECTO buscado

ESPECIE a dosificar:

• Diferencias anatómicas y fisiológicas entre especies

• Carácter y comportamiento del animal

• Variaciones individuales

• Edad

• Sexo

• Raza

• Estado del paciente

• Patologías existentes



Factores inherentes al FÁRMACO

• Propiedades Físico-Químicas

• Solución, suspensión, emulsión: limitan vía de administración

• pH del medio – pK de la droga

Tipo de ACCIÓN o EFECTO buscado:

• Local o sistémico: implica que los efectos de la droga se limitan a un

área específica. La droga debe “ingresar” al sistema vascular y linfático y

distribuirse a todos los tejidos.

• Inmediato o retardado: indicación terapéutica.

INTERACCIONES NEGATIVAS ENTRE DIFERENTES MEDICAMENTOS

Drogas que por su mecanismo de acción, sumen efectos negativos.

• 2 antibióticos nefrotoxicos

• 2 drogas hepatotoxicas: halotano + ketoconazol

• Alteraciones digestivas

• Alteraciones hemáticas

• Alteraciones nerviosas

CLASIFICACIÓN

PARENTERAL:

o CUTANEA o PIEL

o MUCOSAS:

Conjuntival

Canal galactóforo

Vaginal o uterina

o INHALABLE

o INYECTABLE:



Intravenosa

Intramuscular

Subcutánea

Intraperitoneal

Intradérmica

Intraarticular

Epidural

ORAL O ENTERAL:

o TABLETAS

o JARABES

o ENEMAS

Vía Intravenosa (IV): Esta es la vía de absorción más rápida. Se utiliza cuando se

quiere aplicar gran cantidad de volumen de un medicamento (por ej.: suero

fisiológico). También en los casos muy graves, cuando se requiere que el producto

haga efecto de inmediato (aplicación de algunos antibióticos en animales muy

enfermos). Esta vía debe ser utilizada con mucho cuidado dado que los productos

pasan directamente a la sangre del animal. No todos los productos inyectables se

pueden aplicar por esta vía, tales como los de consistencia aceitosa, los productos

que vienen en polvo para diluir o los compuestos coloidales.



Vía intraperitoneal. (IP): Es la segunda vía más rápido de absorción y se utiliza

en situaciones de emergencia cuando no es posible hallar la vena en un animal

muy enfermo. En esta vía también se pueden colocar grandes volúmenes de

medicamento, pero cuando se trata de suero fisiológico, dextrosa o calcio

intravenoso.

Vía intramuscular (IM): Es una vía de absorción más lenta que la anterior en

donde los medicamentos son colocados dentro del músculo desde donde son

absorbidos poco a poco. En esta vía se pueden aplicar diversos productos líquidos

incluso aquellos no recomendados para aplicar por la vía IV.



Vía subcutánea (SC): Esta vía es algo más lenta en absorber que la IM, consiste

en colocar el producto medicamentoso debajo de la piel del animal y se emplea

especialmente para aplicar vacunas y antiparasitarios inyectables.

Vía Oral (VO): Consiste en dar al animal por la boca algún medicamento de

consistencia sólida (pastilla), semisólida (polvo) o algún producto disuelto en agua.

Esta vía también es más lenta que la vía IM y casi tan rápida como la SC. En este

caso debemos cuidar de que el animal no nos muerda y dar el medicamento con

calma para no atragantar al animal o causarle un ahogo con el líquido.



Vía Intramamaria: Usado para colocar antibióticos en un tubo intramamario en la

ubre o poner medicinas en la ubre usando un catéter de pezón.



BASES DE LA ANESTESIA VETERINARIA.

Concepto de anestesia:

Es la instauración de un estado reversible de inconsciencia producido por una

intoxicación controlada del sistema nervioso central mediante el uso de fármacos

con actividad anestésica general.

Clases de Anestesia:

1. Anestesia Local:

Superficial o tópica (Ej.: sobre piel o mucosa)

Profunda o infiltración (Ej.: infiltración subcutánea)

2. Anestesia Regional:

Espinal: epidural.

Paravertebral

Troncular o de conducción

3. Anestesia General

Esta puede obtenerse mediante el empleo de agentes inyectables o inhalaciones

por lo que se clasifica en:

Anestesia general inyectable o fija

Anestesia general inhalatoria.



Indicaciones de la Anestesia General:

Las indicaciones de la anestesia general son muy variadas, comprendiendo desde

la sujeción del paciente para su exploración o transporte, realización de

radiografías, ecografías u endoscopias, toma de biopsias y realización de diversos

procedimientos quirúrgicos.

Fases Técnicas de la Anestesia General:

a). En la preanestesia se administran tranquilizantes / sedantes junto a

analgésico (neuroleptoanalgesia) para posibilitar un manejo cómodo y libre de

estrés del paciente, una inducción y recuperación suave y tranquila, una adecuada

analgesia perioperatoria y una reducción general.

b). La inducción anestésica consiste en la administración de un agente

anestésico general con el objetivo de producir un estado de anestesia general.

c). El mantenimiento anestésico implica la prolongación del estado de anestesia

general durante el tiempo necesario para la realización del procedimiento que se

desee realizar (endoscopia, cirugía, etc). El mantenimiento anestésico debe ser lo

más corto posible ya que el riesgo anestésico es directamente proporcional a la

duración de la anestesia.

d). La recuperación anestésica consiste en la vigilancia del paciente hasta que

recupere los reflejos protectores normales y la conciencia, y es capaz de

reaccionar normalmente con su entorno. La recuperación debe ser rápida posible

y libre de fenómenos de excitación. Es muy importante mantener una correcta

analgesia al menos durante las primeras 48 – 72 horas del post – operativo.



Evaluación preoperatoria del paciente (valoración preanestésica):

Procedimiento protocolizado orientado a la optimización de la elección de la

estrategia anestésica de acuerdo a las características propias de cada paciente.

La evaluación preanestésica debe incluir una historia clínica detallada, exámenes

físicos y laboratoriales y si la situación lo requiere otras pruebas complementarias.

Todo animal incluso el aparentemente sano debe someterse a esta evaluación.

Objetivos de la valoración preanestésica (evaluación preoperatoria):

. Detectar alteraciones previas que supongan un riesgo.

. Conocer tratamientos previos para evitar interacciones.

. Anamnesis y exploración clínica completa ECG, exploración radiológica si

amerita.

. Analítica sanguínea completa.

. Estabilizar el paciente con tratamientos adecuados.

. Elegir el método anestésico más adecuado.

. Obtener el consentimiento informado del propietario.

Preparación del paciente:

Ayuno:

La anestesia suprime el reflejo deglutor, por lo que si se produce regurgitación

durante la misma el contenido gástrico pasará a la tráquea. Esto producirá una

obstrucción de las vías aéreas, con la consiguiente insuficiencia respiratoria y, si el

animal sobrevive, una posterior neumonía por aspiración. Por ello el ayuno antes

de la anestesia es fundamental. Diversos estudios indican que el estómago se



vacía en menos de 10 horas. Por ello, y en general, se habla de un ayuno de agua

de hasta 2 horas. En pacientes pediátricos debe reducirse el ayuno.

Venoclisis:

La venoclisis es una maniobra que debe considerarse obligatoria antes de la

anestesia, por las siguientes razones.

. Emplear un catéter intravenoso permite utilizar de forma segura fármacos que

son irritantes si se inyectan perivascularmente, como los barbitúricos.

. Permite la inyección simultánea de medicamentos incompatibles que no pueden

mezclarse en la misma jeringa.

. Permite la administración rápida de fármacos en caso de emergencia.

. Permite la fluidoterapia.

Existen dos clases de vías, las periféricas como la cefálica y la safena, y las

centrales como la yugular y la femoral.

Fluidoterapia:

La fluidoterapia es necesaria durante la anestesia. La dosis de mantenimiento es

de 10 ml/kg/h. Si hay una hemorragia profusa, las dosis se elevan hasta 20/

ml/kg/h en los primeros 15 minutos, hasta administrar 3 ml de cristaloide por ml de

sangre perdida estimada.



TÉCNICAS DE ANESTESIA GENERAL INYECTABLE

Introducción

Ventajas e inconvenientes

Equipamiento técnico necesario

Técnicas de anestesia inyectable

Introducción:

Las técnicas de anestesia general inyectable, o fija o parenteral agrupan a

aquellas en las que se administran los anestésicos generales por rutas diferentes

a la respiratoria, siendo la vía de administración más común la endovenosa.

Indicaciones de las técnicas de anestesia inyectable:

Consecución de una inducción anestésica rápida y segura, previa a un

posterior mantenimiento con gases.

Como protocolo de anestesia totalmente endovenosa (TIVA), mediante la

administración de dosis repetidas de agente inyectable cuando sea

necesario o mediante su infusión continua.

Mantenimiento prolongado de estados de anestesia superficial en pacientes

hospitalizados en unidades de cuidados intensivos.



Ventajas e inconvenientes de las técnicas de anestesia inyectable:

Ventajas:

Fáciles de administrar.

Producen anestesia de forma rápida y suave.

Requieren de poco equipamiento, si el presupuesto lo permite, pueden

emplearse equipos de infusión automáticos que encarecen el

procedimiento.

No irritan las vías respiratorias ni explotan.

No polucionan el medio ambiente ni el área anestésico – quirúrgica.

Inconvenientes:

Una vez administrados resulta imposible impedir que actúen ya que en

su mayoría carecen de antídotos. La profundidad y la duración anestésica

escapa a nuestro control por depender enteramente de la distribución

corporal, metabolismo y excreción del anestésico.

Si el animal no está intubado y no recibe oxígeno se incrementa

notablemente el riesgo anestésico.

La mayoría de los agentes inyectables tienen propiedades acumulativas.

Equipamiento técnico necesario:

El tipo de equipamiento requerido para la realización de anestesias inyectables va

a estar en función del tipo de técnica empleada. Las técnicas más sencillas

requieren únicamente la utilización de jeringas y catéteres intravasculares.



Técnicas de anestesia inyectable: Existen tres técnicas básicas de

administración de agentes inyectables:

1. Administración de una dosis única de anestésico (eficaz para efectuar la

inducción de la anestesia y para procedimientos de corta duración).

2. Redosificación mediante bolos adicionados administrados a dosis efecto

(orientativamente las dosis a administrar oscilan entre un 25 – 50% respecto a la

dosis inicial).

3. Infusión continua ajustando las dosis de mantenimiento en términos de mg o

mcrg/kg/min.

ANESTESIA LOCAL Y REGIONAL

Introducción.

Concepto.

Indicaciones.

Mecanismo de acción de los anestésicos locales (A L).

Anestésicos locales más empleados.

Técnicas de anestesia local y regional.

Introducción:

Los bloqueos nerviosos locales o regionales pueden producir analgesia adicional

en los pacientes anestesiados, o permitir la ejecución de procedimientos simples

en animales conscientes o sedados.



Concepto:

Entendemos por anestesia local la supresión reversible de las sensaciones entre

ellas dolorosas, en una zona concreta de la anatomía animal, sin que el paciente

pierda su conciencia.

Los anestésicos locales son sustancias que aplicadas de forma local o regional

(nunca sistémicamente) actúan directamente sobre estructuras nerviosas

sensoriales y motoras evitando la génesis y/o conducción de los estímulos

nerviosos al interferir con la permeabilidad del sodio a nivel neuronal lo que impide

la despolarización.

Indicaciones de la anestesia local:

En grandes animales, especialmente de renta, su bajo coste económico la hace

apta para procedimientos de cirugía de campo, permitiendo hacer cirugías con el

animal en estación (reduce riesgo de neuropatías por golpes o compresiones

durante el derribo). En caballos es muy útil en el diagnóstico secuencial de

cojeras.

Mecanismo de acción de los anestésicos locales:

La forma en que el alcaloide anestésico impide la conducción del estímulo

nervioso, radica en su interferencia con la membrana celular nerviosa,

disminuyendo así su permeabilidad e impidiendo la normal difusión de los iones de

sodio y potasio con lo que no se produce la despolarización, quedando de este

modo bloqueados los cambios que originan el impulso nervioso.

La mayoría de los anestésicos locales son inyectados alrededor del nervio o

nervios elegidos y se deja que difundan dentro de las membranas de las fibras

nerviosas. Este proceso de difusión es el que determina el estado de latencia de

los anestésicos locales. En la mayoría de los compuestos se necesitan 4 – 5

minutos para que aparezca la analgesia y la relajación muscular, si la hay. La



duración del contacto de la droga con el nervio depende de la vascularización del

tejido. Cuanto mayor es el flujo sanguíneo a través del tejido, más rápido es

absorbido el anestésico en la circulación mayor.

Características del anestésico local ideal:

Muy liposoluble, para que atraviese las barreras de mielina.

Capacidad para producir parálisis reversible de los nervios sensitivos.

Corto período de latencia.

No debe crear hábito.

Toxicidad general mínima.

Capacidad de detoxicación rápida y fácil.

Capacidad de absorción lenta, para que su toxicidad general no sea peligrosa

y que su acción local sea larga.

Compatibilidad. Será compatible con epinefrina (adrenalina) u otros

vasoconstrictores, para prolongar su tiempo de acción.

Anestésicos locales más empleados:

Lidocaína, mepivacaína, bupivacaína

Metabolización hepática; muy estables; efectos más rápidos; algunas son muy

liposolubles; alta unión a proteínas plasmáticas.

Este grupo de drogas es utilizado ampliamente en clínica veterinaria, en la

mayoría de especies y ofrece una excelente posibilidad para el control de dolor

intra y postoperatorio.



La adición de adrenalina a las soluciones de uso clínico disminuye el pH de la

misma disminuyendo la cantidad de droga ionizada disponible, para que se

difunda a través de la membrana axonal, retrasando la aparición del efecto. La

finalidad vasoconstricción de la adrenalina puede prolongar el efecto.

Lidocaína:

Se difunde muy bien (no precisa de hialuronidasa).

Es estable, poco tóxica.

Es antiarrítmica.

Tiempo de latencia 10 – 15 min.

Potencia intermedia y duración de 1 ½ horas y 2 horas con adrenalina.

Ideal para cualquier técnica local o regional.

Está muy indicada en diagnóstico de cojeras.

Se usa al 2 – 4% en spray, gel o solución para uso tópico y al 2% para

infiltraciones y técnicas espinales.

Puede resultar tóxica a dosis superiores a 10 mg/kg.

Bloqueo de nervios podales con lidocaína al 2% para el diagnóstico de cojeras en

equinos

Mepivacaína:

Ideal para cualquier técnica local o regional.

Resulta tóxica a dosis de 30 mg/kg IV. (menos que la lidocaína).

Produce poco edema post-inyección. No produce vasodilatación.



Tiempo de latencia 5 – 10 min.

Duración del efecto de 2- 3 horas.

Se presenta en soluciones al 1% y 2%.

Bupivacaína:

Ideal para anestesia epidural o espinal.

No suele emplearse en anestesia de superficie.

Muy liposoluble.

Gran duración de sus efectos (hasta 6 horas).

Potencia muy superior a las anteriores y estable.

Tiempo de latencia muy largo (hasta 20 min.)

Tóxica a dosis de 3 mg/kg.

Se presenta en soluciones al 0.25%; 0.5% y 0.75% para infiltración, bloqueos

y anestesia epidural.

Técnicas de anestesia local y regional:

I. Anestesia local:

Anestesia por infiltración:

Con este método se afectan las terminaciones nerviosas en la zona concreta de la

operación. El anestésico se puede inyectar intradérmica o subcutáneamente

(infiltración superficial) o intramuscular (infiltración profunda). Pueden

administrarse hasta 5 mg/kg de lidocaína con o sin adrenalina. Esta técnica

posibilita cirugías menores y, junto a sedación, cirugías más invasivas.

El AL se deposita en la línea de incisión, o mejor aún si se distribuye en formas

geométricas diversas que bloquean y delimitan el campo quirúrgico:



En L invertida ( l ) o rombo ( ) para laparotomías por el ijar depositando AL

en planos superficiales y musculares. Se puede utilizar una aguja trocar de 10 cm.

En circulo o anillo en pezones, cola o extremidades.

En pirámide para tumores infiltrativos (infiltración profunda)

Contraindicado si hay infección cutánea o la zona está infectada (heridas sucias).

No recomendada en los labios de la herida, sino alrededor. (el anestésico local

dificulta la cicatrización).

También empleada intratesticular, interdigital.

II. Anestesia regional:

1. Anestesia paravertebral:

Es un tipo especial de anestesia por conducción en la que se bloquean las ramas

dorsales y ventrales de los nervios raquídeos que emergen en los agujeros

intervertebrales situados entre T13-L1, L1-L2 y L2-L3.

Proporciona una anestesia completa y uniforme de toda la pared abdominal,

incluido peritoneo, con una buena miorrelajación y disminución de la presión

intraabdominal.

Es útil en vacuno y pequeños rumiantes sobre todo, para realizar laparotomías,

ruminotomías, desplazamiento de cuajar, cesáreas, intervenciones en la parte

craneal de las mamas, etc. Suele utilizarse junto a sedación y posterior infiltración

en L invertida o rombo para bloqueo de campo quirúrgico.

5 ml. 5 ml.

5 ml

.

5 ml. En ovino 5 ml y 10 ml En bovino por

punto.



La técnica de Farguharson bloquea dorsoventralmente los nervios iliohipogástrico,

ilioinguinal y genitofemoral.

Empleando una aguja trocar de 12 cm de longitud se introduce a 7cm

aproximadamente de la línea media de la espina dorsal, perpendicularmente hasta

tocar el borde craneal de la apófis transversa. Se retira ligeramente y se empuja

para atravesar el ligamento intervertebral (1cm más). Se inyectan 25 ml de

lidocaína en cada punto en las vacas y 5 ml en pequeños rumiantes distribuidos

en 75% ventral y un 25% dorsal al ligamento intertransverso (vertebral) lo que

garantiza un bloqueo efectivo de las ramas dorsales y ventrales.

Anestesia paravertebral en bovinos



2. Anestesia epidural:

La técnica de anestesia espinal más practicada en la actualidad es la

sacrocoxígea. Suele utilizarse lidocaína al 2% o bupivacaína al 0.75% sin

adrenalina. El AL se deposita sobre la duramadre, sin penetrar las meninges por

lo que es una técnica relativamente segura si el animal se seda. Es muy útil para

cirugías de la región infraumbilical, vejiga, uretra recto, periné, escroto, vagina,

cola, tercio posterior. Para manipulaciones obstétricas y para aliviar tenesmos

(junto al bloqueo del pudendo interno).

En vacuno, caballos y pequeños rumiantes existen dos puntos de inyección:

Caudal alto entre S y C1.

Caudal bajo entre C1 y C2.

El punto de inyección se localiza moviendo la cola, introduciéndose la aguja en

ángulo de 30° en equinos y de 45° en vacuno. Se necesita un trocar especial,

aguja con perfil (punta) lápiz para evitar perforar la duramadre.

El espacio epidural es un espacio vacío, luego se comprueba que estamos en

posición correcta si no hay resistencia a la inyección o incluso si se succionan de

forma espontánea gotas del AL depositadas en el cono de la aguja.

Anestesia epidural: Técnica sacrocoxigea



ANESTESIA GENERAL EN RUMIANTES

Los rumiantes no son considerados buenos candidatos para la anestesia general

debido alto coste de estas técnicas y a su carácter de animales de renta. Por otro

lado, el decúbito prolongado derivado de la anestesia general provoca timpanismo

y atonía de la panza, así como una compresión del diafragma por parte de las

vísceras abdominales que pueden desencadenar situaciones de hipoventilación e

hipoxia. Además la ausencia de deglución de saliva durante la anestesia

predispone a acidosis de panza. Finalmente, la anestesia general presenta riesgo

de regurgitaciones y por tanto la aspiración pulmonar de estos contenidos. No

obstante, el riesgo de regurgitación se reduce con ayunos de 24 horas (6 horas

para agua) y colocando al animal en decúbito con la cabeza inclinada hacia abajo

en relación a la panza.

Estos problemas junto a las condiciones de trabajo que implica la práctica con

rumiantes hace muy infrecuente la ejecución de técnicas de anestesia inhalatoria

en esta especie. Los protocolos normales de anestesia incluyen procedimiento de

sedación junto a técnicas de anestesia local y/o regional.



SEDACIÓN:

La sedación en rumiantes suele realizarse con agonistas alfa -2 adrenérgicos

como la xilacina y la medetomidina. Estos sedantes inmovilizan de forma correcta

al paciente sin producir necesariamente caída del animal y decúbito. En ocasiones

se combinan con Ketamina para mejorar el grado de inmovilidad del animal, para

finalmente realizar técnicas de anestesia local y/o regional.

Xilacina:

En rumiantes produce una profunda sedación acompañada de un grado variable

de analgesia.

Provoca hipomotilidad ruminal, hipermotilidad uterina. Contraindicada en el último

tercio de la gestación.

Dosis:

Bovino: 0.05 – 0.4 mg/kg IM; 0.01 mg/kg IV.

Ovino: 0.2 mg/kg IM; 0.01 – 0.15 mg/kg IV.

Caprino: 0.05 mg/kg IM; 0.01 mg/kg IV.

En bovinos se recomienda más la vía IM, mientras que en ovinos y caprinos IV

lento. El efecto comienza a los 10 – 20 min., de la inyección IV, con una duración

de hasta 7 horas.

Los efectos de los agonistas alfa-2 adrenérgicos pueden ser revertidos con

el uso de antagonistas como:

Yohimbina – 0.12 mg/kg.

Atipamezole (antisedan).



ANESTÉSICOS DISOCIATIVOS:

Ketamina.

En el ganado vacuno se utiliza generalmente, asociada a la Xilacina que puede

administrarse previamente 0.2 mg/kg IM ó 0.1 mg/kg IV., seguida de la inyección

de Ketamina 2 – 10 mg/kg IV.

También se pueden mezclar ambos productos en la misma jeringa 0.2 mg/kg de

Xilacina + 10 mg/kg de Ketamina.

La inducción es rápida y tranquila. La anestesia dura 30 - 90 min.

Ovino: Ketamina 4 mg/kg + 0.05 mg/kg de Xilacina IV;

Caprino: Ketamina 11mg/kg + Xilacina 0.2 mg/kg IM

ANESTESIA EN EQUINOS

El caballo es probablemente la especie animal que presenta un mayor número de

problemas al realizar técnicas de anestesia general producto de su gran tamaño,

rapidez de movimientos y temperamento excitable.

Problemas de manejo del paciente y seguridad del personal durante las fases de

inducción y recuperación anestésica, ya que el caballo es proclive a sufrir cuadros

de stress, a veces en forma de ataques de pánico, con el consiguiente riesgo de

accidentes. Las técnicas de anestesia general provocan en el caballo graves

disfunciones en los sistemas cardiopulmonares y muscoloesquelético.



PREPARACIÓN DEL PACIENTE:

En animales que presentan dolor intenso se administran drogas con actividad

analgésica para reducir el estrés y facilitar un manejo más seguro.

Ayuno de 6 – 12 horas con anterioridad a la anestesia.

Las yeguas que estén amamantando potros no deben separarse de los mismos

hasta que se haya realizado la inducción anestésica. De la misma forma la

presencia de la madre puede facilitar una inducción anestésica más suave en

potros. Las herraduras deben retirarse antes de la anestesia, o al menos ser

cubiertos con adhesivos plásticos para evitar resbalones y caídas durante la fase

de recuperación.

PREANESTESIA:

Dentro de los tranquilizantes / sedantes destacan por su uso en preanestesia

equina los derivados fenotiacínicos, los agonistas alfa-2 adrenérgicos y las

Benzodiacepinas.

I. Derivados Fenotiacínicos:

El derivado fenotiacínico más utilizado es la Acepromacina que reduce las dosis

anestésicas de inducción y mantenimiento y previene la excitación durante la fase

de recuperación. Se administra por vía intramuscular a dosis de 0,01 – 0,1 mg/kg

y por vía IV. Este producto afecta poco la ventilación, aunque produce hipotensión,

vasodilatación y taquicardia. Algunos caballos quedan profundamente afectados

con una dosis a otros aparentemente no les afecta o se excitan con facilidad. Su

efecto se aprecia por la protusión flácida del pene en el caballo comienza a los 5 –

10 minutos de su aplicación IV y a los 20 – 40 min. de la IM.



II. Agonistas alfa-2 adrenérgicos:

Tranquilización analgésica:

Los agonistas alfa -2 adrenérgicos más utilizados en la clínica equina son la

Xilacina, detomidina y romifidina.

Para la preanestesia equina se utilizan intravenosamente en la habitación de

derribo 5 – 10 min antes de la inducción anestésica.

Xilacina:

Se emplea a dosis de 0.5 – 1 mg/kg IV. La sedación es máxima a los cinco

minutos con descenso de la cabeza, belfo del labio inferior péndulo, párpados y

pene se relajan. El caballo aumenta la base de sustentación.

Los efectos de esta sedación duran de 30 – 60 min. La xilacina tiene marcadas

propiedades analgésicas, particularmente en casos de cólico, reduciendo el

peristaltismo intestinal. Puede ser utilizada en potros. En yeguas preñadas puede

inducir un aborto si se administra en las fases finales de la gestación, al estimular

contracciones uterinas.

Sus efectos pueden ser antagonizados por la Yohimbina a dosis de 0.04 – 0.08

mg/kg IV.

III. Bezodiacepinas:

Las benzodiacepinas no deben utilizarse por si solas en la preanestesia ya que

sus propiedades relajantes musculares producen ataxia en esta especie. No

obstante el Diacepam se utiliza a dosis de 0.05 – 0.2 mg/kg generalmente en

asociación con ketamina con vistas a inducir la anestesia general.

Anestésicos intravenosos:

Tiopental Na:

El tiopental al 5 – 10% sigue siendo uno de los agentes más populares para la

inducción anestésica. Tras la premedicación con agonistas alfa-2 se usa en bolo a

dosis de 5 mg/kg produciendo pérdida de conciencia y caída del animal en 30



segundos. Su efecto más indeseable es la fuerte depresión respiratoria

caracterizada por hipoventilación e incluso apnea de hasta tres minutos de

duración. Este efecto puede minimizarse administrando lentamente soluciones de

tiopental al 5%. La metabolización hepática del tiopental contraindica su uso en

potros menores de 6 semanas y en hepatopatías.

Ketamina:

Este producto presenta más efectos excitarios que depresores sobre el S.N.C por

lo que su uso aislado se acompaña de nula relajación muscular, temblores e

incluso convulsiones. Sin embargo su uso junto a benzodiacepinas tras

premedicar con agonistas alfa -2 adrenérgicos produce una excelente inducción

anestésica, seguida de una recuperación rápida y tranquila. Tras la premedicación

se debe esperar la aparición de signos de sedación (Ej: descenso pronunciado de

la cabeza, ataxia ligera y protrusión moderada del pene). Si tras cinco minutos el

paciente no exhibe estos signos se repetirá la administración de los mismos a la

mitad de la dosis inicial.

Una vez se confirme un estado de sedación profunda se administrará la ketamina

intravenosamente a dosis de 2.2 mg/kg normalmente asociada con Diacepam 0.04

mg/kg.

La inducción anestésica y el derribo se producirán en unos 2 minutos de forma

suave y gradual, y con una duración de 15 – 20 minutos.

Se produce escasa depresión cardiorrespiratoria.

MANTENIMIENTO ANESTÉSICO:

Independientemente de la técnica utilizada para el mantenimiento de la anestesia,

hay que tomar medidas que eviten las complicaciones de un decúbito prolongado,

ya que el peso del paciente va a comprimir vasos musculares y nervios como el

braquial, provocando lesiones isquémicas y neuroapraxias postanestésicas. Por

tanto, es importante colocar al animal sobre mesas quirúrgicas o colchonetas

blandas (a veces de agua), así como acolchar las extremidades con bloques de



goma espuma. La cabeza debe mantenerse en posición elevada sobre el cuello

para que el drenaje venoso sea correcto y no se congestione la mucosa nasal con

riesgo de obstrucción de la vía aérea.

1. Tiopental.

Se usa a dosis de 0.5 1 mg/kg exclusivamente para profundizar la anestesia

general mantenida con otros productos endovenosos o incluso inhalatorios, al

abolir de forma rápida movimientos bruscos e inesperados de paciente durante la

cirugía.

2. Ketamina.

Este producto se usa junto a agonistas alfa -2 adrenérgicos. y EGG para inducir y

mantener anestesias en algunas ocasiones.

* Un protocolo útil para mantener anestesias de hasta 90 minutos de duración

utilizando soluciones de EGG al 5% (15 – 25 mg/kg), a las que se añaden 250 mg

de Xilacina y 500 mg de Ketamina administrándose a dosis de 1.1 ml/kg para la

inducción y de 0.05 ml/kg/min para el mantenimiento anestésico.

Para un equino adulto:

Se puede:

Sedar con xilacina.

Inducir con ketamina + Diacepam (0.05 mg/Kg).

Mantenimiento: Preparar al 5 % EGG: - 25 gr de EGG en 500 ml de dextrosa

5 % o SSF, o 50 gr de EGG en 1000 ml



Suturas en especies mayores, menores y de interés doméstico en Nicaragua

Generalidades e indicaciones:

Las suturas son operaciones que tienen por finalidad mantener aproximados y en

contacto los bordes y superficies de las heridas, con objeto de favorecer la

cicatrización.

La unión de los tejidos se hace mediante técnicas especiales y materiales

apropiados para cada tipo de tejido; se sigue el orden que va de las regiones más

profundas a las más superficiales, y se debe procurar cumplir las siguientes

normas:

1. Unir siempre tejidos de la misma naturaleza, de acuerdo con los diferentes

planos donde se actúa.

2. No dejar espacios entre los tejidos (espacios muertos).

3. Para cada tipo de tejido se deben usar las suturas apropiadas, ya sean de

resistencia, aproximación, eversión o inversión.

4. Para la elección del material a emplear se tomará en cuenta el tiempo de

permanencia del material en el organismo cumpliendo su función, para lo cual se

seleccionará el de absorción breve, absorción prolongada o no absorbible.

5. Antes de aplicar cualquier sutura se deberá limpiar la herida de coágulos o

tejidos desprendidos y necróticos.

En general las suturas pueden utilizarse:

Para la reparación de heridas recientes asépticas con bordes regulares.

En las heridas con pérdida de sustancia.

Para abreviar la duración de la cicatrización.

En las heridas antiguas, después de reavivarlas.



Se utilizan, además, en la restauración de tendones o nervios cortados

transversalmente y para cerrar las soluciones de continuidad en las paredes de los

vasos sanguíneos.

En algunos casos, la sutura facilita la hemostasia de una herida, al presionar

sobre ella, y en otros nos ayuda a sujetar las curas de la herida.

* Nunca deberán suturarse total y definitivamente heridas infectadas o

sospechosas de estarlo.

No solo hay que destacar los efectos positivos, la sutura puede tener también

efectos negativos si durante su aplicación lacera tejidos sanos, si origina anemia

local o si su actuación como cuerpo extraño produce reacciones hísticas

anormales, cualitativa o cuantitativamente.

INSTRUMENTAL DE SUTURA:

AGUJAS QUIRURGICAS:

La calidad de la aguja depende al mismo tiempo del material y de la técnica de

fabricación. El endurecimiento homogéneo del material es importante para que la

aguja obtenga la dureza necesaria en toda su longitud, pero sin perder su

elasticidad, con el fin de evitar que se rompa al sufrir una gran tensión.

Distintos tipos de aguja:

Agujas con ojo o aguja suelta. Ej.:

- Agujas de Ferguson.

- Agujas de Mayo.

La más utilizada es la francesa de ojo hendido.

En las suturas actuales de montaje o atraumático, el hilo de sutura es una

continuación de la aguja. Con ello se consigue que el paso de sutura a través del



tejido suturado sea mucho menos traumático que si se utiliza una aguja

enhebrada.

La aguja de sutura se clasifica, según su sección transversal, en cilíndrica,

espatulada, triangular y aguja tapercut.

Cilíndrica. No tiene ningún borde cortante, terminando en el extremo anterior en

punta cónica punzante. Se utiliza para tejidos que ofrecen poca resistencia.

Aguja espatulada. Tiene el cuerpo algo espatulado, termina en una punta en

forma de espátula que tiene dos filos cortantes en el plano horizontal. Se utiliza

para todo tipo de tejido.

Triangular. Es una aguja cuya sección tiene forma de triángulo. Dos bordes

cortantes en plano horizontal y uno en vertical.

Aguja tapercut. Punta triangular y cuerpo cilíndrico.



A: Componentes básicos de las agujas; B. Tipos de ojos; C. Formas corporales y

tamaños.

PORTAAGUJAS: El porta agujas es el instrumento que se utiliza para facilitar el

manejo de las agujas alrededor de las diferentes técnicas de sutura. Los hay de

diferentes tipos:

De izquierda a derecha: Mayo-Hegar, Olsen-Hegar, Mathieu, Castroviejo



PINZAS: Hay unas que llevan dientes, otras no, independientemente del tamaño

para usarlas según el tejido. Ej.: La piel se sujeta con pinzas con dientes.

Mangos y hojas de bisturí

Tijeras.

De izquierda a derecha: de puntos (extracción de suturas), punta aguda/roma,

Metzenbaum, Mayo, para alambre.



Hemostáticos.

MATERIALES DE SUTURA:

En todo tipo de sutura con hilo se presentan siempre dos inconvenientes: el

trauma adicional de la zona afectada provocado por el paso de la aguja y del hilo a

través del tejido, y la reacción del organismo frente a un cuerpo extraño.

El traumatismo adicional provocado por la sutura queda reducido al emplear

montajes atraumáticos, en los que la aguja y el hilo forman una unidad, evitándose

el orificio transversal de la aguja y el doble lazo enhebrado del sistema clásico.

CUALIDADES DEL MATERIAL DE SUTURA:

- Absoluta garantía de esterilidad.

- Gran resistencia a la tracción.

- Elasticidad reducida.

- Elevado grado de flexibilidad.

- Calibre constante.

- Superficie regular y lisa.

- Seguridad de la fijación en el nudo.

- No debe presentar fenómenos de capilaridad (a veces mínima).



- Máxima compatibilidad histológica.

- En combinaciones aguja-hilo, el máximo atraumatismo en la unión.

CLASIFICACION Y DESCRIPCION DE LOS MATERIALES DE SUTURA:

Desde el punto de vista práctico es conveniente distinguir entre suturas

absorbibles y no absorbibles.

Absorbibles:

a). Suturas orgánicas.

b). Suturas sintéticas.

Suturas Orgánicas Absorbibles:

Cátgut: se obtiene de la submucosa del intestino ovino o de la serosa del intestino

de vacuno y contiene aproximadamente un 98% de colágeno.

El cátgut se destruye en los tejidos por medio de un proceso proteolítico. Se

absorbe en el organismo en 4 - 5 días.

Cátgut cromado para que dure más el período de absorción, de 8 a 10 días.

"colágeno + cromo".

Cátgut ultra cromado de 18-20 días. Se absorbe por proteolisis.

Suturas Sintéticas Absorbibles:

Derivados de ácido poliglicólico (APG) "Dexon".

DEXON y VICRYL (Poliglactín 910) se reabsorben en los tejidos por hidrólisis. La

humedad en los tejidos es siempre constante. Su duración es de 50 - 60 días en el

organismo. La disminución de la resistencia es gradual y el tiempo de reabsorción

constante.



Materiales de sutura no absorbibles:

a). De origen natural.

b). De origen sintético

1. Fibras naturales multifilamento:

Estos materiales de sutura consisten en fibras retorcidas o trenzadas de seda o

lino.

La seda se usa sin tratar o tratada con proteínas, silicona, cera o parafina. El

tratamiento disminuye la capilaridad y da al hilo mayor suavidad. Estos materiales

son irritantes, por ello se tratan.

La seda se emplea sobre todo en piel, y el lino en cirugía abdominal. Ambos muy

resistentes a la tracción.

2. Fibras sintéticas multifilamento:

Suturas poliéster y poliamidas.

Originan en los tejidos menos reacción inflamatoria que las fibras naturales.

* Fibras sintéticas multifilamento recubiertas: - recubiertas mediante

tratamientos con teflón o silicona, para suavizar su superficie y facilitar su uso.

Este tratamiento en cada fibra o en hilo ya trenzado.

3. Fibras sintéticas monofilamento:

El material utilizado puede ser poliéster, poliamida, polietileno o polipropileno,

con la característica común de tratarse de un solo hilo continuo.

4. Suturas metálicas:

* Hilo de acero inoxidable: - monofilamento o multifilamento.



El acero origina poca reacción en los tejidos.

El nudo de cirujano:

Este es el responsable de sostener los tejidos en todo el período de cicatrización

por lo que debe haber seguridad y firmeza al hacerlo.

El nudo de cirujano se incia con el anudado de Goshi que es un nudo simple con

dos vueltas, éste se aprieta, pero sólo hace la aposición de los bordes del tejido y

el otro nudo simple de una vuelta, pero en dirección contraria al primero, éste es el

que se aprieta, jalando la punta libre del hilo con el porta aguja y la otra parte con

la mano izquierda.

Los nudos que aprietan los tejidos provocaran falta de circulación en los bordes de

la herida y necrosis, lo que hará fallar la sutura.

Sutura con puntos simples interrumpidos:

Esta es la sutura más antigua que se conoce y la técnica más sencilla de

aplicacación en cualquier tejido; tiene la cualidad que en determinado momento

pueden ser retirados de la piel uno o dos puntos cuando el caso lo amerite, por

ejemplo en la presencia de exudados, seromas o abscesos localizados en el punto

y esto nos permite que se produzca un drenaje.

El punto va en ángulo recto a la herida, clavando la aguja en el borde que se elija,

atraviesa la piel de afuera hacia adentro, luego se va al lado o borde opuesto y

penetra de adentro hacia fuera; entonces es cuando ejecutamos el anudado o



nudo de cirujano ya descrito, el cual antes de apretarlo se jala hacia un lado y de

esta manera el nudo queda fuera de la herida, lo que evitará filtración bacteriana.

Los puntos simples interrumpidos van siempre a distancias entre 1 y 2 cm

dependiendo del tejido.

En heridas grandes se recomienda hacer el primer el primer punto en el centro de

la herida, calculando que las líneas de sutura tengan igual distancia tanto del lado

izquierdo como del lado derecho, luego los espacios de cada lado se van

suturando de la línea de la herida buscando una buena estética.

Una vez terminada la sutura, para mayor seguridad, se jala cada de la puntas de

cada nudopara comprobar que están bien hechos.

Se recomienda después ya sea con una compresa o con la palma de la mano

comprimir toda la línea de puntos para que todos los bordes coapten bien y no

queden crestas o bordes que nos quiten estética.

Sutura recurrente o en ¨U¨ horizontal:

La sutura inicialmente se parece al punto simple que entra y sale en el primero y

segundo borde, sólo que en lugar de anudar regresa del segundo borde dejando

un espacio pinchando de afuera hacia adentro y se va al primer borde entrando de

adentro hacia fuera y de esta manera se hacen cuatro pinchazos juntándose los

hilos de sutura el mismo lado donde se anudará con nudo de cirujano sin apretar

los bordes, solo que cuando entra y sale al final dibuja una ¨ U¨.

Esta sutura es muy importante en suturas donde pueden sufrir de tensión y

heridas grandes y el anudado queda siempre afuera de la herida; además acelera

más la cicatrización.



Sutura simple en equis ¨X¨:

Este tipo de sutura se recomienda con buenos resultados para suturas de facias

de los músculos internos y externos de os músculos rectos del abdomen como en

casos de cesáreas, laparotomías y rumenotomías.

Tiene la ventaja que evita desgarres cuando hay tensión como en las suturas

continuas, pero la sutura en incisiones grandes es más lenta.

A. Puntos simples interrumpidos simples

B. En U horizontal

C. Sutura simple en X

Sutura en U vertical



Patrones de de sutura continua:

Continua simple

Una sutura continua simple consiste en una serie de puntos interrumpidos simples,

con un nudo en cada extremo; la sutura es continua entre los nudos (fig. A). Para

comenzar una línea de sutura continua simple, se coloca y anuda un punto

interrumpido simple, pero sólo se corta el cabo del hilo que no está unido a la

aguja. La aguja se dirige a través de la piel, perpendicular a la incisión. La línea de

sutura resultante tiene un punto perpendicular a la línea incisional por debajo del

tejido; avance hacia delante por encima de la misma. Si las porciones profunda y

superficial de la línea de sutura avanzan, se la denomina sutura corrediza (fig. B).

Para finalizar una sutura continua, el extremo del hilo en la aguja se ata con la

última lazada de la sutura que es exterior a los tejidos.

Parámetros a tomar en cuenta para la elección del material de sutura:

Tiempo para mantener unidos los bordes de la herida.

Grado de fijación o movilidad deseado.

Riesgo de infección de la herida.

Reacción producida por la sutura en los tejidos.

Calibre mínimo para una resistencia adecuada.

Calibre mínimo para fijar los bordes sin desgarros.



Bibliografía:

Cirugía en Pequeños Animales. Theresa Welch Fosum. Intermédica.1999.

Cirugía Veterinaria. Prácticas Básicas. Joaquín Sopena Juncosa; María Jesé

Martínez MIRA. Editores.

Fundamentos de Cirugía en Animales. Ciriaco Trista Olmos. Primera Edición

I993. Editorial Trillas.

Medicina y Cirugía en Especies Pequeñas. M. Joseph Bojrab. C.E.C.S.A

Métodos de Sutura en Cirugía Veterinaria. K. Ammann. Editorial C.E.C.S.A



CASTRACIÓN

En nuestros días se da la tendencia a la castración de machos al desmadre para

favorecer el engorde y dar una mejor distribución de grasa en las áreas más

musculosas.

También se castra el macho adulto con el fín de usarlo para trabajo por ejemplo en

el arado de la tierra y tirar de carreta que es el llamado buey.

En sementales se da la condición de la castración unilateral, en casos como

hematoma peritesticular, tumores e inflamación crónioca del testículo por trauma.

En machos jovenes al desmadre, la castración se facilita por ell tamaño del

animal, pues de fácil sujección lo que nos favorece para extirpar o enuclear los

testículos.

TECNICAS DE CASTRACION (ORQUIDECTOMIA):

TECNICA DE CASTRACION CERRADA:

En la técnica cerrada no se incide la vaginal parietal, por lo que se exterioriza el

testículo rodeado por sus envolturas, tras seccionar la facia espermática y el

ligamento escrotal, luego se aplica doble ligadura de transfixión en masa sobre las

túnicas y el cordón y se secciona distalmente ellas extrayendo el testículo. Esta

técnica reduce el riesgo de eventraciones por hernias inguinales postquirúrgicas.

En machos de gran tamaño (toros) se utiliza un hemasculador para seccionar el

cordón espermático para realizar un corte acompañado de machacamiento

vascular lo que mejora la hemostasia.



Infiltración de lidocaína al 2% en línea media. Infiltración intratesticular de

lidocaína

TECNICA DE CASTRACION ABIERTA:

En esta técnica se incide el escroto y túnicas testiculares, incluida la vaginal

parietal, y se exterioriza el testículo y el cordón espermático tras retraer las

túnicas testiculares, las estructuras del cordón se ligan doblemente y por

separado, la vaginal y el cremaster se ligan en masa, luego se extrae el testículo

seccionando distalmente a las ligaduras.

En caso de emplear la

técnica castración abierta



Realización de ligadura transficiante en ligamento escrotal. Colocación de

un clamp en la unión ligamento – testículo. Sección del ligamento entre el

clamp y ligadura.

Con el objetivo de liberar al testículo con su cordón espermático y plexo.

Colocación del emasculador en distal

Colocación del emasculador en distal del clamp para realizar la sección del

testículo.



Para la castración cerrada, se incide piel por línea media y se exterioriza el

testículo con sus envolturas y proceder a realizar una ligadura.

HERNIAS ABDOMINALES

Concepto:

Una hernia es la protrusión de un órgano a través de un defecto en la pared de la

cavidad anatómica que lo contiene.

Es decir, existe un órgano que cambia de localización pasando, a través de un

defecto de la cavidad anatómica que lo aloja habitualmente a otra patológica.

Componentes: Contenido. Anillo. Saco:

El contenido de una hernia influye de forma decisiva en el cuadro clínico que va a

desarrollar. De ahí la importancia de conocerlo y de saber denominar a las

hernias en función de su contenido. Añadir al nombre del órgano protusionado



(en latín o griego) el sufijo ¨cele¨ que significa cavidad. Ej; epiplocele, enterocele,

cistocele, histerocele.

Anillo: Existen dos tipos de anillos herniarios, los no naturales y los naturales. Los

no naturales son defectos simplemente por existir en una localización en la que

anatómicamente no hay nigún orificio. Los naturales , son normales en cuanto a su

localización, pero no en cuanto a su morfología; es decir su excesivo tamaño o su

exagerada laxitud los hacen defectuosos.

Saco: Existe siempre u saco externo constituido por piel y tejido subcutáneo.

Además, si el anillo no incluye al peritoneo, éste constituye el saco interno de la

hernia.

TIPOS DE HERNIAS ABDOMINALES

En función de su localización las hernias abdominales de los P. A se clasifican en

los siguientes topos:

Craneales: (Diafragmáticas) Umbilicales

Caudales: Inguinales, Escrotales, Perineales

Ventrales o parietales.

ETIOLOGÍA

Dos tipos de hernias:

Congénitas y adquiridas:

Una hernia es congénita o adquirida cuando lo es su anillo.



Si el defecto herniario se produce tras el nacimiento, la hernia es adquirida. Puede

estar provocada por un traumatismo o por cualquier proceso causante de debilidad

muscular, a nivel local o general.

Una hernia congénita es causada por la por la presencia de un defecto parietal

originado durante el desarrollo embrionario.

SIGNOS CLÍNICOS

Signos inespecíficos:

Dependen de si la hernia se ha complicado o no.

Una hernia se complica cuando su anillo se cierra sobre el contenido interfiriendo

su vascularización. Este tipo de hernias se denominan estranguladas.

Una hernia pasa de ser reducible a estar estrangulada cuando el anillo se estrecha

sin comprimir los vasos , impidiendo solo el regreso del contenido a su cavidad de

origen mediante maniobra externa y manual.

Se afecta la vascularización del contenido en tres fases:

Fase congestiva: ( abultamiento y signos de Celso)

Fase de isquemia: (abultamiento, palidez de la zona, frío y dolor)

Fase de necrosis: (tumor, dolor y frío, pero el color toma tintes pardos, verdosos

o negruzcos). Además de fiebre, anorexia , decaimiento, taquicardia y taquipnea .

Puede llegar al shock endotóxico y la muerte.



Signos específicos:

Dependen del tamaño, contenido o localización de la hernia.

Tamaño: hernias muy grandes pueden interferir en la marcha.

Contenido: dependiendo de cual se dará una u otra sintomatología ( estreñimiento,

diarrea u obstrucciones intestinales en enteroceles, infecciones urinarias o partos

distócicos en histeroceles, disuria en cistocele).

Localización: las hernias perineales se ulceran con facilidad. El animal presenta

una posición de cola levantada.

DIAGNÓSTICO

Palpación del anillo:

• Hernia reducible.

• Hernia estrangulada.

• Hernia incarcerada.

Radiología:

• Contenido

PRONÓSTICO

TRATAMIENTO



DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL

DE:

Abscesos.

Hematomas.

Neoplasias.

G. infartado

MEDIANTE:

Palpación.

Punción.

Radiología.

Localización.



TRATAMIENTO QUIRURGICO DE LAS HERNIAS

La intervención quirúrgica destinada a solventar una hernia se denomina

¨herniorrafia¨ y consta siempre de las siguientes fases:

Abordaje quirúrgico del saco herniario:

Reintegro del contenido al abdomen (exéresis del no viable):

Cierre del anillo herniario: (los anillos naturales no se cierran por completo)

Obliteración del saco:

Cierre de la herida por planos:

Preparación del campo: Depilación y aplicación de antiséptico.



Abordaje quirúrgico del saco herniario. Ampliación de la incisión

Reintegro del contenido al abdomen (exéresis del no viable):

Sección de la adherencia intestinal



Segmento Intestinal seccionado por la adherencia. Cierre en dos capas: primera

con sutura continua y segunda con sutura de lember reimbertida.

Reavivar el anillo herniario

Obliteración del saco herniario



CIERRE DEL ANILLO CON TEJIDO LOCAL

No someter a los tejidos a excesiva tensión.

Reavivar los bordes.

Si es posible superponer los bordes.

Puntos encontrados (simples en ¨U¨)

Cierre de subcutáneo con vicryl o catgut

Cierre de piel con Nylon



MÓDULO: MICROBIOLOGÍA VETERINARIA Y DIAGNÓSTICO

LABORATORIAL

INTRODUCCIÓN

La microbiología es la ciencia encargada del estudio de los microorganismos,

seres vivos pequeños (de mikros "pequeño", bios, "vida" y logos, "estudio"). Al

tratar la microbiología sobre todo los microorganismos patógenos para los

animales y el hombre, se relaciona con categorías de la medicina como patología,

inmunología y epidemiología. El objetivo del módulo de Microbiología es, transmitir

al estudiante los principios básicos, introduciendo los diversos mecanismos

utilizados por los diferentes agentes infecciosos para provocar una infección. Así

mismo se hará énfasis en aquellos agentes que se manifiestan como causantes

de procesos infecciosos en animales y transmitirse al hombre. La Microbiología ha

contribuido de forma notoria al progreso de la ciencia actual, primero por

aportaciones sobre bases empíricas y después sobre fundamentos sólidos, fruto

del intenso esfuerzo en el estudio y entendimiento de las diversas estrategias

utilizadas por los diferentes microorganismos para provocar enfermedad en el

huésped.

El módulo se impartirá vinculando la parte teórica con la práctica, para que el

estudiante integre los conocimientos adquiridos y vaya desarrollando habilidades

en el diagnóstico de estos agentes. Así el estudiante será capaz de realizar

diferentes ensayos de diagnóstico y llegar a la interpretación de los resultados

encaminados a la solución del problema se presente en el campo laboral. El

documento servirá de apoyo para que el estudiante tenga una referencia de cómo

encaminar el diagnóstico; éste contendrá generalidades de los microorganismos,

refiriéndose a su morfología, estructura, composición y replicación. Para luego

hacer énfasis en las principales patologías que afectan a los animales domésticos.

A medida que se vaya desarrollando el curso se incluirá el diagnóstico laboratorial

con sus procedimientos para que puedan llevar el ensayo.



I. TOMA, CONSERVACIÓN Y ENVÍO DE LAS MUESTRAS

1. INTRODUCCION

La propedéutica clínica es una herramienta esencial el diagnóstico en un 80%

de los padecimientos de los animales, el otro 20% corresponde a la

confirmación y apoyo de un laboratorial. Para ello es de vital importancia la

toma de las muestras; sin embargo, este esfuerzo puede verse mermado por

una selección, preparación, manejo y envío inadecuado de las mismas. Esta

situación puede ser evitada mediante el seguimiento cuidadoso de algunos

principios generales:

a. La muestra seleccionada deberá ser representativa del padecimiento.

b. Suele ser preferible el envío de varios especímenes del mismo lugar.

c. Las muestras deberán ser perfectamente identificadas.

d. Deberá incluirse la Historia Clínica del individuo.

e. Para cada caso se elegirá el tipo de recolección, manejo, conservación y

envío más adecuado, a la especie y tipo de padecimiento presentado.

f. Cuidar en lo posible, el manejo estéril de la muestra y en una cantidad

adecuada.

2. TECNICA DE PUNCION VENOSA

En la práctica veterinaria los exámenes hematológicos se realizan más

satisfactoriamente con la sangre venosa. La punción venosa, se realiza con

aguja y jeringa de distintas medidas según el caso, ejecutándola sobre

cualquiera de las venas superficiales del individuo: Por ejemplo en el caballo, la

vaca y la oveja se emplea la vena yugular, aunque también puede ser utilizada

la punción de arterias coccígeas para pruebas serológicas en bovinos; Las

venas safena y radial, pueden sugerirse para el perro y gato; El cerdo es

sangrado normalmente en la vena cava anterior y en algunas razas en la

auricular; Los animales de laboratorio como el cobayo, ratón, rata y conejo son

desangrados fácilmente en el corazón, vena caudal o auricular.



3. TECNICAS DE SANGRADO EN PERRO Y GATO.

El sangrado en perro y gato se lleva a cabo principalmente en las venas safena y

radial. Lo más importante para una correcta obtención de muestra será la

adecuada sujeción del individuo. Posteriormente se deberá ocluir la vena por

presión digital o torniquete. La piel sobre la vena es móvil, por lo cual se deberá

inmovilizar con los dedos de la mano que sujeta el miembro. La aguja deberá

insertarse con el bisel hacia arriba (No 21 para perros y 22 al 25 para gatos). Se

deberá evitar interrumpir la circulación por tiempos prolongados para evitar

hemoconcentración. La cantidad a obtener será de 3 a 5 ml, evitando colapsar la



vena. Al final se retirará la aguja y se vaciará cuidadosamente en un tubo

previamente preparado (Anticoagulante)

4. TOMA DE MUESTRA DE ORINA.

El análisis de orina es uno de los procedimientos de laboratorio más comunes

aplicados a la práctica veterinaria, es de gran ayuda para el diagnóstico diferencial

tanto de padecimientos generalizados como del aparato genitourinario, sobre todo

cuando se trata de uratos que en ocasiones se encuentran incrustados en la uretra

o localizados en vejiga. Para su recolección es necesario emplear recipientes

limpios y estériles. La muestra puede ser recolectada durante la micción o por

sondeo, siendo este último más adecuado por estar libre de detritus uretral o

vaginal; en caso de no obtener la muestra por estos métodos se puede realizar la

punción de vejiga. Esta maniobra permite recolectar la muestra de orina punzando

la vejiga directamente a través de la pared abdominal con una aguja montada en

una jeringa de 5cc. La vejiga se palpará con una de las manos a través de la

pared abdominal, la que se percibirá como si fuera un “globo de agua”, una vez

localizada se la debe contener dentro de la misma mano. La otra mano sostiene la

jeringa y aguja, que se apuntará en la dirección de la vejiga, se atraviesa así la

piel y los músculos abdominales y a continuación y con la misma mano se aspira

la orina dentro de la jeringa. Es difícil cateterizar a un perro más de una o dos

veces al día puesto que la reacción tisular al traumatismo, causa un

estrechamiento del lumen uretral a través del os penis.



SONDAJE EN MACHOS

Es una maniobra alternativa que se utiliza tanto en machos como en hembras

cuando no es posible palpar la vejiga, o si el animal orinó recientemente. La

sonda a utilizar tiene que ser nueva y de diámetro adecuado, no deben ser

mojadas de lubricadas, no deben tocar al animal ni a la mesa y se deben contener

enrolladas dentro de las manos recién lavadas. Una vez exteriorizado el pene se



deberá asear con un algodón embebido en una solución de hipoclorito de sodio al

5% o clorhexidrina y enjuagado con otro algodón embebido con agua del grifo de

modo de no llevar antisépticos dentro de la vejiga y no alterar los resultados del

análisis de orina. Después hay que cuidar que el pene no se reintroduzca, o se

deberá repetir el proceso de aseado. Para realizar el sondaje es necesario ante

todo aprender a exteriorizar el pene, e introducir la sonda.

Foto 1: posición de los dedos para la exteriorización del pene

Cuando el operador es diestro se colocará del lado derecho del animal así con la

mano izquierda toma el pene cubierto por el prepucio, la mano derecha ayuda a

exteriorizarlo empujando y corriendo al prepucio hasta colocarlo por detrás de la

protuberancia que hace el bulbo del pene.

Foto 2: posición de los dedos sosteniendo el pene exteriorizado



Luego se coloca el dedo meñique por delante del orificio del prepucio y así se

sostiene al pene, manteniendo los dedos anular y pulgar en la posición inicial,

cuidando en lo posible que no se reintroduzca. Esta contención no debe ser

demasiado fuerte de modo de permitir que la sonda pase con comodidad.

Foto 3: modo correcto de tomar la sonda para llevarla a la vejiga

En la palma de la mano derecha (para los diestros) se contiene la sonda enrollada,

mientras su extremo fenestrado se toma entre el índice y el pulgar de la misma

mano a unos 5mm de su punta, y se la inserta dentro del orificio uretral. Cuando

la sonda es tomada a una mayor distancia que la sugerida se flexiona dificultando

y hasta imposibilitando su inserción, de la misma forma que el pasaje se ve

dificultado o entorpecido cuando los dedos que sostienen al pene estan

demasiado apretados. Una vez insertada la sonda sin correr los dedos que la

sostienen se llega con estos hasta el extremo flácido del glande y se continúa la

introducción comprimiendo al extremo flácido, agotadas las posibilidades de

continuar introduciendo la sonda los dedos que la sostienen se corren 5mm y así

sucesivamente

SONDAJE EN HEMBRAS

En perras es más cómodo hacer la maniobra en estación en donde el operador se

deberá agachar, mientras que el propietario o el ayudante sostendrá con la mano



izquierda la cola y con la derecha sostendrá el abdomen con el fin de que el

animal no se pueda sentar.

Foto 1: Iluminando con el frontoluz y colocando la sonda con el mandril insertado

en su fenestración.

5. RECOLECCION DE MUESTRA DE HECES.

Es indispensable la aplicación de medidas higiénicas estrictas como medida de

protección en la toma de muestras de heces, así como seguir las indicaciones

especificas para cada tipo de animal, utilizando recipientes limpios o estériles para

la recolección de la muestra. En las especies de talla grande es más práctico e

higiénico obtener muestras directamente del recto del animal, con un guante de

plástico. Una vez obtenida una muestra adecuada, el guante es reversado hacia

adentro, sirviendo de esta forma como recipiente de recolección, una vez

colectado se sella, se identifica y se envía refrigerada al laboratorio. En los

animales pequeños, las muestras fecales son obtenidas por medio del termómetro

o una varilla de vidrio, aunque esta pequeña cantidad será apenas suficiente para

un examen directo. En caso de no ser posible la recolección directa se procederá

a tomar la muestra directamente del recto, se cuidara que la defecación ocurra

sobre un piso previamente lavado. En este caso la muestra se recogerá con



guante plástico, espátula de madera, tomando solo la capa superior que no entró

en contacto con el suelo.

6. RECOLECCIÓN DE MUESTRAS DE LECHE PARA PRUEBAS

BACTERIOLÓGICAS

Antes de la obtención de la muestra de leche se debe lavar, enjuagar y secar la

ubre. Luego con una solución de alcohol al 70% desinfectarse las manos;

seguidamente con la misma solución y utilizando algodón desinfectar los pezones

y dejar secar durante 2 minutos. Antes de la recolecta hay que eliminar los dos

primeros chorros de leche antes de tomar la muestra. En un recipiente seco y

estéril ordeñar sin topar sus bordes y extraer 3 ml aproximadamente, tomando

proporcionalmente de los cuartos afectados. En caso de que la infección esté

plenamente localizada en uno de los cuartos o se requiera localizar el cuarto

afectado, siguiendo las mismas recomendaciones, tomar de 2 a 3 ml de leche del

cuarto afectado o de cada cuarto por separado. Identificar la muestra

correctamente y mantenerla refrigerada hasta la llegada al laboratorio.



7. RECOLECTA DE ÓRGANOS Y TEJIDOS

La recolección se realiza con asepsia y máximo una hora después de la muerte

del animal. Evitando topar el lugar de la lesión a muestrear, cortar trozos de tejido

u órgano afectado de un grosor no menor de 3x3 cm. Depositar la muestra en un

frasco estéril individual de boca ancha. Para análisis histopatológico las muestras

deben colocarse con formol al 10% y enviarse al laboratorio en envases bien

sellados e identificados. En caso de análisis bacteriológico las muestras deben

enviarse refrigeradas al laboratorio y No utilizar formol.



II. NORMAS GENERALES DEL USO DE LOS LABORATORIOS

Para el desarrollo de las prácticas es conveniente tener en cuenta algunas normas

elementales que deben ser observadas con toda escrupulosidad:

1. Antes de realizar una práctica, debe leerse detenidamente el guión para adquirir

una idea clara de su objetivo, fundamento y técnica. (Los resultados deben ser

siempre anotados cuidadosamente apenas se conozcan).

2. Accidentes personales, tales como derrame de reactivos, cortes y quemaduras,

deben comunicarse inmediatamente al Instructor.

3. El orden y la limpieza son esenciales en todas las experiencias de laboratorio.

En consecuencia, al terminar cada práctica se procederá a limpiar

cuidadosamente el material que se ha utilizado. Cada grupo de prácticas se

responsabilizará de su zona de trabajo y de su material.

4. Los productos inflamables (gases, alcohol, éter, etc.) deben mantenerse

alejados de las llamas de los mecheros. Si se manejan mecheros de gas se debe

tener mucho cuidado de cerrar las llaves de paso al apagar la llama.

5. Cuando no se utilizan los mecheros, éstos deben guardarse y se debe estar

seguro que se les ha apagado al final de cada laboratorio.

6. Antes de utilizar un compuesto hay que fijarse en la etiqueta para asegurarse de

que es el que se necesita y de los posibles riesgos de su manipulación.

7. Todo el material, especialmente los aparatos delicados, como lupas y

microscopios, deben manejarse con cuidado evitando los golpes o el forzar sus

mecanismos.



8. Todos los materiales de desecho que hayan entrado en contacto con

microorganismos (como pipetas usadas, placas petri o tubos), deben colocarse en

bolsas de autoclave preparadas para tal efecto y proceder posteriormente a su

esterilización. Las pipetas Pasteur de cristal y los cubres y portas usados se

colocarán en un recipiente especial para vidrio.

9. Usar siempre “bata” en el laboratorio.

10. Nunca deben sustraerse cultivos de microorganismos del laboratorio.

11. Lavarse las manos con jabón o con un desinfectante si es necesario, antes de

dejar el laboratorio.

MANIPULACIÓN DE MICROORGANISMOS

El trabajo con microorganismos no se realiza con células aisladas, sino con

poblaciones extensas y homogéneas del microorganismo a estudiar, por lo que se

deben de utilizar técnicas que permitan obtener un cultivo puro, y luego cultivar a

gran escala dicho microorganismo. Por eso es de vital importancia la esterilización

del material de trabajo (asas de siembra, medios de cultivo, frascos de toma de

muestra, etc.); así como también el mantenimiento de un ambiente estéril

(mechero de bunsen, campanas de flujo laminar, etc.)



Esterilización de asas de siembra



SIEMBRA POR EXTENSIÓN

MEDIOS DE CULTIVO

El medio de cultivo constituye el aporte de nutrientes indispensable para el

crecimiento de los microorganismos.

Composición de un medio de cultivo:

Componentes indispensables: agua, nutrientes orgánicos (hidratos de

carbono, aminoácidos, vitaminas, etc.), nutrientes inorgánicos (P, N, Mg, S,

etc.)

Componentes alternativos: isosmotizantes (NaCl), agente solidificante

(agar-agar), tampones, indicadores de pH, etc.

Tipos de medios de cultivo

En función de su consistencia:

o Medios líquidos

o Medios sólidos (en tubo, en placa)

o Medios semisólidos



En función de su composición:

o Medios complejos (caldo ordinario, extracto de levadura)

o Medios sintéticos

Existen medios de cultivo cuya composición permite el crecimiento de una gran

diversidad de microorganismos (agar nutritivo, caldo ordinario). Otros en cambio,

se utilizan para la selección de determinados grupos de organismos, o se

desarrollan para el estudio de determinadas pruebas fisiológicas o test

bioquímicos.

Medios selectivos

Enriquecimientos

Medios para test bioquímicos (utilización de citratos, acidificación a partir de

azúcares, etc.).

Ejemplo de medios selectivos:



PREPARACIÓN DE PLACAS DE MEDIOS SÓLIDO



ESTERILIDAD Y CONTAMINACIÓN

La esterilización implica la eliminación de todas las formas vivas. Otras

metodologías, como desinfección, pasteurización, etc., conllevan una eliminación

parcial de los microorganismos existentes.

Métodos de esterilización:

Agentes físicos

o Calor

Calor seco: flameado, aire caliente (horno Pasteur)

Calor húmedo: vapor saturado (AUTOCLAVE). En el autoclave

la esterilización se produce mediante vapor de agua a presión.

En el autoclave se alcanza una temperatura de 121º C a una

presión de 1 atmósfera sobre la presión ambiental.

Esquema de Autoclave



Filtración: permite la eliminación de los microorganismos de un medio

líquido, sin la destrucción de estos. Para ello se hace pasar la muestra

líquida a través de un filtro de membrana con tamaño de poro inferior al

tamaño de los microorganismos (0,2-0,45 micras). Los microorganismos

quedarán retenidos en el filtro y el fluido obtenido tras la filtración estará

estéril.



Radiaciones

Rayos gamma: radiaciones ionizantes.

Rayos Ultravioleta: de escasa penetración y de utilidad para

eliminación de microorganismos de superficies.

Agentes químicos: para esterilizar material (generalmente algunos tipos de

plástico) que son termolábiles. Como el óxido de etileno y glutaldehído.

Otros métodos de eliminación, si bien parcial, de microorganismos:

calor: ebullición, pasteurización, tindalización

agentes químicos: desinfectantes, antisépticos



AISLAMIENTO Y RECUENTO DE BACTERIAS

TÉCNICAS DE AISLAMIENTO PARA LA OBTENCIÓN DE CULTIVOS PUROS

A partir de un cultivo mixto, se pretende obtener un cultivo puro de bacterias, a

través de la obtención de colonias aisladas. Cada colonia representa una

población de microorganismos procedentes de una sola célula, a partir de la cual

se posee la seguridad de obtener dicho cultivo puro de un solo tipo de

microorganismo. Para ello se utilizan diferentes técnicas de aislamiento, basadas

en diluir la muestra inicial para obtener colonias aisladas. Una vez que se ha

obtenido un cultivo puro, se puede mantener haciendo resiembras en tubos de

agar inclinado o bien congelando las células en glicerol (10-30%) a -70° C, en

Nitrógeno líquido a -173° C, o mediante liofilización.

Agotamiento. Para obtener colonias aisladas por la técnica del

agotamiento la muestra se extiende sobre la superficie según se indica en

la figura, de forma que al final de dicha siembra “por agotamiento”, la

cantidad de inóculo se espera sea lo suficientemente bajo como para que

se depositen células aisladas y distanciadas en la superficie del agar a

partir de las cuales surjan, tras incubar, colonias aisladas.

Estrías escocesas. Se procede de forma similar al caso anterior, en lo que

se respecta al método general para la siembra en placa y permite también

obtener colonias aisladas.

Manipulación de microorganismos. Aislamiento en estría

Siembra (ver figura a continuación):

Agotamiento, con asa de platino y en placa de AN

Tomar una muestra del cultivo mixto, con ayuda del asa de siembras previamente

flameada.



Debe flamearse la boca del tubo antes y después de tomar la muestra. La muestra

se extiende con suavidad con el asa sobre la superficie del medio de agar nutritivo

en placa Petri. Para ello la placa se destapa ligeramente en las proximidades del

Mechero bunsen. Una vez finalizado se vuelve a tapara la placa y está se dispone

en posición invertida para llevar a incubar. Este es el proceso general para la

siembra de placas.

Estrías escocesas, con asa de platino y en placa de AN

Para obtener colonias aisladas por este procedimiento, según se índice en el

esquema, se realizan una serie de estrías sobre la superficie del medio, tras lo

cual se cierra la placa y se flamea el asa. Con el asa estéril se realizan nuevas

estrías arrastrando células de las estrías anteriores, y por tanto diluyendo la

muestra. El proceso se repite varias veces, flameando el asa entre cada nuevo

paso de estrías. Al final se puede realizar un pequeño agotamiento. La placa se

lleva a incubar, invertida, como en el caso anterior. Ello permitirá obtener colonias

aisladas.



Incubar a 37º C



EFECTO DE FACTORES AMBIENTALES SOBRE EL CRECIMIENTO.

TÉCNICAS DE INCUBACIÓN

Los distintos factores ambientales (temperatura, pH, oxígeno, concentración de

solutos u osmolaridad, etc.) afectan al crecimiento microbiano. Se debe, por tanto,

tener en cuenta las condiciones en que se debe cultivar un determinado tipo de

microorganismos.

TEMPERATURA: En función de su espectro de crecimiento respecto a la

temperatura, distintos tipos de microorganismos crecerán con distintas tasas de

crecimiento a una determinada temperatura. Ello puede ser utilizado como base

para el aislamiento de organismos psicrófilos, mesófilos o termófilos. Se incubarán

muestras de diversos orígenes (suelo, agua, alimentos y cultivos mixtos y puros) a

distintas temperaturas en medio sólido (agar nutritivo, medios selectivos) y se

comparará el crecimiento y tipos de microorganismos obtenidos tras su

incubación.

OXÍGENO: Existen métodos para proporcionar una mayor o menor oxigenación en

función del tipo de microorganismos que se desee cultivar. Los medios líquidos

permiten una mayor difusión del oxígeno hacia las capas inferiores que los medios

sólidos. Se utilizan medios semisólidos para el crecimiento bacteriano a lo largo

del tubo. Los niveles de difusión de oxígeno en las distintas capas condicionará el

crecimiento de distintos tipos de microorganismos (aerobios, anaerobios estribitos,

anaerobios facultativos, microaerófilos).



INCUBACIÓN DE BACTERIAS AEROBIAS

Medio líquido:

o Tubo: horizontal o inclinado con agitación

o Matraz: con poca cantidad de medio, con agitación o burbujeo

Medio sólido:

o Placa: en superficie

o Tubo: agar inclinado (crecimiento en superficie)

INCUBACIÓN DE BACTERIAS ANAEROBIAS

Medio líquido:

o Tubo vertical con agente reductor (tioglicolato sódico)

Medio sólido:

o Placa: en el interior de jarra de anaerobios o en estufa de anaerobios

Medio semisólido:

o Tubo: en tubo vertical. El medio se somete a ebullición, con objeto de

eliminar el oxígeno, previamente a la inoculación de la muestra. Se

puede adicionar entonces un agente reductor. Tras haber sembrado



la muestra por picadura, se sella la parte superior del medio (con

glicerina estéril).



ANTIBIOGRAMA

Consiste en el estudio de la sensibilidad o resistencia de determinado

microorganismo (o grupo de ellos) a varios antibióticos. Se puede utilizar para

tratar un patógeno, añadir a alimentos, en definitiva para saber como se comporta

un germen frente a determinado antibiótico. El antibiograma se puede hacer tanto

en medio líquido como en medio sólido. En nuestro caso vamos a utilizar un agar

ordinario pero modificado de manera que gérmenes y antibióticos puedan difundir

correctamente: agar de Muëller-Hinton



OBSERVACIÓN DE BACTERIAS AL MICROSCOPIO

El microscopio es uno de los instrumentos más necesario para un microbiólogo, ya

que permite la observación de organismos que no pueden ser apreciados en

detalle a simple vista, es decir de los microorganismos. Existe una gran variedad

de microscopios que, según la fuente de iluminación utilizada, se agrupan en:

Microscopios ópticos: La fuente de iluminación es la luz.

De campo claro: Permiten la observación de preparaciones, en su color

natural o contrastadas mediante tinciones, resaltadas sobre un fondo más

brillante.

De campo oscuro: Permiten la observación de formas celulares que

destacan brillantes sobre un fondo oscuro. Este efecto se consigue

utilizando diafragmas especiales.



Microscopios electrónicos: La fuente de iluminación es un chorro de electrones

y las lentes son electroimanes.

PREPARACIONES DE OBSERVACIÓN EN FRESCO

A partir de cultivos en medio líquido: cargar el asa bacteriológica con

una gota de cultivo en medio líquido, depositarla en el portaobjetos y cubrir

con un cubreobjetos (procurando que no queden burbujas de aire).

A partir de cultivos en medio sólido: colocar una gota de agua sobre el

portaobjetos con ayuda del asa. Cargar el asa (estéril) con una pequeña

cantidad de bacterias de una colonia y resuspenderlas en la gota de agua.

Observar bacterias vivas al microscopio con el objetivo de inmersión (con una gota

de aceite de inmersión), observar motilidad, etc.



TINCIONES

Son técnicas que permiten observar microorganismos en función de la capacidad

de los mismos para retener (o no) determinadas sustancias colorantes, lo que

depende de la carga de la célula y del colorante.

PREPARACIÓN DE EXTENSIONES DE CULTIVOS BACTERIANOS PARA

TINCIONES

A partir de cultivos en medio líquido o bien en medio sólido, se procede como en el

caso de la preparación en fresco:

Extender la suspensión con el asa hasta conseguir una capa fina.

Secar la preparación acercándola a la llama del mechero, evitando que se

caliente demasiado, para no afectar a la estructura y forma normal de los

microorganismos (se comprueba con el dorso de la mano que no está

demasiado caliente).

Una vez seca la preparación se procede a la fijación de la muestra,

haciendo pasar la preparación 3-4 veces por la llama del mechero (la llama

debe tocar la parte inferior del portaobjetos).

Una vez seca y fijada la preparación, se procede a su tinción y posterior

observación.

TINCIONES SIMPLES

Utilizan un solo colorante. Se basan en el hecho de que las células tienen una

composición química diferente a la de su entorno, de modo que ambos se

comportan de forma diferente frente a un colorante. Ejem: Azul de metileno,

safranina… etc. Una vez fijada la preparación (tras esperar que se enfríe), cubrir

con el colorante durante 1 minuto, lavar a continuación abundantemente con agua

destilada, y secar con papel de filtro. Observar al microscopio.



TINCIONES DIFERENCIALES

Se basan en el hecho de que distintos tipos de células tienen distinta composición

química, y por lo tanto reaccionan de forma diferente frente a una tinción, lo que

permite clasificar los microorganismos en diferentes grupos, según su capacidad

de tinción. En este apartado están dos tinciones de importancia taxonómica y

médica: la tinción de Gram y la de ácido-alcohol resistencia (de Ziehl-Neelsen).

Estas tinciones utilizan más de un colorante.

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